CB-0473116

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CARACTERIZACIÓN Y VARIABILIDAD PALINOLÓGICA DE OCHO 
ESPECIES DE CACTÁCEAS DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE COLOMBIA 
SEDE PALMIRA Y DE LA UNIVERSIDAD DEL VALLE SEDE MELÉNDEZ 
 
 
 
 
 
JOHAN KELBER HOME RAMÍREZ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
UNIVERSIDAD DEL VALLE 
 FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES Y EXACTAS 
PROGRAMA ACADÉMICO DE BIOLOGÍA 
SANTIAGO DE CALI 
2012 
CARACTERIZACIÓN Y VARIABILIDAD PALINOLÓGICA DE OCHO 
ESPECIES DE CACTÁCEAS DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE COLOMBIA 
SEDE PALMIRA Y DE LA UNIVERSIDAD DEL VALLE SEDE MELÉNDEZ 
 
 
JOHAN KELBER HOME RAMÍREZ 
 
 
 Proyecto de Trabajo de Grado presentado como requisito parcial para optar al título 
de Biólogo con mención en Botánica. 
 
Directora 
CREUCÍ MARÍA CAETANO 
 Bióloga, Ph.D. 
 
Codirectora 
ALBA MARINA TORRES GONZÁLEZ 
Bióloga, M.Sc., Ph.D. 
 
 
UNIVERSIDAD DEL VALLE 
 FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES Y EXACTAS 
PROGRAMA ACADÉMICO DE BIOLOGÍA 
SANTIAGO DE CALI 
2012 
UNIVERSIDAD DEL VALLE 
 
FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES Y EXACTAS 
 
PROGRAMA ACADÉMICO DE BIOLOGÍA 
 
JOHAN KELBER HOME RAMÍREZ, 1988 
 
 
 
CARACTERIZACIÓN Y VARIABILIDAD PALINOLÓGICA DE OCHO 
ESPECIES DE CACTÁCEAS DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE COLOMBIA 
SEDE PALMIRA Y DE LA UNIVERSIDAD DEL VALLE SEDE MELÉNDEZ 
 
 
 
 
MATERIAS O TEMAS: Cactaceae, palinología, palinotaxonomía, morfología 
polínica, morfometría polínica, microscopía. 
 
 
 
 
ii 
 
 
 
NOTA DE APROBACIÓN 
 
El trabajo de grado titulado “Caracterización y variabilidad palinológica de ocho 
especies de cactáceas de la Universidad Nacional de Colombia sede Palmira y de la 
Universidad del Valle sede Meléndez”, presentado por el estudiante JOHAN KELBER 
HOME RAMÍREZ, para optar por el título de Biólogo, fue revisado por el jurado y 
calificado como: 
APROBADO 
 
 
_________________________________ 
Creucí María Caetano Ph.D. 
Directora 
 
 
 
_________________________________ 
Alba Marina Torres González M.Sc., Ph.D. 
Codirectora 
 
 
_________________________________ 
Olga Lorena Cortés Ceballos 
Jurado 
iii 
 
DEDICATORIA 
 
 
 
 
 
A mi abuela Isabel y mi mamá, por haber creído en mí y darme su completo apoyo y a 
todos los que me acompañan en esta aventura de la ciencia. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
iv 
 
AGRADECIMIENTOS 
A mi familia por que siempre he contado con su apoyo, nunca me han dejado solo y han 
dado lo mejor para que yo esté bien. A mis amigos por su amistad incondicional. 
 
A mi directora Creuci María Caetano por haberme dado esta magnífica oportunidad, por su 
apoyo, orientación y confianza. A Efrén Muñoz por iniciarme en la palinología y por su 
asesoría invaluable durante todo el proceso del proyecto de grado. A la Universidad 
Nacional de Colombia sede Palmira por permitirme usar su infraestructura de investigación 
como el banco de germoplasma y el laboratorio de microscopía y citogenética. 
 
A mi codirectora Alba Marina Torres por su enorme colaboración, apoyo y confianza 
durante el desarrollo de este trabajo, además por haber dejado su huella en mi formación 
como científico y persona. A la Universidad del Valle sede Meléndez, a la facultad de 
ciencias, al departamento de biología y a la sección de botánica por que en sus instalaciones 
recibí una formación de calidad. A todos los profesores que con su conocimiento me 
formaron como biólogo. Al laboratorio de microscopía electrónica de la escuela de 
ingeniería de materiales y a su técnico Irvin Castro que me colaboraron con la toma de las 
micrografías. 
 
Al herbario CUVC y a su director Philip Silverstone-Sopkin por haberme permitido trabajar 
en sus instalaciones y por haberme formado en la botánica. A Edier Soto por su asesoría en 
los análisis estadísticos. 
 
v 
 
TABLA DE CONTENIDO 
 Página 
1. RESUMEN……………………………………………………………………………...1 
2. INTRODUCCIÓN……………………………………………………………………...3 
 
3. MARCO TEÓRICO………………………………………………………………….. 6 
3.1. Palinología………………………………………………………………………….6 
3.1.1. Definición……………………………………………………………………6 
3.1.2. Historia………………………………………………………………………6 
3.1.3. Métodos de preparación de material polínico………………………………..9 
3.1.4. Morfología polínica………………………………………………………10 
3.1.5. Palinotaxonomía……………………………………………………………10 
3.2. La familia Cactaceae………………………………………………………………13 
 
4. OBJETIVOS…………………………………………………………………………..15 
4.1. Objetivo general…………………………………………………………………...15 
4.2. Objetivo específico………………………………………………………………..15 
 
5. HIPÓTESIS…………………………………………………………………………...16 
 
6. MATERIALES Y MÉTODOS……………………………………………………….17 
6.1. Área de estudio…………………………………………………………………….17 
6.2. Colección y procesamiento de material polínico………………………………….18 
6.3. Montaje de placas para microscopía óptica……………………………………….20 
6.4. Observación y medición del polen en microscopio óptico………………………..21 
6.5. Microscopía electrónica de barrido (MEB) para polen acetolizado………………22 
6.6. Análisis estadístico de los datos…………………………………………………..23 
 
7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN.……………………………………………………..25 
8. CONCLUSIONES.……………………………………………………………………50 
9. LITERATURA CITADA……………………………………………………………51 
ANEXO A………………………………………………………………………………..58 
ANEXO B..………………………………………………………………………………62 
vi 
 
LISTA DE FIGURAS 
 
Página 
FIGURA 1. Mapa del departamento del Valle del Cauca mostrando con área 
 entramada los municipios de Cali y Palmira, donde se encuentran 
 ubicadas la Universidad del Valle sede Meléndez y La 
 Universidad Nacional sede Palmira……………………………………….17 
 
FIGURA 2. Esquema del campus de la Universidad Nacional sede Palmira, 
Valle del Cauca, donde se observa el banco de germoplasma de 
pitahaya……………………………………………………………………19 
 
FIGURA 3. Esquema del campus Meléndez de la Universidad del Valle, Valle 
del Cauca, donde se observan los lugares de cultivo de los cactus……….19 
FIGURA 4. Esquema de las placas montadas con polen de Cactaceae para 
observación del polen en microscopía óptica……………………………..21 
FIGURA 5. Mediciones del eje polar en vista ecuatorial, realizadas en MO sobre 
granos de polen acetolizados de ocho especies de cactáceas del banco 
de germoplasma de la Universidad Nacional sede Palmira y de la 
Universidad del Valle sede Meléndez…………………………………….34 
FIGURA 6. Mediciones del eje ecuatorial en vista ecuatorial, realizadas en MO 
sobre granos de polen acetolizados de ocho especies de cactáceas del 
banco de germoplasma de la Universidad Nacional sede Palmira y de 
la Universidad del Valle sede Meléndez…………………………………..35 
FIGURA 7. Mediciones del eje ecuatorial en vista polar, realizadas en MO sobre 
granos de polen acetolizados de ocho especies de cactáceas del banco 
de germoplasma de la Universidad Nacional sede Palmira y de la 
Universidad del Valle sede Meléndez……………………………………..36 
FIGURA 8. Mediciones del área de apocolpio, realizadas en MO sobre granos de 
polen acetolizados de ocho especies de cactáceas del banco de 
germoplasma de la Universidad Nacional sede Palmira y de la 
Universidad del Valle sede Meléndez……………………………………..37 
FIGURA 9. Índice de relación eje polar/eje ecuatorial, obtenido por MO sobre 
granos de polen acetolizados de ocho especies de cactáceas del 
banco de germoplasma de la Universidad Nacional sede Palmira 
y de la Universidad del Valle sede Meléndez……………………………..39 
vii 
 
FIGURA 10. Mediciones del grosor de sexina, realizadas en MO sobre granos 
de polen acetolizados de ocho especies de cactáceas delbanco de 
germoplasma de la Universidad Nacional sede Palmira y de la 
Universidad del Valle sede Meléndez……………………………………..40 
FIGURA 11. Valores promedio de mediciones de grosor de nexina, realizadas en 
MO sobre granos de polen acetolizados de ocho especies de cactáceas 
del banco de germoplasma de la Universidad Nacional sede Palmira y 
de la Universidad del Valle sede Meléndez……………………………….41 
FIGURA 12. Dendrograma del análisis de grupos usando el algoritmo de grupos pareados 
y medida de similitud Bray-Curtis de las mediciones de caracteres 
cuantitativos, obtenidos de observaciones en MO y MEB sobre granos de 
polen acetolizados de ocho especies de cactáceas del banco de germoplasma 
de la Universidad Nacional sede Palmira y de la Universidad del Valle 
sede Meléndez……………………………………………………………..42 
FIGURA 13. Polen de Hylocereus polyrhizus, observado en MO a 400 y 1000 
aumentos. A y B vista polar a 400 X con enfoque sobre la superficie del 
grano. C vista polar a 400 X con enfoque sobre el margen del grano. 
D vista ecuatorial a 400 X enfoque sobre los dos colpos laterales. 
E y F vista ecuatorial a 400 X con enfoque sobre el colpo central. 
G y H vista lateral de exina a 1000 X, a espínula, b columela……………62 
FIGURA 14. Superficie del polen de Hylocereus polyrhizus, observado en 
MEB a 4000 y 7000 aumentos. A superficie a 7000 X, a espínula, 
b perforación de la exina (puncta), c engrosamiento de margen externo 
de puncta (Annulus). B, C y D superficie a 4000 X donde se observan 
espínulas y perforaciones………………………………………………….63 
FIGURA 15. Polen de Hylocereus costaricensis observado en MO a 400 y 1000 
aumentos. A vista polar a 400 X con enfoque sobre la superficie del 
grano. B vista polar a 400 X con enfoque sobre el margen del grano. 
C y D vista ecuatorial a 400 X enfoque sobre los dos colpos laterales. 
E y F vista ecuatorial a 400 X con enfoque sobre el colpo central. 
G y H vista lateral de exina a 1000 X, a espínula, b columela……………64 
FIGURA 16. Grano de polen de Hylocereus costaricensis observado en MEB a 
1000 y 4000 aumentos. A vista ecuatorial a 1000 X, a colpo. B, C y D 
superficie a 4000 X donde se observan espínulas y perforaciones 
rodeadas por Annulus, a procesos espinosos de dos puntas……………....65 
 
viii 
 
FIGURA 17. Polen de Hylocereus undatus, observado en MO a 400 y 
1000 aumentos. A, B y C vista polar a 400 X con enfoque sobre el 
margen del grano, se alcanza a notar la ornamentación de espínulas. 
D vista ecuatorial a 400 X enfoque sobre el margen del grano, se 
observan los tres colpos (dos laterales y uno central). E vista ecuatorial 
a 400 X con enfoque sobre el margen del grano, se observa un colpo. 
F vista ecuatorial a 400 X con enfoque sobre colpo central. 
G y H vista lateral de exina a 1000X……………….…………………….66 
FIGURA 18. Grano de polen de Hylocereus undatus, observado en MEB 
a 4000 aumentos. A, B, C y D superficie a 4000 X donde se observan 
espínulas y perforaciones rodeadas por Annulus, a proceso espinoso de 
dos puntas…………………………………………………………………67 
FIGURA 19. Polen de Selenicereus megalanthus, observado en MO a 400 y 1000 
aumentos. A vista polar a 400 X con enfoque sobre la superficie del 
grano. B vista polar a 400 X con enfoque sobre el margen del grano. 
C vista ecuatorial a 400 X con enfoque sobre el colpo central. D vista 
ecuatorial a 400 X con enfoque sobre el margen del grano. E y F vista 
lateral de exina a 1000 X, a espínula……………………………………...68 
FIGURA 20. Grano de polen de Selenicereus megalanthus, observado en MEB a 
4000 aumentos. A superficie a 4000 X donde se observa abertura. B, C 
y D superficie a 4000 X donde se observan espínulas y perforaciones 
rodeadas por Annulus, a espínulas dobles………………………………...69 
FIGURA 21. Polen de Hylocereus sp., observado en MO a 400 y 1000 aumentos. 
A vista polar a 400 X con enfoque sobre el margen del grano. B vista 
polar a 400 X con enfoque sobre la superficie del grano. C vista ecuatorial 
a 400 X con enfoque sobre los dos colpos laterales. D vista ecuatorial a 
400 X con enfoque sobre el colpo central. E vista ecuatorial a 400 X con 
enfoque sobre el margen del grano. F, G y H vista lateral de exina a 
1000 X, a espínula, b columela…………………………………………...70 
FIGURA 22. Grano de polen de Hylocereus sp., observado en MEB a 4000 y 
15000 aumentos. A corte transversal de exina a 15000 X, a espínula, 
b columela. B, C y D superficie a 4000 X donde se observan espínulas 
y perforaciones rodeadas por Annulus………………..…………………..71 
 
 
ix 
 
FIGURA 23. Polen de Acanthocereus tetragonus, observado en MO a 400 y 1000 
aumentos. A y B vista polar a 400 X con enfoque sobre superficie del 
grano. C vista polar a 400 X con enfoque sobre el margen del grano. 
D y E vista ecuatorial a 400 X con enfoque sobre los dos colpos 
laterales. F vista lateral de exina a 1000 X, a espínula………………….72 
FIGURA 24. Grano de polen de Acanthocereus tetragonus, observado en MEB a 
1000, 4000 y 15000 aumentos. A vista polar a 1000 X. B corte transversal 
de exina a 15000 X, a espínula, b columela, c puncta, d annulus. C vista 
de corte transversal de exina a 4000 X D superficie a 4000 X donde se 
observan espínulas y perforaciones rodeadas por Annulus……………...73 
FIGURA 25. Polen de Pereskia bleo, observado en MO a 400 y 1000 aumentos. A, B 
y C vista polar a 400 X con enfoque sobre las aberturas y la superficie del 
grano. D vista ecuatorial a 400 X con enfoque sobre aberturas. E vista 
polar a 400 X con enfoque sobre el margen del grano. F, G y H vista 
transversal de exina a 1000 X, a columela………………………………74 
FIGURA 26. Grano de polen de Pereskia bleo observado en MEB a 1000, 4000 y 
15000 aumentos. A vista ecuatorial a 1000 X con aberturas. B vista 
superficial de exina a 15000 X, a espínula, b puncta, c annulus. 
C vista superficial a 4000 X con abertura. D corte transversal de exina 
a 15000 X, a columela…………………………………………………...75 
FIGURA 27. Polen de Epiphyllum oxypetalum, observado en MO a 400 y 1000 
aumentos. A y C vista polar a 400 X con enfoque sobre el margen del 
grano. B vista polar a 400 X con enfoque sobre superficie del grano. 
D vista ecuatorial a 400 X con enfoque sobre colpo central. E y F vista 
ecuatorial a 400 X con enfoque sobre los dos colpos laterales. G y H 
vista transversal de exina a 1000 X, a espínula, b columela……………..76 
FIGURA 28. Grano de polen de Epiphyllum oxypetalum observado en MEB a 1000, 
4000 y 6000 aumentos. A vista polar a 1000 X con aberturas. B vista 
superficial de exina a 6000 X, a espínula. C vista ecuatorial a 1000 X 
con dos aberturas. D vista superficial a 4000 X, a espínula, b perforación, 
c annulus………………………………………………………………….77 
FIGURA 29. Polen de Nopalea cochenillifera, observado en MO a 400 y 1000 
aumentos. A vista ecuatorial a 400 X con enfoque sobre superficie 
del grano, se notan cinco poros. B vista polar a 400 X con enfoque sobre 
superficie del grano, se observan cuatro poros. C vista polar a 400 X con 
enfoque sobre el margen del grano, se observan cuatro poros en los bordes. 
D y E vista transversal de exina a 1000 X………………………………..78 
x 
 
FIGURA 30. Grano de polen de Nopalea cochenillifera observado en MEB a 1000, 
4000 y 15000 aumentos. A vista ecuatorial a 1000 X con aberturas. 
B vista superficial de exina a 4000 X, a poro, b perforación sin annulus. 
C vista ecuatorial a 1000 X con dos aberturas. D vista superficial 
a 15000 X, a espínulas…………………………………………………….79xi 
 
ÍNDICE DE TABLAS 
Página 
TABLA 1. Modificaciones estandarizadas al protocolo de acetólisis 
propuesto por Fonnegra (1989b), basadas en las variaciones 
de tiempo de centrifugación, velocidad (revoluciones por minuto), 
duración en solución de acetólisis y temperatura de baño María………….20 
 
TABLA 2. Caracteres cualitativos del polen de Cactaceae obtenidos de MO y 
MEB que permitieron evidenciar diferencias entre las especies de la 
subfamilia Cactoideae con las especies de la subfamilia Opuntiodeae 
y Pereskiodeae……………………………………………………………..29 
 
TABLA 3. Valores de p obtenidos en prueba de Kruskal-Wallis para mediciones 
de eje polar en vista ecuatorial, realizadas en MO sobre granos de 
polen acetolizados de ocho especies de cactáceas………………………....58 
 
TABLA 4. Valores de p obtenidos en prueba de Kruskal-Wallis para mediciones 
de eje ecuatorial en vista ecuatorial, realizadas en MO sobre granos 
de polen acetolizados de ocho especies de cactáceas……………………...58 
 
TABLA 5. Valores de p obtenidos en prueba de Kruskal-Wallis para mediciones 
de eje ecuatorial en vista polar, realizadas en MO sobre granos de 
polen acetolizados de ocho especies de cactáceas…………………………58 
 
TABLA 6. Valores de p obtenidos en prueba de Kruskal-Wallis para mediciones 
de área de apocolpio, realizadas en MO sobre granos de polen 
acetolizados de ocho especies de cactáceas………………………………..59 
 
TABLA 7. Valores de p obtenidos en prueba de Kruskal-Wallis para mediciones 
de índice de relación eje polar/eje ecuatorial, realizadas en MO sobre 
granos de polen acetolizados de ocho especies de cactáceas……………....59 
 
TABLA 8. Valores de p obtenidos en prueba de Kruskal-Wallis para mediciones 
del grosor de sexina, realizadas en MO sobre granos de polen 
acetolizados de ocho especies de cactáceas………………………………..59 
 
TABLA 9. Valores de p obtenidos en prueba de Kruskal-Wallis para mediciones 
de grosor de nexina, realizadas en MO sobre granos de polen 
acetolizados de ocho especies de cactáceas………………………………..60 
 
xii 
 
TABLA 10. Valores de p con corrección de Bonferroni en prueba de análisis de 
similitud (ANOSIM) usando las variables cuantitativas obtenidas en 
MO sobre granos de polen acetolizados de ocho especies de cactáceas…...60 
 
TABLA 11. Promedios de mediciones de caracteres cuantitativos obtenidos por 
 medio de MO y MEB……………………………………………………....61 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1 
 
1. RESUMEN 
Las semejanzas y diferencias del polen han constituido una metodología básica para la 
clasificación de diversas familias de plantas, como también para determinar líneas 
evolutivas y filogenias. Los caracteres palinológicos en algunos casos, clarifican problemas 
taxonómicos que otros tipos de caracteres no pueden esclarecer, aunque en muchos casos 
no son la solución definitiva en la taxonomía dentro de un grupo de plantas. En este trabajo 
se evaluó la variabilidad de la morfología polínica en ocho especies de cactáceas del banco 
de germoplasma de la Universidad Nacional sede Palmira y del campus de la Universidad 
del Valle sede Meléndez. Por medio de microscopía óptica (MO) y electrónica de barrido 
(MEB) se caracterizaron los granos acetolizados de polen de Hylocereus undatus, 
Hylocereus polyrhizus, Hylocereus costaricensis, Hylocereus sp., Selenicereus 
megalanthus, Acanthocereus tetragonus, Pereskia bleo, Nopalea cochenillifera y 
Epiphyllum oxypetalum. Las especies de la subfamilia Cactoideae presentaron polen de 
tamaño grande (eje polar 50-100 µm), forma oblato esferoidal, tricolpado, exina con 
espínulas grandes (longitud 1,34-1,71 µm) y perforaciones con annulus. P. bleo se 
diferenció por tener polen de forma prolato esferoidal, 12 brevicolpos, exina con espínulas 
medianas (longitud 0,5 µm) y perforaciones con annulus. N. cochenillifera por su parte 
presentó polen de forma prolato esferoidal, 12 poros, exina con espínulas pequeñas 
(longitud 0,25 µm) y perforaciones sin annulus. Por medio de un análisis de grupos 
realizado con los caracteres cuantitativos del polen, obtenidos en MO y MEB, se encontró 
que las especies formaron dos grupos, uno conformado por N. cochenillifera y P. bleo 
(similitud=76%) y el otro por las especies de Cactoideae (similitud=82%). Dentro de 
Cactoideae se agruparon las pitahayas (H. polyrhizus, H. undatus, H. costaricensis, 
2 
 
Hylocereus sp. y S. megalanthus) (similitud=94%) a parte de E. oxypetalum y A. tetragonus 
(96%). Finalmente en las pitahayas H. polyrhizus se agrupó con Hylocereus sp. 
(similitud=98%), mientras S. megalanthus se agrupó con H. undatus y H. costaricensis 
(similitud=95%), los cuales presentaron una similitud de 97%. Estos resultados fueron 
sustentados mediante pruebas Kruskal-Wallis y un análisis de similitud (ANOSIM) de los 
caracteres cuantitativos obtenidos en MO. Estos resultados muestran la variabilidad en la 
morfología y la morfometría del polen de Cactaceae, permitiendo diferenciar y clasificar 
hasta la categoría de especie, evidenciando las relaciones a nivel de género, subtribu, tribu 
y subfamilia. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3 
 
2. INTRODUCCIÓN 
La familia Cactaceae forma uno de los grupos más diversificados entre las Magnoliophyta 
o plantas con flores que existen en América. Esta familia de plantas es autóctona del 
continente americano, representada por 100 a 150 géneros y más de 2000 especies 
(Anderson 2001), aunque existe una especie del género Rhipsalis que habita de forma 
natural en África y Asia (Barthlott & Taylor 1995). Son plantas típicas de regiones áridas, 
pero también habitan en selvas tropicales y en zonas templado-frías (Anderson 2001). 
 
La familia Cactaceae se reconoce por presentar los siguientes caracteres: tallo suculento 
fotosintético, hojas convertidas en espinas sobre yemas axilares modificadas (areolas), 
flores de perianto separado en muchas partes, numerosos estambres y ovario ínfero con 
muchos óvulos con placentación parietal (Gibson & Nobel 1990, Anderson 2001). Sin 
embargo, la gran diversidad de especies ha ocasionado que el manejo taxonómico sea muy 
complejo, existiendo categorías como subfamilia, tribu, subtribu, género, especie y 
subespecie (Bravo-Hollis 1978). 
 
En la actualidad para las cactáceas existen diversos sistemas de clasificación sin unificar y 
muchas especies reciben varios nombres de forma simultánea (Barthlott et al. 1997, 
Anderson 2001). La causa principal radica en la falta de definición del concepto de especie, 
y en la falta de comprensión de que estas plantas se encuentran constantemente en 
diferenciación, existiendo intergradación de caracteres que hace difícil en la práctica 
delimitar las especies y los géneros (Bravo-Hollis 1978). Contribuyen también a dificultar 
la clasificación las descripciones irregulares e incompletas realizadas en diagnosis breves e 
4 
 
incompletas en donde faltan datos de flores, frutos, semillas, hábitats, entre otros (Bauer 
2003). También hay descripciones con errores de interpretación hechas con plantas de 
colecciones a menudo deformadas por el cultivo, y descripciones que consideraron como 
especies diferentes a los estados juveniles, maduros y seniles de una misma especie (Bravo-
Hollis 1978, Anderson 2001). 
 
Bravo-Hollis (1978) propuso realizar caracterizaciones basadas en morfología, fisiología, 
bioquímica, genética, ecología, biogeografía y fitogenética en Cactaceae con la finalidad de 
apreciar los patrones en la evolución y ordenar con mayor precisión los grupos 
taxonómicos. Posteriormente se desarrollaron técnicas que permitieron entender mejor las 
relaciones entre las especies de cactáceas, como los análisis molecularesy bioquímicos 
(Nassar et al. 2002, Arias et al. 2003, Butterworth & Wallace 2004, Edwards et al. 2005, 
Shishkova et al. 2006, Almaraz-Abarca et al. 2007). 
 
La palinología es una ciencia que puede ayudar a dar claridad en la taxonomía de las 
cactáceas, basada en la morfología y morfometría del polen, ya que las semejanzas y 
diferencias encontradas en los granos de polen, constituyen una evidencia para identificar 
diversas especies de cactus (Kurtz 1948, Kurtz 1963, Leuenberger 1976, Kiesling 1984, 
Garralla & Cuadrado 2007, Garralla et al 2008, Cuadrado & Garralla 2009, Lattar & 
Cuadrado 2010) , como también para determinar líneas de evolución y filogenia (Erdtman 
1960, Walker & Doyle 1975). 
 
5 
 
Dichas evidencias, obtenidas del análisis morfológico de los granos de polen junto con la 
información etnobotánica, también ha permitido observar la existencia de diversidad en las 
formas silvestres ancestrales, escapadas y cultivadas en los agroecosistemas de América 
Latina (Schmit & Debouck 1991). Dejando a la palinología y a otro tipo de estudios de 
caracterización un camino largo por recorrer en la búsqueda por aclarar la taxonomía de 
Cactaceae. 
 
El objetivo principal de este estudio es evaluar la existencia de variabilidad en la 
morfología polínica de ocho especies de cactáceas del banco de germoplasma de la 
Universidad Nacional sede Palmira (H. undatus, H. polyrhizus, Hylocereus sp., H. 
costaricensis, S. megalanthus y A. tetragonus) y del campus de la Universidad del Valle 
sede Meléndez (E. oxypetalum, P. bleo y N. cochenillifera). Se espera existan diferencias 
morfológicas, morfométricas y estructurales entre los granos de polen de las ocho especies 
de cactáceas estudiadas que permitan separarlas entre sí. Para la familia Cactaceae estos 
resultados indican que la morfología y morfometría del polen es variable hasta la categoría 
taxonómica de especie y explica relaciones entre géneros, tribus y subfamilias. 
 
 
 
 
 
6 
 
3. MARCO TEÓRICO 
3.1 Palinología 
3.1.1. Definición 
La palinología del griego Palynein (dispersar, esparcir) consiste en el estudio de esporas y 
granos de polen, los cuales son dispersados por agentes como viento, agua y animales 
(Fonnegra 1989a); esta definición básica proviene de otras dos muy importantes 
definiciones, las cuales podríamos llamar definición amplia y definición reducida. En la 
primera, la palinología es el estudio morfológico de las esporas y granos de polen actuales, 
subfósiles y fósiles, como también su dispersión y aplicaciones (incluyendo en sentido 
amplio el estudio de microfósiles, quistes o estructuras quistiformes de algas o de origen 
desconocido tanto de la época reciente como de las otras eras geológicas) (Hyde & 
Williams 1945, Fægri 1956). Según Erdtman (1952), la otra definición, considera a la 
palinología como la ciencia que estudia las paredes de esporas y granos de polen sin tener 
en cuenta el interior vivo. Actualmente la segunda definición es la que universalmente se 
acepta para definir este concepto (Fonnegra 1989a). 
 
3.1.2. Historia 
La historia de la morfología polínica está necesariamente asociada con el desarrollo del 
microscopio a través del tiempo. Las primeras observaciones se hicieron cuando el 
microscopio alcanzó un considerable grado de desarrollo en el siglo XVII y a través del 
tiempo cada mejora lograda en la construcción de los microscopios se refleja en el avance 
del conocimiento de la morfología del polen (Wodehouse 1935). 
7 
 
A mediados del siglo XVII, aprovechando los avances de Hooke y van Leeuwenhoek en la 
elaboración de microscopios, dos importantes personajes enfocaron sus esfuerzos en la 
anatomía microscópica. Estos fueron Nehemiah Grew y Marcello Malpighi, quienes 
convergieron casi que simultáneamente en las primeras descripciones de los granos de 
polen a finales del siglo XVII. En estas descripciones ellos notaron que los tamaños, formas 
y colores de los granos de polen variaban dependiendo de la especie, incluso observaron 
algunas estructuras como los sulcos característicos de monocotiledóneas (Wodehouse 1935; 
Agashe & Caulton 2009). 
 
Después de la muerte de Grew y Malpighi, hubo un periodo de casi 150 años en el que el 
estudio de los granos de polen quedó detenido por completo. En el siglo XIX un repentino 
despertar se evidenció con los trabajos descriptivos de Mirbel y Purkinje y las 
clasificaciones basadas en morfología del polen de von Mohl y Fritzsche (Wodehouse 
1935). 
 
Los caracteres de los polinarios para clasificar géneros y especies de orquídeas fueron 
usados por primera vez por Jhon Lindley en 1830 (Wodehouse 1935). Aunque en realidad 
no usó caracteres de las monadas sino de los polinarios (unidad polínica conformada por 
másulas de granos de polen). Tres años después Julius Fritzsche clasificó las formas del 
grano de polen de un gran número de familias, notando también la presencia de un solo 
surco en la mayoría de monocotiledóneas y tres en las dicotiledóneas, aunque su 
clasificación fue pobremente entendida y artificial (Wodehouse 1935). 
 
8 
 
Muchos otros investigadores hicieron posteriormente más clasificaciones basadas en 
caracteres polínicos, pero todas ellas fueron artificiales. Fue solo hasta Hugo Fischer a 
comienzos del siglo XX cuando se realizaron las primeras clasificaciones naturales basadas 
en la filogenia (Wodehouse 1935). El estudio del grano de polen recibió un gran impulso 
por su valor en la taxonomía vegetal, por el descubrimiento de que podría causar alergias, 
por su aplicación en paleontología, arqueología y prospección de petróleo (Salgado-
Labouriau 1973). 
 
Fue Erdtman (1943) con su libro “An Introduction to Pollen Analysis” quien dio uno de los 
impulsos más importantes a la palinología, cuando en éste se introdujeron las novedosas 
técnicas de preparación de polen fresco y fósil, las cuales marcarían el inicio de la etapa 
más próspera de la palinología. En éste libro Erdtman describió la morfología polínica de 
13 familias de monocotiledóneas y 63 familias de las anteriormente llamadas 
dicotiledóneas, además del polen de algunas gimnospermas y esporas de pteridofitos. A 
partir de este momento muchos trabajos palinológicos basados en la descripción del polen 
empezaron a realizarse, debido principalmente a que las nuevas técnicas desarrolladas por 
Erdtman permitieron la observación de nuevos caracteres, facilitando las determinaciones 
taxonómicas y clasificación de muchas otras familias de plantas, especialmente aquellas 
que se encontraban fuera del continente europeo. 
 
Hacia 1960 la palinología fue dominada por el microscopio óptico de luz y junto con él, 
nuevas técnicas como el análisis LO (L: lux y O: obscuritas), un método de estudio de 
patrones de la exina, basado en el enfoque a diferentes niveles de ésta (Fonnegra 1989a, 
9 
 
Hess et al. 2009). También fue en esta época donde la palinología pasó de ser una ciencia 
básica a una ciencia con múltiples aplicaciones entre las que se encuentran aplicaciones 
industriales, médicas, alimenticias y forenses (Hess et al. 2009). A mediados de la década 
de 1970 llegó el microscopio electrónico de barrido (MEB), el cual fue clave en el inicio 
del estudio de la superficie del polen y hasta la actualidad es una herramienta invaluable 
que proporciona evidencias morfológicas importantísimas y útiles en la identificación y 
clasificación del polen y las esporas (Hess et al. 2009). 
 
3.1.3. Métodos de preparación de material polínico 
La identificación de esporas y granos de polen no se puede realizar si no se dispone de 
colecciones de referencia de especies conocidas, debidamente catalogadas e identificadas 
por medio de fotografías y descripciones (Melhem 1978). 
 
El polen puede ser obtenido de ejemplares de herbario, de material fresco (e.g. botones 
florales, flores, miel y aire) y de material fosilizado. Estematerial, con excepción del polen 
fósil, puede ser sometido a varios procesos entre los que se encuentran el examen al natural, 
la acetólisis de Erdtman, la diafanización, la acetólisis láctica, el método de Wodehouse y 
el método de potasa (Fonnegra 1989b). 
 
En esta investigación se utilizó la acetólisis de Erdtman (1960), ya que es el método de 
preparación más difundido y de mayor trascendencia en la palinología actual. La técnica 
consiste en una hidrólisis ácida del material polínico, con lo cual se degrada la intina y el 
protoplasma del grano de polen, conservándose la pared externa de esporopolenina o exina. 
10 
 
El proceso acetolítico vuelve a la exina trasparente, permitiendo el paso de la luz, lo que 
facilita la observación de caracteres presentes en la estructura y escultura, útiles en la 
clasificación (Erdtman 1960, Fonnegra 1989b, Hess et al. 2009). 
 
3.1.4. Morfología polínica 
Las esporas y granos de polen presentan variabilidad en cuanto a unidad polínica, 
polaridad, simetría, aberturas, estructura y escultura de la pared, número, tipo y posición de 
aberturas, forma y tamaño del grano. Todos estos son caracteres regulados genéticamente, 
aunque la forma y el tamaño pueden variar según el método de preparación para su estudio 
(Erdtman 1960). Los principales caracteres de valor taxonómico e importantes para la 
identificación de los granos de polen son número, posición y forma de las aberturas y 
ornamentación y estratificación de la exina (Fonnegra 1989a). 
 
La importancia taxonómica y evolutiva de la morfología polínica puede ser analizada a 
nivel de especie, género, familia o categorías superiores. Cuando el tipo de polen de un 
taxón es característico y constante, el taxón es denominado estenopalinológico, pero 
cuando el polen varía considerablemente se le conoce como euripalinológico (Fonnegra 
1989a) 
 
3.1.5. Palinotaxonomía 
La palinotaxonomía es el estudio de la taxonomía vegetal con base en la morfología de los 
granos de polen (Faegri 1956, Fonnegra 1989a). Actualmente la palinotaxonomía ha 
tomado cierto protagonismo en la taxonomía vegetal, ya que anteriormente los taxónomos 
11 
 
se preocupaban muy poco por tener en cuenta los granos de polen al hacer revisiones de 
grupos vegetales y cuando lo hacían era de forma superficial (Faegri 1956). En gran 
medida ese protagonismo se debe al desarrollo de la microscopía óptica y electrónica, que 
ha permitido la descripción de nuevos caracteres que proporcionan mayor resolución 
taxonómica (Nowicke & Skvarla 1979). 
 
Entre los primeros trabajos palinotaxonómicos de Cactaceae, se encontró que el polen de 
especímenes de cactus nativos de Arizona tenía dos formas predominantes, un grano 
esferoidal y otro dodecacolpado (Kurtz 1948). Además el número y posición de las 
aberturas, el tamaño y la ornamentación de la exina se usaron para clasificar géneros, 
subgéneros y especies. En otro estudio de morfología del polen de Cactaceae se 
describieron 630 especies de 157 géneros, uno de los trabajos más completos e importantes 
de la palinotaxonomía Leuenberger (1976). 
 
En los años 80 el interés comercial que empezaron a adquirir muchas especies de cactáceas, 
especialmente las pitahayas por su valor alimenticio, reactivó la investigación en esta grupo 
(Becerra 1987). El interés luego se trasladó en escoger los fenotipos promisorios para los 
cultivos a gran escala, debido a la gran diversidad infragenérica e infraespecífica (Muñoz et 
al. 2009). Además, se comenzaron a implementar las caracterizaciones morfológicas a 
inicios de los años 2000, dentro de las cuales reaparecieron con una mayor frecuencia las 
caracterizaciones palinológicas (Nyeffeler 2002, Raveh et al. 1998, Castillo et al. 2005, 
Garralla & Cuadrado 2007). 
 
12 
 
Un trabajo realizado con cactus argentinos mostró que el grano de polen de la subfamilia 
Opuntioideae (i.e. Austrocylindropuntia, Maihueniopsis, Opuntia y Tephrocactus) es 
esferoidal, apolar, radiosimétrico, pantoaperturado, tectado perforado, tectado imperforado, 
espinuloso, nanoespinuloso o reticulado (Garralla & Cuadrado 2007). Los caracteres 
morfológicos que permitieron la diferenciación de los taxa en este estudio fueron el tipo de 
exina, forma y número de poros y elementos supratectales. 
 
También en Argentina se encontró que los granos de polen de Cactoideae (i.e. Cereus, 
Cleistocactus, Denmoza, Echinopsis y Monvillea) son estenopalínicos, esferoidales a 
prolatos, isopolares, radiosimétricos, de tamaño medianos a grandes, ámbito circular a 
subcircular, tricolpados, con exina tectada, tectum con perforaciones rodeadas de 
engrosamientos anulares y con presencia de espínulas, microespinas y nanoespinas (Lattar 
& Cuadrado 2010). Los caracteres palinológicos de los géneros de Cactoideae estudiados 
por estos autores, revelaron que hay mucha afinidad con las subfamilias Pereskioideae y 
Maihuenoideae, y no con Opuntioideae. 
 
Por otra parte en México se encontró que los granos de polen de Hylocereus undatus de 
diversas regiones son tricolpados, tectados, con ornamentación equinada, escasas gemas, 
con perforaciones con bordes y con el eje polar y el diámetro ecuatorial variable, siendo los 
dos últimos caracteres valiosos en la diferenciación de varios genotipos (Castillo et al. 
2005). 
 
13 
 
En Colombia el único registro de trabajo palinológico con la familia Cactaceae es el 
realizado en Selenicereus megalanthus (pitahaya amarilla) donde se encontró que el polen 
es trizonocolporado, reticulado, con espínulas menores a cinco µm, contorno circular en 
vista polar y romboidal en vista ecuatorial; tamaño polínico de 89 µm; mónada isopolar 
radiosimétrica; forma oblato esferoidal; tectum de 200 nm de grosor, subtectado y 
discontinuo; infratectum granular columelar de 0.8 a 1µm y espínulas de 1.7 µm de 
diámetro (Muñoz et al. 2009). 
 
3.2. La familia Cactaceae 
Se han descrito con base en la morfología floral, morfología vegetativa, secuencias 
genéticas y morfología palinológica cuatro subfamilias, Pereskiodeae, Cactoideae, 
Mahiuenoideae y Opuntiodeae (Anderson 2001). Éstas actualmente son reconocidas como 
grupos naturales por el grupo internacional de sistemática de las Cactaceae (Anderson 
2001, Bravo-Hollis 1978, Leuenberger 1986). 
 
La subfamilia Pereskiodeae tiene un solo género, Pereskia, y 17 especies, las cuales son 
consideradas miembros primitivos de la familia Cactaceae. Este género es ampliamente 
distribuido en América Central, Sur América y el Caribe en bosques secos. Las 
características que separan a Pereskiodeae de las demás subfamilias son principalmente 
areolas que producen hojas y no ser suculentas (Edwards et al. 2005). 
 
La subfamilia Opuntiodeae contiene 230-350 especies distribuidas en 15 géneros. Se 
diferencia por la presencia de la areola opuntioide y la presencia de pequeñas cerdas 
14 
 
llamadas gloquidios. Las semillas tienen una envoltura funicular muy dura (Anderson 2001, 
Britton & Rose 1919, Barthlott & Hunt 1993). Esta subfamilia representa el 16% del total 
de la diversidad de la familia Cactaceae y es quizá el linaje más distintivo de la familia 
(Stuppy 2002). 
La subfamilia Cactoideae es la más diferenciada y contiene cerca del 75% de la diversidad 
de especies dentro de la familia (Britton & Rose 1919). Posee una característica común a 
todos los géneros que es, una diminuta hoja subtendiendo cada areola. Otras características 
son tallos suculentos, acostillados (con algunas excepciones) y areolas sin gloquidios 
(Wallace & Gibson 2002). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
15 
 
4. OBJETIVOS 
4.1 Objetivo general 
• Evaluar la variabilidad en la morfología polínica de ocho especies de cactáceas del 
banco de germoplasma de la Universidad Nacional sede Palmira y del campus de la 
Universidad del Valle sede Meléndez. 
 
4.2 Objetivos específicos 
• Describir y medir lascaracterísticas externas e internas del polen de cada una de las 
especies trabajadas por medio de microscopía óptica y electrónica de barrido. 
• Determinar cuales caracteres son importantes en la separación de las especies. 
• Establecer las posibles relaciones taxonómicas entre las especies estudiadas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
16 
 
5. HIPÓTESIS 
• Ha: las características morfológicas internas y externas del polen muestran la existencia 
de variabilidad entre las ocho especies de cactáceas del banco de germoplasma de la 
Universidad Nacional sede Palmira y del campus de la Universidad del Valle sede 
Meléndez. 
• Ho: las características morfológicas internas y externas del polen no muestran la 
existencia de variabilidad entre las ocho especies de cactáceas del banco de 
germoplasma de la Universidad Nacional sede Palmira y del campus de la Universidad 
del Valle sede Meléndez. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
17 
 
6. MATERIALES Y MÉTODOS 
6.1 Área de estudio 
El trabajo de investigación fue realizado con anteras florales de plantas cultivadas en el 
banco de germoplasma de la Universidad Nacional en Palmira, Valle del Cauca (Fig. 2) y 
en el campus de la Universidad del Valle sede Meléndez en Cali, Valle del Cauca (Fig. 3). 
Las dos localidades se enmarcan y pertenecen a la zona de vida de bosque seco tropical 
(Bs-T) según la clasificación de Holdridge (1966). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 1. Mapa del departamento del Valle del Cauca mostrando con área entramada los 
municipios de Cali y Palmira, donde se encuentran ubicadas la Universidad del Valle sede 
Meléndez y La Universidad Nacional sede Palmira. 
 
18 
 
6.2 Colección y procesamiento de material polínico 
El material polínico proveniente de las anteras de H. undatus, H. polyrhizus, Hylocereus 
sp., H. costaricensis, S. megalanthus y A. tetragonus fue obtenido en el banco de 
germoplasma de la Universidad Nacional. El polen de P. bleo, N. cochenillifera y E. 
oxypetalum, fue extraído de plantas cultivadas libremente en el Campus de la Universidad 
del Valle sede Meléndez (Figura 3). 
 
El material polínico usado, se extrajo el día siguiente a la apertura floral, de por lo menos 
dos flores provenientes de la misma planta. Las anteras fueron colocadas en frascos de 
vidrio con ácido acético glacial, los cuales fueron rotulados con el nombre de la especie y la 
fecha de colección. Cada una de las muestras fue acetolizada en el laboratorio de 
citogenética de la Universidad Nacional sede Palmira, siguiendo el protocolo de Fonnegra 
(1989b) con algunas modificaciones estandarizadas en las variables de tiempo de 
centrifugación, velocidad (revoluciones por minuto), duración en solución de acetólisis y 
temperatura de baño María (Tabla 1). Estas modificaciones fueron necesarias porque 
muchos granos de polen presentaron deformaciones, fragmentaciones y restos de 
protoplasma. 
 
 
 
 
 
19 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 2. Esquema del campus de la Universidad Nacional sede Palmira, Valle del Cauca, 
donde se observa el banco de germoplasma de pitahaya. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 3. Esquema del campus Meléndez de la Universidad del Valle, Valle del Cauca, 
donde se observan los lugares de cultivo de los cactus. 
20 
 
Tabla 1. Modificaciones estandarizadas al protocolo de acetólisis propuesto por Fonnegra 
(1989b), basadas en las variaciones de tiempo de centrifugación, velocidad (revoluciones 
por minuto), duración en solución de acetólisis y temperatura de baño María. 
 
 
 
 
 
 
 
6.3 Montaje de placas para microscopía óptica 
El material polínico acetolizado fue montado en placas de vidrio, cinco por cada muestra 
estudiada, en el laboratorio de citogenética de la Universidad Nacional sede Palmira. Para 
cada montaje se depositó un trozo (2 mL³) de gelatina glicerinada sobre el porta objetos, 
dejando calentar sobre una plancha de calentamiento a 70 ºC hasta que la gelatina se 
derritió. Posteriormente se adicionó una gota del material polínico acetolizado de las 
diferentes muestras sobre la gelatina derretida. Con un palillo se extendió el polen junto 
con la gelatina haciendo círculos sin producir burbujas, luego se colocaron puntos de 
parafina derretida alrededor de la gelatina, los cuales se dejaron solidificar nuevamente. Por 
último se colocó el cubreobjetos y se llevó la mezcla polínica a la plancha para su 
homogenización y sellado en los bordes con parafina. Cada una de las placas fue rotulada 
con un código según la especie y un número serial que dependió de la cantidad de placas 
montadas por muestra (Figura 4). 
Protocolos
Centrifugación 
inicial
Acetólisis
Centrifugación 
en acetólisis
Lavado 1 Lavado 2 Lavado 3
Fonnegra (1989b)
2000 rpm x 5 
minutos
Baño María 100 °C x 
1.5 - 2.5 minutos
2000 rpm x 3 
minutos
H. polyrhizus
H. costaricensis
H. undatus 
S. megalanthus
P. bleo
3000 rpm x 4 
minutos
Baño María 67 °C x 
4 minutos
3000 rpm x 4 
minutos
Agitación x 5 minutos 
3000 rpm x 4 minutos
Hylocereus sp.
A. tetragonus
E. oxypetalum
N. cochenillifera
3000 rpm x 4 
minutos
Baño María 63 °C x 
4 minutos
3000 rpm x 4 
minutos
Agitación x 2 minutos 
Centrifugación 2000 rpm x 5 minutos
Agitación x 5 minutos 
Centrifugación 3000 rpm x 4 minutos
Agitación x 2 minutos 
Centrifugación 3000 rpm x 4 minutos
Agitación x 2 minutos 
Centrifugación 3000 rpm x 4 minutos
3000 rpm x 4 
minutos
Baño María 67 °C x 
4 minutos
3000 rpm x 4 
minutos
Se deja decantar 
20 minutos
Baño María 70 °C x 
7 minutos
2500 rpm x 4 
minutos
Agitación x 2 minutos se deja decantar 20 minutos
21 
 
 
Figura 4. Esquema de las placas montadas con polen de Cactaceae para observación del 
polen en microscopía óptica. 
 
6.4 Observación y medición del polen en microscopio óptico (MO) 
Las mediciones y observaciones en MO se realizaron en el laboratorio de microscopía de la 
sección de botánica de la Universidad del Valle, sede Meléndez, para éstas se escogieron de 
cada una de las especies máximo 20 granos de polen por cada caracter, distribuidos por lo 
menos en tres placas. Los granos de polen fueron observados teniendo en cuenta los 
caracteres cualitativos de unidad polínica, polaridad, simetría, forma, número, posición y 
tipo de aberturas y estructura de esporodermis. También se obtuvieron datos cuantitativos 
en micrómetros (µm), como tamaño, eje polar, eje ecuatorial (en vista polar y vista 
ecuatorial), área de apocolpio, índice de relación eje polar/eje ecuatorial, índice de área 
polar, grosor de nexina y sexina. Para estas dos últimas características solo se midieron diez 
granos de polen por especie. Las observaciones, mediciones y toma de fotografías se 
realizaron en microscopio Nikon Eclipse E200 equipado con cámara digital Optikam 500, 
la magnificación implementada fue 400 X, con excepción de los caracteres grosor de sexina 
y exina, los cuales se midieron en magnificación 1000 X. Las áreas, longitudes y ediciones 
de imagen fueron obtenidas usando el programa Optika Vision Pro versión 2.7 (Optika 
Microscopes 2000-2007). 
 
 
22 
 
6.5 Microscopía Electrónica de Barrido (MEB) para material polínico acetolizado 
La preparación del material polínico para la observación en el MEB se realizó siguiendo el 
protocolo de Bozzola &Russell (1999) en dos tiempos. El primero se llevó a cabo en el 
laboratorio de microscopía de la sección de botánica de la Universidad del Valle sede 
Meléndez y comprende la deshidratación y el secado, el segundo se realizó en el laboratorio 
de microscopía electrónica de la escuela de ingeniería de materiales de la misma 
universidad, e incluyó el recubrimiento con oro y la observación en el MEB. 
 
• Deshidratación y secado: los granosde polen acetolizados se deshidrataron en un 
horno a 70 °C durante 24 horas, luego cada una de las muestras se montó una 
porción sobre cinta de carbono para el recubrimiento posterior con oro. 
 
• Recubrimiento con oro: los granos de polen totalmente secos se sombrearon con 
una capa delgada de carbón y oro, utilizando un ionizador POLARON SEM 
COATING SISTEM series 11 HD, con un voltaje de 0 – 5 Kv, frontal a la placa de 
oro por 5 minutos. 
 
• Observación y medición en el MEB: los granos de polen de las muestras de 
Cactaceae, se observaron en el microscopio electrónico de barrido del laboratorio de 
microscopía electrónica de la escuela de ingeniería de materiales de la Universidad 
del Valle. Para cada una de las especies se realizó registro fotográfico de la 
superficie de la exina a 4000X, 7000X y 11000X de aumento, con una distancia de 
trabajo de 17 mm y un voltaje de 25 Kv; las fotografías fueron guardadas en 
23 
 
archivos digitales en formato de imagen JPG. Posteriormente, fueron obtenidas 
mediante el programa Optika Vision Pro versión 2.7 (Optika Microscopes 2000-
2007) diez mediciones de diámetro de perforaciones, grosor de annulus, diámetro 
de espínulas, longitud de espínulas, densidad de espínulas y densidad de 
perforaciones. 
 
6.6 Descripción polínica de las especies 
Cada una de las muestras estudiadas fue descrita basándose en los caracteres obtenidos de 
la observación en el MO y en el MEB y en el sistema de descripción taxonómica que se 
fundamenta en el carácter y el estado del carácter (Fonnegra 1989c). 
 
6.7 Análisis estadístico de los datos 
Se realizó una prueba no paramétrica de Kruskal-Wallis para observar la existencia de 
diferencias estadísticas entre las variables cuantitativas: eje polar en vista ecuatorial, eje 
ecuatorial en vista ecuatorial, eje ecuatorial en vista polar, área de apocolpio, índice de 
relación eje polar/eje ecuatorial, grosor de la sexina y grosor de la nexina. Estas variables 
fueron seleccionadas por tener un número de mediciones iguales o mayores de 20. También 
se elaboraron gráficas basadas en la prueba de Kruskal-Wallis que muestran las medias y 
los límites de confianza para cada una de las variables evaluadas. Posteriormente se realizó 
un análisis de similitud (ANOSIM) con corrección de Bonferroni, para establecer 
diferencias significativas entre especies, teniendo en cuenta las mismas variables 
cuantitativas usadas en la prueba de Kruskal-Wallis. 
 
24 
 
Finalmente se realizó un análisis de conglomerados o de formación de grupos usando el 
algoritmo de grupos pareados y medida de similitud Bray-Curtis, con la finalidad de 
conocer la relaciones de semejanza existentes entre los géneros y las especies estudiadas 
mediante un dendrograma. La mayor o menor similitud o afinidad entre los grupos y entre 
especies se estableció en un rango de valores que va de cero a uno, siendo cero la mínima y 
uno la máxima similitud. Para este análisis se usaron las variables cuantitativas obtenidas 
de MO y MEB: eje polar en vista ecuatorial, eje ecuatorial en vista ecuatorial, eje ecuatorial 
en vista polar, área de apocolpio, índice de relación eje polar/eje ecuatorial, grosor de la 
sexina, grosor de la sexina, índice de área polar, longitud de espínulas, diámetro de 
espínulas, densidad de espínulas, diámetro de perforaciones, grosor de annulus y densidad 
de perforaciones. 
 
Las pruebas de Kruskal-Wallis, sus correspondientes gráficas y el análisis de similitud 
(ANOSIM) se realizaron con el programa estadístico Statistica versión 7 (Stat Soft, Inc. 
2004) mientras el análisis de grupos fue realizado con el programa Past versión 2.04 
(Hammer et al. 2001). 
 
 
 
 
 
 
 
25 
 
7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
A continuación se presentan las descripciones polínicas de cada una de las especies 
trabajadas en la investigación: 
Hylocereus polyrhizus (F.A.C. Weber) Britton & Rose 
Grano de polen grande (65,63) 79,33 (88,93) x (77,4) 91,85 (100,31) µm en vista ecuatorial 
y (82,64) 91,02 (103,9) µm de diámetro ecuatorial en vista polar. Grano radiosimétrico 
isopolar. Forma suboblato (P/E=0,86). Contorno en vista polar circular; área polar mediana 
(I. A. P.=0,39). Polen trizonocolpado. Exina total 3,51 µm; nexina 0,83 µm; sexina 2,68 
µm, tectada perforada; superficie lisa ornamentada con perforaciones y espínulas; 
perforaciones (0,86) 1,09 (1,21) µm de diámetro, bordeadas por annulus de 0,2 µm de 
grosor, densidad de 0,1 por µm2; espínulas (1,03) 1,34 (1,72) µm de longitud, (0,86) 1,04 
(1,21) µm de diámetro en base, densidad de 0,061 por µm2. 
 
Hylocereus undatus (Haw.) Britton & Rose 
Grano de polen grande (72,95) 76,57 (83,09) x (85,56) 87,99 (91,17) µm en vista ecuatorial 
y (82,64) 91,02 (103,9) µm de diámetro ecuatorial en vista polar. Grano radiosimétrico 
isopolar. Suboblato (P/E=0,87). Contorno en vista polar circular; área polar mediana (I. A. 
P.=0,41). Trizonocolpado. Exina total 4,17 µm; nexina 0,81 µm; sexina 3,36 µm, tectada 
perforada; superficie lisa ornamentada con perforaciones y espínulas; perforaciones (0,69) 
1,01 (1,21) µm de diámetro, bordeadas por annulus de 0,2 µm de grosor, densidad de 0,13 
por µm2; espínulas (1,21) 1,41 (1,72) µm de longitud, (0,86) 1,02 (1,21) µm de diámetro en 
base, densidad de 0,075 por µm2, presencia de algunas espínulas con dos puntas. 
 
26 
 
Hylocereus costaricensis (F.A.C. Weber) Britton & Rose 
Grano de polen grande (67,35) 74,27 (80,48) x (83,77) 87,89 (97,03) µm en vista ecuatorial 
y (88,01) 93,62 (102,45) µm de diámetro ecuatorial en vista polar. Grano radiosimétrico 
isopolar. Forma suboblato (P/E=0,85). Contorno en vista polar circular; área polar mediana 
(I. A. P.=0,36). Polen trizonocolpado. Exina perforada; exina total ca. 4,44 µm; nexina 0,92 
µm; sexina 3,52 µm, tectada perforada; superficie lisa ornamentada con perforaciones y 
espínulas; perforaciones (0,52) 0,77 (1,03) µm de diámetro, bordeadas por annulus de 0,2 
µm de grosor, densidad de 0,12 por µm2; espínulas (1,21) 1,46 (1,72) µm de longitud, 
(0,69) 0,89 (1,21) µm de diámetro en base, densidad de 0,072 por µm2, presencia de 
algunas espínulas con 2 puntas. 
 
Selenicereus megalanthus (K. Schum. Ex Vaupel) Moran 
Grano de polen grande (71,81) 78,09 (81,61) x (88,49) 92,61 (99,17) µm en vista ecuatorial 
y (96,01) 102,75 (111,41) µm de diámetro ecuatorial en vista polar. Grano radiosimétrico 
isopolar. Forma suboblato (P/E=0,84). Contorno en vista polar circular; área polar mediana 
(I. A. P.=0,35). Polen trizonocolpado. Exina total 4,89 µm; nexina 0,82 µm; sexina 4,07 
µm, tectada perforada; superficie lisa ornamentada con perforaciones y espínulas; 
perforaciones (0,52) 0,74 (0,86) µm de diámetro, bordeadas por annulus de 0,19 µm de 
grosor, densidad de 0,13 por µm2; espínulas (1,55) 1,71 (1,90) µm de longitud, (1,21) 1,41 
(1,72) µm de diámetro en base, densidad de 0,078 por µm2, presencia de algunas espínulas 
dobles. 
 
 
27 
 
Hylocereus sp. 
Grano de polen grande (71,1) 75,8 (79,93) x (85,6) 93,15 (97,82) µm en vista ecuatorial y 
(88,69) 94,48 (98,86) µm de diámetro ecuatorial en vista polar. Grano radiosimétrico 
isopolar. Forma suboblato (P/E=0,81). Contorno en vista polar circular; área polar mediana 
(I. A. P.=0,39). Polen trizonocolpado. Exina total 3,99 µm; nexina 0,84 µm; sexina 3,15 
µm, tectada perforada; superficie lisa ornamentada con perforaciones y espínulas; 
perforaciones (0,86) 0,97 (1,21) µm de diámetro, bordeadas por annulus de 0,2 µm de 
grosor, densidad de 0,14 por µm2; espínulas (1,21) 1,58 (1,90) µm de longitud, (0,86) 1,11 
(1,21) µm de diámetro en base, densidad de 0,088 por µm2. 
 
Acanthocereus tetragonus (L.) Hummelinck 
Grano de polen grande (82,16) 86,95 (95,96) x (89,08) 94,15 (101,3) µm en vista ecuatorial 
y (90,17) 94,89 (113,8) µm de diámetro ecuatorial en vista polar. Grano radiosimétrico 
isopolar. Forma oblato esferoidal (P/E=0,92).Contorno en vista polar circular; área polar 
mediana (I. A. P.=0,44). Polen trizonocolpado. Exina total 4,28 µm; nexina 0,86 µm; 
sexina 3,42 µm, tectada perforada; superficie lisa ornamentada con perforaciones y 
espínulas; perforaciones (0,52) 0,73 (1,03) µm de diámetro, bordeadas por annulus de 0,2 
µm de grosor, densidad de 0,16 por µm2; espínulas (1,03) 1,53 (1,72) µm de longitud, 
(0,86) 1,1 (1,29) µm de diámetro en base, densidad de 0,075 por µm2. 
 
Pereskia bleo (Kunth) DC. 
Grano de polen grande (68,49) 73,63 (77,48) x (68,5) 72,44 (77,18) µm en vista ecuatorial 
y (70,22) 72,93 (75,65) µm de diámetro ecuatorial en vista polar. Grano radiosimétrico 
28 
 
isopolar. Forma prolato esferoidal (P/E=1,02). Contorno en vista polar circular; área polar 
grande (I. A. P.=0,68). Polen pantobrevicolpado. Número de aberturas por grano 12 
brevicolpos, de 21,74 µm de longitud y 6,42 µm de ancho. Exina total 3,62 µm; nexina 
0,86 µm; sexina 2,76 µm, tectada perforada; superficie lisa ornamentada con perforaciones 
y espínulas; perforaciones (0,54) 0,55 (0,69) µm de diámetro, bordeadas por annulus de 
0,15 µm de grosor, densidad de 0,39 por µm2; espínulas (0,4) 0,5 (0,55) µm de longitud, 
(0,26) 0,33 (0,36) µm de diámetro en base, densidad de 0,28 por µm2. 
 
Epiphyllum oxypetalum (DC.) Haw. 
Grano de polen grande (93,47) 98,85 (104,01) x (98,24) 104,29 (110,63) µm en vista 
ecuatorial y (100,34) 110,98 (117,49) µm de diámetro ecuatorial en vista polar. Grano 
radiosimétrico isopolar. Forma oblato esferoidal (P/E=0,95). Contorno en vista polar 
circular; área polar mediana (I. A. P.=0,44). Polen trizonocolpado. Exina total 4,39 µm; 
nexina 0,78 µm; sexina 3,61 µm, tectada perforada; superficie lisa ornamentada con 
perforaciones y espínulas; perforaciones (0,86) 0,98 (1,21) µm de diámetro, bordeadas por 
annulus de 0,21 µm de grosor, densidad de 0,062 por µm2; espínulas (1,29) 1,52 (1,88) µm 
de longitud, (0,86) 1,03 (1,21) µm de diámetro en base, densidad de 0,051 por µm2. 
 
Nopalea cochenillifera (L.) Salm-Dyck 
Grano de polen grande (94,41) 100,05 (104,74) x (93,17) 97,62 (104,36) µm en vista 
ecuatorial y (92,38) 98,26 (105,1) µm de diámetro ecuatorial en vista polar. Grano 
radiosimétrico isopolar. Forma prolato esferoidal (P/E=1,03). Contorno en vista polar 
circular; área polar grande (I. A. P.=0,64). Polen pantoporado, número de aberturas por 
29 
 
grano12 poros elipsoides, 18,2 µm de longitud y 8,57 µm de ancho. Exina total 3,69 µm; 
nexina 1,03 µm; sexina 2,66 µm, tectada perforada; superficie ondulada, ornamentada con 
espínulas; perforaciones de contorno circular a irregular menores de 0,5 µm de diámetro, 
densidad de 0,55 por µm2; espínulas (0,23) 0,25 (0,27) µm de longitud, (0,23) 0,26 (0,27) 
µm de diámetro en base, densidad de 0,22 por µm2. 
 
Tabla 2. Caracteres cualitativos del polen de Cactacea obtenidos de MO y MEB que 
permitieron evidenciar diferencias entre las especies de la subfamilia Cactoideae con las 
especies de la subfamilia Opuntiodeae y Pereskiodeae. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Las especies de la subfamilia Cactoideae que incluyen los géneros Acanthocereus, 
Epiphyllum, Selenicereus e Hylocereus presentaron granos de polen similares, teniendo en 
cuenta los caracteres de unidad polínica (mónada), simetría (radiosimétrico isopolar), 
tamaño (grande), forma (oblato esferoidal), contorno en vista polar (circular), área polar 
(mediana), aberturas (trizonocolpado) y ornamentación (espínulas y perforaciones rodeadas 
por annulus) (Tabla 2). Para estas especies se pudo comprobar que su morfología 
correspondió a la forma dominante del polen de Cactoideae (Kurtz 1963, Kurtz 1948, 
Leuenberger 1976, Cuadrado & Garralla 2009, Lattar & Cuadrado 2010), llamada por 
Leuenberger (1976) polen tipo Cereus. Este tipo de polen es subesferoidal a prolato, 
 Número Tipo Espínulas Perforaciones
Hylocereus polyrhizus Grande Oblato-esferoidal 3 Colpos Grandes Con annulus
Hylocereus costaricensis Grande Oblato-esferoidal 3 Colpos Grandes Con annulus
Hylocereus undatus Grande Oblato-esferoidal 3 Colpos Grandes Con annulus
Selenicereus megalanthus Grande Oblato-esferoidal 3 Colpos Grandes Con annulus
Hylocereus sp. Grande Oblato-esferoidal 3 Colpos Grandes Con annulus
Acanthocereus tetragonus Grande Oblato-esferoidal 3 Colpos Grandes Con annulus
Pereskia bleo Grande Prolato-esferoidal 12 Brevicolpos Medianas Con annulus
Epiphyllum oxypetalum Grande Oblato-esferoidal 3 Colpos Grandes Con annulus
Nopalea cochenillifera Grande Prolato-esferoidal 12 Poros Pequeñas Sin annulus
Aberturas Ornamentación de exina
Tamaño FormaEspecie
30 
 
tricolpado, con exina tectada, ornamentada con espínulas y perforaciones rodeadas de 
engrosamientos anulares llamadas punctas. La similitud en los caracteres cualitativos, hace 
necesario el uso de caracteres cuantitativos y morfométricos que permiten establecer 
diferencias entre las especies de la subfamilia Cactoideae. 
 
En el trabajo de Kurtz (1963) el eje ecuatorial para el género Acanthocereus fue de 75 µm, 
para el género Epiphyllum estuvo entre 57 y 111 µm, para el género Selenicereus estuvo 
entre 75 y 90 µm y para el género Hylocereus fue de 70 µm, mientras que para la presente 
investigación el eje ecuatorial de A. tetragonus estuvo entre 89,08 y 101,34 µm; para E. 
oxypetalum estuvo entre 98,24 y 110,63 µm, para S. megalanthus entre 88,49 y 99,17 µm, 
para H. polyrhizus entre 77,4 y 100,3 µm, para H. undatus entre 85,56 y 91,17 µm, para H. 
costaricensis entre 79,63 y 97,03 µm y para Hylocereus sp. entre 85,55 y 97,82 µm. Los 
anteriores resultados muestran que solo E. oxypetalum y S. megalanthus presentaron 
mediciones acordes a las de Kurtz (1963), mientras que A. tetragonus y las especies del 
género Hylocereus presentaron valores por encima de los obtenidos por Kurtz en su trabajo. 
Esto puede ser explicado principalmente por la forma de preparación del material polínico, 
ya que Kurtz (1963) no usó acetólisis sino montaje de polen fresco con glicerina, y también 
a la resistencia de la exina, ya que las especies que no presentaron cambios notables en su 
eje ecuatorial con los dos tratamientos de preparación, puede ser que tengan exinas 
resistentes a la expansión ocasionada por la salida del protoplasma durante la acetólisis de 
Erdtman (Fonnegra 1989b). 
 
31 
 
Las dos especies restantes, P. bleo y N. cochenillifera que corresponden a las subfamilias 
Pereskiodeae y Opuntiodeae respectivamente, presentaron morfologías que las diferencian 
claramente de las demás especies de la subfamilia Cactoideae. Estas especies tuvieron 
polen con forma (prolato esferoidal), área polar (grande), aberturas (12 brevicolpos en P. 
bleo y 12 poros en N. cochenillifera) y ornamentación (espínulas muy cortas y 
perforaciones sin annulus en N. cochenillifera) (Tabla 2). Aunque este tipo de morfología 
no es considerada dominante dentro de sus correspondientes subfamilias son variaciones 
presentadas que van acompañadas de caracteres determinantes, tales como múltiples 
brevicolpos presentes en especies primitivas de Pereskia y las perforaciones de la exina 
muy pequeñas presentes exclusivamente en los géneros Nopalea y Tacinga (Luenberger 
1976). 
 
Dentro de la descripción hecha por Leuenberger (1976) y el trabajo de Kurtz (1963) para la 
subfamilia Pereskiodeae, se encontraron varios caracteres presentes en P. bleo, tales como: 
exina con perforaciones rodeadas de un annulus, espínulas y 12 aberturas (policolpado-
brevicolpos). Aunque en el caso de la medida del eje ecuatorial según Kurtz (1963) el 
género Pereskia presentó entre 52 y 70 µm, en este trabajo P. bleo presentó valores entre 68 
y 77 µm, fenómeno que puede ser explicado por la forma en que se prepararon las 
muestras, ya que Kurtz (1963) solo usó gelatina glicerinada sin acetólisis para el montaje de 
los granos de polen. 
 
La presencia de 12 brevicolpos, según Leuenberger (1976),es un criterio para considerar a 
P. bleo como una especie primitiva dentro de la subfamilia Pereskiodeae, ya que el polen 
32 
 
de la subfamilia con tres surcos (tricolpado) es observado en especies de hojas pequeñas, 
las cuales son consideradas como las más derivadas. Mientras las especies con hojas 
grandes son consideradas primitivas y presentan el polen policolpado. En contraste con lo 
sucedido en la subfamilia Pereskiodeae, la propuesta general de la filogenia de las plantas 
basada en los granos de polen (Walker & Doyle 1975), considera el grano de polen 
tricolpado más primitivo, a partir del cual derivaron los granos poliaperturados. 
Leuenberger (1976) sugiere que la subfamilia Pereskioideae puede ser heterobathmica, o 
sea que presenta simultáneamente caracteres avanzados y primitivos y que el fenómeno de 
reducción en el número de aperturas no se puede excluir completamente. Aunque el género 
Pereskia sea considerado filogenéticamente primitivo (Leuenberger 1986, Anderson 2001, 
Nyffeler 2002, Edwards et al. 2005, Edwards & Donoghue 2006), no ha dejado de 
evolucionar, esto se puede evidenciar en los trabajos de Cuadrado & Garralla (2009) y 
Leuenberger (1986) donde se observa la variación en el número de colpos y el amplio 
rango de medidas, los cuales pueden ser respuestas a patrones de dispersión y polinización. 
 
La especie N. cochenillifera posee un grano de polen que permite separarlo claramente de 
las demás especies, principalmente por el tipo de aberturas (12 poros) y la ornamentación 
de la exina. Dentro de la subfamilia Opuntiodeae el polen de N. cochenillifera se puede 
clasificar dentro del tipo Cylindropuntia (Kiesling 1984), separado del polen tipo Opuntia 
principalmente por las perforaciones del tectum y las espínulas. Aunque Kiesling (1984) 
no incluyó Nopalea, la descripción hecha para cada uno de los tipos de polen encontrados 
permitió clasificar a N. cochenillifera en el tipo Cylindropuntia. La única diferencia con 
este tipo es el diámetro, ya que en el polen tipo Cylindropuntia el eje ecuatorial está entre 
33 
 
70 y 90 µm, mientras en N. cochenillifera el eje ecuatorial se encuentra entre 90,07 y 105,1 
µm. Kurtz (1963) describe el eje ecuatorial del género Nopalea entre 80 y 105 µm, con 12 
aberturas y la escultura de la exina perforada con espínulas. Sin embargo Kurtz (1963) no 
describe mediciones de caracteres cuantitativos que permitan establecer otros puntos de 
comparación. 
 
Para el carácter de eje polar en vista ecuatorial, la prueba de Kruskal-Wallis mostró la 
existencia de diferencias significativas (p<0,05) entre el grupo de las pitahayas compuesto 
por H. polyrhizus, H. undatus, H. costaricensis, Hylocereus sp. y S. megalanthus con las 
demás especies estudiadas; exceptuando las especies A. tetragonus y P. bleo que no 
presentaron diferencias con todas las especies de pitahayas (Tabla 3). 
 
En la Figura 5 se sustentan las diferencias significativas (p<0,05) encontradas en la prueba 
de Kruskal-Wallis, ya que se observa a E. oxypetalum y N. cochenillifera cerca de los 100 
µm, mientras las otras especies se encuentran entre 70 y 80 µm. Con excepción de A. 
tetragonus ubicada entre 85 y 89 µm. Estos resultados, permiten diferenciar por medio del 
eje polar en vista ecuatorial a las pitahayas (géneros Hylocereus y Selenicereus) de E. 
oxypetalum y N. cochenillifera. Aunque el polen de E. oxypetalum presenta mucha 
similitud con las demás especies de la subfamilia Cactoideae (polen tipo Cereus), el eje 
polar en vista ecuatorial permitió separarlo del resto de especies de la subfamilia. Por 
medio del eje polar también se pudo diferenciar P. bleo de N. cochenillifera, aunque las 
aberturas y la ornamentación de la exina muestren diferencias más evidentes. 
 
34 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 5. Mediciones del eje polar en vista ecuatorial, realizadas en MO sobre granos de 
polen acetolizados de ocho especies de cactáceas del banco de germoplasma de la 
Universidad Nacional sede Palmira y de la Universidad del Valle sede Meléndez. 
 
Las mediciones del eje ecuatorial en vista ecuatorial permitieron observar una clara 
separación de dos especies con respecto de las demás. La especie E. oxypetalum que 
presentó diferencias significativas (p<0,05) con las demás especies excepto con N. 
cochenillifera (p=1) y la especie P .bleo que tuvo diferencias significativas con varias 
especies excepto con H. undatus (p=0,273) y H. costaricensis (p=0,115), (Tabla 4). Estas 
diferencias también se observaron en la Figura 6, donde E. oxypetalum se encuentra cerca 
de 105 µm, separándose notablemente de las demás especies excepto de N. cochenillifera, 
mientras P. bleo se encuentra entre 70 y 75 µm, los valores más bajos. En el grupo de las 
pitahayas, aunque la Figura 6 muestra que están en la zona intermedia del gráfico, se 
encontraron diferencias significativas entre Hylocereus sp. con H. costaricensis (p=0,048) 
y con H. undatus (p=0,022) (Tabla 4). Los anteriores resultados permiten separar 
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nuevamente a E. oxypetalum de los otros integrantes de la subfamilia Cactoideae, también 
a P. bleo, la cual ya había mostrado diferencias cualitativas con las demás especies (Tabla 
2). Además, dentro de las pitahayas, las diferencias estadísticas en el eje ecuatorial en vista 
ecuatorial sugieren una separación dentro de este grupo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 6. Mediciones del eje ecuatorial en vista ecuatorial, realizadas en MO sobre granos 
de polen acetolizados de ocho especies de cactáceas del banco de germoplasma de la 
Universidad Nacional sede Palmira y de la Universidad del Valle sede Meléndez. 
 
De forma similar como sucedió en las mediciones de eje ecuatorial en vista ecuatorial, el 
eje ecuatorial en vista polar mostró que hay dos especies que presentaron diferencias 
significativas (p<0,05) con casi todas las demás muestras, que fueron E. oxypetalum y P. 
bleo. La especie E. oxypetalum no presentó diferencias significativas con S. megalanthus 
(p=1), mientras que la especie P. bleo no presentó diferencias significativas con H. undatus 
(p=0,655). Además en el grupo de las pitahayas S. megalanthus difirió significativamente 
de las demás (p<0,05), pero no de E. oxypetalum y N. cochenillifera (Tabla 5). 
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Figura 7. Mediciones del eje ecuatorial en vista polar, realizadas en MO sobre granos de 
polen acetolizados de ocho especies de cactáceas del banco de germoplasma de la 
Universidad Nacional sede Palmira y de la Universidad del Valle sede Meléndez. 
 
La Figura 7 mostró a E. oxypetalum en la parte superior del gráfico entre 110 y 115 µm, a 
P. bleo en la parte inferior entre 70 y 75 µm, a S. megalanthus entre 100 y 105 µm y las 
especies restantes se ubicaron en la parte media de la gráfica entre 90 y 95 µm. 
 
Los resultados del caracter eje ecuatorial en vista ecuatorial (Figura 6) son casi idénticos a 
los del eje ecuatorial en vista polar (Figura 7), justo como se esperaría al corresponder almismo eje, pero el cambio observado en S. megalanthus al pasar de un promedio de 92,61 
µm para el eje ecuatorial en vista ecuatorial a 102,75 µm para el eje ecuatorial en vista 
polar hizo que S. megalanthus presentara diferencias estadísticas (p<0,05) con las otras 
especies de pitahayas. Lo anterior se puede deber al montaje de las placas para observar en 
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MO, ya que los granos al ser algo oblatos y recibir presión de la lámina cubreobjetos en uno 
de sus polos probablemente se achataban más, dando la impresión de un eje ecuatorial 
mayor. Algo similar se notó en H. costaricensis y E. oxypetallum, ya que su eje ecuatorial 
en vista ecuatorial y su eje ecuatorial en vista polar variaron de 87,89 µm a 93,62 µm y de 
104,29 µm a 110,98 µm respectivamente. 
 
En las mediciones del área de apocolpio se observó una clara división entre el grupo de las 
pitahayas (Hylocereus spp. y S. megalanthus) y las otras especies estudiadas, ya que las 
pitahayas presentaron diferencias significativas (p<0,05) con todas las demás especies y no 
entre sí. Con excepción de H. polyrhizus que no presentó diferencias significativas con E. 
oxypetalum (p=0,065). Además entre las especies diferentes al grupo de las pitahayas 
tampoco hubo diferencias significativas (Tabla 6). 
 
En la Figura 8 se observa a N. cochenillifera muy cerca de 3000 µm2 (parte superior del 
gráfico), a P. bleo entre 1500 y 2000 µm2 y a las especies restantes entre 500 y 1000 µm2 
(base del gráfico). El grupo de las pitahayas (Hylocereus spp. y S. megalanthus) es el más 
homogéneo, ubicándose sus especies cerca de los 500 µm2, corroborándose de esta manera 
la separación de las pitahayas y el grupo formado por N. cochenillifera y P. bleo. Los 
anteriores resultados sustentan la separación entre las especies de las subfamilias 
Cactoideae, Opuntiodeae y Pereskiodeae por medio del área del apocolpio (Figura 8). 
Además se confirma la separación dentro de la subfamilia Cactoideae, entre el grupo de las 
pitahayas (Hylocereus spp. y S. megalanthus) con E. oxypetalum y A. tetragonus (Tabla 6). 
 
38 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 8. Mediciones del área de apocolpio, realizadas en MO sobre granos de polen 
acetolizados de ocho especies de cactáceas del banco de germoplasma de la Universidad 
Nacional sede Palmira y de la Universidad del Valle sede Meléndez. 
 
El índice eje polar/eje ecuatorial, mostró que las pitahayas presentan diferencias 
significativas con las demás muestras (p<0,05), excepto H. undatus, ya que no presentó 
diferencias significativas con A. tetragonus (p=0,19). Dentro de las especies que no 
pertenecen al grupo de las pitahayas solo se presentaron diferencias significativas entre A. 
tetragonus y N. cochenillifera (p=0,034) (Tabla 7). 
 
En la Figura 9 se muestra la separación de las especies en tres grupos según el índice de 
relación eje polar/eje ecuatorial, el primero conformado por A. tetragonus y E. oxypetalum 
(entre 0,92 y 0,95), el segundo por N. cochenillifera y P. bleo (entre 1 y 1,05) y el tercero 
por las distintas especies de pitahayas (entre 0,8 y 0,87). 
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Figura 9. Índice de relación eje polar/eje ecuatorial, obtenido por MO sobre granos de 
polen acetolizados de ocho especies de cactáceas del banco de germoplasma de la 
Universidad Nacional sede Palmira y de la Universidad del Valle sede Meléndez. 
 
Según la variable grosor de sexina, el grupo de las pitahayas (Hylocereus spp. y S. 
megalanthus) presentó diferencias significativas entre H. costaricensis y H. polyrhizus 
(p=0,005); Hylocereus sp. y S. megalanthus (p=0,008). Además S. megalanthus aparte de 
las diferencias que presentó con Hylocereus sp., también las presentó con H. polyrhizus 
(p<0,05); siendo H. undatus la única especie que no presentó diferencias significativas con 
las demás pitahayas, ni con las especies restantes (Tabla 8). 
 
La Figura 10 muestra los promedios de mediciones del grosor de la sexina. Se observa que 
no hay clara formación de grupos, aunque se nota una tendencia en el centro y en la base de 
la gráfica, y una sola especie en la parte superior. En la parte central entre 3 y 3,6 µm se 
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encontraron A. tetragonus, E. oxypetalum, H. costaricensis, Hylocereus sp. y H. undatus; 
en la parte baja entre 2,6 y 2,8 µm se encontraron N. cochenillifera, P. bleo y H. polyrhizus 
y en la parte superior entre 4 y 4,2 µm se encontró S. megalanthus con la sexina más gruesa 
de todas. También se notó que H. polyrhizus y H. undatus presentaron valores en el grosor 
de la sexina que los separan, aunque estadísticamente no existan diferencias significativas 
(p=0,084). Los resultados anteriores permiten sustentar que el carácter de grosor de sexina 
es importante para ayudar a separar algunas especies del grupo de las pitahayas 
(Hylocereus spp. y S. megalanthus). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 10. Mediciones del grosor de sexina, realizadas en MO sobre granos de polen 
acetolizados de ocho especies de cactáceas del banco de germoplasma de la Universidad 
Nacional sede Palmira y de la Universidad del Valle sede Meléndez. 
 
 
 
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El grosor de nexina mostró que solo N. cochenillifera presentó diferencias significativas 
con otras 4 especies, que fueron E. oxypetalum (p<0,05), S. megalanthus (p=0,024), H. 
polyrhizus (p=0,028) y H. undatus (p=0,003); las demás especies no presentaron 
diferencias significativas entre ellas (Tabla 9). 
 
En la Figura 11 se observan las mediciones de la nexina, con N. cochenillifera por encima 
de los valores de las demás especies entre 1 y 1,1 µm, a diferencia de las otras especies que 
se encuentran entre 0,78 y 0,92 µm. Se puede afirmar que el carácter de grosor de nexina es 
útil para la separación de N. cochenillifera, ya que supera a las demás especies. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 11. Valores promedio de mediciones de grosor de nexina, realizadas en MO sobre 
granos de polen acetolizados de ocho especies de cactáceas del banco de germoplasma de la 
Universidad Nacional sede Palmira y de la Universidad del Valle sede Meléndez. 
 
 
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