Induccion-de-la-reaccion-acrosomal-sobre-espermatozoides-crioconservados-de-perro-mediante-dos-inductores--ionoforo-de-calcio-y-progesterona

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES CUAUTITLÁN 
 
 
Inducción de la reacción acrosomal sobre espermatozoides crioconservados de perro 
mediante dos inductores: ionóforo de calcio y progesterona 
 
TESIS 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE 
MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA 
PRESENTA: 
LUIS DAVID ORTEGA MORALES 
 
ASESOR 
Dr. JOSÉ ALFREDO MEDRANO HERNÁNDEZ 
 
CO-ASESORA 
MC. ALICIA ALCÁNTAR RODRÍGUEZ 
 
 
CUAUTITLÁN IZCALLI, ESTADO DE MÉXICO 2017 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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AGRADECIMIENTOS 
 
Primero que nada le doy gracias a Dios y a la vida por ponerme aquí y ahora. 
A mi Alma mater la Universidad Nacional Autónoma de México (UNAM), a mi amada 
Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán (FESC-4) y al laboratorio 2 de Reproducción de 
la Unidad de Investigación Multidisciplinaria (UIM), es un orgullo y un honor pertenecer 
aquí. 
Al Dr. José Alfredo Medrano Hernández por abrirme las puertas del laboratorio, ser mi 
asesor en este trabajo, por sus enseñanzas, consejosy amistad, es un orgullo y un honor ser 
su tesista. 
A la MC. Alicia Alcántar Rodríguez por ser co-asesora en este trabajo, por sus enseñanzas 
en la reproducción de perros, su paciencia y amistad, éste trabajo también es de usted. 
A los miembros del jurado: el Dr. Armando Enrique Esperón Sumano, el Dr. Carlos 
Ignacio Soto Zárate, el Dr. Salvador Romo García y la MC. Fátima Betsabe González 
Silvestry por su tiempo y dedicación en la revisión y corección para enriquecer este trabajo. 
A los integrantes del laboratorio 2 de Reproducción de la UIM: Jess, Junior, Fernando, 
Ángel, Eli, Cynthia, la Dra. María Espejel, Carlos, Claudia y al laboratorista Fernando, sin 
su apoyo y ayuda este trabajo no sería posible. 
A los integrantes y equipo de trabajo del criadero de Huehuetoca, Estado de México por 
abrirme las puertas y apoyarme para que este trabajo fuera posible. 
Por el apoyo financiero a los siguientes proyectos UNAM: 
PAPIIT IN213815 “Efecto del enfriado lento pre-congelación, a temperaturas cercanas a la 
formación del hielo (-5°C), sobre la crio-supervivencia y la fluidez de la membrana 
plasmática de los espermatozoides de perro” 
PIAPI1615 “Biología de la Reproducción: fisiología y conservación de gametos y 
embriones de los animales domésticos” 
 
 
 
DEDICATORIAS 
 
Al amor de mi vida, Sughei, doy gracias por cruzarme en tú camino, por tu amor, apoyo y 
compañía. Te amo. 
A mis padres por la educación y el amor que me brindan día con día, gracias a ustedes soy 
quien soy y he llegado tan lejos. Los amo. 
A mi hermana, Cristian y al bebé que viene en camino por su cariño y apoyo brindado 
siempre. Los quiero mucho. 
A mi abuelita y segunda madre Chela, gracias por tu amor, apoyo y tiempo. Te amo ma. 
A mis tíos Ofe, Martha y Carlos por su cariño y apoyo. Los quiero mucho. 
A mis abuelitos Cirilo y Ángeles por su cariño y apoyo. Los quiero mucho. 
A mis primos y tíos por su cariño y apoyo. 
A mis hermanos Héctor, Ismael y Erick, su amistad fue lo mejor que me dejó el CCH. 
A mi hermano de la infancia Ángel, por tu amistad y apoyo. 
A mi familia MVZ por su amistad y hacer que la carrera fuera más interesante. 
A todos los profesores que formaron parte de mi formación académica y a todos aquellos 
que me dejaron grandes enseñanzas de vida. 
 
DEDICATORIAS 
Al mejor amigo del hombre: el perro. El animal más fantástico que marca la vida de las 
personas. 
Y a los que son parte de mi familia, marcaron mi vida y me dan tantos momentos de amor y 
felicidad: 
 
 
 
 
 
 Oddie Dixxie (Ɨ) 
Cocoa Duvalín 
 
 
 
 
"La grandeza de una nación y su progreso moral puede ser juzgado por la 
forma en que sus animales son tratados." 
Gandhi 
 
 
 
"Él es tu amigo, tu compañero, tu defensor, tu perro. Tú eres su vida, su 
amor, su líder. Él será tuyo siempre, fiel y sincero, hasta el último latido de 
su corazón. A él le debes ser merecedor de tal devoción." 
Anónimo 
 
 
 
 
"Si los perros no van al cielo, cuando muera quiero ir a donde ellos van". 
Will Rogers 
 
 
 
 
 
Se ha terminado un ciclo pero la vida sigue y todavía queda 
mucho camino por recorrer…………………………… 
 
 
I 
Índice 
Índice ___________________________________________________________________ I 
Índice de Figuras _________________________________________________________ III 
Índice de Fotografías ______________________________________________________ IV 
Índice de Gráficas _________________________________________________________ VI 
Índice de Tablas _________________________________________________________ VII 
Resumen ______________________________________________________________ VIII 
1. Introducción ___________________________________________________________ 1 
2. Marco Teórico _________________________________________________________ 3 
2.1 Anatomía del aparato reproductor del macho en la especie canina ___________________ 3 
2.1.1 Testículos ______________________________________________________________________ 3 
2.1.2 Epidídimo ______________________________________________________________________ 6 
2.1.3 Cordón espermático _____________________________________________________________ 6 
2.1.4 Uretra _________________________________________________________________________ 7 
2.1.5 Pene __________________________________________________________________________ 8 
2.1.6 Prepucio ______________________________________________________________________ 11 
2.1.7 Glándulas Accesorias ____________________________________________________________ 11 
2.1.7.1 Próstata _____________________________________________________________________ 11 
2.1.7.2 Ampolla _____________________________________________________________________ 12 
2.2 Gametogénesis en el perro __________________________________________________ 12 
2.2.1 Espermatogénesis ______________________________________________________________ 12 
2.2.2 Espermatocitogénesis ___________________________________________________________ 13 
2.2.3 Espermiogénesis _______________________________________________________________ 13 
2.2.4 Espermiación __________________________________________________________________ 14 
2.3 Recolección del semen de perro ______________________________________________ 15 
2.4 Características del semen de perro ____________________________________________ 16 
2.4.1 Factores que influyen sobre las características seminales _______________________________ 17 
2.5 Evaluaciónde las características del semen de perro _____________________________ 18 
2.5.1 Evaluación Macroscópica ________________________________________________________ 19 
2.5.2 Características Bioquímicas _______________________________________________________ 20 
2.5.3 Otras Características ____________________________________________________________ 20 
2.5.4 Evaluación Microscópica _________________________________________________________ 21 
2.5.5 Pruebas complementarias: Microscopía de fluorescencia _______________________________ 26 
2.5.5.1 Evaluación de la integridad de la membrana plasmática con SYBR14 combinada con ioduro de 
propidio (SYBR14/IP) _________________________________________________________________ 26 
2.5.5.2 Evaluación del estado de capacitación espermática con la prueba de Clortetraciclina (CTC) __ 27 
2.5.5.3 Evaluación de la integridad del acrosoma utilizando lectinas Pisum sativum (PSA) _________ 28 
 
 
II 
2.5.5.4 Evaluación de la fluidez de la membrana plasmática utilizando merocianina 540 (MC540) ___ 29 
2.6 El espermatozoide de perro _________________________________________________ 30 
2.7 Capacitación del espermatozoide _____________________________________________ 33 
2.7.1 Hiperactivación ________________________________________________________________ 34 
2.8 Reacción acrosomal del espermatozoide _______________________________________ 36 
2.9 Capacitación e inducción de la reacción acrosomal in vitro en espermatozoides de perro 37 
2.9.1 Ionóforo de calcio A23187________________________________________________________ 40 
2.9.2 Progesterona __________________________________________________________________ 41 
2.10 Crioconservación de semen ________________________________________________ 42 
2.10.1 Antecedentes de la crioconservación de semen _____________________________________ 42 
2.10.2 Principios básicos de la crioconservación de semen __________________________________ 43 
2.10.3 Crioconservación de semen de perro ______________________________________________ 43 
2.10.4 Refrigeración del semen de perro _________________________________________________ 45 
2.10.5 Susceptibilidad al choque frio ____________________________________________________ 47 
2.10.6 Uso de diluyentes y crioprotectores en el semen de perro _____________________________ 48 
2.11 Membrana plasmática del espermatozoide ____________________________________ 50 
2.11.1 Fluidez de la membrana ________________________________________________________ 51 
2.11.2 Transición de fase en las membranas ______________________________________________ 51 
2.11.3 Cambios en la membrana plasmática relacionados a la capacitación y reacción acrosomal ___ 53 
2.11.4 Enfriado precongelación a temperaturas bajo cero grados _____________________________ 54 
3. Justificación __________________________________________________________ 55 
4. Objetivos ____________________________________________________________ 56 
5. Materiales y Métodos __________________________________________________ 57 
6. Diseño Experimental ___________________________________________________ 70 
7. Resultados ___________________________________________________________ 82 
8. Discusión ____________________________________________________________ 104 
9. Conclusiones _________________________________________________________ 113 
Perspectivas ________________________________________________________________ 114 
10. Literatura Citada ____________________________________________________ 115 
11. Anexo 1: Medios y Soluciones __________________________________________ 132 
12. Anexo 2: Diagramas de flujo de las fases experimentales. ___________________ 142 
13. Anexo 3: Diagramas de flujo de las pruebas para la evaluación de espermatozoides 
de perro ______________________________________________________________ 146 
 
 
 
III 
Índice de Figuras 
FIGURA 1. SECCIÓN LONGITUDINAL ESQUEMÁTICA DE UN TESTÍCULO Y EPIDÍDIMO ........................................ 5 
FIGURA 2. VEJIGA URINARIA, URETRA Y PENE (EN SECCIÓN MEDIANA) DEL PERRO ........................................ 8 
FIGURA 3. REPRESENTACIÓN ESQUEMÁTICA DE LA VASCULARIZACIÓN Y LOS ESPACIOS SANGUÍNEOS (TEJIDO 
ERÉCTIL) DEL PENE DEL PERRO ...................................................................................................... 10 
FIGURA 4. DISECCIÓN PROFUNDA DE LOS ÓRGANOS REPRODUCTORES EXTERNOS DEL PERRO .................... 11 
FIGURA 5. DIAGRAMA DE LA ESPERMATOGENIA ....................................................................................... 14 
FIGURA 6. MANIPULACIÓN MANUAL PARA LA RECOLECCIÓN DE SEMEN EN PERROS ..................................... 16 
FIGURA 7. ESQUEMA DE LA CÁMARA DE NEUBAUER VISTA A TRAVÉS DE UN MICROSCOPIO .......................... 22 
FIGURA 8. COMPOSICIÓN DEL ESPERMATOZOIDE DE MAMÍFEROS .............................................................. 30 
FIGURA 9. VISTA ESQUEMÁTICA DEL EXTERIOR E INTERIOR DEL ESPERMATOZOIDE ..................................... 32 
FIGURA 10. ESQUEMA DE ESPERMATOZOIDE CANINO NORMAL .................................................................. 33 
FIGURA 11. SECUENCIA DE LOS PROCESOS QUE SUFRE EL ESPERMATOZOIDE EN EL APARATO REPRODUCTOR 
DE LA HEMBRA. ............................................................................................................................. 34 
FIGURA 12. PATRONES DE MOTILIDAD DE ESPERMATOZOIDES DE PERRO INCUBADOS ................................. 35 
FIGURA 13. TRANSICIÓN DE FASE EN LAS MEMBRANAS ............................................................................ 53 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
IV 
Índice de Fotografías 
FOTOGRAFÍA 1. SEMEN DE PERRO RECOLECTADO EN TUBO GRADUADO DE PLÁSTICO DE 15 ML. ................. 58 
FOTOGRAFÍA 2. HIELERA Y TERMÓMETRO UTILIZADOS PARA EL TRANSPORTE DEL SEMEN DE PERRO DURANTE 
EL EXPERIMENTAL. ........................................................................................................................ 58 
FOTOGRAFÍA 3. CÁMARA DE NEUBAUER LLENA PARA CONTEO DE ESPERMATOZOIDES DE PERRO (CABEZAS) 
VISTA DESDE MICROSCOPIO ÓPTICO A 400 AUMENTOS. .................................................................... 60 
FOTOGRAFÍA 4. ESPERMATOZOIDES DE PERRO TEÑIDOS CON EOSINA-NIGROSINA (VIABILIDAD). .................. 61 
FOTOGRAFÍA 5. MORFOLOGÍA. MEDICIÓN DE LAS CABEZAS (ANCHO Y LARGO) DE LOS ESPERMATOZOIDES DE 
PERRO . ....................................................................................................................................... 62 
FOTOGRAFÍA 6. MORFOLOGÍA. ESPERMATOZOIDE NORMAL DE PERRO TEÑIDO CON EOSINA-NIGROSINA.. ..... 62 
FOTOGRAFÍA 7. MACROCÉFALO (ESPERMATOZOIDE DE PERRO). .............................................................. 63 
FOTOGRAFÍA 8. MICROCÉFALO (ESPERMATOZOIDE DE PERRO). ............................................................... 63 
FOTOGRAFÍA 9. MACROCÉFALO CON IMPLANTACIÓN ABAXIAL Y DOBLE COLA (ESPERMATOZOIDE DE PERRO). 64 
FOTOGRAFÍA 10. MICROCÉFALO CON IMPLANTACIÓN ABAXIAL (ESPERMATOZOIDE DE PERRO). .................... 64 
FOTOGRAFÍA 11. ESPERMATOZOIDES DE PERRO CON CUELLO DOBLE, MICROCÉFALO Y CUELLO DOBLE CON 
COLA QUEBRADA. ......................................................................................................................... 65 
FOTOGRAFÍA 12. ESPERMATOZOIDE DE PERRO CON COLA EN ÁNGULO. ..................................................... 65 
FOTOGRAFÍA 13. ESPERMATOZOIDE DE PERRO CON COLA ENROLLADA. .................................................... 65 
FOTOGRAFÍA 14. ESPERMATOZOIDES DE PERRO TEÑIDOS CON LAS TINCIONES FLUORESCENTES SYBR14/IP 
PARA EVALUACIÓN DE LA INTEGRIDAD DE LA MEMBRANA PLASMÁTICA. ............................................... 66 
FOTOGRAFÍA 15. ESPERMATOZOIDES DE PERRO TEÑIDOS CON LECTINAS FLUORESCENTES (PSA) PARA LA 
EVALUACIÓN DE LA INTEGRIDAD DEL ACROSOMA. .............................................................................67 
FOTOGRAFÍA 16. ESPERMATOZOIDES DE PERRO TEÑIDOS CON LECTINAS FLUORESCENTES (PSA) PARA LA 
EVALUACIÓN DE LA INTEGRIDAD DEL ACROSOMA. ............................................................................. 67 
FOTOGRAFÍA 17. ESPERMATOZOIDES DE PERRO TEÑIDOS CON CLORTETRACICLINA (CTC) PARA LA 
EVALUACIÓN DEL ESTADO DE CAPACITACIÓN ESPERMÁTICA. ............................................................. 68 
FOTOGRAFÍA 18. ESPERMATOZOIDES DE PERRO TEÑIDOS CON MEROCIANINA (MC540) PARA LA EVALUACIÓN 
DE LA FLUIDEZ DE LA MEMBRANA PLASMÁTICA. ................................................................................ 69 
FOTOGRAFÍA 19. MICROSCOPIO ÓPTICO Y DE FLUORESCENCIA UTILIZADO DURANTE EL EXPERIMENTAL........ 74 
FOTOGRAFÍA 20. MUESTRA Y MATERIAL PARA EMPAJILLAR EN REFRIGERACIÓN (ETAPA DE ENFRIADO)......... 75 
 
 
V 
FOTOGRAFÍA 21. TERMÓMETROS UTILIZADOS PARA EL MONITOREO DE TEMPERATURAS DURANTE LA ETAPA DE 
ENFRIADO .................................................................................................................................... 76 
FOTOGRAFÍA 22. REGISTRO DE TEMPERATURAS DURANTE LA ETAPA DE ENFRIADO .................................... 76 
FOTOGRAFÍA 23. ETAPA DE ENFRIADO. .................................................................................................. 77 
FOTOGRAFÍA 24. RECIPIENTE DE 16 HUECOS Y HIELERA CON HIELO SALINO UTILIZADOS DURANTE EL PROCESO 
PARA LLEVAR LAS PAJILLAS A -5°C ................................................................................................. 78 
FOTOGRAFÍA 25. PAJILLAS CONGELADAS Y ALMACENADAS EN GOBELETES ................................................ 79 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
VI 
Índice de Gráficas 
GRÁFICA R1. EFECTO DE LOS TIEMPOS DE INCUBACIÓN Y EL ICA SOBRE LA MOTILIDAD PROGRESIVA DE LOS ESPERMATOZOIDES DE 
PERRO. ....................................................................................................................................................... 83 
GRÁFICA R2. EFECTO DE LOS TIEMPOS DE INCUBACIÓN Y EL ICA SOBRE LA INTEGRIDAD DE LA MEMBRANA PLASMÁTICA DE LOS 
ESPERMATOZOIDES DE PERRO. ........................................................................................................................ 84 
GRÁFICA R3. EFECTO DE LOS TIEMPOS DE INCUBACIÓN Y EL ICA SOBRE LOS ESPERMATOZOIDES DE PERRO NO CAPACITADOS Y 
CON ACROSOMA INTACTO (PATRÓN F). .............................................................................................................. 85 
GRÁFICA R4. EFECTO DE LOS TIEMPOS DE INCUBACIÓN Y EL ICA SOBRE LOS ESPERMATOZOIDES DE PERRO CAPACITADOS Y CON 
ACROSOMA INTACTO (PATRÓN B). .................................................................................................................... 86 
GRÁFICA R5. EFECTO DE LOS TIEMPOS DE INCUBACIÓN Y EL ICA SOBRE LOS ESPERMATOZOIDES DE PERRO CON REACCIÓN 
ACROSOMAL (PATRÓN AR).............................................................................................................................. 87 
GRÁFICA R6. EFECTO DE LOS TIEMPOS DE INCUBACIÓN Y EL ICA SOBRE LA INTEGRIDAD DEL ACROSOMA DE LOS ESPERMATOZOIDES 
DE PERRO.................................................................................................................................................... 88 
GRÁFICA R7. EFECTO DE LOS TIEMPOS DE INCUBACIÓN Y LA P4 SOBRE LA MOTILIDAD PROGRESIVA DE LOS ESPERMATOZOIDES DE 
PERRO. ....................................................................................................................................................... 89 
GRÁFICA R8. EFECTO DE LOS TIEMPOS DE INCUBACIÓN Y LA P4 SOBRE LA INTEGRIDAD DE LA MEMBRANA PLASMÁTICA DE LOS 
ESPERMATOZOIDES DE PERRO. ........................................................................................................................ 90 
GRÁFICA R9. EFECTO DE LOS TIEMPOS DE INCUBACIÓN Y LA P4 SOBRE LOS ESPERMATOZOIDES DE PERRO NO CAPACITADOS Y CON 
ACROSOMA INTACTO (PATRÓN F). .................................................................................................................... 91 
GRÁFICA R10. EFECTO DE LOS TIEMPOS DE INCUBACIÓN Y LA P4 SOBRE LOS ESPERMATOZOIDES DE PERRO CAPACITADOS Y CON 
ACROSOMA INTACTO (PATRÓN B). .................................................................................................................... 92 
GRÁFICA R11. EFECTO DE LOS TIEMPOS DE INCUBACIÓN Y LA P4 SOBRE LOS ESPERMATOZOIDES DE PERRO CON REACCIÓN 
ACROSOMAL (PATRÓN AR).............................................................................................................................. 93 
GRÁFICA R12. EFECTO DE LOS TIEMPOS DE INCUBACIÓN Y LA P4 SOBRE LA INTEGRIDAD DEL ACROSOMA DE LOS 
ESPERMATOZOIDES DE PERRO. ........................................................................................................................ 94 
GRÁFICA R13. CURVA DE ENFRIADO: DESCENSO DE TEMPERATURA DESDE EL INICIO DEL ENFRIADO HASTA LLEGAR A 5°C. ........ 96 
GRÁFICA R14. CURVA DE ENFRIADO: DESCENSO DE TEMPERATURA DE 5°C HASTA LLEGAR A -5°C. ...................................... 96 
GRÁFICA R15. EFECTO DE LA INCUBACIÓN DE LOS ESPERMATOZOIDES DE PERRO ENFRIADOS A 5°C (PREVIO A LA CONGELACIÓN) 
SOBRE LA INTEGRIDAD DE LA MEMBRANA PLASMÁTICA (MPI) ANTES Y DESPUÉS DE LA ADICIÓN DE IONÓFORO DE CALCIO (ICA) 
Y PROGESTERONA (P4) PARA LA INDUCCIÓN DE LA REACCIÓN ACROSOMAL. ............................................................. 98 
GRÁFICA R16. EFECTO DE LA INCUBACIÓN DE LOS ESPERMATOZOIDES DE PERRO ENFRIADOS A -5°C (PREVIO A LA CONGELACIÓN) 
SOBRE LA INTEGRIDAD DE LA MEMBRANA PLASMÁTICA (MPI) ANTES Y DESPUÉS DE LA ADICIÓN DE IONÓFORO DE CALCIO (ICA) 
Y PROGESTERONA (P4) PARA LA INDUCCIÓN DE LA REACCIÓN ACROSOMAL. ............................................................. 99 
GRÁFICA R17. PORCENTAJE DE ESPERMATOZOIDES CON MEMBRANA PLASMÁTICA INTACTA, DE AMBOS TRATAMIENTOS DE 
ENFRIADO (5°C Y -5°C), DURANTE LA INCUBACIÓN ANTES Y DESPUÉS DE LA ADICIÓN DE IONÓFORO DE CALCIO (ICA) Y 
PROGESTERONA (P4) PARA LA INDUCCIÓN DE LA REACCIÓN ACROSOMAL. .............................................................. 100 
GRÁFICA R18. EFECTO DE LA INCUBACIÓN DE LOS ESPERMATOZOIDES DE PERRO ENFRIADOS A 5°C (PREVIO A LA CONGELACIÓN) 
SOBRE LA INTEGRIDAD DEL ACROSOMA (AI) ANTES Y DESPUÉS DE LA ADICIÓN DE IONÓFORO DE CALCIO (ICA) Y 
PROGESTERONA (P4) PARA LA INDUCCIÓN DE LA REACCIÓN ACROSOMAL. .............................................................. 101 
GRÁFICA R19. EFECTO DE LA INCUBACIÓN DE LOS ESPERMATOZOIDES DE PERRO ENFRIADOS A -5°C (PREVIO A LA CONGELACIÓN) 
SOBRE LA INTEGRIDAD DEL ACROSOMA (AI) ANTES Y DESPUÉS DE LA ADICIÓN DE IONÓFORO DE CALCIO (ICA) Y 
PROGESTERONA (P4) PARA LA INDUCCIÓN DE LA REACCIÓN ACROSOMAL. .............................................................. 102 
GRÁFICA R20. PORCENTAJE DE ESPERMATOZOIDES CON ACROSOMA INTACTO, DE AMBOS TRATAMIENTOS DE ENFRIADO (5°C Y -
5°C), DURANTE LA INCUBACIÓN ANTES Y DESPUÉS DE LA ADICIÓN DE IONÓFORO DE CALCIO (ICA) Y PROGESTERONA (P4) 
PARA LA INDUCCIÓN DE LA REACCIÓN ACROSOMAL. ............................................................................................ 103 
 
 
 
VII 
Índice de Tablas 
TABLA 1. PESO CORPORAL, PESO TESTICULAR, EFICACIA ESPERMATÓGENA Y PRODUCCIÓN DIARIA DE 
ESPERMATOZOIDES EN EL PERRO . ................................................................................................... 6 
TABLA 2. PARÁMETROS REPRODUCTORES DEL PERRO . .......................................................................... 12 
TABLA 3. PARÁMETROS ADICIONALES PARA LA VALORACIÓN NORMAL DEL SEMEN DE PERRO . ..................... 20 
TABLA 4. DEFECTOS PRIMARIOS Y SECUNDARIOS DE LOS ESPERMATOZOIDES EN EL PERRO ....................... 24 
TABLA 5. CLASIFICACIÓN MORFOLÓGICA DEL ESPERMATOZOIDE DE CANINO .............................................. 25 
TABLA 6. CARACTERÍSTICAS DEL SEMENEN EL PERRO ........................................................................... 26 
TABLA 7. CONSECUENCIAS DE LA CONGELACIÓN . ................................................................................... 44 
TABLA 8. IMPLICACIONES EN LA FUNCIONALIDAD ESPERMÁTICA ............................................................... 44 
TABLA 9. EDAD Y RAZA DE LOS PERROS UTILIZADOS EN LA ETAPA 1 DEL EXPERIMENTO. ............................. 57 
TABLA 10. EDAD Y RAZA DE LOS PERROS UTILIZADOS EN LA ETAPA 2 DEL EXPERIMENTO. ........................... 57 
TABLA R1. CARACTERÍSTICAS DEL SEMEN FRESCO EMPLEADO PARA LA ETAPA DE CRIOCONSERVACIÓN. ..... 95 
TABLA R2. EFECTO AL DESCONGELADO A 2 TEMPERATURAS BLANCO (5°C Y -5°C) DE LA MUESTRA DILUIDA 
(1:3) SOBRE MOTILIDAD PROGRESIVA (MP), FLUIDEZ DE LA MEMBRANA (MC540), INTEGRIDAD DEL 
ACROSOMA (AI), ESTADO DE CAPACITACIÓN: CTC (F,B Y AR), E INTEGRIDAD DE LA MEMBRANA 
PLASMÁTICA (MPI). ...................................................................................................................... 97 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
VIII 
Resumen 
Con el avance de la tecnología se ha presentado un creciente interés en el área de la reproducción 
de los perros reproductores y de exposición. El aumento que ha experimentado la utilización de 
semen crioconservado hace necesaria la investigación de los efectos que genera el proceso de 
crioconservación sobre los espermatozoides. El objetivo de este trabajo fue comparar el efecto de 
los inductores de la reacción acrosomal: ionóforo de calcio A23187 (ICa) y progesterona (P4) sobre 
los espermatozoides de perro al descongelado. Para este trabajo se utilizaron 33 eyaculados en total 
(18 eyaculados para la primera etapa y 15 para la segunda etapa). Cada eyaculado se diluyó (1:1 
v/v) en un medio de transporte (a base de TRIS, ácido cítrico-glucosa, kanamicina) para llevarlo al 
laboratorio 2 de la UIM de la FESC. La primera etapa, consistió en incubar los espermatozoides 
frescos a diferentes tiempos adicionando ICa y P4 para su evaluación; al llegar el semen, se 
centrifugó, se retiró el sobrenadante y se resuspendió en medio TALP. Previo a esta diluición se 
evaluó la motilidad masal (MM), una parte de la muestra se diluyó (1:6 v/v) y a partir de ésta se 
realizaron las pruebas de motilidad progresiva (MP), viabilidad y morfología con la tinción eosina-
nigrosina (EN), además de las pruebas con tinciones fluorescentes: SYBR14/IP para la integridad de 
la membrana plasmática, la prueba de la CTC para el estado de capacitación espermática y lectinas 
(PSA) para evaluar la integridad del acrosoma. El resto de la muestra (alícuotas) fue incubada a 
38°C en una atmósfera de 5% de CO2 y se evaluó a las 0, 2, 4 y 6 horas, además adicionando ICa o 
P4. El tiempo 4 horas de incubación fue considerado el idóneo tomando como referencia el 
porcentaje de espermatozoides con reacción acrosomal y los patrnes de la prueba de CTC que 
indican el estado de capacitación de los espermatozoides. La segunda etapa consistió en la 
crioconservación del semen, a su llegada al laboratorio se centrifugó, se retiró el sobrenadante y se 
resuspendió en un diluyente a base de TRIS, yema de huevo, y 3% de glicerol (EYT). Se evaluó con 
las pruebas antes mencionadas, y además la fluidez de la membrana plasmática con merocianina 
(MC-540). Los espermatozoides fueron enfriados lentamente de 24 a 5°C, posteriormente se les 
adicionó EYT con 7% de glicerol para obtener una concentración final de 5% de glicerol. 
Posteriormente se envasaron los espermatozoides en pajillas de plástico de 0.5 mL; las enfriadas a 
5°C fueron expuestas a vapores de nitrógeno por 15 minutos, las marcadas para -5°C fueron 
sumergidas en hielo salino (a -12°C) hasta llegar a -5°C y enseguida se expusieron a vapores de 
nitrogéno 15 minutos; ambos tratamientos fueron congelados y almacenados en nitrógeno líquido 
por al menos una semana. La tercera etapa consistió en la descongelación, evaluación e incubación 
de los espermatozoides a determinado tiempo, además de la adición de ICa y P4, para ambos 
tratamientos de enfriado pre-congelación. Las pajillas fueron descongeladas en baño maría a 37°C 
por 30 segundos. Se realizó una dilución 1:3 (v/v espermatozoides diluidos/PBS) y se evaluó la 
supervivencia espermática con las pruebas antes mencionadas. Al descongelado la supervivencia 
espermática fue similar en los dos tratamientos de enfriado pre-congelación. La única variable 
distinta entre ellos fue la fluidez de la membrana plasmática, correspondiendo el valor menor 
(P<0.05) al tratamiento de -5°C. El resto de cada pajilla se centrifugó para sustituir el medio de 
congelación por medio TALP, los espermatozoides se incubaron por 4 horas en las condiciones 
antes citadas y después por 30 minutos con ICa y P4, a cada alícuota se le evaluó la integridad de la 
membrana y del acrosoma. No hubo diferencias en el porcentaje de espermatozoides con reacción 
acrosomal entre tratamientos de enfriado. En conclusión, el enfriado lento a -5°C, previo a la 
congelación no mejoró la supervivencia de los espermatozoides de perro al descongelado, pero si 
tuvo un efecto positivo sobre la fluidez de la membrana plasmática. La adición de ICa y P4 tuvo un 
efecto significativo sobre la velocidad de capacitación y reacción acrosomal de los espermatozoides 
frescos y descongelados, pero no por el tratamiento de enfriado pre-congelación a 5°C y -5°C. mm
 
 
1 
1. Introducción 
La domesticación de animales ha sido un fenómeno común en la historia del ser humano. Estudios 
recientes indican que el primer proceso de domesticación en el perro se remonta aproximadamente 
hace 30 mil años. Primero, el perro, después los borregos y las cabras, y más tarde los guajolotes y 
el ganado vacuno hasta llegar a la actualidad, cuando existe gran cantidad de especies domésticas 
distribuidas en todos los rincones del planeta (Valadez, 2003a). 
 
Una vinculación y arraigo tan poderoso del perro hacia lo humano lo convierte en un elemento 
cultural de primer orden; cuando se trata de reconocer la propia naturaleza del ser humano. El perro 
es una especie que desde hace muchos milenios, es un reflejo directo de las culturas en donde 
existe, de la gente con las que convive, así como del ámbito familiar. De esta forma el estudio y 
conocimiento que se deriva de ello se convierte en un interesante banco de información para su uso 
en diversas ciencias (Mendoza y Valadez, 2005). 
 
El perro, en sentido estricto, no fue domesticado en territorio mexicano, pero definitivamente formó 
parte de la fauna doméstica que caminó en casas y milpas prehispánicas. Los estudios de biología 
molecular han demostrado que este cánido se derivó del lobo gris (Canis lupus) euroasiático, y que 
arribó al continente americano hace más de 10 mil años, junto con las diversas oleadas de humanos 
cazadores-recolectores que deambularon en el noreste de Siberia y Alaska (Valadez, 2003a). 
 
A lo largo de la historia el perro ocupa un lugar muy importante, ya que ha desempeñado no solo el 
papel de compañero, si no que ha sido utilizado como una especie de índole místico-religioso en 
diversas culturas (Valadez, 2003b), con funciones zootécnicas como perros de caza, entrenamiento 
en distintas capacidades y destrezas, para trabajos de guardia y protección, búsqueda y rescate de 
personas extraviadas, búsqueda y detección de enervantes y explosivos, para rastreo en contra del 
narcotráfico y el crimen organizado, como perros guía para invidentes, exposiciones de actitudes y 
belleza, entre otros (Payró, 2004). 
 
En el área de investigación el perro cumple un papel determinante ya que se utiliza para conocer 
más acerca de la propia especie, además de ser un ámbito de interés ya que el perro podría ser un 
modelo de estudio en el laboratorio para mejorar la fertilidad o preservar gametos de especies en 
 
 
2 
peligro de extinción a nivel mundial; como ejemplos de esto se puedenmencionar entre otros, al lobo 
ártico (Canis lupus), el lobo de Etiopía (Canis simesis), el lobo mexicano (Canis lupus baileyi), o el 
zorro rosado (Vulpes macrotis mutica) de San Joaquín (Manosalva et al., 2005). 
 
Con el avance de la tecnología se ha presentado un creciente interés por el área de reproducción en 
los perros reproductores y de exposición. En la actualidad la inseminación artificial se realiza con 
semen fresco, refrigerado o congelado, esta práctica se ha incrementado considerablemente, 
usándose especialmente el semen fresco o refrigerado, mientras que con el semen congelado se 
busca conservar y manejar la calidad genética de razas caninas (Linde-Forsberg, 1995). 
 
La utilización de la inseminación artificial y la criopreservación del semen en caninos abren 
diferentes perspectivas en relación a la transferencia de material genético entre diferentes regiones, 
aumentando la variabilidad genética y la mayor utilización de machos con mejores características 
(De los Reyes, 2011). 
 
El aumento que ha experimentado la utilización de semen crioconservado, hace necesario 
investigar los efectos que genera el proceso de crioconservación sobre los espermatozoides, los 
cuales se traducirían en una disminución de su capacidad fecundante. En este contexto, cobran 
importancia los estudios que permitan determinar los daños en la función espermática causados por 
las bajas temperaturas y que puedan afectar los procesos involucrados en la interacción gamética y 
fecundación (De los Reyes, 2011). 
 
Además, el impacto del macho sobre la fertilidad y la genética ha hecho que se ponga mayor énfasis 
en la evaluación de sementales llevando a cabo investigaciones para evaluar el potencial 
reproductivo de éstos, siendo la formación de espermatozoides, la capacitación espermática y la 
fertilización las más importantes. Por esta razón, los estudios de fertilidad in vitro son muy valiosos, 
ya que al desarrollar pruebas objetivas, tales como el ionóforo de calcio y la progesterona 
(inductores de la reacción acrosomal), nos permitirán estimar la probabilidad de que los 
espermatozoides sean capaces de fertilizar un ovocito de manera indirecta (Rangel, 2012). 
 
 
 
 
3 
2. Marco Teórico 
2.1 Anatomía del aparato reproductor del macho en la especie canina 
2.1.1 Testículos 
Los testículos representan el órgano reproductivo principal del macho. Su función además de 
producir los gametos masculinos (espermatozoides), generan una serie de hormonas esteroideas. 
La principal diferencia con las gónadas femeninas, es que todos los gametos potenciales no están 
presentes desde el nacimiento, sino que las células germinales masculinas sufren continuas 
divisiones durante toda la vida reproductiva del animal (Hewitt, 2000). 
 
En todas las especies animales, con independencia de sexo final del embrión, en el feto las gónadas 
primitivas migran hasta situarse cerca de los riñones. En este estadio no se puede identificar un 
testículo de un ovario, y sólo cuando puede establecerse esta diferenciación es cuando empieza a 
desarrollarse el epidídimo, el conducto deferente y las estructuras que formarán al aparato 
reproductor masculino en su totalidad (Hewitt, 2000; Vázquez et al., 2000). 
 
En las diferentes especies domésticas está perfectamente establecido que los testículos descienden 
hasta el escroto a determinada edad; sin embargo, en la especie canina no hay unanimidad a la hora 
de determinar cuáles son las condiciones necesarias para que los testículos se sitúen en el escroto. 
La teoría más ampliamente aceptada es que los testículos atraviesan el canal inguinal alrededor del 
cuarto día de vida (Allen, 1992) y se localizan en el interior del escroto entre los 10-14 días de nacido 
(Burke, 1986). No obstante, en otros estudios se defiende que el descenso testicular puede 
completarse durante el estadio fetal y prolongarse hasta los 6-8 meses de edad sin que esto 
represente una patología (Hewitt, 2000). El testículo debe migrar por el canal inguinal hasta el 
escroto; este fenómeno se produce cuando se desarrolla en el polo caudal del testículo un cordón 
mesenquimatoso, de apariencia gelatinosa, que se extiende de la pared inguinal del feto hasta el 
testículo del lado correspondiente y que recibe el nombre de gubernáculum (Ruberte y Sautet, 1998; 
Sandoval, 2000). La finalidad de esta migración es depositar el testículo en el interior del escroto 
envuelto por una bolsa de peritoneo que es la túnica vaginal (Hewitt, 2000), para finalmente adquirir 
una posición intraescrotal normal (Allen, 1992). Cuando el descenso testicular no se completa, 
quedando uno o ambos testículos retenidos a nivel inguinal o abdominal, se desarrolla una patología 
llamada criptorquidia, situación relativamente frecuente en la especie canina (Batista et al., 2000). 
 
 
4 
La morfología del testículo es ovoide y el eje mayor se encuentra en posición horizontal (Allen, 
1992). Aunque en la especie canina presenta una gran variedad de formas y tamaños, se acepta 
que el tamaño medio de los testículos de un perro de raza mediana es de 3 x 2 x 1.5 cm, existiendo 
una relación entre la masa corporal y el tamaño testicular (Hewitt, 2000; Johnston et al., 2001). El 
testículo se encuentra constituido básicamente por una masa parenquimatosa perfectamente 
mantenida por un armazón o estroma de tejido conectivo fibroso, cuya fracción más densa y 
compacta es la túnica albugínea. Esta estructura parenquimatosa también representa el soporte 
necesario para los plexos nerviosos y el sistema vascular responsable de la nutrición del órgano 
(Ruberte y Sautet, 1998; Vázquez et al., 2000). 
 
Desde la túnica albugínea se proyectan una serie de septos hacia el interior del testículo, cuya 
función es la de separar a los lobulillos parenquimatosos. Estos lobulillos se juntan hacia el centro 
del testículo, a nivel del mediastino, y su función es sustentar la red testicular (Sandoval, 2000), la 
cual está formada por una serie de conductos anastomosados a nivel del mediastino, que se 
interponen entre los túbulos seminíferos y los conductos deferentes que, a nivel de la cabeza del 
epidídimo, confluyen en el conducto epididimario (Christiansen, 1984; Frandson y Spurgeon, 1995). 
 
El parénquima se reagrupa en los espacios interseptales como lobulillos testiculares y cada uno de 
ellos está constituido por un pequeño número de túbulos seminíferos y de tejido intersticial 
(Sandoval, 2000). La espermatogénesis tiene lugar en los túbulos seminíferos que vierten los 
espermatozoides en la red testicular para conducirlos hasta el epidídimo que se encuentra en el 
exterior del testículo (Allen, 1992). Los túbulos seminíferos comienzan en la periferia del lobulillo 
intersticial como túbulos contorneados, largos y muy tortuosos y se transforman en túbulos 
seminíferos rectos antes de terminar en la red testicular (Figura 1). Adyacentes a la membrana 
basal de los túbulos seminíferos existe una densa capa de células espermatogenéticas mantenidas 
por otras células no germinales llamadas células de Sertoli (Sandoval, 2000). El tejido intersticial, 
donde se sitúan las células de Leydig que se encargan de sintetizar la testosterona, constituye la 
fracción extratubular del parénquima testicular y se agrupa en lóbulos testiculares adyacentes 
(Hewitt, 2000; Sandoval, 2000; Vázquez et al., 2000). 
 
 
 
 
5 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 1. Sección longitudinal esquemática de un testículo y epidídimo. 1. Túnica albugínea; 2. 
Mediastino; 3 Túbulos seminíferos; 4. Túbulos rectos; 5. Red testicular (rete testis); 6. Ductillos deferentes; 6´ Conducto 
epididimario; 7. Conducto deferente; 8. Cabeza del epidídimo; 9. Cuerpo del epidídimo; 10. Cola del epidídimo; 11. Plexo 
pampiniforme (Tomada de Dyce et al., 2012). 
 
El tamaño de los testículos es un rasgo importante de heredabilidad alta a media que nos da una 
estimaciónbastante exacta de la cantidad de parénquima productor de espermatozoides que hay en 
su interior. Debido a la influencia del tamaño, existe un amplio intervalo de producción diaria de 
espermatozoides entre las distintas especies domésticas, incluído el perro (Tabla 1). 
 
Dentro de la misma especie, tanto la raza como el individuo determinan el tamaño de los testículos y 
por tanto influyen sobre la producción espermática diaria. El tamaño de los testículos como ya se 
mencionó anteriormente tiene que ver con la especie y la raza pero también con la edad y el índice 
del estado corporal. Cada gramo de parénquima testicular normal produce la misma cantidad de 
espermatozoides de acuerdo con la especie, por consiguiente, los machos con testículos más 
grandes producirían más espermatozoides que los de la misma especie y edad que los tienen más 
pequeños (Bradley, 2014). 
 
 
 
6 
Tabla 1. Peso corporal, peso testicular, eficacia espermatógena y producción diaria de 
espermatozoides en el perro (Adaptada de Bradley, 2014). 
Peso corporal 
(Kg) 
Peso de ambos 
testículos (g) 
Eficacia espermatógena a Producción diaria de 
espermatozoides(x109) b 
15 30 17 0.5 
Espermatozoides producidos por gramo de parénquima testicular (x106) a. 
Espermatozoides producidos diariamente por ambos testículos b. 
 
 
2.1.2 Epidídimo 
Es un conducto de gran longitud que se encuentra fuertemente enrollado sobre sí mismo. 
Estructuralmente se pueden diferenciar perfectamente tres porciones (Allen, 1992): 
 
a) Cabeza. Situada en el borde cráneo-lateral del testículo y difícilmente puede palparse. 
b) Cuerpo. Se sitúa sobre la superficie dorso-lateral. 
c) Cola. Se localiza sobre el polo dorso-caudal, se palpa fácilmente en un perro sano normal y es una 
pequeña protuberancia. 
 
La estructura anatómica más relevante desde el punto de vista reproductivo es la cola del epidídimo, 
ya que actúa como reservorio de espermatozoides hasta que se produce la eyaculación y 
desemboca en una estructura tubular recta que es el conducto deferente que también cumple 
funciones de almacenamiento de espermatozoides (Ruberte y Sautet, 1998; Hewitt, 2000). 
 
Los espermatozoides maduran a lo largo de su paso por el epidídimo; en la especie canina, este 
periodo es de aproximadamente 14 días (Allen, 1992). Se describen la presencia de unas células 
llamadas espermiófagos en el testículo y en el propio epidídimo, cuya función sería fagocitar a los 
espermatozoides no eyaculados facilitando así su destrucción y posterior reabsorción (Illera, 1984). 
 
2.1.3 Cordón espermático 
Es una estructura que se extiende entre el testículo y la pared abdominal. Está constituido por cuatro 
componentes (Allen, 1992; Hewitt, 2000): 
 
a) Conducto deferente. Esta estructura se extiende por el interior del saco vaginal y se 
encarga del transporte espermático desde la cola del epidídimo hasta la uretra. Se dirige 
 
 
7 
dorsalmente y penetra en la cavidad abdominal junto con el paquete testicular; a partir de 
aquí se sitúa cranealmente al uréter y desemboca en la uretra a nivel de la próstata craneal. 
 
b) Músculo cremaster. Proviene del músculo oblicuo abdominal interno situado cerca del 
anillo inguinal externo y se une a la túnica vaginal en el testículo. Se encarga de modificar la 
distancia desde los testículos al abdomen para producir una correcta termorregulación. 
 
c) Arteria espermática o testicular. Se extiende a través del cordón espermático y se 
encarga de transportar sangre desde la aorta al testículo. 
 
d) Vena espermática o testicular. Esta vena se divide en un complejo de pequeñas venas en 
el interior del cordón espermático, rodeando a este nivel la arteria espermática. Su función 
es la de garantizar el retorno sanguíneo desde el testículo hasta la vena cava caudal y 
secundariamente, enfriar la sangre arterial, que evita un calentamiento excesivo del 
testículo. 
 
2.1.4 Uretra 
La uretra es un conducto cuya función es la de transportar tanto la orina como el semen. Se inicia en 
el cuello de la vejiga urinaria y se dirige caudalmente por el suelo de la pelvis atravesando la 
próstata; a este nivel, desembocan los conductos deferentes sobre su superficie dorsal. 
Caudalmente al isquion, la uretra penetra en el pene y se extiende sobre su cara caudoventral, 
transitando por el surco ventral del hueso peneano (Figura 2) (Allen, 1992; Ruberte y Sautet, 1998). 
 
 
 
 
 
 
8 
 
Figura 2. Vejiga urinaria, uretra y pene (en sección mediana) del perro. 1. Vejiga; 1´. Uréter izquierdo; 
2. Ducto deferente izquierdo; 3. Uretra; 4. Cuerpo cavernoso; 4´. Pilar izquierdo; 5. Hueso peneano; 6. Cuerpo 
esponjoso; 6´. Bulbo del pene; 7. Bulbo del glande; 7´. Porción larga del glande; 8. Prepucio; 9. Próstata (Adaptada de 
Dyce et al., 2012). 
 
2.1.5 Pene 
El pene posee un sustrato vascular de tejido eréctil (cavernoso y esponjoso) que garantiza la 
erección necesaria para la cópula. Además, también es el responsable de la forma y del grado de 
desarrollo del órgano genital, en el perro presenta una gran cantidad de tejido eréctil (Allen, 1992; 
Hewitt, 2000; Sandoval, 2000). En el pene se distinguen tres porciones: 
 
a) Raíz del pene. Es el extremo proximal del pene. Presenta dos pilares que se insertan en la 
superficie caudal del arco isquiático a cada lado de la sínfisis púbica. Cada uno de los 
pilares se continúa con un cuerpo cavernoso que rápidamente confluyen entre sí para 
formar el cuerpo del pene. La uretra se localiza centralmente al cuerpo, rodeada por el 
cuerpo esponjoso del pene que es una continuación del bulbo uretral que se sitúa entre los 
pilares (Frandson y Spurgeon, 1995; Sandoval, 2000). 
 
 
 
9 
b) Cuerpo del pene. Se sitúa entre la convergencia de los pilares y el glande. Su base 
anatómica son los cuerpos cavernosos. En el perro es corto, cilíndrico y poco aparente 
debido al escaso desarrollo de los cuerpos cavernosos (Sandoval, 2000). 
 
c) Glande del pene. Comienza con la unión con la mucosa prepucial y consta de (Allen, 1992; 
Sandoval, 2000): 
 
 Bulbo peneano. Es difícil de observar si no hay erección. Está constituido por tejido 
esponjoso, siendo una característica de la especie canina que la mayor cantidad de cuerpo 
esponjoso se encuentre formando parte del bulbo. En el momento de la erección, el bulbo adopta 
una forma más o menos esférica que se localiza en el cuarto proximal del pene cerca de la región 
testicular, siendo responsable del acoplamiento del pene en el interior de la vagina al momento del 
coito. 
 
 Porción larga del pene. Es cilíndrica y constituye las tres cuartas partes distales del glande. 
Termina en forma de punta en la abertura de la uretra, pero previamente presenta un inicio en forma 
de corona. 
 
 Hueso peneano. Es una osificación del extremo distal del cuerpo cavernoso. Se sitúa en el 
interior del glande, es ancho proximalmente y más estrecho distalmente, presentando un surco 
ventral donde se aloja la uretra. Junto al tejido esponjoso que lo rodea, es el que determina el 
tamaño del glande del pene del perro. 
 
La erección del pene en el perro, ocurre fundamentalmente por un aumento en la turgencia debido a 
que existe más entrada que salida de sangre, generando un aumento en la presión dentro del 
sistema circulatorio peneano (Figura 3). Para que este fenómeno ocurra se genera una 
vasodilatación arterial por estímulo de los nervios erectores del plexo pélvico y una reducción del 
drenaje venoso, motivado en parte por la compresión de las venas dorsales del pene entre el arco 
isquiático y el pene al contraerse los músculos isquiocavernosos (Ruberte y Sautet, 1998). En el 
momento de la erección, el pene aumenta de tamaño debido a la gran cantidad de tejido eréctil que 
posee (Figura 4). El bulbo del pene finaliza su erección completa después que la del glande debido 
a que es necesaria la presión que ejercen losmúsculos de la vulva y la vagina sobre el bulbo del 
 
 
10 
pene, evitando así que puedan separarse durante el coito hasta que el pene vuelva a ponerse flácido 
tras la eyaculación (Christiansen, 1984; Frandson y Spurgeon, 1995). 
 
 
Figura 3. Representación esquemática de la vascularización y los espacios sanguíneos (tejido 
eréctil) del pene del perro: en reposo (A) y en erección (B). 1. Vasos pudendos internos; 1´. Arteria del 
pene; 1´´. Ramas perineales; 2. Arteria del bulbo; 3. Arteria profunda del pene; 4. Arteria dorsal del pene; 5. Cuerpo 
esponjoso; 6. Cuerpo cavernoso; 7. Bulbo del glande; 7´. Parte larga del glande (Tomada de Dyce et al., 2012). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
11 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 4. Disección profunda de los órganos reproductores externos del perro. 1. Ligamento 
sacrotuberoso; 2. Vasos glúteos caudales; 3. Vasos pudendos internos; 4. Ano; 5. Uretra pélvica; 6. Bulbo del pene 
rodeado por el músculo bulboesponjoso; 7. Músculo isquiocavernoso sobre el pilar izquierdo; 8. Cuerpo del pene; 9. 
Bulbo; 9´. Porción larga del glande; 10. Cordón espermático; 11. Testículos en el escroto; 12. Arteria y vena dorsales del 
pene; 13. Linfonodos inguinales superficiales y vasos epigástricos superficiales caudales; 14. Vasos femorales (Tomada 
de Dyce et al., 2012). 
 
2.1.6 Prepucio 
El prepucio cubre completamente al pene cuando no se encuentra erecto. Su cara externa se 
encuentra revestida por piel mientras que la cara interna está conformada por una mucosa que se 
continúa con la mucosa del glande peneano (Allen, 1992). 
 
2.1.7 Glándulas Accesorias 
2.1.7.1 Próstata 
Es una glándula simétrica, bilobulada mediante un septo intermedio. Representa la única glándula 
que anatómicamente es significativa en el perro y se localiza en el borde craneal de la pelvis. La 
uretra atraviesa completamente la pelvis para llegar a la base del pene, sin embargo los conductos 
deferentes únicamente atraviesan una porción de la próstata antes de penetrar dorsalmente en la 
 
 
12 
uretra. El tamaño de la próstata es variable en función del peso, raza y edad del animal (Allen, 1992; 
Hewitt, 2000). En los perros, la próstata se encarga de producir tanto la primera como la tercera 
fracción del eyaculado (Burke, 1986). El tiempo que tarda en expulsar la primera fracción oscila entre 
30 segundos y 1 minuto (Allen, 1992; Peña, 1997), mientras que la tercera tiene un tiempo de 
eliminación que varía entre los 3-30 minutos, debido a su mayor aporte al eyaculado (Allen, 1992; 
Peña, 1997). La función de la primera fracción es la de limpiar la uretra de los posibles restos de 
orina, mientras que la tercera fracción tiene la función de aportar volumen al eyaculado asegurando 
de esta forma el ascenso de los espermatozoide por la vagina; así mismo ambas fracciones cumplen 
una función bactericida (Allen, 1992). 
 
2.1.7.2 Ampolla 
No tiene significado anatómico en el perro, actúa como reservorio de espermatozoides en el 
conducto deferente antes de desembocar en la uretra (Hewitt, 2000). 
 
De manera general, Bradley (2014), resume los parámetros reproductores del perro de la siguiente 
manera (Tabla 2): 
 
Tabla 2. Parámetros reproductores del perro (Adaptada de Bradley, 2014). 
Orientación 
de los 
testículos 
Ampollas Vesícula 
seminal 
Bulbouretra Próstata Tipo de 
pene 
Depósito 
del semen 
Horizontal + - - + Vascular Vagina 
 
2.2 Gametogénesis en el perro 
2.2.1 Espermatogénesis 
La gametogénesis comienza ya en el estadio fetal donde las células primordiales se diferencian en 
gonocitos que sufrirán procesos de mitosis durante la vida fetal como en la prepuberal, a este nivel, 
es cuando se diferencian en espermatogonias, momento en el cual se detiene el desarrollo de las 
células germinales a nivel de los túbulos seminíferos, hasta que comience la pubertad (Allen, 1992; 
Hewitt, 2000). 
 
El proceso de formación de los espermatozoides en los túbulos seminíferos comienza 
aproximadamente a los 4 meses de edad y dura unas 8 semanas (McDonald y Pineda, 1989), si 
 
 
13 
bien, la aparición de los primeros espermatozoides en el eyaculado no se define hasta los 10-12 
meses de edad. Hay autores que definen que las células de Leydig no completan su maduración 
hasta los 5 meses, pudiendo encontrar espermatozoides en los túbulos seminíferos sobre los 6-7 
meses de edad (Hewitt, 2000). La espermatogénesis se ve alterada cuando la temperatura testicular 
es muy alta, por lo que se dispone de una serie de estructuras (saco escrotal, músculo cremaster, 
túnica dartos, vasos sanguíneos en el cordón espermático) que garantizan la temperatura idónea 
(entre 2°C y 6°C por debajo de la temperatura corporal) para que este proceso pueda tener lugar, ya 
que a temperatura fisiológica del animal (38.5-39.5°C en el caso del perro) es imposible (Allen, 1992; 
Hewitt, 2000; Bradley, 2014). 
 
2.2.2 Espermatocitogénesis 
Es la primera fase de la espermatogénesis, en la cual las espermatogonias (tipo A) localizadas en la 
membrana basal de los túbulos seminíferos sufren procesos de mitosis que consiste en la 
producción cíclica de espermatogonias intermedias, tipo B y espermatocitos primarios. Se sabe que 
existe una reserva de espermatogonias en estado de latencia que son extremadamente resistentes a 
las agresiones por radiaciones y toxinas, incluso sobrevivir en traumatismos graves en los testículos 
(Allen, 1992; Hewitt, 2000). Está descrito que en la especie canina, cada espermatogonia es capaz 
de producir un total de 64 a 96 espermatozoides (McDonald y Pineda, 1989). 
 
Los espermatocitos primarios sufren procesos de meiosis I, posteriormente para dar lugar a los 
espermatocitos secundarios se produce el proceso de meiosis II. Finalmente, éstos se convierten en 
espermátidas esféricas que contienen la mitad de los cromosomas (2n) (Allen, 1992; Hewitt, 2000). 
 
2.2.3 Espermiogénesis 
En esta fase, las espermátidas esféricas se transforman en espermátidas que serán liberadas al 
lumen de los túbulos seminíferos como espermatozoides (Figura 5) (Allen, 1992). Para que ocurra la 
transformación es necesario que ocurra un complejo reagrupamiento de los orgánulos de las 
espermátidas que darán lugar a los espermatozoides. Básicamente, el núcleo pasa a ser la cabeza, 
el aparato de Golgi da origen al acrosoma y las mitocondrias y los centriolos darán lugar al desarrollo 
de la cola. Las células de Sertoli, que se sitúan sobre la membrana basal de los túbulos seminíferos, 
 
 
14 
retienen la mayor parte del citoplasma; de esta forma participan en la regulación del paso de 
espermátidas maduras a espermatozoides (Allen, 1992; Hewitt, 2000). 
 
 
Figura 5. Diagrama de la espermatogenia (Adaptada de McDonald y Pineda, 1989). 
 
2.2.4 Espermiación 
Esta fase consiste en la liberación de los espermatozoides desde el compartimento adluminal de los 
túbulos seminíferos hasta el lumen y donde el citoplasma restante es fagocitado por las células de 
Sertoli (Allen, 1992; Hewitt, 2000; Gartner y Hiatt, 2008). 
 
 
15 
2.3 Recolección del semen de perro 
Las razones para la recolección de semen de un perro incluyen la inseminación artificial, 
criopreservación u objetivo diagnóstico. El método específico para la recolección de semen de perro 
depende para que vaya ser usado. Solo la segunda fracción del eyaculado es utilizada para la 
inseminación artificial o la criopreservación. Sin embargo, las tres fracciones deberían ser evaluadas 
cuando los machos son presentados para análisis de validez de crianza o evidencia pública de 
enfermedades reproductivas (Kutzler, 2005). 
 
El método más común para la recolección de semen de perro es por manipulación digital 
(masturbación). Bajo condiciones ideales, este procedimiento es desempeñado en presencia de una 
perra en estro. La falta de una perra en estro disponibleno debería descartar automáticamente un 
intento en la recolección de semen de un perro (Kutzler, 2005). 
 
Para la recolección manual, se inicia tomando el pene del perro y masajeando vigorosamente a 
través del prepucio al nivel del bulbo del glande por detrás de este, sosteniendo con una presión 
moderada y constante hasta una erección parcial (engrosamiento del bulbo del glande), rápidamente 
se retrae el prepucio caudalmente detrás del bulbo del glande, el pene se dirige ventralmente a un 
ángulo de 45° realizando una presión pulsátil sobre el bulbo. Las pulsaciones uretrales comienzan 
de forma casi inmediata y algunos perros muestran movimientos pélvicos (mínimo a exagerado) 
mientras se desarrolla la erección completa, una vez que el pene esté completamente erecto se rota 
180° en dirección dorsal, se debe seguir manteniendo una ligera presión por detrás del bulbo hasta 
que se presente la eyaculación (Figura 6) (Kutzler, 2005). Finalizada la recolección, se recomienda 
la aplicación de lubricantes no espermicidas para envainar el pene y que éste no presente lesiones 
mientras pierde la erección. 
 
 
16 
 
Figura 6. Manipulación manual para la recolección de semen en perros (Tomada de Kutzler, 
2005). 
 
El semen debe ser protegido de cambios abruptos de temperatura, agitación excesiva, agua, 
germicidas y detergentes. El semen canino no es afectado fácilmente por un choque frío como el 
semen de otras especies (por ejemplo bovinos, equinos). Sin embargo, el semen canino es afectado 
por el calor muy fácilmente. Para prevenir dañar el semen, éste debe mantenerse entre temperatura 
de cuarto (20°C) y temperatura corporal (37°C). El semen debe ser evaluado por color, volumen, 
motilidad, concentración y morfología (Kutzler, 2005). 
 
2.4 Características del semen de perro 
El eyaculado de perro presenta un amplio rango en cuanto a volumen y concentración debido a la 
gran variedad de tamaños y razas que hay hoy en día. El semen de perro está constituido por dos 
componentes; uno celular (espermatozoides) y uno líquido (plasma seminal), constituido 
principalmente por la secreción de la glándula prostática. El semen es eyaculado en tres fracciones: 
 
a) La primera fracción (pre-espermática o uretral) es pequeña en volumen y contiene de pocos a 
nada de espermatozoides. Es eliminada de forma rápida (entre 30 y 60 segundos), presenta un 
aspecto acuoso y transparente. Su principal función se considera que es la eliminación de orina 
residual y de posibles contaminantes presentes en la uretra (Peña, 1997; Root, 2007). 
 
 
17 
b) La segunda fracción (rica en espermatozoides) proviene de la cola del epidídimo con fluido 
prostático, su tiempo de emisión oscila entre 1-2 minutos, su aspecto es más o menos denso y su 
color oscila de blanco lechoso a blanco opalescente, dependiendo de la concentración (Peña, 1997; 
Root, 2007). 
 
c) La tercera fracción (prostática) consiste solamente de fluido prostático y contiene pocos 
espermatozoides o éstos están ausentes, su eliminación se prolonga entre 3-30 minutos. El aspecto 
que presenta es acuoso, transparente o ligeramente amarillento (Peña, 1997; Threlfall, 2005; Root, 
2007). 
 
2.4.1 Factores que influyen sobre las características seminales 
Frecuencia de recolección: No hay unanimidad a la hora de establecer unos patrones de 
recolección seminal en el perro. Hay autores que realizan recolecciones de 3-4 eyaculados totales 
por perro a la semana (Hay et al., 1997; Yildiz et al., 2000; Rigau et al., 2001). Sin embargo, en otros 
trabajos se defiende que es posible mantener una frecuencia de recogida de 2 eyaculados por perro 
cada 2 días, sin que se observe un marcado descenso de la calidad seminal (England, 1999). 
 
La mayoría de los autores recomiendan utilizar sólo el primer eyaculado, tanto para inseminar como 
para la refrigeración y/o la congelación seminal. Sin embargo, hay estudios en los que se trabaja con 
los dos eyaculados, con un intervalo de tiempo de 45-75 minutos entre el primero y segundo 
eyaculado, sin observar un descenso evidente de la calidad seminal (England 1993; Peña y Linde-
Forsberg, 2000a, b). 
 
Individuo y raza: Hay autores que han conseguido demostrar una aparente relación entre la raza y 
la calidad del segundo eyaculado. En el Pastor Alemán se obtiene un mayor volumen seminal y una 
mayor concentración total cuando se realiza una segunda recogida, en comparación con otras razas. 
El resto de los parámetros no se ven afectados pero la motilidad y la concentración/mL presentan 
valores inferiores a otras razas. Así mismo, las reservas espermáticas del epidídimo están influidas 
por el tamaño del animal (England, 1999). 
 
 
 
18 
Más recientemente, diferentes trabajos en la especie canina, han establecido diferencias individuales 
en la calidad seminal post-congelación, partiendo de individuos que en fresco presentaban 
parámetros seminales similares (Nöthling y Shuttleworth, 2005; Batista et al., 2006). 
 
Edad: En algunos trabajos se ha comprobado que la calidad seminal en animales menores de 6 
meses no es muy buena, describiendo que la motilidad, morfología y la concentración mejoran a 
partir de esa edad (Schubert y Seager, 1991). Asimismo, otros autores afirman que la pubertad en la 
especie canina se alcanza a los 9 meses, siendo a partir de esta edad cuando la calidad seminal es 
mejor (Hewitt, 2000). Por otro lado, hay estudios donde se ha determinado que la concentración 
seminal es peor en animales mayores de 4 años, siendo este efecto más marcado a partir de los 5 
años; sin embargo, no parece que el resto de los parámetros seminales sufra alteración alguna 
(Tello et al., 1988). 
 
Estado de ánimo: En la especie canina es fundamental que algunas distracciones, y/o 
procedimientos que inducen ansiedad sean eliminados o minimizados. Miedo y dolor evitan a un 
perro alcanzar una buena erección y por consiguiente una eyaculación (Kutzler, 2005). 
 
Salud: Procesos patológicos, como enfermedades sistémicas, infecto-contagiosas o parasitarias 
pueden producir una disminución de la calidad del semen. 
 
Alimentación: Perros obesos o bajos de peso afectan la calidad del semen, así como una mala 
nutrición del mismo. 
 
Ambiente/Alojamiento: Factores como frío, corrientes de aire, humedad y calor también influyen en 
las características seminales. 
 
2.5 Evaluación de las características del semen de perro 
La evaluación del semen antes, durante y después de los procesos de conservación ha sido la base 
del desarrollo de los métodos de preservación seminal en los laboratorios de investigación (Saacke, 
1983). 
 
 
19 
La evaluación del semen consiste en determinar la apariencia, volumen, concentración, motilidad y 
porcentaje de espermatozoides normales, entre otras; siendo estos los parámetros más importantes 
en la toma de decisiones que conciernen para el procesamiento del eyaculado, como la dilución y 
congelación (Rodriguez-Martinez et al., 1997). 
 
2.5.1 Evaluación Macroscópica 
Volumen: Este parámetro varía en función de la raza, edad y estado fisiológico del perro, método de 
recolección, estado nutricional, frecuencia de la recolección, líbido, época del año y peso del macho. 
El volumen del eyaculado se valora por observación directa en el tubo colector graduado que se 
utiliza al momento de la recolección (Farstad, 2000b). 
 
Los valores promedio para un perro de raza mediana son aproximadamente 1 a 2 mL para la 
primera y segunda fracción y unos 4-8 mL para la tercera (Freshman, 2002). Sin embargo, lo más 
frecuente es que en función de la raza y el perro, se obtengan volúmenes de entre 0.1-2 mL en la 
primera fracción, 0.2-4 mL en la segunda y 1-30 mL para la tercera fracción (Threlfall, 2005). 
 
Color: Un semen de buena calidad presenta un color blanco lechoso; si se observara un color 
amarillo denotaría la presencia de orina o pus, verde es congruente con pus, mientrasque si es rojo 
o marrón sería indicativo de sangre fresca o hemolizada, respectivamente. Las causas más 
comunes de sangre en el semen incluyen enfermedad prostática o daño en los vasos sanguíneos 
del pene. La cantidad de sangre vista en casos clínicos no afecta la motilidad de los 
espermatozoides de perro hasta 6 horas de contacto con la misma. Este parámetro evalúa mediante 
la observación directa del semen en el tubo graduado (vidrio o plástico) utilizado para la recolección 
(England y Allen, 1992; Johnston et al., 2001; Kutzler, 2005; Threlfall, 2005). 
 
Consistencia: Dependiendo de la calidad del eyaculado en cuanto a concentración se refiere va 
desde un acuoso a cremoso-lechoso. Siendo de manera normal, la primera y tercera fracción acuosa 
y la segunda fracción cremosa-lechosa. 
 
Apariencia: Al igual que el parámetro anterior varía de acuerdo a la calidad (concentración) del 
eyaculado desde transparente hasta una alta turbidez (+++). 
 
 
20 
Presencia de Cuerpos Extraños: Un mal manejo al momento de la recolección en referencia al 
lugar o limpieza del pene y/o al recolectar el eyaculado puede contaminar la muestra. Por ejemplo 
con tierra, pelo, etc. 
 
2.5.2 Características Bioquímicas 
Osmolaridad: El valor medio de un eyaculado normal en perro es de una osmolaridad de 320 
mOsm (Peña, 1997). Las tres fracciones del eyaculado presentan valores de osmolaridad diferentes, 
siendo el valor medio para la primera fracción de 315 mOsm, para la segunda 308 mOsm y para la 
tercera 301 mOsm (Iguer-Ouada, 2001). 
 
pH: Los valores de pH para la primera fracción varia de 6.2 a 6.5, para la segunda fracción se sitúa 
entre 6.3 a 6.6 y para la tercera fracción los valores oscilan entre 6.5 y 7. El valor medio del pH del 
semen oscila entre 6.4 a 6.8 (Freshman, 2002; Root, 2007). 
 
2.5.3 Otras Características 
Otros parámetros mencionados por Feldman y Nelson (2000), en la evaluación del semen de perro 
son la citología seminal y la fosfatasa alcalina seminal (Tabla 3): 
 
Tabla 3. Parámetros adicionales para la valoración normal del semen de perro (Adaptada de 
Feldman y Nelson, 2000). 
Citología seminal: eritrocitos, células epiteliales, leucocitos, bacterias ocasionales. 
Fosfatasa alcalina: >5000 U/L 
 
Citología seminal: Los frotis de semen no diluido se tiñen con colorante de Wright o azul de 
metileno y se valoran en cuanto a la presencia de células inflamatorias y bacterias. No es raro 
encontrar una célula inflamatoria sana ocasional (es decir, neutrófilo, linfocito, macrófago, células 
plasmática), eritrocito o bacteria en el semen normal del perro como resultado de contaminación 
uretral del eyaculado. Además, son frecuentes las células epiteliales, sobre todo después de 
periodos prolongados de reposo sexual. Se considera anormal el hallazgo de cifras elevadas de 
estos tipos celulares. Las bacterias intracelulares o los cambios tóxicos en los neutrófilos apoyan la 
presencia de infección aunque su ausencia no lo descarta. La presencia de grandes números de 
eritrocitos indica hemorragia que suele originarse en la próstata o el pene. Las cifras grandes de 
células mononucleares indican orquitis inmunitaria y pueden encontrarse también neutrófilos junto 
con las células mononucleares (Feldman y Nelson, 2000). 
 
 
 
21 
Fosfatasa alcalina: En perros con azoospermia es necesario determinar la fosfatasa alcalina 
seminal, la cual se origina del epididímo del perro (Frenette et al., 1986) y es un marcador de la 
presencia de líquido epididimario en el eyaculado. Las concentraciones menores a lo normal (Tabla 
3), sugieren una obstrucción de flujo bilateral de los conductos deferentes o los epidídimos (Feldman 
y Nelson, 2000). 
 
2.5.4 Evaluación Microscópica 
Motilidad Progresiva: La motilidad es considerada el criterio más importante en la evaluación de 
fertilidad del macho, el objeto de su estimación es determinar la proporción de espermatozoides 
móviles y que se mueven progresivamente (Malmgren, 1997). La motilidad del espermatozoide es un 
factor crítico en el proceso de interacción de los gametos; una disminución en la velocidad y en la 
proporción de células móviles progresivas refleja lesiones celulares que pueden reducir las 
posibilidades de fecundación (Kjaestad et al., 1993). 
 
El valor normal de la motilidad del semen fresco en la especie canina se considera de entre 85-95%. 
Se considera que un valor por debajo del 80% de motilidad en semen fresco sería indicativo de una 
baja en la fertilidad (Threlfall, 2005). La mayoría de los autores indican que en un eyaculado con 
buena motilidad los valores son de entre el 70 y 90% (Peña y Linde-Forsberg, 2000a, b; Albarracín 
et al., 2004). 
 
Cuando el semen ha sido sometido a un procedimiento de refrigeración, la motilidad puede oscilar 
entre 20 y 80% (Iguer-Ouada, 2001); otros reportan valores del 79 al 93% y se considera que la 
motilidad después de un periodo de refrigeración es aceptable cuando presenta valores de entre el 
60 y 70% (Rota et al., 1995). 
 
En la motilidad post-congelación se describen valores entre 10 y 80% pero la calidad seminal se 
considera como buena cuando el valor de motilidad se sitúa por encima del 60% (Yildiz et al., 2000; 
Alamo et al., 2005); en algunos trabajos se considera aceptable el 50%. Aunque hay referencia a 
inseminaciones realizadas con semen descongelado que presentaba una motilidad ligeramente 
encima del 35% con un porcentaje de preñez del 80% (Farstad, 2000b). 
 
Concentración espermática: Habitualmente el modo de valoración de la concentración 
espermática se basa en realizar una dilución con solución salina formolada (Silva y Verstegen, 
 
 
22 
1995). Para la determinación de la concentración, se toma una muestra de esta dilución y se coloca 
en un hemocitómetro o cámara de Thoma-Neubauer (Figura 7), para finalmente observarse en un 
microscopio óptico a 400 aumentos (Rijsselaere et al., 2002; Threlfall, 2005). 
 
 
Figura 7. Esquema de la cámara de Neubauer vista a través de un microscopio. 
Hay nueve cuadrantes primarios de 1 mm2 (A) y 25 secundarios dentro del cuadrante principal central (B). Se 
contabilizan el número de espermatozoides por cuadrante (números 1 a 5 en B) de ambas cámaras, el total se divide 
entre dos y se multiplica x107 para así saber la concentración espermática (Tomada de Feldman y Nelson, 2000). 
H 
Los valores descritos en el perro en cuanto a concentración espermática tienen una enorme 
variación ya que no se puede comparar entre las razas, por lo que los valores oscilan entre 300-
2000 x 106 espermatozoides/mililitro (esp/mL), considerándose normal para un perro de tamaño 
mediano 300 x 106 esp/mL. Otro describen valores entre 200 a más de 2000 x 106 esp/mL (Farstad, 
2000b; Threlfall, 2005). 
 
Viabilidad: El procedimiento más utilizado para la viabilidad son las técnicas de tinción supravitales 
que permiten diferenciar los espermatozoides vivos de los muertos debido a la permeabilidad de la 
membrana plasmática a los colorantes supravitales; por lo tanto, aquellas células que presentan una 
membrana plasmática funcional no permiten el paso del colorante, mientras que si está alterada el 
colorante penetra en el interior de la célula y aparece teñida (Farstad, 2000a; Peña, 2004). 
 
 
 
23 
El método más tradicional es la tinción de eosina-nigrosina (EN), que también se utiliza para la 
valoración de morfoanomalías; pero algunos autores describen el uso de otras tinciones como la 
eosina-azul anilina, azul de Tripán o la prueba hipo-osmótica (HOST) (Rodríguez-Gil et al., 1994; 
Peña, 2004). 
 
El procedimiento para realizar la tinción de EN muestra una extensión donde aparecen células vivas 
de color blanco sobre un fondo púrpura, o teñidas de color rosa o morada si están muertas (Iguer-
Ouada y Verstegen, 2001). 
 
En la mayoría de los trabajos, se considera que un semen fresco es de una buena calidad cuandose 
observa un 90-95% de espermatozoides vivos (Silva y Verstegen, 1995; Silva et al., 1996; Ivanova-
Kicheva et al., 1997; Albarracín et al., 2004). En semen descongelado la viabilidad varía 
dependiendo del manejo de la muestra y de la susceptibilidad del eyaculado al congelado dando 
valores de un 20-50% de espermatozoides vivos. 
 
Morfología: El estudio de la morfología es un componente importante en la evaluación de la calidad 
seminal (Malmgren, 1997), indicadora del estado fisiológico o patológico de la producción 
espermática y del almacenamiento en los conductos extra-gonadales (Saacke, 1983). El hecho de 
que la fertilidad disminuya cuando el porcentaje de células anormales aumenta ha quedado 
establecido hace tiempo (Oettlé, 1993). 
 
La tinción más utilizada para valorar la morfología de los espermatozoides de las especies 
domésticas es la eosina y nigrosina (EN). Otras tinciones frecuentes que se usan combinadas para 
valorar viabilidad, con colorantes que permitan diferenciar el estado del acrosoma, por ejemplo el 
uso combinado de azul de Tripán y Giemsa o café Bismarck y rosa de Bengala, valorando viabilidad, 
morfoanomalías e integridad del acrosoma (Peña, 2004). 
 
Otras causas de morfoanomalías son el estrés asociado a inflamaciones localizadas a nivel genital, 
hipertermia, infecciones del aparato reproductor, disminución de la secreción de LH y testosterona o 
alteraciones iatrogénicas (Kawakami et al., 1998; England, 1999). 
 
 
 
24 
Las morfoanomalías que se pueden encontrar se clasifican en primarias, que son aquellas que 
aparecen como consecuencia de una alteración en la espermatogénesis (malformaciones en 
cabeza, pieza intermedia o flagelo), y las secundarias que son debidas a un fallo en la 
espermiogénesis o a una inadecuada manipulación del semen por parte del examinador 
(persistencia de la gota citoplasmática, flagelos doblados, ruptura del acrosoma). En el caso de la 
gota citoplasmática proximal se ha visto que en la especie canina afecta la fertilidad; sin embargo, la 
presencia de un flagelo abaxial no parece tener efecto sobre la fertilidad del perro. El porcentaje 
normal de flagelos abaxiales es de 10-20% (Peña, 2004; Threlfall, 2005, Alamo, 2007). 
 
Feldman y Nelson (2000), clasificaron las anomalías de los espermatozoides de perro en primarias y 
secundarias (Tabla 4): 
 
Tabla 4. Defectos primarios y secundarios de los espermatozoides en el perro (Adaptada de 
Feldman y Nelson, 2000). 
Anomalías primarias 
Cabeza: Todas las desviaciones. 
Pieza intermedia: inserciones abaxiales, duplicación, delgadez, rasgadura, tumefacción, gotas 
citoplasmáticas proximales. 
Cola: espiral y múltiple. 
Anomalías secundarias 
Cabezas o colas normales separadas, acrosoma separado, curvatura de la pieza media, curvatura 
de la cola, gota citoplasmática distal. 
 
Oettlé (1993), presentó un sistema de clasificación basado en la estructura afectada del 
espermatozoide, siendo cada una subdividida según el grado de afectación presente en mayores o 
menores (Tabla 5), cuando en el espermatozoide están presentes más de una anomalía, la 
clasificación debe tener en cuenta la anomalía de mayor importancia, o la más predominante, si 
están presentes anomalías de igual importancia. 
 
 
 
 
 
 
 
 
25 
Tabla 5. Clasificación morfológica del espermatozoide de canino (Adaptada de Oettlé, 1993). 
Morfología Normal 
Anomalías en el acrosoma 
Mayores: picudo, quístico o con defecto de “cráter”, distribución irregular. 
Menores: reacción acrosómica, edema, daño severo, pérdida. 
Anomalías en la cabeza 
Mayores: macrocefalia, microcefalia, piriforme, defecto en diadema, vacuolas nucleares, 
espermatozoide estriado, formas dobles, pleomorfismo grave o formas raras. 
Menores: cabezas estrechas, defectos en la base, cabezas destacadas, descondensación nuclear. 
Anomalías en la pieza intermedia 
Mayores: gota citoplasmática proximal, ruptura de la pieza, defecto de seudogota, pieza doblada. 
Menores: gota distal. 
Anomalías en la cola 
Mayores: enrollada alrededor de la cabeza o en la pieza intermedia, cola doble. 
Menores: cola torcida, en látigo, enrollada en la porción terminal. 
Aglutinación 
Cabeza con cabeza, cabeza con cola, cola con cola, adhesión a otras células. 
 
De manera general, nos encontramos con los siguientes tipos de morfoanomalías: anomalías en la 
cabeza, en el cuello, en la pieza intermedia y en la cola del espermatozoide. Independientemente de 
la tinción empleada, algunos autores sostienen que la determinación de los criterios de las 
morfoanomalías es subjetiva, por tanto se propone la utilización del sistema CASA (Computer 
Assisted Semen Analysis) para que la medida sea más objetiva (Peña, 2004; Rijsselaere et al., 
2005). 
 
El porcentaje de morfoanomalías aceptable en una muestra de semen fresco debería situarse como 
máximo en un 20-25% (Peña, 2004), encontrando normalmente un 10-15% de anomalías primarias y 
10-20% de secundarias (Iguer-Ouada, 2001). Puede ser indicativo de una reducción de la fertilidad si 
la muestra presenta valores por debajo del 80% de espermatozoides normales vivos, aunque 
algunos autores aceptan valores de 65-70% (Concannon, 1993). 
 
Sin embargo, debido a la gran diversidad de razas en el perro, otros autores como Bradley (2014) 
amplían los parámetros de ciertas características evaluadas en el semen (Tabla 6). 
 
 
 
 
 
26 
Tabla 6. Características del semen en el perro (Adaptada de Bradley, 2014) 
Parámetro 
Volumen eyaculado (mL) 2-25 
Concentración de espermatozoides 
(millones/mL) 
60-500 
Espermatozoides móviles (%) 50-90 
Espermatozoides normales (%) 50-90 
 
2.5.5 Pruebas complementarias: Microscopía de fluorescencia 
Se han desarrollado técnicas específicas de tinción que permiten la evaluación de la integridad, 
viabilidad y funcionalidad del espermatozoide a través de la utilización de marcadores fluorescentes 
excitados por una luz de longitud de onda apropiada. Los marcadores fluorescentes son indicadores 
más sensibles de los daños en el espermatozoide que el examen del acrosoma por microscopía de 
contraste de fases o la estimación de la motilidad (Harrison y Vickers, 1990), y la lectura de las 
preparaciones se facilita por la intensidad y consistencia de las coloraciones fluorescentes 
(Kawakami et al., 1993a). Adicionalmente, las combinaciones específicas de marcadores pueden 
proporcionar importante información cuantitativa por el hecho de que las propiedades de 
permeabilidad de la membrana y las propiedades de coloración de los fluorocromos sean 
discriminatorias entre espermatozoides funcionales y no funcionales (Garner et al., 1986). 
 
Diferentes tinciones son utilizadas en el análisis seminal de caninos para evaluar las funciones 
celulares del espermatozoide, tanto estructurales como bioquímicas (Kim et al., 2010). 
 
2.5.5.1 Evaluación de la integridad de la membrana plasmática con SYBR14 combinada con 
ioduro de propidio (SYBR14/IP) 
La integridad de la membrana plasmática es uno de los parámetros evaluados con mayor frecuencia 
durante el análisis seminal de rutina y su determinación es útil para predecir in vitro la capacidad 
fecundante del espermatozoide (Rijsselaere et al., 2005). El SYBR14 es un colorante de membrana 
acilado, no fluorescente, permeable tanto en membranas intactas como en membranas dañadas de 
los espermatozoides (Medrano, 1998), siendo desacilado por las esterasas intracelulares, 
convirtiéndose en un fluoróforo verde que es retenido intracelularmente por las membranas 
plasmáticas intactas (Peña et al., 1999; Silva y Gadella, 2006). 
 
 
 
27 
Una vez que ocurre la muerte de la célula, ésta pierde la capacidad para resistir el influjo de tinción 
fluorescente roja del ioduro de propidio (IP), reemplazando de esta manera al SYBR14, 
identificándose 3 poblaciones distintas: vivas que se tiñen verde (SYBR14), las que están muertas 
se tiñen de rojo (IP) y