Determinacion-de-la-curva-dosis-respuesta-cuantal-del-2-2-2tribromoetanol-en-3-especies-diferentes--cuyo-Cavia-porcellus-gerbo-Meriones-ungiculatus-y-hamster-Mesocricetus-auratus

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DE MÉXICO
 
 
 
 
 
 
FACULTAD DE QUÍMICA 
 
 
 
 
 
“DETERMINACIÓN DE LA CURVA DOSIS-RESPUESTA CUANTAL 
DEL 2, 2, 2-TRIBROMOETANOL EN TRES ESPECIES DIFERENTES:
CUYO (Cavia porcellus), GERBO (Meriones ungiculatus) 
Y HÁMSTER (Mesocricetus auratus)” 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 T E S I S 
 QUE PARA OBTENER EL TITULO DE: 
QUÍMICA FARMACÉUTICO BIÓLOGICA 
P R E S E N T A : 
ANA CECILIA MENDOZA REYES 
 
 
 
 
 MÉXICO, D.F. 
2009
 
 
UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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 2
JURADO ASIGNADO 
PROFESORES 
Presidente Prof. Elia Brosla Naranjo Rodríguez 
Vocal Prof. Enrique Moreno Sáenz 
Secretario Prof. Atonatiu Edmundo Gómez Martínez 
1° Suplente Prof. Martha Leticia Jiménez Pardo 
2° Suplente Prof. Alejandro Ortiz Osornio 
 
Sitio donde se desarrollo el tema: 
• Bioterio de la Facultad de Química; 5° piso, Edific io “A”. Facultad de 
Química. UNAM. 
 
Asesor del tema: 
 M.V.Z. Atonatiu Edmundo Gómez Martínez 
 
Supervisor Técnico: 
 M en C. Ruth Bustamante García 
 
Sustentante: 
 Ana Cecilia Mendoza Reyes
 3
Dedicatoria 
 Este trabajo está dedicado a TI, a ti que ya no estás con migo, a ti que me 
cuidas desde otro lugar y a pesar de que te fuiste cuando menos lo esperaba y a 
pesar de que no pude expresarte lo que sentía sé muy bien que lo sabías, tú que 
desde pequeña me viste crecer, tú que alegraste mis días y me diste consuelo 
cuando lo necesitaba…. lo único que me queda por decir es: gracias porque sé 
que todavía me estas cuidando y a pesar de que ya no te pueda ver sé que aun 
estas con migo. 
Agradecimientos 
A Mi Madre 
 A mi mamá, que es la luz de mis días y la esperanza de cada momento, a 
quien me ha dado todo lo que tengo hasta ahora y a quien le debo todo lo que soy, 
no tengo palabras para agradecerte todo lo que has hecho por mí, porque has sido 
capaz de entender mis locuras y no has sufrido con mis decepciones, porque a 
pesar de que el mundo se torne gris siempre tienes una sonrisa que mostrarme, 
simplemente porque te quiero mucho doy gracias a la vida porque me puso en tu 
camino y espero poder seguir contando contigo por mucho tiempo más porque 
“Que haría yo sin ti y los días de pago” 
A Mi Padre 
 Porque a pesar de las diferencias que podamos tener sé que siempre 
cuento contigo, porque nunca me has decepcionado y porque sé que siempre 
quieres lo mejor para mi, te agradezco todos los viajes que hemos hecho porque 
no solo me ayudaron a saber más, sino que también me ayudaron a conocerte y a 
darme cuanta del grandioso hombre que hay en ti. Gracias por siempre apoyarme 
y siempre estar ahí, y aunque no tenga mucho la oportunidad de decírtelo espero 
que lo sepas: Te quiero mucho pa´. 
 
 4
A mi Hermano 
 Herbañoño!, que te parece que ahora también seré Herbañoña!! jajaja, te 
quiero mucho a pesar de todas las diferencias que tenemos y a pesar de que la 
edad nos ha hecho cambiar tanto, espero que con el pasar de los años podamos 
superar los tonto problemitas que nos agobian, gracias por tus consejos y tu 
apoyo. 
A ti Alexis 
 Porque eres el niño más dulce y especial que he conocido en mi vida, 
porque eres lo mejor que me pudo haber pasado, porque me has enseñado mil y 
un cosas y porque me ayudas a ser fuerte día con día y a pesar de todo lo que 
tienes en la cabeza y en el corazón, tienes un gran espacio para mí. Te adoro 
porque siempre me haces sonreír y sabes cómo hacerme sentir mejor, porque has 
estado con migo en los peores momentos de mi vida y me ayudaste a levantarme 
cuando pensé que ya no podía, porque fuiste capaz de secar el diluvio universal y 
porque gracias a ti conocí el amor, pero sobretodo porque nunca había conocido a 
alguien tan especial como tú. Gracias cosa. Oye momo…. 
A Pupas 
 A algunos les sonara absurdo, pero a ti te debo mil y un cosas, desde el 
primer día que llegaste en tu canastita acompañada de tus hermanitos supe que 
ibas a ser mi perrita y así paso el tiempo y de ser mi perrita pasaste a ser parte de 
mi, por que como dice el comercial ya estas viejita y no sé cuánto tiempo más 
vayas a durar, te agradezco porque siempre estuviste a mi lado día y noche, por el 
simple hecho de seguirme a todos lados, por mover la colita y hacer que brote la 
felicidad de mi. Por esos tristes ojitos de perrito castigado que ponías cuando me 
enojaba contigo y por secar mis lagrimas. Por hacerme sentir la dueña mas 
orgullosa del mundo!. Te quiero pupas. 
 
 
 5
A mi Familia 
A ustedes que me han visto crecer y han formado parte de mí, porque sé 
que puedo contar con todos ustedes y porque de cada uno tengo recuerdos 
inolvidables, me siento afortunada por tenerlos a ustedes de familia porque no 
todo mundo puede llamar a las personas que lo rodean familia así como yo puedo 
hacerlo. 
A Silvia, Héctor, Ale y Marianita 
Son las personas más cercanas a lo que podría considerar “familia 
adoptiva” (ya que los considero parte de mi familia) porque el cariño que les tengo 
no se puede medir, porque considero que ale y marianita son mis hermanas y 
porque estoy segura de que si algún día tengo un problema y acudo a ustedes, me 
ayudaran sin dudarlo. Gracias por todos los bellos momentos que me han hecho 
pasar. Gracias por todo el cariño que me han brindado, de verdad me siento en 
familia a su lado. 
A mis amiguis del Simón y anexa 
Itzel como no agradecerte a ti que estuviste con migo siempre, a la mejor 
amiga que podía pedir, porque aun seguimos viéndonos y aunque últimamente 
los momentos son pocos el cariño que te tengo nunca disminuirá, espero que 
digamos siendo amigas y de viejitas tejamos bufandas juntas sentadas junto a la 
chimenea. A Luis (Saltamontes), Getse, Jael, Natalia, Luisa, Laura, Adolfo, 
Lissette, Diana, Brenda, Maribel…. A tod@s ustedes que estuvieron con migo ya 
me titule!!! Y como olvidar a mi amiguis yaret eres la mejor de las mejores 
amiguis… te quiero mucho. 
 
 
 
 
 6
A mis amigas de la Fac 
Rebe, a ti que estuviste desde el principio con migo, gracias por enseñarme 
las diferentes tonalidades que tiene el mundo, TKM, Lucero, por ser la personita 
que me ayudo a ser más fuerte, TKM, y claro, agradecimientos también a Martha, 
Luisa, Karla, Diana, Monik y a tod@s los demás que estuvieron con migo a lo 
largo de la carrera. 
Al Bioterio 
A todos ustedes que me enseñaron cosas que no se aprenden todos los 
días, por hacerme sentir parte del Bioterio y por abrirme un lugar en sus vidas. 
Wendy, Olga, Meche, Lazaro, Gulberto, son los mejores compañeros de trabajo 
que hubiera deseado. Gracias por escucharme y aconsejarme. 
 
Al Doc Atonatiu y Ruth. 
Hay personas que pasan por tu vida sin que tú te des cuenta, pero hay 
otras que se quedan en ella aunque no las veas. Gracias por hacer esto posible 
(titulación) y mas que agradecerles por brindarme un espacio donde trabajar, les 
agradezco por brindarme su amistad. Doc por sus sabios consejos y sus sonrisas, 
por animarme a dar el siguiente paso, por ayudarme a creer en mí y enseñarme 
que nada puede ser tan malo como parece. En un futuro me sentiréorgullosa de 
decir “Yo fui alumna del Doc”. Ruth mil gracias por tu ayuda, sin ti de verdad no sé 
si estaría ahorita donde me encuentro, gracias por tu apoyo, por todos tus 
consejos y por darme trabajo (jaja), eres una súper persona con un mega corazón. 
Nunca olvidare que en el Bioterio de la Facultad de Química puedo encontrar 
unos grandes amigos. 
Y a todos ustedes que no mencione, gracias por todo el apoyo que alguna 
vez me dieron y por qué no, también gracias por poner obstáculos en mi camino 
porque sin ellos no podría hacer llegado a ser el tipo de persona que soy ahora. 
 7
INDICE 
 Página 
Capítulo I 
1. RESUMEN 12 
Capítulo II 
2. GENERALIDADES 13 
 2.1 Anestesia 13 
 2.1.1 Historia de la anestesia 15 
 2.1.2 Aparición de la Anestesiología Científica 16 
 2.1.3 Cronología de la aparición de la Anestesia 16 
 2.1.4 Historia de la Aparición del 2, 2, 2-Tribromoetanol 18 
 2.1.5 Tipos de anestesia 19 
 2.1.5.1 Elección de la técnica anestésica 19 
 2.1.6 Anestesia General 20 
 2.1.6.1 Definición de Anestesia General 20 
 2.1.6.2 Componente de la Anestesia General 20 
 2.1.6.3 Etapas y Signos de la Anestesia General 21 
 2.1.6.4 Seguridad de la Anestesia General 23 
 2.2 Características del Anestésico Ideal 25 
 2.3 Curvas Dosis-Respuesta Cuantal 26 
 2.4 Animales utilizados en la experimentación 29 
 8
 2.4.1 Cuyo 29 
 2.4.1.1 Características Generales 29 
 2.4.1.2 Características Biológicas y Fisiológicas 32 
 2.4.2 Gerbo 34 
 2.4.2.1 Características Generales 34 
 2.4.2.2 Características Biológicas y Fisiológicas 36 
 2.4.3 Hámster 37 
 2.4.3.1 Características General 37 
 2.4.3.2 Características Biológicas y Fisiológicas 39 
 2.5 Anestésico utilizado 41 
 2.5.1 Tribromoetanol: 2,2,2-Tribromoetanol 41 
Capítulo III 
3. Objetivos 44 
Capítulo IV 
4. Hipótesis 44 
Capitulo V 
5. Material y Métodos 45 
 5.1 Material y métodos 45 
 5.2 Procedimiento Experimental 46 
 5.3 Diagrama de Flujo 49
 
 
 9
Capítulo VI 
6. Resultados 50 
Capítulo VII 
7. Discusión de Resultados 67 
Capítulo VII 
8. Conclusiones 71 
Capitulo IX 
9. Anexos 
* Referencias Bibliográficas 
* Tabla de Contenido 
* Lista de Abreviaturas 
* Lista de Figuras 
* Lista de Tablas 
 
 10
Lista de Abreviaturas 
°C Grados Centígrados 
ANDEVA Análisis de Varianza 
CG Cromatografía de Gases 
DE50 Dosis Efectiva 50 
DL50 Dosis Letal 50 
DT50 Dosis Toxica 50 
IT Índice Terapéutico 
MS Margen de Seguridad 
TBE Tribromoetanol 
FLUKA Fluktuierende Kaskade 
mL Mililitros 
g Gramos 
i.p./ IP Intraperitoneal 
s.c. Subcutánea 
i.m. Intramuscular 
i.v. Intravenosa 
mg/Kg Miligramos/Kilogramo 
SNC Sistema Nervioso Central 
cm Centímetros 
min Minutos 
 11
LS Latencia de Sedación 
LH Latencia de Hipnosis 
TR Tiempo de Recuperación 
M Muerte 
U.P.S Unidades probit de Sedación 
U.P.H. Unidades probits de Hipnosis 
U.P.M Unidades probits de Muerte 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 12
Capitulo I 
1. RESUMEN 
Aunque la anestesia se ha practicado durante unos 150 años, es solo en 
fechas reciente, que la investigación ha contribuido a la comprensión de los 
factores que determinan la relación entre las propiedades fisicoquímicas de los 
anestésicos y su relativa potencia en la inducción de la anestesia, o de hecho en 
la duración relativa de la anestesia provocada. A medida que crece nuestra 
comprensión de la farmacología se incrementa nuestra capacidad de proponer e 
investigar las ventajas que pueden obtenerse mediante el uso de nuevos 
fármacos, por lo que en este trabajo se busca escalar el uso del 2, 2, 2-
Tribromoetanol utilizado en ratas y ratones (Núñez, 2008), para las especies de cuyo 
(Cavia porcellus), gerbo (Meriones ungiculatus) y hámster (Mesocricetus auratus), 
asi mismo es importante destacar que la Anestesiología Experimental es una 
condición inexcusable para el desarrollo científico en materias biomédicas y para 
el desarrollo de modelos quirúrgicos experimentales (Flecknell, 1993). 
El empleo de animales de experimentación requiere en múltiples ocasiones 
un manejo anestésico adecuado y específico que asegure el mantenimiento y la 
supervivencia del animal en condiciones de anestesia, analgesia y relajación 
muscular. Además de las consideraciones éticas, un animal con dolor o estrés 
puede alterar la calidad de los resultados de una investigación. El auge de la 
investigación en estas especies ha permitido a su vez un incremento del interés 
por el desarrollo de técnicas y pautas anestésicas que pongan al animal objeto de 
estudio en un estado benéfico para él (Cruz, 1996). 
Los resultados obtenidos muestran que el 2, 2, 2-Tribromoetanol es un 
anestésico que puede ser utilizado en las especies estudiadas; cuyo (Cavia 
porcellus), gerbo (Meriones Ungiculatus) y hámster (Mesocricetus auratus) debido 
a que el margen de seguridad en todas las especies fue mayor a 0.4 
 
 13
Capítulo II 
2. GENERALIDADES 
2.1 Anestesia 
2.1.1 Historia de la anestesia 
La lucha contra el dolor es probablemente tan antigua como la historia 
misma. Sin excepción, puede afirmarse que la presencia del dolor físico es 
acompañada por una inequívoca sensación de disgusto intenso en todas las 
especies. Desde los albores de la civilización se ha procurado evitar las formas 
más extremas del sufrimiento físico, que si bien constituye un admirable 
mecanismo de alerta y aviso, provocan, por otra parte, efectos negativos para la 
salud mental y física de los seres vivos (MacKlevey y Wayne, 2003). 
Resulta indudable que ya los antiguos babilonios empleaban un cemento 
preparado mediante la mezcla de varias semillas y una goma especial para aliviar 
el dolor producido por las caries dentales. Los chinos, por su parte, probablemente 
emplearon el hachís (Cannabis sativa) por sus propiedades analgésicas, y 
consiguieron identificar el oxigeno por sus efectos con los seres vivos, ellos 
observaron que la falta de este causaba la muerte. La cultura egipcia, la cultura 
minoica y la cultura hitita conocieron determinados procedimientos para el alivio 
del dolor que de manera muy amplia podrían denominarse anestésicos. La 
literatura griega de la época clásica hace numerosas referencias a procedimientos 
para supresión del dolor. Aristóteles explica en su libro Historia de los Animales la 
manera en la que se produce inconsciencia cuando se aplica presión en las venas 
yugulares o en la arteria carótida, en tanto que Plinio, Dioscórides y Apuleyo 
recomendaban la mandrágora antes de las intervenciones (Morgan y Mikhail, 1995). 
 14
 
Figura 1 Fotografía que muestra el uso del éter en un procedimiento quirúrgico antiguamente 
realizado (CEDEPAP, 2009). 
Es probable que la primera mención de un método anestésico empleado en 
animales se registre en La Eneida, de Virgilio. A Cancerbero, guardián de la 
entrada a las Hades, “se le administró alimento con una droga, y entonces se 
relajo y sucumbió al sueño”. Sin embargo, correspondió a Platón el mérito de 
acuñar el vocablo anestesia que en griego significa inestabilidad. Transcurrirían 
muchos siglos antes de que el vocablo adquiriese su acepción moderna (Hall y 
Clarke, 2004). 
El renacimiento repercutió favorablemente en muchas áreas, y una de ellas 
fue la farmacología. En 1540 Valerius Cordus produjo e identificó el éter, e informo 
sobre el efecto soporífero (que mueve o induce al sueño) que produce en las aves, 
pero no fue hasta 1846 que el doctor W. Morton hizo una demostración pública 
exitosade la anestesia con éter (Figura 1). Los trabajos de Cordus allanaron el 
camino para las labores de muchos otros químicos, que al explorar diversas áreas, 
prepararon el advenimiento de la gran revolución científica en el siglo XIX (Hall y 
Clarke, 2004). 
 
 15
 2.1.2 Aparición de la Anestesiología Científica 
Para efectos prácticos, la inmensa mayoría de los fármacos y 
procedimientos empleados en anestesiología veterinaria sólo se pueden remontar 
al siglo XIX o, a lo sumo, a las postrimerías del siglo XVIII. El primer anestésico 
inhalado que se descubrió fue el óxido nitroso, Priestley en 1776 describió las 
sensaciones que se presentan al inhalar ese compuesto, más adelante en 1818 el 
gran físico y químico inglés Michael Faraday mencionó los efectos anestésicos del 
éter, y poco tiempo después, en 1824, H.H. Hickman demostró por medio de 
experimentación en animales que el bióxido de carbono y la hipoxia podían aliviar 
el dolor quirúrgico, sin embargo había de trascurrir casi una generación para que 
el éter se empleara con el fin de producir un efecto anestésico en un ser humano. 
Parece ser que el doctor Jackson, utilizó de manera rutinaria el éter en la práctica 
con animales. En un documento que fechó en 1853, Jackson afirma que: 
“… también indique su empleo (éter) para evitar toda sensación en animales 
domésticos a los que se iba a intervenir quirúrgicamente… el medio más fácil, 
seguro y eficiente. Cualquier persona inteligente puede administrarlo…” 
De gran importancia para la continuación de los estudios resultó, sin duda, 
la implantación en la mayor parte de los países occidentales de legislaciones que 
protegían a los animales de los abusos a los que tradicionalmente se les había 
sometido. 
Resulta probable que haya sido el veterinario G.H. Dadd el primer científico 
que haya empleado el éter y el cloroformo en intervenciones quirúrgicas 
practicadas en animales. En la revista American Veterinary Journal de 1850 Dadd 
público un comunicado sobre la anestesia, y en su libro The modern horse doctor 
de 1854 explica la urgencia de emplear el éter en intervenciones dolorosas, poco a 
poco se fue desarrollando la historia de la anestesia hasta llegar a tiempos 
modernos, todo el desarrollo de la anestesiología veterinaria se encuentra 
sintetizado en la obra Manual of operative Veterinary Surgery, en este libro se 
 16
describen la administración y propiedades de algunos anestésicos, así como las 
diferentes intervenciones quirúrgicas en que se pueden emplear (William, 1984). 
2.1.3 Cronología de la Aparición de la Anestesia. 
Después de haber comentado un poco a cerca de la historia de la 
anestesia, a continuación se muestran algunos de los descubrimientos mas 
importantes en el ámbito de la anestesiología ordenados cronológicamente 
(Ronald, 2002): 
1540 – V. Cordan Realizó el primer reporte autentico del uso del éter para 
producir analgesia en animales, el lo administró a pollos y luego observo 
que después de la administración, si los dejaba un tiempo, estos se 
recuperaban. 
1550 – Runini reportó la anestesia en caballos, administrando alcaloides de 
la belladona notando que estos dormían por un día entero. 
1774 – Humphrey Davy describió sus experimentos con gatos. 
1800 – Viborg introdujo la anestesiología intravenosa en la medicina 
veterinaria, probó diferentes extractos de plantas (alcaloides) en perros, 
pero únicamente con el opio logró inducir una anestesia efectiva. 
1800 – Humphrey Davy discutió el uso de óxido nitroso como un remedio 
para el dolor. 
1842 – Henry Hill Hickman llevó a cabo experimentos en los cuales utilizaba 
el dióxido de carbono administrándolo a ratones, cachorros y perros, sin 
embargo tiempo después se dio cuenta de que la anestesia era producida 
por asfixia. 
1851 – Brodie anestesió a un cuyo con éter, observo que dejo de respirar a 
los 8 minutos, pero que su corazón aun seguía latiendo. Con ayuda de 
respiración artificial, el animal salió de ese estado recuperándose por 
completo. 
 17
1869 – Spencer Wels publicó un artículo acerca del uso del hidrato de 
cloral. 
1872 – Se utiliza el hidrato de cloral en perros y conejos. 
1877 Se descubre que este método es ineficiente en humanos ya que 
causa la muerte a decenas de personas. 
1885 – Se utilizó por primera vez la anestesia espinal, inyectando cocaína 
en la región posterior del tórax 
1890 – Se introduce la cocaína como anestésico local por Penhale. 
1905 – Se introduce la procaína como anestesia local y regional. 
1915 – Hobday publica el primer libro dedicado por completo a la anestesia 
veterinaria. 
1919 – Comentarios realizados por Hobday y Merrillat proveyeron un 
contexto para la introducción de la anestesia animal. 
1923 – Se describió el uso del tribromoetanol en gatos y poco tiempo 
después se utilizo como anestésico en humanos por vía rectal. 
1931 – Se reporta el uso de pentobarbitona en anestesia veterinaria. 
1940 – Farquharson desarrollo una técnica de anestesia paravertebral en 
rumiantes. 
1950 - Se observó el desarrollo de dos agentes inhalatorios: ciclopropano y 
tricloroetileno. 
1953 – Se permitió a los veterinarios producir anestesia en un animal 
parado (rumiantes, caballos). 
1954 – Se comenzó a permitir que los veterinarios escogieran el tipo de 
anestésico que desearan usar siempre y cuando fueran adecuados e 
indujeran la anestesia correctamente. 
 18
1960 - se desarrolla la xilazina para uso en rumiantes. 
1970 – Se introduce la ketamina 
1980 – Se descubrieron dos nuevos relajantes para uso en humanos, 
actualmente se busca utilizarlos en gatos, perros, caballos y vacas. 
(atracurium y vecuronium). 
Este trabajo se enfoca en el uso del anestésico 2, 2, 2-Tribromoetanol, por 
lo que no está de más conocer un poco de su Historia. 
2.1.4 Historia de la aparición del 2, 2, 2-Tribromoetanol 
 El tribromoetanol, fue descubierto en Alemania en el año de 1923, por 
Willstater y Duisber, 4 años más tarde fue ensayado como anestésico general, 
merced a los trabajos de Eichholz y estudiado experimentalmente por Killian 
(Grande,2002) . 
 En 1929 Martin Vivaldi y Enrique Hernández lo comenzaron a utilizar como 
anestésico por vía rectal, pero posiblemente fue el Dr. José Blanc Fortacin en 
España, el primer medico que lo comenzó a utilizar en las salas de hospitales 
(Grande, 2002). 
 Tan rápida fue la introducción de este anestésico en Europa que se tienen 
datos que para 1930 el 20% de los pacientes en hospitales y el 5 % de los 
pacientes en casos no hospitalarios utilizaban el Tribromoetanol como anestésico 
de elección (Edwards, 1945). 
La introducción del Tribromoetanol tuvo un enorme eco en Alemania, este 
anestésico supuso un avance considerable en la técnica de la anestesia general 
ya que suprimía por cualquiera de las vías de administración la desagradable fase 
de inducción de la anestesia inhalatoria, particularmente de la etérea, 
convirtiéndola en algo placentero (Grande, 2002). 
No sólo basta conocer los antecedentes de la anestesia (los diferentes 
anestésicos que se descubrieron a lo largo del tiempo y el uso que se les dio) para 
 19
decidir cuál es el mejor anestésico, sino que también es necesario conocer 
algunas generalidades que nos ayudaran a tomar la decisión acerca de ello. 
2.1.5 Tipos de Anestesia 
Existen tres grandes clasificaciones en la producción de anestesia: 
1. Anestesia General: En ella se produce un estado de inconsciencia 
mediante la administración de fármacos hipnóticos. 
2. Anestesia local-regional (en expansión últimamente): En este tipo de 
anestesia, se elimina la sensibilidad de una región o de uno o varios 
miembros del cuerpo. 
3. Anestesia Mixta: Es aquella que es producida por el empleo de más de 
un anestésico. 
2.1.5.1 Elección de la técnica anestésica 
La elección de la técnica anestésica depende de los antecedentes 
individuales del paciente, las característicasde la operación y la experiencia del 
cirujano. La decisión última de las técnicas a utilizar depende del médico 
anestesiólogo que es el conocedor de las ventajas e inconvenientes. 
Independientemente de la técnica existen algunos imperativos comunes como son 
la evaluación preoperatoria, la vigilancia intraoperatoria, y la vigilancia 
postoperatoria (Soriano, 2007). 
En esta ocasión, nos enfocaremos en la Anestesia general, ya que es el 
tipo de anestesia que provoca el 2, 2, 2-Tribromoetnol. 
 
 
 
 
 20
2.1.6 Anestesia General 
 2.1.6.1 Definición de Anestesia General 
La anestesia general es un estado de inconsciencia controlada y reversible 
caracterizado por una falta de dolor (analgesia), falta de memoria (amnesia) y una 
relativa depresión de los reflejos. El estado anestésico ideal es aquel que se 
alcanza sin afectar de forma significativa los sistemas vitales del paciente, en 
especial circulatorio y respiratorio (McKelvey,2003). 
2.1.6.2 Componente de la Anestesia General 
Para llevar a cabo una anestesia general se sigue el protocolo anestésico, 
independientemente del protocolo elegido, cualquier técnica anestésica se puede 
dividir en las siguientes fases: pre-anestesia, inducción, mantenimiento y 
recuperación (McKelvey y Wayne, 2003). 
• Pre-anestesia: El periodo pre-anestésico es el momento que procede 
inmediatamente a la anestesia durante el cual se recogen los datos del 
paciente, se produce el ayuno del animal, en esta etapa, también se 
pueden administrar fármacos pre-anestésicos. 
• Inducción: Es el proceso en el que el animal abandona el estado normal de 
conciencia y entra en un estado de inconsciencia. Desde el punto de vista 
clínico, el animal puede mostrar signos de incoordinación y excitación, 
seguidos de una progresiva relajación e inconsciencia. El comienzo de la 
anestesia general se caracteriza por la pérdida de algunos reflejos 
protectores como el deglutor y el tusigeno. 
• Mantenimiento: Seguidamente al periodo de inducción, el animal entra en la 
fase de mantenimiento, durante la cual se consigue un nivel de profundidad 
anestésica estable y se lleva a cabo la intervención quirúrgica. 
• Recuperación: El periodo de mantenimiento termina y comienza la 
recuperación en el momento en el que empieza a disminuir la concentración 
de anestésico en el encéfalo. 
 
 21
Es importante mencionar que para el estudio de la anestesia se consideran 
diferentes etapas y signos, a continuación se explica en detalle cada una de ellas. 
2.1.6.3 Etapas y Signos de la Anestesia General 
En la actualidad se ha uniformado la descripción de los signos de la anestesia 
y se ha dividido en 4 etapas principales. Postulada por Guedel en 1920 y aun 
vigente, esta división ha sufrido algunas modificaciones e intentos para introducir 
nuevas clasificaciones. El objetivo de conocer las etapas de la anestesia es poder 
evaluar el estado del paciente de manera racional e individual (Ocampo y Sumano, 
1986). Las etapas que se observan durante la inducción de la anestesia son: 
• Etapa I: Analgesia o movimiento voluntario: Se caracteriza por la inducción 
de un estado de analgesia ligero, no apto para la cirugía. Si el anestésico 
es un gas, habrá forcejeo, chillidos, excitación y paro voluntario de la 
respiración, seguido de inspiraciones profundas. La tensión induce 
liberación de catecolaminas, por lo que habrá aumento de la frecuencia 
cardiaca, midriasis y emisión de heces y orina (Ocampo y Sumano, 1986). El 
paciente está consciente pero desorientado y muestra menos sensibilidad 
al dolor (McKlevey y Wayne, 2003). 
 
• Etapa II: Delirio o movimiento involuntario: Se inicia al perder la conciencia, 
por acción del anestésico sobre la porción cortical. El animal aun reacciona 
a estímulos fuertes del medio, y presenta taquipnea. Aun más, por 
momentos se detiene voluntariamente la respiración. Las pupilas están 
dilatadas y existe aumento de la frecuencia cardiaca. Hay chillidos, 
salivación y movimientos deglutorios (Ocampo 1986). Aunque aparentemente 
los animales en el estadio II se resisten a la anestesia, no es un 
comportamiento consciente, se cree que ocurre debido a la depresión 
selectiva de las neuronas encefálicas que normalmente inhiben y controlan 
la función de las motoneuronas (se encargan de generar y transmitir los 
impulsos nerviosos que provocan la contracción muscular). En este estadio 
hay que tener la precaución de proteger al animal del riesgo de 
 22
autolesionarse. Para limitar la duración de este estado de “excitación” es 
recomendable aumentar cuanto antes la profundidad anestésica (McKlevey y 
Wayne, 2003). 
 
• Etapa III: Anestesia quirúrgica: Se caracteriza por inconsciencia con pérdida 
progresiva de los reflejos. Se acentúa la relajación muscular por acción 
sobre los centros espinales y la respiración se torna más lenta y regular, 
aunque es controlada por la acción de los músculos intercostales y el 
diafragma. Por lo general se clasifica en cuatro planos, aunque para fines 
prácticos es más fácil dividirla en dos planos: el de la anestesia quirúrgica 
leve y el de la anestesia quirúrgica profunda. Los cuatro planos de la teoría 
clásica no siempre se observan con todos los anestésicos; son 
especialmente evidentes con el éter, quizá debido al considerable lapso que 
se requiere para inducir a un individuo o para cambiarlo de plano. En la 
anestesia quirúrgica ligera los parpados permanecen semi-abiertos y aun 
se detectan los reflejos palpebrales y cornéales. El reflejo pedal (reflejo al 
estimulo doloroso estandarizado) desaparece y se puede incidir con bisturí 
la piel y el musculo sin causar dolor. La respiración continúa siendo regular 
y diafragmática y a medida que se profundiza la anestesia se dilata más la 
pupila (relajación del iris). En la anestesia quirúrgica profunda desaparecen 
los reflejos corneal y palpebral. Hay una relajación muscular muy marcada y 
los músculos intercostales pierden tono. Esto hace que la respiración se 
haga más corta y superficial y dependa más de la contracción del 
diafragma, hasta que el control de la respiración se hace solamente 
diafragmático. En este plano hay hipotermia por inactivación del centro 
termorregulador en el hipotálamo. Además, se presenta una hipotensión 
marcada que se traduce en debilitamiento del pulso. Sin embargo, el riego 
en las mucosas a pesar de ser lento, aun es adecuado (Ocampo y Sumano, 
1986). 
 
 
 23
• Etapa IV: Depresión extrema del sistema nervioso central (SNC): La 
respiración cesa y el corazón continua contrayéndose rítmicamente solo por 
dos o tres minutos más. La presión sanguínea es muy baja, el retorno 
capilar es extremadamente lento y las pupilas se encuentran muy dilatadas. 
Se pierden el reflejo anal y el reflejo vesical, y si no se interviene con 
medidas auxiliares el paciente muere. Esta etapa es un accidente y no un 
estado anestésico ideal para la cirugía, por lo que debe evitarse la 
profundización en este nivel (Ocampo y Sumano, 1986). 
 
Para poder llevar a un animal al estado de anestesia, no basta con saber los 
componentes, etapas y signos de la anestesia general, sino también es 
esencial tomar en cuenta la seguridad. 
 2.1.6.4 Seguridad de la Anestesia General 
La anestesia general no está exenta de riesgo. La administración de cualquier 
anestésico puede afectar los centros vitales del paciente como las áreas del 
encéfalo que controlan la función cardiovascular, respiratoria y la 
termorregulación. Si la actividad de estos centros no se mantiene estable durante 
la anestesia, el paciente puede fallecer por lo que es de vital importancia una 
monitorización minuciosa del animal durante la inducción, mantenimiento y 
recuperación de cualquier anestésico general, prestando especial atención a la 
frecuencia cardiaca, a la ventilación y al color de las mucosas (McKlevey y Wayne, 
2003). 
• Durante la anamnesis (Examenclínico de los antecedentes patológicos), 
exploración física y pruebas de laboratorio deben valorarse los datos 
obtenidos antes de elegir el protocolo anestésico. 
• Deben corregirse las alteraciones fisiológicas, como hipotensión o anemia, 
antes de anestesiar al animal. 
• Todas las dosis de fármacos inyectables antes de su administración al 
animal se revisaran, y el anestesista debe asegurarse de que la 
 24
concentración del fármaco introducido en la jeringa es la misma que la 
utilizada para calcular la dosis. 
• Durante la inducción o el mantenimiento, sólo se debe administrar la dosis 
mínima de fármaco necesaria para conseguir el nivel deseado de 
profundidad anestésica. 
• Se consideraran algunos factores que pueden afectar la respuesta del 
animal al anestésico general como son la edad, raza, estado físico, 
fármacos pre-anestésicos administrados y la capacidad hepática y renal 
para metabolizar y excretar los fármacos. 
• Es importante observar atentamente al animal durante la recuperación ya 
que se pueden producir espasmos de laringe y convulsiones. La hipotermia 
también debe ser un motivo de preocupación para el anestesista, ya que 
puede retrasar la recuperación de la anestesia. 
Los agentes anestésicos inyectables pueden administrarse por varias vías 
como son la intraperitoneal (i.p), subcutánea (s.c.), Intramuscular (i.m.) e 
intravenosa (i.v.). Normalmente es preferible, la administración intravenosa, pero 
ciertas consideraciones prácticas, como la ausencia de venas superficiales 
adecuadas o la dificultad en la inmovilización del animal, pueden delimitar el uso 
de esta vía en algunas especies de laboratorio. La administración por inyección 
vía intraperitoneal (i.p.) es relativamente directa en la mayoría de las especies 
(Flecknell, 1998). 
A pesar de que los roedores y otros animales pequeños son anestesiados en 
gran cantidad de laboratorios, cuando especies similares son anestesiadas con 
propósitos clínicos la mortalidad es alta ya que no se conoce cuál es el mejor 
anestésico para una especie determinada, si no que tan solo se utilizan 
anestésicos que ya se ha probado en especies similares en tamaño, por otra parte 
es importante señalar que el método de anestesia debe tener poca, o de 
preferencia, ninguna influencia en los resultados del experimento por lo que habrá 
que estudiar sus características (Hall y Weaber, 2004). 
 
 25
2.2 Características del Anestésico Ideal 
Antes de proceder al estudio de los agentes anestésicos individualmente es 
conveniente saber que características son las más deseables en anestesiología. 
El anestésico ideal sería aquel que (Raventos, 1956): 
• No necesite biotransformarse (*) 
• No sea tóxico, irritante, etc. (*) 
• No deprima las funciones vitales, como la respiración, función cardiaca, etc. 
(*) 
• Logre inducir rápidamente y sin forcejeos la anestesia, para proporcionar 
una rápida y segura recuperación. (*) 
• Sea barato, estable, fácil de manejar: no inflamable ni explosivo. 
• Sea útil para la especie. (*) 
• Propicie buena relajación, inconsciencia, inhibición de reflejos, y perdida de 
la sensibilidad. (*) 
(*) Puntos que cumple el 2, 2, 2-Tribromoetanol como anestésico. 
 
Ahora que hemos estudiado la parte teórica de la anestesia, debemos 
preguntarnos como podemos evaluar algunos de los parámetros farmacológicos 
de muchos de los agentes anestésicos a utilizar, la respuesta es que podemos 
apoyarnos en métodos teórico-matemáticos como las curvas de Dosis-Respuesta 
Cuantal. 
 
 
 
 
 
 
 26
2.3 Curvas Dosis-Respuesta Cuantal 
Las curvas de respuesta a las dosis expresan la relación entre la dosis del 
fármaco y el efecto farmacológico (Morgan, 1995). En ciertos bioensayos, a menudo 
el interés está en medir la potencia de una preparación que no genera una 
respuesta graduada en un individuo, sino más bien, la respuesta es absoluta para 
todos los individuos de prueba, es decir, esta responde o no a la dosis empleada 
dependiendo de su susceptibilidad a la tolerancia. Este tipo de respuesta todo o 
nada es conocida como respuesta cuantal. (FEUM, 2004). 
Las curvas Dosis-Respuesta Cuantales, como ya se mencionó, relacionan la 
frecuencia con la cual una dosis de un fármaco provoca una respuesta fija del tipo 
todo o nada en un grupo de animales de experimentación, y se clasifica a cada 
animal en dos grupos: el que presenta la respuesta farmacológica deseada, o el 
que no presenta la respuesta farmacológica deseada, si estos datos se llevan a un 
sistema cartesiano, poniendo en abscisas la dosis y en ordenadas el número de 
animales que reaccionan, tenemos una curva análoga a la de Gaus (Figura 2), 
(Velazco, 2000). 
Si lo que se representa es la proporción acumulada de individuos que 
responden graficada contra la dosis administrada, se obtiene una curva sigmoidea 
(Figura 2). Estas generalmente se emplean para la determinación de la Dosis 
Efectiva Media (DE50) y la Dosis Letal Media (DL50) (Arias, 2005). 
 27
 
 
Figura 2 El efecto cuantal de un medicamento se distribuye como una curva de 
distribución normal o gausiana, cuando se grafica el número de individuos que presentan 
una respuesta en contra de la dosis administrada. Esta curva normal asume la forma 
sigmoidal al graficar la frecuencia acumulativa de distribución. Esta última curva muestra 
un segmento central, una relación lineal entre la dosis y la frecuencia acumulativa de 
distribución. 
 28
Puede elegirse el efecto cuantal especificado con base a la importancia clínica 
o la preservación de la seguridad de los sujetos del experimento (Katzung, 2005). 
Para elegir entre los diversos fármacos y determinar la dosis adecuada, es 
imprescindible conocer la potencia farmacológica relativa y la eficacia máxima de 
los fármacos en cuanto al efecto terapéutico deseado (Goodman y Gilman, 2006). 
Para la mayoría de los fármacos, las dosis necesarias para producir un efecto 
cuantal específico en los individuos tienen distribución logarítmica normal. 
Algunos de los datos que se pueden obtener de esta curva son (Katzung, 2005; 
Morgan y Mikhail, 1995): 
• Dosis eficaz media (DE50) es la dosis de medicamento requerida para 
producir un efecto dado en el 50% de la población. 
• Dosis Toxica Media (DT50) es la dosis a la cual se produce un efecto toxico 
particular en el 50% de la población. 
• Dosis letal media (DL50) es la dosis que causa la muerte en el 50% de la 
población expuesta a esa dosis 
• Margen de Seguridad (MS) es la relación que existe entre la dosis mas baja 
que produce toxicidad (DL1) y la dosis más alta que produce una respuesta 
terapéutica máxima (DE99) 
MS= DL1 
 DE99 
• Índice Terapéutico es la relación de la dosis letal media con la dosis eficaz 
media; es decir, relaciona la dosis de un fármaco que se requiere para 
producir un efecto deseado con la dosis que produce un efecto no deseado 
(Se considera un fármaco seguro aquel que posee un IT mayor a 10). 
IT= DL50 
 DE50 
 
 La investigación científica se acompaña de una amplia gama de actividades 
con la visión general de mejorar y acrecentar nuestros conocimientos en el sector 
salud para prevenir y proveer soluciones a enfermedades en el hombre y en los 
animales (Torres, 2009), Sin embargo no sólo tener conocimiento del marco teórico 
 29
nos ayuda a saber cómo va a reaccionar un modelo biológico,es por ello que se 
utilizan los animales de laboratorio. 
2.4 Animales utilizados en esta experimentación 
 2.4.1 Cuyo 
 2.4.1.1 Características Generales 
El cuyo (Figura 3) es un animal conocido desde la antigüedad, los cuyos 
llegaron a Europa a mediados del siglo XVI y son considerados por muchos 
símbolo representativo de los animales de laboratorio, como una de las primeras 
utilizaciones con fines experimentales, se señalan las realizadas por Lavoisier 
(1790), en investigaciones relacionadas con el calor. (Longley,2008). 
Son animales rechonchos, apacibles, tímidos, indefensos, de fácil cría y 
muy sensibles al frío y al calor. Los cuyos son muy utilizados en 
experimentaciones relacionadas en nutrición, farmacología, inmunología, alergia, 
radiología, etc. 
 
 
 
 
 
Figura 3 Imagen de un Cuyo (Cavia porcellus )(Longely, 2008) 
Los cuyos son animales herbívoros por lo que el aporte de fibra en el 
alimento es indispensable, esta puede ir desde 6% al nacimiento hasta 10% en la 
etapa de gestación. Por otro lado, el aporte de vitamina C es necesario, pues el 
cuyo y los primates, somos las únicas especies que no sintetizamos esta vitamina. 
Sin embargo, los cuyos que consumen constantemente alimento verde no 
 30
necesitan de un aporte extra de vitamina C (Figura 4), pues los vegetales la 
contienen (NRC, 1995). 
 
Figura 4. Alimentos que puede consumir el cuyo y que contienen vitamina C 
. (NCR, 1995) 
Es muy importante recordar que los cuyos, al ser criaturas de hábito, no 
toleran muy bien los cambios en la presentación, sabor, olor, textura o forma de su 
comida y agua. Cualquier cambio en la comida si es necesario, deberá ser hecho 
gradualmente, ya que el rechazo a un alimento determinado por parte del cuyo o 
el mismo cambio brusco en su dieta puede conducirle a una enfermedad (Moreno, 
1983). 
Gran parte de sus necesidades de líquido quedan cubiertas por la ingestión 
de alimentos frescos, deben tener siempre a su disposición un bebedero con agua 
limpia y fresca. Si se utilizan unas botellas de agua equipadas con tubo para 
beber, será más fácil mantener el agua libre de contaminación (Moreno, 1983). 
 
 
 
 31
Las enfermedades más comunes de los cuyos son las siguientes (Longley, 
2008): 
1. Infección con parásitos externos: Piojos, pulgas, garrapatas, sarna. Esto se 
puede controlar con una buena higiene. Si los cuyos han sido atacados por 
esta infección, se debe aplicar K-othorine en polvo, Bolfo, Asuntol ó 
Neguvón en solución (15 gr. En 10 litros de agua tibia). 
2. Disbiosis cecal: Es muy grave porque pueden producir la muerte de los 
animales. Puede ser producido por diversos factores como bacterias 
(Clostridium piriforme), bajo nivel de fibra y excesivos carbohidratos de fácil 
fermentación que generan una hipomotilidad cecal. Se recomienda higiene, 
desinfección periódica y el uso de antibióticos específicos (10 mg/animal 
diluidos en una cucharadita de agua durante 5 días). 
3. Neumonía: Usar antibióticos específicos y evitar el frío y las corrientes de 
aire. 
4. Escorbuto: Se produce por la falta de vitamina C, y genera hemorragias 
internas por lo que hay que darle 2 gotas de Redoxón (vitamina C en gotas) 
por cada 100g de peso. El tratamiento debe durar hasta que el cuyo mejore. 
Este animal no tiende a morder fácilmente, a pesar de que entra en pánico 
cuando se aproxima el operador, corriendo alrededor de la jaula, lo que hace difícil 
la sujeción. Debe tenerse cuidado de no dejar caer a un cobayo, ya que se le 
pueden causar heridas graves. El cobayo debe ser atrapado poniendo una mano 
sobre la espalda con los dedos índice y pulgar alrededor de los hombros y el resto 
de los dedos sosteniendo el tórax del animal. La otra mano puede ser colocada 
sobre la parte posterior del animal para facilitar la sujeción (Adams, 2001). 
 
 
 32
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig.5 Figura que muestra la correcta sujeción del cuyo para sacarlo de su jaula 
(UFAW, 2007) 
2.4.1.2 Características Biológicas y Fisiológicas 
Los cuyos (Cavia porcellus) usados en esta investigación son de la cepa 
Harley. Estos cuyos son blancos, de ojos rojos (Figura 6), (Hrapkiewicz, 1998). 
 
 
Figura 6. Imagen de los cuyos (Cavia porcellus) utilizados en este modelo experimental, 
administrados con 2, 2, 2-Tribromoetanol via i.p. (Mendoza, 2009). 
 33
A continuación se muestra una tabla donde se remarcan las características 
Biológicas y fisiológicas del cuyo (Cavia porcellus) más importantes (Tabla 1). 
Tabla 1 . Características Biológicas y Fisiológicas del cuyo (Cavia porcellus) (Harkness, 1999). 
Nombre científico Cavia porcellus 
Otros nombres Cobaya, conejillo de indias, cobayo. 
Especie porcellus 
Género Cavia 
Familia Caviidae 
Orden Rodentia 
Suborden Hystricomorpha 
Clase Mamíferos 
Peso corporal 500 – 1200 g (macho); 700 – 900 g 
(Hembra) 
Tiempo de vida 4 – 8 años 
Temperatura corporal 37.2 – 39.5 °C 
Longitud corporal 20 – 25 cm 
Numero de dedos Miembros anteriores 4; miembros 
posteriores 3 
Frecuencia Cardiaca 230 – 380 / min. 
Frecuencia Respiratoria 100 – 130 / min. 
Tipo de ovulación Espontaneas ( 10 horas de aparecido el 
celo) 
Vida reproductiva Macho 10 semanas; hembra 6 
semanas 
Época de reproducción Todo el año 
Periodo de gestación 59 – 72 días 
Tamaño de la camada 2 – 3 crías 
Edad del destete 2 – 4 semanas 
Temperatura ambiental optima 20 – 22 °C 
Humedad Optima 40 – 60 % 
 34
2.4.2 Gerbo 
 2.4.2.1 Características Generales 
Los gerbos (Figura 7) son animales de 18 a 24 cm de largo, de los cuales 
de 6 a 12 corresponden a la cola peluda. Poseen ojos grandes y negros (rojos 
para algunas variedades de color), el cráneo es más corto y ancho que en los 
ratones, las orejas son grandes y cubiertas de pelo. Estos animales son originarios 
del desierto de Mongolia y China, en Asia central. En su medio natural excavan 
túneles con múltiples cámaras en el suelo del desierto, en la cercanía de plantas, 
cuyas raíces evitan que el suelo arenoso se derrumbe colapsando los túneles. Sus 
madrigueras cuentan con despensas y un nido para cría, además de múltiples 
salidas. Viven en parejas o pequeños grupos familiares y nunca se alejan mucho 
de la entrada de sus madrigueras, tienen la habilidad de que si se ven en peligro 
huyen a grandes saltos utilizando sus extremidades posteriores hasta la seguridad 
de sus túneles (Tena, 1994). 
En condiciones naturales los gerbos se alimentan de semillas y vegetales, 
con algún aporte ocasional de proteína en forma de insecto. Les podemos 
proporcionar mezclas de semillas o pienso, siempre que evitemos darles grandes 
cantidades de frutos secos que les harían engordar peligrosamente. Como 
complemento a la dieta se les pueden suministrar vegetales; hay que lavarlos bien 
siempre y no hay que abusar de ellos, pues pueden llegar a provocar diarreas que 
pueden ser mortales (NRC, 1995). 
 
 
 
 
Figura 7 . Imagen de un gerbo (Meriones ungiculatus) (Mendoza, 2009) 
 35
Los gerbos son diurnos, son excavadores, golpean el suelo con sus 
miembros como forma de comunicación, son muy territoriales y pueden luchar a 
muerte por sus territorios, la introducción de un nuevo individuo en un terrario 
deberá ser cuidadosa a fin de evitar peleas. La postura alerta y vivaz es normal, 
con sus ojos brillantes y con las cuatro extremidades sobre el terreno. Se hacen 
un ovillo para dormir y se acicalan constantemente (Diez, 1999). 
El gerbo responde a los mismos métodos de manejo de los pequeños 
roedores como es el ratón. Para el manejo rápido o de grandes cantidades, la 
sujeción por la base de la cola es lo ideal. Se debe evitar sujetar al gerbo por la 
punta de la cola pues eso puede traer por consecuencia el desprendimiento de la 
piel y el daño al animal (Tena, 1994). 
 
Figura 8 . Sujeción correcta del Gerbo para realizar el procedimiento 
de inyección intraperitoneal. (UFAW, 2007) 
Los gerbos usados en esta investigación fueron de la cepa Meriones 
ungiculatus. Estos gerbos son de color beige, de ojos cafes (Figura 7), 
(Hrapkiewicz, 1998). 
A continuación se muestra una tabla donde se remarcan las características 
Biológicas y fisiológicasdel gerbo (Meriones ungiculatus). 
 
 36
2.4.2.2 Características Biológicas y Fisiológicas 
Tabla 2. Características Biológicas y Fisiológicas del Gerbo (Meriones ungiculatus) (Harkness,1999). 
Nombre científico Meriones ungiculatus 
Otros nombres Jerbillos, ratas del desierto, ardillitas. 
Especie Ungiculatus 
Genero Meriones 
Familia Muridae 
Orden Rodentia 
Suborden Myomorpha 
Clase Mamíferos 
Peso corporal 70 – 90 g 
Tiempo de vida 3 – 5 años 
Temperatura corporal 37 – 39 °C 
Longitud corporal 8 – 12 cm 
Frecuencia Cardiaca 250 - 500/ min. 
Frecuencia Respiratoria 70 - 140/ min. 
Ciclo estral 4 – 6 días 
Vida reproductiva 6 – 10 semanas 
Época de reproducción Todo el año 
Periodo de gestación 24 – 26 días 
Tamaño de la camada 3 – 7 crías 
Edad del destete 21 días 
Temperatura ambiental optima 18.3 – 24 °C 
Humedad Optima 50 % 
 
 
 
 
 
 37
2.4.3 Hámster 
 2.4.3.1 Características Generales 
El hámster sirio (figura 9) fue descubierto en el año 1839, por el zoólogo 
ingles George Waterhouse, quien halló un hámster adulto en Siria, su pelaje 
estuvo en exposición en el Museo Británico por algún tiempo, pero la comunidad 
científica de aquella época, no estaba interesada en estudiar este nuevo ejemplar 
de roedor. Casi un siglo después, en el año 1930, se encontró en el desierto sirio 
una madre con sus respectivas crías lo cual llamo la atención de los 
investigadores quienes le pusieron mayor atención y los llevaron para ser 
estudiados y criados en la universidad de Jerusalén (Diez y García, 1999). 
 
 
 
 
 
Figura 9 Imagen de un Hámster (Mesocricetus auratus) (Mendoza, 2009) 
Todos los hámster requieren una alimentación base de semillas (45%), 
alimentos frescos (20%) y proteína de origen animal (35%), los porcentajes varían 
drásticamente en estado natural y levemente dependiendo de la especie en 
cautividad o si se trata de una hembra lactante, preñada o crías en período de 
crecimiento. Los hámster requieren un alojamiento de 45 x 35 x 30 (Largo x alto x 
ancho) y en lo posible una jaula de barrotes horizontales. No desprenden tan mal 
olor aunque su orina puede dejar pegado parte del lecho en la base del 
alojamiento. Las enfermedades más comunes en los hámsters son la colibacilosis 
(Enfermedad de Thyzzer), resfriado común y diarrea (Aunque de todas maneras 
los hámsters son animales con gran resistencia a las enfermedades, ello indica 
que es raro que enfermen) (NRC,1995). 
 38
 Algunos hámster, especialmente las hembras tienden a morder en cuanto 
se les acerca la mano, sin embargo, los que han sido manipulados correctamente 
pueden ser más cooperativos. El hámster usualmente se para en sus patas 
traseras en cuanto se le abre la jaula, o bien, tienden a moverse rápidamente en el 
piso de la misma. Si el animal está durmiendo, debe despertarse suavemente 
antes de manipularlo. Para atrapar al hámster el sujetador deberá poner las 
manos en forma de copa debajo del animal, tratando de no ponerlas muy 
pegadas. 
 
 
Figura 10. Sujeción correcta del Hámster para realizar el procedimiento de 
administración i.p. (UFAW, 2007) 
Para dosificar a un hámster por vía i.p., el animal es sujetado por la piel de 
la espalda y cuello. La aguja es insertada paralela a la línea de las piernas a 
través de la pared abdominal hacia la cavidad abdominal. Siguiendo la línea de las 
piernas se evitará la penetración de la aguja dentro de la vejiga y el hígado (Tena, 
1994). 
 
A continuación se muestra una tabla con las características Biológicas y 
Fisiológicas del hámster. 
 39
2.4.3.2 Características Biológicas y Fisiológicas 
Tabla 3 . Características Biológicas y Fisiológicas del Hámster (Mesocricetus auratus)(Harkness, 
1999) 
Nombre científico Mesocricetus auratus 
Otros nombres Hámster 
Especie auratus 
Genero Mesocricetus 
Familia Cricetidae 
Orden Rodentia 
Suborden Simplicidentata 
Clase Mamíferos 
Peso corporal 120 g (hembra); 108 g (macho) 
Tiempo de vida 2 – 3 años 
Temperatura corporal 36.1 – 38.3 °C 
Longitud corporal 10 – 20 cm 
Numero de dedos 4 dedos y un rudimentario pulgar 
Frecuencia Cardiaca 250 - 500/ min. 
Frecuencia Respiratoria 35 - 135/ min. 
Ciclo estral 3 – 4 días 
Vida reproductiva 11 – 18 meses 
Época de reproducción Todo el año 
Periodo de gestación 15 – 18 días 
Tamaño de la camada 4 – 10 crías 
Edad del destete 20 - 25 días 
Temperatura ambiental optima 18.3 – 24 °C 
Humedad Optima 50 % 
 
Una vez que sabemos cuál va ser el animal de estudio, debemos conocer 
las opciones que tenemos para anestesiarlos, a continuación se muestra una tabla 
con los anestésicos mas usados para estas especies. 
 40
2.5 Anestésicos más utilizados para las especies en estudio 
 Tabla 4. Anestesicos, sedantes y tranquilizantes mas utilizados para Cuyo (Cavia 
porcellus), Gerbo (Meriones ungiculatus) y Hámster (Mesocricetus auratus). (Soriano, 2007) 
Fármaco Vía Dosis Especie 
 
Atropina 
IM, SC 0.05 mg/ Kg Cuyo 
IM, SC 0.04 mg/ Kg Gerbo 
IM, SC 0.04 mg/ Kg Hámster 
Maleato de Acetilpromacina IM 0.5 – 1 mg/ Kg Cuyo 
 
 
Xilacina 
IM 2- 5 mg/ Kg 
40 mg/ Kg 
Cuyo 
IP 7 – 10 mg/ Kg 
10 mg/ Kg 
2 mg/ Kg 
40 mg/ Kg 
Hámster 
 
Pentobarbital sódico 
IP 25 – 37 mg/ Kg Cuyo 
IP 60 mg/ Kg Gerbo 
IP 70 – 90 mg/ Kg Hámster 
 
Tiletamina-Zolazepam 
IM 20 – 40 mg/ Kg Cuyo 
IP 20 mg/ Kg Gerbo 
IP 23 – 30 mg/ Kg Hámster 
Inapsine IM 0.22 – 0.88 mg/ Kg 
0.4 mL/ Kg 
Cuyo 
 
 Los pre anestésicos y anestésicos antes mencionados tienen desventajas 
al ser utilizados como anestésicos en las especies en estudio, algunas de estas 
desventajas son: disminución de la presión arterial, problemas respiratorios, 
hipoxia, piel fría, hipotermia, hemoconcentración y falla renal, por lo que en este 
trabajo se busco un anestésico que no causara estos efectos. Mi particular interés 
recae en el 2, 2, 2-Tribromoetanol, ya que al ser un anestésico confiable y seguro 
en rata y ratón (Núñez, 2008) puede escalarse para observar si también es seguro 
en las especies cuyo, gerbo y hámster. 
 
 
 
 41
2.6 Anestésico utilizado 
2.6.1 Tribromoetanol (2, 2, 2-Tribromoetanol) 
El tribromoetanol es un anestésico inyectable, apropiado para 
procedimientos en animales de laboratorio, induce una rápida anestesia y provee 
una buena analgesia quirúrgica de aproximadamente una hora (dependiendo de la 
dosis), si se utiliza adecuadamente, el TBE tiene un buen margen de seguridad 
(Norris y Turner, 1983). 
 El TBE es un anestésico que antiguamente se utilizaba en humanos, pero 
cayó en desuso ya que mostraba mucha variabilidad biológica, causaba irritación 
rectal, causaba depresión de forma inmediata, y si no se almacena en las 
condiciones adecuadas (protegida de la luz y a 4°C) se descompone en productos 
tóxicos que son imposibles de remover (Martindale, 1973). 
 El TBE en dosis anestésicas en humanos, causa hipotensión, el anestésico 
completo causa parálisis respiratoria y depresión de la función cardiaca, por lo que 
debe administrarse diluido. Altas dosis del compuesto causan hepatotoxicidad 
(Martindale, 1973). 
 Las soluciones de tribromoetanol se absorben rápidamente por la mucosa 
rectal, en caso de ser administradas vía i.p. se absorben en el peritoneo; el 50% 
de la dosis administrada es absorbida rápidamente dentro de los primeros 10 
minutos luego de la administración (Martindale, 1973). 
 
 
 
 
 
 42
Se han reportado que el tribromoetanol tiene varias desventajas, pero esto 
se debe a los productos de descomposición, por lo que si esto se evita es seguro; 
Este anestésico ha sido utilizado como anestésico de elección en Europa en 
animales de laboratorio, pero en México como se ha hecho un uso indiscriminado 
de otros anestésicos como son el pentobarbital sódico, la xilacina y la ketamina, 
no se le ha dado la oportunidad al tribromoetanol para demostrar que es un 
anestésico seguro. 
Algunas ventajas y desventajaspueden tenerse al utilizar este anestésico; 
estas se muestran a continuación (IACUC, 2006): 
A) Ventajas: 
• Induce una rápida anestesia 
• Provee una analgesia quirúrgica por aproximadamente una hora 
• Si se utiliza apropiadamente, tiene un buen margen de seguridad 
B) Desventajas: 
• Es irritante a altas dosis, altas concentraciones y por uso repetido. 
• Se degrada en presencia de calor o luz. Los productos de degradación 
pueden causar nefrotoxicidad y hepatotoxicidad. 
• Puede causar adhesión intestinal (TBE almacenado en presencia de luz y 
calor) 
 
 
 
 
 43
En la tabla 5, se muestran las características fisicoquímicas del 2, 2, 2-
Tribromoetanol (Codagan y Finlay, 1996). 
Tabla 5 . Características Fisicoquímicas del 2, 2, 2- Tribromoetanol. 
 
Nombre químico 2,2,2-tribromoetanol 
Sinónimos Tribromoetanol, Bromethol, Ethobrome, Avertin, 
Tribromethanol, Basibrol, Ethobrom, Narcolan, Narcotyl, 
Narkolan, Rectanol, Avertine, Tribromoethyl alcohol, Renarcol, 
2,2,2-Tribromoethanol,.beta.-Tribromoethanol, Tribromoethanol 
(VAN), ETHANOL, TRIBROMO-, 2,2,2-Tribromoethyl alcohol, 
beta-Tribromoethyl alcohol 
 
 
Estructura 
 
Formula 
molecular 
C2H3Br3O 
Peso molecular 282.756620 [g/mol] 
Características 
Físicas 
Polvo blanco cristalino o incoloro, de olor característico. 
Punto de Fusión 79 – 82 °C 
Solubilidad Muy poco soluble en agua 
Soluble en alcohol, éter, benceno 
Muy soluble en Hidrato de Amileno 
Descomposición Se descompone en Acido Bromhídrico y Dibromoacetaldehido 
Sitio de Acción SNC 
 
 
 
 
 44
Capítulo III 
3. OBJETIVOS 
• Evaluar el efecto anestésico del 2, 2 ,2-tribromoetanol en las especies de 
estudio: cuyo (Cavia porcellus), gerbo (Meriones ungiculatus) y hámster 
(Mesocricetus auratus). 
 
• A partir de los parámetros obtenidos con la curva dosis-respuesta cuantal, 
determinar el margen de seguridad, índice terapéutico del 2, 2 ,2 –
Tribromoetanol en 3 especies diferentes utilizadas en el área de 
investigación: cuyo (Cavia porcellus), gerbo (Meriones ungiculatus) y 
hámster (Mesocricetus auratus). 
 
• Observar la relación que existe entre la dosis administrada del 2 ,2, 2-
Tribromoetanol con el tiempo de duración de la anestesia. 
 
• Determinar la dosis optima en cada una de las especies en estudio: cuyo 
(Cavia porcellus), gerbo (Meriones ungiculatus) y hámster (Mesocricetus 
auratus). 
Capítulo IV 
4. HIPÓTESIS 
• Si el anestésico 2, 2, 2-Tribromoetanol, es un anestésico seguro para 
ratones y ratas (Núñez, 2008), entonces también será un anestésico seguro 
para el cuyo (Cavia porcellus), gerbo (Meriones ungiculatus) y hámster 
(Mesocricetus auratus) y si además se obtiene el parámetro de margen de 
seguridad por arriba de 0.4 y se observa que los animales no sufren ningún 
daño visible o que ponga en riesgo su vida, entonces será posible utilizar el 
2, 2,2-tribromoetanol como anestésico en las especies antes mencionadas. 
 45
Capitulo V 
5. MATERIAL Y MÉTODOS 
 5.1 Material y métodos 
A. SUSTANCIA 
2, 2, 2-tribromoetanol; pureza ≥ 96% (GC); Fluka 
B. MATERIAL BIOLÓGICO 
Treinta y seis cuyos machos de la especie Cavia porcellus, cepa 
Harley dentro de un rango de peso aproximado a 450 ± 250 g . Estos fueron 
donados por el Bioterio del Instituto Nacional de Cardiología y no se habían 
sometido a ningún tipo de experimentación. 
Cuarenta y dos Gerbos machos de la especie Meriones Ungiculatus, 
dentro de un rango de peso aproximado a 45 ± 25 g. Estos fueron donados 
por el Bioterio del Instituto Nacional de Nutrición y no se habían sometido a 
ningún tipo de experimentación. 
Cuarenta y dos Hámster machos de la especie Mesocricetus Auratus 
dentro de un rango de peso aproximado a 200 ± 50 g .Estos fueron 
donados por el Bioterio de la Facultad de Ciencias de la UNAM y no se 
habían sometido a ningún tipo de experimentación. 
Todos los animales fueron mantenidos bajo las condiciones de 
alimentación, ambiente, mantenimiento, manejo y alojamiento que 
menciona la Norma Oficial Mexicana (NOM-062-ZOO-1999), 
Especificaciones técnicas para la producción, cuidado y uso de los 
animales de laboratorio. 
C. SOLUCIONES 
 46
• Solución Salina Isotónica 0.9% Baxter 
• Etanol grado reactivo 
• Solución de TBE al 2% Fluka No. De Lote 1135685 13305195 
D. EQUIPO DE CURACION 
• Jeringas desechables de plástico (1, 3, 5 y 10mL) con aguja desechable 
de acero inoxidable calibre 27. (Plastipak) 
E. EQUIPO FIJO 
• Balanza Granataria, OHAUS 
• Bascula Torino para 10 Kg 
• Cronometro digital, Casio 
• Marcador indeleble, azor 
• Calentador de ambiente, Lakewood modelo 707 
• Vasos de precipitados de 50, 100 y 250 mL, Pyrex 
• Cajas de acrílico con tapa de metal 
• Probeta de vidrio de 100 mL, Pyrex 
• Pipeta volumétrica de 5 mL, Pyrex 
• Espátula de acero inoxidable 
• Frasco de vidrio color ámbar 
5.2 Procedimiento Experimental 
La metodología que se empleó durante la etapa de experimentación 
de este trabajo fue la medición de latencias (LS, LH, TR) para así 
diferenciar cada etapa de la anestesia, a continuación describiremos cuales 
son las cualidades que se observan en cada etapa: 
• Latencia de sedación: Se toma desde el inicio de la administración del 
fármaco, hasta que en el animal se presenta incoordinación motriz 
(Bustamante et al, 2002). 
 47
• Latencia de Hipnosis: Se toma desde la administración del fármaco 
hasta que el animal pierde el reflejo de enderezamiento (Bustamante et al, 
2002). 
• Latencia de Recuperación de la hipnosis: Se toma desde la 
administración del fármaco hasta la recuperación de la consciencia del 
animal atravesando por las etapas de sedación e hipnosis (Bustamante et 
al, 2002). 
• Duración de Hipnosis: Es el periodo de tiempo que va desde la perdida 
de reflejo de enderezamiento hasta la recuperación del animal 
(Bustamante et al, 2002). 
• Muerte: Esto ocurre cuando el animal no se recupera de la hipnosis, 
pierde la frecuencia cardiaca y respiratoria dando como resultado el 
deceso (Bustamante et al, 2002). 
Para cada una de las especies utilizadas se establecieron diferentes dosis 
requeridas para la construcción de la Curva Dosis-Respuesta Cuantal. Para 
cada especie y para cada dosis, se eligieron 6 individuos escogidos al azar 
(n= 6 individuos). 
Cada grupo recibió el siguiente tratamiento: 
1. Se pesaron y marcaron 6 animales (n=6) para cada una de las dosis de 
TBE. 
2. Se administraron por vía i.p. las distintas dosis (Tabla 6). 
3. Después de la administración, los animales se observaron cuidadosamente 
y después se valoró si cada animal llego a alguna de las diferentes etapas 
de la anestesia (sedación, hipnosis o muerte). 
4. Se tomó nota de los datos recopilados durante la experimentación y con 
ellos se realizó la curva Dosis-Respuesta Cuantal. 
5. A partir de ella se obtuvieron los parámetros siguientes: DE50, DE99, DL1, 
DL50, IT, MS. 
6. Se realizo una prueba ANADEVA para el análisis estadístico con una p≤ 
0.05, para ver si existian diferencias significativas. 
 48
Tabla 6. Tabla donde se muestra la dosis del anestesico 2, 2, 2-Tribromoetanol que se aplicaron a 
las 3 especies diferentes en estudio; cuyo (Cavia porcellus), Gerbo (Meriones ungiculatus) y 
Hámster (Mesocricetus auratus). 
Cuyo Dosis (mg/ kg) Hámster Dosis (mg/ kg) Gerbo Dosis (mg/kg) 
1 – 6 250 1 – 6 125 1 – 6 175 
7 - 12 280 7 – 12 200 7 – 12 225 
13 – 18 350 13 – 18 300 13 – 18 275 
19 - 24 600 19 – 24 400 19 – 24 325 
15 – 30 800 25 - 30 500 25 – 30 650 
31 – 36 1000 31 - 36 600 31 – 36 750 
 37 - 42 700 37 – 42 800 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 49
5.3 Diagrama de Flujo 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Selección de Animales 
Cuyo 
450 ± 250 g 
Gerbo 
45 ± 25 g 
Hámster 
200 ± 50 g 
Dosis: 
250 mg/ Kg. 
280 mg/ Kg. 
350 mg/ Kg. 
600 mg/ Kg. 
800 mg/ Kg.1000 mg/ Kg. 
Dosis: 
175 mg/ Kg. 
225 mg/ Kg. 
275 mg/ Kg. 
325 mg/ Kg. 
650 mg/ Kg. 
750 mg/ Kg. 
800 mg/ Kg. 
Dosis: 
125 mg/ Kg. 
200 mg/ Kg. 
300 mg/ Kg. 
400 mg/ Kg. 
500 mg/ Kg. 
600 mg/ Kg. 
700 mg/ Kg. 
Observar a los animales 
Recopilar los datos 
y Realizar el análisis 
Estadístico 
n = 6 n = 6 n = 6 
# de dosis: 6 # de dosis 7 # de dosis 7 
Curva Dosis-Respuesta 
Cuantal 
Evaluación de los parámetros de 
LS, LH y TR 
30 min 
 50
Capítulo VI 
7. RESULTADOS 
A continuación se muestran los resultados de la valoración de los periodos por 
los que pasa el animal cuando es anestesiado. 
Cuyos (Cavia porcellus) 
 La tabla 7, muestra el promedio del tiempo de la Latencia de Sedacion, 
Latencia de Hipnosis y Tiempo de recuperación en el Cuyo. 
Tabla 7. Resultados de la valoración de los periodos por los que pasa el cuyo (Cavia porcellus) 
en la anestesia (LS, LH, TR),en este caso, el anestésico e estudio 2, 2, 2-Tribroetanol fue 
administrado por vía intraperitoneal 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A continuación se muestran las gráficas de la valoración de los periodos por 
los que pasa el cuyo (Cavia porcellus) en la anestesia; Se incluyen las gráficas 
de Latencia de Sedación, Latencia de Hipnosis y Tiempo de Recuperación, 
cada una muestra el promedio del tiempo vs la dosis de 2, 2, 2-Tribromoetanol 
administrada. 
Dosis 
(mg/ kg) 
Promedio de 
Latencia de 
Sedación 
(LS) 
Promedio 
de Latencia 
de Hipnosis 
(LH) 
Promedio de 
Tiempo de 
Recuperación 
(TR) 
250 2.55 - - 
280 1.70 2.39 29.00 
350 1.52 2.20 33.35 
600 1.14 1.96 36.86 
800 1.09 1.24 75.49 
1000 0.13 0.33 - 
 51
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 11 Duración del efecto de la Latencia de Sedación de los cuyos administrados con 2, 2, 2-
Tribromoetanol por vía intraperitoneal a diferentes dosis. Cada barra representa el promedio del tiempo en el 
cual el animal permanece en esta etapa, en cada barra se muestra el error estándar y los * nos muestran las 
dosis en las que se encontraron diferencias significativas de acuerdo a los grupos. 
Dosis (mg/ kg)
200 400 600 800 1000
P
ro
m
ed
io
 d
el
 T
ie
m
po
 (
m
in
)
0
1
2
3
4
5
6
175 mg/ kg
225 mg/ kg
275 mg/ kg
325 mg/ kg
650 mg/ kg
750 mg/ kg
 *
 
Figura 12 Duración del efecto de Latencia de Hipnosis de los cuyos administrados con 2, 2, 2-Tribromoetanol 
por via intraperitoneal a diferentes dosis. Cada barra representa el promedio del tiempo en el cual el animal 
permanece en esta etapa, en cada barra se muestra el error estándar y los * nos muestran las dosis en las 
que se encontraron diferencias significativas de acuerdo a los grupos. 
Dosis (mg/ kg)
200 400 600 800 1000
P
ro
m
ed
io
 d
el
 T
ie
m
po
 (
m
in
)
0
1
2
3
4
5
6
250 mg/ kg
280 mg/ kg
350 mg/ kg
600 mg/ kg
800 mg/ kg
1000 mg/ kg
*
 52
 
Dosis (mg/ kg)
200 400 600 800 1000
P
ro
m
ed
io
 d
e 
T
ie
m
po
 (
m
in
)
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
250 mg/ kg
280 mg/ kg
350 mg/ kg
600 mg/ kg
800 mg/ kg
1000 mg/ kg
 
 Figura 13 Duración del Tiempo de Recuperación de los cuyos administrados con 2, 2, 2-
Tribromoetanol por vía intraperitoneal a diferentes dosis. Cada barra representa el promedio del tiempo en el 
cual el animal permanece en esta etapa , en cada barra se muestra el error estándar. 
. 
En la siguiente figura (figura 14) se muestran las graficas anteriores en 
conjunto, así podemos realizar una comparación de cada uno de los periodos de 
la anestesia por los que pasa el cuyo (Cavia porcellus) dependiendo de la dosis; 
en estas graficas se relaciona el promedio del tiempo vs la dosis. 
En ellas se observan los resultados que nos indican que mientras la dosis 
aumenta, las etapas de LS y LH se ven disminuidas y la etapa de TR aumenta, 
estos resultados son los esperados. 
 53
Dosis (mg/kg)
200 400 600 800 1000
P
ro
m
ed
io
 d
el
 T
ie
m
po
 (
m
in
)
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
LS
LH
TR
*
 
Figura 14 Duración del efecto de Latencia de Sedación, Latencia de Hipnosis y Tiempo de recuperación de 
los cuyos administrados con 2, 2, 2-Tribromoetanol por vía intraperitoneal a diferentes dosis. Cada barra 
representa el promedio del tiempo en el cual el animal permanece en estas etapas, en cada barra se muestra 
el error estándar y los * nos muestran las dosis en las que se encontraron diferencias significativas de acuerdo 
a los grupos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 54
Gerbos (Meriones ungiculatus) 
 La tabla 8, muestra el promedio del tiempo de Latencia de Sedacion, 
Latencia de Hipnosis y Tiempo de Recuperacion en gerbo. 
Tabla 8. Resultados de la valoración de los periodos por los que pasa el Gerbo (Meriones 
ungiculatus) en la anestesia (LS, LH, TR), en este caso, el anestésico en estudio 2, 2, 2-
Tribroetanol fue administrado por vía intraperitoneal. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A continuación se muestran las graficas de la valoración de los periodos por 
los que pasa el gerbo (Meriones ungiculatus) en la anestesia; Se incluyen las 
graficas de Latencia de Sedación, Latencia de Hipnosis y Tiempo de 
Recuperación, cada una muestra el promedio del tiempo vs la dosis de 2, 2, 2,-
Tribromoetanol administrada. 
 
 
 
Dosis 
(mg/ kg) 
Promedio de 
Latencia de 
Sedación 
(LS) 
Promedio 
de Latencia 
de Hipnosis 
(LH) 
Promedio de 
Tiempo de 
Recuperación 
(TR) 
175 1.48 - - 
225 0.95 1.50 8.19 
275 0.50 0.74 14.39 
325 0.27 0.45 35.58 
650 0.25 0.30 83.46 
750 0.12 0.19 224.02 
800 0 0.09 - 
 55
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 15 Duración del efecto de Latencia de Sedación de los gerbos administrados con 2, 2, 2-
Tribromoetanol por vía intraperitoneal a diferentes dosis. Cada barra representa el promedio del tiempo en el 
cual el animal permanece en esta etapa, en cada barra se muestra el error estándar y los * nos muestran las 
dosis en las que se encontraron diferencias significativas de acuerdo a los grupos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 16 Duración del efecto de Latencia de Hipnosis de los gerbos administrados con 2, 2, 2-Tribromoetanol 
por vía intraperitoneal a diferentes dosis. Cada barra representa el promedio del tiempo en el cual el animal 
permanece en esta etapa, en cada barra se muestra el error estándar y los * nos muestran las dosis en las 
que se encontraron diferencias significativas de acuerdo a los grupos. 
Dosis (mg/ kg)
200 300 400 500 600 700 800
P
ro
m
ed
io
 d
el
 T
ie
m
po
 (
m
in
)
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
1.4
1.6
175 mg/ kg
225 mg/ kg
275 mg/ kg
325 mg/ kg
650 mg/ kg
750 mg/ kg
800 mg/ kg
*
Dosis (mg/ kg)
200 300 400 500 600 700 800
P
ro
m
ed
io
 d
el
 T
ie
m
po
 (
m
in
)
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
1.4
1.6
1.8
175 mg/ kg
225 mg/ kg
275 mg/ kg
325 mg/ kg
650 mg/ kg
750 mg/ kg
800 mg/ kg
 *
 56
 
Dosis (mg/ kg)
200 300 400 500 600 700 800
P
ro
m
ed
io
 d
el
 T
ie
m
po
 (
m
in
)
0
50
100
150
200
250 175 mg/ kg
225 mg/ kg
275 mg/ kg
325 mg/ kg
650 mg/ kg
750 mg/ kg
800 mg/ kg
 
Figura 17 Duración del efecto de Tiempo de Recuperación de los gerbos administrados con 2, 2, 
2-Tribromoetanol por vía intraperitoneal a diferentes dosis. Cada barra representa el promedio del 
tiempo en el cual el animal permanece en esta etapa, en cada barra se muestra el error estándar. 
 
En la siguiente figura (figura 18) se muestran las graficas anteriores en 
conjunto, así podemos realizar una comparación de cada uno de los periodos de 
la anestesia por los que pasa el gerbo (Meriones ungiculatus) dependiendo de la 
dosis; en estas graficas se relaciona el promedio del tiempo vs la dosis. 
En ellas se observan los resultados que nos indican que mientras la dosis 
aumenta, las etapas de LS y LH se ven disminuidas y la etapa de TR aumenta, 
estos resultados son los esperados. 
 
 
 
 
 57
 
 
Dosis (mg/kg)
100 200 300 400 500 600 700 800
P
ro
m
ed
io
 d
el
 T
ie
m
po
 (
m
in
)0
50
100
150
200
250
LS
LH
TR
*
 
Figura 18 D uración del efecto de Latencia de Sedación, Latencia de Hipnosis y Tiempo de recuperación de 
los Gerbos administrados con 2, 2, 2-Tribromoetanol por vía intraperitoneal a diferentes dosis. Cada barra 
representa el promedio del tiempo en el cual el animal permanece en estas etapas, en cada barra se muestra 
el error estándar y los * nos muestran las dosis en las que se encontraron diferencias significativas de acuerdo 
a los grupos.. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 58
Hámster (Mesocricetus auratus) 
 La tabla 9, muestra el promedio de Latencia de Sedacion, Latencia de 
Hipnosis y Tiempo de Recuperacion en el Hámster. 
Tabla 9. Resultados de la valoración de los periodos por los que pasa el Hámster 
(Mesocricetus auratus) en la anestesia (LS, LH, TR), en este caso, el anestésico en estudio 2, 
2, 2-Tribroetanol fue administrado por vía intraperitoneal. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A continuación se muestran las graficas de la valoración de los periodos por 
los que pasa el hámster (Mesocricetus auratus) en la anestesia; Se incluyen 
las graficas de Latencia de Sedación, Latencia de Hipnosis y Tiempo de 
Recuperación, cada una muestra el promedio del tiempo vs la Dosis de 2, 2, 2-
Tribrmetanol administrada. 
 
 
 
Dosis 
(mg/ kg) 
Promedio de 
Latencia de 
Sedacion 
(LS) 
Promedio 
de Latencia 
de Hipnosis 
(LH) 
Promedio de 
Tiempo de 
Recuperacion 
(TR) 
125 1.39 - - 
200 1.07 1.60 2.81 
300 0.74 1.34 64.19 
400 0.67 0.96 94.78 
500 0.38 0.89 492.42 
600 0.22 0.43 523.62 
700 0 0.23 - 
 59
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 19 Duración del efecto de Latencia de Sedación de los hámsters administrados con 2, 2, 2-
Tribromoetanol por vía intraperitoneal a diferentes dosis. Cada barra representa el promedio del tiempo en el 
cual el animal permanece en esta etapa, en cada barra se muestra el error estándar y los * nos muestran las 
dosis en las que se encontraron diferencias significativas de acuerdo a los grupos. 
. 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 20 Tiempo de duración del efecto de Latencia de Hipnosis de los Hámsters administrados con 2, 2, 2-
Tribromoetanol por vía intraperitoneal a diferentes dosis. Cada barra representa el promedio del tiempo en el 
cual el animal permanece en esta etapa , en cada barra se muestra el error estándar y los * nos muestran las 
dosis en las que se encontraron diferencias significativas de acuerdo a los grupos.. 
Dosis (mg/ kg)
100 200 300 400 500 600 700
P
ro
m
ed
io
 d
el
 T
ie
m
po
 (
m
in
)
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
1.4
1.6
125 mg/ kg
200 mg/ kg
300 mg/ kg
400 mg/ kg
500 mg/ kg
600 mg/ kg
700 mg/ kg
 *
Dosis (mg/ kg)
100 200 300 400 500 600 700
P
ro
m
ed
io
 d
e 
T
ie
m
po
 (
m
in
)
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
1.4
1.6
1.8
125 mg/ kg
200 mg/ kg
300 mg/ kg
400 mg/ kg
500 mg/ kg
600 mg/ kg
700 mg/ kg
*
 60
. 
Dosis (mg/ kg)
100 200 300 400 500 600 700
P
ro
m
ed
io
 d
el
 T
ie
m
po
 (
m
in
)
0
100
200
300
400
500
600
125 mg/ kg
200 mg/ kg
300 mg/ kg
400 mg/ kg
500 mg/ kg
600 mg/ kg
700 mg/ kg
*
 
Figura 21 Tiempo de duración del efecto de Tiempo de Recuperación de los Hámsters administrados con 2, 
2, 2-Tribromoetanol por vía intraperitoneal a diferentes dosis. Cada barra representa el promedio del tiempo 
en el cual el animal permanece en esta etapa, en cada barra se muestra el error estándar y los * nos muestran 
las dosis en las que se encontraron diferencias significativas de acuerdo a los grupos. 
 
En la siguiente figura (figura 22) se muestran las graficas anteriores en 
conjunto, así podemos realizar una comparación de cada uno de los periodos de 
la anestesia por los que pasa el hámster (Mesocricetus auratus ) dependiendo de 
la dosis; en estas graficas se relaciona el promedio del tiempo vs la dosis. 
En ellas se observan los resultados que nos indican que mientras la dosis 
aumenta, las etapas de LS y LH se ven disminuidas y la etapa de TR aumenta, 
estos resultados son los esperados. 
 
 
 
 61
 
Dosis (mg/kg)
100 200 300 400 500 600 700
P
ro
m
ed
io
 d
el
 T
ie
m
po
 (
m
in
)
0
100
200
300
400
500
600
LS
LH
TR
*
 
Figura 22 Tiempo de duración del efecto de Latencia de Sedación, Latencia de Hipnosis y Tiempo de 
recuperación de los Hámsters administrados con 2, 2, 2-Tribromoetanol por vía intraperitoneal a diferentes 
dosis. Cada barra representa el promedio del tiempo en el cual el animal permanece en estas etapas, en cada 
barra se muestra el error estándar y los * nos muestran las dosis en las que se encontraron diferencias 
significativas de acuerdo a los grupos. 
. 
Despues de realizar las comparaciones en cuanto a las diferentes dosis, se 
procederá a la creación de la Curva Dosis-Respuesta Cuantal del 2, 2, 2-
Tribromoetanol del cuyo, hámster y gerbo. Las unidades probits fueron obtenidas 
de las tablas (Anexo 1), los valores correspondientes a las DL, DL50, DE50, DE99, 
MS e IT ya están corregidos estadísticamente utilizando el modelo de regresión 
lineal que exige la Farmacopea de los Estados Unidos Mexicanos (FEUM 9ª ed). 
 
 
 
 
 62
Cuyo (Cavia porcellus) 
 En la tabla 10 se muestran los resultados de la administración del 
anestésico en estudio 2, 2, 2-Tribromoetanol en cuyo (Cavia porcellus). Estos 
datos fueron utilizados para la realización de la curva Dosis-Respuesta 
Cuantal. 
Tabla 10. Resultados de la administración del 2, 2, 2-Tribromoetanol en Cuyo (Cavia porcellus) 
via i.p. Donde S = Sedación, H = Hipnosis, M = muerte; U.P.S = unidades probits de sedacón, 
U.P.H = unidades probits de hipnosis, U.P.M. = unidades probits de muerte. 
Dosis (mg/kg) Log Dosis % S U.P.S. % H U.P.H % M U.P.M 
250 2.397 83.33 5.954 0 3.25 0 3.25 
280 2.447 100 6.73 83.33 5.954 0 3.25 
350 2.544 100 6.73 100 6.73 0 3.25 
600 2.778 100 6.73 100 6.73 0 3.25 
800 2.903 100 6.73 100 6.73 0 3.25 
1000 3 100 6.73 100 6.73 100 6.73 
 
 En la figura 23, se muestra la Curva Dosis-Respuesta Cuantal del Cuyo 
(después de la administración del 2, 2, 2-Tribromoetanol por via IP) de la cual se 
obtuvieron los valores de: 
A. DE50 = 262.91 mg/ Kg; 
B. DL50 = 859.01 mg/ Kg; 
C. MS = 2.466; 
D. IT = 3.206. 
 63
Log Dosis
2.4 2.6 2.8 3.0 3.2
U
. P
ro
bi
ts
4
5
6
7
Sedación
Hipnosis
Muerte
DE50
DE99
DL50
DL1
*
* *
*
 
Figura 23 Curva Dosis-Respuesta Cuantal. Unidades probits vs Log Dosis 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 64
Gerbo (Meriones ungiculatus) 
En la tabla 11 se muestran los resultados de la administración del 
anestésico en estudio 2, 2, 2-Tribromoetanol en gerbo (Meriones ungiculatus). 
Estos datos fueron utilizados para la realización de la curva Dosis-Respuesta 
Cuantal. 
Tabla 11. Resultados de la administración del 2, 2, 2-Tribromoetanol en Gerbo (Meriones 
ungiculatus) via i.p. Donde S = Sedación, H = Hipnosis, M = muerte; U.P.S = unidades probits 
de sedacón, U.P.H = unidades probits de hipnosis, U.P.M. = unidades probits de muerte. 
Dosis (mg/kg) Log Dosis % S U.P.S. % H U.P.H % M U.P.M 
175 2.243 66.66 5.413 0 3.25 0 3.25 
225 2.352 83.33 5.954 66.66 5.413 0 3.25 
275 2.439 100 6.73 83.33 5.954 0 3.25 
325 2.511 100 6.73 83.33 5.954 0 3.25 
650 2.812 100 6.73 100 6.73 0 3.25 
750 2.875 100 6.73 100 6.73 0 3.25 
800 2.903 100 6.73 100 6.73 100 6.73 
 
En la figura 24, se muestra la Curva Dosis-Respuesta Cuantal del gerbo (Meriones 
ungiculatus) (después de la administración del 2, 2, 2-Tribromoetanol por via IP) 
de la cual se obtuvieron los valores de: 
A. DE50 = 214.28 mg/ Kg; 
B. DL50 = 767.36 mg/ Kg; 
C. MS = 1.218; 
D. IT = 3.581. 
 
 65
Log Dosis
2.2 2.4 2.6 2.8 3.0
U
. P
ro
bi
ts
4
5
6
7
Sedacion
Hipnosis
Muerte
DE99
DE50
DL50
DL1
*
*
*
*
 
Figura 24. Curva Dosis-Respuesta Cuantal. Unidades probits vs Log Dosis 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 66
Hámster (Mesocricetus auratus) 
En la tabla 12 se muestran los resultados