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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO
 FACULTAD DE QUÍMICA
 TESIS
USO DE MICROONDAS COMO FUENTE DE ENERGÍA EN REACCIONES 
DE SILILACIÓN DE HIDRATOS DE CARBONO Y SU ANÁLISIS POR 
CROMATOGRAFÍA DE GASES
 QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE 
 QUÍMICA EN ALIMENTOS
PRESENTA
 Diana Itzel Campos Ramón
México D.F. 2007
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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Jurado Asignado:
Presidente prof. Hermilo Leal Lara
Vocal prof. Josefina Elizalde Torres
Secretario prof. Elba Rojas Escudero
1er suplente prof. Bertha Julieta Sandoval Guillén
2º suplente prof. Erika María Ramírez Maya
Sitio en donde se desarrolló el tema:
Laboratorio 224 Edificio B Facultad de Química Ciudad Universitaria
México D.F.
Asesora de Tema de Tesis
M.en C. Elba Rojas Escudero
Sustentante
Diana Itzel Campos Ramón
Agradezco a la Universidad Nacional Autónoma de México por haberme brindado las 
bases del conocimiento, que han forjado en mi disciplina, y un camino para mi vida 
profesional, así como por los momentos de alegría y los amigos que conocí durante esta 
bella etapa de estudiante.
Por la gran oportunidad de ver los amaneceres y la lluvia de estrellas en altamar.
Así como la enorme satisfacción de haber disfrutado una de las cosas que más me han 
llenado en la vida: La gimnasia
Gracias a la maestra Elba por compartir su tiempo y experiencia para ayudarme a 
terminar esta etapa de mi vida, así como por su gran labor como profesionista y su calida 
humana, que me acompañaron en este camino.
Gracias Dios por lo espectacular de la creación y el encanto de la vida que se encuentra 
aún en las situaciones difíciles.
Mama te dedico este trabajo con todo mi amor, te agradezco el ejemplo que me has dado, 
como persona y la gran profesionista que eres, esto es uno de los pasos mas importante 
que he dado y esto es de las dos, que sea parte de una vida plena en todos los aspectos y 
que sirva de estímulo para lograr los sueños que no por lejanos son inalcanzables, son 
los que nos motivan a dar lo mejor que tenemos.
Porque la vida no se limita a una situación en particular, y es nuestra responsabilidad 
desarrollar todo y cada uno de nuestros potenciales para procurarnos una vida feliz
que podamos compartirla con los demás.
 INDICE
 i
OBJETIVO ii
 INTRODUCCIÓN
CAPÍTULO I 
 
 ANTECEDENTES 1
I.1 ENERGÍA DE MICROONDAS 1
 I.1.1 INTERACCION DE LA ENERGÍA DE MICROONDAS EN 
 LA MATERIA
3
I.2 HIDRATOS DE CARBONO 3
 I.2.1 ESTRUCTURA, PROPIEDADES Y FUNCIONES DE LOS 
 HIDRATOS DE CARBONO
5
 I.2.2 FORMACIÓN DE OXIMAS 7
 I.2.3 FORMACIÓN DE DERIVADOS SILILADOS 8
I.3 ESTEROIDES 10
 I.3.1 PREGNENOLONA 11
 I.3.2 HIDROCORTISONA 11
 I.3.3 COLESTEROL 11
 I.3.4 SILILACIÓN DE ESTEROIDES 12
I.4 CROMATOGRAFÍA 12
 I.4.1 CROMATOGRAFÍA DE GASES 13
 I.4.2 CROMATOGRAFÍA DE LÌQUIDOS 14
CAPÍTULO II 
 METODOLOGÍA 16
II.1 REACTIVOS Y MATERIAL 16
II.2 EQUIPO 17
II.3 REACCIONES QUÍMICAS EN LOS HIDRATOS DE CARBONO 18
II.4 EXTRACCIÓN DE LOS HIDRATOS DE CARBONO EN EL JUGO 18
 II.4.1 FORMACIÓN DE LA OXIMA 19
 II.4.2 FORMACIÓN DEL DERIVADO SILILADO 19
II.5 REACCIONES QUÍMICAS EN LOS ESTEROIDES 19
 CAPÍTULO III 
 
 PARTE EXPERIMENTAL Y ANÁLISIS DE LOS RESULTADOS 22
III.1 CONDICIONES EXPERIMENTALES DE SEPARACIÓN Y ANÁLISIS DE LOS
 DERIVADOS SILILADOS 
22
III.2 APLICACIÓN DE DIFERENTES POTENCIAS DE REACCIÓN DE LA OXIMA Y 
 EL DERIVADO SILILADO
23
III.3 APLICACIÓN DE DIFERENTES POTENCIAS DE ENERGÍA DE MICROONDAS EN 
LA FORMACIÓN DE LA OXIMA Y EL DERIVADO SILILADO EN LA FRUCTOSA
25
III.4 ANÁLISIS CROMATOGRÁFICO CUALITATIVO 29
III.5 ANÁLISIS CUANTATIVO DE LOS HIDRATOS DE CARBONO
 EN EL JUGO DE MARCA COMERCIAL
III.6 DERIVADOS SILILADOS DE LOS ESTEROIDES
30
33
CONCLUSIONES 37
 BIBLIOGRAFÍA 38
ANEXO
INDICE DE ESQUEMAS, FIGURAS, GRAFICAS Y TABLAS
Esquema 1.
Esquema 2.
Clasificación de los hidratos de carbono por estructura y propiedades 
químicas
Clasificación de las funciones de los hidratos de carbono 
5
6
Esquema 3. Métodos de análisis de los hidratos de carbono 6
Esquema 4. Clasificación general de la cromatografía 12
Figura 1. Longitud de onda 1
Figura 2. Baja frecuencia de longitud de onda 2
Figura 3. Alta frecuencia de longitud de onda 2
Figura 4. Estructura de hidratos de carbono 4
Figura 5. Reacción de formación de la oxima y el derivado sililado 8
Figura 6. Cromatógrafo de gases 13
Figura 7. Cromatograma del derivado sililado formado en la mezcla de estándares 
de los hidratos de carbono con NH2OH
.HCl/ Anilina y BSTFA, 
utilizando energía de microondas
31
Figura 8. Cromatograma del derivado sililado formado en la muestra de jugo 
utilizando NH2OH
.HCL / Anilina y BSTFA, utilizando energía de 
microondas
32
Figura 9. Cromatograma de pregnenolona y pregnenolona oxima - sililada 
con NH2OH
.HCl/ Anilina y BSTFA utilizando energía de microondas
33
Figura 10. Cromatograma de colesterol y colesterol oxima - sililado con 
NH2OH
.HCl/ Anilina y BSTFA utilizando energía de microondas
34
Figura 11. Cromatograma de hidrocortisona e hidrocortisona oxima - sililada 
con NH2OH
.HCl/ Anilina y BSTFA utilizando energía de microondas 
35
Gráfico 1. Subproductos formados en la fructosa aplicando diferente potencia de 
energía de microondas 
27
Gráfico 2 . Subproductos formados en los derivados sililados de los hidratos de 
carbono en las condiciones seleccionadas de la reacción 
27
Gráfico 3. Curva de calibración de la arabinosa 41
Gráfico 4. Curva de calibración de la fructosa 43
Gráfico 5. Curva de calibración de la glucosa 45
Gráfico 6. Curva de calibración de la sacarosa 47
Tabla 1. Reactivos sililantes en orden creciente del grupo donador 9
Tabla 2. Características de respuesta del detector de ionización de flama 14
Tabla 3. Disoluciones de los hidratos de carbono y de los esteroides 21
Tabla 4 . Curva de calibración de los hidratos de carbono 21
Tabla 5. Condiciones de temperatura y velocidad de calentamiento 22
Tabla 6. Condiciones experimentales de potencia de energía de microondas 
aplicada
23
Tabla 7. Formación de la oxima aplicando uan potencia de energía de 
microondas de 90 Watts
24
Tabla 8. Formación del derivado sililado aplicando una potencia de energía 
de microondas de 90 Watts y 7 min. de reacción para formar la oxima
24
Tabla 9. Determinación del % de oxima en la fructosa aplicando diferentes 
potencias de energía de microondas y tiempos de reacción 
 
25
Tabla 10. Determinación del % del derivado sililado en la fructosa aplicandodiferentes potencias de energía de microondas y tiempos de reacción
26
Tabla 11. Comparación del número de subproductos formados en los derivados 
sililados de los hidratos de carbono a temperatura ambiente y 
aplicando las condiciones óptimas de la reacción
28
Tabla 12. Tiempos de retención de los derivados sililados formados en los 
hidratos de carbono y en los esteroides en las condiciones seleccionadas 
de reacción
29
abla 13. Porcentaje de los hidratos de carbono presentes en el jugo comercial 30
INTRODUCCIÓN
El análisis de hidratos de carbono en alimentos es un parámetro útil en el control de calidad de la 
materia prima y del producto terminado. Por ejemplo la determinación de Glucosa y Fructosa en 
frutas son indicadores del estado de madurez de la fruta, los cuales se ven disminuidos al ser 
transformados en etileno por reacciones bioquímicas en la respiración del fruto. Las propiedades 
organolépticas de la fruta se ven determinadas por la concentración de los hidratos de carbono 
presentes.
En el análisis cuantitativo de estos analitos se utilizan reacciones colorimétricas, de titulación, 
siendo Cromatografía de gases (CG) y Cromatografía de líquidos (CL) las técnicas de análisis más 
precisas y reconocidas por Normas Internacionales.
Para ser analizados por Cromatografía de gases (CG), los hidratos de carbono requieren la 
formación de un derivado volátil, existen diferentes reacciones reportadas en la literatura para este 
fin. En este trabajo se lleva acabo la reacción de la formación de la oxima en el hidrato de carbono 
correspondiente con la finalidad de disminuir el número de subproductos, seguida de la reacción de 
sililación utilizando BSTFA como reactivo sililante. Estas reacciones se ven favorecidas al producto 
por aplicación de energía de microondas. 
El uso de microondas en reacciones químicas es una tecnología limpia que reduce el tiempo de 
reacción. La metodología desarrollada del presente trabajo, busca saber si es aplicable a moléculas 
de alto peso molecular, como los esteroides de importancia biológica: Pregnenolona, Hidrocortisona 
y Colesterol.
OBJETIVO
 Llevar acabo la formación de la oxima y el derivado sililado en los hidratos de carbono, 
aplicando energía de microondas en las reacciones.
 Identificar y cuantificar por Cromatografía de Gases los derivados sililados.
 Aplicar la metodología desarrollada en moléculas que contengan el grupo Hidroxilo en su 
estructura, como por ejemplo en los esteroides.
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
 Establecer las condiciones de las reacciones en función del tiempo y de la potencia del 
horno de microondas. 
 Optimizar el análisis por Cromatografía de Gases (CG) de los derivados sililados en los 
hidratos de carbono. 
 Aplicar la técnica desarrollada en una muestra comercial. 
1
ANTECEDENTES
I.1 ENERGÍA DE MICROONDAS
La energía de microondas se define como las ondas de radio de alta frecuencia que son parte del
espectro electromagnético, pueden ser generadas a partir de un horno de microondas, que trabaja 
por generación de campos electromagnéticos alternados que generan calor por la resonancia que se
aplica a los átomos de las moléculas involucradas. La frecuencia y la longitud de onda son 
magnitudes cuya relación es inversamente proporcional, describen al espectro electromagnético y 
se relacionan con la potencia de energía de microondas, en la energía que se genera en función de 
estas magnitudes.[1,2] La longitud de onda es la distancia entre dos picos de valles de onda que se
generan por la aplicación de un campo electromagnético, lo cual se describe en la Figura 1.
 λ= longitud de onda
Figura 1. Longitud de onda
La potencia de energía de microondas determina la frecuencia generada en el medio de reacción, la 
cual especifica el número de longitudes de onda que pasan por un punto específico por unidad de 
tiempo. A mayor longitud de onda menor será la frecuencia, debido a que la distancia entre dos 
valles de longitudes de onda es amplia entre sí, por lo que requieren más tiempo en recorrer el 
2
mismo punto por unidad de tiempo. Esto se genera por una baja potencia de energía de microondas 
aplicada, estas características se representan en la Figura 2.
v= Frecuencia 4Hz.
Figura 2. Baja frecuencia de longitud de onda
La Figura 3 describe la distancia entre dos valles de longitudes de onda la cual es corta entre sí,
por lo que les toma menor tiempo recorrer el mismo punto por unidad de tiempo, generando una 
alta frecuencia, lo cual a su vez es generada por una alta potencia de energía de microondas.[3]
 v= Frecuencia 8 Hz.
Figura 3. Alta frecuencia de longitud de onda
3
I.1.1 INTERACCIÓN DE LA ENERGÍA DE MICROONDAS EN LA MATERIA
La aplicación de un campo electromagnético sobre la materia causa la circulación diamagnética de los 
electrones que se encuentran orbitando alrededor del núcleo, por lo que el campo magnético generado 
difiere del campo magnético ejercido por el núcleo, esta diferencia incrementa la densidad 
electrónica, la cual esta en función del tipo de enlace químico involucrado, que puede ser iónico o 
covalente. Un ejemplo de enlace iónico es la molécula del Hidroxilo -OH, debido a que el Oxígeno 
tiene una alta afinidad por el Hidrógeno porque tienen diferentes electronegatividades, donde el 
átomo que está más cerca de completar su capa de electrones para estabilizarse de acuerdo al octeto 
de Lewis es el Oxígeno. Por lo que hay una alta densidad electrónica orientada hacia él, y una mayor 
resonancia al ejercer una frecuencia de microondas sobre esa molécula en comparación con la 
resonancia ejercida sobre los grupos metilenos -CH2 y metilos -CH3 que al aplicarles la energía de 
microondas se ejerce una menor resonancia, estas moléculas tienen un enlace covalente donde la 
diferencia de electronegatividades es pequeña en comparación al enlace iónico, esto se debe a que 
pueden compartir mas fácilmente sus electrones ya que están mas lejos de completar el octeto de 
Lewis en su capa de electrones.[4]
El calor generado por aplicar energía de microondas genera un campo eléctrico que produce 
polarización de cargas lo cual implica un realineamiento de electrones alrededor del núcleo, por lo 
que cambia la distancia entre el núcleo y los electrones del átomo, facilitando que se alcance la 
energía óptima de reacción en menor tiempo. [5]
I.2 HIDRATOS DE CARBONO
Los hidratos de carbono constituyen las ¾ partes del mundo biológico y su nombre se deriva del 
término alemán “kohlenhydrate” que significa hidratos de carbono, uno de los primeros elementos 
descubiertos. Los hidratos de carbono se conforman de monosacáridos (moléculas de bajo peso 
molecular), los cuales al combinarse dos de ellos entre sí forman los disacáridos, la unión de tres 
4
monoscáridos forman trisacáridos, de 4 a 10 monosacáridos unidos forman oligosacáridos y 10 o 
más unidades de monosacáridos forman los polisacáridos. Los monosacáridos contienen 5 ó 6 
átomos de carbono y grupos funcionales carbonilo e hidroxilo en su estructura. En la figura 4, se 
presentan algunas moléculas de los hidratos de carbono.
CHO
OHH
HHO
OHH
OHH
CH2OH
D-Glucosa
CH2OH
O
HHO
OHH
OHH
CH2OH
D-Fructosa
CHO
OHH
HHO
OHH
CH2OH
 D-Xilosa
CHO
HHO
OHH
OHH
CH2OH
D-Arabinosa
Figura 4. Estructura de hidratos de carbono
A continuación se mencionan algunas de las características físicas de los hidratos de 
carbono.
 La D-Glucosa es el monosacárido más abundante de la naturaleza, es la fuente de energía 
de las células animales, la cadena D-glucosa con el enlace β (1-4) constituye a la celulosa 
que es el hidrato de carbono más abundante en las plantas y que forma parte de la paredcelular.
 La Xilosa y la Arabinosa son monosacáridos que forman parte de la pared celular de las 
plantas y se encuentran formando cadenas de xilanos y arabigolactanos.
Las características físicas de estas cadenas de monosacáridos las hacen útiles para gelificar 
y dar consistencia en la industria de los alimentos.
5
 La Salicina es un glucósido que se encuentra en las plantas y tubérculos como la papa. 
Enzímas como la populinasa pueden dergradarla para la utilización metabólica de la planta.
 El monosacárido D-Fructosa es el componente principal del jugo de la fruta y de la miel, en 
los que se encuentra comúnmente formando cadenas con la Glucosa, la unión de estos 
monosacáridos conforman la Sacarosa.
 La Sacarosa es un disacárido compuesto por la D-Glucosa y la D-Fructosa, se obtiene de la 
remolacha azucarera y de la caña de azúcar siendo uno de los principales productos de la 
industria.[6-7]
I.2.1 ESTRUCTURAS, PROPIEDADES Y FUNCIONES DE LOS HIDRATOS DE 
 CARBONO
 
Las características físicas y químicas de los hidratos de carbono permiten clasificarlos de acuerdo al 
tamaño de su estructura, el grupo reactivo que contienen y la función que desempeñan, los
Esquemas 1 y 2, describen detalladamente en que consiste su clasificación.[8]
ESTRUCTURA
 NÚMERO DE CARBONOS
Triosa (3C), Tetrosa (4C)
Pentosa (5C), Hexosa (6C)
 TAMAÑO
Monosacárido
Disacárido
Oligosacárido
Polisacárido
PROPIEDADES
 QUÍMICAS
Reductores
No reductores
 GRUPO FUNCIONAL Aldehído
Cetona
Esquema 1. Clasificación de los hidratos de carbono por estructura y propiedades químicas
 
6
FUNCIONES
RESERVA Disponibles
No disponibles
Azúcares solubles
Almidones
Dextrina
Fibra dietética 
Celulosa
Hemicelulosa y pectina
ESTRUCTURALES Celulosicos
No celulosicos
Celulosa 
Hemicelulosa
Polisacáridos
Mucílagos 
Pectinas 
Carragenina y Agar
Glucomananos
Mananos
Esquema 2. Clasificación de las funciones de los hidratos de carbono
La determinación de los hidratos de carbono se realiza por métodos físicos, químicos y bioquímicos 
los cuales se describen en el Esquema 3.
MÉTODOS FÍSICOS
 Solubilidad
 Gravedad Específica
 Índice de Refracción
 Rotación óptica
MÉTODOS QUÍMICOS
 Propiedades Reductoras
 Reacciones de Condensación
 Reacciones de Sustitución 
 Formación de Complejos
MÉTODOS BIOQUÍMICOS
 Reacciones enzimáticas
 Fermentaciones diferenciales con
 levaduras
Esquema 3. Métodos de análisis de los hidratos de carbono
7
Los métodos físicos son sencillos, rápidos y no destructivos, se utilizan para disoluciones puras y 
clarificadas, son dependientes de la temperatura, indican la cantidad total de azúcares, sin embargo 
no son métodos selectivos que especifiquen el tipo de azúcar presente. Los métodos químicos 
pueden ser cualitativos o cuantitativos, son específicos y están basados en las propiedades químicas 
de la molécula. En medio alcalino los extremos reductores reaccionan con los iones oxidantes, en 
medios fuertemente ácidos, los monosacáridos se deshidratan y forman derivados coloridos.
Los métodos bioquímicos son indirectos porque los azúcares son determinados con el subproducto 
de otra reacción. Son métodos específicos ya que solo se cuantifica el azúcar que reacciona con la 
enzíma. La identificación de la mezcla de azúcares utilizando ensayos microbiológicos, no resulta 
útil cuando se tienen azúcares no fermentables. Una de las desventajas de estos métodos es el largo 
proceso de análisis, como es el caso de la reacción con disoluciones reductoras por las cuales se 
conoce la cantidad de azúcares reductores totales. En reacciones químicas se pueden presentar 
interferencias por moléculas que tienen estructura parecida, las cuales pueden ser cuantificadas 
junto con la molécula de interés, por lo que es necesario cuantificar con técnicas de separación 
como son la Cromatografía de Gases (CG) y la Cromatografía de Líquidos (CL). 
La aplicación de las técnicas analíticas de separación mencionadas, permiten identificar y 
cuantificar los hidratos de carbono con mayor exactitud y precisión.[9]
I.2.2 FORMACIÓN DE OXIMAS
Las oximas son productos derivados del amoniaco de la forma Y-NH2, que por sustitución del 
oxígeno carboxílico por un átomo de nitrógeno producen compuestos estables tipo imina.
Para su formación se involucra la reacción de compuestos carbonílicos con NH2OH
.HCl en un 
medio líquido a pH básico. [10-11]
Las oximas son uno de los intermediarios más importantes en la síntesis orgánica, entre los que 
destacan los derivados sililados, como precursores de oxazoles e intermediarios de los derivados de 
8
la piridina. Trabajos realizados en síntesis de oximas aplicando energía de microondas señalan que 
otra de las aplicaciones de las oximas en síntesis orgánicas además de ser grupos protectores, es la 
de ser precursores de intermediarios de la reacción de Beckman, síntesis de oxazoles, derivados de 
oxacinas, de heterocíclicos, de azirinas y de piridinas.[12] 
I.2.3 FORMACIÓN DE DERIVADOS SILILADOS
La formación de los derivados sililados imparte volatilidad a compuestos que no lo son, lo que 
facilita su análisis por Cromatografía de Gases (CG), los grupos funcionales -OH, -NH2, -SH 
contribuyen a fuertes interacciones moleculares, por lo que al ser sustituidos por grupos de 
alquilación, acilación o sililación se incrementa la volatilidad de la molécula que se desea analizar.
Los hidratos de carbono, son un ejemplo de moléculas de baja volatilidad a altas temperaturas, por 
lo que la sustitución de los hidrógenos activos por grupos sililados, le imparten mayor estabilidad a 
la molécula facilitando su detección y análisis.
Los derivados sililados se forman al reemplazar un Hidrógeno activo de los grupos funcionales -OH 
–NH2 y –SH. Previamente se genera un intermediario como lo es la oxima para inactivar el grupo 
reactivo de la molécula como el carbonilo, presente en la estructura de los hidratos de carbono. La 
Figura 5, describe la formación de la oxima como intermediario en la Glucosa seguida de la 
formación del derivado sililado.
O
H
HO
H
HO
H
OH
OHH
H
OH
CHO
OHH
HHO
OHH
OHH
CH2OH
CH=NOH
OHH
HHO
OHH
OHH
CH2OH
CH=NOH
OTMSH
HTMSO
OTMSH
OTMSH
CH2OTMS
HONH2 HCl
B:
BSTFA.
Glucosa Oxima Oxima-TMS
Figura 5. Reacción de formación de la oxima y el derivado sililado
9
La reacción involucra un ataque nucleofílico. Un buen reactivo sililante debe presentar carácter 
básico, para estabilizar la carga negativa en estado de transición.
La capacidad donadora de un reactivo sililante está en función de los disolventes utilizados en la 
catálisis de la reacción. Los grupos funcionales que requieren formar un derivado sililado en orden 
decreciente son los siguientes:
Hidroxilo  Fenilo  Carboxilo  Amina  Amida
Las reacciones utilizadas para formar derivados volátiles en los grupos –OH de los hidratos de 
carbono, implican la formación de derivados de acetilo, de trifluoroacetilo o trimetilsililados. [13]
En la Tabla 1, se presentan algunos de los reactivos sibilantes más utilizados.
 Tabla 1. Reactivos sililantes en orden creciente del grupo donador
Siglas de reactivos 
sililantes
 Nombre
 
HMDS Hexametildisilazano
TMCS Trimetilclorosilano
MSA N-Metil-N-trimetilsililacetamida
TMSDMA N-Trimetilsilildimetilamina
MSTFA N-Metil-N-Trimetilsilil-Trifluoroacetamida
BSA N-O-Bis(Trimetilisilacetamida)
BSTFA N-O-Bis(Trimetilsililtrifluoroacetamida)
TMSI N-Trimetilsililimidazol
La formación de los derivados sililados se ha aplicado para determinar mezclas complejas que 
contienen varios grupos funcionales, por ejemplo en la determinación simultánea de mono, di y 
trisacáridos, a través de la formación de losderivados de la oxima, del trimetilsilil éter y de los 
derivados de ésteres, empleando NH2OH
.HCl en piridina, y HMDS/ TMSI, como agentes sililantes. 
El tiempo requerido para la formación de los derivados es de 1.20 hr aplicando temperaturas entre 
50ºC y 100°C.[14]
10
El uso de la energía de microondas en la química de los hidratos de carbono se ha aplicado 
en la protección selectiva del grupo carbonilo, así como en la desprotección del grupo -OH si se 
ha formado un intermediario previamente, es decir, la energía de microondas también se aplica 
para hacer reversibles las reacciones orgánicas. Su aplicación ha demostrado que disolventes con 
altas constantes dieléctricas alcanzan la energía cinética de la reacción rápidamente en el medio, lo
que favorece que la reacción tenga altos rendimientos y poca formación de subproductos; opuesto a 
lo que ocurre a disolventes con constantes dieléctricas bajas. [15]
La literatura reporta diferentes técnicas para preparar oximas utilizando energía de microondas, por 
ejemplo, en base sólida silica gel y añadiendo NaOH, método en el que se propone sustituir el uso 
de medio básico acuoso utilizando temperatura ambiente y tiempo de reacción que va de 
4 a 8 min. o bien, utilizando catalizadores como KF/Al2O3 y K2CO3 en NH2OH
.HCl y aplicando 
energía de microondas por 10 min. [16]
Cabe señalar que se requiere la recuperación de la oxima formada cuando se utilizan catalizadores 
en medio seco y una columna de purificación para su recuperación y análisis. Este método de 
formación de oximas se ha aplicado en cetonas y en compuestos heterocíclicos.[17,18]
I.3 ESTEROIDES
 Los esteroides, son compuestos que controlan gran variedad de las funciones en los organismos 
del reino animal, son promotores del crecimiento de plantas y animales, son principios activos de 
diferentes preparados farmacéuticos para el tratamiento y prevención de enfermedades provocadas 
por la deficiencia o exceso de algún esteroide, su determinación es útil en pruebas de diagnóstico de 
enfermedades, investigación y síntesis de fármacos anticancerígenos, anticonceptivos, monitoreo 
ambiental, antimicrobianos, control de calidad en la industria farmacéutica y alimentaria. La 
determinación de esteroides hormonales es importante para el control de los sistemas endocrino, 
neuronal e inmune.[19] A continuación se presentan las características principales de algunos de 
ellos.
11
I.3.1 PREGNENOLONA
La Pregnenolona es una hormona sintetizada a partir del Colesterol en las glándulas adrenales, se 
segrega en menor cantidad en el cerebro, ovarios y testículos. Es precursora de hormonas como la 
Progesterona, la Testosterona, el Estrógeno y el Cortisol, actúa en el cerebro como fuente de
neuroesteroides, modulando la transmisión de mensajes de neurona a neurona y se cree que está 
altamente relacionado con los procesos de la memorización.[20] 
I.3.2 HIDROCORTISONA
Es sintetizada en la corteza suparrenal y corresponde al grupo de los corticoesteroides, siendo la 
Hidrocortisona la más importante de este grupo de esteroides. Contribuye en el metabolismo de los 
hidratos de carbono, de las proteínas y de los lípidos, en la conservación del equilibrio de líquidos y 
electrolitos y en la preservación de la función normal de los sistemas cardiovascular e inmunitario, 
así como en los sistemas endócrino y nervioso. [20] 
 
I.3.3 COLESTEROL
Es un esteroide que forma parte de las membranas celulares de origen animal, se sintetiza en el 
hígado a partir de los ácidos grasos saturados. Es precursor de las sales biliares, de las hormonas de 
la corteza suprarrenal y de las hormonas sexuales (Testosterona y Estrógenos) y de la vitamina D, 
regulando la calcificación de los huesos.[20,21]
12
I.3.4 SILILACIÓN DE ESTEROIDES 
La literatura reporta diferentes técnicas de sililación utilizando como reactivos BSTFA, 
BSTFA/TMCS ó BSA entre otros, generando la reacción a temperatura ambiente o calentando 
con energía de microondas aplicando diferentes tiempos de reacción. [22-25]
I.4 CROMATOGRAFÍA 
La cromatografía es una técnica analítica desarrollada a principios del siglo XX, que permite la 
separación de sustancias que se encuentran en una mezcla. La palabra cromatografía significa 
descripción del color. El nombre es debido a que las primeras separaciones se llevaron acabo con 
pigmentos de plantas, las cuales se observaban como bandas coloridas. La cromatografía se 
describe como un proceso de separación por diferencia de migración, transportados por la fase 
móvil (líquido o gas) y retenidos selectivamente por la fase estacionaria (sólido, líquido o fluidos 
supercríticos).En función de la fase móvil, la Cromatografía se divide en Cromatografía de Líquidos 
y (CL) y en Cromatografía de Gases.
Esquema 4. Clasificación general de la cromatogrfía
CROMATOGRAFÍA
Líquido GasFASE MÓVIL
Sólido LíquidoFASE 
ESTACIONARIA
Sólido Líquido
Cromatografía 
Líquido-Sólido
Cromatografía
Líquido-Líquido
Cromatografía
Gas-Sólido
Cromatografía
Gas-Líquido
13
I.4.1 CROMATOGRAFÍA DE GASES
En la Cromatografía de Gases (CG), la fase estacionaria (FE), se encuentra dentro de un tubo capilar, 
puede tener silicones como base y estar modificada con diversos grupos funcionales, para dar como 
resultado una gran variedad de fases estacionarias clasificadas como no-polar, polaridad media y polar. 
El proceso de separación está en función de las características de polaridad, estructura, tipo de
enlace iónico o covalente del analito, su interacción en la fase móvil (FM) que es el gas acarreador y la 
fase estacionaria. Las muestras analizadas por esta técnica deben ser volátiles. En la Figura 6, se 
presenta un esquema básico de un Cromatógrafo de Gases (CG).
Figura 6. Cromatógrafo de gases
Los detectores que se utilizan en la Cromatografía de Gases (CG), son de Ionización de Flama, 
Captura de Electrones, Conductividad Térmica y Espectrometría de Masas, entre otros.[26]
En el detector de ionización de flama se producen partículas cargadas, las cuales son detectadas por 
su energía, que genera una corriente eléctrica y son traducidas por el detector como señal 
amplificada.
14
Tabla 2. Características de respuesta del detector de ionización de flama
El análisis por Cromatografía de Gases (CG) se puede realizar por análisis isotérmico, que utiliza 
temperatura constante o por gradiente de temperatura, en el que se modifica la temperatura a través 
del horno cromatográfico donde se utilizan diferentes temperaturas en función del tiempo de análisis.
1.4.2 CROMATOGRAFÍA DE LÍQUIDOS
La Cromatografía de Líquidos (CL) es una técnica analítica comúnmente utilizada para separar 
macromoléculas, así como compuestos termolábiles.
 El fundamento físico en Cromatografía de Líquidos (CL) se conoce como partición, donde las 
moléculas del soluto están distribuidas entre dos líquidos inmiscibles y se encuentran en función de 
la solubilidad relativa con los disolventes involucrados, un líquido o una mezcla de líquidos, es la 
fase móvil y actúa como acarreador; la fase estacionaria es un sólido o un líquido donde fluye la 
fase móvil y las moléculas involucradas, se separan por diferencia de afinidad a la fase estacionaria 
y a la fase móvil. Existen detectores que son utilizados en la Cromatografía de Líquidos (CL), como 
por ejemplo el Espectrofotómetro UV-VISIBLE, el Amperométrico y el de Fluorescencia, entre 
otros. El uso de algún tipo de detector está en función de las propiedades físicas de los solutos a 
determinar. El detector UV- VISIBLE en la Cromatografía de Líquidos (CL), se basa en el
fundamento de la Ley de Lambert y Beer, la cual explica que la concentración de un compuesto es 
proporcional a la luz absorbida por las moléculas presentes, por lo que la intensidad transmitida es 
conocida como absortividad molar.El análisis en la Cromatografía de Líquidos (CL) tiene las 
siguientes características: No requiere de altas temperaturas, el material eluído puede recuperarse 
LÍMITE DE DETECCIÓN Está en función de la respuesta al tipo de molécula 
orgánica analizada.
RESPUESTA Selectiva, sensible a compuestos orgánicos.
15
al final de la columna para procedimientos analíticos posteriores como Espectometría de Masas, 
Resonacia Magnética Nuclear, etc. Las fases estacionarias utilizadas en la Cromatografía de 
Líquidos (CL), pueden ser de adsorción por fase normal, fase reversa, intercambio iónico y por 
formación de pares de iones. El análisis puede ser por elusión isocrática, donde el porcentaje de la 
fase móvil se mantiene constante o por gradiente de elusión que implica cambio del porcentaje 
de la fase móvil, durante la separación.
Los factores que pueden contribuir en la eficiencia de la separación son: la temperatura y la
proporción de la fase móvil. [27]
Los métodos de cuantificación que existen para el análisis cromatográfico son por Estándar 
(E Ext) Estándar Interno (EI), y Adiciones Patrón.
El método de (E Ext ), requiere del estándar del analito a cuantificar, su curva de 
calibración permite obtener la concentración, al extrapolar la respuesta de señal del área del pico 
cromatográfico.
El (EI) requiere además del analito a cuantificar un estándar adicional que cubra con 
ciertos requisitos como son: no estar presentes en la muestra, no reaccionar con la muestra, ser de 
naturaleza química semejante a la del analito a cuantificar y en el análisis cromatográfico, 
eluir cerca del analito de interés, su curva de calibración es una relación de respuestas de 
señal vs relación concentraciones.
Adición Patrón: Este método de cuantificación se utiliza para analitos que se encuentran 
en bajas concentraciones, a nivel traza en la muestra o bien que eluyen cerca de otro analito 
que se encuentra en una concentración elevada. El estándar del analito de interés se 
adiciona en concentraciones tales a la muestra, que permitan mediante el análisis determinar 
esta pequeña variación en la respuesta que está en función de la concentración añadida y 
por extrapolación determinar la concentración inicial del analito en la muestra.
16
METODOLOGÍA
La finalidad de la metodología desarrollada es optimizar las reacciones químicas de formación de 
los derivados sililados en los hidratos de carbono, disminuyendo el tiempo de reacción con el 
mínimo número de subproductos formados.
Aplicar la técnica desarrollada a un producto de consumo comercial (jugo de pera) y en solutos de 
mayor peso molecular como lo son los esteroides.
II.1 REACTIVOS Y MATERIAL
 Hidratos de carbono grado analítico:
 Arabinosa, Fructosa, Glucosa, Sacarosa y Salicina.
 Sigma –Aldrich. (Sigma-Chemical) U.S.A.
 Esteroides grado analítico
 Pregnenolona,Hidrocortisona y Colesterol. 
 Sigma –Aldrich. (Sigma-Chemical) U.S.A.
Reactivos para formar la oxima
 Clorhidrato de Hidroxilamina (NH2OH.HCl)
 Baker . U.S.A.
 Anilina 98% de pureza
 Sigma –Aldrich. (Sigma-Chemical) U.S.A
 Dimetilformamida (DMF)
 Baker . U.S.A.
 Reactivo sililante
 N,O-Bis(trimetilsilil)trifluoroacetamida (BSTFA)
 Grado analítico, Sigma –Aldrich. (Sigma-Chemical) U.S.A.
 
17
 Gases para el Cromatógrafo 
 Nitrógeno grado 5 (cromatográfico), ultra pureza 99.98%, 
Marca: Praxair 
 Aire grado 5 (cromatográfico), ultra pureza 99.98%
Marca: Praxair
 Hidrógeno grado 5 (cromatográfico), ultra pureza 99.995%
 Marca: AGA.
 Disolvente
 Etanol al 95% grado técnico. 
Marca Baker
 
Muestra
 Jugo de pera de marca comercial Gerber.
 Material 
 Matraces aforados de 5 y 10 mL 
 Pipetas volumétricas de 1 y 0.5 mL 
 Jeringa de 10 uL para el Cromatógrafo de Gases.
 Reactor de teflón de 10 cm de diámetro
 Viales de reacción de 2 mL
 Espátula
 Vortex
 II.2 EQUIPO
Cromatógrafo de Gases
 Hewlett Packard, modelo 5890 series II.
 Equipado con inyector con divisor de flujo “split” y un detector de ionización de 
flama.
 Software HP Chem Station for CG System. (1990-1998).
 Columna HP-5 (Fenil metil silicón, entrecruzada) marca Hewellete Packard
30 m x 0.32 mm x 0.25 m Filmthecniques US patent No. 4,293,45
Made in U.S.A
Horno de microondas marca Phillips (Sharp Carrousel I ).
18
 
II.3 REACCIONES QUÍMICAS EN LOS HIDRATOS DE CARBONO
 Preparación de la base para formar la oxima: Pesar 125 mg de NH2OH.Cl, añadir 1.5 mL de 
DMF (Dimetilformamida) y aforar a 25 mL con anilina, concentración final de 5mg/mL.
 Preparación de la oxima: En la tabla 3 (página 21), se indican las cantidad en peso de cada 
hidrato de carbono y el volumen de DMF correspondiente, la disolución se agita con vortex y 
se le adiciona la base, NH2OH
.HCl en Anilina hasta el volumen de aforo indicado.
 Tomar una alícuota de 0.5mL y colocarla en el vial de reacción, colocar el vial dentro de un 
reactor de teflón e introducir en el horno de microondas, aplicar la potencia máxima de 
energía de microondas de 90 Watts por 7 min. Sacar el vial del reactor de teflón y enfriar en 
hielo por 3 min.
 Preparación del derivado sililado: A la oxima formada añadirle una alícuota de 0.15mL 
de BSTFA, agitar con el vortex y homogeneizar la mezcla, tapar el vial de reacción, 
introducir en el reactor de teflón y colocarlo dentro del horno de microondas.
 Aplicar la potencia máxima de energía de microondas de 90 Watts por 3 min. sacar el vial del 
 reactor y enfriar en hielo por 3 min. Realizar el análisis cualitativo y cuantitativo de cada 
 hidrato de carbono por Cromatografía de gases (CG).
II.4 EXTRACCIÓN DE LOS HIDRATOS DE CARBONO EN EL JUGO
 A 50 mL de jugo comercial añadirle 30 mL de etanol grado técnico al 95%, calentar a 
ebullición y concentrar la mezcla a un volumen de 20 mL, hasta que adquiera una 
consistencia líquida más espesa.
19
 Continuar añadiendo etanol al 95% hasta eliminar agua con presión y baño de 
calentamiento a 30° C, utilizando el evaporador rotatorio hasta obtener un caramelo suave 
color amarillo oscuro. 
 La reacción de formación de los derivados sililados no ocurre en presencia de agua, por lo que 
 se requiere eliminarla, en la muestra que se va a analizar.
II.4.1 FORMACIÓN DE LA OXIMA 
 Pesar 500 mg de caramelo, añadirle 1.5 mL de DMF a disolución total y aforar a 5 mL 
con NH2OH
.HCl/Anilina (5mg/mL), homogeneizar la mezcla y tomar una alícuota de 0.5 mL 
y colocarla en el vial de reacción (Ver II.3).
II.4.2 FORMACIÓN DEL DERIVADO SILILADO 
 A la oxima formada añadirle una alícuota de 0.15 mL de BSTFA, homogeneizar la mezcla 
y formar el derivado sililado.(Ver II.3)
 Determinar la concentración de los hidratos de carbono en la muestra comercial de jugo 
 mediante el análisis cuantitativo por Cromatografía de gases (CG).
 II.5 REACCIONES QUÍMICAS EN LOS ESTEROIDES
 Pesar individualmente 100 mg de cada uno de los esteroides, disolverlos en 10 mL de 
etanol al 95% e inyectar cada uno de ellos en el Cromatógrafo de Gases, para conocer su 
tiempo de retención. 
20
 Formación de la oxima: Pesar cada uno de los esteroides de acuerdo a lo descrito en la 
Tabla 3 (página 21), aforar con la base NH2OH
.HCl /Anilina (5mg/mL) al volumen 
indicado, tomar una alícuota de 0.5mL, colocar en un vial de reacción y aplicar energía de 
microondas (Ver II.3).
 Formación del derivado sililado: A la oxima formada añadir una alícuota de 0.15 mL 
de BSTFA y aplicar energía de microondas (Ver II.3).
 Analizar el derivado sililado del esteroide por Cromatografía de Gases.
 
21
Tabla 3. Disoluciones de los hidratos de carbonoy de los esteroides
 
 ESTÁNDARES VOLUMEN DE DMF
 (mL)
 VOLUMEN DE AFORO CON 
 (NH2OH.HCl)/ANILINA
 (5 mg/ mL)
 CONCENTRACIÓN
 ( mg /mL)
ARABINOSA 
100mg
 
 1.0 
 
 10 
 
 10 
FRUCTOSA
100mg 
 6.7 10 10 
GLUCOSA
180 mg
 4.0 10 18 
SACAROSA
300 mg 
 6.5 10 30 
SALICINA
200 mg
 1.5 5 40 
PREGNENOLONA
100 mg
 0 10 10
COLESTEROL
100 mg
 0 10 10
HIDROCORTISONA
100 mg
 0 10 10
Tabla 4. Curva de calibración de los hidratos de carbono
HIDRATO
DE CARBONO
CONCENTRACIÓN 
(mg/mL)
ARABINOSA 1.2 2.0 3.7 5.0 6.2 7.5
FRUCTOSA 2.5 4.0 6.2 8.3 10.4 12.1
GLUCOSA 1.8 7.2 14.9 22.5 29.8 37.4 
SACAROSA 6.3 12.3 18.9 25.5 31.8 38.1 
 
22
 PARTE EXPERIMENTAL Y ANÁLISIS
 DE LOS RESULTADOS
Durante el desarrollo experimental del presente trabajo, se llevaron a cabo una serie de reacciones 
para seleccionar las condiciones óptimas de la reacción, en tiempo y potencia de energía de 
microondas, así como para establecer las mejores condiciones de separación en el análisis 
cromatográfico.
En las Tablas, Gráficos y Figuras descritas a continuación, se presentan las condiciones más 
representativas, así como el análisis correspondiente.
III. 1 CONDICIONES EXPERIMENTALES DE SEPARACIÓN 
 Y ANÁLISIS DE LOS DERIVADOS SILILADOS
La Tabla 5, describe las condiciones óptimas de separación en el análisis cromatográfico.
Tabla 5. Condiciones de temperatura y velocidad de calentamiento
T° Inicial
(1 min)
Velocidad de 
calentamiento
T° 2
(0 min)
Velocidad de 
calentamiento
T° 3
(0 min.)
Velocidad de 
calentamiento
T° 4
(5 min.)
170°C 20° C/min 190° C 5°C/min 210° C 10°C/min 280° C
Tº = Temperatura 
La rampa de temperatura seleccionada, permite obtener la mejor resolución y separación de la 
Glucosa y la Fructosa, estos hidratos de carbono presentan una estructura molecular muy semejante 
en la configuración espacial, por lo que su tiempo de retención era prácticamente el mismo.
Bajo las condiciones seleccionadas de separación, descritas en la Tabla 5, se consiguió una buena 
resolución en el análisis de cada derivado sililado formado en los hidratos de carbono mencionados, 
así como para el derivado sililado formado en la Arabinosa, la Sacarosa y la Salicina, identificando 
su tiempo de retención.
23
Para conocer la potencia de energía de microondas adecuada, en la formación de la oxima y el 
derivado sililado, se aplicaron las siguientes condiciones, en la mezcla de los estándares de los 
hidratos de carbono.
III.2 APLICACIÓN DE DIFERENTES POTENCIAS DE REACCIÓN 
 DE LA OXIMA Y EL DERIVADO SILILADO
Tabla 6. Condiciones experimentales de potencia de energía de microondas aplicada
 
 
POTENCIA EN LA 
FORMACIÓN DE LA 
OXIMA (Watts)
TIEMPO DE REACCIÓN 
DE LA OXIMA (min) 
TIEMPO DE REACCIÓN DEL 
DERIVADO SILILADO (min)
 
POTENCIA DE REACCIÓN EN 
EL DERIVADO SILILADO 
(Watts)
 30 6 5 50
 50 6 2 50
 50 6 5 50
 50 12 5 50
 50 12 3 90
 90 5 5 90
 90 5 3 90
 90 7 3 90
El análisis cromatográfico obtenido al aplicar las condiciones descritas en la Tabla 6, indica que la 
formación de la oxima y el derivado sililado, se ven favorecidos utilizando la máxima potencia del 
horno de microondas de 90 Watts, debido a que la respuesta de señal bajo estas condiciones, es 
clara y con el menor número de subproductos formados, por lo que se busca conocer los tiempos 
óptimos de cada reacción, para ello, se mantendrá constante la aplicación de una potencia de 
energía de microondas de 90 Watts, en la mezcla de los estándares de los hidratos de carbono, los 
datos experimentales se indican en la Tabla 7 y 8 respectivamente.
24
Tabla 7. Formación de la oxima aplicando una potencia de energía de microondas de 90 
 Watts
 
Tiempo de Formación de la Oxima (min)
1
2
3
5
6
7
El tiempo óptimo de reacción para la obtención de la oxima es de 7 min. ya que se genera en 
mayor proporción el producto de interés, lo cual se determinó al observar los cromatogramas 
aplicando las condiciones descritas en la Tabla 7. Posteriormente se llevó acabo la formación del 
derivado sililado, con la potencia de energía de microondas y el tiempo de reacción de la oxima, 
seleccionados, para encontrar el tiempo óptimo de esta reacción.
Tabla 8. Formación del derivado sililado aplicando una potencia de energía de microondas de
 90 watts y 7 min de reacción para formar la oxima
 
Tiempo de Formación del derivado 
sililado (min)
1
2
3
5
6
7
El análisis cromatográfico en cada caso, permitió establecer que el tiempo óptimo de formación 
para el derivado sililado es de 3 min. de reacción utilizando 7 min. para la oxima con una potencia 
de energía de microondas de 90 Watts. La Fructosa, es el hidrato de carbono que presentaba mayor 
número de subproductos al llevar acabo la formación del derivado sililado, por lo que la potencia y 
25
el tiempo de reacción fueron seleccionados en base a este analito, favoreciendo al producto 
principal.
III.3 APLICACIÓN DE DIFERENTES POTENCIAS DE ENERGÍA DE 
 MICROONDAS EN LA FORMACIÓN DE LA OXIMA Y EL 
 DERIVADO SILILADO EN LA FRUCTOSA
Tabla 9. Determinación del % de oxima en la fructosa aplicando diferentes potencias de 
 energía de microondas y tiempos de reacción 
TIEMPO (min)
POTENCIA DE ENERGIA 
DE MICROONDAS
5 6 7 12
30 14 14 ---- ----
50 ---- 35 ---- 20
90 70 ---- 90 ----
La potencia de energía de microondas de 30 Watts, aplicada a los diferentes tiempos, no es 
suficiente para llevar acabo la reacción de formación de la oxima, debido a que el porcentaje 
máximo del producto formado es del 14%, el cual se determinó al comparar el área de la 
respuesta de los 
cromatogramas obtenidos en las condiciones de la Tabla 9.
El mayor porcentaje de la oxima formada, aplicando 6 y 12 min. de reacción con una potencia de 
energía de microondas de 50 Watts, es del 35%, esto puede atribuirse a que no es suficiente la 
energía de microondas aplicada en la formación del producto de interés, aún cuando se incremente 
el tiempo de reacción bajo estas condiciones. Sin embargo aplicando una potencia de energía de 
microondas de 90 Watts, durante 7 min. se obtiene el mayor rendimiento de la oxima en la Fructosa.
De igual manera para conocer las condiciones adecuadas en la reacción del derivado sililado, se 
aplicaron diferentes condiciones de potencia de energía de microondas y tiempos de reacción, 
aplicando las condiciones seleccionadas previamente en la formación de la oxima.
26
Tabla 10. Determinación del % del derivado sililado en la fructosa aplicando diferentes 
 potencias de energía de microondas y tiempos de reacción
 
TIEMPO (min)
POTENCIA DE ENERGIA 
DE MICROONDAS
2 3 5 7
30 20 --- 25 ---
50 46 --- 52 ---
90 --- 90 --- 60
En la Tabla 10, se describen las condiciones de reacción y el % del derivado sililadoen la Fructosa, 
obtenido de analizar el área del pico cromatogáfico generado en las condiciones descritas, 
aplicando una potencia de energía de microondas de 30, 50 y 90 Watts. Al comparar el rendimiento, 
de cada experimento, se observa que la reacción se ve favorecida utilizando la máxima potencia de 
energía de microondas de 90 Watts, y el tiempo de reacción en el que se obtiene el mejor 
rendimiento del derivado sililado, es a 3 min. de la reacción. A tiempos mayores, se observa un 
decremento en el porcentaje del producto de interés, lo cual puede deberse a una descomposición 
de la molécula por un exceso de energía aplicada. Al utilizar potencias de energía de microondas 
de reacción entre 30 y 50 Watts, se obtienen rendimientos del derivado sililado en la Fructosa entre 
el 25 y 50%, el cual es inferior en comparación con el porcentaje obtenido, al aplicar una potencia 
de energía de microondas de 90 Watts.
La comparación del número de subproductos formados en la Fructosa, utilizando diferentes 
condiciones de potencia de energía de microondas, se presenta a continuación.
27
Gráfico 1. Subproductos formados en la fructosa aplicando diferente potencia de energía 
 de microondas 
0
0.5
1
1.5
2
2.5
3
subproductos
30 W 50 W 90 W
Potencia aplicada (Watts)
El Gráfico 1, indica que al aplicar potencias de energía de microondas de 30 y 50 Watts, se 
obtienen tres subproductos en el derivado sililado de la Fructosa, mientras que se reduce a dos, 
utilizando una potencia de energía de microondas de 90 Watts. 
En el siguiente Gráfico, se presentan los resultados de los subproductos obtenidos en los estándares 
de los hidratos de carbono, utilizando las condiciones seleccionadas de las reacciones en la 
Fructosa. 
Gráfico 2 . Subproductos formados en los derivados sililados de los hidratos de carbono
 en las condiciones seleccionadas de la reacción 
 
0
0 .5
1
1 .5
2
S u b p r o d u c t o s
A r a b F ru c t G lu c S a c S a l i
D e r iv a d o s s i l i la d o s d e lo s h id r a t o s d e c a r b o n o
 
28
El Gráfico 2, presenta el mínimo de subproductos obtenidos para cada hidrato de carbono, para la 
Glucosa y la Sacarosa se logró eliminarlos, para la Arabinosa y la Salicina se genera uno, y para 
la Fructosa solo se generan dos.
Los resultados de la reacción de los derivados sililados en los hidratos de carbono, a temperatura 
ambiente descrito en la bibliografía [11], se utilizaron para compararlos con los obtenidos en la
metodología desarrollada del presente trabajo, para establecer si el uso de energía de microondas 
logra hacer más eficiente la reacción de interés, lo cual se presentan a continuación.
Tabla 11. Comparación del número de subproductos formados en los derivados sililados
 de los hidratos de carbono a temperatura ambiente y aplicando energía de 
 microondas en las condiciones óptimas de la reacción 
Al comparar el número de subproductos obtenidos en las reacciones de los derivados sililados en 
los estándares de hidratos de carbono, aplicando las condiciones descritas en la Tabla 11, se 
determinó que el uso de energía de microondas para llevar acabo estas reacciones, disminuye 
significativamente el número de los subproductos formados, por lo que hace más eficiente la 
reacción.
La aplicación de energía de microondas en las reacciones orgánicas, genera una polarización de 
cargas, lo que provoca un realineamiento de los electrones alrededor del núcleo, cambiando la 
densidad electrónica de la molécula, lo que favorece que se alcance la energía cinética óptima de la 
reacción permitiendo la formación de los productos de interés y disminuyendo los isómeros o los 
subproductos no deseados. En los trabajos publicados para formar los derivados sililados utilizand
HIDRATO DE CARBONO SUBPRODUCTOS FORMADOS A 
TEMPERATURA AMBIENTE [11]
SUBPRODUCTOS FORMADOS APLICANDO 
ENERGÍA DE MICROONDAS
 Arabinosa 2 1
 Fructosa 3 2
 Glucosa 2 0
 Sacarosa 2 0
 Salicina 2 1
29
energía de microondas, proponen un medio libre de disolventes, pero no mencionan su aplicación 
en alimentos ni en muestras con características semisólidas, como lo es el caramelo obtenido al 
deshidratar el jugo.
Los reactivos que se utilizan en estas reacciones, son determinantes para obtener la mayor cantidad 
del producto de interés, los del presente trabajo fueron NH2OH
.HCl/ Anilina, una base fuerte y 
BSTFA como un excelente agente donador de grupos sililantes. Sus características químicas en 
conjunto con la energía de microondas, favorecen que la reacción tienda a la formación del 
derivado sililado. Esta técnica permitió analizar los hidratos de carbono en un jugo de marca 
comercial, que es una matriz compleja por los solutos que lo componen, aunado a esto, la técnica de 
extracción de estos analitos, los hidratos de carbono, fue la adecuada para su análisis cualitativo, sin 
interferencias de otras moléculas en la obtención de la oxima y el derivado sililado.
III.4 ANÁLISIS CROMATOGRÁFICO CUALITATIVO
La Tabla 12, presenta los tiempos de retención de los derivados sililados en los estándares de los 
hidratos de carbono y de los esteroides, aplicando la metodología desarrollada.
Tabla 12. Tiempos de retención de los derivados sililados formados en los hidratos de carbono 
 y en los esteroides en las condiciones seleccionadas de la reacción 
 
 
 ESTÁNDARES
 
 TIEMPO DE RETENCIÓN 
 (min.)
 Arabinosa 3.8
 Fructosa 6.3
 Glucosa 6.7
 Salicina 15.8
 Sacarosa 16.7
 Pregnenolona 3.35
 Colesterol 4.31
 Hidrocortisona 4.33 
30
Conocer el tiempo de retención de los derivados sililados en los estándares de los hidratos de 
carbono, permitió identificar cada uno de ellos por correlación con los picos cromatográficos en la 
muestra de jugo analizada, posteriormente se realizó su análisis cuantitativo.
III.5 ANÁLISIS CUANTITATIVO DE LOS HIDRATOS DE 
 CARBONO EN EL JUGO DE MARCA COMERCIAL
La determinación cuantitativa se hizo en una muestra de jugo comercial (ver II.4), a continuación se 
reporta el porcentaje de los hidratos de carbono determinados. El análisis se realizó por triplicado.
Tabla 13. Porcentaje de los hidratos de carbono presentes en el jugo comercial
 
REPLICAS(mg/100mg base seca) PROMEDIO 
HIDRATOS DE 
CARBONO
R1 R2 R3 X ± ∂
ARABINOSA 3.28 3.36 3.52 3.36 ± 0.12
FRUCTUOSA 58.4 58.9 59.0 58.76 ±0.32
GLUCOSA 15.3 14.9 15.O 15.06 ± 0.20
SACAROSA 2.08 2.20 2.12 2.13 ± 0.06
R= Réplica
En la Tabla 13, se observa que la Fructosa es el hidrato de carbono predominante en la muestra 
analizada, con un 58%, en segundo término es la Glucosa con un 15%, la Arabinosa y la Sacarosa, 
se encuentran en un menor porcentaje, 3 y 2 % respectivamente.
En el caso de los esteroides, se determinó si logra llevarse a cabo la reacción de interés. Para ello se 
realizó el análisis disolviendo el analito en etanol, se obtuvo el cromatograma y se comparó con el
31
obtenido, al aplicar las condiciones óptimas de reacción de formación de la oxima y del derivado 
sililado en los esteroides,los cuales contienen un grupo –OH en su estructura.
Los cromatogramas obtenidos durante el desarrollo experimental, se presentan a continuación, con 
el análisis correspondiente.
Figura 7. Cromatograma del derivado sililado formado en la mezcla de estándares de los
 hidratos de carbono con NH2OH
.HCl/ Anilina y BSTFA, utilizando energía de
 microondas
 
 
 1,Disolvente;2,Arabinosa;3,Fructosa; 4,Glucosa;5 Salicina(Estándar interno); 
 6, Sacarosa.
La Figura 7, representa el cromatograma de la mezcla de estándares de los hidratos de carbono 
sililados con energía de microondas, en el cual se define claramente cada uno de los analitos, esta 
0 2.5 5 7.5 10 12.5 15 17.5 20
t (min)
S
eñ
al
1
2
5
4
3
6
32
la referencia para determinar los tiempos de retención de cada soluto e identificarlos en la muestra 
de jugo de marca comercial y realizar su análisis cuantitativo.
Figura 8. Cromatograma del derivado sililado formado en la muestra de jugo utilizando 
 NH2OH
.HCL / Anilina y BSTFA, utilizando energía de microondas
 
 
1, Disolvente; 2, Arabinosa; 3, Fructosa ; 4, Glucosa; 5, Salicina(Estándar interno); 
6, Sacarosa
La figura 8, representa el cromatograma de la muestra de jugo comercial, en la que se formó el 
derivado sililado con energía de microondas, ya identificados los picos cromtográficos por 
correlación con los tiempos de retención de los estándares y análisis cuantitativo, se determinó el % 
de cada hidrato de carbono (Tabla 13).
Las condiciones seleccionadas de reacción para formar la oxima y el derivado sililado en los 
hidratos de carbono fueron aplicadas en los esteroides: Pregnenolona, la Hidrocortisona y el 
Colesterol, con la finalidad de conocer si la técnica desarrollada para el análisis de los hidratos de
0 2.5 5 7.5 10 12.5 15 17.5 20
t (min)
Se
ña
l
1
2
3
4 5
6
33
carbono, puede aplicarse a las moléculas mencionadas, las cuales contienen al menos un grupo -OH 
en su estructura, este el sitio de reacción para dar paso a la formación del derivado sililado, por 
sustitución del H, por un grupo de menor polaridad del reactivo sililante (BSTFA).
Los siguientes cromatogramas, representan los resultados obtenidos del análisis de los esteroides, 
disueltos en etanol y formando el derivado sililado.
 III.6 DERIVADOS SILILADOS DE LOS ESTEROIDES
HO
O
H
H
H
Figura 9. Cromatograma de pregnenolona y pregnenolona oxima-sililada con NH2OH
.HCl/ 
 Anilina y BSTFA, utilizando energía de microondas
 
 1, Disolvente; 2, Pregnenolona; 3, Pregnenolona sililada 
0 1 2 3 4 5 6 7 8
t ( mi n)
1 2
3
34
El derivado sililado formado en la Pregnenolona, (Figura 9), muestra una clara resolución y 
respuesta de señal, entre los picos cromatográficos 2 y 3, solo se presentan dos picos que 
corresponden al esteroide disuelto en etanol, que sirvió de referencia al del esteroide sililado este 
último presenta mayor tiempo de retención, la presencia de los picos sin subproductos, establece 
que se lleva acabo la reacción del derivado siliado.
HO
H
H
H
Figura 10. Cromatograma de colesterol y colesterol oxima-sililado con NH2OH
.HCl/
 Anilina y BSTFA utilizando energía de microondas
 1, Disolvente; 2, Colesterol; 3, Colesterol sililado
0 1 2 3 4 5 6 7
t ( min)
2
3
11
35
La Figura 10, representa el derivado sililado del Colesterol, este soluto, tiene una alta 
respuesta en el detector de ionización de flama del Cromatógrafo de Gases (CG), en comparación 
con la señal emitida por el Colesterol disuelto en etanol, la cual es muy pequeña, este último 
sirvió de referencia para determinar la formación del derivado sililado en este esteroide. Los 
tiempos de retención en las condiciones seleccionadas, son muy semejantes, aun cuando no se observa 
una separación de estos solutos con una resolución óptima de 1.5, se observa una mínima diferencia 
entre sus tiempos de elusión que permite identificarlos.
O
O
HO
HO
HO
H
H
H
0
10000
20000
30000
40000
50000
60000
70000
80000
90000
0 1 2 3 4 5 6 7 8
t (min)
Se
ña
l
1 2
3
Figura 11. Cromatograma de hidrocortisona e hidrocortisona oxima-sililada con
 NH2OH
. HCl/ Anilina y BSTFA utilizando energía de microondas 
 
 1, Disolvente; 2, Hidrocortisona; 3, Hidrocortisona sililada
36
En la Figura 11, se representa el cromatograma de la Hidrocortisona, esteroide que en su estructura 
presenta tres grupos -OH, los resultados presentan picos cromatográficos con una gran diferencia de 
respuesta en la señal, entre el esteroide disuelto en etanol y el derivado sililado formado en la 
Hidocortisona, el arreglo espacial de sus grupos -OH, en comparación con el Colesterol y la 
Pregnenolona se encuentran ubicados en un extremo de la molécula, en un anillo cíclico de la 
estructura, por lo que la conformación espacial puede repercutir en la proporción y el rendimiento 
del derivado sililado formado en la Hidrocortisona, donde sus grupos –OH tienen una alta 
interacción química.
Con la técnica de análisis propuesta se puede concluir que es sencilla y se obtiene en forma rápida 
la formación de derivados sililados en aquellos esteroides con un -OH. Sin embargo para esteroides 
que contengan más de un grupo -OH, como es el caso de la Hidrocortisna, o en otros solutos se 
tendrán que optimizar las condiciones de reacción, para su determinación por Cromatografía de 
Gases.
El desarrollo experimental del presente trabajo ofrece resultados satisfactorios en el análisis 
cuantitativo de hidratos de carbono y el cualitivo de los etseroides como la Pregnenolona, y el 
Colesterol, en forma individual o en una mezcla de estos.
Se sugiere continuar con este tema en futuros trabajos, para ampliar el número de analitos 
determinados en forma similar.
37
CONCLUSIONES
 Se forma la oxima y el derivado sililado en los hidratos de carbono utilizando energía de 
microondas.
 Las condiciones de reacción seleccionadas, permitieron disminuir a dos el número de 
subproductos formados en el derivado sililado de la Fructosa, a uno para el caso de la 
Arabinosa y la Salicina, mientras que para la Glucosa y la Sacarosa se eliminaron.
 La técnica desarrollada no requiere de métodos de purificación con disolventes, para la 
recuperación de la oxima y el derivado sililado formado en los hidratos de carbono 
aplicando la energía de microondas, por lo que se analiza directamente el producto de 
interés.
 Se establecen las condiciones óptimas de la reacción de formación del derivado sililado así 
como su análisis cualitativo y cuantitativo por Cromatografía de Gases (CG) de los 
hidratos de carbono en una muestra alimenticia con características semisólidas.
 Utilizando energía de microondas, el tiempo total de las reacciones en los hidratos de 
carbono: la oxima y el derivado sililado es de 10 min. A temperatura ambiente estas 
reacciones requieren de 20 min. para su formación.
 El uso de BSTFA como agente sililante, presenta la ventaja de que no se requieren mezclas 
de reactivos ni el uso de catalizadores para formar el derivado sililado, por lo que se utiliza 
menor cantidad de reactivos.
 La técnica desarrollada para formar los derivados sililados en los hidratos de carbono es 
aplicable a los esteroides: Pregnenolona y Colesterol, con resultados de buena simetría en 
los picos cromatográficos.
8
38
BIBLIOGRAFÍA
[1] Higgins, J. Introduction to Energy Microwave. Chapter 1, Focal Press New York, 
 (1990), 12-19.
[2] Ebbing, D. Química General. Capítulo 7, 5a ed. Mc Graw Hill México, (1997), 273, 
 275.
[3] Benford,J & Sweglwer, J. High Power Microwaves. Chapter 1, Arthec House, (1992),
 52.
[4] Koryu, T. Handbook of Microwave Technology. Chapter 3, Vol 2, Academic Press, New 
 York, (1995), 355-356.
[5] Blackman, L. Methods of Analysis of Carbohydrates. Chem. Soc. Review. 1991, 20, 145.
[6] Fenema, R. Química de los Alimentos. Capítulo 5 y 6, 2ª ed, Pearson. EUA, (1997), 355-356,
 859-860.
[7] Pigman, A. The Carbohydrates, Chemistry, Biochemistry and Phisiology. Chapter IV & X, 
 Academic Press, New York, (1957), 189, 547, 599.
[8] Kennedy, F. Carbohydrate Chemistry. Chapter 1, Clarendon Press Oxford, (1988), 4 - 5. 
[9] Pearson, D. S. Laboratory Techniques in Food Analysis. John Wiley & Sons, New York, 
 (1973), 56.
[10] Katona, Zs., Sass, F. & Molnar, P. Journal of Chromatography A. 1999, 847, 91 - 102.
[11] Rojas, E. E., Alarcón, J. A.L., Elizalde, G. P. & Rojo, C. F. Optimization of carbohydrate 
 silylation for gas chromatography. J. of Chromatography A. 2004, 1027,117-120.
[12]Puciova, S. S. Synthesis of oximes in the microwave oven. Collect. Czech. Chem. Commun. 
 1992, 57, 2407-2411.
[13] Knapp, D. R. Handbook of Analytical Derivatization Reactions. John Wiley and Sons Inc,
 (1979), 2, 8 , 532.
[14] Chakraborty, V. & Bordoloi, M. Deoximation pyridium chlorochromate under microwave
 irradiation. J. Chem. Research. 1999, S, 120 - 121.
[15] Giguere, R.T. & Bray , T. L. Reactions of derivatization. Tethrahedron Letters. 1986, 27, (41), 
 4945 - 4948.
[16] Hajipour, A. R., Shadpour, E. & Imanzadeh, G. A rapid convenient synthesis of oximes in dry 
 media under microwave irradiation. J. Chem. Research. 1999, S, 228-229. 
[17] Hajipour, A.R. & Mohammad, B. I. Synthetic Communication. 1999, 29, (10), 1697-1701.
39
[18] Kamakoshi, R. & Boreddy, S. R. Solventless rapid synthesis oximes, semicarbazones and 
 phenhylhydrazona derivates from carbonyl compounds under microwave conditions. Aust. J. 
 Chem. 2005, 58, 603-606.
[19] Bautista, J. Métodos Analíticos en el Análisis de Esteroides. Tesis de Licenciatura, UNAM, 
 México D.F., (2004), 44-45.
[20] Corsaro,A. & Chiachio, U. Microwave assisted chemistry of carbohydrates. Current Organic 
 Chemistry. 2004, 8, 511 - 538.
[21] Lehninger, A. L. y Nelson, D. L. Principios de Bioquímica. Capítulo 22. 2a ed. Omega,
 Barcelona, (1995), 745-747.
 
[22] Yang, L., Luan, T & Lian, C. Solid – phase microextraction on fiber silylation for 
 simultaneus derivatization of endocrine disrupting chemical and steroids hormones by 
 GC-MS. J. of Chromatography A. 2006, 1104, 23-32.
[23] Zhang, K. & Zuo Y. Solution for simultaneous determination of estrone and 17 
 Ethynilestradiol by GC / MS after derivatization with N, O / Bis ( Trimethylsilyl ) 
 Tryfluoroacetamide. Analytical Chimica Acta. 2005, 534, 190-196.
[24] Shareef, A., Angole, M. J. & Wells, J. D. Optimization of silylation using N- Methyl-N-
 ( Trimethylsilyl), Trifluoroacetamide, N, O-Bis(Trimethylsilyl) and N - Terbutyldimethylsilyl 
 N- Methylbifluoroacetamide for the determination of the estrogens, estrone and 17 -
 Ethinylestradiol by GC/MS. J. of Chromatography A. 2006, 1108, 121-128. 
[25] Chambaz, E.M. & Horning, E.C. Conversion of steroids to trimethylsilyl derivates for GC and 
 analytical studies: reaction of silylating reagents. Analytical Biochemistry. 1969, 30, 7-24.
[26] Braithwaithe, A. & Smith, J. F. Chromatographic Methods. Chapter 1. 4th ed.Champman Hall,
 London, (1985), 3-8.
[27] Snyder, L.R. & Kirkland, J.J. Introduction to modern Liquid Chromatogrphy. Chapter 4.
 2 nd ed. John Wiley & Sons. Inc. U.S.A, (1979), 130,139-140.
40
 CURVAS DE CALIBRACIÓN
ANÁLISIS CUANTITATIVO DE LA ARABINOSA
Concentración 
de Alícuota
(mg/mL)
Área 
de Arabinosa
Área a de 
Salicina
Concentración 
de Salicina (EI)
(mg/mL)
Conc. de Arabinosa/
Conc. de Salicina.
Área de Arabinosa/
Área de Salicina.
1.2 222,721 225,064 4 0.31 1.02
2.5 444,544 227,626 4 0.62 1.93
3.7 667,442 241,928 4 0.93 2.53
5.0 890,884 227,854 4 1.25 3.42
6.2 1,111,884 228,458 4 1.56 4.45
7.5 1,332,884 225,118 4 1.87 5.15
Concentración 
de Alícuota
(mg/mL)
Área 
de Arabinosa
Área de 
Salicina
Concentración 
de Salicina (EI)
(mg/mL)
Conc. de Arabinosa/
Conc. de Salicina.
Área de Arabinosa/
Área de Salicina.
1.2 296,289 226,175 4 0.31 1.31
2.5 410,627 238,737 4 0.62 1.72
3.7 670,131 251,929 4 0.93 2.66
5.0 829,208 238,965 4 1.25 3.47
6.2 1,198,497 239,469 4 1.56 4.80
7.5 1,398,475 236,229 4 1.87 5.92
Concentración 
de Alícuota
(mg/mL)
Área 
de Arabinosa
Área de 
Salicina
Concentración 
de Salicina (EI)
(mg/mL)
Conc. de Arabinosa/
Conc. de Salicina.
Área de Arabinosa/
Área de Salicina.
1.2 258,823 218,284 4 0.31 1.15
2.5 412,003 229,849 4 0.62 1.81
3.7 602,400 262,959 4 0.93 2.49
5.0 799,767 259,971 4 1.25 3.51
6.2 1,044,053 249,687 4 1.56 4.57
7.5 1,274,167 258,370 4 1.87 5.66
Nota: El análisis se realizo por triplicado y método de estándar interno (EI)
41
y = 3.0331x + 0.0034
R2 = 0.9777
y = 2.9192x + 0.0128
R2 = 0.9887
y = 2.6671x + 0.1729
R2 = 0.9963
0
1
2
3
4
5
6
7
0 0.5 1 1.5 2
Conc. arabinosa/Conc. salicina
A
re
a 
ar
ab
in
o
sa
/A
re
a 
sa
li
ci
n
a
Gráfico 3. Curva de calibración de la arabinosa 
42
ANÁLISIS CUANTITATIVO DE LA FRUCTOSA
Concentración 
de Alícuota
(mg/mL)
Área 
de Fructosa
Área de 
Salicina
Concentración 
de Salicina (EI)
(mg/mL)
Conc. de Fructosa/
Conc. de Salicina.
Área de Fructosa/
Área de Salicina.
2.50 586,0380 225,064 4 0.62 2.603
4.00 879,0320 227,626 4 1.00 3.861
6.20 1,171,970 241,928 4 1.55 4.844
8.30 1,464,970 227,854 4 2.07 6.429
10.4 1,757,964 228,458 4 2.60 7.694
12.1 2,050,958 225,118 4 3.00 9.110
Concentración 
de Alícuota
(mg/mL)
Área 
de Fructosa
Área de 
Salicina
Concentración 
de Salicina (EI)
(mg/mL)
Conc. de Fructosa/
Conc. de Salicina.
Área de Fructosa/
Área de Salicina.
2.50 628,7660 226,175 4 0.62 2.786
4.00 869,0020 238,737 4 1.00 3.645
6.20 1,201,701 251,929 4 1.55 4.770
8.30 1,535,831 238,965 4 2.07 6.431
10.4 1,815,175 239,469 4 2.60 7.581
12.1 2,174,251 236,229 4 3.00 9.204
Concentración 
de Alícuota
(mg/mL)
Área 
de Fructosa
Área de 
Salicina
Concentración 
de Salicina(EI)
(mg/mL)
Conc. de Fructosa/
Conc. de Salicina.
Área de Fructosa/
Área de Salicina.
2.50 556,6240 218,284 4 0.62 2.550
4.00 740,1130 229,849 4 1.00 3.225
6.20 1,145,975 262,959 4 1.55 4.358
8.30 1635,217 259,971 4 2.07 6.297
10.4 1,825,211 249,687 4 2.60 7.310
12.1 2,345,999 258,370 4 3.00 9.009
Nota: El análisis se realizo por triplicado y método de estándar interno (EI)
43
y = 2.6552x + 0.9888
R2 = 0.9934
y = 2.7097x + 0.592
R2 = 0.9829
y = 2.7097x + 0.592
R2 = 0.9829
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
0 0.5 1 1.5 2 2.5 3 3.5
Conc.fructosa/Conc. salicina
A
re
a 
fr
u
ct
o
sa
/A
re
a 
sa
li
ci
n
a
Gráfico 4. Curva de calibración de la fructosa
44
ANÁLISIS CUANTITATIVO DE LA GLUCOSA
Concentración 
de Alícuota
(mg/mL)
Área de
de Glucosa
Área de 
Salicina
Concentración 
de Salicina (EI)
(mg/mL)
Conc. de Glucosa/
Conc. de Salicina.
Área de Glucosa/
Área de Salicina.
1.80 201,539 225,064 4 0.55 0.89
7.20 402,922 227,626 4 1.85 1.77
14.9 603,117 241,928 4 3.72 2.49
22.5 806,156 227,854 4 5.62 3.53
29.8 1,007,283 228,458 4 7.47 4.40
37.4 1,208,410 225,118 4 9.36 5.36
Concentración 
de Alícuota
(mg/mL)
Área
de Glucosa
Área de 
Salicina
Concentración 
de Salicina (EI)
(mg/mL)
Conc. de Glucosa/Conc. de Salicina.
Área de Glucosa/
Área de Salicina.
1.80 202,344 226,175 4 0.55 0.98
7.20 415,780 238,737 4 1.85 1.74
14.9 638,226 251,929 4 3.72 2.53
22.5 801,873 238,965 4 5.62 3.35
29.8 987,896 239,469 4 7.47 3.95
37.4 1,350,301 236,229 4 9.36 5.71
Concentración 
de Alícuota
(mg/mL)
Área
de Glucosa
Área de 
Salicina
Concentración 
de Salicina (EI)
(mg/mL)
Conc. de Glucosa/
Conc. de Salicina.
Área de Glucosa/
Área de Salicina.
1.80 199,687 218,284 4 0.55 0.91
7.20 401,502 229,849 4 1.85 1.74
14.9 612,387 262,959 4 3.72 2.32
22.5 798,321 259,971 4 5.62 3.00
29.8 965,446 249,687 4 7.47 3.86
37.4 1,128,630 258,370 4 9.36 4.36
Nota: El análisis se realizo por triplicado y método de estándar interno (EI)
45
y = 0.4991x + 0.6598
R2 = 0.9742
y = 0.3851x + 0.8648
R2 = 0.9904
y = 0.3851x + 0.8648
R2 = 0.9904
0
1
2
3
4
5
6
0 2 4 6 8 10
Conc. de Glucosa/conc. Salicina
A
re
a 
G
lu
co
sa
/ 
A
re
a 
S
al
ic
in
a
Gráfico 5. Curva de calibración de la glucosa
46
 ANÁLISIS CUANTITATIVO DE LA SACAROSA
Concentración 
de Alícuota
(mg/mL)
Área de
Sacarosa
Área de 
Salicina
Concentración 
de Salicina (EI)
(mg/mL)
Conc. de Sacarosa /
Conc. de 
Salicina
Área de Sacarosa /
Área de Salicina.
 6.3 59,361 225,064 4 1.59 0.271
12.3 118,296 227,626 4 3.17 0.514
18.9 177,047 241,928 4 4.78 0.670
25.5 237,444 227,854 4 6.37 0.913
31.8 296,325 228,458 4 7.95 1.186
38.1 355,7109 225,118 4 9.56 1.487
Concentración 
de Alícuota
(mg/mL)
Área de
Sacarosa
Área de 
Salicina
Concentración 
de Salicina (EI)
(mg/mL)
Conc. de Sacarosa /
Conc. de 
Salicina
Área de Sacarosa /
Área de Salicina.
 6.3 47,543 226,175 4 1.59 0.210
12.3 105,398 238,737 4 3.17 0.441
18.9 169,058 251,929 4 4.78 0.671
25.5 236,941 238,965 4 6.37 0.991
31.8 288,145 239,469 4 7.95 1.154
38.1 372,551 236,229 4 9.56 1.577
Concentración 
de Alícuota
(mg/mL)
Área de
Sacarosa
Área de 
Salicina
Concentración 
de Salicina (EI)
(mg/mL)
Conc. de Sacarosa /
Conc. de 
Salicina
Área de Sacarosa /
Área de Salicina.
 6.3 32,178 218,284 4 1.59 0.142
12.3 99,678 229,849 4 3.17 0.437
18.9 148,239 262,959 4 4.78 0.612
25.5 222,846 259,971 4 6.37 0.978
31.8 266,331 249,687 4 7.95 1.165
38.1 359,774 258,370 4 9.56 1.590
Nota: El análisis se realizo por triplicado y método de estándar interno (EI)
47
y = 0.4574x - 0.1196
R2 = 0.9958
y = 0.4069x - 0.2098
R2 = 0.9831
y = 0.4016x - 0.261
R2 = 0.9764
0
0.5
1
1.5
2
2.5
0 1 2 3 4 5
Conc. Sacarosa/Conc. Salicina.
A
re
a 
S
ac
ar
o
sa
/A
re
a 
sa
li
ci
n
a
Gráfico 6. Curva de calibración de la sacarosa
48
GLOSARIO
DMF Dimetilformilamida
K2CO3 Carbontato de Potasio
NH2OH
.HCl Clorhidrato de Hidroxilamina
KF Fluoruro de potasio 
HMDS Hexametildisilazano
NaOH Hidróxido de Sodio
BSTFA N-O-Bis(Trimetilsililtrifluoroacetamida)
TMSI N-Trimetilsililimidazol
Al2O3 Óxido de Aluminio
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