Estudo de Hongos Filamentosos em Zonas Intermareais

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14/12/2022

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CONTRIBUCION AL ESTUDIO DE HONGOS FILAMENTOSOS DE ZONAS
INTERMAREALES EN LA COSTA PACIFICA COLOMBIANA
(BAHÍA MÁLAGA)

EDGAR ANDRADE ORDOÑEZ

UNIVERSIDAD DEL VALLE

FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES Y EXACTAS

PROGRAMA ACADÉMICO DE BIOLOGIA
SANTIAGO DE CALI
2013

CONTRIBUCIÓN AL ESTUDIO DE HONGOS FILAMENTOSOS DE ZONAS
INTERMAREALES EN LA COSTA PACIFICA COLOMBIANA
(BAHÍA MÁLAGA)

EDGAR ANDRADE ORDOÑEZ
erasjuni@yahoo.com

Trabajo de grado presentado como requisito para optar al título de Biólogo
General.

Director
Germán A. Bolívar Escobar
Biologo, Ph.D

UNIVERSIDAD DEL VALLE

FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES Y EXACTAS

PROGRAMA ACADÉMICO DE BIOLOGIA
SANTIAGO DE CALI
2013

iii

UNIVERSIDAD DEL VALLE
FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES Y EXACTAS
PROGRAMA DE BIOLOGIA

EDGAR ANDRADE ORDOÑEZ (1981)

CONTRIBUCIÓN AL ESTUDIO DE HONGOS FILAMENTOSOS DE ZONAS
INTERMAREALES EN LA COSTA PACIFICA COLOMBIANA
(BAHÍA MÁLAGA)

PALABRAS CLAVE: Bahía Málaga, hongos filamentosos, manglar, zona
intermareal.

Nota de Aprobación

El trabajo de grado titulado “Contribución al estudio de hongos filamentosos de zonas
intermareales en la costa Pacifica Colombiana (Bahía Málaga)”, presentado por el
estudiante Edgar Andrade Ordoñez para optar al titulo de Biólogo, fue revisado por el
jurado y calificado como:

Aprobado

__________
Germán Bolívar Escobar
Director

___________________
Jurado
v

DEDICATORIA

A mi madre por acompañarme y ser paciente en momentos difíciles, a mi hijo y esposa
por su cariño, a mi padre por su disciplina y a Dios por que hace parte de mi espiritualidad.

AGRADECIMIENTOS

A la Universidad del Valle por darme la oportunidad de orientación en una disciplina en el
área de biología, al conjunto de docentes con que compartí en clases y en diferentes salidas
de campo, al profesor Germán Bolívar por darme la oportunidad de explorar parte de la
microbiología en el ámbito marino, al personal de laboratorio de biología de la universidad
por el apoyo y amistad: Carlos Villalobos, Yaneth Guevara, Katherine, Gina, Esperanza
Obando, Angélica, Kevin, Elizabeth, Gizeth, Alex. A las directrices y Juan Ortega del
laboratorio de imágenes. A los compañeros y amigos Jacobo, Cristian, Yamith, Carlos,
Jhonatan, Fabián, Eliana, Rodolfo, Oscar el gnomo, Mario, Oscar y otros colegas. A la
profesora Sánchez de la Universidad Nacional. A mi familia por el apoyo y compañía en la
formación integral, a mi esposa por su paciencia, a los amigos de infancia y juventud:
Familia Escobar, Aponte, a los amigos músicos que también continúan su labor y muchos
otros que compartí labores y artes.

vii

TABLA DE CONTENIDO

Página
1. RESUMEN………………………………………………………………………
2. INTRODUCCIÓN………………………………………………………………
3. JUSTIFICACIÓN………………………………………………………………
4. ANTECEDENTES.……………………………………………………………..
4.1 Hongos Filamentosos……………………………………………………….
4.2 Hongos en zonas intermareales……………………………………………...
5. OBJETIVOS……..……………………………………………………………...
5.1 General…………………………………………………………………….....
5.2 Específicos…………………………………………………………………...
6. MATERIALES Y METODOS…………………………………………………
6.1 Área de estudio……………………………………………………………...
6.1.1 Descripción de zonas de muestreo…………………………………….
6.2 Unidad de muestreo………………………………………………………….
6.3 Metodología………………………………………………………………….
6.4 Procesamiento de las muestras……………………………………………….
6.5 Medio de cultivo……………………………………………………………..
6.6 Métodos de preservación…………………………………………………….
6.7 Identificación de Hongos…………………………………………………….
6.8 Procesamiento de la información………………………………………........
6.8.1. Análisis de ocurrencia…………………………………………………
6.8.2 Análisis de crecimiento colonial……………………………………….
7. RESULTADOS…………………………………………………………………
7.1 Descripción e identificación de cepas………………………………………
7.1.1 Clasificación taxonómica……………………………………………...
7.1.2 Descripción de familias y géneros representativos…………………..
7.1.2.1 Familia Moniliaceae………………………………………….
Acremonium .…………………………………………………
Aspergillus…………………………………………………………..
1
2
4
5
5
5
11
11
11
12
12
14
16
17
17
19
19
19
21
21
21
22
22
22
23
23
23
24
viii

Gliocladium…………………………………………………..
Helicomyces…………………………………………………..
Penicillium……………………………………………………
Trichoderma…………………………………………………..
7.1.2.2 Familia Dematiaceae………………………………………….
Cladosporium………………………………………………....
Papularia……………………………………………………………
7.1.2.3 Familia Tuberculariaceae…………………………………......
Fusarium…………………………………………………….
7.1.2.4 Familia Melanconiaceae……………………………………..
Pestalotia……………………………………………………………
Colletotrichum………………………………………………..
7.1.2.5 Familia Agonomycetaceae……………………………………
Burgoa (Papulospora)…………………………………………….
7.1.3 Descripción de cepas no identificadas………………………………....
7.4 Ocurrencia……………………………………………………………….......
7.5 Rango De Crecimiento en PDA……………………………………………..
8. DISCUSION…………………………………………………………………....
8.1 Criterio sobre identificación…………………………………………….......
8.2 Criterio sobre procesamiento de muestras…………………………………..
8.3 Ocurrencia………………………………………………............................
8.4 Relación Hongo-sustrato…………………………………………………….
8.5 Función ecológica y utilidad…………………………………………………
8.6 Rango de crecimiento en PDA……………………………………………….
9. CONCLUSIONES………………………………………………………………
10. RECOMENDACIONES………………………………………………………
11. LITERATURA CITADA.…………………………………………………….
12. ANEXOS…………………………………………………………………….....

26
27
28
33
47
47
49
51
51
60
61
66
67
67
69
74
78
79
80
82
83
85
88
89
91
92
93
98
ix

LISTA DE FIGURAS

Página
Figura 1. Área de estudio: Costa Pacífica Colombiana, Bahía Málaga………... 13
Figura 2. Playa Juan de dios……………………………………………………. 15
Figura 3. Manglar en Estero Sande. ………………………………………….... 15
Figura 4. Costa de Chucheros. …………………………………………………. 16
Figura 5. Cultivo en lámina…………………………………………………….. 20
Figura 6. Morfología de Acremonium sp. (m12h1)……………………………. 24
Figura 7. Morfología de Aspergillus niger. (m10h4, m17h3)………………….. 26
Figura 8. Morfología de Gliocladium sp. (m16h2)…………………………….. 27
Figura 9. Morfología de Helicomyces sp. (m3h5)……………………………... 28
Figura 10. Morfología de Penicillium sp.1 (m1h3, m1h4)………………………. 30
Figura 11. Morfología de Penicillium sp.2 (m9h1)……………………………… 31
Figura 12. Morfología de Penicillium sp.3 (m12h1)…………………………….. 32
Figura 13. Morfología de Penicillium sp.4 (m17h5)…………………………….. 33
Figura 14. Morfología de Trichoderma sp.1 (m7h4, m7h5)…………………….. 35
Figura 15. Morfología de Trichoderma sp.2 (m8h1, h2, h3)…………………….. 36
Figura 16. Morfología de Trichoderma sp.3 (m13h1, m13h2)…………………... 37
Figura 17. Morfología de Trichoderma sp.4 (m14h1, m14h2)…………………... 38
Figura 18. Morfología de Trichoderma viride. (m15h3)………………………… 39Figura 19. Morfología de Trichoderma viride (T.lignorum). (m17h6)………….. 40
Figura 20. Morfología de Trichoderma sp.5 (m6h1, 6h2, 6h3)………………….. 42
Figura 21. Morfología de Trichoderma sp.6 (m9h2)…………………………….. 43
Figura 22. Morfología de Trichoderma sp.7 (m15h1, m15h2)…………………... 44
Figura 23. Morfología de Trichoderma sp.8 (m5h1, m5h2)……………………... 45
Figura 24. Morfología de Trichoderma sp.9 (m11h2, m11h5)…………………... 47
Figura 25. Morfología de Cladosporium sp. (m11h3, m11h4)…………………... 49
Figura 26. Morfología de Papularia sp. (m17h1, h2, h4)……………………….. 51
Figura 27. Morfología de Fusarium sp.1 (m2h1)………………………………... 53
Figura 28. Morfología de Fusarium sp.2 (m2h2, m2h3)………………………… 54
Figura 29. Morfología de Fusarium sp.3 (m2h4)………………………………... 55
Figura 30. Morfología de Fusarium sp.4 (m3h1, m3h2, m3h3, m3h4)…………. 57
Figura 31. Morfología de Fusarium sp.5 (m4h2)………………………………... 58
Figura 32. Morfología de Fusarium sp.6 (m4h2.1)……………………………… 59
Figura 33. Morfología de Fusarium sp.7 (m6h4, m6h5)………………………… 60
Figura 34. Morfología de Pestalotia pezizoides(var.1). (m4h1, m16h1)………... 62
Figura 35. Morfología de Pestalotia pezizoides(var.2). (m4h3, m4h4)…………. 63
Figura 36. Morfología de Pestalotia pezizoides(var.3). (m1h1, m1h2)…………. 64
Figura 37. Morfología de Pestalotia pezizoides(var.4). (m11h1)……………….. 65
x

Figura 38. Morfología de Colletotrichum sp. (m3h6)………………………….... 67
Figura 39. Morfología de Burgoa sp. (m4h5)………………………………….... 69
Figura 40. Morfología de morfoespecie no id-1. (m6xh1)………………………. 70
Figura 41. Morfología de morfoespecie no id-2. (m7h1, m7h2)………………... 71
Figura 42. Morfología de morfoespecie no id-3. (m7h3)………………………... 72
Figura 43. Morfología de morfoespecie no id-4. (m7h6)………………………... 73
Figura 44. Morfología de morfoespecie no id-5. (m10h1-h3)…………………... 74
Figura 45. Numero de cepas de géneros representativos por estación…………... 75
Figura 46. Porcentaje de aislamiento de géneros de hongos…………………….. 76
Figura 47. Rango de crecimiento fúngico en PDA………………………………. 78

LISTA DE TABLAS

Página.

Tabla 1 Ubicación y parámetros fisicoquímicos de estaciones de
muestreo en Bahía Málaga entre el 17 y 18 de septiembre del
2011………………………………………………………………

14
Tabla 2 Correspondencia de muestras por estación de muestreo…………

18
Tabla 3

Medida de equivalencia con micrómetro ocular………………… 20
Tabla 4 Clasificación taxonómica de microhongos aislados en 4 zonas
intermareales de Bahía Málaga…………………………………..

22
Tabla 5 Presencia (+) y distribución de géneros aislados por estación de
muestreo en Bahía Málaga 2011-2012…………………………..

76
Tabla 6 Hongos aislados asociados a diferentes sustratos en zonas
intermareales de Bahía Málaga…………………………………..

xii

LISTA DE ANEXOS

Página.

Anexo A Comparación de Clasificación teleomorfica de algunos géneros
descritos………………………………………………………….

98
Anexo B Reactivos y Medios………………………………………………

100
Anexo C Correspondencia de muestras y biotopos………………………..

101
Anexo D Tabla general de hongos filamentosos aislados e identificados
por estación………………………………………………………

101
Anexo E Glosario………………………………………………………......

102
Anexo F Enlaces virtuales en micología…………………………………...

102

1. RESUMEN

El objetivo de esta investigación fue enriquecer el conocimiento de los hongos filamentosos
presentes en ambientes intermareales, mediante muestreo en cuatro estaciones de Bahía
Málaga en el 2011, sobre diferentes sistemas geomorfológicos como las costas rocosas,
playas, y zonas estuarinas en la que se desarrollan los manglares; a partir de 17 muestras
(raíces, palos, hojarasca, caparazones entre otros elementos) sembradas en PDA, se obtuvo
un total de 65 cepas de hongos filamentosos asociados. Mediante observación
macroscópica y microscópica de las diferentes cepas, se logró identificar 12 géneros de
hongos anamorfos incluyendo tres especies: Trichoderma spp., Trichoderma viride,
Fusarium spp., Pestalotia pezizoides, Acremonium sp., Penicillium spp., Cladosporium sp. ,
Aspergillus niger, Gliocladium sp., Helicomyces sp., Burgoa sp., Colletotrichum sp.,
Papularia sp., y se describieron 5 morfotipos de hongos no identificados. Se contribuye al
conocimiento con los géneros Helicomyces sp., Colletotrichum sp., y Papularia sp., como
nuevo reporte para la costa Pacífica Colombiana en Bahía Málaga.

2. INTRODUCCIÓN

Los manglares son ecosistemas altamente productivos que tienen una gran diversidad de
macro y microorganismos de relevancia ecológica y económica. Entre ellos, la actividad de
los hongos habitantes del manglar es fundamental en el ciclaje de nutrientes y en la
regulación del ecosistema. El conocimiento actual sobre estos organismos se ha dirigido
hacia su diversidad, distribución, ecología, producción de sustancias antimicrobianas e
interacciones planta–hongos como fitopatógenos o como simbiontes benéficos involucrados
en procesos como la solubilización y movilización de fosfatos (Sosa et al. 2009).

El ecosistema de manglar provee un ambiente ecológico único para las comunidades
microbianas , que ocupan un amplio número de nichos y son fundamentales para el
funcionamiento de estos hábitats; el estudio de microbiología marina incluye las formas que
viven desde la zona costera hacia regiones costa afuera , de la superficie del agua hasta
profundidades abisales, ecosistemas especializados como fumarolas negras de fuentes
termales en las profundidades, ecosistemas de los arrecifes coralinos tropicales y
ecosistemas especializados como los estuarios , lagunas, y manglares (Purushothaman &
Jayalakshmi 2008).
La red trófica de los manglares del Pacifico Colombiano es muy compleja, con varios
niveles interrelacionados entre sí y con varios puntos de exportación de energía a los
ecosistemas marinos y terrestres adyacentes (von Prahl et al. 1990).

Kohlmeyer & Kohlmeyer (1979) describen los hongos marinos como “los hongos marinos
obligados son aquellos que crecen y esporulan en un hábitat marino o estuarino, los hongos
marinos facultativos son aquellos provenientes de agua dulce y material terrestre con
capacidad de crecer y también esporular en el ambiente marino”. Los manglares son el
hábitat de un grupo de hongos denominados Ascomicetos manglicolas, los que son de vital
importancia en el ciclo de los nutrientes (María & Sridhar 2003) (citado por Álvarez 2011).
Según Moore-Landecker (1996) los Ascomycetes son predominantemente terrestres, sin
embargo se pueden encontrar un gran número en ambientes de agua dulce o marina.
3

Una gran cantidad de especies de hongos, prácticamente de todos los grupos sistemáticos,
se han registrado en bajas y altas concentraciones de oxígeno disuelto. Estos hongos se
encuentran en zonas estuarinas. Los principales grupos son: Oomycetes, Ascomycetes,
grupo anamorfos (anteriormente denominados Deuteromycetes), y Basidiomycetes. Se
pueden dividir en dos tipos de acuerdo con su ecología: Hongos lignícolas, aquellos
asociados al material vegetal y no lignícola, los que no necesariamente están asociados a
vegetales. Los hongos lignícolas en áreas de manglar son especialmente Ascomycetes y
anamorfos. Su distribución está afectada por la salinidad y la temperatura del estuario. La
mayoría de los no lignícolas pertenecen a Phycomycetes encontrados en zonas de
salinidades bajas, altas concentraciones de oxigeno disuelto y mucha materia orgánica
disuelta. Con relación a las levaduras son abundantes e importantes en estuarios,
participando en los procesos anaeróbicos (von Prahl et al. 1990).

Los manglares no solo representan una fuente de energía y un sustrato de sostén sino que
también son origende diversidad de generaciones de organismos, los cuales han cambiado
gradual o rápidamente a medida de la expansión o reducción geográfica. El número de
especies de hongos marinos es menor que el de los hongos terrestres (500 y 64000
respectivamente), sin embargo existen microorganismos marinos no descritos
completamente. En una revisión de Jones (2011) enuncia que el número actual de hongos
marinos obligados (537 especies) es una subestimación.

Según Hawksworth (1991) (citado por Guzmán 1995), basado en cálculos fidedignos,
estima que se conocen más de 70000 especies de hongos, con base en las que se han
descrito hasta la fecha, y además supone que existen más de 1 500 000 especies de hongos
en el planeta basándose en estimaciones y la estrecha relación con la diversidad de plantas,
insectos y otros animales. El conocimiento micológico logrado en la diversidad fúngica
abarca solamente 4.5% de la totalidad de los hongos.

3. JUSTIFICACIÓN

El estudio de los microhongos en Colombia se ha desarrollado con un mayor enfoque sobre
los ecosistemas de bosque tropical y páramo con relación a la diversidad encontrada o
asociaciones con vegetales, pero son escasos los estudios realizados en ecosistemas marinos
en Colombia de acuerdo con la literatura revisada. En primera instancia es de gran
importancia el conocimiento de los hongos filamentosos, en especial los de manglar y otras
zonas intermareales, ya que estos se encuentran en continua interacción con otras especies
y/o elementos desarrollando un micro hábitat ; por una parte presentando el impacto
negativo que muchos organismos tienen por referencia de la generación de enfermedades a
las diferentes comunidades cercanas, pero también destacando la importancia con respecto
a las potencialidades que pueden llegar a presentar en: biorremediación, medicina,
agricultura, y sustento ecológico. Si algunas de las especies son afectadas por un
desequilibrio geológico, antrópico o de otra clase a través de un periodo de tiempo van a
conllevar a que las especies existentes se desarrollen o no, frente a las condiciones
transitorias, y sin antecedentes resultaría menos preciso conocer por ejemplo el cambio
existente de una funcionalidad o relación en un ambiente o con un organismo.
De acuerdo con lo anterior resultó necesario realizar un muestreo sistemático de hongos
filamentosos asociados a sustratos en la zona intermareal de Bahía Málaga para enriquecer
el conocimiento de la microflora fúngica de zonas costeras del Valle del Cauca (Colombia)
y poder evaluar en futuras investigaciones si algunas de las especies permanecen
interactuando, abriendo un camino más para realizar futuros ensayos sobre las
potencialidades de los hongos encontrados.

4. ANTECEDENTES

4.1 HONGOS FILAMENTOSOS

Los hongos son organismos eucariotas y heterótrofos que están conformados por hifas o
filamentos tubulares estos a su vez pueden ser cenocíticos o septados; las hifas septadas
caracterizan a los hongos Ascomycetes, Basidiomycetes y anamorfos, mientras las hifas
cenocíticas a los Chytridiomycetes y Zigomycetes (Carlile et al. 2001), La mayoría de los
hongos efectúan la reproducción sexual (teleomorfo) y asexual (anamorfo), cuando se
conocen ambos tipos de reproducción se denomina holomorfo
(<http://www.biologia.edu.ar/fungi/fungiclas.htm> consulta: julio 08 de 2011). La
esporulación es el método más frecuente en la reproducción asexual de los hongos
filamentosos y en el cual se forman los elementos denominados conidiosporas, estas se
forman en cualquier parte del micelio, separadas unas de otras o agrupadas y característica
para cada grupo de hongos, constituyendo cuerpos fructíferos denominados esporoforos
(Herrera y Ulloa 1998).

La mayoría de los hongos se desarrolla entre los 0 y 35°C, con un rango optimo entre 20 a
30°C. Existen hongos termófilos que crecen con temperaturas máximas alrededor de los
50°C y temperaturas mínimas alrededor de los 20°C (Cooney & Emerson 1964). La
mayoría de las especies requiere luz para la esporulación (Cochrane 1958) (Citados por
Alexopoulos & Mims 1979).

4.2 HONGOS EN ZONAS INTERMAREALES

El primer hongo facultativo, Phaesosphaeria typharum fue descrito por Desmazieres
(1849) como Sphaeria scirpicola var. Typharum en agua dulce. Durieu y Montagne (1869)
reportaron el primer hongo marino obligado en los rizomas de un alga marina (Posidonia
oceanica) denominado, Sphaeria posidoniae (=Halothia posidoniae) (Kohlmeyer &
Kohlmeyer 1979).

http://www.biologia.edu.ar/fungi/fungiclas.htm
6

Cribb & Cribb (1955,1956) datan los primeros registros para la región litoral en Australia,
donde en su primera parte a partir de muestras de algas y fanerógamas lograron aislar los
géneros: Phialophorophoma y Macrophoma (anamorficos), Metasphaeria, y Lulworthia
(Pyrenomycetes). En la segunda parte se registraron 10 especies de Ascomycetes marinos
en Queensland entre los cuales se reportaron los géneros: Haloguignardia con 4 especies
(parasito de un alga parda), y las especies Halosphaeria quadricornuta sp. n., H. trifurcata
(Hohnk) comb. n., H. mediosetigera sp. n., Ophiobotus littoralis sp., Gnomonia marina sp.
n., G. longirostris sp. n., Ceriosporopsis halima Linder, Halosphaeria appendiculata
Linder.

Otros registros de hongos asociados a manglar corresponden a trabajos realizados en las
costas de países como la India, estudiando su presencia en sedimentos marinos y lodo, a
partir de los cuales se realizaron cientos de aislamientos de cepas de anamorfos
(especialmente del género Aspergillus), Zigomycetes, Ascomycetes, y de Oomycetes (Rai
et al. 1969, Rai y Chowdhery 1978). Revisiones recientes en bosques de manglar han
listado un total de 278 Ascomycetes, 277 anamorfos, 30 Basidiomycetes y 14 Oomycetes,
destacando que al menos 150 especies han sido registradas en los manglares de la India, los
cuales constituyen el 7 % del total mundial (Manoharachary et al. 2005). Steinke (2000)
realizó un inventario de hongos presentes en las raíces adventicias de Rhizophora
mucronata (Lam.) en tres localidades diferentes de Sudáfrica, encontrando 38 especies de
hongos, incluyendo 30 Ascomycetes, 1 Basidiomycete y 7 anamorfos. Aunque la
diversidad de especies fue menor que la registrada en la mayoría de inventarios realizados
en manglares tropicales de Asia, el porcentaje de colonización y la frecuencia de ocurrencia
de los hongos sobre la madera se consideraron un indicio de su importancia ecológica en
los ecosistemas de manglar evaluados (Citados por Sosa et al. 2009).

En un trabajo posterior realizado por Abdel-Wahab (2005) en manglares localizados a lo
largo de la costa del mar Rojo en Egipto, se colectaron trozos de madera en descomposición
de Avicennia marina y Rhizophora mucronata ubicada en la franja intermareal. Treinta y
nueve especies (33 Ascomycetes, 5 anamorfos y 1 Basidiomycete) fueron identificadas,
reportando 19 nuevos registros para Egipto y el Mar Rojo. El hongo más frecuente fue
7

Swampomyces armeniacus. Otros hongos comunes incluyen: Hypoxylon sp., Lineolata
rhizophorae, Kallichroma tethis, Swampomyces aegyptiacus y Lulworthia grandispora.
De acuerdo con Abdel-Wahab (2005), se confirman que los hongos de manglares muestran
una variación latitudinal y que en particular los hongos de manglares tropicales y
subtropicales, son diferentes en número y frecuencia; sugiriendo que la menor diversidad
de hongos encontrada en manglares subtropicales puede deberse a la baja diversidad de
especies de manglar que se encuentra en los subtrópicos y a la ocurrencia de bajas
temperaturas en invierno.

Das et al. (2008) en estudios sobre sedimentos marinos en la Bahía de Bengal (Costa de
India) reportaron un total de 16 géneros de hongos. Aspergillus resultó ser el género
dominantey se presentó el siguiente porcentaje de ocurrencia: Deuteromycotina 74%,
Ascomycotina 17%, Basidiomycotina 4% y no esporulados 5%. Algunas especies fueron:
Aspergillus spp., Cephalosporium sp.,Chaetomium globosum, Cladosporium algarum,
Cladosporium sp.,Corollospora gracilis,Corollospora marítima, Halocyphina villosa,
Lignincola laevis, Lignincola sp., Lulworthia grandispora, Lulworthia sp., Paecilomyces
variotii, Penicillium chrysogenum, Penicillium citrinum, Penicillium griseofulvum.

Alias et al. (2010) en un estudio de biodiversidad de hongos marinos en los manglares de
Malasia, colectaron raíces adventicias, neumatóforos, y ramas de árboles de mangle,
donde 139 hongos marinos fueron identificados (115 Ascomycetes, 2 Basidiomycetes, 22
anamórficos). Con base en el porcentaje de ocurrencia, las especies más comunes fueron
Lignincola laevis (16,8%), Verruculina enalia (13,3%), Trichocladium achrasporum
(12,1%), Savoryella lignicola (11,8%), Dictyosporium pelagicum (11,2%), Halocyphina
villosa (11,0 %) y Lulworthia grandispora (10,9%). Factores que afectan la distribución y
abundancia de los hongos de manglar son: la especificidad de sustrato, frecuencia e
intensidad de muestreo y la distribución vertical y ubicación geográfica.

Abdel-Wahab (2011) reporto Cuarenta y ocho hongos (34 Ascomycetes, 13 anamorfos y 1
Basidiomycete) a partir de muestras de madera en una playa rocosa y arenosa alrededor de
la ciudad de Yokosuka en dos temporadas (verano e invierno). 36 hongos se registraron en
8

las playas de Hakkeijima y 26 en Umikaze, en ambas temporadas. Ceriosporopsis halima
y Corollospora marítima fueron los taxones dominantes en ambos lugares. Los hongos más
comunes son: Clavatospora bulbosa, Corollospora portsaidica, Lignincola laevis y
Naufragella spinibarbata. Los miembros de las Halosphaeriales, orden con 30 especies
(representa el 62,5% de los hongos) fueron los dominantes en los dos sitios. Con relación a
los hongos anamórficos se incluyó a ocho Hiphomycetes y un Coelomycete.

Fell et al. (1974) registraron los siguientes géneros aislados de las hojas de mangle
(Rhizophora mangle) en descomposición: Pestalotia y Phillosticta, los cuales son visibles
en las hojas por el gran tamaño de sus colonias que aparecen como manchas de color negro
en la epidermis superior. Aureobassidium y Mycrothecium son colonizadores de las
superficies de las mismas. Cladosporium, Cylindrocephalum y Nigrospora penetran a las
capas internas de las hojas. Otros hongos que se encuentran son Penicillium, Aspergillus,
Fusarium, Trichoderma, Curvularia y Dreschlera; la mayoría de estos géneros son
ubiquistas y saprofitos celulolíticos, estando asociados con las primeras fases de
descomposición de material vegetal (En von Prahl et al. 1990).

AMERICA LATINA

En colectas de hongos marinos en Sur América (Argentina, Brasil, Colombia y Perú)
realizado por Kohlmeyer & Kohlmeyer en 1973, identificaron 13 hongos marinos
pertenecientes a los grupos Ascomycetes y anamorfos (incluyendo a Phoma), 11 de 13
especies fueron nuevos reportes para Colombia y 7 de las 13 nuevos registros para Sur
América. La microflora de hongos marinos de Colombia parece ser semejante a la de
Florida y la costa atlántica de México con especies típicas para zonas de aguas tropicales y
subtropicales (Kohlmeyer 1976).

Peña et al. (1996) en su aporte de conocimiento sobre hongos marinos lignícolas en Mar del
Plata (Argentina) colectaron 10 especies a partir de paneles de madera sumergidos, maderas
flotantes o depositadas por el mar en la costa y de maderas atascadas halladas en la zona
intermareal. Siete especies de Ascomycotina fueron descritas: Ceriosporosis caduca, C.
9

halima Linder, Halosphaeria appendiculata Linder, Lulworthia medusa, Marynospora
kalyptrata (Kohlm.) A.R Caval., Remispora quadriremis (Hôhnk), y R. stellata. Y tres
especies de Deuteromycotina: Cirrenalia macrocephala, Zalerion maritimum, y Z. varium.
Seis especies fueron nuevos reportes para Argentina y tres de ellos para Sur América.

Álvarez (2011) realizó estudios en la zona intermareal del Ecuador en el manglar del
palmar en la provincia Santa Elena, como un primer aporte de investigación taxonómica y
cuyo objetivo fue la identificación de Ascomicetos marinos a partir de material vegetal:
Corollospora marítima, Lulworthia grandispora, Dactyliospora haliotrepha,
Trichocladium alopallonellum, T. achrasporum, Periconia prolífica y Saccardoella sp. Sin
conocer la distribución, la diversidad, ni el rol funcional de la microbiota marina de los
manglares del Ecuador.

COLOMBIA

En Colombia estudios preliminares realizados por Arboleda et al. (1988) reportaron por
primera vez para la región pacífica en la Bahía de Buenaventura, seis géneros y una
especie: Aspergillus sp, Aspergillus niger, Neurospora, Rhizopus, Chaetomium,
Trichoderma, y Penicillium. La mayoría de estos son saprofitos y celulolíticos y no son
géneros exclusivos de manglares sino que provienen de materiales vegetales en proceso de
descomposición.

Von Prahl et al. (1990) cita a Arboleda et al. (1986) donde en sus estudios preliminares de
hongos en zonas manglarinas del Pacifico Colombiano sobre material vegetal en
descomposición, encuentran los géneros: Aspergillus, Schyzochitrium y Fusarium.

Erazo (1997) realizó para Colombia Valle del Cauca una descripción taxonómica y
evaluación preliminar de actividades enzimáticas de hongos filamentosos en manglares del
Pacifico colombiano (Buenaventura, Pianguita, y Bahía Málaga). En la cual aislaron 93
cepas a partir de muestras de lodo, hojas, frutos y raíces, identificando 80 cepas a nivel de
género siendo el dominante Penicillium con 39 cepas, y Trichoderma con 21 cepas.
10

Reportando por primera vez para el Pacifico Colombiano los géneros Paecilomyces,
Cladosporium, Pestalotiopsis, Fusarium y Gliocladium. Otro género identificado fue
Aspergillus.

Camacho (2006) realizó muestras de aguas superficiales en diferentes capas superficiales
en estuarios de Bahía Málaga y diferentes puntos de la Bahía de Buenaventura encontrando
34 especies de microhongos, de las cuales 25 fueron identificadas hasta género en los
órdenes Moniliales, Cryptococcales , Mucorales y 9 cepas sin identificar.

Los nuevos aislamientos en el presente trabajo enriquecen el conocimiento de la microflora
fúngica en la región y algunos detalles de su estructura morfológica.
11

5. OBJETIVOS

5.1 OBJETIVO GENERAL

Contribuir al estudio de hongos filamentosos en zona intermareal del Pacífico Colombiano
(Bahía Málaga).

5.2 OBJETIVO ESPECÍFICO

- Realizar la identificación de los hongos filamentosos asociados a diferentes sustratos en
cuatro estaciones intermareales de Bahía Málaga.

- Describir las características macro y micro morfológicas de los hongos filamentosos
aislados.

6. MATERIALES Y METODOS

6.1 ÁREA DE ESTUDIO

La gran cuenca del Pacifico Colombiano tiene unos 80000 Km
2
de superficie y se ubica en
la región occidental de Colombia, siendo sus coordenadas geográficas extremas las
siguientes: en el norte la hoya del rio jurado (7°28' latitud norte) y en el sur la hoya del rio
Guáitara, afluente del rio Patía (0° 14' latitud norte). Al oriente el nacimiento del rio San
Juan (75° 51' longitud oeste) y en el occidente la desembocadura del rio Mira en cabo
Manglares (79° 02' longitud oeste) (Ramírez y Bustos 1977) (citado por von Prahl et al.
1990).

Esta investigación se realizó en cuatro zonas de Bahía Málaga (4º05’N y 77º16’ W) la cual
está ubicada en la costa Pacífica Colombiana, entre el NE de Buenaventura /Istmo de
Pichindó y el SE de las Bocas del Río San Juan (Figura 1). La bahía tiene una longitud
total de alrededor de 26 Km, desur a norte, desde Isla Palma en su entrada, hasta la Isla del
Morro en su extremo norte y un área aproximada de 120 Km
2
(el ancho mínimo en la parte
externa es de 1400 m y el máximo en la parte interior es de 5750 m) (Cenipacífico 1986).
Según Cantera y Contreras (1993) Bahía Málaga se encuentra en la costa pacífica oriental
tropical Colombiana entre las coordenadas 3°56’- 4°05’N y 77°21’W y presenta unas
características oceanográficas y climatológicas que permiten reconocerla como una zona
típicamente estuarina .
Toda la Cuenca del Pacifico Colombiano se encuentra dentro de la región de bajas
presiones atmosféricas, conocida como concavidad ecuatorial de bajas presiones en donde
convergen los vientos alisios de cada hemisferio para formar la zona de convergencia
intertropical (ZCIT). Las zonas de vida representativas de la región costera, y en la cual se
incluyen los manglares y cuangariales, corresponden en su mayor parte al bosque muy
húmedo tropical (bmh-T) con biotemperaturas superiores a 24°C, precipitaciones entre
4.000 y 8.000 mm/año y condiciones superhúmedas, y al bosque húmedo tropical (bh-T),
con temperaturas superiores a 24°C, precipitaciones que no sobrepasan los 4.000 mm/año
( Espinal et al. 1977) (citado por Von Prahl et al. Op.cit.).
13

Figura 1. Área de estudio: Costa Pacífica Colombiana, Bahía Málaga.

La zona de muestreo correspondió a la entrada de Bahía Málaga en playa Chucheros, Juan
de dios, Estero Sande e Isla Palma. Y el lugar de proceso se ubico en el laboratorio de
Biología-Universidad del Valle: Santiago de Cali latitud 3.55, Longitud -76.38, altitud 961
msm. Con temperaturas medias anuales en el 2011 de 23.4°C, T. min media de 18.9°C y
T. máx. media de 30.3°C. En el 2012, 23.7°C, T. min media de 18.9°C y T. máx. media de
30.8°C (http://www.tutiempo.net/clima/Cali_Alfonso_Bonillaaragon/2012/802590.htm.
consulta: 28 diciembre 2011 y 25 febrero 2013).
Bahía de
Buenaventura
http://www.tutiempo.net/clima/Cali_Alfonso_Bonillaaragon/2012/802590.htm
14

6.1.1 Descripción de zonas de muestreo

Tabla 1. Ubicación y Parámetros fisicoquímicos de estaciones de muestreo en Bahía
Málaga entre el 17 y 18 de septiembre de 2011.

Estación 1: PLAYA JUAN DE DIOS

Playa de arenas rodeada por acantilados rocosos y abundante vegetación, en algunas zonas
rocosas en bajamar se observan incrustaciones de conchas, cangrejos ermitaños, algas
verdes y pardas adheridas a la superficie de acantilados; también se almacenan troncos de
árboles, ramas, restos de madera sobre la playa de arena y existe un asentamiento humano
acondicionado para el turismo o investigación del parque natural. La playa está ubicada al
frente de Juanchaco, entre ensenada el Tigre y Poblado. Bostrichya sp., Lithothamnium sp.,
y Cladophora sp., son algas comunes adheridas a sustratos rocosos.
Estación Zona/hora

Ubicación
geográfica
Salinidad
(%)
T °C
agua
Oxigeno
(mg/L)
1

Playa Juan de Dios
17/09
9:39

N 03° 54´47.8´´
W 77° 19´06.5´´
NR NR NR
2 Manglar Estero Sande
17/09
12:00
N 03°
55´03.8´´
W 77°
18´56.3”
NR NR NR
3 Chucheros playa-loma
17/09
15:30

N 03°55´46.3”
W
77°18´50.1”
18.2 27.4 5.8
4 Isla palma
18/09
10:00

N 03°54´05.4”
W
77°21´18.4”
19.6 27.8 6.9
15

a) b)
Figura 2. Playa Juan de Dios. a) Playa arenosa b) Formación rocosa con algas.

Estación 2: Manglar Estero Sande.
Sitio lodoso o fangoso con árboles manglarinos de raíces en zanco (Rhizophora sp.)
(Figura 4), rodeado de vegetación entre ellos algunos helechos y fabáceas; en el suelo se
pueden encontrar restos vegetales en descomposición y en los bordes rocosos algas
asociadas. El manglar presenta raíces adventicias con algunas adherencias de conchas y se
observan cangrejos rojos característicamente medianos y otros de menor tamaño asociados
al suelo y cerca a las raíces del manglar. Von Prahl et al. (1990) referencia 7 especies de
mangle reconocidas para el Pacifico Colombiano: Rhizophora mangle, R. harrisonii,
Avicennia germinans, Laguncularia racemosa, Conocarpus erectuses, Pelliciera
rhizophorae, Mora megistoperma.

a) b)
Figura 3. a, b) Manglar en estero durante marea baja.

algas
16

Estación 3: Playa Chucheros-loma

Es una zona costera a la entrada de Bahía Málaga rodeada por vegetación arbórea, animales
domésticos asociados, aves de canto pequeñas, en su geomorfología se observa una playa
de arenas con restos de material vegetal (troncos, hojas de palmas, semillas), de los cuales
algunos tienen hendiduras y restos dejados por bivalvos (pianguas) y gasterópodos. La
playa está delimitada por una formación rocosa-arbórea. Al frente de chucheros loma se
visualiza la base naval-Málaga. En el agua podemos observar hileros de restos de material
vegetal en descomposición y espuma en algunas zonas de borde. Existe un asentamiento
humano con turismo poco frecuente.

a) b)
Figura 4. a) y b) Costa de Chucheros.

Estación 4: Isla Palma
Playa con entrante rocosa rodeada por acantilados y mediana vegetación, al interior existe
un bosque y un afluente (riachuelo) que drena aguas a la costa de la playa. Se observa
acumulación de algunos residuos como troncos, plástico y residuos animales.

6.2 Unidad de muestreo:

Material vegetal: madera, ramas, raíces, hojas caídas, semillas, algas de bordes.
Material animal: Bivalvos, gastrópodo.
Otro material orgánico: elementos varios residuales en suelo y sobre superficies de roca u
otro sustrato.
Microhábitats: manglares, esteros, playas arenosas, lodo, hojarasca, rocas.
17

6.3 METODOLOGÍA

Se realizó una fase de campo, en la cual se tomaron muestras de forma aleatoria en la costa
y zona de manglar, describiendo el lugar, reportando la ubicación geográfica (con GPS), y
midiendo tres parámetros fisicoquímicos: temperatura del agua, % salinidad, y mg/l
oxigeno. Las muestras de material en suelo fueron recolectadas con pinzas estériles en
frascos estériles y/o bolsas ziplock, para posterior sembrado en agar. El material vegetal
colectado en las diferentes zonas (playas, mangles, esteros), se procesó de acuerdo al
protocolo de Booth (1979) modificado para ser sembrados en PDA inicialmente preparado
con agua marina filtrada estéril. Los caparazones o conchas se lavaron solo con agua
marina filtrada estéril disminuyendo el tiempo de enjuague. Finalmente se incubo a
temperatura ambiente de 25 a 28 °C, en el laboratorio de la universidad del Valle durante
15 días para observar crecimiento y coloraciones descriptivas; esto se evaluó diariamente
reportando el crecimiento de la colonia y realizando aislamientos de las colonias en nuevos
medios de agar PDA (utilizando para algunas cepas Czapeck y Rosa de Bengala como
alternante de crecimiento). Se realizaron placas provisionales para observar morfología
microscópica, recolectando datos e imágenes para la identificación, incluyendo
microcultivos a partir de cultivos puros.

6.4. PROCESAMIENTO DE LAS MUESTRAS

6.4.1. Lavado de hojas y materiales en descomposición

Pesar muestras de 20 gramos de hojas triturar en la licuadora con 200 mL de agua marina
filtrada estéril por dos minutos. Luego retirar el agua y lavar nuevamente con 200 mL de
agua marina estéril agitando por 1 minuto. Seleccionar al azar fragmentos y colocarlos en
cámara húmeda por 24 horas a 28 °C. Después de este período colocar cinco fragmentos
sobre el medio PDA; observando las placas diariamente y reaislar las colonias en
crecimiento (Booth 1979, citado por Picolo 1984).

6.4.2. Modificación de lavado de material vegetal y animal

Las muestras de hojas, palos, semillas, plumas colectadas fueron inicialmente fragmentadas
con tijera, o bisturí estéril realizando un lavado delos fragmentos en 50 ml de agua marina
filtrada estéril durante 1 minuto, luego hipoclorito de sodio al 1% (1minuto) y finalmente
un enjuague con agua destilada estéril, dejando filtrar el residuo de agua en papel filtro
estéril; se seleccionaron aleatoriamente de 2 a 5 fragmentos los cuales fueron sembrados en
PDA e incubados a temperatura ambiente.

6.4.3. Muestra de lodo

Se tomó 1g de lodo de manglar en 9 ml de agua destilada estéril realizando con asa estéril
un sembrado en estría en PDA.

6.4.4. Muestra de caparazón

Se realizó un frotis sobre la superficie de piangua con bisturí estéril obteniendo algunos
sedimentos que fueron enjuagados con agua marina estéril durante 30 segundos, filtrados
en papel filtro estéril y sembrado en PDA.
La concha de caracol fue lavada en 50 ml de agua marina estéril (1 minuto), hipoclorito de
sodio 1%(30 segundos), y enjuague con agua destilada. Se sembró directamente sobre el
agar PDA.
Tabla 2. Correspondencia de muestras por estación de muestreo.
Muestras Estación # muestras
m1,m2,m3, Chucheros 3 3
m4, m7, m8, m9,
m10, m12, m14,m15,
m16,m17
Estero Sande-mangle
2
10
m5, m6, m13 Juan de dios 1 3
m11 Isla palma 4 1
Total 4 17

6.5 MEDIO DE CULTIVO

El medio de cultivo seleccionado y de amplio espectro correspondió a PDA (Papa,
Dextrosa, Agar) deshidratado de la marca Merck, el cual recomienda preparar 39g por litro
de solución. En sustitución de agua destilada se utilizó agua marina filtrada estéril
(inicialmente) y una vez estéril el medio de cultivo, se adicionó 14ml de acido tartárico (al
10%) por litro de solución.

6.6 METODOS DE PRESERVACIÓN.

Preservación en glicerol al 10%.

Se esterilizó 150 ml de glicerol al 10% durante 15 minutos a 121°C (15 lb P),
distribuyéndolo en tubos ependorff con 1 a 1,5 ml y adicionando a cada tubo cuatro
fragmentos de cultivos monosporicos de diferente cepa. Estos se rotularon y sellaron con
cinta adhesiva almacenándolos en frascos estériles a temperatura de 5°c, en el laboratorio
de Biología de la universidad del valle.

6.7 IDENTIFICACION DE HONGOS.

La clasificación se realizó teniendo en cuenta la observación morfológica macro con
caracteres como la topografía, textura, color verso y reverso, coloración y propagación al
medio de cultivo, diámetro de crecimiento; y la microscópica con caracteres como la
septación de las hifas, la presencia de estructuras reproductivas (conidióforos, conidias),
clamidosporas; y otras características de crecimiento en medio de cultivo.
También apoyándose en claves taxonómicas, descripciones e ilustraciones de hongos
filamentosos de acuerdo con las referencias de autores tales como: Hawker (1966), Barnett
(1960), Gilman (1963), Barnett & Hunter (1972), Alexopoulos & Mims (1979), Picolo
(1984), Larone (1987), Herrera y Ulloa (1998), Watanabe (2002), la clave interactiva de
Trichoderma (http://nt.ars-grin.gov/taxadescription/keys/Trichoderma.cfm consulta:
febrero-marzo 2013) y enlaces virtuales de micología (Anexos F).
http://nt.ars-grin.gov/taxadescription/keys/Trichoderma.cfm
20

6.7.1 Medición microscópica de estructuras

Se realizó la medición con microscopio marca Olympus CH20 mediante esfera
micrométrica de referencia AX0023 OC-M 19mm 10/100, y microscopio marca Nikon
Eclipse Ni 90 (adaptado con cámara Nikon DS-Ri1 y software NIS-Elements BR 4.1)

Tabla 3. Medida de equivalencia con micrómetro ocular.
Objetivo Cada división equivale a
10x 10µm
40x 2,5µm
100x 1,0µm

6.7.2 Cultivo en lámina: (Mycology Guidebook Comitté, 1970)

Se esteriliza previamente el siguiente conjunto: una placa de petri, conteniendo papel filtro,
un tubo de vidrio fino en V, lámina y lamínula. Colocar un bloque con medio de PDA de
1cm
2
y 2 mm de altura en el centro de la lámina y el hongo en estudio inoculado en los
cuatro bordes del bloque. Cubrir el bloque con la laminilla o cubre objetos. Adicionar agua
destilada estéril sobre el papel filtro para obtener una cámara húmeda. El micro-cultivo será
colocado a temperatura ambiente 28
o
C sobre el tubo de vidrio y observando cuando
aparezcan las estructuras reproductivas que permitan la identificación. La lámina será
preparada removiendo la laminilla acrecentado dos gotas de ácido láctico o azul de
lactofenol como medio de montaje y cubierto con la laminilla donde se adhirieron las
estructuras. Las placas serán selladas para montaje permanente con Entellan.

Figura 5. Cultivo en lámina.
21

6.8 PROCESAMIENTO DE LA INFORMACION

6.8.1 Análisis de ocurrencia

Del total de cepas aisladas identificadas y sin identificar se realizó un análisis descriptivo
porcentual de los diferentes géneros ((número de aislamientos por genero/ total de hongos
aislados) x100); un análisis descriptivo de presencia en las cuatro estaciones y de relación
con las muestras colectadas, empleando tablas e histogramas.

6.8.2 Observación del crecimiento colonial

Se realizó una observación del crecimiento a partir de mediciones del diámetro colonial en
cajas de petri con 9 cm de diámetro a 28°C, utilizando variables de tiempo en 10 días, y con
base a las colonias que alcanzaron el máximo crecimiento en menos días.

Consideración
Picolo (1984) documenta un criterio adoptado para definición del crecimiento en placa ya
que no hay una concordancia entre autores sobre una metodología patrón, y cada autor
puede adoptar un criterio para cada taxón.
Crecimiento rápido: toda la superficie (9 cm de diámetro) en 7 días o menos.
Crecimiento moderado: 4,5 a 7 cm de diámetro en 7 días.
Crecimiento lento: alcanza 4 cm de diámetro en 7 días.

7. RESULTADOS

7.1 DESCRIPCION E IDENTIFICACION DE CEPAS

7.1.1 Clasificación taxonómica

Se identificaron un total de 12 géneros anamórficos organizados en 2 clases
(Hyphomycetes, Coelomycetes), 2 órdenes (Moniliales, Melanconiales), 5 familias
(Moniliaceae, Melanconiaceae, Dematiaceae, Tuberculariaceae, Agonomycetaceae
( micelya sterilia)) (Tabla 4).

Tabla 4. Clasificación taxonómica de microhongos aislados en cuatro zonas intermareales
de Bahía Málaga.

Reino Fungi
Phylum Ascomycetes
Grupo anamorfos(hongos mitosporicos)
CLASE ORDEN FAMILIA GENERO y EPECIE
Hyphomycetes Moniliales Moniliaceae Acremonium sp.
Aspergillus niger.
Gliocladium sp.
Helicomyces sp.
Penicillium spp.
Trichoderma spp.
Trichoderma viride.

Agonomycetaceae Burgoa sp.(Papulospora)
Dematiaceae Cladosporium sp.
Papularia sp.
Tuberculariaceae Fusarium spp.
Coelomycetes Melanconiales Melanconiaceae Pestalotia pezizoides.
Colletotrichum sp.

7.1.2 Descripción de Familias y Géneros Representativos.

7.1.2.1 Familia Moniliaceae

Esta es la familia con mayor número de especies entre lo Moniliales. Incluye todos los
hongos imperfectos que producen sus conidios en conidióforos hialinos, o directamente de
hifas hialinas no diferenciadas en conidióforos. La mayoría de las especies son saprobias,
pero muchas otras son patógenas de plantas y animales, depredadoras de pequeños
animales o patógenas del hombre (Herrera y Ulloa 1998).

Acremonium. (Cephalosporium) Corda.
Miembros de este género están ampliamente distribuidos.
Este género pertenece a la fase asexual (estado conidial) de Hypocrea citrina. (Herrera y
Ulloa op.cit.). Se puede comportar como saprofítico o parasítico, algunas especies causando
problemas vasculares en plantas.

Características generales: Conidióforo simple o ramificado, conidia (fialospora) hialina,
una célula, formando agrupación apical de conidias ovales.

Cepa (M12h1). Acremonium sp. (Muestra lodo).

La morfología de la colonia presenta un crecimiento de 3,4 cm en 10 días, inicialmente con
una superficie de color naranjacreciendo de forma circular o semicircular de topografía
semiconvexa, textura cerebriforme y reverso naranja, posteriormente se forma una textura
fina semifelpada blanca (Figura 6 a). Hifas septadas delgadas de 1-2 µm de ancho
(distancia septal de 4 -15 µm de largo), conidiosporas elipsoides de 3-5 µm de largo x 1,3-
1,8 µm de ancho, conidióforo erecto corto o largo de 25 a 90 µm de largo y con conidias
en el ápice agregadas por mucilago (en el ápice aproximadamente 25 conidiosporas)
(Figura 6 b-d).

a) b)
c) d)
Figura 6. a) Colonia en PDA b, c) Cabezal del Conidióforo d) Conidiosporas elipsoides.

Aspergillus Micheli ex Link. 1809.

En el género Aspergillus han sido descritas unas 200 especies, y es el género que presenta
una mayor distribución geográfica encontrándose desde las regiones árticas hasta el
Ecuador. El aire y el suelo de casi cualquier parte del mundo contiene los conidios de
diferentes especies; varias especies tienen actividad saprobia, biodeterioradora de diversos
sustratos y causantes de micosis de importancia médica (Herrera y Ulloa op.cit.).

Características generales: Los conidióforos de Aspergillus terminan en un hinchamiento a
partir de la cual nacen fiálides (en especies monoseriadas) o una métula y sobre esta fiálides
(en las especies biseriadas) productoras de cadenas de conidios tipo fialosporas o conidios
blásticos en sucesión basípeta (Herrera y Ulloa op.cit). El color de la colonia del genero
100x
40x
Ápice de
conidios
b
Conidióforo
Conidióforo
25

Aspergillus está determinado por los abundantes conidióforos y conidias (Alexopoulos &
Mims op.cit.).

Cepas (M10h4, M17h3). Aspergillus niger. (Muestra alga con detritus, y raíz).

La morfología de la colonia presenta un crecimiento de 9 cm de 4-6 días, inicialmente con
una superficie translucida creciendo de forma circular o semicircular de topografía
semielevada , textura filamentosa y reverso translucido, posteriormente se forma una
textura filamentosa granular amarilla con puntas cafés o marrones y reverso crema tenue
(Figura 7 a). Hifas septadas de 2-3 µm de ancho (distancia septal de 20-30 µm de largo),
conidias circulares con tonalidad café clara de 3 - 5 µm de diámetro, conidióforo erecto
largo no septado de 450-600 µm de largo x 8-14 µm de ancho, presentando vesícula
esférica terminal de 100-130 µm de diámetro (vesícula en formación con 12 µm de
diámetro) y fiálides biseriadas. El conidióforo desde la vesícula puede presentar 250 -1830
µm de largo (Figura 7 b-d).
a) b)
40x
Vesícula
26

c) d)
Figura 7. a) Colonia en PDA b) Conidióforo c) Conidiosporas d) Vesícula de conidióforo
en formación.

Gliocladium. Corda 1840.

Es común encontrarlo en suelo, generalmente saprofítico.

Características generales: conidióforos hilainos, conidias o fialosporas hialinas, una
célula conidial agregándose sucesivamente y formando masas mucilaginosas.

Cepa (M16h2). Gliocladium sp. (Muestra superficie Piangua).

La morfología de la colonia presenta un crecimiento de 6,2 cm en 10 días, inicialmente con
una superficie blanca creciendo de forma circular o semicircular de topografía semielevada,
textura semifelpada y reverso translucido, posteriormente se forma una textura felpada
blanca (algunos visos salmón) y reverso verde traslucido (Figura 8 a). Hifas septadas de
1,5-4 µm de diámetro (distancia septal de 10-70 µm largo), conidiosporas ovales de 3-4 µm
de largo x 2-3 µm de ancho, conidióforo septado , a veces ramificado presentando fiálides
de 9-15 µm de largo x 1,5-2 µm de ancho en forma de pincel (similares a penicillium) con
ramoconidias agrupadas y no en cadena (Figura 8 b, c).
100x
Vesícula en
desarrollo
100x
27

a) b)
c)
Figura 8. a) Colonia en PDA b) Conidióforo ramificado c) Conidióforo.

Helicomyces Link. 1809.

Saprofítico, característico en material vegetal en descomposición. (Barnett 1960).

Características generales: Conidióforos hialinos, cortos o elongados, conidio subhialino,
septado, filamentos conidiales delgados, higroscópicos, y en espiral (simpodulospora).

Cepa (M3h5). Helicomyces sp. (Muestra hojarasca verde y café).

La morfología de la colonia presenta un crecimiento de 9 cm en 9 días, inicialmente con
una superficie blanca creciendo de forma semicircular de topografía elevada, textura
algodonosa y reverso crema tenue, posteriormente continua la misma textura con una
mezcla de verde y reverso crema medio (Figura 9 a). Hifas septadas de 1,5-2,2 µm de
ancho (distancia septal de13-70 µm de largo), conidióforo de 43-110 µm de largo con
filamento conidial septado formando espiral de 18-30 µm de diámetro (enrollándose en la
40x
Conidióforo
40x(2x)
28

punta donde se vuelve más delgado), el cual puede dar origen a nuevas hifas. (Figura 9 b-
c).
a) b)
c)
Figura 9. a) Colonia en PDA. b y c) Conidióforo con filamento conidial espiral.

Penicillium Link, 1809.

Este género es encontrado desde el Ecuador hasta las regiones Polares, siempre que haya
algún substrato disponible.

Las especies del genero Penicillium, tan diversas o más que las del genero Aspergillus,
también son de los hongos más abundantes y de mayor distribución geográfica que existen,
sus esporas están en todos lados en el aire y suelo. Estos pueden deteriorar pieles, telas y
otros sustratos entre ellos semillas, granos almacenados y otros alimentos, e igualmente
incluyen especies que ocasionan micosis en humanos y animales (Herrera y Ulloa op.cit.).
Filamento
conidial
100x
100x
29

Características generales: Micelio constituido por hifas vegetativas ramificadas, septadas
hialinas .Los conidióforos de Penicillium se caracterizan por adoptar cierto tipo de
ramificación, produciendo ramas, métulas y fiálides con cadenas de conidios secos; los
conidios son de tipo fialoconidios o fialosporas, y son generados blastícamente en sucesión
basípeta. La morfología de los conidióforos es una de las características importantes para
diferenciar especies: monoverticilados, biverticilados, o poliverticilados; y si la
ramificación es simétrica o asimétrica (Herrera y Ulloa op.cit.).

Cepa (M1h3, M1h4). Penicillium sp. Morfoespecie 1. (Muestra hojarasca café).

La morfología de la colonia presenta un crecimiento de 4,6 a 6,2 cm en 10 días,
inicialmente con una superficie verde clara creciendo de forma circular o semicircular
(dispersando colonias), periferia blanca, borde entero o lobular, de topografía
planoconvexa , textura aterciopelada y reverso crema tenue, posteriormente continua la
misma textura, una tonalidad verde semioscura (a veces opaca) y reverso crema medio
(Figura 10 a) . Hifas septadas de 1-5 µm de ancho (distancia septal de 12 - 45 µm de largo),
conidióforo septado de 40-400 µm de largo (biverticilado simétrico) con 2 a 4 ramos
fialiferos, presentando métulas con dimensiones desde septo de 2-4 µm de ancho x 9-18
µm de largo; aproximadamente 2 a 6 fiálides por división en forma de pincel de 1,8-2,5 µm
de ancho x 6-12 µm de largo, y conidiosporas circulares de 2 -3 µm de diámetro (Figura 10
b-c).

a) b)
Métula
30

c)
Figura 10. a) Colonia en PDA b, c) Conidióforos biverticilados.

Cepa (M9h1). Penicillium sp. Morfoespecie 2. (Muestra concha de caracol).

La morfología de la colonia presenta un crecimiento de 4,5-8,3 cm de diámetro en 10 días,
inicialmente con una superficie verde claro, colonias creciendo de forma circular o
semicircular con bordes periféricos blancos enteros o lobulares, de topografía plana-
convexa, textura aterciopelada y reverso crema. Posteriormente continúa la misma textura
cambiando a un verde semioscuro(o semicoscuro opaco), generando pliegues radiales
(algunas colonias con concavidad central) (Figura 11 a). Hifas septadas de 1,5 - 4 µm de
ancho (distancia septal de 15-120 µm de largo), conidióforo septado de 70-90 µm de largo
y en ocasiones trifurcado (biverticilado simétrico), métula de 3-4 µm de ancho y desde
septo de 6-14 µm de largo x 2-3 µm de ancho medialmente, presentando aproximadamente
4-5 fiálides por ramo en forma de pincel. Fiálides de 5-9 µm de largo x 1,8-2 µm de ancho,
conidiosporas circulares de 1,5-3,25 µm de diámetro (Figura 11 b, c).

Métulas
100x
31

a)
b) c)
Figura 11.a) Colonia en PDA. b) Conidióforo trifurcado c) Conidióforo y conidias.

Cepa (M12h2). Penicillium sp. Morfoespecie 3 (Muestra Lodo).

La morfología de la colonia presenta un crecimiento de 4,1 cm en 10 días, inicialmente con
una superficie blanca y verde clara creciendo de forma circular o semicircular con bordes
periféricos blancos enteros o lobulares, de topografía plana-convexa, textura aterciopelada
y reverso translucido, posteriormente continua la misma textura con coloración verde
grisacea, generando pliegues radiales y reversos crema (Figura 12 a). Hifas septadas de 1,8-
2 µm de ancho, conidióforo largo septado de 100-130 µm de largo (monoverticilado),
ramo desde septo de 14 µm de largo x 4 µm de ancho presentando aproximadamente 4-6
fiálides de 7-9 µm de largo x 2 µm de ancho en forma de pincel con 7 a 18 conidiosporas
en cadena, conidiosporas circulares de 2-3 µm de diámetro (Figura 12 b-c). Clamidospora
terminal de 4-13 µm de largo x 4-5 µm de ancho y clamidospora intermedia globosa de 6-
40x
Conidióforo
100x
32

14 µm de diámetro.
a) b)
c)
Figura 12. a) Colonia en PDA b) Conidióforo monoverticilado c) Esterigma fialido.

Cepa (M17h5). Penicillium sp. Morfoespecie 4. (Muestra raíz mangle).

La morfología de la colonia presenta un crecimiento de 6,6 cm en 10 días, inicialmente con
una superficie blanca a verde clara creciendo de forma semicircular y/o circular con bordes
periféricos blancos verticilados, de topografía planoconvexa , textura aterciopelada y
reverso crema tenue, posteriormente continua la misma textura, una tonalidad verde
azuloso y reverso crema medio con viso naranja central (Figura 13 a, b). Hifas septadas de
1,8-4 µm de ancho (distancia septal de 12 a 40 µm de largo), conidióforo septado de 90-300
µm de largo (poliverticilado), a veces bifurcado con 2 divisiones o ramos con
dimensiones desde septo de 10-15 µm de largo x 3-4 µm ancho y presentando métulas de
100x
100x
Fiálides
33

6-10 µm de largo x 2-3 µm de ancho; aproximadamente 4 a 7 fiálides en forma de pincel
por división de 2-3 µm ancho x 7- 9 µm de largo, conidiosporas circulares de 2 -3,5 µm de
diámetro (Figura 13 c, d).
a) b)
c) d)
Figura 13. a) Colonia en PDA b) colonia (obs. Estéreo) c) Conidióforo poliverticilado y
conidiosporas d) Conidias.

Trichoderma Persoon 1974.

Es muy común en el suelo, caracterizado por su notable actividad celulolítica. Presenta
hifas estériles trepadoras, originando un césped miceliar aplanado y solidó. Tiene
excelentes propiedades para el control biológico y es un excelente estimulador del
crecimiento radicular. La temperatura de crecimiento óptimo está entre 20-28°C y un pH
óptimo de 4.5-5.5. (Herrera y Ulloa op.cit.).

100x
Métulas
100x (2x)
Ramo primario
34

Características generales: Desarrolla conidióforos erectos con verticilio o ramas laterales
de fiálides cortas, ramificación comúnmente opuesta, sin el ápice hinchado y produciendo
de manera terminal conidios blásticos en sucesión basípeta, pero como estos son
mucilaginosos se acumulan en bolas sobre las puntas de las fiálides. Varias especies del
género Hypocrea, un Ascomicete, tienen su fase imperfecta en Trichoderma.

En la separación y agrupación de las morfoespecies de Trichoderma se tuvo en cuenta
caracteres morfológicos de los cuales algunos variaron en resiembras, no obstante
presentaban similitudes en la estructura y dimensión microscópica.
La descripción siguiente del género se organizó de acuerdo a la morfología de las
conidiosporas en: circulares , ovales y mixtas.

Grupo conidiosporas circulares (7h4, 7h5, 8h1, 8h2, 8h3, 13h1, 13h2, 14h1, 14h2, 15h3,
17h6).

Cepas (M7h4, M7h5) Trichoderma sp. Morfoespecie 1. (Muestra hojarasca café).

La morfología de la colonia presenta un crecimiento de 9 cm en 6 días, inicialmente con
una superficie blanca y verde con escasos gránulos creciendo de forma circular con borde
entero, de topografía semielevada , textura semifelpada-granular y reverso crema tenue,
posteriormente continua la misma textura de coloración verde semioscuro, y reverso crema
medio (Figura 14 a). En rosa de bengala la superficie es felpada blanca con visos amarillos
y algunos gránulos blancos y verdes claros a semioscuros, siendo el reverso rosáceo. Hifas
septadas de 1,8-5 µm de diámetro (distancia septal de 14-35 µm de largo), conidiosporas
circulares (azul o verde-azul) de 2-4 µm de diámetro, presentándose en agregaciones de 5-
15 µm de diámetro, conidióforo septado algunos hasta con 37,5-70 µm largo, y
presentando fiálides que varían de 7-10 µm largo x 2-2,5 µm de ancho. Clamidospora
intermedia de 5 µm de diámetro y libres hasta 9 µm (Figura 14 b-d).
35

a) b)
c) d)
Figura 14. a) Colonia en PDA b) Conidióforo y conidias c) Fiálide d) Conidias agregadas.

Cepas (M8h1, M8h2, M8h3) Trichoderma sp. Morfoespecie 2 (Muestra Corteza raíz
mangle).

La morfología de la colonia presenta un crecimiento de 9 cm en 5-6 días, inicialmente con
una superficie blanca con escasos gránulos verdes creciendo de forma circular o
semicircular con borde entero o lobular, de topografía semielevada, textura semifelpada-
granular y reverso crema tenue, posteriormente continua la misma textura o cambiando a
felpada-granular verde semioscuro, generando algunas motosidades (Figura 15 a). Hifas
septadas de 1 - 4 µm de diámetro (distancia septal de 10-70 µm de largo), conidiosporas
circulares (azul o verde-azul) de 2-4,5 µm de diámetro, libres o en agregaciones de 8-10 µm
de diámetro, ramificación de apx. 200 µm de largo, conidióforo septado algunos hasta con
20-120 µm de largo y presentando fiálides que varían de 6-12 µm de largo x 1,6-2,5 µm de
100x
Fiálides
100x(2x) 100x(2x)
Fiálide
36

ancho (Figura 15 b-d). Clamidospora intermedia de 5-8 µm de diámetro, clamidospora
terminal de 5-7 µm de largo x 3-5 µm de ancho.

a) b)
c) d)
Figura 15. a) Colonias en PDA. b) Conidiosporas c) Conidióforos d) Fiálides.

Cepas (M13h1, M13h2) Trichoderma sp. Morfoespecie 3. (Muestra raspado de alga).

La morfología de la colonia presenta un crecimiento de 9 cm en 6 días, inicialmente con
una superficie blanca y verde claro, creciendo de forma dispersa con borde difuso, de
topografía semielevada, textura polvorosa y reverso crema, posteriormente continua la
misma textura, verde claro, creando coloración crema al medio (Figura 16 a); la variación
morfológica semifelpada granular y de crecimiento circular presento una tonalidad
semioscura al centro y blanco periférico, formando algunos cumulos semifelpados blancos
y reverso translucido. Hifas septadas de 1- 4 µm de ancho (distancia septal de 9-35 µm de
100x
40x
100x
Fialides
37

largo, conidiospora circular azul de 2-3 µm de diámetro o presentándose en agregaciones
de 6-10 µm de diámetro, conidióforo septado algunos hasta con 50-120 µm largo, y
presentando fiálides que varían de 7-15 µm largo x 1,8-2 µm de ancho. (Figura 16 b, c).
a) b)
c)
Figura16. a) Colonia en PDA. b, c ) Conidióforo y Fiálides.

Cepas (M14h1, M14h2). Trichoderma sp. Morfoespecie 4. (Muestra cortex de semilla).

La morfología de la colonia presenta un crecimiento de 9 cm en 5 días, inicialmente con
una superficie blanca y translucida creciendo de forma semicircular o circular, borde
entero, de topografía semielevada, textura semifelpada-granular verde con blanco y reverso
crema tenue, posteriormente varia de verde claro a semioscuro continuando la misma
textura con granulosidades y algunas motosidades (Figura 17 a). En rosa de bengala la
textura es semifelpada-granular. El medio se torna amarillo. Hifas septadas de 2 - 3 µm de
diámetro (distancia septal de 12-48 µm de largo), conidiosporas circulares de 2 - 4 µm
100x
Fiálide
40x
38

diámetro libres o agregadas por mucilago con diámetros de 6-13 µm, conidióforo septado
de 30-54 µm de largo, presentando fiálides que varían de 5 - 10 µm de largo x 2-2,5 µm de
ancho (Figura 17 b-d). Clamidosporas intermedia de 6 µm de diámetro y terminal de 5x4
µm.
a) b)
c) d)
Figura 17. a) Colonia en PDA b) Conidióforo ramificado c) Fiálide d) Conidióforo: fiálides
y conidias.

Cepa (M15h3). Trichoderma viride. (Muestra rama descompuesta).

La morfología de la colonia presenta un crecimiento de 9 cm en 5 días, inicialmente con
una superficie blanca creciendo de forma semicircular a circular, borde verticilado, de
topografía semielevada, textura semifelpada granular y reverso crema tenue, posteriormente
varia de verde claro a oscuro continuando la misma textura granular (Figura 18 a). Hifas
septadas de 2 - 5 µm de diámetro (distancia septal de 7-63 µm de largo), conidiosporas
40x
Fiálide
100x
Conidias
Fiálide
39

circulares de 2 - 4 µm diámetro libres o agregadas por mucilago con diámetros de 7-14µm,
conidióforo septado de 55-140 µm de largo, presentando fiálides que varían de 6 - 8 µm L
x 1,5-2 µm de ancho (Figura 18 b-d). Clamidospora intermedia de 7x5 µm.
a) b)
c) d)
Figura 18. a) Colonia en PDA b) Conidióforos y Conidias agregadas c, d) Conidióforo.

Cepa (M17h6). Trichoderma viride (sin. T.lignorum). (Muestra raíz mangle).

La morfología de la colonia presenta un crecimiento de 9 cm en 4 días, inicialmente con
una superficie verde claro con granulaciones blancas en periferia, creciendo de forma
circular y borde verticilado, de topografía semielevada, textura semifelpada-granular y
reverso crema medio, posteriormente continúa la misma textura, verde semioscuro a
oscuro, formando algunos cumulos motosos blancos y verdes (Figura 19 a). En rosa de
bengala creció felpado circular, de coloración blanco y amarillo. Hifas septadas de 2 - 4,5
µm de ancho (distancia septal de 25 a 55 µm de largo), conidiospora circular, azul o verde
40x
100x
Fiálides
100x(1.25)x
Conidias
40

azul de (2,3-) 2,8-3,8 µm de diámetro presentándose en agregaciones de 5 - 12,8 µm de
diámetro. Conidióforo septado algunos hasta con 62-100 µm largo, y presentando fiálides
que varían de 7,5 - 11 µm Largo x 2-2,5 µm de ancho (Figura 19 b-d).
a) b)
c) d)
e)
Figura 19. a) Colonia en PDA. b) Conidiosporas agregadas c) Conidias d) Fiálide
e) Conidióforo.
100x(2x)
Fiálide
100x(2x)
100x(2x)
41

Grupo conidiosporas ovales

Cepas (M6h1, M6h2, M6h3). Trichoderma. Morfoespecie 5. (Muestra rama corteza).

La morfología de la colonia presenta un crecimiento de 9 cm en 6 días, inicialmente con
una superficie blanca y verde, creciendo de forma dispersa sin borde notable, de topografía
semielevada escasa, textura polvorosa y reverso amarillo y/o crema tenue, posteriormente
continúa la misma textura y reverso (figura 20 a). Hifas septadas de 1,5 - 5 µm de diámetro
(distancia septal de 7-45 µm de largo), conidiosporas ovales (algunos elípticos) de 3-5 µm
de largo x 2-3 µm de ancho, libres o en agregaciones de 6-10 µm de diámetro, conidióforo
ramificado septado hasta con 50-80 µm de largo presentando fiálides que varían de 6-7,5
µm L x 1,5-2 µm de ancho (Figura 20 b-d). Clamidospora intermedia de 6-7 µm,
clamidospora terminal de 6 -7 µm de largo x 5-6 µm de ancho y de 5-7 µm de diámetro.
a) b)
c) d)

100x
40x
100x
Conidióforo
Fiálide
42

Figura 20. a) Colonia en PDA b) Conidióforo ramificado c) Conidias d) Conidióforo.

Cepa (M9h2). Trichoderma sp. Morfoespecie 6. (Muestra Concha caracol).

La morfología de la colonia presento un crecimiento de 9 cm en 4 días , inicialmente con
una superficie blanca y verde clara, creciendo de forma semicircular o circular con borde
verticilado, de topografía rugosa, textura granular y reverso translucido, posteriormente
continúa la misma textura cambiando a verde oscuro, generando algunos corpúsculos
granulares y reverso crema medio (Figura 21 a). Hifas septadas de 1,5-3,5 µm ancho (
distancia septal de 10 - 44 µm de largo), conidiosporas ovales a elípticas de 3-5 µm de
largo x 2,5-3 µm ancho, o presentándose en agregaciones de 7-12 µm de diámetro,
conidióforo septado algunos hasta con 50-100 µm de largo, y presentando fiálides que
varían de 6 -7 µm L x 1,2 - 2 µm de ancho, clamidospora terminal de 7 µm L x 4 µm de
ancho, clamidospora intermedia de 6-7 µm de diámetro o de 10 µm L x 5-7 µm de ancho
(Figura 21 b-d).
a) b)
Fiálide
43

c) d)
Figura 21. a) Colonia en PDA b) Conidias y Fiálide c) Conidias d) Conidióforo.

Cepas (M15h1, M15h2). Trichoderma sp. Morfoespecie 7. (Muestra rama descompuesta).

La morfología de la colonia presento un crecimiento de 9 cm en 6 días , inicialmente con
una superficie blanca y verde clara, creciendo de forma semicircular y dispersa con borde
verticilado, de topografía semielevado, textura semifelpada-granular y reverso crema tenue,
posteriormente continúa la misma textura, de coloración verde semioscura, generando
coloración amarilla al medio (Figura 22 a). Hifas septadas de 2-4 µm de ancho (distancia
septal de 8- 65 µm de largo), conidiosporas ovales de 3-5 µm largo x 2,5-3,5 µm de ancho,
o presentándose en agregaciones de 8 -11 µm de diámetro, conidióforo septado algunos
hasta con 50-70 µm de largo, y presentando fiálides que varían de 7-10 µm Largo x 2-3,5
µm de ancho, clamidospora terminal de 4-7 µm L x 3-5 µm de ancho (Figura 22 b-d).

a) b)
Fiálides
100x(2x)
100x 100x
Fiálide
44

c) d)
Figura 22. a) Colonia en PDA b) Fiálides c) Conidiosporas d) Clamidospora.

Cepa (M5h1, M5h2). Trichoderma sp. Morfoespecie 8. (Muestra rama blanca).

La morfología de la colonia presenta un crecimiento de 9 cm en 5 días, inicialmente con
una superficie verde clara y blanco periférico creciendo de forma circular o semicircular
con borde lobular o fusiforme, de topografía semielevada, a veces rugosa, textura
semifelpada-granular y reverso crema tenue, posteriormente continua la misma textura,
con una tonalidad verde oscura (Figura 23 a). Hifas septadas de 1 - 5 µm de diámetro
(distancia septal de 10-60 µm de largo), conidiosporas (azul y verde-azul) ovales de 3,5-5
µm de largo x 2,5-3,5 µm de ancho agregadas por mucilago, la agregación puede presentar
diámetros de 6-13 µm de diámetro, Conidióforo septado y bifurcado en la punta de 80-
140 µm de largo, fiálides de 6-8 µm de largo x 1,5-2 µm de ancho. Puede presentar
clamidosporas terminales de 6-8 µm de diámetro o de 11 µm de largo x 8 µm ancho,
clamidosporas intermedias de 8-12 µm L x 6-8 µm ancho. (Figura 23 b-d).
100x(2x) 100x(2x)
Clamidospora
45

a) b)
c) d)
e)
Figura 23. a) Colonia en PDA b) Conidióforo c) fiálides y Conidias d) Agregación de
conidias e) Conidias.

100x(1.5x)
40x
100x(1.5x)
Fiálide
100x(2x)
46

Conidias MIixtas.

Cepas (M11h2, M11h5). Trichodermasp. Morfoespecie 9. (Muestra pluma).

La morfología de la colonia presenta un crecimiento de 9 cm en 5 días, inicialmente con
una superficie blanca, después verde central claro y periferia granular blanca, creciendo de
forma semicircular a circular con borde entero, de topografía semielevada, textura
semifelpada-granular a granular y reverso translucido, posteriormente continua la misma
textura, verde oscuro y a veces periferia blanca (Figura 24 a); en rosa de bengala se
desarrollo una textura semilfelpada granular verde oscura y algunos gránulos blancos
(Figura 24 b). Hifas septadas de 1,6 - 3 µm de diámetro (distancia septal de 8-95 µm de
largo), conidiospora circular azul de 2,5-4 µm de diámetro y oval de 3,5-5 µm de largo x
3-4 µm de ancho, presentándose en agregaciones de 7-15 µm de diámetro. Conidióforo
septado algunos hasta con 40-60 µm largo, y presentando fiálides que varían de 7-10 µm
de Largo x 2-2,2 µm de ancho. Clamidospora terminal de 7-11 µm de largo x 5-7 µm de
ancho, globosa de 5-10 µm y clamidospora intermedia de 5-9 µm de diámetro (Figura 24 b-
e).

a) b)
47

c) d)
e)
Figura 24. a) Colonia en PDA b) Colonia en rosa de bengala c) Conidióforo
d) Conidiosporas y Clamidospora e) Conidias.

7.1.2.2 Familia Dematiaceae

Los hongos incluidos en esta familia se caracterizan por tener hifas y conidios de color
oscuro, al igual que los moniliaceos no producen sus conidios en cuerpos fructíferos o
esporoforos complejos. La mayoría de las especies son saprobias, pero también hay
parasitas de plantas, animales y humanos (Herrera y Ulloa op.cit.).

Cladosporium Link. 1815.

Los miembros de este género son comunes en suelos de diversas regiones, pueden ser
aislados de material vegetal o de plantas vivas como parásitos, o de uñas y pelos de
100x
100x
Clamidospora
Fiálide
100x
48

animales (Picolo 1984).Se encuentran entre las más abundantes en la naturaleza. Algunas
son saprobias, asimiladoras de hidrocarburos, patógenas del hombre (Herrera y Ulloa
op.cit.). La especie C. cladosporoides ha sido referenciada en América, Europa, Asia,
Oceanía y África.

Características generales: Micelio vegetativo constituido por hifas septadas, ramificadas
cortas o alargadas, hialinas o pigmentadas conidióforo generalmente erecto, recto o
flexible, septado, ramificado o no, color verde oliva a marrón oscuro (Picolo op.cit.).
Típicamente producen conidios holoblásticos en cadenas con sucesión acrópeta,
generalmente unicelulares aunque también se forman los llamados ramoconidios, con uno o
dos septos; ambos tipos de conidios se reconocen fácilmente por las cicatrices polares que
aparecen como anillos oscuros, en vista frontal o bandas oscuras en vista lateral (Herrera y
Ulloa op.cit.).

Cepas (M11h3, M11h4). Cladosporium sp. (Muestra Pluma).

La morfología de la colonia presenta un crecimiento de 4-6 cm en 10 días, inicialmente
con una superficie verde oliva clara creciendo de forma semicircular con bordes periféricos
blanco crema, de topografía plano-convexa , textura aterciopelada y reverso translucido,
posteriormente continua la misma textura con verde oliva oscuro, generando pliegues
periféricos (Figura 25 a). Hifas septadas de 2-6 µm de ancho (distancia septal de 7-40 µm
de largo), células conidiogénicas libres elipsoides cortas y alargadas con poro apical
presentando color demateaceo (café claro) de 4-14 µm de largo x 2,5-4,5 µm de ancho,
algunas con septos intermedios, conidióforo (ramos) desde 7-30 µm de largo (Figura 25 b-
c).
49

a) b)
c)
Figura 25. a) Colonia en PDA b,c) Células conidiogénicas con poro apical (blastoconidias)

Papularia Fr., 1825 (sinonimo Arthrinium).

Es un hongo cosmopolita aislado de plantas y suelo. Son hallados como saprofíticos en
semillas de cereales y pasto. No existen infecciones reportadas en humanos o animales
(<http://www.doctorfungus.org> consulta: 16 diciembre 2012).

Características generales: crece rápidamente en agar produciendo micelio aéreo blanco,
las conidias lenticulares oscuras se pueden formar en cluster en las terminaciones de
conidióforos delgados.

b
40x
100x
50

Cepas (M17h1, M17h2, M17h4). Papularia sp. (Muestra Raíz mangle).

La morfología de la colonia presenta un crecimiento de 4,2 cm en 10 días, inicialmente con
una superficie blanca creciendo de forma semicircular con borde entero, de topografía
semielevada, textura semifelpada a felpada y reverso crema tenue, posteriormente continua
la misma textura tornándose oscuro, generando algunos pliegues periféricos y reverso
crema medio (Figura 26 a) . En ensayos en Czapeck, el crecimiento inicial fue blanco
glabro semicircular y semielevado desarrollándose después micelio oscuro hacia el borde y
reverso crema a café claro (Figura 26 b). Hifas septadas de 1,5 - 4,5 µm de diámetro
(distancia septal de 5-20 µm de largo), conidióforo corto con fiálides de 4-7 µm de largo x
1-2 µm de ancho del cual se desprenden conidias independientes de pared lisa, ovales,
elipsoides a oblongas presentando color demateaceo (café) de 5-12,5 µm de largo x 2-9 µm
ancho, algunas presentando núcleos notables de 4,5 µm de diámetro, clamidospora
semiglobosa de 12 x11 µm y de 10 µm (Figura 26 c-e). En primeras fases de incubación
algunas conidias pueden observarse teñidas de azul.

a) b)
51

c) d)
e)
Figura 26. a) Colonia en PDA b) Colonia en Czapeck c) Conidiosporas demateaceas
d, e) Conidióforo fialidico y conidias.

7.1.2.3 Familia Tuberculariaceae

La característica que incluye a los hongos de esta familia es la formación de esporodoquios,
estructuras que normalmente se desarrollan en condiciones naturales pero que no siempre
se presentan en cultivos de laboratorio. Existen formas saprobias que viven en el suelo y en
restos de plantas, así como parasitas de vegetales y productoras de micotoxinas (Herrera y
Ulloa op.cit.).

Fusarium
Existen especies de Fusarium que parasitan diversas plantas en las que generalmente
causan un marchitamiento. El micelio y los tejidos del hongo invaden los tejidos vasculares
100x
Fiálide
100x
52

bloqueando físicamente la translocacion del agua y provocando el marchitamiento cuando
suficientes vasos son taponados (Herrera y Ulloa op.cit.).

Características generales: las especies del genero Fusarium típicamente producen dos
tipos de conidios, denominados macroconidios y microconidios debido a sus respectivos
tamaños, ambos a partir de fiálides (fialosporas). Los macroconidios son largos y curvados,
multiseptados, en forma de creciente lunar o de canoa y generalmente se originan de
conidióforos dispuestos en esporodoquios, aunque también se pueden formar en
conidióforos separados. Los microconidios generalmente son unicelulares y de forma
ovalada o esferoidal. En ocasiones se forman conidios de apariencia intermedia entre los
macro y microconidios.

Cepa (M2h1). Fusarium sp. Morfoespecie 1. (Muestra Semilla mangle).

La morfología de la colonia presento un crecimiento de 4,5-5,2 cm en 10 días, inicialmente
con una superficie blanca, creciendo de forma semicircular con borde entero, de topografía
semielevada, textura semialgodonosa y reverso crema medio, posteriormente continúa la
misma textura, tonalidad rosa con blanco, y reverso crema (Figura 27 a). Hifas septadas de
2 - 5 µm diámetro (distancia septal de 10-90 µm de largo), macroconidias septadas (con 3 y
4 divisiones donde los extremos presentan similar dimensión: una macroconidia triseptada
de 50 µm largo puede medir medialmente 30 µm y 10 µm en ambos extremos) de borde
romo de 16-65 µm de largo x 3- 6,25 µm ancho, microconidias de 5-10 µm largo x 2-4 µm
de ancho (Figura 27 b-c).