Caracterizacion-y-analisis-de-la-diversidad-genetica-de-borrego-cimarron-Ovis-canadensis-de-Sonora-y-B-C-S-Mexico-con-fines-de-manejo-Sustentable

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La presente investigación se realizó bajo la Dirección del Dr. Luis E. Eguiarte Fruns 
 
en el Laboratorio de Evolución Molecular y Experimental del Instituto de Ecología de la 
 
Universidad Nacional Autónoma de México. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Con todo mi amor para quienes son mi motivación, mi vida, y mi todo: 
 
 
Mi Papá, Antonio Rodríguez, 
 
 Mi Mamá, Nedelia Rodríguez, 
 
 Mis hermanas, Gaby y Rosario, 
 
Y especialmente a ese pequeño torbellino de luz que vino a completar con su chispa 
mi felicidad y mi vida; 
 Luisito 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A los que siempre piensan en mi bienestar y piden por mí, mis abuelitos: 
 
 
 
 María Rodríguez Rodríguez 
 
 Eleuterio Rodríguez Acosta 
 
 
 
 Rosario López Santos 
 
 Alejandro Rodríguez Caballero (†) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Agradecimientos: 
 
Universidad Nacional Autónoma de México 
 
Máxima casa de estudios; con admiración, respeto y afecto; por el honor y orgullo de 
pertenecer a ella, por haberme formado en sus aulas y laboratorios, y por ser mi 
segundo hogar. 
 
Dr. Luis Enrique Eguiarte Fruns 
 
Con estima y admiración, por su apoyo y confianza para conmigo en el laboratorio y 
durante todo el desarrollo de mi investigación, por su ejemplo y amistad. 
 
Biól. Jaime Gasca Pineda 
 
Con mucho afecto, por su paciencia, apoyo, asesoría, ejemplo, sus enseñanzas y 
sobre todo por su amistad. 
 
Biól. Juan Manuel Segundo Galán y Biól. Meztli Méndez Méndez 
 
Por su entusiasmo y confianza en mí para realizar este proyecto, por el apoyo 
financiero y moral, su amistad y por todo lo que viene. 
 
A la Dirección General de Vida Silvestre de la Secretaría de Medio Ambiente y 
Recursos Naturales (DGVS – SEMARNAT), Ing. Florentino Chillopa Morales, por su 
apoyo, confianza y amistad. 
 
Al “Programa de Restauración de Borrego Cimarrón en Coahuila” de CEMEX por su 
apoyo financiero, en este caso representado por el Dr. Alejandro Treviño Espinosa y a 
la MVZ. Ivonne Cassaigne Guasco, mil gracias por su apoyo y motivación. 
 
Al Ecólogo Jesús Armando Aparicio Navarro del Estado de Sonora, por su apoyo, su 
aporte a esta investigación y su amistad. 
 
 
 
 
Al Área Técnica de la Dirección Forestal y Fauna de Interés Cinegético del Estado de 
Sonora. 
 
A mis profesores sinodales por su participación en la revisión de esta investigación y 
sus aportaciones a la misma: M. en C. Irma Elena Dueñas García, M. en C. Maria de 
Jesús Laura Castañeda Partida, M. en C. Maria Eugenia Heres Pulido y M. en C. 
Ángel Durán Díaz. 
 
Al Laboratorio de Evolución Molecular y Experimental del Instituto de Ecología de la 
UNAM, Dra. Valeria Souza Saldivar. A las Técnico: Dra. Erika Aguirre Planter y M. en 
C. Laura Espinosa Asuar por su valioso apoyo técnico en el laboratorio. Al Biól. 
Ricardo Colín y Biól. Enrique Scheinvar. 
 
A la Facultad de Estudios Superiores Iztacala, Carrera de Biología, profesores de la 
misma que en algún momento fueron parte crucial de mi formación, en especial a las 
profesoras: Biól. Rosario Fernández Barajas y Biól. Leticia Martínez López de 
Geobiología, al Dr. César Nava Asbell, por su apoyo, ánimo y principalmente su 
amistad. 
 
A los amigos que llegaron a mi vida en CU: Paulina, Lilibeth, Mariel, Alexander y a la 
Facultad de Ciencias (Biología) de la UNAM en Ciudad Universitaria por todos los 
amigos que ya me dio. 
 
A mis amigos de la FES-I: Jorge, Viridiana, Dennis, Jessica, Abraham y Cony. A los 
del CCH Oriente: Ricardo, Héctor, Águeda, Fernando, Yicov y Martín. A Mirna y Letty 
por su incondicional amistad y apoyo. A Leslie por el tiempo compartido. Y a todos los 
que han vivido conmigo alguna locura. 
 
Y a todos a los que ya no me fue posible mencionar, pero que tienen un lugar en mi 
vida. 
GRACIAS. 
“CARACTERIZACIÓN Y ANÁLISIS DE LA DIVERSIDAD GENÉTICA DE 
BORREGO CIMARRÓN (Ovis canadensis) DE SONORA Y BAJA CALIFORNIA 
SUR, MÉXICO, CON FINES DE MANEJO SUSTENTABLE.” 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ÍNDICE 
 
RESUMEN………………………………………………………………………………………………...9 
ABSTRACT………………………………………………………………………………………………10 
1. INTRODUCCIÓN…………………………………………………………………………………….11 
1.1. Borrego Cimarrón (Ovis canadensis)……………………………………………………………11 
1.2. Problemática de la Especie ………………………………………………………………………15 
1.3. El Manejo Sustentable…………………………………………………………………………….16 
1.4. Adaptación y Variación Genética………………………………………………………………...17 
1.5. Estructuración Genética…………………………………………………………………………..20 
1.6. Distancia Genética…………………………………………………………………………………21 
1.7. Marcadores Moleculares………………………………………………………………………….21 
2. OBJETIVOS…………………………………………………………………………………………..28 
2.1. Objetivo General…………………………………………………………………………………...28 
2.2. Objetivos Particulares……………………………………………………………………………..28 
3. MÉTODOS……………………………………………………………………………………………29 
3.1. Área de Estudio…………………………………………………………………………………….29 
3.2. Obtención de Material Biológico………………………………………………………………….30 
3.3. Preparación de las Muestras……………………………………………………………………..31 
3.4. Extracción de ADN…………………………………………………………………..…………….32 
3.5. Amplificación………………………………………………………………………………………..32 
3.6. Diversidad Genética……………………………………………………………………………….34 
3.7. Estructuración Genética…………………………………………………………………………..35 
3.8. Distancia Genética…………………………………………………………………………………36 
3.9. Delimitación de las poblaciones………………………………………………………………….37 
3.9.1. Por su origen y forma de manejo………………………………………………………………37 
3.9.2. Por los genotipos de los individuos……………………………………………………………38 
4. RESULTADOS……………………………………………………………………………………….39 
4.1. Extracción de ADN ………………………………………………………………………………..39 
4.2. Amplificación……………………………………………………………………………………….42 
4.3. Variación Genética………………………………………………………………………….……..45 
4.3.1 Poblaciones delimitadas por su origen y forma de manejo………………………………….45 
4.3.2. Grupos según los datos de sus genotipos ……………………………………………………46 
4.4. Estructuración Genética…………………………………………………………………………..46 
4.4.1 Poblaciones delimitadas por su origen y forma de manejo………………………………….46 
4.4.2. Grupos según los datos de sus genotipos ……………………………………………………47 
4.5. Distancia Genética…………………………………………………………………………………48 
5. DISCUSIÓN…………………………………………………………………………………………..51 
5.1. Extracción y Amplificación………………………………………………………………………...51 
5.2. Delimitación de las Poblaciones………………………………………………………………….53 
5.3. Diversidad, Diferenciación y Distancia Genética……………………………………………….54 
5.4. Estudios de Otros Autores………………………………………………………………………..62 
5.5. Implicaciones en el Manejo Sustentable del Borrego Cimarrón………………………………64 
5.6. Consideraciones y Propuestas…………………………………………………………………...66 
6. CONCLUSIONES…………………………………………………………………………………….68 
APÉNDICES……………………………………………………………………………………………..70 
Apéndice1……………………………………………………………………………………………….70 
Apéndice 2……………………………………………………………………………………………….75 
Apéndice 3……………………………………………………………………………………………….77 
Apéndice 4……………………………………………………………………………………………….79 
Apéndice 5……………………………………………………………………………………………….81 
Apéndice 6……………………………………………………………………………………………….83 
Apéndice 7……………………………………………………………………………………………….85 
Apéndice 8……………………………………………………………………………………………….89 
Apéndice 9……………………………………………………………………………………………….90 
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS…………………………………………………………………..91 
 
RESUMEN 
 
El borrego cimarrón (Ovis canadensis) es un artiodáctilo de la familia de los bóvidos. El 
género migró hacia América por el estrecho de Bering (hace aproximadamente 85, 000 
años) de donde se dispersó hasta llegar a Baja California Sur, Sonora y Coahuila 
(hace 10, 000 años). La especie ha sido extirpada recientemente de grandes áreas de 
su distribución. El número máximo de animales alcanzado por la especie fue de unos 
dos millones (actualmente sólo ocupa 4 % de su distribución original). Existen estudios 
sobre diversidad genética en poblaciones de Ovis canadensis, principalmente de 
Canadá y EUA, no obstante en México aún son pocos e insuficientes, por ello es 
necesario ahondar en los análisis de las poblaciones de Sonora y Baja California Sur. 
La presente investigación se llevó a cabo con la finalidad de conocer los índices de 
diversidad y diferenciación genética de poblaciones de Ovis canadensis de Sonora y 
Baja California Sur. Se realizó extracción de ADN de tres tipos de tejido (músculo de 
mandíbulas, hígado y pelo, 132 muestras en total). Los productos se amplificaron 
mediante una reacción de PCR con cuatro marcadores moleculares ISSR (91 loci). 
Para las poblaciones delimitadas por origen y forma de manejo, se obtuvo un índice de 
diversidad genética (HE) para la muestra total de 0.2623 (N = 117). En el caso de 
Sonora Encierro (SE, N = 49) 0.2599, para la de Sonora Vida Libre (SVL, N = 29) 
0.2370 y para la de Baja California Sur Vida Libre (BCSVL, N = 39) 0.2521. En los 
grupos formados mediante análisis bayesianos (STRUCTURE 2.2) el valor para toda 
la muestra fue de HE = 0.2624 (N = 102), en Sonora 0.2555 (N = 72) y para BCS 
0.2003 (N = 30). El estimado de diferenciación genética (FST) mostró un valor de 
0.0709 para las tres poblaciones. Se obtuvo un estimado para SVL / BCSVL (0.0863) y 
para SE / BCSVL (0.0661). Para los grupos delimitados con análisis bayesianos 
(Sonora y Baja California Sur) el índice fue de 0.2217. Las poblaciones mexicanas de 
Ovis canadensis muestran índices de diversidad genética bajos, además de que se 
encontraron poco diferenciadas y con bajos valores de distancia genética, esto 
posiblemente sea el resultado de su reciente colonización (población periférica), que 
han tenido poco tiempo para divergir y probablemente al aprovechamiento histórico de 
la especie. 
 
 
ABSTRACT 
 
The bighorn sheep (Ovis canadensis) is an artiodactyl of the Bovidae family. The 
genus migrated to America through the Bering Strait (about 85, 000 years ago) where it 
spread to Baja California Sur, Sonora and Coahuila (10, 000 years ago). The species 
has been recently extirpated from large areas of its distribution. The maximum number 
of animals reached by the species was ca. two millions (nowadays it only occupies 4% 
of its original distribution). There are studies on genetic diversity of Ovis canadensis 
populations, mainly in Canada and the USA. However, in Mexico these studies are still 
very few and insufficient, that is why it is necessary to deepen the analysis of the 
Sonora and Baja California Sur populations. The present study had the goal to find out 
the diversity and population genetic differentiation index of Ovis canadensis 
populations in Sonora and Baja California Sur. DNA extraction was performed on 132 
samples from for three different tissues: jaw musle, liver and skin. Products were 
amplified by PCR using four ISSR molecular markers (91 loci). The populations 
delimited by origin and management showed a genetic diversity index (HE) of 0.2623 
for the total sample (N = 117). In the case of Sonora Encierro (SE, N = 49) the index 
was 0.2599, for the Sonora Vida Libre (SVL, N = 29) 0.2370 and for the Baja California 
Sur Vida Libre (BCSVL, N = 39) 0.2521. In those groups formed by bayesian analysis 
(STRUCTURE 2.2) the index for all the sample was HE = 0.2624 (N = 102), in Sonora 
0.2555 (N = 72) and for BCS 0.2003 (N = 30). The estimated genetic differentiation 
(FST) showed a value of 0.0709 for all three populations. We got an estimate of 
(0.0863) for SVL / BCSVL and of (0.0661) for SE / BCSVL. For those groups delimited 
by bayesian analysis (Sonora and Baja California Sur) the index was 0.2217. The 
Mexican populations of Ovis canadensis show low genetic diversity index, besides of 
being few differentiated and have low genetic distance values probably as a result of 
their recent colonization (peripheral population), little time to divert and finally, to the 
historical harnessing of this species. 
 
1. INTRODUCCIÓN 
 
1.1. Borrego Cimarrón (Ovis canadensis) 
 
El borrego cimarrón (Ovis canadensis), también conocido como borrego del desierto, 
borrego de montaña (en Estados Unidos y Canadá como desert bighorn sheep, 
mountain bighorn sheep o wild sheep) (SEMARNAP / INE, 2000), es un artiodáctilo de 
la familia de los bóvidos (antílopes, bisontes, gacelas, ovejas, vacunos, etc.). Esta 
familia comprende 45 géneros y 124 especies y pertenece a uno de los géneros de 
mamíferos ungulados más ampliamente distribuidos en el mundo (Ovis); de estos, 
muchos viven aún en estado silvestre en África, Europa, Asia y Norteamérica (Lee, 
1989). 
 
El género Ovis proviene de Asia, migró hacia América por el estrecho de Bering 
durante las glaciaciones del Pleistoceno, hace aproximadamente 85, 000 años, a partir 
de donde se dispersa hacia el sur hasta llegar a Baja California hace unos 12, 000 
años (Lee, 1989). 
 
El rasgo notable y característico del borrego cimarrón lo constituyen sus cuernos, que 
son resultado de un largo proceso de selección sexual. Juegan un papel importante en 
la competencia entre machos y en su elección por parte de las hembras. Pueden llegar 
a 70 ó 100 cm de perímetro y alcanzar junto con el cráneo un peso de hasta 20 Kg. 
(Smith y Krausman, 1988). La cornamenta es gruesa en la base y a medida que 
madura el borrego se curva y adelgaza hacia fuera y atrás, después del 4º ó 5º año se 
dirige hacia arriba y adelante, dando su forma espiral típica de la especie. Los machos 
adultos pesan entre 70 y 91 Kg y miden de 76 a 100 cm de altura a la cruz y 150 cm 
de longitud. La hembra es más ligera y pequeña, pesa en promedio 50 Kg y aunque 
tiene cuernos, estos no llegan a ser tan grandes como en los machos (Smith y 
Krausman, 1988). 
 
El borrego cimarrón ocupó mucho más territorio del que habita hoy, pero ha sido 
eliminado en grandes áreas, sobre todo en las montañas costeras de la Columbia 
Británica, Alberta, las Montañas Rocallosas de Canadá y USA, en las montañas 
Peloncillo en Arizona, la frontera con México, en el extremo noroeste de Arizona, en un 
rango considerable del norte de Nevada y en las montañas del norte de Chihuahua y 
Coahuila en México, principalmente por actividades inherentes al hombre (carreteras, 
urbanización, cacería, fragmentación de hábitat e introducción de ganado doméstico y 
sus enfermedades) (Monson y Lowell, 1990; Valdez y Krausman, 1999; SEMARNAP / 
INE, 2000). 
 
Se estima que el número de ejemplares alcanzado por la especie fue de 
aproximadamente dos millones; actualmente las poblaciones ocupan 4% del área de 
distribución histórica y se estima una población de 33, 000 ejemplares, de los cuales 6, 
000 se encuentran en México y el resto en los Estados Unidos y Canadá (Lee, 1989; 
Valdez y Krausman, 1999). 
 
Con una revisión de datos, se puede llegar a una tentativa del númerototal de 
cimarrones que existía hasta 1978 en las áreas de registro histórico; los datos 
involucrados en este estimado son ciertamente vagos, no obstante se postularon los 
totales de la Tabla 1.1, como un punto de inicio para el incremento de datos más 
exactos (Montoya y Gates, 1975; Monson y Lowell, 1990; Valdez y Krausman, 1999; 
Hedrick et al., 2001). 
 
Tabla 1.1. Estimado del número de organismos en algunas regiones de su distribución 
histórica, hasta 1978, en USA, Canadá y México. 
 
Estado Número de ejemplares
Arizona 2100 – 2600 
California 3250 – 3750 
Nevada 3700 – 4200 
Nuevo México 350 – 390 
Texas (introducidos) 50 
UTA 350 – 500 
Total en USA 9800 – 11490 
Total en Canadá 17400 
Estado Número de ejemplares
B. C. S. y B. C. N. 4560 – 7800 
Sonora 900 
Chihuahua y Coahuila 100 
Isla Tiburón (introducidos) 20 
Total en México 5580 – 8820 
 
Los borregos en América del Norte se pueden dividir en dos tipos: los de cuernos 
grandes (borrego cimarrón, Ovis canadensis y sus subespecies: Ovis canadensis 
californiana, Ovis canadensis canadensis, Ovis canadensis nelsoni, Ovis canadensis 
mexicana, Ovis canadensis weemsi, Ovis canadensis cremnobates y la extinta Ovis 
canadensis auduboni) (Figura 1.1) y los de cuernos pequeños (los borregos stone, 
Ovis dalli stonei) (Valdez y Krausman, 1999). 
 
En México se encuentran tres del total de las subespecies reconocidas de Ovis 
canadensis (Figura 1.1), todas ellas corresponden con la variedad del desierto. Ovis 
canadensis cremnobates en Baja California Norte, Ovis canadensis weemsi en Baja 
California Sur y Ovis canadensis mexicana en Sonora, sin embargo esta clasificación 
es discutible ya que se basa en características morfológicas (rasgos anatómicos, 
tamaño y forma de los cuernos y la amplia gama de colores) las cuales son 
consideradas por algunos autores inherentes a su medio ambiente. Numerosos 
estudios genéticos cuestionan el estatus taxonómico actual de las subespecies (Boyce 
et al., 1996, 1999; Valdez y Krausman, 1999). 
 
 
 
Figura 1.1. Distribución de las siete subespecies de Ovis canadensis: 1.- O. c. weemsi 
Goldman, 1937, Sierra de la Giganta, Baja California Sur. 2.- O. c. cremnobates Elliot, 1904, 
San Pedro Mártir, Baja California Norte. 3.- O. c. mexicana Merriam, 1901, Lago de Santa 
Maria, Chihuahua. 4.- O. c. nelsoni Merriam, 1897, Esmeralda Country, Nevada. 5.- O. c. 
canadensis Shaw, 1804, Montañas en Bow River, Alberta. 6.- O. c. auduboni Merriam, 1901, 
White Rivers en el sur de Dakota. 7.- O. c. californiana Douglas, 1829, Montañas Adams, 
Yakima Country. Los puntos en el mapa indican las localidades tipo para cada subespecie 
(Monson y Lowell, 1990). 
 
Se distribuyen en regiones áridas y montañosas, lo cual está asociado a actividades 
conductuales más que a modificaciones morfológicas o fisiológicas que se puedan 
considerar adaptativas a condiciones de aridez (Smith y Krausman, 1988). Las 
preferencias de hábitat varían de acuerdo con la hora, estación y edad. Los sitios clave 
más importantes son las áreas de forrajeo, de agua, de apareamiento, de crianza, de 
cobertura o reposo (cuevas o cavidades) y de escape, estas últimas se caracterizan 
por ser sitios rocosos y abruptos con vegetación baja que le brindan una amplia 
visibilidad al animal, lo que le permite detectar depredadores a gran distancia y hallar 
fácilmente rutas de salida (Wishart, 1978; Smith y Krausman, 1988). En cuanto a 
reproducción, sus apareamientos se dan en otoño y principios del invierno, por lo cual 
los nacimientos ocurren en primavera, la gestación dura de 150 a 180 días tras los 
cuales usualmente nacen dos crías. Los recién nacidos son precoces y pueden seguir 
a su madre sobre terrenos rocosos después de la primera semana y al paso de 
algunos días sólo buscan a su madre para amamantarse de vez en cuando. A los 4 ó 
6 meses de edad se han destetado por completo. Del nacimiento al destete aumentan 
de 4 Kg a 25 - 35 Kg. Las hembras maduran en cautiverio a los 10 ú 11 meses, pero 
en vida libre engendran generalmente hasta su segundo o tercer año de vida (Monson 
y Lowell, 1990; Festa-Bianchet, 1999; Valdez y Krausman, 1999). Debido a la intensa 
competencia entre los machos por las hembras y la jerarquía de la dominación basada 
en la edad y tamaño (incluso en el tamaño de los cuernos), los machos normalmente 
no se aparean sino hasta cumplir los 7 años (Monson y Lowell, 1990; Festa-Bianchet, 
1999; Valdez y Krausman, 1999). La mayoría de individuos vive por encima de los 10 
años, con un máximo de 19, sin embargo en una población que tiene una reproducción 
limitada, el promedio es de 6 a 7 años. La mortalidad juvenil es inconstante y puede 
ser bastante alta, de 20 a 80 %, promediando 5 a 30 %, entre las edades de 2 a 6 
años hay mortalidad relativamente baja (Festa-Bianchet, 1999). 
 
El borrego tiene una excelente vista que lo mantiene siempre alerta, esto les permite 
vigilar distancias con precisión, saltando y localizando posiciones estratégicas ya 
establecidas; tienen la capacidad de ver con detalle cualquier movimiento a un 
kilómetro y medio de distancia, lo cual es importante ya que el evaluar la disponibilidad 
de territorio de escape en precipicios rocosos es crucial en su supervivencia; en 
cuanto un individuo alcanza un afloramiento rocoso o precipicio está prácticamente 
seguro de casi cualquiera de sus depredadores (Monson y Lowell, 1990; Festa-
Bianchet, 1999). 
 
Para ellos es suficiente una protuberancia de 5 cm para conservar una posición 
correcta y efectiva, y pueden desplazarse de protuberancia en protuberancia con 
separaciones de hasta 5 m, se pueden mover en las superficies rocosas a 48 km/h y 
en las cuestas a 24 km/h. La mayoría de las poblaciones tiene movimientos 
dependiendo de las estaciones del año; durante el verano utilizan las áreas altas y en 
invierno se concentran en valles protegidos (Festa-Bianchet, 1999; Valdez y 
Krausman, 1999). Los borregos cimarrones son gregarios, a veces se llegan a reunir 
hasta 100 individuos, aunque lo más común son los grupos de 8 a 10. Los machos 
maduros normalmente están separados de las hembras y jóvenes en la mayoría del 
año, formando a veces bandadas de solteros. Todos los borregos aprenden rutas 
migratorias y los hábitat convenientes (Valdez y Krausman, 1999). 
 
Ecológicamente tienen un papel muy relevante; son forrajeros importantes de pastos y 
arbustos en sus paisajes nativos y son también fuente importante de presa para 
animales rapaces y carnívoros (lobos, coyotes, osos, linces y leones montañeses, 
entre otros; las águilas doradas ocasionalmente pueden tomar algunos jóvenes). 
Además son huéspedes de parásitos especializados como los nemátodos 
Protostronggylus stilesi y Protostronggylus rushi, que infectan a casi todos los 
individuos de las poblaciones y probablemente coevolucionaron junto con los 
cimarrones en América del Norte (Monson y Lowell, 1990; Festa-Bianchet, 1999). 
 
Un evento importante del borrego cimarrón son los combates cabeza a cabeza, los 
cuales ocurren entre los machos (el adulto dominante y un joven). Estas batallas no 
pretenden defender su territorio, sino el acceso a las hembras. El estado de dominio 
del macho es determinado por la edad, así como por sus habilidades y el tamaño de 
sus cuernos (Monson y Lowell, 1990; Festa-Bianchet, 1999; Valdez y Krausman, 
1999). Las hembras se asocian en grupos establecidos en determinadas áreas, esto 
probablemente obedece a una adaptación que disminuye el riesgo de depredación. 
Esta asociación es la base del sistema social de la especie, ya que determina zonas 
de escape de depredadores y áreas con recursos. Presentan patrones de movimientos 
estacionales dentro de su territorio, efímeramente diferentes grupos de hembras 
pueden formar solo uno y son los grupos de machos que se desplazan entre las 
agrupaciones de hembras para aparearse y dispersar así su descendencia,fungiendo 
estos como eslabón en el flujo génico de la especie (Festa-Bianchet, 1986; Boyce et 
al., 1999). 
 
1.2. Problemática de la Especie 
 
El aprovechamiento inicial de esta especie por el hombre fue probablemente de 
carácter ritual y alimenticio; ya que se han hallado huesos de borrego cimarrón en 
sitios arqueológicos de hace 8,000 años (Lee, 1989). Sin embargo, no fue sino hasta 
finales del siglo XIX que comenzó a aprovecharse intensamente, ya sea como 
alimento o como trofeo de caza, esta última, actividad actualmente vigente. En 
cualquiera de los casos, el aprovechamiento del borrego cimarrón ha carecido de un 
manejo ordenado y racional (SEMARNAP / INE, 2000). 
 
Ecológicamente, las poblaciones de borrego se vieron seriamente afectadas a partir de 
la segunda mitad del siglo XIX por diversas razones: la colonización del oeste 
norteamericano y norte de México, el crecimiento de los caminos y los asentamientos 
urbanos, la expansión de la frontera agropecuaria; trajeron consigo alteraciones al 
ecosistema, y con ello el cambio en la composición de especies; el aumento de la 
competencia por los recursos y la propagación de enfermedades y parásitos asociados 
con el ganado doméstico; de igual modo la modificación de los espacios naturales con 
caminos, cercos y bardas afectó el libre tránsito de la fauna silvestre, confinándola a 
sitios con recursos insuficientes o inadecuados para su sobrevivencia (Monson y 
Lowell, 1990; Clinton et al., 2005). 
 
Mas allá de estos problemas, hay un gran desconocimiento por parte de los 
propietarios de las tierras con poblaciones de borrego cimarrón sobre los valores 
(ecológicos, económicos, culturales e históricos) de su existencia, y los beneficios 
directos que de su conservación se pueden derivar a través del uso adecuado del 
recurso, ya que la presión económica que viven los productores los obliga a decisiones 
precipitadas de tipo económico sin ninguna contemplación a la conservación de la 
especie (Monson y Lowell, 1990; SEMARNAP / INE, 2000). 
 
La conservación de esta especie requiere del desarrollo de múltiples conocimientos y 
técnicas que permitan definir políticas adecuadas para su manejo y conservación. 
Gran parte de este conocimiento se está generando en centros de investigación y 
universidades del país, así como por fundaciones y asociaciones civiles interesadas en 
la conservación de la especie, por lo que es necesario vincular estas labores con la 
situación local de las poblaciones de borrego cimarrón (SEMARNAP / INE, 2000). 
 
1.3. El Manejo Sustentable 
 
El Manejo o Aprovechamiento Sustentable, es el que satisface las necesidades de la 
generación actual sin comprometer la capacidad de las generaciones futuras para 
solventar sus propios requerimientos; este concepto ha llegado a adquirir un carácter 
paradigmático (Macías y Téllez, 2006). El manejo sustentable puede considerarse 
como un proceso de cambio dirigido, donde son tan importantes las metas trazadas 
como el camino para llegar a ellas (Toledo, 2003; Macías y Téllez, 2006). Resulta 
relevante considerarlo seriamente en el manejo de los recursos en México, por ser uno 
de los países con mayor número de biodiversidad y recursos naturales; por ello, el 
cuidado y gestión de su riqueza biológica resulta compleja. Un elemento central de 
cualquier estrategia de conservación es modificar a través de la educación y de la 
generación de incentivos, las formas de percepción e interacción de los individuos y 
sectores de la sociedad con la vida silvestre. La conservación de la riqueza biológica 
del país debe dar como resultados beneficios sociales y económicos derivados de su 
uso sustentable, generándose alicientes para su conservación (SEMARNAP / INE, 
2000). 
 
La administración de los recursos cinegéticos en México se ha centrado en establecer 
tasas de aprovechamiento, regiones de cacería y vedas. Debido al tipo de 
aprovechamiento del borrego cimarrón está inscrito en la NOM-059-ECOL-1994, bajo 
la categoría de “Protección Especial”, lo que implica que no está en veda, pero su 
aprovechamiento está sujeto a condiciones que garanticen su continuidad 
(SEMARNAP / INE. 2000). Las actividades de cacería de la especie están vigentes en 
los Estados de Sonora y Baja California Sur; en ambos casos la operación de éstas se 
basa teóricamente en el conocimiento de las poblaciones y en el aprovechamiento 
sustentable, es decir, aquél que se realiza sin afectar la tasa de recuperación natural 
de las poblaciones de esta especie (SEMARNAP / INE. 2000). 
 
1.4. Adaptación y Variación Genética 
 
Tradicionalmente se consideró al fenómeno de la adaptación como una muestra de 
perfección divina, al encontrarse una correlación grande entre el ambiente de los 
organismos y sus características, no fue sino hasta principios del siglo XIX cuando el 
naturalista Jean Baptiste de Lamarck intentó explicar la adaptación en términos más 
objetivos, proponiendo que la adaptación se debía a que los organismos tenían una 
tendencia innata a la perfección, o sea que si el ambiente variaba, por esta conducta 
innata, los organismos también cambiaban (Eguiarte y Núñez, 1999), cincuenta años 
después Charles Darwin y Alfred R. Wallace propusieron la teoría de la evolución por 
medio de la Selección Natural; sus ideas eran sencillas y surgían de observaciones 
cotidianas: que los hijos se parecen a sus padres (descendencia con modificaciones), 
que prevalece una intensa competencia entre los organismos de una especie y que 
existen características que aumentan la eficiencia de los organismos en la “lucha por 
existir” (Eguiarte y Núñez, 1999). Por ende los organismos están adaptándose a sus 
ambientes, de manera que para sobrevivir y reproducirse deben hacer frente a las 
condiciones de existencia ambientales; la adaptación podría definirse como “el ajuste 
entre el organismo y su ambiente” pues los organismos se han adaptado a su 
ambiente genéticamente y por medio de la flexibilidad fisiológica y desarrollo. El primer 
término incluye el comportamiento instintivo y el último el aprendizaje. Para sobrevivir 
un organismo debe hacer frente no sólo a varios aspectos de su ambiente físico, como 
las condiciones de temperatura y humedad, sino también a sus competidores, 
depredadores y a las tácticas de huida de sus presas (Pianka, 1982). Sin embargo, no 
basta con comprender estos procesos naturales y a la Selección Natural para explicar 
la adaptación. Expresar objetivamente este proceso requiere de la Genética, pero a 
pesar de los trabajos de Gregor Mendel, hubo que esperar mucho tiempo para que los 
cientificos Fisher, Haldane y Wright conjugaran a la genética con la teoría de Darwin 
en la disciplina que hoy es la Genética de Poblaciones (Eguiarte y Núñez, 1999). 
 
Para entender cómo se podría permitir que las especies continúen adaptándose al 
ambiente y evolucionando, se cuenta con la propia Genética de Poblaciones (Franklin, 
1980; Frankel y Soulé, 1981; Schonewld-Cox et al., 1983). La Genética de 
Poblaciones es la descripción algebráica de la constitución genética de una población 
y de la forma en como las frecuencias alélicas cambian en las poblaciones a lo largo 
del tiempo (Tamarin, 2003) o lo que es lo mismo, trata de explicar en términos 
cuantitativos y predictivos, el proceso de adaptación (Eguiarte y Núñez, 1999). Casi 
todos los fundamentos matemáticos de los cambios genéticos en las poblaciones 
fueron desarrollados durante las décadas de 1920 y 1930 por los científicos Fisher, 
Haldane y Wright; con el tiempo surgieron algunos puntos de desacuerdo entre ellos, 
pero las discrepancias se referían a qué procesos evolutivos eran más importantes 
que otros, no a la forma en que dichos procesos operaban. Desde 1960 la aplicación 
de la Genética de Poblaciones se ha incrementado, fundamentalmente debido a 
nuevas técnicas de genética molecular para analizar lasrelaciones entre las especies 
(y poblaciones naturales) y el ritmo de los procesos evolutivos (Tamarin, 2003). 
 
Las poblaciones naturales no son simples, la mayoría son dinámicas, temporal y 
espacialmente, a través del tiempo cambian su tamaño, densidad, localidad y con 
respecto al espacio pueden fragmentarse en varias poblaciones o unirse con otras. 
Por esta razón los estudios de genética evolutiva se centran en poblaciones “ideales”, 
las cuales teóricamente cumplirían las siguientes características: ser muy grandes, con 
organismos diploides, de reproducción sexual, con generaciones discretas, sin 
presiones selectivas, ni ingreso de alelos externos (mutación, flujo génico) y 
presentarían apareamientos azarosos (Hartl y Clark, 1989; Hedrick, 2005). Así, se han 
elaborado modelos donde los estudios evolutivos se enfocan a un locus con dos 
alelos. La ley del Equilibrio de Hardy-Weinberg (EHW) se fundamenta en cuatro 
hipótesis: que en la población todos los individuos tienen la misma probabilidad de 
aparearse; esto es de forma azarosa, tamaño poblacional muy grande, no existe 
ninguna fuerza evolutiva ejerciendo presión en la población y las frecuencias alélicas y 
genotípicas se mantienen constantes de generación en generación; cuando estas 
condiciones se cumplen las frecuencias alélicas deben de mantenerse constantes y 
entonces se dice que la población está en equilibrio de Hardy-Weinberg. En otras 
palabras, es un modelo que describe la relación que hay entre las frecuencias alélicas 
y genotípicas en un estado de equilibrio de un locus con dos alelos, en una población 
diploide que se entrecruza aleatoriamente (Hartl y Clark, 1989; Gillespie, 1998; 
Hedrick, 2005). 
 
Uno de los puntos centrales de la Genética de Poblaciones es el estudio de los niveles 
de variación genética presente en poblaciones naturales. La variación genética se ha 
estudiado desde los años setenta mediante análisis moleculares (Lewontin, 1974; 
Bartlett y Dadvison, 1991; Hedrick, 2005). Un objetivo crucial a largo plazo es la 
retención de suficiente variación genética en las poblaciones (cuando la hay) para que 
las futuras adaptaciones, eventos de expansión o reestablecimiento en poblaciones 
naturales sean posibles (Franklin, 1980). Cuando la variación genética disminuye (baja 
heterocigosidad) puede ser resultado de la endogamia (reducción en la variación 
genética de la especie, por reproducción entre consanguíneos) produciendo baja 
capacidad de adaptación. Este fenómeno se conoce como depresión por endogamia 
(Lerner, 1954; Hedrick, 2005) y a su vez puede repercutir en la adecuación de la 
especie, la cual se define con dos conceptos; viabilidad y fertilidad. La viabilidad es la 
probabilidad de sobrevivencia a la edad reproductiva y la fertilidad es el número 
esperado de hijos por individuo que sobrevive a la edad madura (Allendorf y Gordon, 
2007). 
 
La variación genética ha sido básicamente estudiada en plantas, animales y bacterias. 
Dichos análisis han mostrado algunos patrones marcados de variación (Nevo, 1978; 
Loveless y Hamrick, 1984; Leidig 1986). Para evaluar el nivel de variación genética de 
forma estandarizada se necesitan índices que nos permitan cuantificar esta 
información. La Heterocigosidad (H) es una medida muy común que se ha usado para 
describir la variación genética en un locus o loci (entre otras como: θ, π), y representa 
la cantidad de heterócigos esperados presentes en una población bajo un modelo 
EHW (Futuyma, 1986; Lande y Barrowclough, 1987; Hedrick, 2005). 
 
1.5. Estructuración Genética 
 
El estructurar genéticamente a las poblaciones involucra dos factores: la estructura 
demográfica y la estructura genética, esta última la determinan procesos genéticos y 
evolutivos como selección natural, recombinación genética, flujo genético y mutación. 
Además, es necesario entender los patrones de variación genética de la especie, 
evaluar los genotipos de los individuos, así como la influencia de las fuerzas evolutivas 
en la estructuración genética de la especie. Se requiere también evaluar los factores 
geográficos, ecológicos, conductuales y los inherentes a la biología de la especie. Esto 
es relevante en las diferencias de las frecuencias alélicas y genotípicas de un área 
geográfica a otra, debido a que las poblaciones o especies no forman en cuanto a 
distribución un continuo, ni unidades panmícticas con cruzas azarosas. Con respecto a 
los factores de la estructura demográfica y factores ecológicos que influyen en la 
estructuración poblacional, se cuentan: el tamaño de la población, número de 
individuos, edad, sistema reproductivo, biología de la especie y su capacidad de 
dispersión (Excoffier, 1992; Slatkin, 1994; Hartl y Clark, 1997). 
 
Cuando una población está dividida geográficamente por lo general existen diferencias 
en sus frecuencias alélicas y genotípicas entre las subpoblaciones; el flujo genético es 
el que generalmente determina las diferencias entre las subpoblaciones, si el nivel de 
flujo genético es alto, la variación genética tenderá a homogenizarse, si el flujo 
genético es bajo, las fuerzas evolutivas (selección natural, deriva génica y mutación) 
pueden determinar una diferenciación genética alta entre las subpoblaciones (Nei, 
1987). 
 
Para evaluar la estructuración genética entre las poblaciones, los estimados más 
comunes son los estadísticos F propuestos por Wright en 1951. Wright define tres 
coeficientes distintos de F, basado en un modelo de un locus con dos alelos en los 
niveles de división poblacional (Poblacional “T”, subpoblacional “S” e individual “I”), 
distribuyendo la variación genética entre estos tres niveles definidos (Cockerham, 
1969; Hart y Clark, 1989; Hedrick, 2005). 
 
El primer coeficiente FST, conocido como índice de fijación subpoblacional evalúa la 
diferenciación genética entre las poblaciones, sus valores van de “0” cuando no hay 
diferencias en las frecuencias alélicas entre las subpoblaciones, hasta “1” cuando se 
han fijado diferentes alelos. El siguiente estimado es FIS o coeficiente de endogamia 
que mide la reducción en la heterocigosis de un individuo debido a cruzas no azarosas 
en su población. Por último, FIT conocido como coeficiente de endogamia total de un 
individuo y mide la reducción en la heterocigosis del individuo con respecto a la 
población en general; si tenemos valores positivos, esto indica una deficiencia de 
heterócigos y si resultan negativos representa un exceso de heterócigos (Wright, 1969; 
Hart y Clark, 1989 y 1997; Hedrick, 2005). 
 
1.6. Distancia Genética 
 
Los estimados de distancia genética permiten analizar la cantidad de variación 
genética entre poblaciones, ya que las diferencias o igualdades en el patrón de 
variación pueden obedecer a diversas razones. El que dos poblaciones sean similares 
puede ser causa de una reciente divergencia de especies, al flujo génico entre ellas, 
un gran tamaño poblacional o a presiones de selección parecidas que afecten por 
igual a ambas poblaciones. Por otro lado las diferencias entre dos poblaciones pueden 
deberse a una antigua divergencia y que ya no existe flujo génico entre ambas, porque 
la deriva génica ha propiciado estas diferencias, que otras fuerzas evolutivas estén 
actuando sobre cada una de las poblaciones por separado o porque sus tamaños 
poblacionales son reducidos (Hedrick, 2005). 
 
El índice más usado es “D” (Nei, 1972). Está basado en la identidad de las 
poblaciones (I), evalúa las diferencias entre las frecuencias alélicas que existen entre 
las poblaciones. En la distribución geográfica de una especie se espera que las 
poblaciones geográficamente más cercanas, sean las más relacionadas 
genéticamente, esto plantea que los organismos geográficamente más cercanos se 
aparean entre sí y se esperaría que estos eventos fueran al azar (Wright, 1943; Nei, 
1972). 
 
1.7. Marcadores MolecularesLos marcadores moleculares son biomoléculas que se pueden relacionar con un rasgo 
genético, tales como las proteínas (antígenos e isoenzimas) y el ADN (genes 
conocidos o fragmentos de secuencia y función desconocida) y cada uno presenta 
características particulares (Tabla 1.2.). 
 
Tabla 1.2. Comparación de los marcadores moleculares más usados. 
 
Marcador Molecular Ventajas Desventajas 
 
ISOENZIMAS 
Con ellas se inició el conocimiento de la 
estructura y heterogeneidad genética entre 
especies de distinto origen geográfico. 
 
(Lewontin y Hubby, 1966) 
-Ampliamente conocidos (primeros 
marcadores moleculares) 
-Codominantes 
-Posibilidad de desarrollar diversos 
marcadores isoenzimaticos por 
especie 
 
 
-No detecta suficiente 
polimorfismo entre especies 
cercanas 
-Costo elevado (en 
comparación con otros 
marcadores) 
-Número relativamente 
escaso de loci 
 
RFLP 
(Restriction Fragment Length Polymorphism) 
 
(Grodzicker et al., 1974) 
-Se pueden calcular valores de 
relaciones familiares 
-Caracterización de familias, 
poblaciones, subpoblaciones 
-No se requiere información previa 
de la secuencia 
-Alto costo de operación 
-Requiere grandes 
cantidades de ADN 
-Poco polimorfismo en 
algunas especies 
-Puede detectar pocos loci 
 
RAPD 
(Random Amplified Polymorphic DNA) 
 
Son los marcadores basados en PCR más 
sencillos con un tamaño que varia de 300 a 
2000 pb. 
 
(Silvia y Russo, 2000; Williams et al., 1990) 
-No es necesaria información previa 
de la secuencia 
-Se pueden utilizar con pequeñas 
cantidades de ADN 
-La técnica es simple 
-Revela altos niveles de 
polimorfismos (relativamente) 
-Bajo costo (comparado con otros) 
-La baja temperatura de 
alineación puede producir 
productos inespecíficos 
-Su efectividad puede variar 
críticamente por factores como 
pureza del ADN, concentración 
de MgCl2, temperatura de 
alineación 
-Es altamente sensible a 
parásitos u organismos 
simbiontes, lo cual produce 
bandas anómalas 
-Resultados no reproducibles 
-Puede subestimar distancias 
genéticas 
 
AFLP 
(Amplification Fragment Length 
Polymorphism) 
 
(Vos et al., 1995) 
-Arroja un gran número de 
polimorfismos 
-Logra diferenciar individuos dentro 
de poblaciones (análisis de 
paternidad) 
-No requiere información previa de la 
secuencia 
-Es una técnica rápida 
-Sus resultados son reproducibles 
-Existen kits estándar disponibles 
 
-El número de pasos 
necesarios para obtener 
resultados puede ser una 
limitante 
-Se considera costo adicional 
el uso de secuenciador 
-Implica el uso de Bromuro 
de Etidio (cancerígeno) o 
nitrato de plata 
-El primer puede influir en la 
calidad de variación 
encontrada, el número de 
bandas amplificadas y el nivel 
de polimorfismos 
encontrados 
-Lectura e interpretación 
complicada 
 
MICROSATÉLITES 
 
Secuencias cortas simples repetidas en 
tandem de aproximadamente 5 bp. 
 
(Graham, et al.,2000) 
 
-Revela gran número de 
polimorfismos 
-Son codominantes, se puede 
distinguir el heterócigo 
 
-Es necesario diseñar el 
marcador para el organismo 
-Complicaciones al 
diferenciar los tamaños 
exactos del producto 
-Probable identificación 
inexacta de alelos 
 
 
ISSR 
(Inter Simple Sequence Repeat) 
 
Es un microsatélite con un nucleótido en la 
región final 3´, éste permite la amplificación 
siempre desde la región 5´. 
 
(Fang y Roose 1997; Gupta et al., 1994; 
Nagaoka y Ogihara 1997; Tsumura y 
Strauss., 1996; Zietkiewics et al., 1994) 
-Hipervariables, identifican variación 
entre y dentro de las poblaciones 
-Detecta alta variación 
-Son relativamente baratos 
-Desarrollados recientemente 
-Altamente reproducibles 
-No requiere información previa de la 
secuencia 
-Bajo costo de operación 
-Requiere de poca cantidad de ADN 
para la reacción 
-No necesita (opcional) gel de 
acrilamida (cancerígeno) 
-No se puede distinguir el 
heterócigo (Dominante) 
-Mediano nivel de 
polimorfismo 
-Extenuante trabajo para el 
montaje de la técnica 
 
 
 
Debido a sus características y reciente desarrollo, se ha incrementado el uso de los 
ISSR’s (Inter Simple Sequence Repeat) (Zietkiewics et al., 1994) los cuales son 
marcadores dominantes (se puede distinguir el homócigo recesivo, pero entre el 
homócigo dominante y el heterócigo no se puede observar diferencia alguna), 
semiarbitrarios que amplifican a través de PCR; permiten evaluar los niveles de 
variación genética en regiones internas de los microsatélites. La amplificación ocurre a 
partir de un oligonucleótido o primer complementario a un microsatélite (secuencias 
cortas simples repetidas en tandem), que está diseñado para ensamblarse a las 
secuencias repetidas (dinucleótidos o trinucleótidos). Los primers de los ISSR’s 
incluyen además de las secuencias repetidas, un par de bases arbitrarias en el 
extremo 3’. Estos nucleótidos extras sirven como anclas asegurando que la 
amplificación se lleve acabo siempre desde el extremo 5’ del microsatélite, en donde el 
primer (oligonucleótido) sitúa dos regiones separadas por una secuencia genómica 
amplificable del ADN blanco, dando como resultado una molécula con un tamaño 
particular, esto es su peso molecular en pares de bases, y es considerada como un 
locus que representa el fragmento de ADN entre los microsatélites (Figura 1.2) 
(Zietkiewics et al., 1994; Bornet y Branchard, 2001). 
 
 
 
Figura 1.2. Representación del principio de los ISSR’s en la reacción de PCR. 
 
Finalmente, el resultado de la reacción de PCR es un patrón variable de bandas, las 
cuales representan las regiones amplificadas. Los polimorfismos encontrados son 
consecuencia de los cambios en los nucleótidos que tienen una función de anclaje y a 
las diferencias entre el tamaño de los productos obtenidos (Zietkiewicz et al., 1994). 
 
Existe un número relativamente bajo de publicaciones usando ISSR. Los estudios con 
ISSR’s generalmente se han enfocado a la identificación de genotipos en agricultura 
(Nagaoka y Ogihara, 1997). La primera aplicación de ISSR’s fue con plantas, para 
reevaluar las hipótesis de la introgresión y especiación de híbridos diploides (Wolfe et 
al., 1998). En cuanto a animales, la cantidad de publicaciones es aún más limitada; se 
ha trabajado con rotíferos, mosquitos, áfidos (Abbot, 2001), himenópteros (De León y 
Walker, 2005), y existe un reporte de mamíferos con bóvidos y artiodáctilos (Kostia, et 
al., 2000) y en general son estudios de demografía, filogenia y genética de 
poblaciones. 
1.8. Antecedentes 
 
R. R. Ramey II (1995) realizó un análisis de variación mitocondrial en 244 muestras 
(sangre y tejido) de borrego cimarrón del suroeste de Estados Unidos y México, en los 
cuales utilizó 23 enzimas de restricción; encontró 10 haplotipos en el área de estudio, 
con diferentes distribuciones y frecuencias. La diversidad nucleotídica fue estimada en 
π = 0.0006; también encontró que la distribución de subespecies previamente descrita 
(Cowan, 1940), no es congruente con la distribución de haplotipos que halló. Propone 
que los eventos de efecto fundador durante la colonización de los borregos en el 
Pleistoceno probablemente limitaron sus niveles de variación genética. Sugiere 
realizar estudios complementarios con ADN nuclear para precisar aún más los 
resultados de su investigación. 
 
Gordon y Allendorf (1996), estimaron el número de haplotipos, identificaron áreas con 
alta o baja diversidad haplotídica y evaluaron la estructura poblacional de 288 
individuos en 22 regiones de las Montañas Rocallosas de Norteamérica utilizando 17 
enzimas de restricción; hallaron 11 haplotipos con frecuencias de 0.05 a 1.0 y 
diversidades de haplotipos de 0.00 a 0.66; los autores argumentan que los análisis con 
enzimas de restricción muestran que existe suficiente variación en el ADN mitocondrial 
del área para emplearse como una herramienta en la conservación de la especie. 
 
Boyce et al. (1996) examinaron y compararon la variación genética de 235borregos 
cimarrones (14 poblaciones) de Sonora, el sureste de California y Nevada, mediante 
RFLP´s y Complejo Mayor de Histocompatibilidad (MHC), encontrando estimados de 
variación de H = 0.142 en Mojave Sonora hasta H = 0.573. Los valores para ambos 
marcadores fueron muy similares, sin embargo, los resultados de distancias genéticas 
y dendograma, revelaron modelos espaciales diferentes de variación para ambos 
casos. 
 
Boyce et al. (1999) realizaron observaciones conductuales y análisis de secuencias de 
ADN mitocondrial para estudiar la demografía y la estructura genética dentro y entre 
los grupos de borregos cimarrones en sus ámbitos hogareños, particularmente en 
hembras del sureste de California USA. Identificaron una importante variación genética 
en las primeras 515 pares de bases de la región control del ADN mitocondrial y 
determinaron siete haplotipos distribuidos en las subpoblaciones de hembras. La 
variación de ADN mitocondrial (33 %) está repartida entre los grupos en las 
respectivas subpoblaciones. Basándose en análisis de varianza molecular, 
comparación entre grupos, conducta, asociación y distancias entre los centros de 
actividad, concluyeron que los grupos de hembras permanecen en un área 
determinada, mientras los machos se desplazan entre los grupos, apareándose y 
dispersando su descendencia. 
 
En el 2000, Gutiérrez-Espeleta et al. llevaron a cabo una investigación de diversidad 
genética en 279 borregos cimarrones de 13 áreas de Arizona, California, Nuevo 
México y Alberta Canadá; fueron estudiados usando diez microsatélites, para 
determinar las diferencias interpoblacionales y las posibles relaciones entre los taxa. 
En todas las poblaciones hallaron un importante nivel de variación genética (de H = 
0.36 en Red Rock Refuge, Nuevo México a H = 0.60 en Kofa Mountains en el sur de 
Arizona). Las diferencias halladas entre las poblaciones fueron grandes y 
proporcionales a las distancias genéticas. 
 
En el 2001, Gutiérrez-Espeleta et al. realizaron un análisis en 206 borregos cimarrones 
de USA, con lo cual pretendían determinar si la baja en la densidad de las poblaciones 
de borrego tenía que ver con la incidencia de enfermedades infecciosas debido a la 
poca variación hallada en el gen MHC (Major Histocompatibility Complex). Encontraron 
heterocigosis variables (HE = 0.489 a 0.964), así como una frecuencia de alelos nulos 
en un rango de 0.066 a 0.120. Determinaron que la baja variación genética, 
aparentemente, no tiene relación directa con la alta incidencia de enfermedades 
infecciosas y que un alto nivel de variación en el gen MHC, no amortiguaría los efectos 
negativos de las enfermedades. 
 
En 2001, Hedrick et al. realizaron una investigación en las poblaciones de borrego 
cimarrón de Isla Tiburón en Sonora, México. Estas poblaciones se fundaron en 1975 
con 20 individuos y para 1999 había ya 650. Evaluaron la variación genética en las 
poblaciones usando diez microsatélites y un Complejo Mayor de Histocompatibilidad 
(MHC). Hallaron que la variación genética fue significativamente baja, comparada con 
las poblaciones de Arizona, utilizaron un modelo que toma en cuenta efectos de deriva 
génica en la distancia genética. Debido a la variación baja encontrada en las 
poblaciones de la Isla, sugirieron que estos organismos deberían de complementarse 
con animales transplantados de otras poblaciones. 
 
En 2004 Whittaker et al. muestrearon 117 borregos de cinco poblaciones en Oregon y 
una en Nevada, con lo cual determinaron la variabilidad genética dentro y entre las 
poblaciones. Encontraron menos alelos por locus (2.2-2.4), baja heterocigosidad (0.32-
0.39) y un alto nivel de endogamia que las poblaciones de Nevada (2.8 alelos por 
locus y H = 0.57). Ellos sugirieron que la evaluación de la variación genética podría 
emplearse para el manejo y conservación del borrego cimarrón. 
 
Worley et al. (2004) evaluaron la estructura genética poblacional de 919 borregos dalli 
(Ovis dalli) provenientes de 24 áreas muestreadas, desde Alaska, hasta la Columbia 
Británica, dichas muestras fueron colectadas de 1994 a 2002. Utilizando microsatélites 
determinaron una H que va de 0.229 a 0.922 en las zonas muestreadas y una FST total 
de 0.160. Este estudio reveló por vez primera una robusta variación genética en una 
población subestructurada (FST = 0.160). Los autores proponen que esta 
estructuración se debe a las distancias de separación de las poblaciones y que podría 
ser el reflejo de cuellos de botella pasados debido a efectos de recolonización en 
múltiples y aislados hábitat de esta región. 
 
Clinton et al. (2005) realizaron un análisis del efecto de barreras de origen 
antropogénico sobre la variación genética en 27 poblaciones de borrego cimarrón 
(Ovis canadensis nelsoni) en el estado de California; obtuvieron el material genético de 
muestras de heces y algunas de sangre y tejido. Utilizaron 14 microsatélites con cuatro 
réplicas por muestra para minimizar errores; hallaron que las barreras físicas del 
hombre constituyen un verdadero problema, ya que obstaculiza el flujo génico entre 
las poblaciones, repercutiendo en los niveles de variación genética de las poblaciones 
de borrego fragmentadas y entorpece la persistencia natural de la especie. 
 
Estos trabajos representan una aportación importante al manejo y conservación de la 
especie, en las cuales la Genética de Poblaciones es una herramienta crucial para el 
desarrollo de metodología en acciones de conservación, ya que se cuenta con bases 
genéticas para iniciar la planeación de programas de recuperación. Las técnicas 
genéticas empleadas representan una plataforma en el estudio de la especie en otros 
países, en los que las poblaciones de borregos silvestres (género Ovis) se hallan bajo 
algún estatus de riesgo, como por ejemplo México, en donde la especie se ha 
desplazado de la mayoría de su territorio de distribución original. 
 
Ciertamente en México existen algunos trabajos sobre genética de poblaciones de 
borrego cimarrón (Ramey, 1995; Hedrick, 2001), sin embargo aún son pocos e 
insuficientes para desarrollar estrategias de manejo y conservación, ya que si bien se 
han estudiado poblaciones como las de Isla Tiburón, Sonora (Hedrick, 2001), ésta es 
una población “artificial” considerando que sus fundadores fueron trasladados de otra 
zona (Punta Chueca Sonora) (Montoya y Gates, 1975). Por ello falta aún evaluar 
genéticamente poblaciones de los estados de Sonora, Baja California Sur y Baja 
California Norte, en los cuales aún existen poblaciones naturales de borrego cimarrón 
(Valverde, 1976; Lee y López-Saavedra, 1993, 1994; Valdez y Krausman, 1999). Así, 
es relevante conocer, aparte de los niveles de variación genética de las poblaciones 
naturales de borrego cimarrón, la de los ejemplares que constituyen poblaciones en 
confinamiento, si hay o no relación entre ellas, y qué tan estructuradas están ya que el 
conocer su diversidad y estructura genética permitirá complementar estrategias y 
planes de manejo específicos para aprovechar sustentablemente esta especie y 
procurar su continuidad, manteniendo e incrementando su variación genética de 
manera integral junto con otros factores como los ambientales, ecológicos y 
demográficos (Hedrick y Miller, 1992; Bleich et al., 1996; Fritzsimmons et al., 1997; 
SEMARNAP / INE, 2000). 
2. OBJETIVOS 
 
2.1. Objetivo General 
 
- Evaluar la Diversidad y Estructura Genética del Borrego Cimarrón (Ovis canadensis) 
de Sonora y Baja California Sur, México, para diseñar programas de manejo 
sustentable. 
 
2.2. Objetivos Particulares 
 
- Conocer la diversidad genética de poblaciones de Ovis canadensis de Sonora y Baja 
California Sur. 
 
- Estimar los nivelesde diferenciación genética de poblaciones de borrego cimarrón. 
 
- Realizar una revisión de los resultados obtenidos en la investigación, con otros 
estudios y hacer sugerencias para el manejo sustentable de la especie. 
 
3. MÉTODOS 
 
3.1. Área de Estudio 
 
El área de estudio se encuentra ubicada en la zona de distribución natural de borrego 
cimarrón en los Estados de Sonora y Baja California Sur. Para el caso de Sonora su 
área de distribución actual se restringe a la parte noreste del estado sobre la región 
costera, desde el municipio de Hermosillo hasta el Municipio de San Luís Río Colorado 
en la Reserva de la Biosfera El Pinacate y El Gran Desierto de Altar. Abarca un total 
de 46 sierras y de las áreas con manejo de ejemplares en condiciones de 
confinamiento (reservas con encierros), las cuales forman parte del programa de 
recuperación de la especie en México (SEMARNAP / INE. 2000) (Figura 3.1). 
 
Por lo que respecta a Baja California Sur, el área de estudio se restringe desde la 
región noroeste hasta suroeste del estado, a lo largo de la zona costera, desde el 
municipio de Comondú hasta el municipio de La Paz (SEMARNAP / INE. 2000) (Figura 
3.1). 
 
 
 
Figura 3.1. Mapa que muestra el área de origen de las muestras. 
 
3.2. Obtención de Material Biológico 
 
Para realizar los análisis, se contó con tres tipos diferentes de tejido: muscular de 
mandíbulas, hígado y muestras de pelo. 
 
Las muestras de mandíbula se obtuvieron de la recolección de los trofeos cinegéticos 
de borrego cimarrón (126 en total) provenientes de las áreas de cacería en cada uno 
de los estados (Sonora y B. C. S.) (ver Apéndice 1). Al ser cazado el organismo las 
mandíbulas fueron colectadas mismas que usamos en este estudio. La recopilación se 
realizó a través de la Delegación Federal de la SEMARNAT de cada estado (Sonora y 
B. C. S.) para su posterior traslado a la DGVS en el Distrito Federal, México. 
 
Por otra parte, los hígados (14 en total) provienen de una colecta realizada por la 
Dirección General de Vida Silvestre de la SEMARNAT en los estados de Sonora y B. 
C. S. (ver Apéndice 1); fueron extraídos de ejemplares que en su momento la misma 
DGVS autorizó para cacería; al animal se le extrajo el hígado y una pequeña sección 
de éste se colocó en frascos y/o viales, y se transportaron en hielo al laboratorio para 
su posterior análisis se almacenaron a -80 ºC. 
 
El resto de la muestra (pelo) consta de dos partes: 21 muestras fueron colectadas de 
ejemplares en confinamiento, por el Área Técnica de la Dirección Forestal y Fauna de 
Interés Cinegético del Estado de Sonora, de organismos de entre 1 y 5 años. Se 
tomaron los pelos de los borregos y se colocaron en bolsas de plástico individuales 
para transportarse al laboratorio. Por otro lado, 5 muestras provienen de igual forma 
del estado de Sonora, pertenecen a ejemplares confinados por el “Programa de 
Restauración de Borrego Cimarrón en Coahuila” de CEMEX (ver Apéndice 1), se 
tomaron de 7 a 15 pelos, se colocaron en tubos Eppendorf de 1.5 ml con 1 ml de 
alcohol (96°) y se transportaron al laboratorio. En total se contó con 132 muestras 
(considerando los diferentes tipos de tejido) para los dos estados (Tabla 3.1) 
 
Tabla 3.1. Determinación de las poblaciones y el tamaño de muestras por población. 
 
Población Nomenclatura utilizada No de muestras 
Sonora (vida libre) SVL 29 
Sonora (encierro) SE 49 
Sonora (Isla Tiburón) SIT 4 
B. C. S. (vida libre) BCSVL 39 
B. C. S. (Isla del Carmen) BCSIC 4 
Se desconoce origen NSO 7 
TOTAL 132 
 
3.3. Preparación de las Muestras 
 
Las muestras de tejido muscular de las mandíbulas se extrajeron con una navaja de 
bisturí estéril algunas áreas, cuidando que se tratara de tejido muscular y no óseo, 
dicha área se determinó según el grado de conservación del tejido. Para cada muestra 
se utilizó una navaja de bisturí nueva, todo se llevó a cabo con guantes de látex a fin 
de evitar contaminación (por ejemplo, ADN ajeno a la respectiva muestra). Se tomó la 
mayor cantidad posible, ya que en algunas era casi nula la cantidad de tejido 
muscular; cada muestra se colocó en un recuadro de papel aluminio y se marcó con 
su respectivo numero de control (ver Apéndice 1), dichas muestras se conservaron en 
congelación (-80° C) hasta el momento de realizar la extracción de ADN. Por otra 
parte, de los hígados se tomó del órgano congelado una porción de aproximadamente 
2.5 mm2, cuidando de tomar solo tejido del hígado, se colocó en tubos Eppendorf de 
1.5 ml y se marcaron con su respectivo número de control. 
 
En el caso de las muestras de pelo provenientes del Área Técnica de Sonora (21 
muestras), se contaron bajo el microscopio estereoscópico aproximadamente 50 pelos 
de cada muestra (cada individuo), se cortaron las raíces con tijeras estériles y se 
colocaron en tubos Eppendorf, de 1.5 ml, se marcó cada muestra con su respectivo 
número de control. Para los pelos contenidos en alcohol se cortaron las raíces bajo el 
microscopio estereoscópico de 4 a 13 pelos (ya que algunos pelos estaban muy 
deteriorados o sin raíz), se colocaron en tubos Eppendorf de 1.5 ml y se rotularon los 
tubos con sus respectivos números de control. 
 
3.4. Extracción de ADN 
 
Para la extracción de ADN, el proceso de obtención varió adecuándose a los 
requerimientos específicos de cada tipo de tejido. 
 
Para el caso del tejido obtenido de las mandíbulas se emplearon dos diferentes 
métodos de extracción de ADN, fenol-cloroformo modificado (Higuchi et al., 1988) (ver 
Apéndice 2) y Kit comercial de extracción Qiagen® DneasyTM Tissue Kit modificado 
(Qiagen Co., USA) (ver Apéndice 3), en los hígados se utilizó Kit comercial de 
extracción Qiagen® DneasyTM Tissue Kit (Qiagen Co., USA) siguiendo las 
recomendaciones del fabricante (ver Apéndice 4). 
 
Para las muestras de pelo (conservadas en bolsas de plástico) colectadas por el Área 
Técnica de la Dirección Forestal y Fauna de Interés Cinegético, del Estado de Sonora 
y para las contenidas en alcohol, se utilizó Kit comercial de extracción Qiagen® 
DneasyTM Tissue Kit modificado (Qiagen Co., USA) (ver Apéndice 5). Para evaluar la 
cantidad aproximada en ng/μl de ADN que e obtuvo de cada muestra se realizaron 
lecturas en biofotómetro (Eppendorf BioPhotometer AG 22331 Hamburg). 
 
3.5. Amplificación 
 
Para establecer las mejores condiciones de reacción de PCR y obtener una óptima 
resolución de las bandas en el gel se realizaron matrices de prueba para evaluar el 
efecto de la temperatura de alineación y la concentración de MgCl2. Primeramente se 
estableció un rango de temperaturas a partir de la utilizada en ISSR’s en bóvidos de 
52 °C (Kostia et al., 2000.) Esta temperatura se estableció como intermedia y se 
expandió dos niveles hacia arriba de dos en dos grados y hacia abajo de la misma 
manera (48, 50, 52, 54 y 56 °C respectivamente) Para el MgCl2 las concentraciones de 
prueba para establecer la más adecuada a cada marcador para el volumen de 
reacción de PCR se tomaron de Zongchao et al., (2005) y Wolfe (2000), y se 
estableció un rango de concentraciones de MgCl2 a partir de 1.5 mM/25 μL de 
volumen de reacción como el sugerido. Así entonces se realizó una escala de 
concentraciones tomando 1.5 mM como intermedia y ascendiendo a 2 y 2.5 mM de 
MgCl2, y descendiendo de 1.5 a 1 mM (1, 1.5, 2 y 2.5 mM de MgCl2). 
 
La amplificación se realizó mediante una reacción de PCR (Polymerase Chain 
Reaction). Para dicha reacción se utilizó el siguiente volumen de reacción: Buffer 1 X, 
MgCl2, DNTP’s 0.1 mM, marcador ISSR’s todos a 0.4 µM, Taq polimerasa 2u (por 
volumen de reacción), DNA 1 μl (a. 25 ng/μl) y se aforó a 25 μl con agua ultra pura. La 
solución se preparó de acuerdo a la demanda necesaria considerando como volumen 
para cada muestra 25 μl (Zongchao et al., 2005). La reacción se llevó a cabo en un 
equipo termociclador programado conlas condiciones especificas del ciclo en 
particular de cada marcador (Apéndice 6). 
 
Como marcadores moleculares se probaron 22 ISSR’s, evaluando su hipervariabilidad, 
resolución (de bandas) y características de aplicación, así como su polimorfismo 
(Tabla 3.2). 
 
Tabla 3.2. Nombres y secuencias de los marcadores (ISSR’S) probados. 
 
Marcador Secuencia Marcador Secuencia 
808 AGA GAG AGA GAG AGA GC 846 CAC ACA CAC ACA CAC ART
810 GAG AGA GAG AGA GAG AT 847 CAC ACA CAC ACA CAC ARC
817 CAC ACA CAC ACA CAC AA 848 CAC ACA CAC ACA CAC ARG
827 ACA CAC ACA CAC ACA CG 850 GTG TGT GTG TGT GTG TYC
828 TGT GTG TGT GTG TGT GA 851 GTG TGT GTG TGT GTG TYG
835 AGA GAG AGA GAG AGA GYC 853 TCT CTC TCT CTC TCT CRT 
840 GAG AGA GAG AGA GAG AYT 855 ACA CAC ACA CAC ACA CYT 
841 GAG AGA GAG AGA GAG AYC 856 ACA CAC ACA CAC ACA CYA
842 GAG AGA GAG AGA GAG AYG 857 ACA CAC ACA CAC ACA CYG
845 CTC TCT CTC TCT CTC TRG BC I CAC ACA CAC ACA CAC AAG
858 TGT GTG TGT GTG TGT GRT BC II CAC ACA CAC ACA CAC AGG
 
 
Los productos obtenidos en la reacción de PCR con los diferentes marcadores se 
evaluaron y separaron con electroforesis en gel de agarosa al 2 %, utilizando buffer 
TAE 0.5 X como solución de amortiguación. En cada gel, además de las muestras de 
los individuos, se cargó un indicador de peso molecular (Ladder) de 100 pb (600) 
(Nucleic Acid Markers, 100 pb DNA Ladder, Invitrogen) para conocer el peso molecular 
en pares de bases de los diferentes loci amplificados en la reacción (Figura 3.2). Los 
geles se tiñeron con bromuro de etidio (100 μl / 1000 ml de buffer TAE 0.5 X) para 
poder ser fotografiados en cámara Kodak EDAS 240 de luz ultra violeta. Cada una de 
las fotografías de los geles se digitalizó usando el programa Kodak ID 3.6. Las 
fotografías fueron editadas y esquematizadas en el programa Corel Draw 11.0 (Corel 
Corporation, 2002) para interpretarlas, identificando los diferentes patrones de loci, 
ordenándolos de mayor a menor, según su peso molecular en pares de bases, y 
realizando una matriz de ausencia y presencia de bandas (locus). Esto se realizó para 
cada individuo y para cada uno de los marcadores modificando el proceso original 
(Colin, 2006). 
 
 
 
Figura 3.2. Esquema del Gel de Agarosa al 2 %. 1. Ladder (100 pb), 2. Patrón de bandas 
(ausencia / presencia), 3. Fila de pozos donde se cargan cada una de las muestras 4. 
Electrodos (- arriba, + abajo) 5. Los productos amplificados de mayor peso se ubican en la 
parte superior y los de menor peso en el área inferior (pb) 6. Cámara de electroforesis. 
 
3.6. Diversidad Genética 
 
Para estimar el valor de variación genética se utilizaron las matrices de ausencia-
presencia. Se calcularon las frecuencias alélicas de los loci que amplificaron, esto con 
base a los alelos recesivos q (ya que los heterócigos no pueden ser distinguidos), se 
calculó la raíz cuadrada de la frecuencia de las “ausencias” x, dicho de otra forma, q = 
x y la frecuencia del alelo dominante es p = 1- q (Tabla 3.3). 
 
Tabla 3.3. Determinación de las frecuencias alélicas para cada alelo en el modelo: un locus dos 
alelos. 
 
 Frecuencia Alélica Alelo Heterócigo u Homócigo Ausencia / presencia 
p x p = p2 AA Homócigo Dominante 
pq + qp = 2 pq Aa Heterócigo 
Presencia 
(Banda) 
q x q = q2 aa Homócigo Recesivo Ausencia 
 
 
Para calcular la heterocigosis esperada promedio (HE) se utilizó la fórmula: 
 
∑
=
=
n
i
iE pH
1
2 
 
Donde HE representa la heterocigosidad esperada y p2i la frecuencia genotípica 
esperada (p es la frecuencia esperada de i) (Nei, 1978), la HE toma valores de 0 si no 
hay variación y 1 si todos los alelos son distintos y es la probabilidad de tomar un 
individuo al azar y que éste sea heterócigo. En resumen HE define la variación 
genética de un grupo de organismos en una población y representa la frecuencia 
media de individuos heterocigóticos y es llamada diversidad genética (Nei, 1978; 
Eguiarte y Núñez, 1999; Balding et al., 2001; Hedrick, 2005). 
 
Este estimado requiere de un factor que reduzca el sesgo estadístico, por lo que se 
implementó la corrección de Lynch y Milligan (1994). Esta corrección propone ignorar 
aquellas muestras para las cuales el número de individuos homócigos nulos, no 
exceda a tres y propone también realizar el análisis utilizando las bandas con 
frecuencias < 1- (3/N) para evitar considerar loci con altas frecuencias de alelos nulos 
(Lynch y Milligan, 1994; González, 2004). La heterocigocis esperada para cada locus 
se calculó con la siguiente ecuación: 
 
)(2)1(2 qVarqqH E +−= 
 
donde Var (q) = (1- x)/4N y la frecuencia del alelo q se calculó con la formula q = x1/2 
[1-Var (x)/8x2]-1 (Nybom y Bartish, 2000; Lynch y Milligan, 1994). 
 
Tomando en cuenta lo anterior, se calculó la variación genética como la heterocigosis 
esperada y el porcentaje de loci polimórficos con el programa TFPGA 1.3. (Tools For 
Population Genetic Analyses) el cual asume equilibrio de Hardy-Weinberg para 
calcular la HE a partir de los homócigos recesivos (Aguirre, 2004; González, 2004; 
Miller, 1997). 
 
3.7. Estructuración Genética 
 
Para estimar la estructura genética de las poblaciones de borrego cimarrón, se calculó 
el coeficiente de coancestria (θ) con la ecuación: 
 
ba
a
+
=θ 
 
En donde a es la varianza observada entre las poblaciones y b la observada entre los 
individuos (Weir y Cockerham, 1984) y se define como la probabilidad de que dos 
alelos tomados al azar de una población sean idénticos por descendencia; ésta 
incrementa con el paso del tiempo, por lo tanto nos dice que tan diferenciadas están 
las poblaciones (Reynolds et al, 1983). Si el estimado obtenido es un valor positivo, 
significa deficiencia de heterócigos y es un valor análogo a la FST (Weir y Cockerham, 
1984; Hartl y Clark, 1989; Balding et al., 2001; Weir y Hill, 2002). La FST se estima con 
la siguiente ecuación: 
 
T
ST
ST H
HHF −= 
 
donde HS es la heterocigosidad promedio esperada dentro de las subpoblaciones y HT 
es la heterocigosidad promedio esperada total en la población (Weir y Hill, 2002; 
Hedrick, 2005). Si el valor de FST es igual a 0 significa que no hay diferencias entre las 
subpoblaciones (en equilibrio de Hardy-Weinberg). Si es igual a 1 las poblaciones 
serían diferentes entre sí, en otras palabras, no comparten ningún alelo o se han fijado 
diferentes alelos (Hartl y Clarck, 1989; Hedrick, 2005). Considerando la analogía entre 
ambos estimados, se calculó el coeficiente de coancestría (θ) con el programa TFPGA 
1.3. (Tools For Population Genetic Analyses) (Miller, 1997; Weir y Hill, 2002; González, 
2004). 
 
Para complementar el estimado θ y entender cómo se estructura la población y cómo 
se distribuye la variación genética entre las poblaciones evaluadas, se realizó un 
Análisis de Varianza Molecular (AMOVA). Este análisis refleja estimados de los 
componentes de la varianza y análogos a los estadísticos F, proyectando la 
correlación de la diversidad a distintos niveles de subdivisión jerárquica. El Análisis de 
Varianza Molecular se realizó utilizando el programa Arlequin 3.1. (Excoffier et al., 
1992; Schneider et al., 2005). 
 
3.8. Distancia Genética 
 
Para evaluar la distancia genética entre poblaciones, se utilizó la Distancia Genética 
Estándar (D), propuesta por Masatoshi Nei (1972). La D considera dos poblaciones 
diploides tomadas al azar, X y Y, que segrega alelos múltiples para un locus, y que xi y 
yi son las frecuencias de los alelos i en X y Y, respectivamente la probabilidad de 
identidad de dos genes tomados al azar es jX = Σxi2 en la población X, para la 
población Y es jY = Σ yi2 y la probabilidad de identidad para la población X y Y es jXY = 
Σ xiyi. La identidad normalizada de genes entre X y Y con respecto a este locus es: 
 
YXXYj jjjI /= 
 
Este valor es de 1 cuando las poblaciones tienen las mismas frecuencias alélicas y de 
0 cuando no existe ningún aleloen común. La identidad normalizada entre X y Y con 
respecto a todos los loci se define como: 
 
YXXY JJJI /= 
 
 
Donde JX, JY y JXY son las medias aritméticas de jy, jx y jxy , respectivamente, de todos 
los loci, inclusive los monomórficos. La distancia genética entre las poblaciones X y Y 
se denota como: 
 
ID elog−= 
 
D evalúa el número acumulado de substituciones del gen por cada locus, y tiene un 
valor de 0 si las poblaciones tienen frecuencias alélicas idénticas e infinito cuando no 
comparten ningún alelo. (Nei, 1972, 1973; Hedrick, 2005). 
 
D se calculó con el programa TFPGA 1.3. (Tools For Population Genetic Analyses) 
(Miller, 1997; González, 2004). 
 
3.9. Delimitación de las poblaciones 
 
3.9.1. Por su origen y forma de manejo 
 
Para delimitar las poblaciones basándose en su origen y forma de manejo se tomaron 
en cuenta dos criterios; el primero considera el área geográfica de origen de los 
individuos (Sonora, Baja California Sur, Isla del Carmen e isla Tiburón) y el segundo su 
situación de manejo (vida libre o encierro); de esta forma se contempla y se considera 
el aprovechamiento que se ha realizado, ya que las delimitaciones consideradas para 
formar estos grupos han sido establecidas antropogénicamente (Clinton et al., 2005). 
 
3.9.2. Por los genotipos de los individuos 
 
Esta forma de agrupar a los individuos se basa en los datos de los genotipos y 
consiste en asignar a los organismos (probabilísticamente) a algún grupo o población 
(Pritchard et al., 2000). Funciona para demostrar la presencia de estructura en las 
poblaciones, identificar distintas poblaciones (genéticamente), asignar individuos a 
grupos, identificar migrantes e inferir el número de poblaciones presentes en la 
muestra (Pritchard et al., 2000). La determinación de los grupos y el número de los 
mismos se calcularon con base en los datos de los genotipos individuales de toda la 
muestra, en el programa STRUCTURE 2.2 (Pritchard et al., 2000; Falush et al., 2003, 
2007; Evanno et al., 2005). 
 
4. RESULTADOS 
 
4.1. Extracción de ADN 
 
Para el caso de las mandíbulas, éstas no se manipularon propiamente como material 
biológico para investigación, llegaron desordenadas, sucias, rotas e incluso de algunas 
fue imposible saber su procedencia (Apéndice 1). 
 
Durante el proceso de toma de tejido muscular de cada una de ellas se presentaron 
algunos problemas como tejido antiguo y seco, cantidades muy pobres de tejido (a. 1 
mm2), tejido muy blando (aparentemente graso) inservible, que se deshizo durante el 
proceso de hidratación con PBS y tejido iniciando un proceso de descomposición; por 
lo anterior fue que se determinó el uso de más de un método de extracción: fenol-
cloroformo modificado (Higuchi et al., 1988) y Qiagen® DneasyTM Tissue Kit 
modificado (Qiagen Co. , USA). 
 
De algunas muestras sólo se pudo extraer ADN con el primer método (fenol-
cloroformo), algunas con el segundo (kit comercial) y la mayoría con ambos, sin 
embargo hubo algunas que no dieron resultado con ninguno de los dos métodos. Se 
procuró que la mayoría de las muestras fueran obtenidas con el Qiagen® DneasyTM 
Tissue Kit, aun cuando se podía extraer con fenol-cloroformo ya que el producto de la 
extracción con kit es más puro. El resto de las muestras se extrajeron con la técnica de 
fenol-cloroformo que aunque el producto no es tan puro como el del kit, es amplificable 
y útil para los análisis. 
 
Para el caso del método fenol-cloroformo, considerando el estado de conservación del 
tejido, las implementaciones relevantes a la técnica fueron: un lavado del tejido con 
PBS previo a la extracción para eliminar objetos, partículas y elementos ajenos al 
mismo que pudieran alterar la calidad del ADN obtenido; un proceso de hidratación del 
tejido durante 24 horas, igualmente con solución PBS para “suavizar” el tejido y que la 
reacción de lisis fuera más efectiva y se aumentó el tiempo de lisis original a 72 horas, 
procurando con esto una reacción total (Apéndice 2). 
 
En cuanto al kit, fue necesario adicionar algunos pasos previos a la extracción para 
obtener una mejor calidad del producto, considerando las características del tejido. 
Primeramente al tejido se le realizaron lavados con agua estéril y vortex, para eliminar 
elementos ajenos a la muestra, después un proceso de hidratación con PBS de 24 
horas previo a la extracción. Durante el proceso se precalentó el buffer AE y en la fase 
final se aumentaron las revoluciones de la centrifugación (Apéndice 3). En general con 
ambos métodos se obtuvo ADN óptimo y de calidad para realizar los análisis (Figura 
4.1, 4.2). 
 
 
 
Figura 4.1 Fotografía de un gel con el que se evalúa la calidad de la extracción de ADN 
mediante la técnica fenol-cloroformo. 1. Indicador de peso molecular (Ladder 100 pb) 2. 
Bandas que muestran los productos de la extracción (ADN) 3. Gel de agarosa. 
 
 
 
Figura 4.2. Fotografía de un gel con el que se evalúa la calidad de la extracción de ADN 
mediante la técnica de kit comercial de extracción. 1. Indicador de peso molecular (Ladder 100 
pb) 2. Individuo del que no se pudo realizar extracción con esta técnica 3. Bandas que 
muestran los productos de la extracción (ADN) 4. Productos extras de la extracción (ARN, 
proteínas, etc.) 5. Gel de agarosa. 
 
Por otra parte los hígados, al tratarse de un órgano mejor conservado (-80 °C) sin 
condiciones especiales, se realizó la extracción con el kit tal como lo indica el 
fabricante (Apéndice 4). Se encontró que en comparación con otro tipo de tejido (pelo, 
músculo, etc.) el hígado fue del que se pudo extraer una mayor cantidad de ADN, 
hasta 300 ng/μl (Figura 4.3). 
 
Para las muestras de pelo, las implementaciones al protocolo original del fabricante 
fueron mínimas, ya que las muestras fueron de reciente colecta y no fue necesario 
realizar cambios más relevantes; se realizó un lavado con solución PBS previo a la 
extracción para eliminar residuos ajenos a la muestra y se modificó la velocidad de 
centrifugación en algunos pasos (Apéndice 5). De manera general se obtuvo ADN de 
calidad de todas las muestras, incluso en algunos individuos en los que se contaba 
sólo con 10 pelos (Figura 4.3). 
 
a) b) c) 
 
d) e) f) 
 
Figura 4.3. a) (1) Extracción del tejido muscular de las mandíbulas con la técnica fenol-
cloroformo donde se observa la banda de ADN (2) y un barrido moderado (ADN degradado) b) 
(1) Bandas de ADN obtenidas del tejido de la mandíbula con el kit comercial, en donde se 
observan las bandas de ADN más claras c) (1) Productos de las extracciones de hígado con kit, 
la banda más ancha y obscura indica una mayor cantidad de ADN (2) las bandas superiores son 
moléculas de alto peso (proteínas) d) (1) Productos obtenidos de la extracción con kit de las 
muestras de pelo, con 50 de estos (2), barridos moderados, lo que indica ADN degradado e) (1) 
Extracción de las muestras de pelo, únicamente con 15 pelos aproximadamente, las bandas de 
ADN se observan más tenues que en el caso anterior f) (1) Muestras de las que no fue posible 
obtener ADN con ninguna de las dos técnicas, se observan únicamente grandes barridos (2) de 
material degradado y moléculas de alto peso en la parte superior. 
 
Tras el proceso de extracción, de la mayoría de las muestras se obtuvieron 2 tubos, 
uno con ADN concentrado y el otro mas diluido que fue con el que se trabajó; los 
concentrados están a 90 ng/μl ≈ y los diluidos a una concentración aproximada de 25 
ng/μl. 
 
Debido a que de algunas muestras no se obtuvo ADN, se definieron las poblaciones 
con los individuos de los que se pudo obtener material genético y con las cuales se 
realizó el estudio (Tabla 4.1). 
 
Tabla 4.1. a) Total de las muestras y su tejido de origen, b) Total de las muestras con 
extracción exitosa, su tejido origen y las cuales se incluyeron en la presente investigación. 
 
Tejido Origen a) N Total (%)