Evaluacion-de-la-abundancia-de-los-ascomicetes-marinos-arenicolas-de-algunas-playas-de-la-Isla-Cozumel-Quintana-Roo-Mexico

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 Facultad de de Ciencias 
 
 
Evaluación de la abundancia de los ascomicetes 
marinos arenícolas de algunas playas de la Isla 
Cozumel, Quintana Roo, México 
 
 TESIS 
 Que para obtener el título de BIÓLOGA 
 
 P r e s e n t a : 
 
 PATRICIA VÉLEZ AGUILAR 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA 
DE MÉXICO
Tutora: 
DRA. MARÍA DEL CARMEN AUXILIO 
GONZÁLEZ VILLASEÑOR 
Co-tutor: 
M. en C. JOSÉ EDMUNDO ROSIQUE GIL
 
 2007 
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UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
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Esta investigación se realizó en el Laboratorio de Micromicetes C-121, 
Departamento de Botánica, Instituto de Biología, Universidad Nacional 
Autónoma de México, y formó parte del proyecto “Evaluación 
preliminar de la diversidad de los hongos marinos de las playas de las 
islas Cozumel, México y Cayo Largo, Cuba” que se realizó con 
financiamiento del Instituto de Biología, UNAM, del Consejo Nacional 
de Ciencia y Tecnología mediante el Proyecto de Cooperación 
Internacional Bilateral entre el CONACYT – CITMA (México – 
Cuba), Programa 2004-2006 (J200.811/2004, J110.370/2005), del 
Museum of Natural History, University of Georgia, USA, y de una 
donación generosa de la tutora principal. 
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DEDICATORIA 
 
Quiero dedicar esta tesis a mis padres Patricia Paz Aguilar Urbina y Jorge 
Vélez Guerrero, y darles las gracias por todo su apoyo. 
 
Gracias Mami porque nunca dejaste de creer en mis anhelos e ilusiones y por 
estar siempre ahí. 
 
A mi Abuelita Luisa, por ser un gran ejemplo de perseverancia y rectitud. Por 
sus sabios consejos y la orientación. 
 
A mi tía “La Biól. Araceli”, por introducirme a mi verdadera vocación, 
hallándose responsable de mi amor por la biología. Siendo mí guía y hada 
madrina. 
 
A mi Familia por los momentos agradables y las largas pláticas. Por todos 
los consejos, gracias a los cuales he logrado llegar hasta aquí. 
 
A mis maestros del Colegio Columbia, por darme una formación integral en un 
ambiente afable. Por su paciencia y hacer del aprendizaje algo agradable. 
 
Finalmente, a mis Amigos, por compartir tantos momentos mágicos y no tan 
mágicos, por los consejos y apoyo. 
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AGRADECIMIENTOS 
 
A la Universidad Nacional Autónoma de México, por darme la oportunidad de 
desarrollar mis capacidades intelectuales. 
 
A la Facultad de Ciencias, UNAM, por acogerme en un ambiente docto y cultivar mi 
conocimiento, mostrándome así el mundo y la vida desde otro punto de vista. 
 
Al Instituto de Biología, UNAM, por darme un espacio de trabajo para concretar este 
proyecto y la oportunidad de ampliar mi comprensión sobre los hongos. 
 
Un agradecimiento enorme a la Dra. María del Carmen Auxilio González Villaseñor, por 
haber creído en mí, por ser una gran maestra y un maravilloso ser humano. Por 
comprender, apoyar y motivar este sueño. Y por su tiempo, paciencia y todo el 
conocimiento que me ha transmitido. 
 
Al M. en C. Edmundo Rosique Gil, por su apoyo para la realización de este proyecto e 
introducirme al maravilloso reino de los hongos. 
 
A los Miembros del Jurado, Dr. Teófilo Herrera Suárez (Investigador Emérito de la 
UNAM y SNI), Dr. Miguel Armando Ulloa Sosa (Investigador Titular C), Dr. Joaquín 
Cifuentes Blanco (Profesor de Carrera Titular B), Dra. María del Carmen A. González 
Villaseñor (Investigadora Titular A) y M. en C. José Edmundo Rosique Gil. 
 
A todos los integrantes del Laboratorio C-121 de Micromicetes del Instituto de Biología; 
Allan, Cris y Lety por su apoyo y agradable convivencia, las aportaciones y consejos en 
la realización de este proyecto. 
 
A la vida, por todas las oportunidades, logros y lecciones. 
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“Como científicos, muchos de nosotros hemos tenido profundas 
experiencias de admiración y reverencia ante el universo, creemos 
que aquello que se considera sagrado tiene más probabilidades de ser 
tratado con respeto y develo. Nuestra morada en este planeta se 
debería de considerar como algo sagrado. Los esfuerzos para 
salvaguardar y proteger el medio natural necesitan verse imbuidos 
de la visión de lo sagrado. Al mismo tiempo, se requiere una 
comprensión más amplia y profunda de la ciencia y la tecnología. 
Si no acertamos a ver el problema, difícilmente podremos resolverlo.” 
 
Carl Sagan 
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RESUMEN 
 
Los hongos marinos estrictos arenícolas no son un grupo taxonómico natural, más bien son un 
grupo ecológico que habita entre o en los granos de arena, mas esto no quiere decir que obtengan 
sus nutrimentos de ellos. En dicho ecosistema desarrollan un papel importante en la degradación de 
la materia orgánica y reciclaje de los bioelementos. La diversidad fúngica está poco estudiada a 
nivel global; se estima que de las 80, 060 especies descritas de todos los ambientes, sólo 500 son 
marinas, a pesar de que los océanos representan un gran reservorio de biodiversidad. En esta 
investigación se evaluó la abundancia de los ascomicetes marinos arenícolas de las playas 
Mezcalito, Punta Morena, Chen Río, Chiquero y San Francisco de la Isla Cozumel, Quintana Roo, 
México. Se tomaron cincuenta unidades de muestra en cada una de las cinco playas y se colocaron 
en bolsas de polietileno Ziplock® con cierre hermético. Dichas unidades de muestra se incubaron 
en las condiciones ambientales del laboratorio durante seis meses, al término de los cuales se 
analizaron para localizar las estructuras fúngicas, principalmente ascomas. Los hongos se 
identificaron hasta el nivel de especie mediante el uso de las claves de Kohlmeyer y Volkmann-
Kohlmeyer. Se obtuvieron siete ascomicetes, los cuales seis fueron identificados hasta especie y 
uno hasta género, y tres son nuevos registros para la isla Cozumel. La playa con mayor diversidad 
fue San Francisco. 
 
ABSTRACT 
Arenicolous marine fungi are an ecological rather than a taxonomic group that lives in or between 
sand grains in sandy beaches, but they do not obtain their nutriments from them. Marine fungi are 
major decomposers of organic substrates in marine ecosystems and are in charge of recycling 
bioelements. Fungi diversity is poorly studied globally, it is estimated that referring to the 80, 060 
species described, only 500 correspond to the marine habitat, even though, such environment have 
an enormous amount of biodiversity. In this survey the occurence of Ascomycete´s was evaluated in 
the beaches: Mezcalito, Punta Morena, Chen Río, Chiquero and San Francisco of Cozumel, 
Quintana Roo, México. Fifty samples were taken on each of the five beaches and were deposited 
into Ziplock®, polyetilene bags with hermetic zipper. Finally the samples were incubated in the 
laboratory up to a period of six months and were examined for the incidence of ascomata. Fungi 
were identified up to species, employing Kohlmeyer y Volkmann-Kohlmeyer´s taxonomic key. 
Seven ascomyces were recorded. Six of them were identified to specie and one to genus, three are 
new records for Cozumel. The beach that showed the highest diversity was San Francisco. 
 
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ContenidoPág. 
1 Introducción 1 
 1.1 Generalidades sobre los hongos marinos 1 
 1.1.1 Descubrimiento y desarrollo de la micología marina 1 
 1.1.2 Definición 2 
1.1.3 Origen filogenético 3 
1.1.4 Clasificación taxonómica 5 
1.1.5 Distribución geográfica 7 
1.1.6 Función ecológica 8 
 1.2 Hongos marinos arenícolas 11 
1.2.1 Existencia de los hongos nativos en el endopsamon de las 
playas 11 
1.2.2 Biología de los hongos arenícolas 12 
 1.2.3 Importancia de su estudio 18 
 
2 Antecedentes 25 
3 Objetivo 31 
3.1 Formulación del problema 31 
3.2 Objetivo de la presente investigación 31 
3.3 Importancia del problema 31 
 
4 Materiales y métodos 33 
4.1 Descripción del área de estudio 33 
4.2 Realización del muestreo 38 
4.3 Procesamiento de la muestras en el laboratorio 43 
4.4 Identificación, ilustración, conservación, registro e incorporación 
 de los especímenes a la Colección de Hongos del Herbario 
 Nacional (MEXU) 43 
4.5 Análisis estadístico de los datos 44 
 4.5.1 Índice de riqueza 44 
 4.5.2 Función de similitud 45 
 45.3 Índice de diversidad 45 
 
5 Resultados 47 
 5.1 Listado e ilustración de los hongos marinos arenícolas registrados
 de la Isla Cozumel 
 47 
 5.2 Riqueza y abundancia temporal 50 
5.3 Riqueza y abundancia espacial 60 
5.4 Análisis de Cluster 62 
 
6 Discusión 64 
7 Literatura citada 68 
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1
1 Introducción 
 
1.1 Generalidades sobre los hongos marinos 
 
1.1.1 Descubrimiento y desarrollo de la micología marina 
Desmazières, en 1849 describió el primer hongo de un ambiente marino fue Phaeosphaeria 
typharum, el cual es saprobio facultativo. Unos años después, los hermanos Croucan 
registraron cinco hongos del medio marino en su tratado “Flora de Finistère”. Sin embargo, 
Durieu y Montagne en 1869 fueron los que reportaron el primer hongo estrictamente 
marino, Sphaeria posinodae, de los rizomas del pasto marino Posidonia oceanica. La 
micología marina no tuvo un avance significativo en los años posteriores a su 
descubrimiento, además de que su estatus marino no estaba claro (Kohlmeyer y Kohlmeyer, 
1979). Barghoorn y Linder (1944) en su trabajo “Hongos marinos: su taxonomía y 
biología” establecieron la existencia de los verdaderos hongos marinos, al demostrar su 
crecimiento y reproducción sobre madera sumergida en el noreste de Estados Unidos de 
América, por lo que es una de las publicaciones más importante en el campo de la 
micología marina y además impulsó el desarrollo de esta área de la micología. La mayor 
parte de los hongos marinos que se conocen en la actualidad se describieron tomando como 
punto de partida dicha publicación. El estudio de los hongos marinos ha progresado a lo 
largo de dos áreas de investigación: la descripción directa de los hongos marinos durante la 
formación de sus cuerpos fructíferos en el sustrato, y el estudio indirecto de dichos hongos 
en cultivo. El área de la micología marina que ha mostrado más avance es el de descripción 
directa (Kohlmeyer y Kohlmeyer, 1979). 
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1.1.2 Definición 
El reino de los hongos (lat. fungus, sfungus, hongo y gr. spóngos, sphóngos, esponja) 
incluye a los organismos eucariontes, sin plásmidos, con nutrición por medio de absorción 
(osmotróficos), nunca son fagótrofos, carecen de una fase pseudopodial ameboide; sus 
células tienen una pared celular compuesta por quitina y β-glucanos, tienen mitocondrias 
con crestas aplanadas, peroxisomas, así como cuerpos de Golgi; su talo generalmente está 
compuesto por hifas haploides, multicelulares, cenocíticas o septadas, la mayoría no tienen 
estructuras flageladas, y cuando las presentan, los flagelos carecen de mastigonema; su 
reproducción es sexual y asexual, con una fase diploide generalmente corta; pueden ser 
saprobios, mutualistas o parásitos. Los hongos representan un grupo heterogéneo cuyos 
representantes no siempre muestran claras relaciones filogenéticas (Herrera y Ulloa, 1998). 
Los hongos marinos no se pueden definir como un grupo dentro de la clasificación 
taxonómica del reino de los hongos. Al inicio de la micología marina, los hongos marinos 
se definieron tomando en cuenta únicamente su fisiología, como su habilidad para crecer 
bajo ciertas condiciones de salinidad (Johnson y Sparrow, 1961; Tubaki, 1968; Kohlmeyer, 
1974). Posteriormente, casi todos los hongos que se describían del medio marino se 
colocaban dentro del orden Halosphaeriales, familia Halosphaeriaceae, debido a su 
similitud morfológica, resultado casi siempre de su adaptación al ecosistema marino. Sin 
embargo, con el paso del tiempo, debido al avance en la exploración de diversos 
ecosistemas marinos y de la aplicación de nuevas metodologías para el estudio de los 
hongos, la familia Halosphaeriaceae creció y empezaron a descubrirse hongos marinos 
pertenecientes a otros órdenes y familias, inclusive a otros fila. Por tradición y por tratarse 
de un grupo de hongos que vive en un ambiente acuático, marino, y más extenso que el 
medio terrestre, los hongos marinos se definen sensu estricto con base en su adaptación al 
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ambiente ecológico donde habitan y son ecológicamente activos. En la actualidad se utiliza 
una definición basada en su ecología: a) hongo marino obligado: es aquel hongo que crece 
y esporula exclusivamente en un hábitat marino o de estuario, b) hongo marino 
facultativo: es aquel hongo terrestre o acuático de agua dulce con la capacidad de crecer y 
la posibilidad de esporular en un ecosistema marino (Kohlmeyer y Kohlmeyer, 1979). 
Con relación a lo anterior, es necesario aclarar que los hongos que se extraen de 
sustratos marinos mediante el uso de diversos medios de cultivo, que incluyen los 
compuestos característicos del agua del mar, no es selectivo y permite el desarrollo de 
algunos hongos de origen terrestre que toleran altas concentraciones de iones en el entorno 
extracelular, pero no son marinos porque permanecen inactivos en ese medio (Kohlmeyer y 
Kohlmeyer, 1979). 
 
1.1.3 Origen filogenético 
En cuanto al posible origen de los hongos marinos, se ha discutido la posibilidad de la 
existencia de un ancestro terrestre, el cual pudo ser un parásito que carecía de ascocarpos y 
vivía en helechos y fanerógamas. En 1966, Denison y Carroll retomaron y modificaron la 
hipótesis anterior, postulando que los ascomicetes marinos habían evolucionado como 
saprobios de madera a la deriva en océanos y estuarios. Aunque también se discute la 
posibilidad de un origen marino, compartiendo un ancestro común con un grupo de algas, 
las Rhodophytas (Kohlmeyer y Kohlmeyer, 1979). El parasitismo obligado de los 
Spathulosporales sobre las rodofitas y el carácter antiguo de las algas rojas indican que los 
Spathulosporales se encuentran situados en la base del árbol filogenético y están 
relacionados con un pirenomicete ancestral. Los Halosphaeriales se consideran 
ascomicetes primarios, los Eurotiales como ascomicetes secundarios, igual que los 
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Loculoascomicetes y Laboulbeniales. Estudios moleculares recientes muestran que los 
ascomicetes marinos se originaron de ancestros terrestres. Para ubicar a los ascomicetes 
marinos en un esquema filogenético, tenemos que separar los ascomicetes primarios de los 
secundarios, siguiendo los principios filogenéticos. Así, el parasitismo sobre un hospedero 
tipo alga marina, combinado con la posesión de ascas que se disuelven (unitunicadas) y 
ascosporas hialinas, deben ser características de los ascomicetes primarios. Por el contrario, 
la combinación de un hospedero tipo fanerógama marina o sus restos, con la posesión de 
ascas fisitunicadas (o bitunicadas) y ascosporas de color oscuro, caracterizan a un 
ascomicete secundario (Hyde et al.,2000) (Figura 1). 
Fig. 1. Posible origen de los hongos marinos superiores filamentosos. Las flechas hacia 
abajo indican los hongos marinos secundarios, los ancestros hipotéticos tienen asteriscos 
(Kohlmeyer, 1986). 
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En conclusión, no queda duda de que el grupo constituido por los hongos marinos 
sea de origen polifilético e incluye dos clados principales: los hongos marinos primarios, 
que son aquellos derivados directamente de un ancestro de origen marino, y los hongos 
marinos secundarios, los cuales se originaron a partir de ancestros terrestres (Kohlmeyer y 
Kohlmeyer, 1979). 
 
1.1.4 Clasificación taxonómica 
La clasificación del reino Fungi está lejana a ser estática. Los hongos constituyen un grupo 
independiente del mismo rango que los animales y las plantas. De forma similar a los 
animales, poseen la capacidad de exportar enzimas hidrolíticas para metabolizar polímeros. 
Dicho reino representa un clado muy diverso de organismos heterótrofos que comparten 
algunas características con los animales, como las estructuras con quitina, el 
almacenamiento de glucógeno y el codón mitrocondrial UGA que codifica para el 
triptófano. La rama que une a los hongos con los animales está bien apoyada con base a 
datos moleculares, entre los que se encuentran la subunidad pequeña de rRNA (Wainwright 
et al., 1993), inserciones únicas y compartidas en la secuencia de proteínas como el factor 
de elongación uno alfa (Baldauf y Palmer, 1993), genomas mitocondriales enteros (Lang et 
al., 2002) y genes que codifican para proteínas (Steenkamp et al., 2006). Análisis 
filogenéticos realizados con base en rRNA y genes que codifican para las proteínas, apoyan 
la monofilia del grupo Ascomycota (Lutzoni et al., 2004; James et al., 2006; Spatafora et 
al., 2006). 
El valor de los caracteres taxonómicos dentro de los Halosphaeriales, no es clara. 
Johnson y Sparrow (1961) creían que el desarrollo de las ascosporas, y la naturaleza de sus 
apéndices, representan los caracteres de mayor importancia. Controversialmente, 
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Kohlmeyer (1960, 1962, 1972, 1974) y Kohlmeyer y Kohlmeyer consideraron el desarrollo 
y la morfología del ascoma como los caracteres de mayor importancia. Cavaliere 
(1966a,b,c) y Cavaliere y Johnson (1966a,b) propusieron que el ascoma es una estructura 
extremadamente variable. Jones y Moss (1978, 1980) afirman que la ontogenia de los 
apéndices de la ascospora son caracteres con valor taxonómico. También concluyeron que 
el modo en que se desarrollan los apéndices, es únicamente homólogo para algunos géneros 
dentro de Halosphaeriaceae, mientras que otros géneros (e.g. Corollospora Werdem.), 
muestran diferente ontogenia. El criterio taxonómico más importante dentro de los 
Halosphaeriaceae, es la morfología de los apéndices (Jones, 1995; Kohlmeyer y 
Kohlmeyer, 1997). 
Anteriormente, las especies que se encuentran dentro de Halosphaeriaceae, se 
clasificaron hasta el nivel de familia con base en la estructura del ascoma, y a nivel género, 
en la ontogenia de los apéndices de la ascospora (Kohlmeyer y Volkmann-Kohlmeyer, 
1991). Recientemente, Jones (1995) cuestionó el hecho de que Halosphaeriaceae sea un 
grupo natural, argumentando que no se sabía si las similitudes morfológicas son resultado 
de evolución paralela o convergencia. Subsecuentemente, Spatafora et al. (1998) analizó 
ADN ribosomal 18s y 28s de 15 taxones pertenecientes a los Halosphaeriaceae y mostró 
que filogenéticamente la familia es polifilética con dos linajes distintos. El más numeroso, 
es el grupo hermano de los Microascales, al que pertenece la familia Halosphaeriaceae, y 
el segundo contiene las especies de Lulworthia y Lindra (Chen et al., 1999) confirmaron la 
polifilia de los Halosphareriales segregando el género Lulworthia de la familia 
mencionada. Kohlmeyer et. al., (2000) describieron un orden y una familia nuevos, 
Lulworthiales, Lulworthiaceae, basándose en análisis moleculares y morfología, donde 
Lulworthia y Lindra fueron reasignados. En los hábitat marinos se encuentran especies de 
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todos los fila del reino, sin embargo el phylum Ascomycota es el que predomina (Koch y 
Petersen, 1996). 
 
1.1.5 Distribución geográfica 
Los hongos marinos se encuentran desde la zona ártica hasta la antártica, siendo más 
diversos en las zonas tropicales (Figura 2). 
 
 
Fig. 2. Mapa mundial que muestra las zonas oceánicas de acuerdo a su clima, todas 
habitadas por los hongos marinos. 
 
El término “ambiente marino”, incluye una gran variedad de nichos, que difieren tanto en 
características bióticas como abióticas. La diversidad fúngica en los ambientes marinos se 
ve afectada por factores abióticos, como la temperatura, la salinidad y los sustratos 
(Kohlmeyer y Kohlmeyer, 1979). Se encuentran en todos los ecosistemas marinos, desde la 
línea de marea alta, hasta el mar abierto, donde habitan a diferentes profundidades. En 
ÁRTICA 
TEMPLADA 
SUBTROPICAL 
TROPICAL 
SUBTROPICAL 
TEMPLADA 
ANTÁRTICA 
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aguas profundas los hongos se han estudiado poco, pero se sabe que pueden crecer y 
reproducirse de los 500 m de profundidad en adelante soportando presiones hidrostáticas de 
50 atmósferas o más. Estos hongos muestran adaptaciones que les caracterizan y distinguen 
de aquellos que viven en la zona epipelágica (Kohlmeyer y Kohlmeyer, 1979). 
 
1.1.6 Función ecológica 
Los hongos marinos obligados o estrictos pueden actuar en los ecosistemas como 
saprobios, simbiontes o parásitos de plantas y animales. Durante su ciclo de vida, estos 
hongos se pueden encontrar asociados con otros organismos que viven en los litorales y en 
los océanos (Kis-papo, 2005). A continuación se mencionan brevemente algunas de dichas 
asociaciones: 
a) Algas. Se pueden encontrar como parásitos o como saprobios; por lo menos una tercera 
parte de los hongos marinos conocidos, forman alguna de estas asociaciones. Actualmente 
se reconocen 32 especies parásitas y cada uno tiene cierta especificidad por su hospedero. 
Hasta ahora no se conoce el ciclo completo de vida de estos hongos. En cuanto a los 
saprobios, el género Corollospora generalmente degrada algas muertas arrojadas a las 
costas, siendo principalmente Phaeophyta el sustrato principal de hongos saprobios 
(Kohlmeyer y Kohlmeyer, 1979). 
b) Líquenes y asociaciones tipo liquen. Los líquenes han sido definidos de varias 
maneras, y este tipo de relaciones no siempre significan un beneficio para ambos 
organismos (Hawksworth, 1976); y de ahí se derivan dos tipos de asociaciones: las 
formadas por los líquenes primitivos (Kohlmeyer y Kohlmeyer, 1979) y las que se 
encuentran al borde del parasitismo. La primera se puede dar en su estadio de vida libre y 
no se forman estructuras, y la relación no es tan estrecha. Generalmente se da con algas 
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microscópicas. En el segundo caso tenemos una relación obligada y se da con microalgas y 
el hábitat de ésta es el que predomina (Kohlmeyer, 1972). Este tipo de relaciones se 
cuestiona si realmente se trata de simbiosis y no de parasitismo. 
c) Halófitas. Las áreas cercanas a las costas generalmente están cubiertas por vegetación, y 
cuando la marea sube se ven cubiertas por agua. A las plantas que componen esta 
vegetación se les denomina halófitas y tienen la característica de poder tolerar ciertas 
concentraciones de agua salada (0.5% o más) (Waisel, 1972). Los hongos que habitan sobre 
este tipo de sustratos, generalmente se encuentran sometidos a condiciones extremas, como 
lo son las altas temperaturas, desecación, cuando la marea es baja, cambios drásticos en la 
concertación de sales en el agua (durante las lluvias) y congelamiento en invierno (en áreas 
que se encuentran al norte). Por lo general se restringen a un hospedero (o al menos a una 
familia específica de plantas). Dentrode estos hongos, encontramos 33 Ascomycetes, 1 
Basidiomycete y 23 Deuteromycetes. Los podemos encontrar como saprobios o como 
parásitos, e incluso como simbiontes formando micorrizas (Kohlmeyer y Kohlmeyer, 
1979). 
d) Plantas superiores. Se encuentran sumergidas (por ejemplo el pasto marino Cyodocea, 
Psidonia, Thalasia y Zostera). Los hongos que habitan sobre ellas por lo general son 
saprobios (en el caso de hojas muertas) y sólo se conocen 3 Ascomycetes que viven sobre 
las moribundas (Kohlmeyer y Kohlmeyer, 1979). Aunque la mayor parte de los hongos 
reportados se han encontrado sobre hojas muertas, una proporción menor pero importante 
de hongos marinos se encuentra en pastos marinos y rizomas. Dichas plantas contienen 
taninos, sustancias que les protegen de ataques de otros microrganismos, aparentemente 
esto no detiene a algunos hongos, los cuales han desarrollado cierta tolerancia a dichos 
compuestos (Kohlmeyer y Kohlmeyer, 1979). 
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e) En la corteza de plantas y materiales con celulosa. La literatura sobre este tipo de 
hongos es muy extensa y rebasa a la relacionada con los hongos que habitan sobre plantas o 
algas (Jonhson, Sparrow, 1961; Kohlmeyer, 1971) La proliferación se estos hongos se ve 
favorecida por el clima de los trópicos y se ve limitada por la cantidad de oxígeno disuelto 
en el agua (Kohlmeyer y Kohlmeyer, 1979). El filo predominante en este hábitat, es de los 
Ascomycota (Kohlmeyer, 1976; Gessner y Lamore, 1978). Los hongos marinos muestran 
cierta preferencia por sustratos específicos, según revelaron estudios realizados en Portugal, 
basándose en el hecho de que la similitud entre hongos marinos detectada en dos tipos de 
sustratos resultó tener un valor muy bajo (0.25), además cada sustrato tuvo sus propias 
especies de alta frecuencia. El estudio reveló que existen ligeras diferencias en la riqueza de 
la micobiota al comparar dos sustratos, tallos (Arundo donax L., Phragmites sp. y Spartina 
maritima) y pedazos de madera. Independientemente, el promedio de número de hongos 
obtenidos por muestra fue más alto en los pedazos de madera. Ambos sustratos estudiados 
demostraron ser buenos para la colonización de los hongos marinos. Comparando el 
porcentaje de colonización obtenido, se concluyó que los tallos presentan un mayor valor 
de colonización (Pointing et al., 2000). 
f) En materiales hechos por el hombre. La biodegradación de estructuras creadas por la 
mano del hombre, en el mar, ha sido de gran importancia en los últimos años. Se han hecho 
pruebas con varios materiales que han detenido el crecimiento de hongos sobre madera o 
sobre plástico y otros materiales creados por el hombre. Los únicos reportes sobre hongos 
deteriorando materiales sintéticos han sido los elaborados por Le Campion-Alsumard 
(1970), que encontraron Ascomycetes y un Deuteromycete sobre poliuretano. 
g) Animales. Como saprobios, se encuentran degradando sustratos ricos en quitina y 
queratina como, por ejemplo, exoesqueletos de crustáceos y conchas. También pueden 
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causar enfermedades a los animales marinos e inclusive al hombre. Se han reportado 
micosis superficiales de animales marinos. Algunas enfermedades han sido estudiadas y 
discutidas por Alderman (1976). Existen en la arena de la playa especies patógenas del 
hombre al que le ocasionan diversos tipos de micosis. Se encuentran registradas 33 especies 
patógenas en la zona intermareal de las playas del sur de California (Dabrowa et al., 1964) 
y también están reportadas 13 especies de 17 playas de Oahu, Hawai (Kishimoto y Baker, 
1969). En México, solamente se encuentra un trabajo preliminar sobre los hongos de las 
playas de Acapulco y Veracruz (González et al., 2000). 
 
1.2 Hongos marinos arenícolas 
 
1.2.1 Existencia de hongos nativos en el endopsamon de las playas 
Los microorganismos endopsamófilos que viven en los espacios intersticiales que se 
forman entre los granos de arena de las playas marinas se encuentran poco estudiados. 
Existe una amplia gama de fauna intersticial (equinodermos, tunicados, briozoarios, 
anélidos, poliquetos, oligoquetos y nemátodos). Con relación a las bacterias y flora 
intersticial existe muy poca información, aunque se sabe que hay numerosas especies de 
bacterias y algas filamentosas (Meadows y Anderson, 1966). Todos los microorganismos 
que habitan en dicho ambiente se han adaptado para poder vivir entre los granos de arena 
en las playas, incluso sobre ellos, como es el caso de los hongos arenícolas (Kohlmeyer y 
Kohlmeyer, 1979). Desde su descubrimiento, el estatus de los hongos marinos estrictos ha 
sido confuso, sin embargo varios investigadores han demostrado su existencia en el medio 
endopsamófilo, estableciendo que estos hongos son nativos en la arena de la playa (Duché 
Neevia docConverter 5.1
 
12
y Heim, 1931; Bauch, 1936; Kohlmeyer y Kohlmeyer 1979; Rees et al., 1979; Kohlmeyer, 
1981; Tokura, 1984). 
 
1.2.2 Biología de los hongos marinos arenícolas 
Los hongos marinos arenícolas sensu stricto, se pueden definir como un grupo ecológico de 
hongos microscópicos que habitan entre o en los granos de arena, más esto no quiere decir 
que obtengan sus nutrimentos de ellos (Kohlmeyer y Kohlmeyer, 1979) 
Las especies consideradas marinas arenícolas exclusivamente son los ascomicetes: 
Arenariomyces majusculus Kohlmeyer y Volkmann-Kohlmeyer, A. parvulus Koch, A. 
trifurcatus Höhnk, A. triseptatus Kohlmeyer, Corollospora angusta Nakagiri et Tokura, C. 
armoricana Kohlmeyer et Volkmann-Kohlmeyer, C. besarispora Sundari, C. californica 
Kohlmeyer et Volkmann-Kohlmeyer, C. cinnamomea Koch, C. colossa Nakagiri et Tokura, 
C. filiformis Nakagiri, C. fusca Nakagiri et Tokura, C. gracilis Nakagiri et Tokura, C. 
intermedia I. Schmidt (anamorfo: Varicosporina prolifera Nakagiri). C. lacera (Linder) 
Kohlmeyer, C. luteola Nakagiri et Tubaki (anamorfo: Sigmoidea luteola Nakagiri et 
Tubaki), C. maritima Werdermann, C. novofusca Kohlmeyer et Volkmann-Kohlmeyer, C. 
pseudopulchella Nakagiri et Tokura, C. pulchella Kohlmeyer, Scmidt et Nair (anamorfo: 
Clavatospora bulbosa (Anastasiou) Nakagiri et Tubaki), C. quinqueseptata Nakagiri y los 
deuteromicetes Dendryphiella arenaria Nicot, Varicosporina ramulosa Meyers et 
Kohlmeyer (Hyde et al., 2000; Kohlmeyer, 1979; Tokura, 1982, 1984; Koch y Jones, 1984; 
Nakagiri, 1982, 1985, 1988; Nakagiri y Tubaki, 1986; Kohlmeyer y Volkmann-Kohlmeyer, 
1991b,c). 
 
 
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13
Dominio: Eukariota 
Reino: Fungi 
Filum: Ascomycota 
Subfilum: Pezizomycotina 
Clase: Sordariomycetes sensu O.E. Erikss. & Winka 1997 
Sub-clase: Hypocreomycetidae O.E. Erikss. & Winka 1997 
Orden: Halosphaeriales Kohlm. 1986 
Familia: Halosphaeriaceae E. Müll. & Arx ex Kohlm. 1972 
La familia cuenta con 55 géneros, de los cuales 3 son arenícolas: 
Arenariomyces Höhnk 
Carbosphaerella I. Schmidt 
Corollospora Werderm. 
Orden: Lulworthiales Kohlm., Spatafora & Volkm.-Kohlm., 2000 
Familia: Lulworthiaceae Kohlm., Spatafora & Volkm.-Kohlm., 2000 
La familia cuenta con 6 géneros, de los cuales 2 son arenícolas: 
Lindra I. Wilson 
Lulworthia G.K. Sutherl. 
 
De los géneros enlistados antes, Corollospora puede ser considerado como uno de 
los géneros más diversos dentro de los Halosphaeriaceae y actualmente incluye 20 especies 
siendo Corollospora maritima la especie más frecuente. Debido a la adaptación de dicho 
género al hábitat endopsamófilo se encuentra ampliamente distribuido tanto en las playas 
tropicales como en las templadas (Nagakiri y Tokura, 1987; Hyde et al., 2000). Por lo 
Neevia docConverter 5.1
 
14
anterior, a continuación se detallan las características biológicas más sobresalientes de este 
típico hongo marino arenícola. 
El género Corollospora fue inicialmente descrito por Werdermann en 1922, quien 
lo incluyó dentro de los Coelomycetes. Fue hasta 1962, que Kohlmeyerlo incluyó dentro 
de ascomycetes. Estudios a nivel molecular, indican que los miembros del género forman 
un clado estadísticamente bien apoyado, basado en la comparación de secuencias del 18s 
RNA. El género se puede dividir en dos, aquellas especies con cierto grado de mutaciones y 
las que no las tienen (Sundari et. al., 1996). Todos los miembros pertenecientes a este 
género, se han encontrado en el mismo hábitat: endopsammon de las playas marinas 
arenosas. Como las especies del género están adaptadas a los ambientes marinos arenícolas, 
los ascomas y las ascosporas exhiben una gran variación morfológica, sin embargo, dichas 
características no son consideradas con importancia taxonómica a nivel de género (Nakagiri 
y Tubaki, 1986; Nakagiri y Tokura, 1987; Campbell et al., 2002). 
Corollospora Werderm. se caracteriza por tener ascomas negros que se forman 
adheridos a un sustrato duro como granos de arena (Figura 3). La pared del cuerpo 
fructífero de este hongo tiene una constitución básica de dos capas, aunque algunas 
especies constan de una tercera capa. La capa más interior está compuesta por células 
aplanadas y la más externa por células esféricas. Resulta interesante que las especies de 
Corollospora cuyo ascoma está constituido por tres capas, están caracterizadas por 
ascosporas y ascomas de gran tamaño. Existe una correlación similar entre las 
características del ascocarpo y las ascosporas de las especies de Lindra y Lulworthia. Se 
especula que las modificaciones que sufrió la pared del peritecio de los ascomicetes 
marinos arenícolas podría derivarse de una adaptación para protegerse del daño mecánico 
causado por los granos de arena u otros materiales duros. Los ascomas se adhieren al 
Neevia docConverter 5.1
 
15
sustrato mediante un subículo compuesto por pseudoparénquima con conexiones en grapa. 
Otras adaptaciones son la orientación basal o lateral de ostiolos y las ascas con paredes 
delgadas las cuales se disuelven antes o después de la maduración. Las ascosporas son 
hialinas o de color café, de paredes tersas u ornamentadas con o sin apéndices primarios 
con forma de espinas, pero con apéndices secundarios en forma de hoja o listón formados 
por la fragmentación de la exospora. Se acumulan en la parte central del asca la cual se 
disuelve en la madurez liberando así sus propágalos. 
Las especies de Corollospora se caracterizan principalmente por sus ascosporas, las 
cuales tienen apéndices secundarios a manera de moño. Las especies de Corollospora se 
diferencian unas de otras por el tamaño, el color y el número de septos de sus ascosporas; 
pero todas están caracterizadas por apéndices secundarios ecuatoriales y polares (Nakagiri 
y Tubaki, 1986). Los apéndices de las ascosporas se desarrollan de la exospora, la cual se 
va desnudando formando una especie de hojas apicales y un doble plegamiento alrededor 
del septo central (Figura 4). Aunque los estudios realizados con microscopía electrónica de 
transmisión y barrido en la ontogenia de los apéndices de las ascosporas y estructura del 
ascoma, en Corollospora, señalaron que dentro del género existen cuatro formas de 
desarrollo de los apéndices de las esporas (Johnson, 1980; Jones y Moss, 1980; Jones et al., 
1983). 
 Su ciclo de vida comienza cuando las olas depositan las ascosporas sobre la arena 
de la zona intermareal en la playa, y al cesar el movimiento inmediatamente comienzan a 
germinar, y sí se encuentran sobre o cerca de un sustrato orgánico constituido por celulosa 
y lignina del cual se pueden alimentar (si las ascosporas no encuentran un sustrato de todos 
modos germinan y se mueren) forman un micelio abundante que cubre la superficie del 
sustrato y también se desarrolla sobre y/o entre los granos de arena adyacentes al sustrato 
Neevia docConverter 5.1
 
16
que están degradando. Después de cierto tiempo, cuando los nutrimentos comienzan a 
disminuir o las condiciones ambientales no permiten obtenerlos (por ejemplo falta de 
humedad ya que necesitan agua para poder absorber los nutrimentos del sustrato) se 
comienzan a formar las estructuras de dispersión y/o latencia por mitosis 
(mitosporas=conidiosporas) y/o meiosis (meiosporas=ascosporas) dentro de los ascomas 
sobre los granos de arena, fragmentos de conchas u otros materiales duros a los cuales se 
adhieren fuertemente por medio de un subículo. Los ascomas son duros, impermeables y de 
color negro para proteger las ascosporas de la fuerte deshidratación e intensidad solar, 
liberan las ascosporas cuando los ascomas se rompen debido a la abrasión entre los granos 
de arena debido al movimiento de las olas. Cuando los conidióforos y/o los ascomas 
alcanzan la madurez, liberan las conidiosporas y /o ascosporas y cuando el agua del mar 
cubre la zona intermareal, las esporas flotan sobre la superficie del agua y espuma del mar 
gracias a sus apéndices. Las esporas se dispersan por medio de las corrientes marinas y 
cerca de la playa el movimiento de las olas del mar se encarga de depositarlas en otro lugar 
en la misma playa o en otras más distantes donde germinan en cuanto cesa el movimiento 
del agua (Kohlmeyer y Kohlmeyer, 1979) (Figura 3). 
 
Neevia docConverter 5.1
 17
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig.3. Ciclo de vida de Corollospora. 
Son 
depositadas 
en la arena 
de la playa 
Sustrato rico en 
lignocelulosa. 
Crecimiento de 
micelio 
Las ascosporas 
viajan en la 
espuma de las 
olas 
Ascoma 
sobre 
grano de 
arena 
Liberación 
de 
ascosporas
Meiosis 
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 18
1.2.3 Importancia de su estudio 
Se estima que existen 1.5 millones de especies de hongos en el mundo y en México sólo 
200 000 (Haksworth, 2001). Las cifras reales revelan que en el mundo se conocen 
aproximadamente 80 060 especies de hongos, de las cuales 7000 se encuentran descritas en 
México (Kirk et at., 2001). De las 80 060 especies que se encuentran registradas en el 
planeta y que representan apenas el 5% del estimado, solamente cerca de 444 son de 
ambientes marinos que incluyen 360 ascomicetes, 10 basidiomicetes y 74 anamorfos se han 
descrito del medio marino aún cuando este medio acuático cubre tres cuartas partes del 
planeta (Hyde et al., 1998b, 2000; Kirk et al. 2001). De las 7000 especies registradas para 
México, 62 son marinas, y de éstas, 9 son arenícolas (González et al., 2000). En general se 
conoce muy poco sobre los hongos marinos, particularmente del endopsamon a pesar de la 
gran importancia que tienen estos organismos. Los hongos marinos desarrollan en el 
endopsamon, es decir, el ambiente entre los granos de arena, un papel determinante en la 
degradación de la materia orgánica y compuestos que no pueden ser utilizados por otros 
organismos, como la celulosa, la lignina, la quitina y la queratina, por lo que contribuyen al 
reciclaje de los nutrimentos, principalmente en la mineralización de las fuentes de carbono 
y el movimiento de energía en ese ambiente. También conforman la base de la cadena 
trófica en los ambientes costeros y oceánicos (Hyde et al., 1998). 
Ainsworth estimó que el número de hongos que permanecen sin conocerse es de 
250 000 especies y Kohlmeyer (1979) valoró en el caso de los hongos marinos 
desconocidos, el número sea el 1% de la cifra mencionada. La relación del incremento del 
número de especies de los hongos filamentosos superiores marinos a lo largo de los años, 
refleja que: de 1979 a 1991 el incremento del conocimiento de estos hongos fue de 112 
Neevia docConverter 5.1
 19
especies y de 1991 al 2000 fue de 124 especies. (Hyde, et al., 2000). Específicamente, 
sobre los hongos arenícolas, se conoce muy poco y su estudio se ha restringido al campo 
taxonómico, morfológico y recientemente ecológico (Wagner-Merner, 1972; Koch, 1974). 
Los estimados anteriormente mencionados, muestran la falta de conocimiento de los 
hongos,y por tanto la necesidad de realizar investigaciones más profundas y sistemáticas, 
específicamente con respecto a los micromicetes marinos arenícolas, sobretodo si se 
considera que México es un país megadiverso y con extensos litorales en el Océano 
Pacífico, Golfo de México y Mar Caribe a lo largo de los cuales se encuentran playas con 
diferente complejidad. Comparados con las masas terrestres los océanos proveen de 
ambientes estables con pequeños cambios en temperatura y salinidad. Los sustratos 
orgánicos como algas, restos de plantas, entre otros, se concentran en las playas y proveen 
de nutrientes a los hongos (Kohlmeyer y Kohlmeyer, 1979). La micobiota de los cerca de 
11 000 km de costas que México tiene en el Océanos Pacífico, Golfo de California, Golfo 
de México y Mar Caribe; es en gran parte desconocida. Por tal razón es necesario continuar 
con el estudio de la micobiota de las costas, para así contribuir a su conservación y al 
conocimiento de la biodiversidad de México (González et. al., 2001). 
También es bien sabido que el disturbio causado por el hombre, aún en el menor de 
los grados, reduce la biodiversidad silenciosamente, sin ser posible su documentación en el 
descenso de la biomasa por lo que es urgente darle importancia a su estudio (Howarth, 
1991). 
La diversidad biológica y su conservación, es uno de los problemas ecológicos que 
mayor atención ha recibido en la última década. Los estudios en este campo se han dirigido 
principalmente al hábitat terrestre. Los océanos representan un gran reservorio de 
Neevia docConverter 5.1
 20
biodiversidad, se estima que sólo el 15% de las especies conocidas son marinas (Brigg, 
1994). Los hongos tienen gran influencia sobre la vida de las plantas, de los animales y del 
hombre, pues tienen en la naturaleza, interrelaciones casi constantes con todos los seres 
vivos, incluyendo al hombre (Herrera y Ulloa, 1998). 
Los sistemas intersticiales tienen una función primordial, la cual es procesar los 
materiales orgánicos arrojados en la arena. Por medio de una red trófica, esta materia 
orgánica es reciclada de vuelta al mar. Además de que en muchas playas el sistema 
intersticial funciona como un filtro biológico que se encarga de mineralizar materiales 
orgánicos sin tener interacciones tróficas directas con otras cadenas alimenticias. 
Las playas arenosas son ecosistemas marinos donde las cadenas alimenticias 
comienzan y terminan en el mar. Los hongos marinos arenícolas juegan un papel 
importante en la colonización primaria de este ecosistema (Brown y McLachlan, 1994). 
Son los mayores degradadores de sustratos derivados de madera y restos vegetales que se 
encuentran en ecosistemas marinos (Figuras 4-5). También pueden ser importantes en la 
degradación de animales muertos o de partes animales ya que pueden degradar tunicina 
presente en los tunicados, sustancias calcáreas presente en las conchas de los moluscos y 
llegan a degradar sustratos compuestos por quitina presente en el exoesqueleto de varios 
invertebrados y queratina de muchos vertebrados también tienen capacidad para degradar 
lignocelulosa (Hyde et al, 1998). La madera en ambientes marinos, es originada a partir de 
recursos naturales tales como; marismas, manglares y madrera proveniente del medio 
terrestre que es acarreada por los lagos hasta el mar (Pointing et al., 2000). Tales sustratos 
son colonizados por los hongos marinos. Para el manejo de playas arenosas marinas, 
debería tomarse en cuenta la ecología de estos organismos (Steinke y Lubker, 2003). 
Neevia docConverter 5.1
 21
Algunos hongos marinos son patógenos para plantas y animales, mientras que otros 
forman relaciones mutualistas con diversos organismos. La literatura relacionada con las 
relaciones de simbiosis que los hongos marinos forman, es muy escasa; sólo sabemos que 
se da en tres formas: líquenes, micoficobiontes y micorrizas (Hyde et al., 1998). Además, 
el incremento de la fragilidad del ecosistema marino, nos obliga a estudiar la genética y 
biología de los hongos que ahí habitan. Para tener una mejor comprensión de éste (Hooley 
y Whitehead, 2006). 
Se sabe que los hongos son una fuente importante de sustancias a nivel industrial, el 
conocimiento de su biodiversidad nos abre las puertas para explorar varias posibilidades en 
este campo y otros como la agricultura y la medicina (Herrera y Ulloa, 1998). Lo cual de 
ser manejado de forma adecuada deja grandes remuneraciones económicas. En los últimos 
años se ha comenzado a valorar el potencial económico que representan ciertos grupos de 
organismos, incluyendo a los hongos. Particularmente los micromicetes son una fuente 
constante de nuevos compuestos metabólicos de gran importancia para el hombre, por lo 
que los hongos marinos arenícolas son un recurso potencial que se debe explotar para la 
obtención de nuevas sustancias de importancia en el área alimenticia, agrícola y 
farmacéutica. 
Otro aspecto de importancia, es la biodeteriorización de materiales, puesto que estos 
hongos degradan la madera y causan pérdidas económicas al dañar muelles, pilotes, 
rompeolas y otras estructuras de madera colocadas por el hombre en el mar. Los 
ecosistemas marinos están sujetos a crecientes disturbios causados por el hombre, como lo 
son las descargas de aguas industriales en aguas marinas, derrames de petróleo, etc. (Hyde 
et al., 1998). Hyde reporta que con la presencia de hidrocarburos la diversidad de hongos 
Neevia docConverter 5.1
 22
marinos se ve reducida. En el caso de las playas donde se practica el turismo, se pueden 
emplear como herramientas para hacer estudios de impacto ambiental ya que son 
importantes bioindicadores (Figura 6). 
 
 
 
4
5 
Neevia docConverter 5.1
 23
Figs. 4-5. Restos de algas (Sargassum sp.) depositados por las olas del mar en la 
mesoplaya, donde los hongos marinos arenícolas las colonizan e inician el proceso de su 
degradación. 
 
Fig. 6. Vista aérea de la playa pública San Francisco que muestra el impacto debido a 
diversas actividades turísticas. 
 
Los hongos marinos arenícolas, pueden ser sujetos de investigación porque se 
prestan con cierta facilidad para realizar investigaciones bioquímicas, citológicas, 
fisiológicas y sobre todo, en el campo de la genética; debido a la rapidez de su crecimiento 
y reproducción, originando en pocas horas muchas generaciones, contrario a lo que sucede 
Neevia docConverter 5.1
 24
con plantas y animales, además su cultivo requiere poco gasto de equipo y espacio (Herrera 
y Ulloa, 1998). El inicio del estudio de la genética de los organismos pertenecientes al 
reino de los hongos, apenas inició alrededor de 1940, llevándose a cabo principalmente en 
ascomicetes terrestres, por lo que el conocimiento que tenemos acerca de este tema es 
escaso y falta abordar el ambiente marino. 
Pocos estudios, han demostrado que existen varias especies marinas que son 
excelentes candidatas para este tipo de investigaciones gracias a su fisiología y producción 
de metabolitos secundarios lo cual requiere gran atención especialmente si tomamos en 
cuenta que estos organismos se encuentran sometidos a un ambiente tamponeado con 
niveles de salinidad, pH y temperatura relativamente constantes, pero que está siendo 
alterado por las actividades humanas rompiendo esta estabilidad. Esta capacidad de 
adaptación a ambientes cuyas condiciones son únicas, sugiere un gran número de 
mutaciones requeridas para subsistir en el medio marino, lo cual nos conlleva a la 
producción de nuevos e interesantes metabolitos secundarios resultado de la respuesta al 
estrés que les confiere habitar en el mar (Hooley y Whitehead, 2006). 
 
Neevia docConverter 5.1
 25
2 Antecedentes 
Los estudios que se han llevado a cabo sobre los hongos marinos arenícolas, son 
escasos y recientes. La mayoría de ellos han sido reportes en los que se describe la 
micoflora y/o nuevos registros encontradosen nuevas playas (Kohlmeyer, 1967; Tubaki, 
1968; Kohlmeyer, 1971; Warner-Merner, 1972; Koch, 1974; Gessner y Lamore, 1978; 
Kohlmeyer, 1981; Tokura, 1982, 1984; Farrant et al., 1985; Grasso et al., 1985; Koch, 
1986; Raghu-Kumar, 1986; Kohlmeyer y Volkmann-Kohlmeyer, 1987,1989, 1991a; 
González et al., 2000). O bien donde se describen nuevas especies (Kohlmeyer y 
Kohlmeyer, 1977; Koch y Jones, 1984; Koch, 1986; Nakagiri y Tokura, 1987; Sundari et 
al., 1996; Abdel-Wahab et al., 1999; Hyde et al., 1999; Walley et al., 2000; Prasannarai y 
Sridhar, 2000). Asimismo, existen estudios relacionados con aspectos sistemáticos y 
taxonómicos (Kohlmeyer 1971, 1977, 1981, 1984; Kohlmeyer et al., 2000) siendo 
Corollospora el género más estudiado (Jones et al., 1982; Nakagiri y Tokura, 1987; 
Kohlmeyer y Volkmann-Kohlmeyer, 1991a). 
En cuanto al conocimiento de su distribución geográfica, los estudios son escasos 
(Kohlmeyer, 1976, 1984, Volkmann-Kohlmeyer y Kohlmeyer, 1993). Su fisiología y 
bioquímica (Bebout et al., 1987; Rohrmann et al., 1992) así como su ecología (Rees et 
al., 1979; Rees y Jones, 1985; Volkmann-Kohlmeyer y Kohlmeyer, 1993; Hyde et al., 
1998; González y Herrera, 1993; González et al., 1998) no se encuentran ampliamente 
investigadas. 
 Para México, González y colaboradores, presentaron una lista de 47 ascomicetes, 
1 basidiomicete y 14 hongos mitospóricos marinos. Los hongos enlistados, provienen de 
17 localidades de la costa del Pacífico, 12 de la costa del Golfo de México y 15 de la 
Neevia docConverter 5.1
 26
costa del Mar Caribe (Figuras 7-8). De los anteriores; 11 especies son registros de hongos 
marinos arenícolas y 8 corresponden a localidades estudiadas en Cozumel (González et 
al., 2001) (Tablas 2-3). 
 
 
 
Fig.7. Mapa de la República mexicana mostrando las localidades donde los hongos 
marinos ya han sido estudiados (González et al., 2001). 
 
Para México, González et al. (2001) vieron que la especie más ampliamente 
distribuida en México es Corollospora maritima y registraron 15 especies de hongos 
arenícolas (Tabla 1). 
 
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 27
 
Tabla 1. Hongos marinos registrados de las playas de México sin incluir los de Cozumel 
(González et al., 2001). 
 
Taxon Localidad de recolecta Localización gográfica 
Phylum: Ascomycota 
Order: Halosphaeriales 
Family: Halosphaeriaceae 
Arenariomyces parvulus W. J. Koch, 
1986 
Tulum 20° 12’ 37’’ N 87° 25’ 48’’ W 
Ceriosporopsis halima Linder Antón Lizardo 19° 3’ 42’’ N 95° 59’ 25’’ W 
Corollospora angusta Nakagiri et 
Tokura 
Km 24 Veracruz-Alvarado 
Highway 
18° 52’ 30’’ N 95° 55’ W 
Corollospora gracilis Nakagiri et 
Tokura 
Km 24 Veracruz-Alvarado 
Highway 
18° 52’ 30’’ N 95° 55’ W 
Corollospora intermedia I. Schmidt Barra de Navidad 19° 12’ N 104° 41’ 05’’ W 
Corollospora pseudopulchella 
Nakagiri et Tokura 
Majagual 18° 42’ 50’’ N 87° 42’ 31’’ W 
Order: Lulworthiales 
Family: Lulworthiaceae 
Lindra marinera Meyers Progreso Sin datos 
Km 24 Veracruz-Alvarado 
Highway 
18° 52’ 30’’ N 95° 55’ W 
 
 
Neevia docConverter 5.1
 28
 
Fig. 8. Mapa de la Isla Cozumel mostrando las localidades en las cuales ya habían sido 
estudiados los hongos marinos. (1.Playa los Cocos, 2.El Presidente, 3.Punta Tormentos, 
4. San Francisco, 5.Castillo Real, 6.Punta Morena). 
 
Tabla 2. Hongos marinos registrados de la Isla Cozumel (González, 2007). 
Taxon Localidad de 
recolecta 
Localización 
geográfica 
Referencia 
bibliográfica 
Phylum: Ascomycota 
Class: Dothideomycetes 
Order: Pleosporales 
Family: Leptosphaeriaceae 
Leptosphaeria australiensis G. C. Hughes, 
1969 
El Presidente 
Punta Tormentos 
20° 27’ N, 87° O 
 20° 25’ 45” N, 87° 
01’ O 
Kohlmeyer 
1984 
Class: Sordariomycetes 
Order: Diaporthales 
Family: Valsaceae 
Cytospora rhizophorae Kohlmeyer & E. 
Kohlmeyer, 1971 
El Presidente 
Punta Morena 
20° 27’ N, 87° O 
20° 27’ N, 86° 51’ O 
 
Kohlmeyer 
1984 
 
1
2 
3 
4
5
6
Neevia docConverter 5.1
 29
 
Tabla 2 (continuación). Hongos marinos registrados de la Isla Cozumel (González, 2007). 
Taxon Localidad de 
recolecta 
Localización 
geográfica 
Referencia 
bibliográfica 
Order: Halosphaeriales 
Family: Halosphaeriaceae 
Antennospora quadricornuta T. W. Jonson, 1958 Castillo Real 
Punta Tormentos 
20° 32’ N, 86° 45’ O 
20° 25’ 45” N, 87° 01’ 
O 
Kohlmeyer 
1984 
Antennospora salina T. W. Johnson, 1958 Playa Los Cocos 
El Presidente 
Punta Morena 
Punta Tormentos 
20° 29’ N, 86° 49’ O 
20° 27’ N, 87° O 
20° 27’ N, 86° 51’ O 
20° 25’ 45” N, 87° 01’ 
O 
Kohlmeyer 
1984 
Arenariomyces parvulus W. J. Koch, 1986 Sin datos Sin datos Kohlmeyer y 
Volkmann-
Kohlmeyer 
1989 
Arenariomyces trifurcatus Hönk, 1954 Castillo Real 
Punta Morena 
20° 32’ N, 86° 45’ O 
20° 27’ N, 86° 51’ O 
Kohlmeyer 
1984 
Arenariomyces triseptatus Kohlmeyer, 1984 Playa San 
Francisco 
Punta Morena 
Playa Los Cocos 
20° 21’ 30” N, 87° 01’ 
O 
20° 27’ N, 86° 51’ O 
20° 29’ N, 86° 49’ O 
Kohlmeyer 
1984, 
Volkmann-
Kohlmeyer y 
Kohlmeyer 
1993 
Corollospora maritima Werderman, 1922 Castillo Real 
Playa Los Cocos 
Playa San 
Francisco 
Punta Tormentos 
20° 32’ N, 86° 45’ O 
20° 29’ N, 86° 49’ O 
20° 21’ 30” N, 87° 01’ 
O 
20° 25’ 45” N, 87° 01’ 
O 
Kohlmeyer 
1984 
Corollospora pulchella Kohlmeyer, I. Schmidt & N. 
B. Nair, 1967 
Castillo Real 
Punta Morena 
20° 32’ N, 86° 45’ O 
20° 27’ N, 86° 51’ O 
Kohlmeyer 
1984 
Lignincola tropica Kohlmeyer, 1984 El Presidente 
Punta Tormentos 
20° 27’ N, 87° O 
20° 25’ 45” N, 87° 01’ 
O 
Kohlmeyer 
1984 
Varicosporina ramulosa Meyers & Kohlmeyer, 
1965 
Castillo Real 
Playa Los Cocos 
20° 32’ N, 86° 45’ O 
20° 29’ N, 86° 49’ O 
Kohlmeyer 
1984 
Order: Lulworthiales 
Family: Lulworthiaceae 
 
Lindra crassa (Kohlm.) Kohlm. & Volkm.-Kohlm, 
1991 
Castillo Real 
Punta Morena 
20° 32’ N, 86° 45’ O 
20° 27’ N, 86° 51’ O 
Kohlmeyer 
1984 
Lindra thalassiae Orpurt, Meyers, Boral & Simms, 
1964 
Playa Los Cocos 
Playa San 
Francisco 
Punta Tormentos 
20° 29’ N, 86° 49’ O 
20° 21’ 30” N, 87° 01’ 
O 
20° 25’ 45” N, 87° 01’ 
O 
Kohlmeyer 
1984 
Order: Incertae sedis 
Family: Incertae sedis 
Periconia prolifica Anastasiou, 1963 E Presidente 20° 27’ N, 87° O Kohlmeyer 
1984 
Neevia docConverter 5.1
 30
Torpedospora radiata Meyers, 1957 Castillo Real 20° 32’ N, 86° 45’ O Kohlmeyer 
1984 
Phylum: Basidiomycota 
Class: Agaricomycetales 
Order: Agaricales 
Family: Niaceae 
Nia vibrissa R. T. Moore & Meyers, 1959 Castillo Real 20° 32’ N, 86° 45’ O Kohlmeyer 
1984 
 
Tabla 3. Hongos marinos arenícolas registrados de la Isla Cozumel (González, 2007). 
Taxon Localidad de 
recolecta 
Localización 
geográfica 
Referencia 
bibliográfica 
Phylum: Ascomycota 
Class: Sordariomycetes 
Order: Halosphaeriales 
Family: Halosphaeriaceae 
Antennospora salina T. W. Johnson, 1958 Playa Los Cocos 
El Presidente 
Punta Morena 
Punta Tormentos 
20° 29’ N, 86° 49’ O 
20° 27’ N, 87° O 
20° 27’ N, 86° 51’ O 
20° 25’ 45” N, 87° 01’ 
O 
Kohlmeyer 1984 
Arenariomyces trifurcatus Hönk, 1954 Castillo Real 
Punta Morena 
20° 32’ N, 86° 45’ O 
20° 27’ N, 86° 51’ O 
Kohlmeyer 1984 
Arenariomyces triseptatus Kohlmeyer, 1984 Playa San 
Francisco 
Punta Morena 
Playa Los Cocos 
20° 21’ 30” N, 87° 01’ 
O 
20° 27’ N, 86° 51’ O 
20° 29’ N, 86° 49’ O 
Kohlmeyer 
1984, 
Volkmann-
Kohlmeyer y 
Kohlmeyer 1993 
Corollospora maritima Werderman, 1922 Castillo Real 
Playa Los Cocos 
Playa San 
Francisco 
Punta Tormentos 
20° 32’ N, 86° 45’ O 
20° 29’ N, 86° 49’ O 
20° 21’ 30” N, 87° 01’ 
O 
20° 25’ 45” N, 87° 01’ 
O 
Kohlmeyer 1984 
Corollospora pulchella Kohlmeyer, I. Schmidt 
& N. B. Nair, 1967 
Castillo Real 
Punta Morena 
20° 32’ N, 86° 45’ O 
20° 27’ N, 86° 51’ O 
Kohlmeyer 1984 
Varicosporina ramulosa Meyers & Kohlmeyer, 
1965 
Castillo Real 
Playa Los Cocos 
20° 32’ N, 86° 45’ O 
20° 29’ N, 86° 49’ O 
Kohlmeyer 1984 
Order: Lulworthiales 
Family:Lulworthiaceae 
Lindra crassa (Kohlm.) Kohlm. & Volkm.-
Kohlm, 1991 
Castillo Real 
Punta Morena 
20° 32’ N, 86° 45’ O 
20° 27’ N, 86° 51’ O 
Kohlmeyer 1984 
Lindra thalassiae Orpurt, Meyers, Boral & 
Simms, 1964 
Playa Los Cocos 
Playa San 
Francisco 
Punta Tormentos 
20° 29’ N, 86° 49’ O 
20° 21’ 30” N, 87° 01’ 
O 
20° 25’ 45” N, 87° 01’ 
O 
Kohlmeyer 1984 
 
Neevia docConverter 5.1
 31
3 Objetivo 
 
3.1 Formulación del problema 
Existen pocos registros de hongos marinos microscópicos de la Isla Cozumel. Solamente 
se encuentran reportadas 18 especies fúngicas de 6 playas. Muchas playas de la isla 
permanecen inexploradas en la zona norte, este y sur de dicha isla por lo que ni siquiera 
el estudio de un ecosistema de la isla está completamente estudiado. Y lo que es peor, 
otros ecosistemas de la isla muy importantes nunca se han investigados. En este trabajo 
se consideró investigar la micobiota de tres playas que no se habían estudiado antes y dos 
que ya se habían explorado antes pero hace varias décadas. Por todo lo anterior, se 
decidió realizar la presente investigación cuyo objetivo se menciona a continuación. 
 
3.2 Objetivo de la presente investigación 
Evaluar de la abundancia de los ascomicetes marinos arenícolas de cinco playas de la Isla 
Cozumel, Quintana Roo, México, mediante la aplicación del método incubación de restos 
vegetales con la finalidad de contribuir al conocimiento de la diversidad fúngica. 
 
3.3 Importancia del problema 
La economía y desarrollo social de la población de la Isla de Cozumel, la más poblada 
del caribe mexicano, depende de los ingresos que deja el turismo que la visita. Es uno de 
los destinos con fama mundial debido principalmente a la belleza escénica de sus playas 
y de sus arrecifes. Particularmente, es importante evaluar la abundancia de los hongos 
Neevia docConverter 5.1
 32
marinos de las playas de la Isla Cozumel porque al ser degradadores de la materia 
orgánica en dicho ecosistema participan junto con las bacterias en el reciclaje de los 
nutrimentos quedando disponibles para los demás organismos que habitan en la playa y 
en aguas costeras asegurando de esta forma el equilibrio y funcionamiento de este 
ecotono. Es necesario estudiar la diversidad de los ascomicetes marinos para poder 
garantizar el manejo sostenible de las playas de la Isla Cozumel. 
El grupo de organismos referido en la presente investigación es de gran 
importancia tanto para su ecosistema como para el hombre en particular, al ser los 
principales degradadores 
Pueden ser explotados por el hombre para su beneficio, por medio de la obtención 
de metabolitos y también mediante su conocimiento podemos tener un manejo más 
sustentable de las playas. El ambiente está siendo impactado por el hombre enormemente 
por lo que urge su comprensión para su manejo. 
 
Neevia docConverter 5.1
 33
4 Materiales y métodos 
 
4.1 Descripción del área de estudio 
El estado de Quintana Roo representa el 2.59% de la superficie del país. Colinda al norte 
con el Golfo de México, al noreste, este y sureste con el Mar Caribe, al sur con Belice y 
Guatemala, al oeste con los estados de Campeche y Yucatán y al noreste con el estado de 
Yucatán (Figuras 9-10). 
Coordenadas extremas: al norte 21º 36` 23``, al sur 17º 49`16``, al este 86º 
43`42`` y al oeste 89º 24`46``. Su capital es Chetumal (18º 30`13`` latitud norte y 88º 
18`19`` longitud oeste) y se encuentra a una altitud de 2msnm. El clima es cálido 
subhúmedo con lluvias en verano, temperatura media anual de 26.1ºC y precipitación 
pluvial de 1249.1mm. El municipio de Cozumel, tiene una altitud de 3msnm y las 
siguientes coordenadas: 20º 31`00`` latitud norte, 86º 56`30`` longitud oeste (Figura 11). 
 
 
Neevia docConverter 5.1
 34
 
 
Fig. 10. Localización de la Isla Cozumel en la Península de Yucatán. 
 
 
 
Fig. 9. Ubicación de la isla de Cozumel en el continente. 
Fig. 11. Vista aérea del sur de la isla de Cozumel. 
Neevia docConverter 5.1
 35
El nombre Cozumel significa “isla de las golondrinas”. Los mayas, hace 
quinientos mil años afirmaban que en esta región había nacido el cielo. Es la isla habitada 
más grande de México y fue descubierta por Juan de Grijalva en 1518. En los años 
sesenta del siglo XX, Cozumel se constituyo como el primer punto de atracción turística 
del Caribe mexicano (Xacur-Maiza J, 2002). Es la isla mexicana más grande en el mar 
Caribe y la isla más poblada de México, se localiza al este de la Península de Yucatán, 
separada por un canal de 18km que es una ventana al mar Caribe. El punto de mayor 
longitud se extiende de norte a sur, alcanzando hasta 52km y su punto mas estrecho se 
extiende de este a oeste y sólo es de 14 km. La superficie total es de aproximadamente 
500 km2 (Figuras 12-14). 
Como la mayor parte de la Península de Yucatán, el origen geológico de 
Cozumel, proviene del Pleistoceno ya que emergió del mar a finales del periodo 
Terciario. Sus bases rocosas están formadas por sedimentos marinos, y su superficie 
generalmente contiene incrustaciones fósiles. Se calcula que la isla tiene una antigüedad 
de 6 millones de años. 
Neevia docConverter 5.1
 36
 
Figs. 12-14. Ubicación del área de estudio. 12 Cozumel dentro del territorio nacional. 13 
Detalle del mar Caribe. 14 acercamiento de la Isla Cozumel. 
Océano Pacífico 
República 
Mexicana 
Estados Unidos de América 
Belice 
Guatemala 
Golfo de 
México 
Mar 
Caribe 
Isla Holbox 
Cozumel 
Quintana Roo 
Yucatán 
Cozumel 
Mar 
Caribe 
14 13
12
Cozumel
Canal de 
Cozumel 
Neevia docConverter 5.1
 37
Las corrientes superficiales en el Canal de Yucatán provenientes del mar Caribe, 
generalmente se dirigen hacia el norte en el estrecho (Figuras 15-16). Las corrientes 
subsuperficiales, a una profundidad de 500 m, muestran un patrón de corrientes similar al 
de las corrientes superficiales (Atlas oceanográfico del Golfo de México y mar Caribe. 
Sección I. Mareas y corrientes, 1974). 
 
 
 
 
Figs. 15-16. Corrientes superficiales que rodean a la Isla Cozumel. 
15 16 
Neevia docConverter 5.1
 38
4.2 Realización del muestreo 
Para realizar los muestreos el ambiente se caracterizó según el esquema propuesto por 
Carranza-Edwards y Caso Chávez (1994), el cual divide a la playa en cuatro zonas: a) 
infraplaya, que bajo condiciones normales siempre está cubierta por agua; b) mesoplaya, 
la cual está cubierta por el agua y está expuesta al aire de forma rítmica y alternada y se 
extiende desde el máximo retroceso del relavado en marea baja hasta el máximo avance 
del lavado en marea alta; c)supraplaya, que en condiciones normales siempre está seca; d) 
zona terrestre (Figura 17). 
Se realizaron dos muestreos siguiendo el método incubación de restos vegetales 
en cámara húmeda (Kohlmeyer y Kohlmeyer, 1979), el primero en abril del 2006 y el 
segundo en febrero del 2007. En cada uno, se tomaron veinticinco unidades de muestra 
en la mesoplaya de cada playa estudiada. Las muestras compuestas por restos vegetales 
en diferentes estados de descomposición, se colocaron en bolsas de polietileno estériles 
con cierre hermético Ziplock® y se cubrieron ligeramente con arena húmeda (Figura 18). 
El número de muestras tomadas fue determinado considerando la significación estadística 
 
Fig. 17. Perfil ideal de una playa. 
Neevia docConverter 5.1
 39
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 18. Toma de muestras, incubación y procesamiento en el laboratorio. 
 
Línea de marea baja. 
Restos vegetales 
Después de 3 meses 
Neevia docConverter 5.1
 40
Las localidades donde se tomaron las muestras son: Mezcalito, P. Morena, Chen 
Río, P. Chiquero y Playa San Francisco (Figuras 19-24). 
 
 
Neevia docConverter 5.1
 41
Fig. 19. Isla de Cozumel mostrando los puntos de muestreo: Mezcalito, P. Morena, Chen 
Río, P.Chiquero y Playa San Francisco. 
 
21
20
Neevia docConverter 5.1
 42
Figs. 20-21. Localidades donde se realizó el muestreo. 20. Playa Mezcalito, 21. Playa San 
Francisco 
 
24 
23 
22 
Neevia docConverter 5.1
 43
Figs. 22-24. Localidades donde se realizó el muestreo. 22. Playa Chiquero, 23. Playa 
Chen Río, 24. Punta Morena. 
 
4.3 Procesamiento de las muestras 
Las unidades de muestra se incubaron en cámaras húmedas de acuerdo al método 
propuesto por Kohlmeyer y Kohlmeyer (1979), en condiciones ambientales del 
laboratorio durante seis meses, ya que se ha estudiado el periodo de incubación adecuado 
para las muestras, el cual consiste de 2, 6, 12 y 18 meses. Alrededor del 70% de los 
hongos obtenidos produjeron sus cuerpos fructíferos a los 6 meses de incubación, 
(Prasannarai y Sridhar, 1997) al término de las cuales se analizaron para localizar 
estructuras fúngicas, principalmente ascomas. 
Debido al largo periodo de incubación fue necesario humedecer algunas bolsas 
con agua de mar artificial estéril para evitar su deshidratación. Las muestras se analizaron 
con un microscopio estereoscópico. 
 
4.4 Identificación, ilustración, conservación, registro e incorporación de los 
especímenes a la Colección de Hongos del Herbario Nacional (MEXU) 
Las estructuras fúngicas encontradas, fueron removidas del sustrato y se elaboraron 
preparaciones utilizando agua destilada o alcohol polivinílico y posteriormente se 
observaron con un microscopio compuesto. Debido a que algunas estructuras son 
hialinas, como los apéndices y septos de las esporas, fue necesario usar colorantes como 
fucsina ácida, cristal violeta, lactofenol de Amman y azul de anilina. Para teñir las 
preparaciones, fue necesario reemplazar el agua por la solución colorante. Los hongos se 
Neevia docConverter 5.1
 44
identificaron hasta el nivel de especie mediante el uso de las claves especializadas 
(Kohlmeyer y Volkmann-Kohlmeyer, 1991a; Hyde y Alias, 2000). 
Una vez identificadas las especies, se realizaron preparaciones permanentes según 
la técnica del doble cubreobjetos (Kohlmeyer, 1972), según la cual, el cubreobjetos de 24 
x 24 mm se adhirió con agua a un portaobjetos y sobre el cubreobjetos se colocó una gota 
de glicerina; enseguida, con la ayuda de un microscopio estereoscópico, los ascomas se 
colocaron en la gota de glicerina y se cubrieron con el segundo cubreobjetos de 18 x 18 
mm y se sellaron las orillas del cubreobjetos más pequeño con barniz de uñas 
transparente. Una vez seco el barniz, sobre el cubreobjetos pequeño se colocó una gota de 
medio de montaje Clearmount y los dos cubreobjetos se separaron del portaobjetos y se 
invirtieron, quedando así, la superficie del cubreobjetos pequeño en contacto con la 
superficie del portaobjetos. 
Para conservar e incorporar el material a la Colección de Hongos del Herbario 
Nacional (MEXU) del Instituto de Biología de la UNAM, las muestras de arena se 
deshidrataron y se colocaron en pequeños frascos. Tanto las preparaciones permanentes 
como las muestras deshidratadas se depositaron en la colección mencionada. 
 
4.5 Análisis estadístico de los datos 
Para analizar los resultados se elaboraron matrices de datos ecológicos con los valores de 
frecuencia de las especies de hongos que se obtuvieron en cada playa. Los datos de 
biodiversidad fueron analizados utilizando el programa informático Biodiversity Pro. 
 
 
Neevia docConverter 5.1
 45
4.5.1 Índices de riqueza 
Abundancia de las especies. La abundancia de las especies (n) se expresará como el 
número de incidencias individuales de una especie. El porcentaje de abundancia es el 
número de incidencias de una especie dividida entre el número total de incidencias 
recuperadas de la muestra. Para comparar la abundancia relativa de las especies y la 
abundancia de las especies principales que incidirán en más de una muestra, las especies 
se acomodarán en orden descendente según su abundancia. Para enfatizar los hongos 
dominantes y los raros, la abundancia total de cada especie se presentará en orden 
descendente. 
La forma más sencilla de conocer la diversidad de una comunidad es 
contabilizando el número de especies recuperadas durante un muestreo. Se cuantificaron 
las incidencias de cada especie en las muestras, a partir de estas se determinó la riqueza 
de especies en cada punto de muestreo. 
El porcentaje de abundancia es el número de incidencias de una especies dividida 
entre el número total de incidencias recuperadas de una muestra. 
 
4.5.2 Funciones de similitud 
Para conocer el grado de similitud entre las comunidades se analizará la composición de 
especies de cada punto de muestreo por medio de un análisis de Cluster, para determinar 
la similitud entre las playas estudiadas utilizando una matriz euclidiana. 
 
4.5.3 Índice de Diversidad 
Neevia docConverter 5.1
 46
Diversidad de las especies. La diversidad de las especies es un aspecto importante de la 
estructura de las especies de una comunidad (Bills y Polishoot, 1994). Los índices de 
diversidad sirven para comparar la composición de especies de diferentes comunidades, y 
cuando el índice es satisfactorio es posible extrapolar los datos para determinar el número 
de especies de un universo dado. Los índices que combinan riqueza de especies y 
equiparabilidad en un solo valor se llaman índices de diversidad. Se aplicara el índice de 
Shannon: El valor del índice de diversidad ecológica representa el primer nivel de 
respuesta a la destrucción sistémica del ecosistema y es relevante para determinar su 
potencial de recuperación. 
 
s 
H= -Σ (pi) (log2 pi) 
i=1 
Donde: 
H= Índice de diversidad de Shannon 
S= Número de géneros 
pi = Proporción del total de la muestra que corresponde al género i. 
 
Neevia docConverter 5.1
 47
5 Resultados 
5.1 Listado e ilustración de los hongos marinos arenícolas registrados de 
la Isla Cozumel 
 
Se obtuvieron siete ascomicetes pertenecientes a la clase de los Sordariomycetes sensu 
O.E. Erikss. & Winka 1997de los cuales seis fueron identificados hasta nivel especie y 
uno hasta género, los cuales se encuentran a continuación: 
Dominio: Eukariota 
Reino: Fungi 
Filum: Ascomycota 
Subfilum: Pezizomycotina 
Clase: Sordariomycetes sensu O.E. Erikss. & Winka 1997 
Sub-clase: Hypocreomycetidae O.E. Erikss. & Winka 1997 
Orden: Halosphaeriales Kohlm. 1986 
Familia: Halosphaeriaceae E. Müll. & Arx ex Kohlm. 1972 
Arenariomyces triseptatus Kohlm. (1984) (Figuras 25-30). 
 
Descripción: ascocarpos 50-120µm de diámetro,globosos o subgolbosos color café, 
ascoas de ocho esporas unitunicadas, elipsoidales,ascosporas 27-34 x 6-8.5µm 
(excluyendo los apéndices), cilíndricas,3 septos, hialinas,3 apéndices polares 
espiniformes de 18-20µm de largo. Fue descrito en Cozumel 1984. 
Etimología: del latín arenario= arena myces= hongo triseptatus= tres septos en 
referencia a las ascosporas.
Neevia docConverter 5.1
 48
 
25 26 
27 
28
29
30 
Figs. 25-30. Arenariomyces triseptatus. 25, 26. Ascomas en la arena, x40, x60. 27. 
Ascoma y ascosporas, x 100. 28, 29. Grupo de ascosporas, x 400, x 100.30. Ascospora 
mostrando septos y apéndices, x 1000. 
Neevia docConverter 5.1
 49
Dominio: Eukariota 
Reino: Fungi 
Filum: Ascomycota 
Subfilum: Pezizomycotina 
Clase: Sordariomycetes sensu O.E. Erikss. & Winka 1997 
Sub-clase: Hypocreomycetidae O.E. Erikss. & Winka 1997 
Orden: Halosphaeriales Kohlm. 1986 
Familia: Halosphaeriaceae E. Müll. & Arx ex Kohlm. 1972 
Arenariomyces parvulus Jørg. Koch (1986) 
 
Descripción: ascocarpos 44-66 µm, negros globosos, ascosporas 16-20 x 3-6 µm, 
cilíndricas, curveadas, uniseptadas, hialinas, 3 apéndices terminales en cada polo de 10-
17 µm de largo. 
 
Etimología: del latín arenario= arena myces= hongo parvulus= muy pequeño haciendo 
referencia a las ascosporas en comparación a las de A. trifurcatus. 
Neevia docConverter 5.1
 50
Dominio:Eukariota 
Reino: Fungi 
Filum: Ascomycota 
Subfilum: Pezizomycotina 
Clase: Sordariomycetes sensu O.E. Erikss. & Winka 1997 
Sub-clase: Hypocreomycetidae O.E. Erikss. & Winka 1997 
Orden: Halosphaeriales Kohlm. 1986 
Familia: Halosphaeriaceae E. Müll. & Arx ex Kohlm. 1972 
Corollospora maritima Werderm. (1922) (Figuras 31-32) 
 
Descripción: ascocarpos 90-400µm de diámetro y globosos o subglobosos, ascas 72-140 
x 17-50 µm unitunicadas, ascosporas 20-34(-53) x (4-)6-11(-14) µm, fusifomes, 
uniseptadas, hialinas, apéndices en ambos polos un apéndice terminal 7-17.5(-23) x 1-1.5 
µm de largo. 
Etimología: del latín corolla= pequeña corona spora=espora maritimus=marina 
Neevia docConverter 5.1
 51
 
31 
32 
Figs. 31-32. Corollospora maritima. 31. Ascoma sobre grano de arena, x 100. 32. 
Ascospora y detalle de la ornamentación, x 1250. 
Neevia docConverter 5.1
 52
 
Dominio: Eukariota 
Reino: Fungi 
Filum: Ascomycota 
Subfilum: Pezizomycotina 
Clase: Sordariomycetes sensu O.E. Erikss. & Winka 1997 
Sub-clase: Hypocreomycetidae O.E. Erikss. & Winka 1997 
Orden: Halosphaeriales Kohlm. 1986 
Familia: Halosphaeriaceae E. Müll. & Arx ex Kohlm. 1972 
Corollospora gracilis Nakagiri & Tokura (1988) (Figuras 33-38). 
 
Descripción: ascocarpos 88-195 µm de diámetro y globosos o subglobosos, negros, 
ascas 55.5-75 x 12-16 µm unitunicadas, ascosporas 26-45 x 3-5.5(-7) µm, fusifomes, 
uniseptadas, hialinas, apéndices polares espiniformes de 6.5-12 µm de largo, apéndices 
ecuatoriales de 4-8 µm de largo. 
 
Etimología: del latín corolla= pequeña corona spora=espora gracilis=grácil, delgado. 
Neevia docConverter 5.1
 53
 
33 34
35
36
37 38
Figs.33-38. Corollospora gracilis. 33-34. Ascomas sobre arena, x 60. 35. Ascoma 
con ascosporas, x 100. 37, 38. Grupo ascosporas x 400, x 200. 38. Ascosporas 
mostrando septos y apéndices, x 1000. 
Neevia docConverter 5.1
 54
 
Dominio: Eukariota 
Reino: Fungi 
Filum: Ascomycota 
Subfilum: Pezizomycotina 
Clase: Sordariomycetes sensu O.E. Erikss. & Winka 1997 
Sub-clase: Hypocreomycetidae O.E. Erikss. & Winka 1997 
Orden: Halosphaeriales Kohlm. 1986 
Familia: Halosphaeriaceae E. Müll. & Arx ex Kohlm. 1972 
Corollospora sp. Werderm. (1922) (Figuras 39-42). 
 
Descripción: tiene ascosporas con apéndices secundarios a manera de moño, 
pigmentadas de color marrón, múltiples septos de 7-9 paralelos y presencia de septos 
transversales. 
 
Etimología: del latín corolla= pequeña corona spora=espora. 
Neevia docConverter 5.1
 55
 
39 40
41 42 
Figs. 39-42. Corollospora sp. 39. Ascoma sobre arena, x 80. 40. Células del interior 
del ascoma, x 1000. 41-42. Ascosporas pigmentadas con septos y apéndices, x 1000. 
Neevia docConverter 5.1
 56
 
Dominio: Eukariota 
Reino: Fungi 
Filum: Ascomycota 
Subfilum: Pezizomycotina 
Clase: Sordariomycetes sensu O.E. Erikss. & Winka 1997 
Sub-clase: Hypocreomycetidae O.E. Erikss. & Winka 1997 
Orden: Lulworthiales Kohlm., Spatafora & Volkm.-Kohlm.. 2000 
Familia: Lulworthiaceae Kohlm., Spatafora & Volkm.-Kohlm.. 2000 
Lindra thalassiae Orpurt, Meyers, Boral & Simms (1964) (Figuras 43-48) 
 
Descripción: ascocarpos 127-200 µm de diámetro y globosos o subglobosos, ascas 
cilíndricas y unitunicadas, ascosporas (220-)230-390 x 3-6µm, filifomes,14-26 septos, 
hialinas. 
 
Etimología: probablemente se le nombró en honor al micólogo norteamericano David 
H. Linder (1899-1946). 
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 57
 
 
 
43 44 
45 46
47
48
Figs. 43-48. Lindra thalassiae. 43-45. Ascomas sobre arena, x 40, x 60, x 80. 46. 
Ascomas liberando ascosporas, x 150. 47-48. Detalle de ascosporas mostrando 
septación, x 400, x 1000. 
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 58
 
Dominio: Eukariota 
Reino: Fungi 
Filum: Ascomycota 
Subfilum: Pezizomycotina 
Clase: Sordariomycetes sensu O.E. Erikss. & Winka 1997 
Sub-clase: Hypocreomycetidae O.E. Erikss. & Winka 1997 
Orden: Lulworthiales Kohlm., Spatafora & Volkm.-Kohlm.. 2000 
Familia: Lulworthiaceae Kohlm., Spatafora & Volkm.-Kohlm.. 2000 
Lulworthia grandispora Meyers (1957) 
 
Descripción: ascocarpos 180-306 µm de diámetro y globosos o subglobosos, cuello 
largo y negros, ascas unitunicadas, fusifomes y alargadas, ascosporas 500-756 x 3-5 µm, 
filamentosas, hialinas. 
 
Etimología: del inglés Lulworth= Dorset, Inglaterra donde se colectó el material tipo 
grandis= grande spora=espora. 
 
 
 
 
 
 
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 59
5.2 Riqueza y abundancia temporal 
 
La riqueza de especies en el muestreo realizado en abril del 2006 fue muy similar a la del 
segundo muestreo que se llevó a cabo en febrero del 2007. (Tablas 4-5). 
 
Tabla 4. Riqueza de especies registrada en el muestreo de abril 2006. 
Hongo 
Playa 
Mezcalito 
Punta 
Morena 
Chen 
Río Chíquero 
San 
Francisco Suma
Riqueza 4 2 2 2 4 14 
 
Tabla 5. Riqueza de especies registrada en el muestreo de febrero 2007. 
Hongo 
Playa 
Mezcalito 
Punta 
Morena 
Chen 
Río Chíquero 
San 
Francisco 
Suma
Riqueza 2 4 3 2 4 15 
 
La abundancia registrada en el muestreo de febrero del 2007, resultó ser mayor 
que la correspondiente al muestreo de abril del 2006. En ambos muestreos la abundancia 
arrojó resultados similares, teniendo así que las especies predominantes en la isla 
Cozumel fureron; Lindra thalassiae (59.1%) con su mayor abundancia en Chen Río, 
Corollospora maritima (23.9%) reportándose su mayor abundancia en playa Mezcalito y 
Arenariomyces triseptatus (9.8%) que se encontró con mayor abundancia en la playa San 
Francisco (Tabla 6). 
 
 
 
 
Neevia docConverter 5.1
 60
Tabla 6. Abundancia temporal 
Hongo Muestreo abril 
2006 
Muestreo 
febrero 2007 
Abundancia Porcentaje 
abundancia 
Lindra 
thalassiae 
32 52 84 59.1 
Corollospora 
maritima 
10 24 34 23.9 
Arenariomyces 
triseptatus 
6 8 14 9.8 
Arenariomyces 
parvulus 
1 5 6 4.2 
Corollospora 
gracilis 
1 1 2 1.4 
Lulwothia 
grandispora 
1 0 1 0.7 
Corollospora 
sp. 
1 0 1 0.7 
Total 52 90 142 100 
 
5.3 Riqueza y abundancia espacial 
 
En cuanto a la riqueza de cada playa, playa San Francisco registró el valor más alto, con 
cinco especies y playa Chiquero la que registró el menor con dos especies registradas 
(Figura 49). 
Lindra thalassiae y Corollospora maritima fueron las especies que presentaron la 
distribución más amplia. En contraparte, Corollospora gracilis y Corollospora sp. sólo se 
reportaron en San Francisco, así como Lulworthia grandispora sólo para Mezcalito. 
 
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Riqueza de especies espacial
4 4
3
2
5
0
1
2
3
4
5
6
Playa Mezcalito Punta Morena Chen Río Chíquero San Francisco
N
 
Fig. 49. Riqueza de especies espacial. 
 
De las cinco playas estudiadas, la que presentó mayor diversidad de hongos 
marinos arenícolas según el índice de Shannon fue San Francisco (1.313), el valor más 
bajo correspondió a Playa Chiquero (0.325), el valor de equiparabilidad más alto es el de 
San Francisco (Tabla 7). La mayor abundancia se registró en Chen Río (37) y la menor 
en Chiquero (20)(Tabla 8). 
 
Tabla 7. Índice de diversidad de Shannon (H’) y equiparabilidad (J’) calculado para cada 
una de las playas estudiadas. 
 
Playa 
Mezcalito 
Punta 
Morena Chen Río Chíquero 
San 
Francisco 
H' 0.899 0.938 0.812 0.325 1.313 
J' 0.649 0.677 0.74 0.469 0.816 
 
 
 
Neevia docConverter 5.1
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Tabla 8. Abundancia espacial. 
Hongo Mezcalit
o 
Punta 
Moren
a 
Che
n 
Río 
Chiquer
o 
San 
Francisc
o 
Abundanci
a 
Porcentaje 
Abundanci
a 
Lindra 
thalassiae 
18 18 25 18 5 83 59.2 
Corollospora 
maritima 
10 7 9 2 5 33 23.5 
Arenariomyc
es trispetatus 
0 1 0 0 13 14 10 
Arenariomyc
es parvulus 
1 2 3 0 0 6 4.2 
Corollospora 
gracilis 
0 0 0 0 2 2 1.4 
Lulworthia 
grandispora 
1 0 0 0 0 1 0.7 
Corollospora 
sp. 
0 0 0 0 1 1 0.7 
Total 30 28 37 20 26 140 100 
 
5.4 Análisis de Cluster 
Las playas formaron cuatro grupos, siendo las dos más similares