Variacion-genetica-en-poblaciones-de-Campylopterus-hemileucurus-Apodiformes-Trochilidae

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA 
DE MÉXICO 
 
 FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES IZTACALA 
 
 
Variación genética en poblaciones de Campylopterus 
hemileucurus (Apodiformes: Trochilidae) 
 
 
 
 
T E S I S 
 
 
 QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE: 
 BIÓLOGA 
 P R E S E N T A : 
 MONSERRAT GASPAR ARGOTE 
 
 
 
 
DIRECTOR DE TESIS: 
DRA. BERTHA PATRICIA ESCALANTE PLIEGO 
 
LOS REYES IZTACALA, ESTADO DE MÉXICO, 2019. 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
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Contenido 
Resumen....................................................................................................................................... 4 
Agradecimientos .......................................................................................................................... 6 
Introducción .................................................................................................................................. 8 
Biodiversidad en México ........................................................................................................ 8 
Especiación ............................................................................................................................ 10 
Selección natural: .................................................................................................................. 10 
Filogeografía y uso de marcadores moleculares ............................................................. 13 
Familia Trochilidae ................................................................................................................ 16 
Antecedentes ............................................................................................................................. 18 
Objetivo general......................................................................................................................... 21 
Objetivos particulares ............................................................................................................... 21 
Materiales y métodos ................................................................................................................ 22 
Descripción de las localidades ............................................................................................ 24 
Trabajo de laboratorio ............................................................................................................... 35 
Protocolo de extracción de DNA para tejido animal (Sambrook et al., 1989): ............ 35 
Amplificación: ......................................................................................................................... 37 
NADH Deshidrogenasa subunidad 2 (ND2):................................................................. 39 
Citocromo oxidasa I (COI): .............................................................................................. 39 
Factor de Crecimiento Transformante Beta 2 (TGFB2) .............................................. 40 
Cadena beta de Fibrinógeno (FIB5): .............................................................................. 40 
Análisis genéticos .................................................................................................................. 41 
Análisis filogenéticos: ........................................................................................................... 45 
Resultados ................................................................................................................................. 50 
Análisis genéticos: ................................................................................................................. 50 
Matrices concatenadas: ....................................................................................................... 51 
Análisis de Haplotipos: ......................................................................................................... 52 
Análisis filogenéticos: ........................................................................................................... 56 
Gen COI. ............................................................................................................................. 57 
Genes mitocondriales (COI+ND2) .................................................................................. 60 
Distancia genética entre grupos con el método K2P ........................................................... 63 
 
3 
 
Discusión: ................................................................................................................................... 64 
Conclusiones:............................................................................................................................. 70 
Literatura citada ......................................................................................................................... 71 
 
 
4 
 
Resumen 
Campylopterus hemileucurus es una ave de la familia Trochilidae, su 
distribución abarca América Central y México, esta especie toma importancia 
debido al papel ecológico que tienen los colibríes como polinizadores, por lo 
tanto, es necesario generar conocimiento sobre cómo se ha modificado la 
estructura genética de las poblaciones de estos organismos ya que es el 
componente más básico de la biodiversidad, ya que esto puede revelar áreas 
de interés para la conservación y un mayor entendimiento de su historia 
evolutiva. Los objetivos del proyecto fueron: evaluar la variación genética en las 
poblaciones de Campylopterus hemileucurus mediante genes mitocondriales y 
nucleares; examinar la variación espacial de la diversidad genética entre las 
poblaciones de Campylopterus hemileucurus hemileucurus y Campylopterus 
hemileucurus mellitus mediante análisis filogeográficos y realizar una 
comparación filogenética entre las poblaciones de Campylopterus hemileucurus 
hemileucurus y Campylopterus hemileucurus mellitus. Se utilizaron 41 muestras 
de tejido muscular de la Colección Nacional de Aves (CNAV) del Instituto de 
Biología y del Museo de Zoología de la Facultad de Ciencias, ambos de la 
UNAM. Se amplificaron los genes ND2, COI, FIB5 y TGFB2, mediante el 
método de PCR. Posteriormente se utilizaron 76 secuencias de genes 
mitocondriales y se realizaron análisis genéticos y filogenéticos en los que se 
obtuvieron índices de diversidad haplotípica, nucleotídica y Tajima D, una red 
de haplotipos, y distancias genéticas entre grupos y árboles filogenéticos. Se 
registraron valores altos de diversidad haplotípica 0.7417 y nucleotídica 
0.01038, la diversidad haplotípica también fue alta (0.64 a 1). Con la prueba 
5 
 
Tajima D se obtuvieron valores positivos en las poblaciones de Veracruz y la 
Selva Zoque-La Sepultura, valores negativos en las poblaciones de Panamá y 
el Norte de Chiapas, y se registró una divergencia alta entre los grupos 
obtenidos en los árboles filogenéticos. Los resultados obtenidos muestran una 
alta variabilidad y flujo genético en las poblaciones mexicanas sin diferenciación 
geográfica o estructura genética definida, en la red de haplotipos se formaron 
dos haplogrupos uno que incluyó a poblaciones de Méxicosolamente y otro a 
poblaciones de México y de Panamá. 
 
6 
 
Agradecimientos 
A la Universidad Nacional Autónoma de México por haberme brindado la 
oportunidad de aprender y desarrollarme profesionalmente. 
A la Doctora Bertha Patricia Escalante Pliego por proporcionarme todo el 
material necesario para realizar este trabajo, por darme la oportunidad de 
aprender en el laboratorio y dirigirme, por la paciencia, entrega que tuvo para 
asesorarme siempre con una sonrisa y resolverme dudas. 
A los miembros del comité por los comentarios y aportaciones. 
A Jonathan Morales y especialmente a Noemí Matías por todo el apoyo 
otorgado en el desarrollo del trabajo en el laboratorio 
A mi Mamá y a mi hermano por ser parte de mi motivación. 
A Pilar y Arturo por haber puesto los cimientos de todo este camino. 
A mis compañeros y amigos de la Universidad, por todos los buenos momentos 
que compartimos: Lucy, Mariana, Paola, Gaby, Gaby Beth, Bruno, Toño, Marce 
y Toño, especialmente a Adolfo por ser siempre auténtico y leal y por supuesto 
a Alby por apoyarme con los trámites. 
A Daniel López por siempre tener un buen consejo y valiosa sinceridad en los 
momentos difíciles. 
A Majo, Alejandra y Antonia por hacerme creer que puedo lograr lo que sueño y 
todo el apoyo que me han brindado. 
7 
 
A Maru, Jorge y José por siempre ser incondicionales en mi vida a pesar de los 
años y la distancia. 
A Cristóbal por llegar justo en el momento indicado. 
 
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Introducción 
Biodiversidad en México: 
La biodiversidad ha sido fuente de recursos esenciales para la supervivencia 
del hombre. El valor de la biodiversidad va más allá de los intereses utilitarios, 
culturales y estéticos que las sociedades le han dado, ya que provee bienes y 
servicios esenciales para el funcionamiento del planeta y, por ende, para el 
bienestar de la sociedad (Sarukhán et al., 1996). La biodiversidad no se 
distribuye de manera homogénea; en general, las regiones tropicales albergan 
las más altas concentraciones de ella (Mittermeier et al., 1997). Esto se debe a 
la topografía, variedad de climas y a una compleja historia tanto geológica como 
cultural. Así, se ha formado un mosaico de condiciones ambientales y 
microambientes que promueven una gran variedad de hábitats y formas de vida 
(Sarukhán et al., 1996). 
México ocupa el onceavo lugar en la lista de países mega diversos del mundo 
debido a su alto grado de riqueza de especies de aves y en particular, de 
endemismos Por otro lado, en nuestro país habitan alrededor del 11% de todas 
las aves que se encuentran en el mundo (Navarro-Sigüenza et al., 2014). 
Concepto de especie: Debido a la gran diversidad que hay en nuestro país 
y en el mundo, ha sido importante para el ser humano clasificar e identificar a 
los organismos, sin embargo, la aplicación del concepto de especie ha sido un 
problema común y controvertido. La palabra especie fue utilizada por primera 
vez por el filósofo griego Platón, para referirse a cosas o ideas, así como a 
clasificaciones politómicas de objetos. Al pasar este vocablo al latín llevó dos 
9 
 
connotaciones: especie e idea. Consecuentemente la palabra especie es de 
origen latino, su significado es mirar, contemplar o tipo (Slobodchikoff, 1976). 
En 1757 Linneo, introdujo el concepto de especie como una manera de 
reconocer y dar nombre a las distintas entidades biológicas, posteriormente 
esta idea se reconoció como el concepto Linneano o morfológico de especie 
(Mayden, 1997). Actualmente se pueden contar más de veinte conceptos 
diferentes de especie, sin embargo, en este trabajo se hará referencia al 
concepto cohesivo de especie el cual fue propuesto por Templeton (1998, 
1999), ya que se considera el más integrador y completo a nivel teórico de 
manera operacional en el reconocimiento y limitación de unidades evolutivas. 
Así, una especie es definida como un linaje (secuencia-ancestro-dependiente) 
donde las fuerzas genéticas y ecológicas crean un grupo cohesivo único de 
organismos con capacidad de entrecruzamiento. Por lo tanto, una especie es un 
grupo de organismos que tiene una determinada respuesta a las fuerzas 
ecológicas, tales como los factores ambientales y las fuerzas genéticas que 
interaccionan de tal modo que originan un grupo cohesivo único (Cerritos, 
2007). 
10 
 
Especiación: 
 La formación de nuevas especies puede ser considerado como un proceso 
temporal por el que algunas poblaciones se diferencian y alcanzan 
independencia evolutiva (Harrison y Rand, 1989) lo cual lleva a la aparición de 
un nuevo linaje evolutivo a partir de una especie ancestral (Morrone, 2001). 
El flujo génico puede mantener a las poblaciones cohesionadas, mientras que la 
interacción entre diferentes formas de selección, incluyendo la natural y sexual, 
la deriva génica, así como procesos históricos, pueden conducir a la 
diferenciación genética y causar divergencia entre las poblaciones que, aunado 
a la evolución del aislamiento reproductivo, eventualmente se separen en 
especies distintas (Slatkin, 1994). 
La divergencia genética puede ser el resultado del aislamiento por barreras o 
distancia geográfica, donde el intercambio de material genético entre 
poblaciones es limitado (Mayr y O´Hara, 1986; Moritz et al., 2000). La 
divergencia genética también puede ocurrir aun en presencia de niveles bajos 
de flujo génico, siendo factores como la selección natural la que promueve la 
diferenciación (Schneider et al., 1999). 
Selección natural: 
La selección natural se define como la reproducción diferencial de los individuos 
portadores de distintos genotipos en una población. El éxito reproductivo 
diferencial que resulta de las interacciones entre los organismos y su ambiente 
(biótico y abiótico) modela la variabilidad genética, ya sea produciendo cambios 
o manteniendo las frecuencias del conjunto de alelos que componen el 
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reservorio genético de una población. Existen diferentes tipos de selección 
natural los cuales se mencionan a continuación: 
Selección negativa: Elimina a los individuos con características extremas. Es 
probable que muchas formas mutantes sean suprimidas de este modo. En este 
caso los individuos con mayor aptitud son los que tienen fenotipo intermedio, es 
decir, que la selección desfavorece a los que tienen características extremas. 
Selección positiva: También conocida como direccional favorece un 
incremento constante en la proporción de individuos con una característica 
fenotípica determinada, es decir, elimina a los individuos con una característica 
específica y favorece a los que poseen el carácter del otro extremo de la 
distribución Es probable que el proceso conduzca al reemplazo gradual de un 
alelo o grupo de alelos por otros en el reservorio genético. 
Selección disruptiva: Provoca el incremento de los dos tipos extremos de una 
población a expensas de las formas intermedias y puede derivar en la 
formación de dos especies nuevas a largo plazo, ya que favorece a los dos 
caracteres fenotípicos de la distribución del carácter biológico. 
 
12 
 
 
 
Figura 1. Tipos de selección natural que pueden favorecer diferentes 
variantes fenotípicas en función dentro de los caracteres promedio de la 
población. 
Selección sexual: Es la principal causa de dimorfismo sexual, es decir, las 
diferencias entre machos y hembras de una misma especie, en particular de 
aquellas que no tienen relación con el acto de la reproducción en sí sino con la 
obtención de una pareja. Notablemente, diversos atributos de los machos 
resultan no adaptativos con respectos a otros aspectos de la aptitud ya que, por 
ejemplo, en muchos casos se trata de atributos que aumentan su exposición 
ante los depredadores, por lo tanto, ya que tales caracteres no hacen a los 
machos más aptos para sobrevivir en la lucha por la existencia se le ha dado a 
este tipo de selección una categoría diferente delde la selección natural (Curtis 
y Barnes, 2016). 
13 
 
 
Filogeografía y uso de marcadores moleculares: 
 Los patrones de variación geográfica inter e intra especifica en rasgos 
genéticos y morfológicos, pueden ayudar a revelar patrones de diferenciación y 
divergencia entre especies y entre poblaciones de la misma especie, así como 
aportar evidencias para probar hipótesis de relaciones filogenéticas y 
adaptaciones ecológicas (Avise, 2000). 
Por otro lado, el estudio de la filogeografía mediante herramientas estadísticas 
ha permitido formular hipótesis acerca de los factores que han contribuido a la 
formación de la diversidad de aves en la época contemporánea. Se sabe que la 
estructura genética poblacional es el componente más básico de la 
biodiversidad, por lo tanto; es el resultado de procesos microevolutivos y 
demográficos que actúan entre y dentro de las poblaciones (Hernández-Baños 
et al., 2007). Debido a lo anterior, examinar las variaciones genéticas en las 
poblaciones puede ayudar a conocer las asociaciones, mecanismos históricos y 
ecológicos que intervienen en patrones fenotípicos, distribución y procesos de 
reestructuración, los cuales pueden conducir finalmente a la especiación. 
(Kirchman et al., 2000). 
El uso de marcadores moleculares como el DNA mitocondrial en estudios 
filogeográficos ha permitido realizar mejores descripciones de distribuciones 
geográficas, relaciones filogenéticas y distancias genéticas entre linajes 
evolutivos, llevando como consecuencia a un mejor entendimiento de la 
biogeografía regional y áreas de endemismo (Bermingham y Moritz, 1998). 
14 
 
En las últimas décadas han sido muy utilizados los marcadores moleculares. Un 
marcador es un segmento de ADN con una ubicación física identificable en un 
cromosoma y cuya herencia genética se puede rastrear (Nuez y Carrillo, 2000). 
La selección de la metodología para obtener los marcadores moleculares en un 
estudio depende de los objetivos y necesidades del trabajo, por ejemplo, para 
determinar la variación de una especie o género utilizando secuencias de ADN 
de genes mitocondriales y nucleares se puede obtener la información 
necesaria, por lo que no es recomendable emplear una técnica más costosa o 
complicada como los microsatélites los cuales se deben aislar y caracterizar 
previamente con marcadores específicos para la especie de interés; por otro 
lado, los marcadores mitocondriales ND2 y COI han sido ampliamente utilizados 
para evidenciar divergencia entre especies de aves con mucho éxito (Márquez, 
2015). 
El DNAmt tiene recombinación prácticamente nula, presenta una tasa de 
mutación elevada y se hereda casi exclusivamente por vía materna (Vázquez-
Domínguez, 2007). Por otra parte, los marcadores nucleares han proporcionado 
nuevos datos sobre la evolución aviar (Avise, 2004; Hackett et al., 2008). 
Debido a su menor tamaño, el estudio del DNAmt es más sencillo que el del 
DNA nuclear; se puede extraer en grandes cantidades, porque cada célula tiene 
varias mitocondrias (Rocco et al., 2001; Lovette, 2004). El DNAmt en animales 
evoluciona más rápido que el nuclear y no se recombina, pasando intacto entre 
generaciones salvo por las mutaciones; facilitando la identificación de las 
relaciones entre organismos muy parecidos (Lovette, 2004), y puede 
https://es.wikipedia.org/wiki/ADN
https://es.wikipedia.org/wiki/Cromosoma
https://es.wikipedia.org/wiki/Herencia_gen%C3%A9tica
15 
 
proporcionar buena información para taxa o grupos que han divergido 
recientemente (Hebert et al., 2003). 
El genoma nuclear es heterogéneo, consta de regiones codificantes, intrones, 
regiones no traducidas (UTRs) y regiones intergénicas. Los marcadores 
nucleares varían en su patrón de evolución molecular (por ejemplo, las tasas de 
mutación y la composición de bases) y por lo tanto se pueden utilizar en una 
amplia variedad de diferentes niveles taxonómicos para responder diversos 
tipos de preguntas filogenéticas (Fain y Houde, 2004). 
Sin embargo, para determinar mejor la variabilidad intraespecífica se ha 
propuesto que los marcadores mitocondriales son más adecuados. Para 
estudiar la variación entre especies que han atravesado por grandes tiempos de 
divergencia se recomienda utilizar marcadores nucleares (Zhang y Hewitt, 
2003), es decir, cuando las distancias genéticas entre especies o los individuos 
no son tan grandes, se sugiere utilizar secuencias nucleares debido a que estas 
pueden ser informativas; en aves se han utilizado los genes FIB5 Y TGFB2 para 
estudios filogenéticos (Marini y Hackett, 2002). 
Es importante destacar que un buen marcador molecular debe reunir una serie 
de características para maximizar su utilidad, se debe tener una buena 
distribución a lo largo del genoma y alto grado de polimorfismo. La técnica para 
analizar el marcador debe ser rápida, práctica y debe repetirse con fiabilidad en 
otros laboratorios (Cheng y Critteden, 1994), todo esto lo cumplen los genes 
ND2, COI, FIB5 Y TGFB2. 
16 
 
Familia Trochilidae: 
 Destacan por su tamaño reducido, colorido y el importante papel que 
desempeñan en los ambientes donde se encuentran, ya participan en la 
polinización y reproducción de las plantas, aspecto que ha sido ampliamente 
documentado en los bosques neotropicales (Buzato et al., 2000; Lara et al., 
2012). 
Esta familia es endémica del Continente Americano y cuenta con 357 especies 
(Gil y Donsker, 2019), de las cuales 57 habitan en México (AOS, 2019; 
Arizmendi y Berlanga, 2014; Torres y Navarro, 2000). Una de ellas es 
Campylopterus hemileucurus (Deppe, 1830), el género Campylopterus está 
formado por 10 especies de Colibríes (Schuchmann, 1999). 
Su distribución abarca América Central y México, sin embargo, dentro de la 
especie Campylopterus hemileucurus se incluyen dos subespecies reconocidas, 
la primera Campylopterus hemileucurus mellitus (Bangs, 1902) la cual se 
distribuye desde Costa Rica hasta Panamá y Campylopterus hemileucurus 
hemileucurus que se distribuye de manera discontinua desde el sur de México 
hasta el oeste de Panamá. En México se puede encontrar en selvas húmedas 
(0- 1500 msnm) y en Centro América vive en bosque húmedo de montaña y en 
vegetación ribereña (900- 2000 msnm) (Arizmendi y Berlanga, 2014). Es 
residente permanente en su hábitat durante todo el año (Dema, 2011). Tal vez 
hace migraciones altitudinales (Loetscher, 1941; Schuchmman, 1999). 
Campylopterus hemileucurus se caracteriza por tener un tamaño grande a 
comparación de otros colibríes, ya que mide aproximadamente de 13 a 15 cm, 
17 
 
presenta dimorfismo pronunciado, tiene el pico de color negro, principalmente 
decurvado en las hembras. La cabeza, espalda superior y partes inferiores del 
macho son de color violeta a azul. La hembra es completamente verde oscuro 
por encima, y por debajo es gris con un poco de violeta en la garganta. Su cola 
es ancha con coloración blanca en bordes distales de las rectrices externas (Del 
Hoyo et al., 2010) (Figura 2). 
Forman leks como sistema de apareamiento y se ha observado que tienen un 
canto simple y estereotipado a comparación de otras especies dentro del 
género (Skutch, 1972). 
Figura 2. Dimorfismo sexual y características morfológicas de 
Campylopterus h. hemilecurus, ilustración tomada de Arizmendi y 
Berlanga, 2014. 
 
18 
 
 
Actualmente, las principales amenazas para estos organismos son el comercio, 
la pérdida, degradación y fragmentación del hábitat. La familia Trochilidae la 
cual incluye a Campylopterus hemileucurus aparece en el apéndice II, de la 
Convención sobre el Comercio Internacional de Especies Amenazadas de 
Fauna y Flora Silvestres (CITES), en la cual se incluyen especies que no se 
encuentran necesariamente en peligro de extinción, pero cuyo comercio debe 
controlarse a fin de evitar una utilización incompatible con su supervivencia 
(CITES, 2019). 
Antecedentes 
En el caso de lasaves, los estudios que se han realizado en tierra altas de 
Mesoamérica han revelado que factores como una topografía compleja, 
distintos tipos de vegetación, restricción de hábitat e incluso factores históricos 
como fluctuación de clima y variaciones del nivel del mar, han mantenido a las 
poblaciones de ciertas especies lo suficientemente aisladas y con bajos niveles 
de flujo génico a lo largo del tiempo, debido a esto se ha observado que 
algunas poblaciones de ciertas especies representan linajes genéticos con una 
estructura definida (García-Moreno et al., 2004; Navarro Sigüenza et al., 2008; 
Barber y Klicka, 2010). 
Weir en (2006) encontró diferentes patrones de acumulación de especies y 
sugiere que las regiones de tierras bajas y altas se ven afectados de manera 
diferente por las fluctuaciones climáticas. Además, menciona que durante el 
19 
 
Pleistoceno se infiere un aumento en las tasas de diversificación de las tierras 
altas. 
Quintero y Perktas (2017) encontraron que en los géneros Schiste, Doryfera, y 
Colibri la mayoría de las subespecies tradicionalmente reconocidas son de 
hecho linajes evolutivos, en los que fenómenos como el levantamiento de los 
Andes, las transgresiones marinas del Plio-Pleistoceno, el cierre final del Istmo 
de Panamá y las oscilaciones climáticas del Pleistoceno podrían ser al menos, 
en parte, responsables de la diversificación de estos grupos tanto en las tierras 
bajas como tierras altas de esta región de América del Sur. 
Slager et al. (2014) encontraron que las especies de Vireónidos tropicales 
mostraron una mayor estructura genética intraespecífica que las especies de 
clima templado y menciona la posibilidad de que algunas especies reconocidas 
actualmente probablemente están compuestas de múltiples especies crípticas. 
Bonaccorso et al. (2008) en Chlorospingus ophthalmicus detectaron una alta 
diferenciación y estructura genética entre poblaciones de Mesoamérica y Sur 
América. 
Por otro lado, un trabajo realizado con Campylopterus curvipennis mostró la 
importancia del Istmo de Tehuantepec y los últimos eventos climáticos desde el 
Pleistoceno en la conducción de aislamiento y divergencia poblacional de estos 
organismos (González et al., 2011). 
https://www.sciencedirect.com/topics/agricultural-and-biological-sciences/genetic-structure
20 
 
Malpica y Ornelas (2014) con ADN mitocondrial y nuclear de Selasphorus 
platycercus encontraron una expansión reciente de la población hacia el norte 
impulsada por la migración desde poblaciones sedentarias del sur. 
Miller et al. (2011) En Amazilia tzacatl encontraron tendencia a la formación de 
clados monofiléticos de ADN mitocondrial, lo atribuyen al aislamiento 
geográfico. 
Debido a la importancia ecológica que tienen los colibríes como polinizadores, 
es necesario generar conocimiento sobre cómo ha cambiado o se encuentra la 
estructura genética de las poblaciones de estos organismos, composición de 
especies y establecer sus límites como unidades evolutivas ya que con ello, 
podemos en un futuro delimitar áreas de interés para la conservación. La 
especie Campylopterus hemileucurus está dividida en dos subespecies y no se 
han realizado estudios genéticos para verificar su diferenciación y la posición 
taxonómica que ocupan, por lo tanto los objetivos en este trabajo fueron: 
 
 
 
 
 
 
21 
 
Objetivo general: 
 Evaluar la variación genética en las poblaciones de Campylopterus 
hemileucurus mediante genes mitocondriales y nucleares. 
Objetivos particulares: 
 Examinar la variación espacial de la diversidad genética entre las 
poblaciones de Campylopterus hemileucurus hemileucurus. 
 Realizar una comparación filogenética entre las poblaciones de 
Campylopterus hemileucurus hemileucurus y Campylopterus 
hemileucurus mellitus. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
22 
 
Materiales y métodos 
Se utilizaron 40 muestras de tejido muscular preservadas en ultra congelación 
pertenecientes a 41 individuos los cuales fueron colectados previamente en 
distintos puntos en la República Mexicana en diferentes proyectos de 
investigación a cargo de la Colección Nacional de Aves, del Instituto de Biología 
de la UNAM en los años 1994 a 2007 (Figura 2). Las muestras preservadas en 
buffer donadas fueron obtenidas en los estados de Chiapas, Tabasco, 
Veracruz, Oaxaca y Guerrero (Tabla 1). 
 
Tabla 1. Muestras de Campylopterus hemileucurus hemileucurus donadas 
por la CNAV 
Población Punto Muestra Estado Municipio Latitud Longitud Año 
SVeracruz 
1 TUX1401 Veracruz 
San Andrés 
Tuxtla 
18.5833 -95.0666 
1994 
SVeracruz 
1 TUX1023 Veracruz 
San Andrés 
Tuxtla 
18.5833 -95.0666 
1994 
SVeracruz 
1 TUX1050 Veracruz 
San Andrés 
Tuxtla 
18.5833 -95.0666 
1994 
SVeracruz 
1 TUX1018 Veracruz 
San Andrés 
Tuxtla 
18.5833 -95.0666 
1994 
SVeracruz 
1 KSW4118 Veracruz 
San Andrés 
Tuxtla 
18.5833 -95.0666 
2003 
SVeracruz 
1 KSW4121 Veracruz 
San Andrés 
Tuxtla 
18.5833 -95.0666 
2003 
SVeracruz 
2 PEP2463 Veracruz 
San Andrés 
Tuxtla 
18.5262 -95.1462 
1994 
SVeracruz 
3 BTS07310 Veracruz 
San Andrés 
Tuxtla 
18.6399 95.09344 
2007 
SVeracruz 4 PEP2571 Veracruz Soteapan 18.3483 -94.8474 
1994 
SVeracruz 
4 PEP2699 Veracruz Soteapan 18.3473 -94.8474 
1994 
SVeracruz 4 PEP2703 Veracruz Soteapan 18.3473 -94.8474 
1994 
SVeracruz 
5 PEP2845 Veracruz Soteapan 18.2666 -94.85 
1994 
SVeracruz 
6 PEP2808 Veracruz 
Tatahuicapan 
de Juárez 
18.3483 -94.7383 
1994 
SVeracruz 
6 PEP2809 Veracruz 
Tatahuicapan 
de Juárez 
18.3483 -94.7383 
1994 
SVeracruz 
7 FTS011101 Veracruz Catemaco 18.43 -94.9651 
Sin 
datos 
23 
 
SVeracruz 
7 FTS011102 Veracruz Catemaco 18.43 -94.9651 
Sin 
datos 
SVeracruz 7 NGR1012 Veracruz Catemaco 18.43 -94.9651 2010 
SVeracruz 7 NGR10140 Veracruz Catemaco 18.43 -94.9651 2010 
SVeracruz 7 NGR1031 Veracruz Catemaco 18.43 -94.9651 2010 
SVeracruz 7 PRZ1013 Veracruz Catemaco 18.43 -94.9651 2010 
SVeracruz 7 PRZ1090 Veracruz Catemaco 18.43 -94.9651 2010 
SVeracruz 7 PRZ1010 Veracruz Catemaco 18.43 -94.9651 2010 
SChis 8 BMM457 Chiapas Unión Juárez 15.0869 -92.1562 1990 
NChis 
9 BMM570 Chiapas Pueblo Nuevo 17.2127 -92.8652 
1991 
SChis 
10 JK07295 Chiapas La Concordia 15.8938 -93.0193 
2007 
SChis 
11 CHIS101 Chiapas Pijijiapan 15.6774 -93.1954 
Sin 
datos 
OCSelvaZo 
12 CHIMA284 Oaxaca 
Santa María 
Chimalapa 
17.0966 -94.1203 
1995 
OCSelvaZo 
12 CHIMA310 Oaxaca 
Santa María 
Chimalapa 
17.0966 -94.1203 
1995 
OcSelvaZo 
12 CHIMA538 Oaxaca 
Santa María 
Chimalapa 
17.0966 -94.1203 
1995 
OCSelvaZo 
13 CHIMA411 Oaxaca 
Santa María 
Chimalapa 
17.0546 -94.1761 
1995 
OCSelvaZo 
13 CHIMA486 Oaxaca 
Santa María 
Chimalapa 
17.0513 -94.6577 
1995 
OCSelvaZo 
14 CHIMA235 Oaxaca 
Santa María 
Chimalapa 
16.9466 -94.7282 
1995 
OCSelvaZo 
15 NIZA102 Oaxaca 
Asunción 
Ixtaltepec 
16.4954 -94.9948 
2002 
OCSelvaZo 
15 NIZA106 Oaxaca 
Asunción 
Ixtaltepec 
16.4954 -94.9948 
2002 
OCSelvaZo 
15 NIZA132 Oaxaca 
Asunción 
Ixtaltepec 
16.4954 -94.9948 
2002 
NChis 16 CAM379 Tabasco Huimanguillo 17.3333 -93.6083 1996 
NChis 16 CAM430 Tabasco Huimanguillo 17.3333 -93.6083 1996 
NChis 17 PEP3093 Tabasco Tacotalpa 17.569 -92.8133 1996 
OaxNte 
18 GMM1024 Oaxaca 
San Felipe 
Jalapa de Díaz 
18.0572 -96.6439 
Sin 
datos 
Guerrero 
19 Molgro481 Guerrero 
Cochoapa el 
Grande 
17.1741 -98.5256 
2013 
Guerrero 
19 Molgro482 Guerrero 
Cochoapa el 
Grande 
17.1741 -98.5256 
2013 
 
24 
 
 
Figura 3. Distribución de los puntos de colecta de muestras donadas por 
la CNAV de Campylopterus hemileucurus hemileucurus en México. 
Descripción de las localidades 
Veracruz, Reserva de la Biosfera Los Tuxtlas (Puntos 1, 2 y 3): Se 
encuentra ubicada en la planicie costera del Golfo de México en el Estado de 
Veracruz, delimitada por la costa de Golfo de México en Punta Puntillas, al 
norte limita con el lago de Catemaco y al sureste con la zona Federal MarítimoTerrestre de la costa del Golfo de México. Tiene una superficie total de 155,122 
ha y cuenta con tres zonas núcleo; El volcán San Martín Pajapan, el volcán 
Santa Martha y el volcán San Martín Tuxtla (SEMARNAP, 1998). 
25 
 
El clima de la región se encuentra fuertemente influenciado por su orografía, lo 
que da como consecuencia un gradiente altitudinal, térmico y de humedad. Se 
han registrado temperaturas en la media anual mayor a 22ºC y la media del 
mes más frío superior a 28ºC, en tanto que en el semicálido la media anual es 
mayor a 18ºC. En la Reserva se encuentra una enorme biodiversidad, 
comparable con pocas áreas de México; en ella, se pueden identificar hasta 15 
tipos de vegetación que contienen uno de los últimos reductos de selvas 
húmedas en el país (CONANP, 2019). 
Muestras obtenidas en esta zona: KSW4118, KSW4121, TUX1401, TUX1023, 
TUX1050, TUX1018, PEP2463, BTS07310. 
Soteapan (Puntos 4 y 5): Se encuentra ubicado en el sureste del Estado, en 
las estribaciones de la Sierra de los Tuxtlas. Limita al norte con el Golfo de 
México, al este con Mecayapan, al sur con Chinameca y Acayucan, al oeste con 
Hueyapan de Ocampo y Catemaco. Su distancia aproximada al sureste de la 
capital del Estado, por carretera es de 260 Km (Ramírez, 2012). 
Su clima es cálido-regular con una temperatura promedio de 23° C; su 
precipitación pluvial media anual es de 1,182.7 mm. Los ecosistemas que 
coexisten en el municipio son el de bosque alto tropical perennifolio con caoba, 
ramón, amate, jinicuil, palo de agua, rosa morada, barbasco, zapote de agua, 
donde se desarrolla una fauna compuesta por poblaciones de ardillas, conejos, 
tuzas, mono, coyote; colibrí, loro, zopilote; coralillo, iguana, culebra de agua; 
mojarra, robalo y chucumite (INAFED ,2019d). 
26 
 
Muestras obtenidas en esta zona: PEP2699, PEP2703, PEP2571, PEP2845. 
Tatahuicapan de Juárez (Punto 6): Entre los paralelos 18° 11’ y 18° 31’ de 
latitud norte; los meridianos 94° 41’ y 94° 54’ de longitud oeste; altitud entre 10 
y 800 m. Colinda al norte con el municipio de Mecayapan y el Golfo de México; 
al este con el Golfo de México y el municipio de Pajapan; al sur con los 
municipios de Pajapan y Mecayapan; al oeste con los municipios de 
Mecayapan, Soteapan y Catemaco. Ocupa el 0.4 % de la superficie del estado. 
Temperatura oscila entre 18° C a 26° C el clima es Cálido húmedo con lluvias 
todo el año (65%), cálido húmedo con abundantes lluvias en verano (31%) y 
semicálido húmedo con lluvias todo el año (4%) (INEGI, 2019). 
Muestras obtenidas en esta área: PEP2808, PEP2809 
Catemaco (Punto 7): El Puerto de Catemaco se ubica en la zona centro-sur 
del estado limitando al norte con el Golfo de México, al este con el municipio de 
Mecayapan, al sureste con Soteapan, hacia el sur con Hueyapan de Ocampo y 
al oeste con el municipio de San Andrés Tuxtla. Su extensión territorial es de 
710.67 km². Catemaco se encuentra en el corazón de Los Tuxtlas, a unos 160 
kilómetros al sur del puerto de Veracruz. La ciudad de unos 26,000 habitantes 
ocupa 2 ½ km a lo largo de la Laguna de Catemaco desde el borde del Río 
Grande a Playa Espagoya. El clima del municipio es húmedo-templado la mayor 
parte del año con algunos periodos calurosos durante el verano, con una 
temperatura promedio anual de 24,6° C. Se encuentran árboles frutales como el 
jobo, mango, nanche. Además de la vegetación de selva tupida y de sabana, se 
27 
 
encuentran: la de selva menos compacta que bordea a la costa, formaciones 
boscosas bajas en las playas, los manglares (SEMAR, 2019). 
Muestras obtenidas en esta zona: PRZ1010, PRZ1013, PRZ1090, NGR10140, 
NGR1012, FTS01101, FTS01102. 
Chiapas, Reserva de la Biosfera Volcán Tacaná (Punto 8.): La Reserva 
de la Biosfera Volcán Tacaná se localiza en la parte alta del volcán, incluye 
parte de los municipios Cacahotán, Unión Juárez y Tapachula y abarca una 
superficie de 6 mil 378-36- 95.86 hectáreas. La ubicación de esta Área Natural 
Protegida en los límites fronterizos entre México y Guatemala cumple una 
función relevante ya que es el origen de cuencas compartidas entre los países, 
dos de ellas son las de los ríos Suchiate y Coatán. La zona donde se ubica la 
Reserva es una de las áreas que presenta mayores volúmenes de precipitación 
en toda la región e incluso a nivel nacional, ya que se registran lluvias anuales 
en promedio de 4 mil 438.28 milímetros. La vegetación, con base en la imagen 
satelital 2005 Inventario Nacional Forestal (2000), que se distribuye en la 
Reserva, incluye bosque mesófilo de montaña, agricultura de temporal, pastizal 
inducido, selva alta y mediana perenne (CONANP, 2013). 
Muestras obtenidas en esta zona: BMM457. 
 
 
28 
 
Chiapas, Pueblo Nuevo (Punto 9): Este municipio pertenece a las regiones 
terrestres prioritarias de México; Bosques mesófilos de los altos de Chiapas. 
Esta región fue considerada prioritaria en virtud de que existe una alta 
diversidad de lepidópteros con poblaciones relictuales y especies de aves 
endémicas y en peligro de extinción. Especies endémicas de anfibios y reptiles 
que son las únicas extensiones en la región norte del estado de Chiapas. Se 
incluyen algunos fragmentos de bosque de pino-encino. Es importante destacar 
que la mayor parte de las regiones donde se reporta el bosque mesófilo se 
encuentra perturbado con vegetación secundaria y en la parte baja se 
desarrollan actividades agropecuarias. Un fenómeno propio de esta RTP es el 
hecho de que el bosque mesófilo ocupa pisos altitudinales superiores al bosque 
mixto de pino-encino. 
Los principales tipos de vegetación y uso del suelo representados en esta 
región, así como su porcentaje de superficie son: Bosque mesófilo de montaña 
Bosque con vegetación densa, muy húmedos, de clima templado. 61% sólo se 
presenta en laderas superiores a los 800 m. Agricultura, pecuario y forestal, 
actividades que hacen uso de los recursos forestales y ganaderos, 17%, puede 
ser permanente o de temporal. Bosque de pino y bosques predominantes de 
pino, a pesar de distribuirse en 16% zonas templadas, son característicos de 
zonas frías (Arriaga et al., 2000). 
Muestra obtenida en esta área: BMM570. 
29 
 
Chiapas, Reserva de la Biosfera El Triunfo (Puntos 10 y 11).: La 
Reserva de la Biosfera El Triunfo se localiza en la porción central de la Sierra 
Madre de Chiapas, entre los 15° 09’ 10” y 15° 57’ 02”, latitud norte y 92° 34’ 04” 
y 93° 12’ 42”, longitud oeste. Cuenta con una superficie total de 119,177-29-00 
has, y abarca parte de los municipios de Pijijiapan, Mapastepec, Acacoyagua, 
Ángel Albino Corzo, La Concordia, Villa Corzo y Siltepec, comprendidos en las 
regiones económicas Frailesca, Sierra, Istmo, Costa y Soconusco, del estado 
de Chiapas (SEMARNAT y CONANP, 1999). 
La Reserva de la Biosfera El Triunfo protege a 10 tipos de vegetación, de los 19 
con que cuenta Chiapas, de acuerdo con la clasificación de Breedlove (1981) 
éstas son: matorral perennifolio de neblina, bosque lluvioso de montaña, 
bosque perennifolio de neblina, bosque lluvioso de montaña baja, bosque 
estacional perennifolio, bosque de pino encino-liquidámbar, bosque de pino-
encino, bosque de galería o ripario, selva baja caducifolia y comunidades 
secundarias arbóreas y arbustivas. Entre ellos destacan dos de los más 
amenazados en México: el bosque de niebla y el bosque lluvioso. El bosque de 
niebla de El Triunfo es reportado como uno de los de mayor diversidad de 
especies de árboles en Norte y Centro América según (Vázquez-García, 1993). 
Muestras obtenidas en esta zona: JK07295, CHIS101. 
 
30 
 
Santa María Chimalapa (Puntos 12, 13 y 14): Una región reconocida por 
su biodiversidad alta y por su buen estado de conservación es la conocida 
como Los Chimalapas, ubicada en el este del Estado de Oaxaca, en el sureste 
de México, incluye los municipios de Santa María Chimalapa y San Miguel 
Chimalapa y es partede la Selva Zoque, junto con la Selva del Ocote y La 
Sepultura en Chiapas. Esta región abarca casi 600 mil hectáreas de las cuales 
el 64% están cubiertas por selva alta y mediana (Salas et al., 2001; Martínez, 
2012). Están presentes 41 especies de mamíferos terrestres de talla media y 
grande, que representan el 54% de riqueza a nivel nacional de este grupo, y de 
éstas, 20 pertenecen al orden Carnívora 66% de la riqueza nacional (Olguín et 
al., 2008; Galindo y Lira 2012). 
Muestras obtenidas en esta zona: CHIMA 284, CHIMA310, CHIMA486, 
CHIMA411, CHIMA 538, CHIMA235. 
Asunción Ixtaltepec (Punto 15.): Se ubica entre los paralelos 16°26’ y 
16°51’ de latitud norte; los meridianos 94°48’ y 95°11’ de longitud oeste; altitud 
entre 0 y 800 m. Colinda al norte con los municipios de El Barrio de la Soledad y 
Santa María Chimalapa; al este con los municipios de Santa María Chimalapa, 
San Miguel Chimalapa y Heroica Ciudad de Juchitán de Zaragoza; al sur con 
los municipios de Heroica Ciudad de Juchitán de Zaragoza, El Espinal, San 
Blas Atempa y San Pedro Comitancillo; al oeste con los municipio de San Pedro 
Comitancillo, Magdalena Tlacotepec, Ciudad Ixtepec y El Barrio de la Soledad. 
Se registran temperaturas alrededor de 24 – 28°C, el clima es cálido 
31 
 
subhúmedo con lluvias en verano, menos húmedo (52.93%), cálido subhúmedo 
con lluvias en verano, de humedad media (46.54%) y cálido subhúmedo con 
lluvias en verano, más húmedo (0.53%) (INEGI, 2019a). 
Muestras obtenidas en esta zona: NIZA106, NIZA102, NIZA132. 
Huimanguillo (Punto 16).: Se localiza en la región de la Chontalpa, colinda 
al norte con el municipio de Cárdenas, al sur con los estados de Chiapas y 
Veracruz, al este con el estado de Chiapas y al oeste con el estado de 
Veracruz; posee referencias especiales o mojoneras naturales que señalan sus 
límites. 
Se aprecian dos tipos de clima: el cálido húmedo con abundantes lluvias en 
verano con cambios térmicos en los meses de diciembre-enero; su temperatura 
media anual es de 26.2°C, siendo la máxima media mensual en mayo con 
30.6°C; a la vez, la máxima y mínima absoluta alcanzan los 45°C y 14°C, 
respectivamente; el clima cálido húmedo con lluvias todo el año (Af) se da en la 
parte sur y suroeste, colindando con los estados de Veracruz y Chiapas, éstas 
lluvias decrecen ligeramente en invierno, período en la cual se registra el 14.4% 
del total anual. La temperatura media oscila entre los 25.4 °C y 26.9°C 
(INAFED, 2019a). 
Muestras obtenidas en esta zona: CAM379, CAM430. 
32 
 
Tacotalpa (Punto 17): El municipio de Tacotalpa se localiza en la región de 
la sierra, Colinda al norte con los municipios de Jalapa y Macuspana; al sur y al 
este con el estado de Chiapas; al oeste con el municipio de Teapa. 
El clima es cálido húmedo con abundantes lluvias todo el año, presenta 
cambios térmicos en los meses de octubre, noviembre y diciembre. 
Temperatura media anual de 25.6°C, siendo la máxima media mensual de 
29.2°C en el mes de mayo, la mínima media mensual de 22°C en los meses de 
diciembre y enero. 
La vegetación predominante en los últimos años ha sido la selva alta 
perennifolia que ha dado paso paulatinamente a la apertura de nuevas 
vegetaciones producto de la actividad agrícola predominante en la zona como 
es la actividad maicera, las plantaciones cafetaleras y la ganadería. 
La diversidad de la vegetación se refleja en la flora que va desde las praderas 
cultivadas hasta las zonas selváticas en donde es posible todavía hoy observar 
especies de flora y fauna en vías de extinción como el canacoite, árbol que por 
su rareza se encuentra en la lista de especies amenazadas (INAFED, 2019c). 
Muestras obtenidas en esta zona: PEP3093. 
 
 
33 
 
San Felipe Jalapa de Díaz (Punto 18.): El municipio de San Felipe Jalapa 
de Díaz, se localiza en las coordenadas 18º 04’ latitud norte y 96º 32’ longitud 
oeste, a una altura de 140 metros sobre el nivel del mar, limita con el municipio 
de San Pedro Ixcatlán al norte, al sur con San Andrés Teotilalpan, San Pedro 
Sochiapan y San Felipe Usila y al oriente con San José Independencia, San 
Lucas Ojitlán y al poniente con San Bartolomé Ayautla. El clima es caluroso, 
mantiene una temperatura de 24. 7º C con régimen de lluvias en los meses de 
junio, julio, agosto, septiembre y octubre. La flora que caracteriza al municipio 
es la de selva media, en donde predominan las siguientes especies, el amate, 
higo, aguacatillo, caoba, roble, cedro, palma, ceiba y hormiguillo. La fauna del 
municipio es de tipo silvestre, presenta las siguientes especies: venado 
temazate, jaguar, venado cola blanca, zorro gris, puerco espín, armadillo, 
mapache, aguilillas y gavilán (INAFED, 2019b). 
Muestra obtenida en esta área: GMM1024. 
Guerrero, Cochoapa el grande (Punto 19): El municipio de Cochoapa el 
Grande se localiza a 2000 metros sobre el nivel del mar. Ubicado entre los 
paralelos 17°11’ de latitud norte y 98°27’ de longitud oeste respecto al 
meridiano de Greenwich. Colinda al norte con el municipio de Metlatonoc; al sur 
con el municipio de Metlatonoc y el de Tlacoachistlahuaca. 
Presenta tres tipos de clima, cálido-subhúmedo, semicálido y subhúmedo-
templado los meses de Abril y Mayo son los más calurosos, y los más frescos, 
34 
 
Enero y Febrero, con una temperatura media anual de 22 °C. Las lluvias se 
presentan de Junio a Octubre con una precipitación de 2,400 milímetros. 
Predomina una cubierta vegetal típica de las zonas templadas áridas. Existe 
selva baja caducifolia en donde se puede encontrar mezquite, matorral 
espinoso, nopaleras y pastizal; abundan bosques de pino, encino y mesófilo de 
montaña (INAFED, 2019). 
Muestras obtenidas en esta área: Molgro481, Molgro482. 
 
35 
 
Trabajo de laboratorio 
A todas las muestras de tejido muscular se les realizó una extracción de DNA 
genómico usando la técnica fenol-cloroformo compuesta por cuatro etapas 
principales: Homogenización del tejido y lisis celular, separación de proteínas, 
precipitación del DNA y redisolución. Después, se comprobó la integridad del 
DNA por electroforesis en gel de agarosa al 1% y las extracciones obtenidas se 
almacenaron a -4ºC (Sambrook et al., 1989). 
Protocolo de extracción de DNA para tejido animal (Sambrook 
et al., 1989): 
Se rotularon tres series de tubos Eppendorf de 1.5 ml. 
A la primera serie de tubos se les añadió un fragmento de tejido muscular 
(aproximadamente 3mm), 700μl de Buffer de extracción (que contenía: 10Mm 
Tris- HCl pH8.0; 100mM EDTA; 100Mm NaCl y 1% SDS) y 7μl de Proteinasa K 
(20 mg/ml). 
Se dejaron incubando las muestras a 56°C con agitación, durante dos días. 
En los tubos con las muestras, se agregó 250μl de fenol y 250 μl de cloroformo 
(diclorometano +isoamílico 24:1). Se agitaron bien y se centrifugaron durante 10 
minutos a 13200rpm. 
El sobrenadante se trasladó a la segunda serie de tubos rotulados y se les 
agregaron 500μl de cloroformo, se agitó bien y se centrifugaron nuevamente 10 
min a 13,200 rpm. 
36 
 
Después se trasladó el sobrenadante a la tercera serie de tubos y se añadieron 
700μl de alcohol frio (100%). Se dejó precipitar durante la noche a 4°C. 
Luego se centrifugó durante 10 minutos a 13,200 rpm a 4°C en una centrifuga 
refrigerada. Se extrajo el sobrenadante utilizando una pipeta de 200μl, teniendo 
cuidado de no llevarse el botón de DNA. Se añadió a cada tubo 700μl de etanol 
al 70% frio. Se centrifugó nuevamente durante 10minutos a 13200rpm. 
Se extrajo nuevamente el alcohol utilizando una pipeta de 200μl, teniendo 
cuidado de no llevarse el botón de DNA. Se dejó secar el precipitado con los 
tubos abiertos cubiertos con un papel secante, de un día para otro. Finalmente, 
se re-suspendió el botón de DNA en 200μl de agua bidestilada estéril. 
Para verificar la presencia de DNA se realizó una electroforesis en gel de 
agarosa al 1%. El gel de agarosa se preparó utilizando 0.4gde Agarosa y 40ml 
de Buffer TBE 0.5x, se cargaron los pozos del gel con 1μl de DNA, 1μl red gel y 
1μl Buffer LB y un pozo con escalera de 50pb utilizada como referencia, 
después se aplicaron 85 voltios durante 45 minutos, finalizado el tiempo se 
observó en un transiluminador (Figura 4). 
 
 
 
37 
 
 
Figura 4. Gel de agarosa de las extracciones realizadas con fenol-
cloroformo de algunas muestras de Campylopterus hemileucurus 
 
Amplificación: 
 Se amplificaron 4 genes, dos mitocondriales y dos nucleares mediante la 
reacción en cadena de la polimerasa, conocida como PCR. Los reactivos y las 
cantidades utilizadas para la amplificación de las secuencias se muestran en la 
Tabla 2, los oligonucleótidos utilizados se muestran en la Tabla 3. 
Tabla 2. Reactivos empleados para la amplificación de los fragmentos COI, 
ND2, FIB Y TGFB2 de Campylopterus hemileucurus mediante la técnica de 
PCR 
 
 
Reactivo Cantidad 
Trehalosa 10% 6.25μl 
H2O 22μl 
Buffer 10x 13.75μl 
MgCl2 50Mm 6.875μl 
Primer A 1.375μl 
Primer B 1.375μl 
DNTPS 0.6875μl 
Taq Polimerasa 0.66μl 
Total 10.4975μl 
38 
 
 
Tabla 3. Oligonucleótidos y condiciones utilizadas para la amplificación de 
fragmentos mitocondriales y nucleares de Campylopterus hemileucurus 
 
 
 
 
 
 
 
Gen Primer Secuencia amplificada Temperatura Tamaño Fuente 
ND2 L5215 5’-
TATCGGGCCCATACCCCGAAAAT-
3’ 
54ºC 900pb 
 
Hackett
, S. J. 
1996 
H6313 5’-
CTCTTATTTAAGGCTTTGAAGGC-3’ 
Sorens
on et 
al.,199
9 
 H5677 5’-
DGADGARAADGCYARRAYYTTDCG
-3’ 
 500pb Brumfie
ld et 
al.,200
7 
COI 
 
COIbirdF
1 
5’-
TTCTCCAACCACAAAGACATTGGC
AC-3’ 
48ºC 600pb Hebert 
et al. 
2004 
COIbirdR
1 
5’-
ACGTGGGAGATAATTCCAAATCCT
GG-3’ 
TGFB
2 
 
TGFB2F 5’-AGGCAGCAATTATCCTGCAC-3’ 64ºC 500pb Burt,19
91 
TGFB2R 5’-GAAGCGTGCTCTAGATGCTG-3’ 
FIB5 FIB5 5’-
CGCCATACAGAGTATACTGTGACA
T-3’ 
55ºC 500pb Marini, 
M. Â., 
Hackett
, 
S.J.200
2 
FIB6 5’-GCCATCCTGGCGATTCTGAA-3’ 
39 
 
La amplificación se llevó a cabo en un termociclador Eppendorf Mastercicle Pro 
384 con los siguientes programas: 
NADH Deshidrogenasa subunidad 2 (ND2): 
 Para el gen que codifica la NADH Deshidrogenasa subunidad 2 (ND2) se 
utilizaron los oligonucleótidos L5215 (5’-TATCGGGCCCATACCCCGAAAAT -3’) 
(Hackett, 1996) y H6313 (5’-CTCTTATTTAAGGCTTTGAAGGC-3’) (Sorenson et 
al., 1999), mediante la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) con el 
siguiente protocolo: Desnaturalización inicial a 94ºC durante 2 minutos, 40 
ciclos con desnaturalización a 94ºC durante 30 segundos, alineación a 54ºC 
durante 45 segundos, extensión a 72ºC durante 2 minutos, por último, extensión 
final a 72ºC durante 10 minutos, 4ºC y pausa. 
Para algunas muestras se utilizaron los oligonucleótidos L5215 (5’-
TATCGGGCCCATACCCCGAAAAT -3’) (Sorenson et al., 1999) y H5677 (5’-
DGA DGARAA DGC YAR RAY YTT DCG3-3’) (Brumfield y Edwards, 2007) y se 
utilizó el mismo programa. 
Citocromo oxidasa I (COI): 
 Con el fin de amplificar la región que codifica el gen mitocondrial Citocromo 
oxidasa I(COI) se utilizaron los oligonucleótidos COIBIRDF1 
(5’TTCTCCAACCACAAAGACATTGGCAC-3’) Y COIBIRDR1(5’ 
ACGTGGGAGATAATTCCAAATCCTGG-3’) (Hebert et al. 2004), se realizó una 
desnaturalización inicial a 94ºC por un minuto, continuó con 5 ciclos de 
desnaturalización a 94ºC durante 30 segundos, para la alineación se utilizó una 
temperatura de 48ºC durante 40 segundos, para la etapa de la extensión inicial 
se llevó a cabo a 72ºC durante 1 minuto y después en 35 ciclos se 
40 
 
desnaturalizó a 94ºC durante 30 segundos, alineación a 51ºC durante 40 
segundos, extensión a 72ºC por 1 minuto y finalmente, la extensión final a 
72ºC durante 10 minutos, posteriormente 4ºC y pausa. 
Factor de Crecimiento Transformante Beta 2 (TGFB2): 
Para la Amplificación del gen del Factor de Crecimiento Transformante Beta 2 
(TGFB2) se emplearon los oligonucleótidos TGFB2F (5’-
AGGCAGCAATTATCCTGCAC-3’) y TGFB2R (5’-
GAAGCGTGCTCTAGATGCTG-3’) (Burt y Paton, 1991). El programa utilizado 
consistió en: Desnaturalización inicial a 94ºC durante 2:00, desnaturalización a 
95ºC durante 0:30, alineación a 64ºC durante 0:30, extensión a 72ºC durante 
0:45, extensión final a 72ºC durante 10:00, finalmente, 4ºC y pausa. 
Cadena beta de Fibrinógeno (FIB5): 
Para la amplificación del gen FIB5 que codifica para la cadena beta de 
fibrinógeno (FIB5) se utilizaron los oligonucleótidos FIB5 (5’-
CGCCATACAGAGTATACTGTGACAT-3’) y FIB6 (5’-
GCCATCCTGGCGATTCTGAA-3’) (Marini y Hackett, 2002). Se llevó a cabo una 
desnaturalización inicial a 94ºC durante 2 minutos, después se continuó con 30 
ciclos de desnaturalización a 95ºC durante 30 segundos, la alineación a 55ºC 
durante 30 segundos, la extensión a 72ºC durante 45 segundos, y extensión 
final a 72ºC durante 10 minutos, finalmente, 4ºC y pausa. 
Todos los productos obtenidos de la PCR fueron sometidos a electroforesis en 
gel de agarosa con concentración de 1% y visualizados en transiluminador. Se 
41 
 
colocó un control negativo durante todas las pruebas para descartar 
contaminación. 
Secuenciación: Se realizó en el Instituto de Biología por parte de 
Laboratorio de Secuenciación Genómica de la Biodiversidad y la Salud. 
Análisis genéticos: 
 Las secuencias obtenidas fueron visualizadas y editadas mediante el programa 
Seq trace, se eliminaron las zonas cercanas a los oligonucleótidos y se revisó 
que las lecturas de los nucleótidos por parte del programa fueran correctas, 
después se convirtieron a formato FASTA. 
Con el programa MEGA 6 (Tamura et al., 2016) se realizó una matriz para cada 
gen, se verificó la ausencia de pseudogenes detectando la presencia de 
codones de paro, esto a través de la traducción a aminoácidos. Posteriormente 
se realizó un alineamiento múltiple para cada matriz utilizando MAFFT online 
(Katoh et al, .2017). Con esto se obtuvieron 4 matrices (la primera de COI, la 
segunda de ND2, la tercera de FIB5 y la última de TGFB2). 
Con el programa MESQUITE (Maddison y Maddison, 2011) se hicieron otras 4 
matrices, en las que las secuencias se concatenaron de la siguiente manera: en 
la primer matriz se incluyeron todos los genes (COI+ND2+FIB5+TGFB2), se 
utilizaron 29 secuencias de Campylopterus hemileucurus hemileucurus de la 
CNAV, se realizó una búsqueda de secuencias en Genbank y se añadieron 13 
secuencias de Campylopterus h. mellitus con códigos de acceso: BSPBA66907, 
BSPBA67007, BSPTR04713, BSPTR04813, BSPTR06413, BSPTR13213, 
BSPTR13313, JQ174259.1, JQ1742601, JQ1742611, USNMA03510, 
42 
 
USNMA54910, USNMA55010, 2 secuencias fueron utilizadas de Orthorhyncus 
cristatus como grupo externo con código de acceso: JQ175632.1, JQ175633.1, 
finalmente quedaron 44 secuencias dentro de la matriz. 
 En la segunda matriz se concatenaron las secuencias de los genes 
mitocondriales (COI+ND2), se utilizaron 37 secuencias de la CNAV, a través de 
una búsqueda de secuencias en Genbank se añadieron 13 secuencias 
pertenecientes a Campylopterus hemileucurus mellitus con los siguientes 
códigos de acceso: BSPBA66907, BSPBA67007, BSPTR04713, BSPTR04813, 
BSPTR06413, BSPTR13213, BSPTR13313, JQ174259.1, JQ1742601, 
JQ1742611, USNMA03510, USNMA54910, USNMA5501. Como grupo externo, 
se agregaron 2 secuencias de Orthorhyncus cristatus con códigos de acceso 
JQ175632.1, JQ175633.1, finalmente quedaron 51 secuencias en la matriz. 
La tercera matriz se realizó con 40 secuencias del gen COI pertenecientes a 
Campylopterus hemileucurus de la CNAV, mediante una búsqueda en Genbank 
se agregaron 13 secuencias de Campylopterus hemileucurus mellitus con 
códigos de acceso: BSPBA66907, BSPBA67007, BSPTR04713, BSPTR04813, 
BSPTR06413, BSPTR13213, BSPTR13313, JQ1742591, JQ1742601, 
JQ174261.1, USNMA54910, USNMA03510, USNMA55010 y 2 secuencias 
como grupo externo de Orthorhyncus cristatus con código de acceso 
JQ175632.1 y JQ175633.1 quedando finalmente 55 secuencias en total. 
En la cuartamatriz se concatenaron 32 secuencias de FIB5 y TGFB2, no se 
encontraron secuencias de Orthorhyncus cristatus para utilizar como grupo 
43 
 
externo por lo tanto se agregó una secuencia de Calypte anna con código de 
acceso: XM008496577.1 obtenida de Genbank (Tabla 4). 
Tabla 4. Códigos de acceso de las secuencias agregadas a las matrices de 
gen 
Secuencias de Genbank utilizadas en las matrices 
Especie Número de 
acceso 
Lugar de Colecta 
C. hemileucurus mellitus JQ1742591 Panamá, Chiriquí 
C. hemileucurus mellitus JQ1742601 Panamá, Chiriquí 
C. hemileucurus mellitus JQ1742611 Panamá, Chiriquí 
C. hemileucurus mellitus BSPTR064-13 Panamá, Boquete 
C. hemileucurus mellitus USNMA035-10 Panamá, Chiriquí 
C. hemileucurus mellitus USNMA550-10 Panamá,Chiriquí 
C. hemileucurus mellitus BSPAA670-07 Panamá, Chiriquí, Boquete 
C. hemileucurus mellitus BSPBA669-07 Panamá, Gualaca 
C. hemileucurus mellitus BSPTR047-13 Panamá, Chiriquí,Boquete 
C. hemileucurus mellitus BSPTR048-13 Panamá, Chiriquí,Boquete 
C. hemileucurus mellitus BSTR133-13 Panamá,Chiriquí,Hato Chami 
C. hemileucurus mellitus BSTR132-13 Panamá, Chiriquí,Hato Chami 
C. hemileucurus mellitus USNMA549-10 Panamá,Chiriquí 
Klais guimeti ROMC092-07 Costa Rica, Punta Arenas 
Orthorhyncus cristatus JQ175632.1 
Parroquia, San Vicente de las 
Granadinas 
Orthorhyncus cristatus JQ175633.1 
Parroquia, San Vicente de las 
Granadinas 
Calypte anna XM008496577.1 Estados Unidos 
44 
 
En todas las matrices se verificó la ausencia de codones de paro a lo largo de 
las secuencias mediante la traducción a aminoácidos en el programa MEGA6 
(Tamura et al., 2016), también se realizó una cuantificación de caracteres 
totales, caracteres conservados, caracteres variables, caracteres informativos 
no informativos en cada matriz y la composición nucleotídica de las secuencias. 
Se decidió utilizar la matriz del gen COI con 55 secuencias de Campylopterus 
hemileucurus hemileucurus y Campylopterus hemileucurus mellitus debido a 
que tenía un mayor número de secuencias en comparación con las otras 
matrices y por lo tanto era más representativa, se eliminaron las secuencias del 
grupo externo y quedaron 53 secuencias en total. 
Posteriormente, con la matriz del gen COI, en MEGA6 se obtuvo la diversidad 
nucleotídica y con el programa DNAsp (Librado y Rosas, 2009) se calculó el 
número de haplotipos y la diversidad haplotípica. 
La diversidad haplotípica mide la singularidad de un haplotipo en una población 
dada con relación al tamaño muestral, es decir, es la probabilidad de que dos 
haplotipos tomados al azar de una población sean diferentes. Por otro lado, la 
diversidad nucleotídica es la probabilidad de que dos nucleótidos con 
homología de posición tomados al azar sean distintos. Cuantos más altos sean 
estos valores más alta es la variabilidad genética de la población. 
Un punto importante es que se ha mencionado que la diversidad nucleotídica es 
una medida más adecuada de variabilidad genética obtenida a partir de 
secuencias ya que no es tan dependiente del tamaño de muestra ni del tamaño 
45 
 
de la secuencia analizada como la diversidad haplotípica (Nei et al., 1979). 
Posteriormente, las secuencias se agruparon en poblaciones y se obtuvieron 
los parámetros: haplotipos, sitios polimórficos, diversidad haplotípica, diversidad 
nucleotídica y Tajima D (Tabla 10). Se generó un archivo con extensión .rdf, a 
continuación, con el programa PopArt se generó una red de haplotipos 
mediante Media-Joining. 
Análisis filogenéticos: 
 Se utilizó el programa JModelTest v 2.1.4 (Posada, 2008) para establecer el 
modelo de sustitución nucleotídica correcto para deducir la evolución de las 
secuencias en las matrices realizadas previamente. 
Las relaciones entre los individuos fueron resueltas mediante análisis 
filogenéticos utilizando los métodos, Máxima Verosimilitud (MV), Inferencia 
Bayesiana (IB) y Neighboor Joining. 
El análisis de Máxima Verosimilitud se realizó mediante MEGA6 (Tamura et al., 
2016) con el modelo TrN+I+G y dado que el modelo no garantiza encontrar la 
mejor topología se realizaron 1000 bootstraps para evaluar el apoyo de los 
nodos, los árboles iniciales a partir de una búsqueda heurística se obtuvieron 
automáticamente aplicando los algoritmos Neighbor Joining y BioNJ a una 
matriz de distancias por pares estimadas utilizando el enfoque Maximum 
Composite Likelihood (MCL) y después se seleccionó la topología con mayor 
Verosimilitud, se utilizó una distribución Gamma discreta para modelar las 
diferencias evolutivas entre los sitios, finalmente se visualizó en Figtree 
v.1.4.3.(Rambaut, 2009). 
46 
 
El análisis de Inferencia Bayesiana fue realizado con el programa MrBayes v 
3.2 (Ronquist et al., 2012) se utilizó el modelo de sustitución TrN+I+G y 
10, 000,000 generaciones con 2 cadenas de Markov Monte Carlo calientes y se 
descartaron el 25% de los árboles generados, el árbol obtenido se visualizó en 
Figtree v1.4.3. (Rambaut, 2009). 
Se realizó un análisis de Neighbor Joining con la matriz del gen COI y la matriz 
de genes mitocondriales (COI+ND2) en MEGA6 (Tamura et al., 2016) se 
seleccionó el modelo K2P, se incluyeron transiciones y transversiones utilizando 
gamma de 4.99, utilizando 1000 bootstraps, posteriormente se visualizó en 
Figtree v 1.3.4. (Rambaut, 2009). 
Para poder visualizar mejor los árboles filogenéticos obtenidos se elaboraron 
claves más cortas a partir de las etiquetas de las secuencias de la CNAV (Tabla 
5) y las secuencias obtenidas de Genbank (Tabla 6). 
 
47 
 
Tabla 5. Claves que se observan en los análisis filogenéticos de las 
secuencias utilizadas 
Muestra 
Colectado 
en 
Especie Clave 
BMM422 Chiapas C. hemileucurus hemileucurus BM2ChhChia 
BMM457 Chiapas C. hemileucurus hemileucurus BM7ChhChia 
BMM570 Chiapas C. hemileucurus hemileucurus BM0ChhChia 
BTS07310 Veracruz C. hemileucurus hemileucurus S070ChhVer 
CAM 379 Tabasco C. hemileucurus hemileucurus CA9ChhTab 
CAM 430 Tabasco C. hemileucurus hemileucurus CA0ChhTab 
CHIMA235 Oaxaca C. hemileucurus hemileucurus CH5ChhOax 
CHIMA284 Oaxaca C. hemileucurus hemileucurus CH4ChhOax 
CHIMA310 Oaxaca C. hemileucurus hemileucurus CH0ChhOax 
CHIMA411 Oaxaca C. hemileucurus hemileucurus CH1ChhOax 
CHIMA486 Oaxaca C. hemileucurus hemileucurus CH6ChhOax 
CHIMA538 Oaxaca C. hemileucurus hemileucurus CH8ChhOax 
CHIS101 Chiapas C. hemileucurus hemileucurus IS1ChhChia 
FTS011101 Veracruz C. hemileucurus hemileucurus FT101ChhVer 
FTS011102 Veracruz C. hemileucurus hemileucurus FT102ChhVer 
GMM10 24 Oaxaca C. hemileucurus hemileucurus G1024ChhOax 
JK 07 295 Chiapas C. hemileucurus hemileucurus JK295ChhChia 
KSW 4118 Veracruz C. hemileucurus hemileucurus KS4118ChhVer 
KSW 4121 Veracruz C. hemileucurus hemileucurus KS4121ChhVer 
Molgro481 Guerrero C. hemileucurus hemileucurus MOL481ChhGro 
Molgro482 Guerrero C. hemileucurus hemileucurus MOL482ChhGro 
NGR1012 Veracruz C. hemileucurus hemileucurus NG1012ChhVer 
NGR10140 Veracruz C. hemileucurus hemileucurus NG140ChhVer 
NG1031 Veracruz C. hemileucurus hemileucurus NG1ChhVer 
NIZA102 Oaxaca C. hemileucurus hemileucurus NI102ChhOax 
NIZA106 Oaxaca C. hemileucurus hemileucurus NI106ChhOax 
NIZA132 Oaxaca C. hemileucurus hemileucurus NI132ChhOax 
PEP2463 Veracruz C. hemileucurus hemileucurus PE2463ChhVer 
PEP2571 Veracruz C. hemileucurus hemileucurus PE2571ChhVer 
PEP2699 Veracruz C. hemileucurus hemileucurus PE2699ChhVer 
PEP2703 Veracruz C. hemileucurus hemileucurus PE2703ChhVer 
PEP2808 Veracruz C. hemileucurus hemileucurus PE2808ChhVer 
PEP2845 Veracruz C. hemileucurus hemileucurus PE2845ChhVer 
PEP3093 Tabasco C. hemileucurus hemileucurus PE3093ChhTab 
48 
 
 
 
 
 
PRZ1013 Veracruz C. hemileucurus hemileucurus PZ1013ChhVer 
PRZ1090 Veracruz C. hemileucurus hemileucurus PZ1090ChhVer 
PRZ1010 Veracruz C. hemileucurus hemileucurusPZ1010ChhVer 
TUX1401 Veracruz C. hemileucurus hemileucurus TU1ChhVer 
TUX1023 Veracruz C. hemileucurus hemileucurus TU3ChhVer 
TUX1050 Veracruz C. hemileucurus hemileucurus TU0ChhVer 
TUX1018 Veracruz C. hemileucurus hemileucurus TU8ChhVer 
49 
 
Tabla 6. Claves utilizadas en los análisis filogenéticos de las secuencias 
utilizadas obtenidas de Genbank 
 
 
Número de 
acceso 
 
Colectado en 
 
Especie Clave 
JQ1742591 Panamá, Chiriquí C. hemileucurus mellitus JQ9Chmellitus 
JQ1742601 Panamá, Chiriquí C. hemileucurus mellitus JQ260Chmellitus 
JQ1742611 Panamá, Chiriquí C. hemileucurus mellitus JQ1Chmellitus 
BSPTR064-13 Panamá, Boquete C. hemileucurus mellitus BS1Chmellitus 
USNMA035-10 Panamá, Chiriquí C. hemileucurus mellitus US5Chmellitus 
USNMA550-10 Panamá, Chiriquí C. hemileucurus mellitus US0Chmellitus 
BSPAA670-07 
Panamá, Chiriquí, 
Boquete 
C. hemileucurus mellitus 
BS70Chmellitus 
BSPBA669-07 Panamá, Gualaca C. hemileucurus mellitus BS69Chmellitus 
BSPTR047-13 
Panamá, Chiriquí, 
Boquete 
C. hemileucurus mellitus 
BS47Chmellitus 
BSPTR048-13 
Panamá, Chiriquí, 
Boquete 
C. hemileucurus mellitus 
BS48Chmellitus 
BSTR133-13 
Panamá, Chiriquí, 
Hato Chami 
C. hemileucurus mellitus 
BS33Chmellitus 
BSTR132-13 
Panamá, Chiriquí, 
Hato Chami 
C. hemileucurus mellitus 
BS32Chmellitus 
USNMA549-10 Panamá, Chiriquí C. hemileucurus mellitus US49Chmellitus 
JQ175632.1 
Parroquia, San 
Vicente de las 
Granadinas 
Orthorhyncus cristatus 
JQ2Ocristatus 
JQ175633.1 
Parroquia, San 
Vicente de las 
Granadinas 
Orthorhyncus cristatus 
JQ32Ocristatus 
XM008496577.1 Estados Unidos Calypte anna XM7Calypteanna 
50 
 
Después, en MEGA6 (Tamura et al., 2016) con la matriz del gen COI, se tomó como 
referencia la topología general de las filogenias obtenidas y se realizó un análisis de 
distancia media entre los grupos filogenéticos utilizando el método K2P en el 
cual se incluyeron transiciones y transversiones utilizando una distribución 
gamma con sitios invariantes (g+i) y gamma de 4.99. El modelo calcula el 
número de diferencias acumuladas entre las secuencias de los grupos desde su 
último ancestro común esto se realizó para poder estimar la divergencia 
evolutiva entre las poblaciones mexicanas de (Campylopterus h. hemileucurus) 
y de Panamá (Campylopterus h. mellitus) 
Resultados 
Análisis genéticos: 
En conjunto, se obtuvieron 39 secuencias correspondientes al gen mitocondrial 
Citocromo oxidasa I (COI), 37 al gen mitocondrial NADH deshidrogenasa 
subunidad 2 (ND2), 31 secuencias al gen nuclear del intrón 5 de beta 
fibrinógeno (FIB5) y 31 secuencias del gen nuclear del intrón de factor de 
crecimiento transformante beta 2 (TGFB2), para un total de 141 secuencias de 
Campylopterus h. hemileucurus. 
Los parámetros obtenidos se observan en la tabla 7 y 8. 
 
 
 
 
51 
 
Tabla 7. Composición nucleotídica de las secuencias de C.h.hemileucurus 
y C.h mellitus. 
 Timina y Adenina Guanina y Citosina 
ND2 55.80% 44.20% 
COI 51.20% 48.80% 
FIB5 63.30% 46.70% 
TGFB2 57.30% 42.70% 
 
La composición nucleotídica de Guanina y Citosina obtuvo valores de entre 
42.70% y 49.80%, los valores que se obtuvieron de Timina y Adenina fueron 
mayores de entre 51.20% y 63.30%. 
Tabla 8. Parámetros calculados en las secuencias de C.h.hemileucurus y 
C.h mellitus. 
Gen Caracteres 
totales 
Conservados Variables Variables 
Informativos 
Variables no 
informativos 
ND2 899 777 122 84 38 
COI 652 560 92 81 11 
FIB5 523 523 0 0 0 
TGFB2 488 488 0 0 0 
 
Se obtuvo una mayor cantidad de caracteres variables informativos y no 
informativos en las secuencias de genes mitocondriales, en las secuencias de 
genes nucleares los valores obtenidos fueron de cero. 
Matrices concatenadas: 
 En la Matriz de genes mitocondriales (COI+ND2) el número de caracteres 
totales fue de 1346, 1215 fueron caracteres conservados, 131 variables, 115 
informativos y 16 no informativos y se obtuvo la composición nucleotídica la 
cual fue de T= 24.4%, C=33.5%, A= 29.9% y G=12.1%. 
52 
 
En la Matriz genes nucleares (FIB5+TGFB2) el total de caracteres fue de 1016 
y de ellos 751 fueron conservados, 260 variables, 2 caracteres fueron sitios 
informativos y 2 resultaron no informativos. La composición nucleotídica 
promedio fue de: T=29.2%, C= 18.4%, A=31.2%, G=21.2%. 
Matriz de todos los genes (COI+ND2+FIB5+TGFB2) el número total de 
caracteres fue de 2381 caracteres de los cuales 1264 fueron conservados, 1091 
resultaron ser variables, 275 informativos y 818 no informativos. 
Análisis de Haplotipos: 
En DNAsp (Librado y Rosas, 2009) con la matriz del gen COI se encontraron 8 
haplotipos (h) y una diversidad haplotípica (hd) de 0.7417, 13 sitios polimórficos, 
diversidad nucleotídica de 0.01083, y un índice de neutralidad de 1.45338 el 
cual resultó no significativo (Tabla 9). 
Posteriormente en DNAsp (Librado y Rosas, 2009) se agruparon las secuencias 
de acuerdo a la población a la que pertenecían. La mayor diversidad haplotípica 
se registró en Guerrero ya que obtuvo un valor de 1, seguido de OcSelvaZo 
(Oaxaca) con un valor de 0.67857, después Chiapas (SChis) con valor de 
0.66667, Veracruz obtuvo un valor de 0.62502, y Tabasco (NChis) obtuvo 
0.5000, el menor valor se observó en la población de Panamá con 0.15385, en 
el caso del norte de Oaxaca no se obtuvo ningún valor ya que solo se tenía una 
secuencia y no se tenían más muestras para compararla (Tabla 10). 
 
 
53 
 
Los valores de diversidad nucleotídica del Sur de Chiapas probablemente 
variaron debido a que este parámetro se basa en el tamaño de la secuencia y 
no considera el número de muestras, sin embargo a pesar de esto los valores 
de diversidad haplotípica y nucleotídica coincidieron en que el mayor valor se 
obtuvo en la Población de Guerrero y el menor en Panamá (Tabla 10). 
 
Tabla 9. Parámetros obtenidos con el programa DNAsp (Librado y Rosas, 
2009) con la matriz de secuencias del gen COI de Campylopterus h. 
hemileucurus. 
 
 
 
Tabla 10. Parámetros obtenidos para cada población de secuencias del 
gen COI de Campylopterus h. hemileucurus y Campylopterus h. mellitus 
en DNAsp (Librado y Rosas, 2009). 
 
Población Secuencias Haplotipos Sitios 
Polimórficos 
Diversidad 
haplotípica 
(hd) 
Diversidad 
nucleotídica 
(Pi) 
Tajima 
D 
OaxNte 1 - - - - - 
Veracruz 22 4 9 0.64502 0.01090 3.06791 
NChia 4 2 7 0.50000 0.00888 -0.85987 
SChia 3 2 2 0.66667 0.00338 - 
Guerrero 2 2 7 1.0000 0.01777 - 
OcSelva
Zo 
8 3 7 0.67875 0.00973 2.17845 
Panamá 13 2 2 0.15358 0.00078 -1.46801 
 
Matriz Secuencias Haplotipos Sitios 
Polimórficos 
Diversidad 
haplotípica 
(hd) 
Diversidad 
nucleotídica 
(Pi) 
Tajima D 
COI 54 8 13 0.7417 0.01083 1.45338 
54 
 
 
Después, con el programa PopART se generó una red en la que se visualizan 
los haplotipos de las secuencias del gen COI, nuevamente se utilizaron las 
secuencias de este gen debido a que fue con las que se obtuvieron un mayor 
número de secuencias para incluir dentro de la matriz, el tamaño de los círculos 
representa la frecuencia. 
La mayor frecuencia se observó en el haplotipo 1 ya que estuvo representado 
por 18 muestras y 5 localidades, el haplotipo 2 obtuvo 17 muestras distribuidas 
en 5 localidades, seguido del haplotipo 7 el cual se detectó en 12 muestras 
dentro de la misma localidad. En el Haplotipo 3 se registraron solo 2 muestras 
de la misma localidad y finalmente, los haplotipos 4, 5, 6 y 8 fueron los que 
obtuvieron una menor frecuencia ya que solo se encontraron en una muestra. 
En la red se observan ocho haplotipos pertenecientes a 7 localidades, los 
haplotipos registrados en un mayor número de localidades fueron el 1 y 2. En el 
haplotipo 1 se registraron las localidades Guerrero, OaxNte, Veracruz, 
OcSelvaZo y NChia. En el haplotipo 2 se registraron las localidades Guerrero, 
SChia, Veracruz, OcSelvaZo y NChia. Los haplotipos 3 y 6 estuvieronrepresentados solo por el haplotipo de SVeracruz. Los haplotipos 4 por SChia y 
5 OcSelvaZo. La localidad más representada en un mayor número de 
haplotipos fue SVeracruz la cual aparece en 4 haplotipos Figura 5. 
55 
 
Figura 5.Red de Haplotipos obtenidos con secuencias de 
Campylopterus h. hemileucurus y Campylopterus h. mellitus del gen 
COI. Del lado izquierdo en el mapa, se ubican las localidades muestreadas, el 
color representa a cada localidad. Del lado derecho, cada círculo representa un 
haplotipo mientras que su tamaño representa la frecuencia. Los colores 
representan a cada sitio en el que fue identificado ese haplotipo, el tamaño del 
círculo representa la frecuencia y las barras que cruzan las líneas entre cada 
uno los cambios mutacionales entre ellos. En color naranja se observan los 
haplotipos que pertenecen a Guerrero, en verde claro los del Norte de Oaxaca 
(OaxNte), en morado los de Veracruz (SVeracruz), en azul rey los de la región 
de la Selva Zoque la cual se encuentra en Oaxaca (OcSelvaZo), en rosa el 
Norte de Chiapas (NChia), en verde el Sur de Chiapas (SChia) y en amarillo los 
de Panamá. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
56 
 
Análisis filogenéticos: 
Con el programa JModelTest v 0.1.1 (Posada, 2008) se encontró el mejor 
modelo de sustitución considerando el criterio de Akaike (AIK) para cada matriz. 
Para la matriz del gen COI el mejor modelo fue GTR+I y para la matriz de genes 
mitocondriales (COI y ND2) el mejor resultó HKY+I+G. 
Con la matriz del gen COI la cual incluía a la mayoría de las secuencias que se 
han utilizado en este estudio, se realizaron las filogenias y la red de haplotipos 
con el fin de tener una mayor representatividad de poblaciones. Posteriormente, 
se realizaron los demás análisis con las matrices mitocondriales, debido a que 
la matriz de genes nucleares no tuvo sitios informativos, los genes 
mitocondriales ofrecieron una mejor resolución. 
 
 
 
 
 
 
 
57 
 
Gen COI. 
En Mega 6 (Tamura et al., 2016) se obtuvo un árbol filogenético por el método 
de Máxima Verosimilitud con la mayor probabilidad de registro, la cual fue de 
-992.75. Se registraron valores de soporte de 91.1% a 100% (ver Figura 6). 
Figura 6. Árbol filogenético de las secuencias COI de Campylopterus h. 
hemileucurus y Campylopterus h. mellitus con el método de Máxima 
Verosimilitud, sobre las ramas se observan los valores de Bootstrap 
58 
 
Mediante el método de Inferencia Bayesiana con MrBayes (Ronquist et al., 
2012) se obtuvo un árbol final después de haber evaluado 15,002 posibles 
topologías, en el árbol se observan valores de 53.5% a 100% de Bootstrap 
(Figura 7). 
Figura 7. Árbol filogenético de las secuencias COI de Campylopterus h. 
hemileucurus y Campylopterus h. mellitus con el método de Inferencia 
Bayesiana, sobre las ramas se observan los valores de Bootstrap. 
59 
 
Mediante el programa MEGA 6 (Tamura et al., 2016) Con el método de 
Neighbor-Joining se obtuvo un árbol óptimo con longitud de ramificación de 
0.25568590 los valores de Bootstrap estuvieron entre de 50.1% y 100% (Figura 
8). 
 
Figura 8. Árbol filogenético obtenido con el método Neighbor-Joining a 
partir de secuencias de Campylopterus h. hemileucurus y Campylopterus 
h. mellitus del gen COI. 
 
60 
 
Genes mitocondriales (COI+ND2) 
Con el programa Mega6 (Tamura et al., 2016) se obtuvo un árbol consenso por 
el método de Máxima Verosimilitud, la mayor probabilidad de registro fue de -
2774.54. Se registraron valores de Boostrap de 56.2% a 100% (Figura 9) 
Figura 9. Árbol filogenético de las secuencias COI y ND2 de 
Campylopterus h. hemileucurus y Campylopterus h. mellitus con el 
método de Máxima Verosimilitud, sobre las ramas se observan los valores 
de Bootstrap. 
 
61 
 
Se realizó un análisis de Inferencia Bayesiana por medio de MrBayes (Ronquist 
et al., 2012) en el cual se obtuvo un árbol consenso después de haber evaluado 
un total de 15002 topologías, en el árbol obtenido se observan valores de 52% 
a 100% de Bootstrap (Figura 10). 
Figura 10. Árbol filogenético de las secuencias COI y ND2 de 
Campylopterus h. hemileucurus y Campylopterus h.mellitus con el método 
de Inferencia Bayesiana, sobre las ramas se observan los valores de 
Bootstrap. 
 
62 
 
Con el programa MEGA 6 (Tamura et al., 2016) a través del método de 
Neighbor-Joining se obtuvo un árbol óptimo con longitud de ramificación de 
0.79397558 los valores de Bootstrap fueron de entre de 55% y 100% (Figura 
11). 
 
Figura 11. Árbol filogenético obtenido con el método Neighbor-Joining 
con las secuencias mitocondriales ND2 y COI de Campylopterus h. 
hemileucurus y Campylopterus h. mellitus, sobre las ramas se observan 
los valores de Bootstrap. 
 
 
63 
 
Distancia genética entre grupos con el método K2P 
La distancia genética es una medida del grado de divergencia entre secuencias. 
En este caso se agruparon de la misma forma en la que se formaron los nodos 
internos en las filogenias realizadas con el gen COI previamente. 
En el Nodo C se incluyeron secuencias de C.h mellitus, en el nodo A y B están 
incluidas las secuencias de C. h hemileucurus. El grupo BC contiene las 
secuencias de los nodos internos que incluyeron a C.h hemileucurus y a C.h. 
mellitus (Figura 6). 
Tabla 11. Distancias genéticas obtenidas con el método Neighborg Joining 
K2P entre grupos de Campylopterus hemileucurus. Las letras A, B y C, 
corresponden a los clados obtenidos. 
Grupo Distancia genética 
A BC 9.50% 
B C 2.2% 
 
La divergencia entre los grupos A y BC es alta a diferencia de la divergencia 
registrada en la comparación entre B y C. 
 
 
 
 
 
64 
 
Discusión: 
La composición nucleotídica de GC obtenida en las secuencias de la matriz de 
genes mitocondriales fue de 45.6%, Li y Graur en (1991) mencionaron que un 
contenido de GC entre 40 y 45% es adecuado en organismos vertebrados para 
este organelo, lo cual coincidió con lo obtenido en las secuencias de este 
trabajo y por lo tanto se descartó la presencia de pseudogenes. 
Respecto a los parámetros obtenidos en todo el conjunto de secuencias de la 
especie hemileucurus analizadas con el gen COI, se obtuvo un índice de Tajima 
D positivo (1.45338) el cual indica niveles bajos de polimorfismo debido 
posiblemente a una disminución del tamaño de la población o un cuello de 
botella reciente, se registró una diversidad haplotípica de 0.7417 y nucleotídica 
de 0.0108 ambos valores altos, valores similares de diversidad haplotípica se 
han registrado en Amazilia beryllina (0.699) y en Amazilia cyanura (0.897) sin 
embargo la diversidad nucleotídica de Amazilia beryllina fue menor (0.0025) y 
en Amazilia cyanura igual (0.01) (Jiménez y Ornelas 2016), que la registrada en 
hemileucurus. 
Los valores altos de diversidad pueden indicar un efecto de barrera geográfica 
para las poblaciones (Beysard y Heckel, 2014) o la supervivencia de pequeñas 
y aisladas poblaciones que se esparcieron cuando las condiciones fueron 
favorables (Tougard et al., 2008). 
65 
 
La diversidad haplotípica y nucleotídica registrada para cada población 
muestreada de C. h. hemileucurus fue alta, ya que se observaron valores de 
0.64 a 1 y de, lo cual indica un alto flujo génico entre los organismos, además, 
esto puede indicar que estas poblaciones albergan una diversidad genética alta 
y homogénea con poca estructura. Por otro lado, en Campylopterus 
hemileucurus mellitus los valores registrados fueron bajos ya que se registró 
0.15358 en diversidad haplotípica y 0.00078 en diversidad nucleotídica lo cual 
probablemente corresponde a un menor flujo génico y un cuello de botella entre 
los organismos de las poblaciones del norte y las poblaciones del sur, por lo 
tanto, el escenario más factible es que esta población tuvo un origen más 
reciente que las poblaciones mexicanas y quizá la pérdida de variación se debe 
a que algunos organismos de las poblaciones originales formaron