6to teo PROTEINAS 2

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Todas las proteínas tienen un ciclo que comienza con su síntesis o traducción → luego 
sigue el plegamiento de la proteína a su conformación nativa, LO CUAL LE OTORGARÁ SU 
FUNCIÓN → seguido de modificaciones que ocurren durante (modificaciones co-
traduccionales) y luego de la traducción (post-traduccionales). La proteína plegada 
cumple su función durante un cierto tiempo, de acuerdo al tipo de proteína que sea → y 
finalmente será degradada. 
Síntesis (traducción) → plegamiento y modificaciones co y post traduccionales → 
degradación (proteínas viejas, mal plegadas o innecesarias). 
Existen dos mecanismos generales para la degradación de las proteínas: 
 DEGRADACIÓN POR LA VÍA LISOSOMAL 
 DEGRADACIÓN POR VÍA PROTEASOMAL → ocurre en la mayor parte de las proteínas. 
 
 
La degradación vía los proteasomas celulares es la más ocurrente para la mayor parte de 
las proteínas de la célula; DEGRADA PROTEÍNAS VIEJAS O NO FUNCIONALES; ADEMÁS 
DEGRADACIÓN POR ESTA VÍA PUEDE INFLUENCIAR DIFERENTES FUNCIONES DE LA CÉLULA → como la 
regulación del ciclo celular, la transcripción, la reparación del ADN, la apopstosis, etc. 
ESTRUCTURA DE LOS PROTEASOMAS → consta de una estructura central en 
forma de cilindro, denominada NÚCLEO; y dos estructuras en los 
extremos denominados CASQUETES. 
EL NÚCLEO EN SU INTERIOR POSEE 3 SITIOS CATALÍTICOS → SITIOS DONDE LAS 
PROTEÍNAS SE DEGRADAN. El núcleo está formado por DOS ANILLOS 
EXTERIORES que a su vez están constituidos por 7 SUBUNIDADES ALFA; y DOS 
ANILLOS INTERNOS constituidos por 7 SUBUNIDADES BETA. 
Los CASQUETES están formados por varias subunidades Y TIENEN FUNCIONES REGULADORAS 
SOBRE LA ACTIVIDAD CATALÍTICA DEL NÚCLEO; Y TAMBIÉN TIENEN FUNCIÓN ATPASA → o sea, 
mediante la degradación de ATP aportan energía para el desplegado de las proteínas 
que ingresarán al núcleo para ser degradadas. 
¿CÓMO DISTINGUE EL PROTEASOMA QUE PROTEÍNAS DEBERÁN SER DEGRADADAS POR ESTA VÍA? LAS 
PROTEÍNAS QUE SE DEGRADARÁN POR ESTA VÍA SON MARCADAS EN LA CÉLULA MEDIANTE LA 
ADICIÓN COVALENTE DE MOLÉCULAS DENOMINADAS UBIQUITINAS → la ubiquitina es un pequeño 
péptido que se une de manera covalente a un residuo de lisina de la proteína diana → es 
decir, de la proteína que será degradada en los proteasomas. 
Proteínas II 
6° T E O R I C O 
Degradación proteasomal 
PROCESO DE POLIUBIQUITINIZACIÓN → adición de varias moléculas de ubiquitina de manera 
lineal. Este proceso se produce en 3 pasos y está mediado por 3 enzimas diferentes: 
 PASO DE ACTIVACIÓN → interviene la enzima 
E1 (ENZIMA ACTIVADORA DE UBIQUITINA) → 
une una molécula de ubiquitina a sí misma 
con gasto de un ATP. 
 
 PASO DE TRANSFERENCIA → se transfiere la 
ubiquitina desde la enzima E1 a una 
enzima E2 (ENZIMA CONJURADORA DE 
UBIQUITINA). 
 
 PASO DE TRANSFERENCIA DE UB A LA PROTEÍNA 
DIANA → se transfiere a la ubiquitina desde 
la E2 a una E3 (LIGASA DE UBIQUITINA) → y 
luego la enzima E3 la transfiere a la 
proteína diana. La ubiquitina se une a la 
proteína diana mediante un ENLACE AMIDA 
entre el carboxilo terminal de la ubiquitina 
a el grupo amino de un residuo de lisina de 
la proteína diana → este enlace se 
denomina ENLACE ISOPEPTÍDICO. 
Los pasos 1,2 y 3 → ocurren n veces. 
UNA VEZ QUE SE ADICIONARON AL MENOS 4 RESIDUOS DE UBIQUITINA → EL CASQUETE DEL 
PROTEASOMA RECONOCE A LA PROTEÍNA UBIQUITINIZADA → LA PROTEÍNA SE UNE AL CASQUETE Y 
COMIENZA SU INGRESO AL INTERIOR DEL PROTEASOMA. 
ANTES DE INGRESAR AL PROTEASOMA → hay asociadas unas enzimas denominadas 
DESUBIQUITINASAS → remueven los residuos de ubiquitina → quedan libres y pueden ser 
reutilizados. De esta manera → LA PROTEÍNA PUEDE INGRESAR AL PROTEASOMA → DONDE SERÁ 
ESCINDIDA EN EL SITIO ACTIVO DEL NÚCLEO PARA LUEGO SALIR POR EL OTRO EXTREMO → LOS 
PÉPTIDOS RESULTANTES SERÁN DEGRADADOS A AMINOÁCIDOS EN EL CITOSOL. 
LA DEGRADACIÓN PROTEASOMAL POSEE ALTA ESPECIFICIDAD → existen diferentes ligasas de 
ubiquitina (E3) que reconocen diferentes proteínas poliubiquitinizadas. 
 
 
Existen 3 niveles de regulación de la función de las proteínas: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Es un mecanismo de regulación de la actividad de las proteínas → es CUALQUIER 
MODIFICACIÓN QUE OCURRE EN LA ESTRUCTURA TERCIARIA O CUATERNARIO (O EN AMBAS) de una 
proteína → INDUCIDA POR LA UNIÓN NO COVALENTE DE UN LIGANDO (ACTIVADOR O INHIBIDOR) 
QUE ALTERA LA ACTIVIDAD DE LA PROTEÍNA O SU AFINIDAD POR OTROS LIGANDOS. 
Cuando un ligando A se une a un sitio A de una proteína → altera su conformación → ese 
cambio en la conformación se trasmite a otro sitio de la proteína que también se 
Regulación de las proteínas 
Cambios en la cantidad 
de una proteína 
Cambios en la 
actividad proteica 
proteína 
Cambios en la 
localización proteica 
proteína 
Se refiere a las modificaciones 
que tienen que ver con los 
procesos de síntesis y 
degradación → cuál de ellos 
predomina por sobre el otro → 
de acuerdo a ello habrá más o 
menos cantidad de una 
proteína. SE HABLA ENOTNCES DE 
REGULACIÓN DE LA EXPRESIÓN DE 
LA PROTEÍNA → QUE CANTIDAD DE 
ELLA SE EXPRESA. 
Se refiere a la modulación 
alostérica de la proteína o 
modificaciones químicas que 
puede sufrir la proteína → 
ambos procesos afectarán su 
actividad → PROTEÍNA TENDRÁ 
MÁS O MENOS ACTIVIDAD. 
La proteína se traslocará desde 
un compartimiento a otro. 
Generalmente, los cambios en 
la localización proteica están 
asociados con cambios en la 
actividad. 
Muchos transportadores (celestes) que 
normalmente actúan en la membrana 
plasmática → no se encuentran en su 
totalidad localizados en ese sitio → sino que, 
cuando no es necesaria su utilidad → están 
almacenados en vesículas intracelulares. 
CÉLULA NO ESTIMULADA → pocas moléculas de 
trasportadoras de glucosa en la membrana 
plasmática → célula tiene baja capacidad de 
transportar glucosa hacia el interior. 
CÉLULA ESTIMULADA → la célula tiene receptores para 
determinados estímulos → cuando aumentan los 
niveles de insulina circulantes → se unen al receptor 
→ se dispara una señal dentro de la célula que hace 
que las vesículas transloquen hacia la membrana → 
los trasportadores de glucosa estarán presentes en la 
membrana plasmática. CÉLULA TENDRÁ ALTA 
CAPACIDAD DE TRANSPORTAR GLUCOSA HACIA SU 
INTERIOR. 
Alosterismo 
modificará → al modificarse este sitio B → se modifica la afinidad de unión por otro ligando 
(que puede ser del mismo tipo o de otro diferente). 
Cooperatividad positiva 
Un caso típico de alosterismo está dado por LA UNIÓN 
SECUENCIAL DEL OXÍGENO A LA HEMOGLOBINA. La hemoglobina 
es una proteína de 4 subunidades (tetramérica) → cada 
una de ellas tiene un grupo hemo (rojo) → grupo químico 
que tiene capacidad de unir una molécula de oxígeno → 
CADA SUBUNIDAD DE LA HEMOGLOBINA TIENE CAPACIDAD DE 
UNIR A UNA MOLÉCULA DE OXÍGENO. 
Cuando una molécula de oxígeno se une a su sitio en el 
hemo, en una de las subunidades de hemoglobina → SE 
PRODUCE UN CAMBIO CONFORMACIONAL → QUE HACE QUE LA 
UNIÓN DE LA SIGUIENTE MOLÉCULA DE HEMOGLOBINA AL OTRO 
SITIO SEA MÁS EFICIENTE → o sea, que tenga mayor afinidad por ese sitio. Y a su vez → la 
unión de esta molécula de hemoglobina, aumenta la afinidad de la hemoglobina por el 
otro sitio → y así sucesivamente. 
SI SE MIDIERA EL PORCENRAJE DE SATURACIÓN DE LA HEMOGLOBINA (PORCENTAJE DE OCUPACIÓN 
DE LOS SITIOS) EN FUNCIÓN DE LA CONCENTRACIÓN DE OXÍGENO → se obtendría una curva de 
tipo sigmoideal → REPRESENTA QUE A BAJAS PRESIONES PARCIALES DE OXÍGENO, UN PEQUEÑO 
AUMENTO EN LA PRESIÓN DE OXIGENO CAUSA UN GRAN AUMENTO DEL PORCENTAJE DE SATURACIÓN 
DE HEMOGLOBINA → se debe a que al UNIRSE UNA MOLÉCULA DE OXÍGENO, AUMENTA LA 
AFINIDAD POR LA SIGUIENTE. 
Este tipo de alosterismo se denomina COOPERATIVIDAD → ya que una molécula de oxígeno 
causa un aumento de la afinidad por otra molécula del mismo tipo en otro sitio. En estecaso se trata de una COOPERATIVIDAD POSITIVA ya que la afinidad aumenta. 
Este mecanismo de regulación permite a proteínas con múltiples subunidades responder 
con mayor eficiencia a pequeños cambios en la concentración del ligando. 
Cooperatividad negativa 
Existe una REGULACIÓN NEGATIVA → por medio de la cual se disminuye o inhibe la actividad 
de una proteína. 
Un ejemplo es la RETROALIMENTACIÓN O FEEDBACK NEGATIVO → este tipo 
de regulación negativa ocurre en las vías metabólicas complejas de la 
célula. ESQUEMA → dos vías metabólicas se cruzan (una verde y una 
amarilla) → en la amarilla hay acción de 3 enzimas, cada una de las 
cuales genera un producto diferente (x, z e y) → el producto final de la 
vía (Z) puede actuar como ligando alostérico de la primera 
enzima de la vía, inhibiéndola → de manera que, cuando este 
producto se acumula por encima de cierto valor → inhibe a la 
primera enzima de la vía → DE ESTA MANERA REGULA SU PROPIA 
SÍNTESIS. 
Conjunto de vías metabólicas → cada una con un color diferente. 
Se entrecruzan → generalmente, cuando sucede esto, el 
producto final de cada una de las vías puede interactuar 
inhibiendo a la primera enzima de la vía o alguna enzima que 
actúe en algún punto anterior. 
Activación inducida por ligando 
Hay moléculas que actúan como “INTERRUPTORES” → activan o inhiben a las proteínas en 
determinado momento. EJEMPLOS: 
 INTERRUPTOR Ca2+/CALMODULINA → la calmodulina es 
una proteína con 4 motivos hélice-bucle-hélice (o 
mano EF). Calmodulina en conformación inactiva 
(sin calcio) y calmodulina en conformación activa 
(unida a calcio). Normalmente, la concentración de 
calcio en el citosol es baja → solo aumenta cuando 
se produce un estímulo en la célula. 
Cuando se produce un estímulo en la célula y se 
disparan determinadas vías de señalización → 
aumenta la concentración de calcio → el calcio se 
une a los motivos hélice-bucle-hélice de la 
calmodulina → y le CAMBIA DRÁSTICAMENTE LA 
CONFORMACIÓN → de una conformación abierta a 
una más cerrada. 
La calmodulina → cuando cambia su conformación → envuelve a determinadas 
proteínas diana → modificando su actividad. 
 
 INTERRUPTOR GTP/GTPasas → las GTPasas tienen dos conformaciones → unida al GTP 
están activas o “encendidas”; y cuando se encuentran unidas a GDP están inactivas o 
“apagadas”. 
PASAN DE ACTIVAS A INACTIVAS POR 
HIDRÓLISIS DEL GTP → esto puede ocurrir 
espontáneamente o catalizado por una 
proteína aceleradora de la GTPasa (GAP) 
→ o sea que la proteína GAP actúa como 
proteína inactivadora ya que promueve 
la hidrolisis del GTP a GDP. 
PASAN DE INACTIVAS A ACTIVAS MEDIANTE INTERCAMBIO DE GDP POR GPT → SALE GDP DEL 
SITIO E INGRESA GTP → esto puede ocurrir espontáneamente o catalizado por una 
proteína activadora (GEF: factor de intercambio de nucleótidos de guanina) → la GEF 
promueve el intercambio de GDP a GTP → haciendo que la GTPasa se active. 
CUANDO LA GTPASA SE ACTIVA → puede unirse a otras proteínas para cambiarles la 
conformación y modificar así, su actividad. 
Las GTPasas se pueden clasificar en dos grupos: 
 GTPASAS MONOMÉRICAS → el ejemplo más característico es la proteína RAS → es una 
proteína que interviene en vías de señalización. 
 GTPASAS TRIMÉRICAS → están formadas por 3 subunidades → algunos ejemplos son: 
o Ran → transporte nuclear → proteínas hacia el núcleo. 
o Rab → tránsito vesicular. 
o Arf → tránsito vesicular. 
o Rho → polimerización de actina. 
 
 
Existen otro tipo de modificaciones que son QUÍMICAS 
COVALENTES Y REVERSIBLES → éstas se denominan 
MODIFICACIONES POSTRADUCCIONALES → se producen 
una vez que la proteína finalizó su síntesis. 
Estas modificaciones químicas no ocurren en cualquier 
sitio de la proteína → SINO QUE OCURREN EN RESIDUOS DE 
AMINOÁCIDOS ESPECÍFICOS. Por ejemplo → la 
foforilación ocurre en un residuo de serina, tirosina o 
treonina. 
CADA UNA DE ESTAS MODIFICACIONES QUÍMICAS TIENE IMPORTANCIA EN DETERMINADOS PROCESOS 
CELULARES. 
Regulación inducida por fosforilación/defosforilación 
Es una de las modificaciones más importantes de las proteínas → es una MODIFICACIÓN 
COVALENTE REVERSIBLE → luego podría producirse la 
defosforilación de la proteína. 
Las proteínas diana que son fosforiladas → tienen 
que poseer un residuo serina, treonina o tirosina → 
en los cuales pueda ocurrir la fosforilación (adición 
de grupo fosfato). El grupo fosfato posee carga, 
con lo cual → cuando se adiciona 
Modificaciones postraduccionales 
covalentemente a una proteína → modifica su conformación → lo cual modifica su 
actividad. 
SI LA PROTEÍNA DIANA SIN FOSFORILAR ESTABA INACTIVA → cuando se fosforila → cambia su 
actividad y se activa. La enzima que fosforila a las proteínas en residuos serina, treonina o 
tirosina → se denomina PROTEÍNA CINASA O QUINASA. La proteína quinasa introduce un 
grupo fosfato en la proteína diana utilizando una molécula de ATP y liberando ADP. 
LA FOSFORILACIÓN PUEDE REVERTIRSE → mediante la acción de la ENZIMA FOSFATASA → 
hidroliza el grupo fosfato de la proteína diana → liberando fosforo inorgánico y utilizando 
agua en el mecanismo de hidrólisis → dando nuevamente a la proteína en su 
conformación original. 
Por acción de la fosforilación la proteína se activa y por 
acción de la defosforilación se inactiva. Sin embargo → 
también puede ocurrir de manera contraria → a algunas 
proteínas, la fosforilación puede inactivarlas, y la 
defosforilación puede activarlas. 
En ambos casos → la introducción del grupo fosfato 
cambia la conformación de la proteína, y por ende, su 
actividad. 
Consecuencias funcionales de la fosforilación 
 La fosforilación y defosforilación es importante ya que puede activar o inactivar 
proteínas como enzimas. 
 
 En algunos casos → la fosforilación, al cambiar la conformación de la proteína, puede 
desenmascarar secuencias señal que estaban dentro de la proteína. 
 
 Reclutamiento de otras proteínas → una proteína 
defosforilada, cuando se fosforila → cambia su 
estructura → lo que puede llevar a que ahora sea 
reconocida por otra proteína y que se una a ella → lo cual traería consecuencias 
funcionales para la célula. 
 
Regulación inducida por ubiquitinización/ 
desubiquitinización 
Es otra modificación covalente reversible que 
modula la actividad de las proteínas. La 
ubiquitinización es la ADICIÓN COVALENTE DE UNA 
MOLÉCULA DE UBIQUITINA; la ubiquitina es un 
polipéptido que tiene 76 aminoácidos → se 
unirá covalentemente a una proteína para 
modificar o regular su actividad. La ubiquitina 
tiene muchos RESIDUOS DE LISINA EN DISTINTAS 
POSICIONES → éstos residuos son muy 
importantes ya que cada uno de ellos está 
implicado en una función celular diferente → EL 
RESIDUO 48 ES EL QUE ESTÁ IMPLICADO EN LA UNIÓN A LAS PROTEÍNAS QUE DEBEN SER DEGRADADAS 
POR LOS PROTEASOMAS. 
Siempre → la primera molécula de ubiquitina que se une a la proteína diana lo hace a 
través de su extremo carboxilo terminal → y a través de éste se une covalentemente a un 
residuo de lisina de la proteína diana. 
 
Esta modificación química en las proteínas ocurre por la acción de 3 enzimas: 
 ENZIMA E1 → activadora de ubiquitina. 
 ENZIMA E2 → enzima conjuradora de ubiquitina. 
 ENZIMA E3 → enzima ligasa de ubiquitina → es la que otorga especificidad a la 
reacción ya que determina cual es la proteína diana o sustrato que será 
ubiquitinizada. 
ESTA REACCIÓN ES REVERSIBLE → puede ocurrir la desubiquitinización. El agregado de la 
ubiquitina está catalizado por la acción secuencial de las 3 enzimas → PERO LA UBIQUITINA 
PUEDE SER RETIRADA POR ACCIÓN DE LA ENZIMA DEUBIQUITINASA. 
Sustrato es ubiquitinizado en un residuo de lisina específico → la proteína sustrato 
ubiquitinizada cambia su conformación → puede ser reconocida por otras proteínas que 
tengan DOMINIOS DE UNIÓN A UBIQUITINA (o sea, que reconocen los residuos de ubiquitina) 
→ Y LAUNIÓN DE LA PROTEÍNA CON DOMINIO DE UNIÓN A UBIQUITINA PRODUCE UN IMPACTO EN 
ALGUNA FUNCIÓN CELULAR. 
La reacción de ubiquitinización puede 
realizarse de diferentes maneras. 
 
Aminoácido lisina se 
representa con la letra K. 
La proteína sustrato puede ser 
MONOUBIQUITINIZADA → solo puede 
modificarse por el agregado de una 
única molécula de ubiquitina unida 
covalentemente a una lisina 
específica. 
La proteína sustrato puede ser MULTI-MONOUBIQUITINIZADA → se le pueden unir varias 
moléculas de ubiquitina pero cada una a un residuo de lisina diferente. 
POLIUBIQUITINIZACIÓN → a la proteína sustrato se le pueden unir covalentemente varias 
moléculas de ubiquitina a un mismo residuo de lisina. ESTE ES EL CASO ESPECÍFICO DE LA 
DEGRADACIÓN DE PROTEÍNAS EN LOS PROTEASOMAS. 
LA UBIQUITINIZACIÓN SIEMPRE OCURRE EN RESIDUOS DE LISINA. 
Modificaciones múltiples 
HAY PROTEÍNAS QUE NO SUFREN UNA SOLA MODIFICACIÓN SINO QUE SUFREN MÚLTIPLES 
MODIFICACIONES EN MÚLTIPLES SITIOS → por ejemplo, la proteína p53 (factor de trascripción) 
→ puede sufrir múltiples modificaciones como fosforilaciones, acetilaciones, 
ubiquitinizaciones, etc. Otro ejemplo son las HISTONAS → puede ser modificada en múltiples 
sitios, y a su vez, cada una de esas modificaciones puede influir en modificaciones de sitios 
vecinos. 
ENTONCES → se genera, por las múltiples modificaciones en una proteína, lo que se conoce 
como CÓDIGO REGULADOR DE PROTEÍNAS → ES EL CONJUNTO DE LAS MODIFICACIONES 
COVALENTES QUE CONTIENE UNA PROTEÍNA EN UN MOMENTO DADO. De este conjunto de 
modificaciones DEPENDERÁ LA ACTIVIDAD FUNCIONAL DE LA PROTEÍNA. 
Mecanismos irreversibles para la regulación de 
la actividad 
 RUPTURA PROTEOLÍTICA → ruptura de enlaces peptídicos → conversión irreversible de 
prohormonas y cimógenos inactivos en hormonas o enzimas activas. PROHORMONA → 
PRECURSOR QUE POR RUPTURA PROTEOLÍTICA DARÁ LUGAR A LA HORMONA ACTIVA; CIMÓGENO 
→ PROENZIMA QUE DARÁ LUGAR, POR RUPTURA PROTEOLÍTICA, A LA ENZIMA ACTIVA. 
o EJEMPLO → la insulina se genera a partir de una prohormona que es la proinsulina → 
se generan dos cortes proteolíticos generándose la insulina activa. 
o TRIPSONÓGENO → es la proenzima, que por ruptura proteolítica da lugar a la enzima 
activa → tripsina. 
 
 AUTOCORTE Y EMPALME DE PROTEÍNAS → es un mecanismo poco común → en general 
ocurre en bacterias, en algunos eucariones. Una proteína se corta en dos sitios → se 
pierde el segmento intermedio y se empalman los dos segmentos laterales. Es un 
proceso autocatalítico → mediado por la misma proteína. 
 
 AUTOCORTE SIN EMPALME → es un proceso autocatalítico 
 
 
Los anteriores 
eran reversibles 
 
 
Los mecanismos de control de orden superior están relacionados con el control de la 
distribución de las proteínas a los orgánulos o compartamentalización → 
DIRECCIONAMIENTO DE LAS PROTEÍNAS A LOS ORGÁNULOS. 
 Estos mecanismos aseguran un mejor control de la entrega de sustratos y de la salida 
de productos. 
 Permite que se puedan producir, al mismo tiempo, reacciones incompatibles entre sí 
en distintas partes de la célula. 
 
 
Se pueden estudiar múltiples aspectos de las proteínas → tales como su secuencia, su 
localización, su función, su estructura tridimensional y su masa o peso molecular. 
En general, cuando se tiene una muestra biológica compleja → el estudio de las proteínas 
comienza MIDIENDO LA CONCENTRACIÓN TOTAL DE PROTEÍNAS DE LA MUESTRA → esto podría 
hacerse mediante MÉTODOS CALORIMÉTRICOS. 
Para estudiar la localización de una proteína → hay diferentes métodos → los más 
adecuados son las TÉCNICAS DE MICROSCOPIA o una TÉCNICA DE CENTRIFUGACIÓN 
DIFERENCIAL. 
En general, para conocer los otros aspectos de una proteína particular → se debe AISLAR A 
ESA PROTEÍNA Y PURIFICARLA. 
Purificación de proteínas 
Para purificar una proteína o para aislarla de su medio específico → se deben tener en 
cuenta la densidad, el tamaño, la carga, la solubilidad y la afinidad de unión a diferentes 
ligandos de la proteína. 
Centrifugación 
Es uno de los principales métodos que se utilizan para comenzar a aislar proteínas dentro 
de una muestra biológica. 
Este proceso se basa en que las partículas que se encuentran en suspensión (células, 
organelas o moléculas) con masas y densidades diferentes → sedimentaran a velocidades 
diferentes → las más pesadas sedimentan primero y luego lo hacen las más livianas. La 
centrifugación puede utilizarse como: 
Mecanismos de regulación 
De orden superior 
Métodos de estudio de proteínas 
 COMO TÉCNICA PREPARATIVA → para separar un material del resto → por ejemplo, 
separar algo soluble de lo insoluble. 
 COMO TÉCNICA ANALÍTICA → para medir propiedades físicas de moléculas en la 
muestra → tales como el PM, la densidad, la forma, constantes de disociación, etc. 
CONSTANTE DE SEDIMENTACIÓN (S) → la constante de sedimentación de una proteína es una 
medida de la velocidad de sedimentación. (s) → svedbergs; 1 s = 10-13 segundos. 
A mayor constante de sedimentación → mayor tamaño de la proteína. 
Generalmente, el tipo de centrifugación que se utiliza en 
primera instancia para separar proteínas de una muestra 
biológica → es la CENTRIFUGACIÓN DIFERENCIAL. La 
muestra que está compuesta por diferentes tipos de 
partículas → se centrifuga a una determinada velocidad 
por un cierto tiempo → al final de la centrifugación, 
algunas de las partículas de la muestra se depositarán 
en el fondo del tubo SEGÚN SU MASA (parámetro que 
permite separar diferentes partículas) → PRIMERO 
SEDIMENTARÁN AQUELLAS PARTÍCULAS MÁS PESADAS, 
QUEDANDO EN EL PELLET O SEDIMENTO; Y LAS MÁS LIVIANAS 
QUEDARÁN EN EL SOBRENADANTE → éste puede seguir 
centrifugándose a mayor velocidad y mayor tiempo 
para ir separándose. 
 
 
Otro tipo de centrifugación es la CENTRIFUGACIÓN ZONAL 
POR VELOCIDAD → se trabaja con un gradiente de un 
solvente (por ejemplo sacarosa) → en el tubo donde se 
colocará la muestra a centrifugar se forma un gradiente 
que tiene mayor densidad en la parte inferior del tubo 
→ densidad va disminuyendo gradualmente hacia la 
superficie del tubo. Se somete a centrifugación en un 
rotor que mantiene el tubo de manera horizontal → las 
partículas se depositan DE ACUERDO CON SU MASA Y SU 
FORMA → cuando se detiene la centrifugación → las 
fracciones se separan en bandas → se separa las 
fracciones en diferentes tubos. A DIFERENCIA DE LA 
CENTRIFUGACIÓN EN GRADIENTE EN EQUILIBRIO, QUE ES LA 
USADA PARA SEPARAR LAS DIFERENTES ORGANELAS SEGÚN SU 
DENSIDAD → si no se controlan bien el tiempo y la velocidad de centrifugación → las 
partículas tienden a sedimentar → a diferencia de lo que ocurre en la centrifugación en 
gradiente en equilibrio, en el cual quedan suspendidas en una zona donde su densidad 
iguala la densidad del gradiente. 
Electroforesis en gel de poliacrilamida con SDS 
Es otra técnica de separación de proteínas en una muestra → PERMITE SEPARAR A LAS 
PROTEÍNAS SEGÚN SU TAMAÑO, SU PESO MOLECULAR O SU MASA. Se lleva a cabo en varios 
pasos: 
1. CUANTIFICACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN DE PROTEÍNAS → SE HACE MEDIANTE UN MÉTODO 
CALORIMÉTRICO. Este paso permite saber qué cantidad de proteínas posee la muestra 
→ lo cual permitirá obtener conclusiones válidas una vez terminado el proceso. 
 
2. PREPARACIÓN DE LA MUESTRA → involucra la adición de determinados reactivos. Se parte 
de una muestra que puede ser, por ejemplo, un homogenado de tejido → en el cual 
hay muchas proteínas diferentes. Se prepara la muestra en un tubo adicionandole 
cierta proporción de un buffer que contiene los siguientes reactivos: 
o SDS → es un detergente aniónico → rompe las interacciones no covalentes, 
disociando así a las proteínas multiméricas (aquellas formadas por más de una 
subunidad). Además → desnaturaliza todas las cadenas polipeptídicas y recubre de 
cargas negativas a las cadenas polipeptídicas. 
 
o Β-MERCAPTOETANOL→ es una sustancia reductora que rompe uniones puente 
disulfuro (uniones covalentes formadas entre dos residuos de cisteína). 
 
o AZUL DE BROMOFENOL → es un colorante que permite visualizar el frente de corrida. 
 
o GLICEROL → aumenta la densidad de la muestra a observar. 
 
o CALENTAMIENTO A 100°C → la muestra se calienta a ebullición → completa la 
desnaturalización de las proteínas. 
 
3. SIEMBRA DE LA MUESTRA → se realiza en un gel que se 
coloca de manera vertical dentro de una cuba → el gel 
se prepara con una sustancia llamada POLIACRILAMIDA → 
de acuerdo al porcentaje de poliacrilamida que tenga 
el gel → será mayor o menor el tamaño de poro del gel. 
LA MUESTRA SE SIEMBRA CON UNA PIPETA AUTOMÁTICA EN 
POCILLOS QUE QUEDAN FORMADOS EN EL GEL → LA MUESTRA 
QUE SE SIEMBRA ES AZUL DEBIDO AL AZUL DE BROMOFENOL CON 
EL CUAL SE LA PREPARÓ. 
LUEGO → la cuba se conecta a corriente eléctrica y se llena con un buffer 
llamado BUFFER DE CORRIDA. El sitio donde se siembran las muestras 
corresponde al cátodo → las muestras irán migrando a través del gel hacia 
el ánodo (polo positivo) → ya que las proteínas están recubiertas de 
cargas negativas gracias al SDS adicionado → con lo cual tienden a migrar al polo 
positivo. 
4. CORRIDA ELECTROFORÉTICA Una vez que comienza la corrida 
electroforética → comienzan a separarse las proteínas de 
los otros componentes de la muestra → las proteínas se 
separan según su peso molecular → aquellas que tienen 
menor peso molecular migrarán más rápidamente, llegará 
más lejos en la corrida. CUANDO SE TERMINA DE REALIZAR LA 
CORRIDA ELECTROFORÉTICA → lo único 
que se ven teñido es el frente de 
corrida (línea azul inferior) → las 
distintas proteínas no se ven teñidas (en esquema se colorean 
para poder visualizarlas → pero el gel es transparente). Si se desea 
visualizar las bandas de las distintas proteínas de la muestra → se 
debe teñir el gel con un colorante adecuado para proteínas. 
 
EN GENERAL → en la primera calle de la corrida (columna más a la izquierda) se 
siembra un ESTÁNDAR DE PESO MOLECULAR → éste consiste en una mezcla de diferentes 
proteínas de diferentes pesos moleculares (que generalmente sí están teñidas) → al 
finalizar la corrida se observan bandas separadas de las diferentes proteínas → de las 
cuales, se conoce el peso molecular. LUEGO EN LAS OTRAS CALLES SE SIEMBRAN LAS 
MUESTRAS QUE SE DESEA CORRER → SE OBTIENE UN PATRÓN DE BANDAS CARACTERÍSTICO PARA 
CADA UNA DE LAS MUESTRAS. AL PATRON DE BANDAS DE CADA MUESTRA SE LO CONOCE COMO 
→ PERFIL PROTEICO → ES LO QUE PERMITE VISUALIZAR LA ELECTROFORESIS EN GEL DE 
POLIACRILAMIDA UNA VEZ REALIZADA Y UNA VEZ TEÑIDO EL GEL. La intensidad de cada 
banda depende de la concentración de proteínas → A MAYOR INTENSIDAD DE UNA 
BANDA SIGNIFICA QUE ESA BANDA TIENE MAYOR CONCENTRACIÓN DE PROTEÍNAS → una 
banda puede estar formada por más de una proteína que tengan pesos moleculares 
similares. 
Western blotting o inmunoblotting 
CUANDO FINALIZA LA ELECTROFORESIS EN GEL DE POLIACRILAMIDA → se tiene una serie de 
bandas de proteínas de la muestra → lo que obtenemos es el PERFIL PROTEICO → NO ES 
POSIBLE IDENTIFICAR PROTEÍNAS EN LAS BANDAS SOLAMENTE CON HACER LA ELECTROFORESIS → 
para poder identificar proteínas específicas en la muestra → se debe hacer otra técnica 
luego de la electroforesis → WESTERN BLOTTING O INMUNOBLOTTING → AL SER UNA TÉCNICA QUE 
DETECTA PROTEÍNAS ESPECÍFICAS → SE VALE DEL USO DE ANTICUERPOS ESPECÍFICOS DIRIGIDOS 
CONTRA LA PROTEÍNA DE INTERÉS. 
ESTA TÉCNICA NO PUEDE REALIZARSE EN EL GEL → se deben transferir 
las bandas de proteínas que se separaron a un soporte 
llamado MEMBRANA. 
 
LUEGO → la membrana puede ser incubada con los 
anticuerpos específicos → ANTICUERPO PRIMARIO. Por ejemplo 
→ si se desea saber si la enzima catalasa está presente en la 
muestra → se utiliza un anticuerpo primario dirigido contra 
catalasa. Se incuba cierto tiempo → luego se lava el exceso 
de anticuerpo que no se unió específicamente con un buffer. 
LUEGO SE INCUBA CON UN SEGUNDO ANTICUERPO → anticuerpo 
secundario dirigido contra el anticuerpo primario → el 
anticuerpo secundario se une al complejo que se formó en la 
primera incubación entre el anticuerpo 
primario y la proteína de interés. EL 
ANTICUERPO SECUNDARIO ESTÁ MARCADO → TIENE UNIDO UNA ENZIMA 
REPORTERA → luego de incubar con el anticuerpo secundario, se 
incuba con una solución que tiene un sustrato utilizado por la enzima 
reportera → CUANDO SE PRODUCE LA REACCIÓN ENTRE LA ENZIMA Y EL 
SUSTRATO SE PRODUCE UNA REACCIÓN DE COLOR → AL FINAL DEL 
PROCEDIMIENTO SE OBTIENE UNA BANDA COLOREADA → esto permite 
visualizar una banda determinada. 
Membrana en la cual se realizó un western blotting para detectar 
una proteína específica → en la primera calle se observan los 
estándares de pesos moleculares (recordar → estos se veían en gel y 
se “calcan” en la membrana, ya que esta técnica no puede 
realizarse en gel). Luego se tiene la banda de interés que 
corresponde a la muestra. 
Esta metodología tiene una alta resolución, una alta especificidad (debido al uso de 
anticuerpos) y una alta sensibilidad → permite visualizar proteínas que están en baja 
proporción. 
Electroforesis bidimensional en gel 
Aquellas proteínas que tengan pesos moleculares muy parecidos no podrán ser separas o 
resueltas con una electroforesis en gel de poliacrilamida → ya que esta separa proteínas 
en base a los pesos moleculares → en estos casos, se utiliza la ELECTROFORESIS 
BIDIMENSIONAL EN GEL → PERMITE SEPARAR PROTEÍNAS CON PESOS MOLECULARES SIMILARES. 
1. la muestra debe ser DESNATURALIZADA CON UREA → rompe las 
interacciones no covalentes. 
 
2. La muestra con proteínas SE SEPARA EN UNA PRIMERA 
DIMENSIÓN SEGÚN SU CARGA → esto se realiza en un gel que 
tiene una forma de tira que posee un gradiente de pH (va 
de pH 4 a pH 10) → se siembra la muestra, se somete a un campo eléctrico, y las 
proteínas MIGRAN SEGÚN SU CARGA → de modo tal que cada proteína que se 
encuentre en una banda corresponderá a el sitio en el cual la proteína está en su 
punto isoeléctrico → es decir, que no tiene carga neta. 
 
3. Una vez terminada la primera separación → se 
hace una SEGUNDA SEPARACIÓN → ahora sí SEGÚN LA 
DIMENSIÓN POR TAMAÑO → se aplica el primer gel de 
manera horizontal al gel de poliacrilamida → cada 
una de las bandas que se separó primero según las 
cargas, ahora se separará en distintas bandas 
según el tamaño molecular de cada una de las 
proteínas presentes en las bandas. 
 
CUANDO FINALIZA LA CORRIDA BIDIMENSIONAL → se 
obtiene un patrón con múltiples manchas → cada 
una de las cuales corresponde a una única 
proteína (generalmente) → ya que es difícil 
encontrar dos proteínas o más que tengan la 
misma carga y mismo peso molecular. 
Esto da un PERFIL TAN CARACTERÍSTICO DE LA MUESTRA 
que permite inclusive → comparar proteomas 
entre células diferenciadas y no diferenciadas (o 
entre células cancerosas y no cancerosas). 
Cromatografía en fase líquida 
Es otra metodología que permite separar proteínas → hay DIFERENTES TIPOS de 
cromatografía en fase liquida → CADA UNA DE LAS CUALES UTILIZA UN PARÁMETRO DIFERENTE 
PARA SEPARAR LAS PROTEÍNAS DE UNA MUESTRA. 
CROMATOGRAFÍA POR FILTRACIÓN EN GEL 
→ UTILIZA COMO PARÁMETRO PARA 
SEPARAR A LAS PROTEÍNAS → LA MASA DE 
LAS MISMAS (SEPARACIÓN SEGÚN LA MASA). 
 
 
Se utiliza como soporte una COLUMNA 
que se rellena con un material que 
puede ser poliacrilamida, dextrán o 
agarosa → este material se embebe con 
un buffer en la columna, se prepara → y 
luego se siembra la muestra en la 
superficie de la columna → donde se 
tiene una mezcla de proteínas de 
distintos tamaños. 
 
LAS MOLÉCULAS DE LA MUESTRA INTERACCIONAN CON LAS PERLAS PRESENTES EN LA COLUMNA → las 
perlas del polímero del gel que forma parte de la columna tienen determinado tamaño 
de poro: 
 las PROTEÍNASMÁS PEQUEÑAS podrán interaccionar e introducirse dentro de las perlas 
del gel ya que su tamaño pequeño se los permite. 
 mientras que las MOLÉCULAS O PROTEÍNAS MÁS GRANDES no van a poder ingresar a las 
perlas del polímero del gel por tener un tamaño mayor → éstas solo pasaran entre las 
perlas del gel. 
DE ESTA MANERA → las proteínas que tengan mayor peso molecular, mayor tamaño → 
eluyen primero de la columna, debido a que interaccionan menos con las perlas; mientras 
que las proteínas más pequeñas, al interaccionar más con las perlas de las columnas → 
tardarán más en salir de la columna. SE OBTIENEN DISTINTAS FRACCIONES → CADA UNA DE LAS 
CUALES TENDRÁ UNA CIERTA MEZCLA DE PROTEÍNAS DE DISTINTO PESO MOLECULAR. 
Otro tipo de cromatografía en 
fase líquida → CROMATOGRAFÍA 
DE INTERCAMBIO IÓNICO → EL 
PARÁMETRO QUE PERMITE SEPARAR 
LAS PROTEÍNAS ES SU CARGA. 
También se utiliza una columna 
con perlas → EN ESTE CASO LAS 
PERLAS SON CARGADAS. Se tiene 
(en este caso) proteínas en la 
muestra que están cargadas 
negativamente y proteínas cargadas positivamente y las perlas poseen carga positiva. 
 Las MOLÉCULAS O PROTEÍNAS CARGADAS POSITIVAMENTE no van a interaccionar con las 
perlas del gel → serán las primeras en eluir de la columna. 
 
 Las MOLÉCULAS O PROTEÍNAS CARGADAS NEGATIVAMENTE van a interaccionar mediante 
interacciones electroestáticas con las perlas del gel → quedan unidas no 
covalentemente a las perlas del gel → para eluirlas es necesario utilizar una solución 
salina de NaCl (por ejemplo) para que los iones cloruro “compitan” con las proteínas 
cargadas negativamente e interaccionen con las perlas → de manera tal de permitir 
a las proteínas cargadas negativamente que eluyan. 
 
Otro tipo de cromatografía en fase 
líquida → CROMATOGRAFÍA DE AFINIDAD 
CON ANTICUERPOS → es la MÁS ESPECÍFICA 
→ utiliza ANTICUERPOS unidos a las perlas 
del polímero de la columna → EL 
PARÁMETRO QUE PERMITE LA SEPARACIÓN DE 
LAS PROTEÍNAS ES LA AFINIDAD. 
 
EN ESTE CASO → el polímero de la 
columna tiene unido un anticuerpo que 
reconoce específicamente alguna de 
las proteínas presentes en la muestra. 
 
 
 
 Cuando se pase la muestra → una de las proteínas (en este caso la esquematizada 
en rojo) → será reconocida por el anticuerpo → proteína de interés que se busca 
separar → la proteína SE UNE ESPECÍFICAMENTE AL ANTICUERPO. Las proteínas de interés 
deberán ser separadas del anticuerpo → se hace eluyendo con un buffer que 
pueda romper las interacciones no covalentes entre el anticuerpo o la proteína → 
se recojen lo más puras posibles en una fracción. 
 
 las demás proteínas (azules) → no son reconocidas por el anticuerpo, con lo cual no 
se le unen → eluyen rápidamente de la columna. 
 
 
 
Para estudiar algunos aspectos de las proteínas → existen técnicas que utilizan 
RADIOISÓTOPOS → isótopos radioactivos que pueden ser incorporados a moléculas 
biológicas como por ejemplo → aminoácidos, nucleótidos, azúcares o intermediarios 
metabólicos → de manera tal de marcarlos para poder ser detectados en determinado 
momento. 
LOS COMPUESTOS MARCADOS RADIACTIVAMENTE TIENEN LAS MISMAS PROPIEDADES QUÍMICAS QUE 
LOS CORRESPONDIENTES COMPUESTOS NO MARCADOS → o sea, un aa marcado con un 
radioisótopo se comporta de la misma manera que un aa sin marcar. 
 
Radioisótopos 
Una de las principales aplicaciones de los radioisótopos es el SEGUIMIENTO DE CAMINOS 
METABÓLICOS → mediante esta metodología se determinó el camino de síntesis de las 
proteínas que siguen la vía de secreción (RE, Golgi, vesículas de secreción). Los 
experimentos de este tipo, que sirven para seguir un camino metabólico se denominan → 
EXPERIMENTOS DE PULSO Y CAZA → SIRVEN TANTO PARA VER CAMINOS BIOSINTÉTICOS COMO 
CAMINOS DE DEGRADACIÓN → esto se puede hacer debido a que la marca dada por el 
radioisótopo incorporado → puede detectarse luego por una metodología denominada 
AUTORRADIOGRAFÍA → se puede evidenciar una marca en un sitio particular. 
Experimentos de pulso y caza 
El PULSO consiste en un lapso de tiempo breve en el 
cual se incuba la muestra con un precursor marcado 
radioactivamente. En este caso, en la muestra, el 
aminoácido marcado se va a incorporar a las 
proteínas que se sinteticen en el tiempo que dura el 
pulso. 
Luego del pulso, la muestra se lava en un medio 
normal que no contenga el aa radioactivo → para 
diluirlo completamente y que no se incorpore más. 
CAZA → luego del lavado del pulso se hacen 
recolecciones de la muestra en diferentes momentos 
(los cuales se determinan según el experimento) → se 
toma una muestra y se las mira al ME para observar en donde se encuentra la marca en 
los distintos tiempos. 
En los primeros tiempos de caza → la marca se encuentra en el retículo endoplasmático; 
luego a mayores tiempos la marca estaba localizada en el Golgi → y finalmente en las 
vesículas de secreción → ASÍ SE LOGRO DETERMINAR EL CAMINO BIOSINTETICO DE LAS PROTEÍNAS 
DE SECRECIÓN. 
TAMBIÉN PUEDEN HACERSE EXPERIMENTOS DE PULSO Y CAZA PARA OBSERVAR MODIFICACIONES DE 
DETERMINADA PROTEÍNA Y COMO AFECTA EN LA VELOCIDAD DE SÍNTESIS Y DEGRADACIÓN. 
En este caso se utilizaron CÉLULAS EN CULTIVO INCUBADAS CON METIONINA MARCADA CON 
AZUFRE 35 DURANTE UN TIEMPO DE PULSO DE MEDIA HORA; y luego distintos tiempos de caza (en 
horas) → una vez terminado cada uno de los tiempos de caza → se hace una 
inmunoprecipitación (anticuerpo específico dirigido a esa proteína) para detectar a una 
proteína específica. 
LAS CÉLULAS QUE EXPRESABAN LA PROTEÍNA NORMAL → 
se observaba que en un primer momento la 
proteína se sintetizaba como un precursor (P) → y 
luego se modificaba, de manera tal que la 
proteína madura (M) tenía un mayor peso molecular; con lo cual → en el gel, corría 
menor. Se observó que la marca aumentaba con el tiempo → hasta determinado 
momento, y luego a las 24 horas ya no se detectaba la proteína. 
LUEGO SE HIZO EL MISMO EXPERIMENTO PERO UTILIZANDO CÉLULAS QUE TENÍAN ESA PROTEÍNA 
MUTADA → se observó que la proteína nunca se convertía en proteína madura → siempre 
se observaba en la forma de bajo peso molecular (P) → y además, en este caso 
particular, la proteína se degradó más rápidamente. 
 
Mediante esta técnica se pudo comprobar que la proteína mutada tenía características 
diferentes e relación a la proteína normal → no se convertía a la forma madura y además 
se degradaba más rápidamente. 
 
 
 
MÉTODO DE DEGRADACIÓN DE EDMAN → se utilizó hasta aprox 1985 → consistía en la 
marcación del aminoácido N-terminal de la proteína → la escisión de la proteína → y su 
posterior identificación por cromatografía líquida de alta presión (n veces → de acuerdo a 
la cantidad de aminoácidos que tenía la proteína de estudio). 
ANALISIS DE LA SECUENCIA DE GENOMA → utilizada actualmente → en principio se obtiene la 
huella digital de la masa peptídica de la proteína en estudio → esto se hace mediante la 
ESPECTROMETRÍA DE MASA. La HUELLA DIGITAL → consiste en el listado de los proceso 
moleculares de los péptidos que se generan por digestión de esa proteína con una 
proteasa específica como la tripsina. 
Luego se hace una búsqueda y comparación en las bases de datos para comparar 
proteínas de tamaño similar con mapas de masa peptídicas similares → de esta manera se 
llega a obtener la secuencia de las proteínas. 
Espectrometría de masa 
Es un método que permite determinar la masa y la secuencia de las proteínas → MÉTODO 
MUY PRECISO. Esta metodología se fundamenta en la ionización de una muestra que 
contiene proteínas → para a partir de ella generar péptidos pequeños cargados que 
serán detectados → y luego el detector se conecta a un sistema computarizado que 
adquiere y almacena todos los datos. 
Determinación de la secuencia 
DE LAS PROTEÍNAS 
Dentro de la ESPECTROMETRÍA DE MASA el 
método más común es el método por 
desorción/ionización láser (MALDI-TOF). 
LAFUENTE DE IONIZACIÓN EN ESTE CASO ES UNA 
LUZ LÁSER → que se dirige sobre una muestra 
que está absorbida sobre un metal y la 
ioniza → se generan muchos péptidos 
cargados positivamente (en este caso) que 
son acelerados en un campo eléctrico y 
enviados hacia un detector → el dato que 
se obtiene es lo que se llama TIEMPO DE VUELO → es el tiempo que tarda la muestra en 
llegar al detector. 
Los iones más livianos (rojo) → llegan más rápido al detector; y los iones más livianos → 
llegan últimos (amarillo). EL TIEMPO DE VUELO ES PROPORCIONAL A LA RELACIÓN MASA/CARGA. 
Otro tipo de espectrometría de masa es el MÉTODO POR AEROSOL DE ELECTRONES O 
ELECTROSPRAY → en este caso la muestra se ioniza mediante una aguja de aerosol de 
electrones → es un aerosol que contiene gotas con iones altamente cargados → luego se 
evapora el solvente, y los IONES INGRESAN A UNA TRAMPA DE VACÍO QUE CONTIENE UN 
ANALIZADOR → el cual los acelera y los envía a un detector. También se los detecta según 
el tiempo de vuelo. 
 
 
Identificación de proteínas en una muestra 
biológica compleja 
Se pueden combinar diferentes métodos para llegar a obtener un resultado sobre lo que 
se quiere estudiar. 
Generalmente se parte de una mezcla compleja de péptidos en una muestra biológica → 
lo que se hace en principio es tratar a la muestra con una proteasa obteniendo una 
mezcla de péptidos menores → luego, estos péptidos se pueden separar por una 
cromatografía líquida de acuerdo al parámetro elegido → se obtienen fracciones, menos 
complejas. Luego, cada una de las fracciones se puede someter a una primera 
espectrometría de masas → para obtener péptidos que luego se someten a una segunda 
espectrometría de masas → obteniendo cada vez péptidos menores. Se debe secuenciar 
cada uno de los péptidos seleccionados. 
Esto puede repetirse para otros péptidos de la fracción; luego repetir para cada una de 
las fracciones que se obtuvieron de la muestra → para finalmente comparar todos los 
resultados obtenidos con bases de datos para poder identificar todas las proteínas que 
estaban presentes en la muestra original. 
 
 
Hay diferentes metodologías que permiten estudiar este aspecto de las proteínas: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Estudio de la estructura tridimensional 
DE LAS PROTEÍNAS 
Cistalografía de 
rayos x 
Microscopía 
crioelectrónica 
Espectroscopía por 
resonancia magnética 
nuclear (rmn) Ésta metodología se basa 
en la emisión de un haz 
de rayos X sobre la 
muestra, que contiene la 
proteína purificada. 
Cuando los rayos X llegan 
a la muestra → en parte 
la atraviesan y en parte 
son dispersados → los 
rayos X dispersados 
impactan sobre un 
detector. 
Se obtiene un patrón 
característico de dispersión 
de la muestra. 
Otorga una estructura 
detallada; sin embargo 
requiere de la 
cristalización de la 
muestra. 
Ésta técnica es útil para 
complejos proteicos 
grandes. 
Se analiza la muestra en 
estado hidratado 
congelado por 
microscopía electrónica. 
Se preservan muy bien las 
estructuras, las imágenes 
que se obtienen se analizan 
con programas informáticos 
→ permiten hacer una 
reconstrucción 
tridimensional de la 
proteína. 
Ésta técnica es útil para 
proteínas pequeñas (de 
hasta 200 aa o de PM < 20 
KDa); también sirve para 
dominios aislados de 
proteínas. 
Requiere de una alta 
solubilidad de la proteína. 
Consiste en una solución 
concentrada de la muestra 
→ ésta se somete a un 
campo magnético → el 
efecto de las diferentes 
radiofrecuencias del campo 
magnético impacta sobre el 
espín de los átomos de la 
muestra. 
Permite detectar y calcular la 
distancia que existe entre los 
diferentes átomos de la 
muestra. 
 
PROTEOMA → conjunto de todas las proteínas expresadas por una célula. 
PROTEÓMICA → es el conjunto de las técnicas y estrategias que permiten estudiar las 
cantidades, las modificaciones, las interacciones, la localización y las funciones de todas 
las proteínas o de un subconjunto de ellas en un organismo completo, en un tejido, a nivel 
celular o subcelular. 
APLICACIÓN DE LA PROTEÓMICA → tuvo como 
objetivo identificar las proteínas de los siguientes 
compartimientos celulares. 
EN ESTE CASO → mediante la combinación de 
diferentes técnicas se logra identificar el 
proteoma de los compartimientos celulares. 
SE PARTE PRIMERO DE UN TEJIDO HEPÁTICO → se 
somete a una homogeneización, luego una 
centrifugación diferencial y finalmente una 
centrifugación en gradiente de densidad en 
equilibrio → para separar diferentes 
compartimientos. 
Cada fracción obtenida por la centrifugación en 
gradiente → se corroboró mediante las técnicas 
de inmuno blotting o western blotting → para 
confirmar la presencia de ese compartimiento en 
esa fracción. 
Luego de confirmar la identidad de los compartimientos 
→ SE SOMETE UNA MUESTRA DE LA FRACCIÓN A PROTEÓLISIS → 
y luego a cromatografía líquida y espectrometría de 
masas → de esta manera SE OBTIENEN MUCHOS PÉPTIDOS Y 
SE PUEDE CONSTRUIR UN PERFIL DE CORRELACIÓN DE PROTEÍNAS 
DE CADA UNO DE LOS COMPARTIMIENTOS → de manera tal 
que se puede asignar cada una de las proteínas 
individuales a uno o más orgánulos → se identificó el 
proteoma de los orgánulos o compartimientos celulares. 
 
Proteómica