tesis-n4992-Matzkin

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Tesis Doctoral
Prostaglandinas y su participaciónProstaglandinas y su participación
en la regulación de la funciónen la regulación de la función
testiculartesticular
Matzkin, María Eugenia
2011
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Cita tipo APA:
Matzkin, María Eugenia. (2011). Prostaglandinas y su participación en la regulación de la
función testicular. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Universidad de Buenos Aires.
Cita tipo Chicago:
Matzkin, María Eugenia. "Prostaglandinas y su participación en la regulación de la función
testicular". Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Universidad de Buenos Aires. 2011.
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UNIVERSIDAD DE BUENOS AIRES 
Facultad de Ciencias Exactas y Naturales 
Departamento de Química Biológica 
 
Prostaglandinas y su par t icipación 
en la regulación de la función test icular 
 
Tesis presentada para optar al título de Doctor de la 
Universidad de Buenos Aires en el área Química Biológica 
 
Lic. María Eugenia Matzkin 
 
Directora de Tesis: Dra. Mónica Beatriz Frungieri 
Consejero de estudios: Prof. Dr. Omar Pedro Pignataro 
 
Lugar de trabajo: Instituto de Biología y Medicina Experimental (IBYME-
CONICET) 
 
Buenos Aires, 2011 
 
Prostaglandinas y su par t icip ación en la regulación 
de la función test icular . 
 
 
RESUMEN 
 Las prostaglandinas son biomoléculas derivadas del ácido araquidónico 
por acción de la enzima ciclooxigenasa, que participan en el control de 
procesos fisio-patológicos en reproducción. No obstante, se desconoce aún el 
papel que desempeñarían en el testículo. En este Trabajo de Tesis Doctoral se 
investigaron los mecanismos regulatorios de la síntesis de prostaglandinas en 
el testículo, enfatizando en el análisis de aquellos factores locales involucrados 
en la modulación de la expresión de ciclooxigenasa 2 en células de Leydig y 
Sertoli. 
 Los estudios realizados han permitido establecer: a) la participación de 
hormonas hipofisarias (LH, FSH y PRL) y andrógenos (testosterona, DHT) en la 
regulación de la expresión de ciclooxigenasa 2 y la síntesis de prostaglandinas 
en cultivos primarios de células de Leydig y Sertoli de hámsteres Dorados, b) la 
existencia de análogos moleculares de carga de la PRL hipofisaria que 
presentan bioactividades diferenciales sobre la expresión de ciclooxigenasa 2 
en testículos de hámsteres, y c) el rol estimulatorio ejercido por IL-1β sobre la 
producción de prostaglandinas en el testículo de pacientes que padecen 
infertilidad idiopática. 
 Así, las prostaglandinas desempeñarían un rol clave en la regulación de 
la actividad testicular en situaciones fisiológicas en el hámster, así como 
también durante el desarrollo y/o mantenimiento de ciertas disfunciones 
gonadales que conducen a una espermatogénesis alterada en el testículo 
humano. 
 
Palabras claves: ciclooxigenasa 2, prostaglandinas, testosterona, LH, FSH, 
PRL, IL-1β, célula de Leydig, célula de Sertoli, hámster Dorado, testículo 
humano, infertilidad idiopática. 
 
Prostaglandins and their par t ic ipat ion in the regula t ion 
of test icular funct ion. 
 
ABSTRACT 
 Prostaglandins are bioactive molecules derived form arachidonic acid by 
the action of cyclooxygenase. Although prostaglandins exert their control over 
both physiological and pathological events in reproduction, very little is known 
about their role in the testis. In this Doctoral Thesis, the regulatory mechanisms 
for prostaglandins synthesis in the testis were studied, paying particular interest 
to local factors that, acting as modulators of cyclooxygenase 2 expression may 
regulate the functioning of Leydig and Sertoli cells. 
 Studies performed in this Thesis have allowed us to establish: a) the 
participation of pituitary hormones (LH, FSH, PRL) as well as androgens 
(testosterone, DHT) as modulators of cyclooxygenase 2 expression and 
prostaglandins synthesis in Syrian hamster Leydig and/or Sertoli cells primary 
cultures, b) the existence of differentially bioactive pituitary PRL molecular 
charge analogues, and c) the stimulatory role exerted by IL-β on 
cyclooxygenase 2 expression in testes from men suffering from idiopathic 
infertility. 
 Thus, prostaglandins would play a key role in the regulation of testicular 
activity under physiological situations in the golden hamster, as well as in the 
development and/or maintenance of certain testicular malfunctions that could 
lead to an altered spermatogenesis in the human testis. 
 
Keyw ords: cyclooxygenase 2, prostaglandins, testosterone, LH, FSH, PRL, 
IL-1β, Leydig cell, Sertoli cell, Syrian hamster, human testis, idiopathic infertility. 
 
 
 
 
Parte de los resultados incluidos en este trabajo de Tesis Doctoral han dado 
origen a presentaciones en Congresos Nacionales e Internacionales y a las 
siguientes publicaciones: 
 
1. Matzkin ME , Ambao V, Carino MH, Rossi SP, González L, Turyn D, Campo 
S, Calandra RS, Frungieri MB. Prolactin (PRL) induction of cyclooxygenase 
2 (COX2) expression and prostaglandin (PG) production in hamster Leydig 
cells. Molecular and Cellular Endocrinology, 348: 33-46 2012. ISSN: 
0303-7207. 
 
2. Matzkin ME , Mayerhofer A, Rossi SP, Gonzalez B, Gonzalez CR, 
Gonzalez-Calvar SI, Terradas C, Ponzio R, Puigdomenech E, Levalle O, 
Calandra RS, Frungieri MB. Cyclooxygenase-2 (COX-2) in testes of infertile 
men: evidence for the induction of prostaglandins (PGs) synthesis by 
interleukin-1β (IL-1β). Fertility & Sterility, 94:1933-1936, 2010. ISSN: 
0015-0282. 
 
3. Matzkin ME , Gonzalez-Calvar SI, Mayerhofer A, Calandra RS, Frungieri 
MB. Testosterone Induction of prostaglandin-endoperoxide synthase 2 
Expression and Prostaglandin F2α Production in Hamster Leydig Cells. 
Reproduction, 138:163-175, 2009. ISSN: 1470-1626. 
 
AGRADECI MI ENTOS 
 
A la Dra. Mónica Frungieri, quien decidió darle una oportunidad a una estudiante 
de Biología algo tímida y de pocas palabras. Mi más profundo agradecimiento por 
tu voto de confianza, tus palabras de aliento y consuelo en momentos difíciles y el 
constante estímulo de superación, sin lugar a dudas una buena enseñanza tanto 
profesional como personal. En definitiva, gracias por este camino recorrido juntas: 
mi inicio en la investigación científica. 
 
Al Prof. Dr. Ricardo Calandra, director del Laboratorio de esteroides donde 
desarrollé esta Tesis Doctoral. Gracias por sus consejos e interés a lo largo de 
estos años y por sus aportes en la redacción de esta Tesis. 
 
A la Prof. Dra. Silvia Gonzalez-Calvar, por su paciencia y excelente predisposición 
dentro y fuera del laboratorio. Un especial agradecimiento por su colaboración en 
la corrección de esta Tesis. 
 
Al Prof. Dr. Omar Pignataro, mi consejero de estudios, por su buena 
predisposición. 
 
A todos los integrantes del Laboratorio, actuales y pasados. 
A la Dra. Susana Rulli, por el cafecito de todas las mañanas (inestimable!) y por 
brindarme ayuda siempre que lo necesité. 
A Sole, Lau, Cande y Be. Gracias por tantos momentos compartidos. Hemos 
pasado las mil y una juntas, y siempre que perdía las fuerzas (o las esperanzas 
poniendo a punto una técnica!) todas, ensu momento, han sabido aconsejarme o 
al menos arrancarme una sonrisa para seguir adelante. Gracias a todas por la 
excelente onda que ayudó a construir un ambiente de laboratorio en el que da 
gusto ir a trabajar. 
A la Dra. Mónica Carino, por los primeros sacrificios de hámsteres y por su 
contribución a parte de los resultados presentados en esta Tesis. 
 
A las Dras. Selva Cigorraga y Eliana Pellizzari del Centro de Investigaciones 
Endocrinológicas, por su colaboración en el aislamiento de células de Sertoli. En 
particular, quiero darles las gracias por su infinita paciencia, su cariño de 
madrazas y la excelente predisposición para la discusión de resultados. 
 
A la Dra. Stella Campo y la Lic. Verónica Ambao del Centro de Investigaciones 
Endocrinológicas, por su inestimable colaboración en el aislamiento de los 
análogos de carga de la prolactina hipofisaria. Fue duro, pero lo logramos!. 
Gracias. 
 
A los Dres. Daniel Turyn y Lorena González del Instituto de Química y 
Fisicoquímica Biológicas, Departamento de Química Biológica, Facultad de 
Farmacia y Bioquímica, UBA, por su contribución en los estudios de 
inmunoprecipitación proteica. 
 
A los Dres. Oscar Levalle (División Endocrinología, Hospital Durand), Claudio 
Terradas (Centro de Investigaciones en Reproducción, Facultad de Medicina, 
UBA), Elisa Puigdomenech (Instituto Médico PREFER) y Roberto Ponzio (Centro 
de Investigaciones en Reproducción, Facultad de Medicina, UBA), por la 
recolección y diagnóstico anátomo-patológico de las muestras de biopsias 
testiculares humanas incluidas en esta Tesis. 
 
Al Dr. Artur Mayerhofer y los integrantes de su laboratorio (Katrin, Silvana, Lars) 
en la Universidad Ludwig Maximilians (Munich, Alemania). Gracias por la 
predisposición para la discusión de resultados y por hacer de mi estadía en 
Alemania una experiencia inolvidable. 
 
A todos los integrantes del Instituto de Biología y Medicina Experimental, en 
particular a su previo director, el Dr. Eduardo Charreau, y su actual directora, la 
Dra. Damasia Becú, por permitirme ser parte de esta comunidad. 
Al personal de Bioterio del Instituto, por la cría y cuidado de los hámsteres 
utilizados durante el desarrollo de esta Tesis Doctoral. 
A los integrantes de los laboratorios del 1° piso-edificio nuevo del IBYME: Cecilia, 
Celeste, Wendy, Franco, Romina, Casandra, Carolina, Fernanda. Todos ellos han 
salido a mi rescate en momentos de “desesperación”. Gracias por la buena onda y 
por los “préstamos” que terminaron conviertiéndose en invaluables regalos. 
 
A las instituciones que me dieron mi formación de grado y posgrado y que 
otorgaron las Becas que posibilitaron la realización de esta Tesis Doctoral: la 
Universidad de Buenos Aires y el Consejo de Investigaciones Científicas y 
Técnicas. 
 
A mi padre, por darme las bases y principios que hoy rigen mi vida. Por alentarme 
siempre a ser lo mejor que puedo ser y nunca dudar que pudiera alcanzar lo que 
me proponía (a pesar de mi naturaleza pesimista!). Te extraño más de lo que las 
palabras pueden expresar ... 
 
A mi hermana, mi gran amiga, quien ha tenido que lidiar de primera mano con mis 
incesantes cambios de humor a lo largo de este camino. NO lo hubiera logrado sin 
vos. Te adoro, nena!. 
 
A todos, gracias. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A m i padre 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“The only m istake in life is the lesson not learned” 
 
 Albert Einstein 
 
 
 
 
ABREVI ATURAS 
[2,6-3H]2-DOG 2,6-3H]2-deoxiglucosa 
3α-diol androstano-3α,17β-diol 
3α-HSD 3α-hidroxiesteroide-deshidrogenasa 
3β-HSD 3β-hidroxiesteroide deshidrogenasa 
15d-Δ12,14PGJ2 15deoxi-Δ12,14prostaglandina J2 
16FC exposición a FC durante 16 semanas 
17β-HSD 17β-hidroxiesteroide deshidrogenasa 
AA ácido araquidónico 
ABP proteína ligadora de andrógenos 
AC adenilato ciclasa 
ACTH hormona estimulante de la corteza adrenal 
ADN ácido desoxirribonucleico 
ADNc ácido desoxirribonucleico copia 
AE actividad específica 
AF1 dominio de transactivación del receptor de andrógenos 
AG hipoespermatogénesis y arresto germinal 
AG490 inhibidor selectivo de JAK2 
Akt/PI3K 3-fosfoinositol proteína quinasa 
AMPc adenosina monofosfato cíclico 
ANOVA análisis de la varianza de una vía 
AP-1 proteína activadora 1 
APS persulfato de amonio 
ARE elemento de respuesta a andrógenos 
ARN ácido ribonucleico 
ARNm ácido ribonucleico mensajero 
ATP adenosina trifosfato 
B-PRL big-prolactin, prolactina grande 
BB-PRL big big-prolactin, macroprolactina 
BADGE antagonista selectivo de PPARγ 
BHT barrera hemato-testicular 
BSA albúmina sérica bovina 
°C grados centígrados 
Ca2+ ion calcio 
Co control negativo 
CHAPS 3-(3-colamidopropil) dimetil-amonio-1-sulfonato de propano 
ABREVI ATURAS 
CEDIE Centro de Investigaciones Endocrinológicas 
Ci Curie 
cm 3 centímetro cúbico 
col colaboradores 
COX ciclooxigenasa 
COX1 ciclooxigenasa 1 
COX2 ciclooxigenasa 2 
cPLA 2 fosfolipasa A2 citosólica 
CREB proteína de unión al elemento de respuesta al AMPc 
CRH factor liberador de corticotrofina 
CSF-1 factor estimulante de colonias 1 
Ct ciclo umbral 
CYP11A complejo de escisión de la cadena lateral de colesterol 
 dependiente del citocromo P450 (ver P450SCC) 
CYP17 enzima 17α-hidroxilasa/17-20 liasa dependiente del 
 citocromo P450 (ver P450C17) 
CYP19 enzima aromatasa dependiente del citocromo P450 
Δ delta 
Δ4 delta 4 
Δ5 delta 5 
DAB 3,3-diaminobenzidina 
DBD dominio de unión al ADN del receptor de andrógenos 
DEPC dietilpirocarbonato 
DHEA dehidroepiandrosterona 
DHT dihidrotestosterona 
DMSO dimetilsulfóxido 
dNTPs desoxirribonucleótidos 
DNAasa desoxirribonucleasa 
DP1 receptor tipo 1 de prostaglandina D2 
DP2 receptor tipo 2 de prostaglandina D2 
dpc días post coito 
dpm desintegraciones por minuto 
EDTA ácido etilendiaminotetracético 
EGF factor de crecimiento epidermal 
EIA enzimoinmunoanálisis 
ABREVI ATURAS 
EP1 receptor tipo 1 de prostaglandina E2 
EP2 receptor tipo 2 de prostaglandina E2 
EP3 receptor tipo 3 de prostaglandina E2 
EP4 receptor tipo 4 de prostaglandina E2 
ES error estándar 
FC fotoperíodo corto 
FCS suero fetal de ternero 
fg femtogramo 
FGF-9 factor de crecimiento de fibroblastos 9 
fmol femtomol 
FN fotoperíodo normal 
FP receptor de prostaglandina F2α 
FSH hormona folículo estimulante 
g gramos 
GA hipoespermatogénesis y arresto germinal 
GABA ácido γ-aminobutírico 
GH hormona de crecimiento 
GnRH hormona liberadora de gonadotrofinas 
Gs proteína G estimulatoria 
GDP guanosina difosfato 
GTP guanosina trifosfato 
H2O-DEPC agua libre de RNAsas 
hCG gonadotrofina coriónica humana 
HEPES ácido 4-(2-hidroxietil)-1-piperazin-etanosulfónico 
Hsp proteínas de choque térmico 
IBYME Instituto de Biología y Medicina Experimental 
IEF isoelectroenfoque preparativo en fase líquida 
IgG inmunoglobulina G 
IgM inmunoglobulina M 
IGF-1 factor de crecimiento símil insulina 1 
IL-1 interleuquina 1 
IL-1α interleuquina 1 alfa 
IL-1β interleuquina 1 beta 
IL-1RI receptor I de interleuquina 1 
IL-1RII receptor II de interleuquina 1 
ABREVI ATURAS 
IL-1Ra antagonista del receptor de interleuquina 1 
IP receptor de prostaciclina 
JAK2 Janus Activating Kinase 2 
JNK proteína quinasa N terminal de c-jun 
kDa kiloDaltons 
LBD dominio de unión a ligando del receptor de andrógenos 
LP lactógeno placentario 
LH hormona luteinizante 
LH-R receptor de la hormona luteinizante 
LH-RH hormona liberadora de LH 
M molar 
Mg2+ ion magnesio 
MAC macrófagos 
MAPK 1/2 proteínas quinasas activadas por mitógenos 1/2 
μCi microCurie 
mCi miliCurie 
µg microgramo 
mg miligramoµl microlitro 
ml mililitro 
µm micrometro 
μM micromolar 
mm 2 milimetro cuadrado 
MSH hormona estimulante de los melanocitos 
mUI miliunidades internacionales 
n tamaño muestral 
NADPH nicotinamida-adenina-dinucleótido fosfato reducido 
ng nanogramo 
NO óxido nítrico 
NTD dominio N-terminal del receptor de andrógenos 
P450aromatasa enzima aromatasa dependiente del citocromo P450 
P450C 17 enzima 17α-hidroxilasa/17-20 liasa dependiente del 
 citocromo P450 (ver CYP17) 
P450SCC complejo de escisión de la cadena lateral de colesterol 
 dependiente del citocromo P450 (ver CYP11A) 
pb pares de bases 
ABREVI ATURAS 
PBS buffer fosfato salino 
PCR reacción en cadena de la polimerasa 
PEG polietilenglicol 
PFA paraformaldehído 
PGD2 prostaglandina D2 
PGE2 prostaglandina E2 
PGF2α prostaglandina F2α 
PGG2 prostaglandina G2 
PGH2 prostaglandina H2 
PGI2 prostaciclina 
PGs prostaglandinas 
PGS prostaglandina sintasa 
PGDS prostaglandina D2 sintasa 
pH potencial hidrógeno 
pI punto isoeléctrico 
PKA proteína quinasa dependiente de AMPc 
PKC proteína quinasa C 
PMA forbol 12-miristato-13-acetato 
pmol picomol 
PP5 fosfatasa de proteínas 5 
PPARγ receptor nuclear activador de proliferadores de peroxisoma γ 
PRL prolactina 
PRL-A análogos de carga de la prolactina hipofisaria del hámster Dorado 
más acídicos (rango de pH 4,34 a 4,74) 
PRL-B análogos de carga de la prolactina hipofisaria del hámster Dorado 
menos acídicos (rango de pH 5,01 a 5,59) 
PRL-R receptor de prolactina 
proIL-1 α precursor de interleuquina-1 alfa 
proIL-1 β precursor de interleuquina-1 beta 
proIL-1Ra precursor del antagonista del receptor de interleuquina-1 
qPCR PCR en tiempo real 
r coeficiente de correlación 
RA receptor de andrógenos 
RIA radioinmunoanálisis 
RNAsa ribonucleasa 
RT-PCR transcripción reversa 
ABREVI ATURAS 
SB203580 inhibidor de MAPK-p38 
SCO síndrome de célula de Sertoli sólo 
SDS dodecil sulfato de sodio 
SF-1 factor esteroidogénico 1 
SHBG globulina que une hormonas sexuales 
SIP proteína inductora de la esteroidogénesis 
SRY región Y determinante del sexo 
StAR proteína de regulación aguda de la esteroidogénesis 
STAT proteína transductora de la señal y activadora de la 
transcripción 
TBS tris buffer salino 
TEMED tetrametiletilendiamina 
TGF-α factor de crecimiento transformante alfa 
TGF-β factor de crecimiento transformante beta 
Tho temperatura de hibridación de los oligonucleótidos 
TNF-α factor de necrosis tumoral alfa 
TRIS hidroximetilaminometano 
TSH hormona estimulante de la tiroides 
U0126 inhibidor selectivo de MEK 1/2 
UI unidades internacionales 
 
Í NDI CE 
Página 
I NTRODUCCI ÓN 1 
 
1) Unidad hipotálamo-hipofisaria 2 
1.1) Eje hipotálamo-hipófiso-testicular 4 
1.2) Prolactina 7 
1.2.1) Estructura 7 
1.2.2) Receptores de prolactina 9 
2) Tracto reproductor masculino 12 
2.1) Generalidades 12 
2.2) Embriogénesis testicular en mamíferos 13 
2.3) Testículo: unidad anátomo-funcional 16 
2.3.1) Organización del compartimiento tubular 18 
2.3.1.1) Células de Sertoli 19 
2.3.1.1.1) Mecanismo de acción de FSH en las células de Sertoli 20 
2.3.1.1.2) Barrera hemato-testicular 21 
2.3.1.2) Células germinales 22 
2.3.1.2.1) Ciclo espermatogénico 22 
2.3.2) Organización del tejido intersticial 24 
2.3.2.1) Células de Leydig 24 
2.3.2.1.1) Biosíntesis de esteroides testiculares 25 
2.3.2.1.2) Regulación de la esteroidogénesis testicular por LH/hCG 30 
2.3.2.1.3) Regulación local de la biosíntesis de andrógenos testiculares: 32
 modulación fina 
2.3.2.2) Otros componentes celulares del tejido intersticial 33 
3) Receptor de andrógenos 35 
3.1) Mecanismo de acción clásico 36 
3.2) Mecanismo de acción no clásico 37 
4) La familia de interleuquina-1 39 
4.1) IL-1 en el testículo 40 
4.2) Receptores de IL-1 41 
5) Endocrinología reproductiva del hámster 42 
5.1) Desarrollo sexual del hámster 42 
5.2) Regresión reproductiva inducida por el fotoperíodo 43 
Í NDI CE 
5.3) Recrudescencia testicular espontánea y foto-estimulada 46 
6) Prostaglandinas 48 
6.1) Generalidades 48 
6.2) Estructura de las prostaglandinas 49 
6.3) Biosíntesis de las prostaglandinas 50 
6.4) Catabolismo de las prostaglandinas 53 
6.5) Receptores de prostaglandinas 53 
6.6) Ciclooxigenasa, prostaglandinas y su participación en la 54 
 regulación de la actividad testicular 
 
OBJETI VOS 58 
 
1) Objetivos generales 59 
2) Objetivos específicos 59
 
MATERI ALES Y MÉTODOS 61 
 
1) Drogas y reactivos 62 
2) Modelos de estudio 65 
2.1) Biopsias testiculares humanas 65 
2.2) Hámster Dorado 66 
2.3) Línea celular THP-1 67 
3) Métodos 68 
3.1) Purificación de células de Leydig de hámsteres Dorados 68 
3.1.2) Evaluación de la viabilidad celular 69 
3.1.3) Evaluación del grado de pureza 69 
3.1.4) Incubación de células de Leydig 70 
3.2) Purificación de células de Sertoli de hámsteres Dorados 71 
3.2.1) Determinación del contenido de ADN 72 
3.2.2) Evaluación del grado de pureza 73 
3.2.3) Incubación de células de Sertoli 73 
3.3) Línea celular THP-1 74 
3.3.1) Cultivo y expansión de las células THP-1 74 
3.3.2) Diferenciación de células THP-1 a macrófagos 74 
3.3.3) Determinación del porcentaje de adherencia celular 75 
Í NDI CE 
3.3.4) Incubación de macrófagos 75 
3.4) Análisis de proteínas 76 
3.4.1) Estudios inmunocitoquímicos 76 
3.4.2) Estudios inmunohistoquímicos 77 
3.4.3) Preparación de homogenatos proteicos a partir de cultivos 79
 celulares y biopsias testiculares humanas 
3.4.4) Inmunoprecipitación de proteínas 80 
3.4.5) Electroforesis de proteínas 80 
3.4.5.1) Transferencia de proteínas (Western blot) 81 
3.4.5.2) Revelado por quimioluminiscencia 82 
3.4.5.3) Revelado colorimétrico 82 
3.4.6) Preparación de homogenatos proteicos a partir de hipófisis 82
 de hámsteres Dorados 
3.4.6.1) Aislamiento de análogos de carga de la prolactina hipofisaria 83 
3.5) Radioinmunoanálisis (RIA) 86 
3.5.1) Radioinmunoanálisis de LH 86 
3.5.1.1) Marcación de LH 86 
3.5.1.2) Determinación de los niveles de LH en sueros de 87 
 hámsteres Dorados 
3.5.2) Radioinmunoanálisis de prolactina 87 
3.5.2.1) Marcación de prolactina 87 
3.5.2.2) Determinación de los niveles de prolactina en homogenatos 88 
 de hipófisis y sueros de hámsteres Dorados 
3.5.3) Radioinmunoanálisis de andrógenos 89 
3.5.3.1) Extracción de andrógenos a partir de sueros de 89 
 hámsteres Dorados 
3.5.3.2) Determinación de andrógenos 89 
3.6) Estudios de Biología Molecular 90 
3.6.1) Extracción de ARN90 
3.6.1.1) A partir de biopsias testiculares humanas 90 
3.6.1.2) A partir de cultivos celulares 91 
3.6.1.3) A partir del material biológico aislado mediante 92
 mediante microdisección por captura láser 
3.6.2) Ensayo de transcripción reversa 93 
Í NDI CE 
3.6.3) Reacción en cadena de la polimerasa (PCR) 93 
3.6.4) PCR en tiempo real 95 
3.7) Producción in vitro de prostaglandinas en cultivos celulares 97 
3.7.1) Determinación de la producción de prostaglandina D2 97 
3.7.2) Determinación de la producción de prostaglandinas F2α y 98
 15-deoxi-Δ12,14-J2 
3.8) Determinación de IL-1β en biopsias testiculares humanas 99 
3.9) Incorporación de glucosa en células de Sertoli de 99 
 hámsteres Dorados 
4) Análisis estadístico 100 
 
RESULTADOS 101 
 
1) Análisis de la expresión testicular de COX2 en el hámster Dorados 102 
1.1) Influencia de la edad 102 
1.2) Influencia del fotoperíodo 103 
2) LH y prostaglandinas en el hámster Dorado 106 
2.1) Determinación de los niveles séricos de LH: 106 
 influencia de la edad y el fotoperíodo 
2.2) Efecto de LH/hCG sobre la expresión de COX2 107 
 en células de Leydig 
2.3) Efecto de LH/hCG sobre la producción de prostaglandinas 110 
 en células de Leydig 
3) Andrógenos y prostaglandinas en el hámster Dorado 111 
3.1) Determinación de los niveles séricos de andrógenos: 111 
 influencia de la edad y el fotoperíodo 
3.2) Efecto de testosterona sobre la expresión de COX2 113 
 en células de Leydig 
3.3) Efecto de testosterona sobre la producción de prostaglandinas 115 
 en células de Leydig 
3.4) Mecanismos intracelulares involucrados en la acción de 116 
testosterona sobre la expresión de COX2 en células de Leydig 
3.4.1) Vía MAPK 1/2 116 
3.4.2) Vía PI3K/ Akt 119 
Í NDI CE 
3.5) Efecto de DHT sobre la expresión de COX2 120 
 en células de Leydig 
3.6) Expresión testicular del receptor de andrógenos 123 
3.6.1) Expresión del receptor de andrógenos en células de Leydig 124 
3.6.2) Expresión del receptor de andrógenos en células de Sertoli 125 
3.7) Efecto de testosterona sobre la expresión de COX2 126 
 en células de Sertoli 
3.8) Efecto de testosterona sobre la producción de prostaglandinas 128 
 en células de Sertoli 
3.9) Participación de la vía MAPK 1/2 en la acción de testosterona 129 
 sobre la expresión de COX2 en células de Sertoli 
4) FSH y prostaglandinas en el hámster Dorado 133 
4.1) Efecto de FSH sobre la expresión de COX2 en células de Sertoli 133 
4.2) Efecto de FSH sobre la producción de prostaglandinas 134 
 en células de Sertoli 
4.3) Participación de la vía MAPK 1/2 en la acción de FSH 135 
 sobre la expresión de COX2 en células de Sertoli 
5) Rol de las prostaglandinas en la regulación funcional de 137 
 las células de Sertoli del hámster Dorado 
5.1) Expresión de receptores de prostaglandinas en células de Sertoli 137 
5.2) Efecto de testosterona y FSH sobre la incorporación de glucosa 138 
5.3) Efecto de las prostaglandinas sobre la incorporación de glucosa 139 
5.4) Efecto de la inhibición de COX2 sobre la incorporación de glucosa 139 
5.5) Efecto del bloqueo de receptores PPARrγ sobre la incorporación 141 
 de glucosa 
6) PRL y prostaglandinas en el hámster Dorado 143 
6.1) Determinación de los niveles séricos e hipofisarios de prolactina: 143 
 influencia de la edad y el fotoperíodo 
6.2) Expresión del receptor de PRL en células de Leydig 144 
6.3) Efecto de PRL sobre la expresión de COX2 en células de Leydig 145 
6.3.1) En hámsteres adultos expuestos a FN 145 
6.3.2) En hámsteres adultos expuestos a FC 147 
6.4) Efecto de PRL sobre la producción de prostaglandinas 148 
 en células de Leydig 
Í NDI CE 
6.4.1) En hámsteres adultos expuestos a FN 148 
6.4.2) En hámsteres adultos expuestos a FC 149 
6.5) Mecanismos intracelulares involucrados en la acción de PRL 150 
 sobre la expresión de COX2 en células de Leydig 
6.5.1) En hámsteres adultos expuestos a FN 150 
6.5.2) En hámsteres adultos expuestos a FC 152 
6.6) Caracterización de los análogos de carga de la PRL hipofisaria 153 
6.6.1) Efecto de los análogos de carga de la PRL sobre la 155
 expresión de COX2 en células de Leydig 
6.6.2) Efecto de los análogos de carga de la PRL sobre la 155
 producción de prostaglandinas en células de Leydig 
6.6.3) Mecanismos intracelulares involucrados en la acción de 157 
 los análogos de carga de la PRL sobre la expresión de 
 COX2 en células de Leydig 
6.6.3.1) Vía JAK2 157 
6.6.3.2) Vía p38-MAPK 158 
6.7) Participación de interleuquina-1β en la inducción de COX2 160 
 mediada por PRL en células de Leydig 
7) Interleuquina-1β y prostaglandinas 162 
7.1) En el testículo del hámster Dorado 
7.1.1) Expresión del sistema IL-1β en células de Leydig 162 
7.1.2) Efecto de IL-1β sobre la expresión de COX2 162 
 en células de Leydig 
7.2) En el testículo humano infértil 163 
7.2.1) Expresión de COX2 163 
7.2.2) Expresión de IL-1β 164 
7.2.3) COX2 e IL-1β en células de Leydig 165 
7.2.4) COX2 e IL-1β en macrófagos testiculares 166 
7.2.5) Relación entre los niveles de expresión testicular 167 
 de IL-1β y COX2 
7.3) En la línea celular de macrófagos humanos THP-1 169 
7.3.1) Expresión del sistema de IL-1β 169 
7.3.2) Efecto de IL-1β sobre la expresión de COX2 169 
Í NDI CE 
7.3.3) Efecto de IL-1β sobre la producción de prostaglandinas 170 
 
DI SCUSI ÓN 172 
 
CONCLUSI ONES 196 
 
REFERENCI AS 201 
 
 
 
I NTRODUCCI ÓN 
1 ) UNI DAD HI POTÁLAMO-HI POFI SARI A. 
 
 La hipófisis (del griego hypo, por debajo y fyo, crecimiento) o glándula 
pituitaria y el hipotálamo (del griego hypo, por debajo y thálamos, tálamo) son 
estructuras anatómicamente relacionadas. El hipotálamo ocupa la región 
ventromedial del diencéfalo y está comunicado con la hipófisis a través del 
infundíbulo. Esta estrecha vinculación favorece su dependencia funcional. Por tal 
motivo, se considera a las mismas como una unidad hipotálamo-hipofisaria. 
 
 La hipófisis se ubica en la silla turca, una cavidad craneal en el hueso del 
esfenoides, y se encuentra fijada a la parte inferior del cerebro por medio del tallo 
pituitario. Consta de dos regiones: la neurohipófisis y la adenohipófisis. 
 La neurohipófisis está compuesta por la pars nervosa, proceso infundibular o 
lóbulo neural, la eminencia media o infundíbulo y por el tallo hipofisario, neural o 
infundibular. Las fibras nerviosas amielínicas del haz hipotálamo-hipofisario se 
originan en los núcleos hipotalámicos supraóptico y paraventricular. Los axones 
neuronales corren por el tallo infundibular hacia la pars nervosa terminando cerca de 
capilares. La pars nervosa, es la encargada de acumular y secretar las hormonas 
producidas en los somas neuronales de los núcleos hipotalámicos (Geneser, 1988a). 
 La adenohipófisis está integradapor la pars distalis, la pars tuberalis y la pars 
intermedia. La pars distalis constituye la mayor parte del tejido adenohipofisario, 
pudiéndose diferenciar en ella distintos tipos celulares. Las principales células 
acidófilas presentes en la pars distalis son las células somatotróficas (productoras de 
la hormona somatotrofina o de crecimiento, GH) y las células lactotróficas 
(secretoras de prolactina, PRL). Los tipos celulares basófilos de la pars distalis están 
integrados por las células tirotróficas (que sintetizan la hormona estimulante de la 
tiroides o tirotrofina, TSH), las células gonadotróficas (secretoras de las hormonas 
folículo estimulante, FSH y luteinizante, LH) y las células corticotróficas (que 
sintetizan la hormona estimulante de la corteza adrenal o adrenocorticotrofina, 
ACTH). La pars tuberalis, es una pequeña porción de la adenohipófisis en contacto 
con la eminencia media, formada por células similares a las encontradas en la pars 
 2
I NTRODUCCI ÓN 
distalis. La pars intermedia presenta células del tipo basófilo (productoras de la 
hormona estimulante de los melanocitos, MSH) que se distribuyen en una delgada 
capa en la zona que limita la adenohipófisis con la neurohipófisis. 
 La actividad adenohipofisaria está regulada por centros hipotalámicos. Las 
neuronas de estos centros hipotalámicos sintetizan compuestos que, por vía 
vascular y a través del sistema porta hipofisario, llegan a la células de la 
adenohipófisis en dónde estimulan o inhiben la síntesis y liberación de las hormonas 
peptídicas GH, PRL, TSH, FSH, LH y ACTH. Las arterias hipofisarias superiores 
rodean la eminencia media, y allí se anastomosan y capilarizan formando el plexo 
capilar primario. Estos capilares contactan con los axones de las neuronas túbero-
infundibulares produciéndose así el pasaje de las neurohormonas hipotalámicas al 
sistema portal largo superior que se dirige hacia la adenohipófisis (Figura 1). Existe 
también un plexo capilar secundario ubicado en el lóbulo neural, formado por la 
capilarización de las arterias hipofisarias inferiores, que se encuentra conectado con 
las células adenohipofisarias por medio de un sistema portal corto inferior. 
 Si se realiza tracción mecánica de la hipófisis en dirección anteroposterior, se 
pueden separar dos partes, lo que ha dado lugar a la clásica denominación de lóbulo 
anterior y lóbulo posterior. El lóbulo anterior está constituído por la pars distalis de la 
adenohipófisis, mientras que, el lóbulo posterior comprende la pars intermedia de la 
adenohipófisis y la pars nervosa de la neurohipófisis (Fawcett, 1991a). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 3
I NTRODUCCI ÓN 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 1 . Representación esquemát ica de la glándula hipófisis y su sistem a circulator io. 
 
 
1 .1 ) EJE HI POTÁLAMO-HI PÓFI SO-TESTI CULAR. 
 
 La función testicular se encuentra regulada fundamentalmente por dos 
hormonas sintetizadas en las células gonadotróficas de la adenohipófisis: FSH y LH. 
Ambas hormonas son secretadas a la circulación general en forma pulsátil (aunque 
los pulsos de secreción de FSH son de menor intensidad que los de LH) en 
respuesta al estímulo hipotalámico generado por la hormona liberadora de 
gonadotrofinas (GnRH). GnRH es un decapéptido producido en las neuronas 
peptidérgicas del área preóptica del hipotálamo liberado, en forma pulsátil, al sistema 
porta hipofisario desde las terminales nerviosas de la eminencia media. Así, esta 
 4
I NTRODUCCI ÓN 
hormona llega a la hipófisis en donde interactúa con receptores de membrana 
dependientes de calcio (Ca2+) presentes en sus células blanco, las células 
gonadotrofas adenohipofisarias. La respuesta hipofisaria a GnRH varía según la 
edad y estado hormonal. Pulsos poco frecuentes de GnRH favorecen la secreción 
de FSH, mientras que, pulsos más frecuentes favorecen la secreción de LH 
(Marshall y col., 1993). Dungan y col. (2006) han reportado que las neuronas 
secretoras de GnRH responden, a través de receptores GPR54, a un péptido 
denominado kisspeptina-54 (también llamado metastina) que es sintetizado por los 
núcleos arcuato, paraventricular y anteroventral del cerebro. 
 Las gonadotrofinas hipofisarias actúan sobre los testículos promoviendo y 
estimulando la actividad reproductiva. Mientras que FSH ejerce su acción 
principalmente sobre las células de Sertoli regulando la espermatogénesis, LH actúa 
sobre las células de Leydig activando la síntesis de andrógenos. Sin embargo, 
ambos procesos gonadales son interactivos, y requieren la integración y 
coordinación entre las distintas poblaciones celulares del testículo. 
Aunque las aferencias hipotalámicas por vías dopaminérgicas, 
serotoninérgicas y noradrenérgicas modulan la secreción de GnRH, el control de 
su secreción lo ejercen fundamentalmente los mismos productos del eje, mediante 
un sistema de retroalimentación negativa (Fawcett, 1991a). LH, FSH y la propia 
GnRH actúan inhibiendo la secreción de esta hormona hipotalámica mediante 
circuitos de retroalimentación negativa corto y ultracorto. A su vez, la testosterona 
y sus metabolitos modifican la generación de los pulsos hipotalámicos por medio 
de un circuito de retroalimentación negativa largo, reduciendo la frecuencia de los 
mismos e inhibiendo la síntesis hipofisaria de gonadotrofinas (Griffin, 2000) (Figura 
2). La testosterona es capaz de disminuir, a su vez, la transcripción de 
kisspeptina-54 (Navarro y col., 2004). 
Además, se han reportado factores estimulatorios (ácido γ-aminobutírico A o 
GABA A, galanina, neuropéptido Y, endotelina 3, óxido nítrico) e inhibitorios 
(opioides endógenos, GABA B) que participan también en la regulación de la 
secreción hipotalámica (Mayerhofer, 1996; Griffin y col., 2000). 
 5
I NTRODUCCI ÓN 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 2 . Representación esquemát ica del eje hipotálam o-hipófiso- test icular. 
 
 Rulli y col. (1996) han señalado que, en ratas prepúberes, el entorno 
androgénico altera no sólo la cantidad sino también la calidad de la FSH sintetizada 
en la hipófisis, mediante la formación de una amplia variedad de isoformas que 
difieren en las estructuras de los oligosacáridos unidos al polipéptido. Dicha 
heterogeneidad en la molécula de FSH podría proveer al organismo de un 
mecanismo de regulación fina adicional que contribuiría al control de la función 
reproductiva. En la inhibición por retroalimentación de la secreción de FSH no sólo 
intervienen los esteroides gonadales, sino también factores secretados en 
presencia de andrógenos por la célula de Sertoli: la inhibina y la activina. (Figura 
 6
I NTRODUCCI ÓN 
2). También las folistatinas, polipéptidos glicosilados de cadena simple 
sintetizados en la hipófisis anterior, inhiben la producción de FSH (Lechuga 
Campoy y Lechuga Sancho, 2001). 
 La PRL, secretada por las células lactotróficas de la adenohipófisis, 
interacciona con receptores específicos en las células de Leydig (Charreau y col., 
1977). De este modo, la PRL participa en el mantenimiento de la morfología celular, 
regula el número de receptores gonadales de LH, inhibe la actividad de la enzima 
aromatasa y estimula el almacenamiento de ésteres de colesterol precursores en la 
síntesis de testosterona (Purvis y col., 1979; Nag y col., 1981; Papadopoulos y col., 
1986; Dombrowicz y col., 1992; Tougard y Tixier-Vidal, 1994). 
 En la célula de Sertoli, la PRL regula el número de receptores de FSH, y 
estimula la secreción de FSH, controlando de este modo la funcionalidad del 
compartimiento tubular (Bartke, 1985; Guillaumot y col., 1996). 
 En las células germinales la PRL estimula la diferenciación de los 
espermatocitos en espermátidas (Nag y col., 1981). Además, esta hormona facilita 
la capacitación de los espermatozoides, su motilidad y su interacción con el 
ovocito (Fukuda y col.,1989; Luthy y col., 1997). 
 
1 .2 ) PROLACTI NA. 
1 .2 .1 ) ESTRUCTURA. 
 En base a su homología estructural y solapamiento de propiedades 
biológicas, la PRL pertenece a una gran familia de hormonas proteicas cuyos 
miembros incluyen también a GH y el lactógeno placentario (LP). Sin embargo, 
actualmente la familia se ha expandido para incluir a proteínas tipo-PRL, proteínas 
derivadas de PRL, proliferinas y proteínas derivadas de proliferinas. Todas ellas 
exhiben diversos grados de homología de secuencia (Soares y col., 2004). El gen 
que codifica para la PRL se transcribe y traduce para dar origen a una pro-
hormona con un péptido señal de 28-30 residuos en el extremo N-terminal. Luego 
del procesamiento que involucra el clivaje proteolítico de dicho peptido señal, la 
forma madura de la PRL está constituida por una cadena simple de 199 
 7
I NTRODUCCI ÓN 
aminoácidos en el humano y 197 aminoácidos en roedores. Del análisis de las 
secuencias de PRL de distintas especies se describieron homologías del 97% en 
primates (babuinos), 76% en ovinos y bovinos, 64% en ratas, 61% en murinos y 
62% en el hámster Dorado con respecto a la PRL humana (Ben-Jonathan y col., 
2008; Southard y col., 1991) 
 Si bien un único gen codifica el péptido, éste sufre diferentes modificaciones 
post-traduccionales que dan lugar a análogos moleculares de la PRL. Dichas 
modificaciones, que incluyen el clivaje proteolítico, la glicosilación, la fosforilación, 
la deaminación, la sulfonación o la polimerización, pueden afectar las propiedades 
biológicas e inmunológicas de la hormona determinando así su rol tanto en la 
fisiología como en la patología (Ben-Jonathan y col., 2008). 
 La forma principal de la PRL hipofisaria es un péptido de 23 kDa. Sin 
embargo, variantes de peso molecular han sido descriptas en distintas especies 
de mamíferos, incluído el hombre. Así, se ha observado que el clivaje proteolítico 
de PRL puede dar origen a fragmentos de 6, 14, 16 y 22 kDa respectivamente 
(Freeman y col., 2000). El clivaje de la PRL murina por catepsina D da origen a 
fragmentos de 16 y 6 kDa (Baldocchi y col., 1993), mientras que, fragmentos de 
PRL de 16 kDa son producto de la acción de la enzima calicreína. Se describió 
también, la presencia de un análogo de 14 kDa, el cual es procesado en el 
hipotálamo y comparte actividad biológica con el fragmento de 16 kDa (Freeman y 
col., 2000). 
 Además de la isoforma monomérica de 23 kDa, en el plasma humano se 
han descripto análogos de peso molecular derivados de la polimerización de 
moléculas de PRL. Se reportó la presencia de PRL grande (big PRL, B-PRL, de 
40-60 kDa) y de macro-PRL (big-big PRL, BB-PRL). Esta última está conformada 
por monómeros de PRL unidos a inmunoglobulina G (IgG) formando un complejo 
macromolecular con una masa mayor a 100 kDa (Ben-Jonathan y col., 2008). 
 En la hipófisis de mamíferos, anfibios y aves se observó la presencia de 
análogos de PRL glicosilada, detectándose variaciones en el grado de 
glicosilación tanto inter- (1 al 60%) como intra-específicas. En este último caso, la 
variación parece ocurrir en diferentes estadios reproductivos del animal. La unión 
 8
I NTRODUCCI ÓN 
de hidratos de carbono a la PRL puede darse a través de átomos de Nitrógeno (N-
glicosilación) o de Oxígeno (O-glicosilación). Los residuos de carbohidratos 
pueden contener proporciones variables de ácido siálico, fucosa, manosa y 
galactosa, y suelen diferir considerablemente entre especies. La glicosilación 
modifica no sólo la actividad biológica de la PRL y su reactividad inmunológica, 
sino también su tasa de depuración (Markoff y col., 1988; Sinha, 1995). 
 Formas fosforiladas de PRL han sido descriptas en hipófisis de bovinos 
(Schenck y col., 2003) y ratas (Walker, 1994) pero no en humanos (Ueda y col., 
2006). La adición de grupos voluminosos cargados negativamente representa un 
impedimento estérico que puede perturbar el correcto plegamiento de la proteína y 
reducir su unión al receptor específico modificando, por lo tanto, su actividad 
biológica (Ben-Jonathan y col., 2008). 
 
1 .2 .2 ) RECEPTORES DE PRL. 
 
 El receptor de PRL (PRL-R) pertenece a la superfamilia de receptores de 
citoquinas de tipo I. Consiste en una proteína simple de membrana con un único 
dominio transmembrana, un dominio extracelular de unión al ligando y un dominio 
intracelular o citoplasmático variable (Ben-Jonathan y col., 2008). La regulación 
transcripcional del gen del PRL-R se lleva a cabo bajo las órdenes de tres 
secuencias promotoras tejido-específicas. El promotor I es específco de tejido 
gonadal, mientras que el promotor II lo es en hígado. El promotor III es 
denominado genérico y está presente tanto en tejido gonadal como no gonadal 
(Hu y col., 1998). Se han identificado múltiples isoformas del PRL-R en diferentes 
tipos celulares y tejidos de mamíferos adultos (Boutin y col., 1989; Davis y Linzer, 
1989; Shirota y col., 1990; Ali y col., 1991; Nagano y col., 1995). Las distintas 
isoformas difieren en la longitud y composición de su dominio citoplasmático. 
Estas isoformas resultan del inicio de la transcripción en sitios alternativos 
correspondientes a los diferentes promotores del gen, o bien del mecanismo de 
corte y empalme alternativo que sufre el transcripto primario del gen (Hu y col., 
1991; Hu y col., 1998). De esta manera, se han caracterizado isoformas del PRL-R 
 9
I NTRODUCCI ÓN 
larga (L, 591 aminoácidos), intermedia (I, 393 aminoácidos) y corta (S, 291 
aminoácidos) en la rata, mientras que, en el ratón se describió la presencia de una 
isoforma L y tres isoformas S (S1, S2 y S3) (Davis y Linzer, 1989; Clarke y Linzer, 
1993; Ling y col., 2000) (Figura 3). Además de las isoformas L, I y S del PRL-R de 
membrana, se han descripto proteínas solubles (BP) capaces de unir PRL en 
células del epitelio mamario humano (Figura 3). Estas formas solubles del PRL-R 
comparten parte del dominio extracelular del PRL-R de membrana y no está claro 
aún si resultan del clivaje proteolítico del receptor maduro o del corte y empalme 
alternativo que sufre el transcripto primario del gen (Bole-Feysot y col., 1998). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 3 . Representación esquemát ica del PRL-R en humanos y roedores. 
 
 
 El complejo ligando-PRL-R presenta una estequiometría de una hormona 
unida a dos receptores. De esta manera, la unión de la hormona al sitio de unión 
de uno de los receptores es seguida por el reclutamiento de un segundo receptor 
que unirá a la misma hormona a través de un segundo sitio de unión. Actualmente, 
es aceptado que la PRL activa secuencialmente al PRL-R por dimerización de dos 
subunidades idénticas; sin embargo, nuevas evidencias señalan que la hormona 
 10
I NTRODUCCI ÓN 
podría unirse a receptores pre-dimerizados, ya sean homodímeros o 
heterodímeros (Ben-Jonathan y col., 2008; Swaminathan y col., 2008). 
 El PRL-R carece de actividad intrínseca de tirosina quinasa pero es 
susceptible de ser fosforilado por proteínas citoplasmáticas, entre ellas la proteína 
tirosina quinasa JAK2 (Janus Activating Kinase 2). JAK2 se encuentra 
constitutivamente asociada al PRL-R y ante el estímulo de la unión de su ligando 
y la dimerización del PRL-R, se activa por transfosforilación y fosforila residuos de 
tirosina del PRL-R. Los residuos de tirosina fosforilados del PRL-R activado 
proveen sitios de anclaje para proteínas que reconocen estos dominios, entre las 
que se incluyen los factores de transcripción STAT (proteína transductora de la 
señal y activadora de la transcripción). Las proteínas STAT existen en el 
citoplasma en un estado latente o inactivo, y son reclutadas por el PRL-R activado. 
Tres miembros de la familia STAT han sido identificadas como moléculas 
transductoras de la señal de la PRL: STAT1, STAT3 y STAT5a/b. Sin embargo, 
experimentos realizados con ratones deficientesen el PRL-R o STAT5 permiten 
postular a STAT5 como el principal componente involucrado en la señalización 
intracelular (Bole-Feysot y col., 1998). Así, la quinasa JAK2 activa fosforila a la 
proteína STAT5a/b, la cual transloca al núcleo donde se une a secuencias 
promotoras con sitios de reconocimiento para este factor de transcripción 
(Bachelot y Binart, 2007; Ben-Jonathan y col., 2008) (Figura 4). 
 Si bien la cascada de señalización JAK2/STAT5 es definida como la 
principal vía a través de la cual el PRL-R transduce su señal, se ha reportado, a su 
vez, la participación de vías alternativas, entre ellas, la vía de señalización de la 
proteína quinasa activada por mitógenos 1/2 (MAPK 1/2), la proteína quinasa N 
terminal de c-jun (JNK) y p38 (Ben-Jonathan y col., 2008). 
 11
I NTRODUCCI ÓN 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 4 . Representación esquem át ica de las pr incipales vías de señalización int racelular 
asociadas al PRL-R. 
 
 
2 ) TRACTO REPRODUCTOR MASCULI NO. 
 
2 .1 ) GENERALI DADES. 
 
 El tracto reproductor masculino de los mamíferos comprende un conjunto 
de órganos y conductos que, según sus funciones, pueden ser clasificados en tres 
grupos (Figura 5): 
• los testículos: glándulas endócrinas encargadas de la producción de 
andrógenos y demás factores que proporcionan el entorno adecuado para 
el desarrollo de la espermatogénesis. 
• las vías deferentes: abarcan los conductos eferentes, epidídimo, conducto 
deferente y uretra; todos ellos, involucrados en el transporte, maduración 
y/o almacenamiento de los espermatozoides. 
 12
I NTRODUCCI ÓN 
• las glándulas sexuales accesorias: incluyen las vesículas seminales, 
próstata, glándulas coagulantes, glándulas bulbo-uretrales o de Cowper y 
glándulas uretrales o de Littré. Sus secreciones constituyen la fracción 
principal del líquido seminal (Setchell y col., 1994). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 5 . Representación esquem át ica del aparato reproductor m asculino humano. 
 
2 .2 ) EMBRI OGÉNESI S TESTI CULAR EN MAMÍ FEROS. 
 
El desarrollo de las gónadas puede ser dividido en dos fases principales. La 
fase inicial o período indiferenciado se caracteriza por la aparición de la gónada 
bipotencial, que recibe su nombre por ser idéntica tanto en machos como en 
hembras. La segunda fase de desarrollo de las gónadas comprende su 
diferenciación en testículos u ovarios. La expresión del gen de la región Y 
determinante del sexo (SRY) es indispensable para la diferenciación del testículo; 
en su ausencia, la gónada bipotencial se diferencia en ovario (Wilhelm y col., 
2007a). 
 13
I NTRODUCCI ÓN 
Las gónadas indiferenciadas surgen como estructuras pares dentro del 
mesodermo intermedio alrededor de los 12 días post coito (dpc) en el ratón y 
durante la sexta semana de gestación en el humano. Las células germinales 
primordiales migran desde la base del alantoide hasta el anillo genital del 
mesonefro dando origen a los cordones sexuales primarios. Estos últimos se 
forman por asociación de células precursoras bipotenciales germinales y 
somáticas rodeadas por un intersticio. En su conjunto forman una masa celular 
que eventualmente se particionará dando origen a verdaderos cordones 
testiculares. Desde el punto de vista celular, la gónada bipotencial está 
conformada por cuatro linajes celulares: las células germinales y tres poblaciones 
de células somáticas. El componente somático incluye los precursores de células 
de soporte (que podrán diferenciarse en células de Sertoli en el testículo o células 
foliculares en el ovario), los precursores de células esteroidogénicas (que darán 
origen a células de Leydig en el testículo o células de la teca en el ovario) y 
finalmente células del tejido conectivo (a partir de la cuales se formará el tejido 
vascular, túnica y células peritubulares mioides en el testículo; o túnica y células 
estromales en el ovario) (Veitia y col., 2001). 
 
La presencia de SRY desencadena la expresión del gen SOX9, el cual 
estimula a otros agentes como el factor de crecimiento fibroblástico 9 (FGF-9) y 
prostaglandina D2 (PGD2) (O’Shaughnessy y col., 2011), que actuarán en un ciclo 
de retroalimentación que conduce finalmente a la diferenciación de las células de 
Sertoli (Piprek, 2010). Se cree que son las células de Sertoli quienes actúan como 
centro organizador de la gónada masculina orquestando la diferenciación de los 
demás tipos celulares del testículo (Wilhelm y col., 2007a). 
En el comienzo de la diferenciación del tracto reproductor masculino, los 
cordones sexuales primarios abandonan la corteza de la gónada indiferenciada 
para internarse en las capas más profundas generando los cordones medulares. 
En esta etapa, se pueden observar células de Sertoli y espermatogonias en los 
cordones medulares; las primeras derivan de las células del epitelio celómico 
mientras que, las segundas derivan de las células germinales primordiales. Estas 
 14
I NTRODUCCI ÓN 
células germinales primordiales comienzan a migrar penetrando en la gónada 
indiferenciada donde proliferan, se agrupan y eventualmente sufren un arresto del 
ciclo celular, el cual se mantiene hasta unos pocos días después del nacimiento 
(Kierszenbaum, 1994). Hacia el hilum de la gónada los cordones se dispersan en 
una red intrincada que luego dará origen a la rete testis. Más tarde, durante el 
desarrollo, una densa capa de tejido conectivo fibroso, la túnica albugínea, 
separará los cordones testiculares de la superficie epitelial. 
Las células mioides o peritubulares también migran hacia la gónada 
masculina para formar una capa de células aplanadas que rodean a las células de 
Sertoli. Dichas células cumplen dos funciones principales: contribuir 
estructuralmente a la formación de los cordones testiculares y promover, en el 
individuo adulto, el movimiento del esperma maduro dentro del túbulo seminífero 
del testículo (Wilhelm y col., 2007a). 
Las células de Leydig se agrupan cerca de los vasos sanguíneos. En 
mamíferos, se pueden observar distintas etapas en su diferenciación. Las células 
de Leydig fetales se originan a partir del mesonefro y aumentan su número a 
través de la gestación alcanzando el pico máximo antes del nacimiento. Este 
aumento se atribuye a una continua diferenciación de las mismas a partir de sus 
precursores. Luego del nacimiento, el número de células de Leydig fetales 
disminuye debido a que las mismas dejan de diferenciarse o sufren un proceso 
apoptótico (Wu y col., 2007). La biosíntesis y secreción de andrógenos llevada a 
cabo por las células de Leydig fetales comienza tempranamente durante el 
desarrollo. Los andrógenos secretados a partir de esta etapa son importantes en 
la masculinización de los órganos genitales internos y externos (Wu y col., 2007). 
La diferenciación de las células de Leydig adultas ocurre a partir de células 
precursoras mesenquimales indiferenciadas. En este proceso pueden distinguirse 
cinco estadios de desarrollo: células precursoras mesenquimales, células 
progenitoras, células de Leydig adultas recientemente formadas, células de Leydig 
adultas inmaduras y células de Leydig adultas maduras (Mendis-Handagama y 
Ariyaratne, 2001). La primera etapa, que involucra la diferenciación de células 
precursoras a células progenitoras, es independiente de LH, pero en los siguientes 
 15
I NTRODUCCI ÓN 
pasos de diferenciación, esta hormona es esencial para inducir la proliferación y 
organización de las organelas requeridas para la función esteroidogénica (Mendis-
Handagama y Ariyaratne, 2001). 
 
Paralelamente, en el estado indiferenciado, tanto el embrión masculino 
como el femenino poseen dos pares de conductos genitales: el conducto de Wolff 
o conducto mesonéfrico y el conducto de Müller o conducto paramesonéfrico. 
SRY, el gen maestro de diferenciación de la gónada masculina, induce la 
secreción de la hormonaanti-Mülleriana por las células de Sertoli. Esta hormona 
inhibirá el desarrollo del conducto de Müller y estimulará la penetración del 
conducto de Wolff dentro de la cresta gonadal iniciando así el desarrollo del 
epidídimo, conductos deferentes y vesículas seminales. Este proceso de 
diferenciación es promovido también por los andrógenos que están siendo 
sintetizados en las células de Leydig (Skinner y col., 2010). 
 
2 .3 ) TESTÍ CULO: UNI DAD ANÁTOMO- FUNCI ONAL. 
 
 Los testículos, en número de dos, se hallan en la región perineal tras la 
base del pene, en el interior de la bolsa escrotal. Están envueltos por un conjunto 
de cubiertas con forma de bolsa, llamada escroto, que los mantiene 1,3ºC por 
debajo de la temperatura corporal. El testículo tiene forma de ovoide aplanado en 
sentido transversal. Posee una consistencia dura y algo elástica debido a la 
cápsula de tejido conectivo que lo rodea, la túnica albugínea (de Kretser y Kerr, 
1994). La túnica albugínea está formada por fibras de colágeno, fibroblastos y 
células musculares lisas, que en algunas especies son verdaderos miofibroblastos 
(Leeson, 1975). Si bien la túnica albugínea está inervada, existen pocas 
terminaciones nerviosas y la actividad contráctil es probablemente miógena. Las 
células musculares son capaces de generar contracciones rítmicas proveyendo 
así una acción de bombeo que facilita el transporte de los espermatozoides dentro 
del testículo, donde no han adquirido aún movilidad propia (Pecci Saavedra y col., 
1990). Además de influenciar el transporte de los espermatozoides, la cápsula 
 16
I NTRODUCCI ÓN 
mantiene la presión intratesticular y posiblemente controle la presión sanguínea, 
debido a que la arteria testicular penetra en el testículo atravesándola en ángulo 
oblicuo (Nistal y col., 1984). 
 
 La mayor parte del volumen testicular (70% al 80%) está ocupado por el 
denominado compartimiento tubular, mientras que el tejido intersticial completa los 
espacios entre los túbulos seminíferos (10% al 40% del volumen testicular) (Figura 
6). 
 
 Si bien la función testicular se halla básicamente regulada por LH y FSH, 
hormonas que ejercen su efecto trófico sobre las células de Leydig y Sertoli, 
respectivamente, la intensidad y duración de las respuestas a las gonadotrofinas 
están moduladas por complejas interacciones paracrinas, autocrinas e intracrinas 
(Saez, 1994). Así, los diferentes tipos celulares del testículo se regulan mutuamente 
a través de factores difusibles que migran de un compartimiento a otro. Entre los 
principales factores involucrados en dichas interacciones celulares se pueden citar: 
interleuquinas (Okuda y col., 1994), factores de crecimiento (Holmes y col., 1986; 
Morera y col., 1988; Skinner y col., 1989; Le-Magueresse-Battistoni y col., 1994; Le-
Magueresse-Battistoni y col., 1995), una sustancia simil arginina vasopresina 
(Sharpe y Cooper, 1987; Foo y col., 1991), oxitocina (Sharpe y Cooper, 1987; Foo y 
col., 1991), endotelina tipo 1 (Fantoni y col., 1993); péptidos derivados de pro-
opiomelanocortina (Dave y col., 1985; Sharpe y Cooper, 1987) y factores liberadores 
de origen testicular tales como GnRH (Sharpe, 1982; Damber y col., 1982; Sharpe y 
Cooper, 1987). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 17
I NTRODUCCI ÓN 
 
 
Figura 6 . Esquem a de la organización est ructural del test ículo hum ano. TS: túbulo sem inífero, 
CI : células interst iciales, C: capilar. 
 
 
2 .3 .1 ) ORGANI ZACI ÓN DEL COMPARTI MI ENTO TUBULAR. 
 
 El compartimiento tubular está formado por los túbulos seminíferos. Éstos 
poseen un diámetro aproximado de 200-250 μm con longitudes variables según la 
especie; están constituídos por dos extremos contorneados y desembocan en la 
rete testis. La pared de los túbulos seminíferos está compuesta por varias capas 
celulares. A partir de la luz tubular, se encuentra la membrana o lámina basal, 
rodeada por células mioides o peritubulares, seguida de una capa formada por 
fibras de colágeno (Figura 7). Las células peritubulares derivan de células 
mesenquimales y secretan fibronectina y otros componentes de la matriz 
extracelular. Contienen elementos contráctiles que generan movimientos 
peristálticos a lo largo de los túbulos para permitir el transporte de los 
espermatozoides testiculares, que aún son inmóviles, hacia la rete testis y 
posteriormente, hacia el epidídimo. Participan además, en la transducción de las 
señales entre el intersticio y el compartimiento tubular (Hedger y Meinhardt, 2003). 
La pared externa o pared tubular se encuentra recubierta interiormente por un 
epitelio estratificado complejo conformado por estirpes celulares de origen 
embriológico diferente: las células de Sertoli y las células de la línea germinal 
(Setchell y col., 1994) (Figura 7). 
 18
I NTRODUCCI ÓN 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 7 . Representación esquem át ica de la organización del com part im iento tubular. 
 
2 .3 .1 .1 ) CÉLULAS DE SERTOLI . 
 Las células de Sertoli son grandes elementos columnares que descansan 
sobre la membrana basal de los túbulos seminíferos. Su citoplasma es irregular 
debido a que emiten numerosas prolongaciones citoplasmáticas laterales entre las 
células germinales. El núcleo de las células de Sertoli es oval, presentando un 
profundo repliegue en la membrana nuclear. Se ubican en la superficie apical y 
basal de los túbulos y proveen un andamiaje cito-estructural para el desarrollo de 
las células germinales (Skinner y col, 2010) (Figura 7). No sólo cumplen tareas de 
sostén sino también funciones tróficas y de regulación o sincronización de la 
espermatogénesis. Se ha comprobado que las células de Sertoli proveen de 
lactato y piruvato a las células germinales, los sustratos principales de su 
metabolismo energético (Fawcett, 1991b). Además, presentan una importante 
actividad secretoria (Bardin y col., 1994) y contribuyen a la homeostasis 
inmunológica gracias a su actividad fagocítica de cuerpos citoplasmáticos 
residuales que se desprenden de las espermátidas (Clegg y MacMillan, 1965). 
 19
I NTRODUCCI ÓN 
Las células de Sertoli son la principal fuente testicular de inhibina y activina. Además 
de su conocido rol en la modulación de la secreción hipofisaria de gonadotrofinas 
(Ling y col., 1986), estas proteínas ejercen también una regulación autocrina y/o 
paracrina sobre la proliferación celular (Vale y col., 1989; Kaipia y col., 1994) y los 
principales procesos gonadales de esteroidogénesis y espermatogénesis (Hsueh y 
col., 1987; van Dissel-Emiliani y col., 1989; Mather y col., 1990), habiéndose 
detectado sitios de unión específicos para estas glicoproteínas en distintas 
poblaciones celulares del testículo (de Winter y col., 1992; Kaipia y col., 1992; Feng y 
col., 1993; Kaipia y col., 1993; Krummen y col., 1994). 
 
2 .3 .1 .1 .1 ) MECANI SMO DE ACCI ÓN DE FSH EN LAS CÉLULAS DE 
SERTOLI . 
 
 La actividad fisiológica de las células de Sertoli se encuentra básicamente 
regulada por la acción de FSH mediante la interacción de esta hormona hipofisaria 
con receptores de membrana acoplados a proteína G. La proteína G a la cual se 
acopla se denomina proteína Gs (G estimulatoria) y está conformada por tres 
subunidades: una subunidad α y un dímero β-γ. Mientras que el dímero β-γ sirve 
de anclaje de la proteína Gs a la membrana plasmática, la subunidad α une e 
intercambia nucleótidos GTP/GDP (guanosina trifosfato/guanosina difosfato) y a 
su vez interactúa con la enzima adenilato ciclasa (AC) que cataliza la formación de 
adenosina 3’, 5’ - monofosfato cíclico (AMPc) a partir de adenosina trifosfato (ATP) 
(Casey y Gilman, 1988) (Figura 8). Como consecuencia de la unión de FSH a su 
receptor, se activa la proteína Gs, la cual intercambia el nucleótido GDP por GTP 
produciéndole un cambio conformacional. Así, la proteína Gs unida a GTP 
interacciona con la AC originándoseun aumento en los niveles intracelulares de 
AMPc (Zhang y col., 1991). El AMPc, actuando como segundo mensajero en 
respuesta al estímulo de FSH, se une a la subunidad regulatoria de la proteína 
quinasa dependiente de AMPc (PKA) liberándose así su subunidad catalítica. Ésta 
última, fosforila proteínas blanco específicas, entre ellas el factor de transcripción 
CREB (proteína de unión al elemento de respuesta al AMPc) (Walker y col., 1995). 
 20
I NTRODUCCI ÓN 
Si bien la vía de señalización del fosfatidilinositol ha sido descripta en las células de 
Sertoli (Quirk y Reichert, 1988), no existen evidencias claras de su activación por 
FSH. Se ha propuesto un mecanismo de interconexión entre las vías de la AC y 
fosfatidilinositoles, que involucraría la fosforilación de la unidad catalítica de la AC por 
una proteína quinasa C (PKC) (Yoshimasa y col., 1987). Estos hallazgos permiten 
especular una posible interacción entre ambos sistemas de transducción de señales 
en la célula de Sertoli. 
 La respuesta de las células de Sertoli a la FSH varía de acuerdo al estadio de 
desarrollo del animal. En el período fetal y en la primera semana de vida, esta 
hormona hipofisaria estimula la proliferación de las células de Sertoli. Dos a tres 
semanas luego del nacimiento, las células de Sertoli responden en menor medida a 
la FSH (Orth, 1982) variando, en consecuencia, la función primaria de esta hormona. 
Durante la etapa prepuberal, la FSH resulta esencial en la diferenciación final de la 
célula de Sertoli, puesto que participa en la formación de la barrera hemato-testicular 
(Posalaky y col., 1981), y en la iniciación del primer ciclo espermatogénico. La FSH 
también es requerida para la normal actividad secretoria de la célula de Sertoli de 
proteínas tales como ceruloplasmina, transferrina, glicoproteínas sulfatadas 1 y 2, la 
proteína ligadora de andrógenos (ABP), un polipéptido mitogénico, un factor inhibidor 
de la meiosis, inhibina y activina (Hansson y col., 1976; Sanborn y col., 1986; 
Griswold, 1988; Bardin y col., 1994). Al alcanzar la edad adulta, la respuesta de las 
células de Sertoli a la FSH se modifica nuevamente (Hansson y col., 1976). En esta 
etapa, existe un gran aumento en la actividad fosfodiesterasa, alterándose en 
consecuencia, la acumulación de AMPc y la estimulación de la expresión de 
proteínas específicas (Means y col., 1980). 
 
2 .3 .1 .1 .2 ) BARRERA HEMATO- TESTI CULAR. 
Entre células de Sertoli vecinas existen especializaciones de sus 
membranas en donde se establecen uniones estrechas. La existencia de estas 
uniones estrechas sumada a la presencia de una capa de células musculares lisas 
o mioides constituye la denominada barrera hemato-testicular (BHT). Esta barrera 
limita el transporte de fluído y ciertas moléculas del espacio intersticial hacia el 
 21
I NTRODUCCI ÓN 
lumen tubular contribuyendo a crear un ambiente único dentro del túbulo 
seminífero. Así, la composición del fluído en la luz de los túbulos seminíferos es 
diferente a la del fluído intersticial y a la del plasma sanguíneo, un requisito 
necesario para el óptimo desarrollo de la espermatogénesis. La BHT separa al 
epitelio seminífero en un compartimiento basal y un compartimiento apical o 
adluminal, confinando la renovación de espermatogonias, que ocurre por mitosis, 
al compartimiento basal. Es responsable de conferir polaridad a la célula de Sertoli 
y de regular la difusión para-celular de agua, electrolitos, nutrientes y biomoléculas 
provenientes de la circulación sistémica. A su vez, establece una barrera 
inmunológica puesto que aisla del sistema inmune a las células germinales post-
meióticas en desarrollo, impidiendo así que antígenos provenientes de las 
espermátidas haploides sean reconocidos como elementos extraños y, en 
consecuencia, evitando que se desencadene la respuesta inmune sobre las 
células de la línea germinal en formación (Li y col., 2009). 
2 .3 .1 .2 ) CÉLULAS GERMI NALES. 
 Las células de la línea germinal se disponen entre las proyecciones de las 
células de Sertoli: las espermatogonias indiferenciadas se ubican cerca de la 
membrana basal mientras que, los espermatocitos y espermátidas más avanzadas 
se disponen en los niveles más altos cerca de la luz tubular. Esta organización 
sitúa a las espermatogonias y espermatocitos jóvenes por fuera de la BHT, en el 
compartimiento basal, mientras que los espermatocitos maduros y espermátidas 
se encuentran en el denominado compartimiento periluminal (Pecci Saavedra y 
col., 1990) (Figura 7). 
2 .3 .1 .2 .1 ) CI CLO ESPERMATOGÉNI CO. 
 La espermatogénesis es un proceso ordenado que conduce al desarrollo de 
espermatozoides haploides a partir de células precursoras diploides ubicadas en los 
túbulos seminíferos del testículo. La ocurrencia regular de este proceso se conoce 
como ciclo espermatogénico. Este ciclo se subdivide en un número fijo de estadios, 
 22
I NTRODUCCI ÓN 
cada uno de los cuales presenta una organización única de los distintos tipos de 
células germinales en diferentes etapas de su desarrollo (Le Blond y Clermont, 1952; 
Clermont y Perey, 1957). Los estadios se denominan con números romanos, 
encontrándose 14 de ellos en la rata, 6 en el hombre y 16 en el hámster. Cada 
estadio se extiende en una porción determinada del túbulo, milimétrica, denominada 
segmento. Un segmento queda contenido entre otros dos, de números de estadio 
más bajo y más alto. Toda la fila de segmentos, con los distintos estadios en orden 
numérico, constituye la onda espermática del epitelio seminífero. La duración del 
ciclo espermatogénico es fija, siendo de 12,8 días en la rata, 7,9 días en el hámster y 
64 días en el hombre (Clermont y col., 1959; Geneser, 1988b; Van Haaster y de 
Rooij, 1993). Las células germinales se ubican en el epitelio de los túbulos 
seminíferos según su estadio evolutivo, encontrándose a las espermatogonias en la 
porción más basal, seguidas por espermatocitos y espermátidas en dirección 
luminal. Las espermatogonias representan el punto de partida de la 
espermatogénesis. En el humano, pueden distinguirse dos tipos de 
espermatogonias: A y B, que presentan entre sí marcadas diferencias morfológicas y 
funcionales. Las espermatogonias tipo A son células troncales que sufren sucesivas 
mitosis. Parte de las células obtenidas por división mitótica, permanecerán en reposo 
como células germinales de reserva, mientras que otras se diferenciarán a 
espermatogonias B. Estas células diferenciadas no retroceden al estadio de célula 
troncal, originando por mitosis nuevas espermatogonias tipo B que finalmente 
maduran a espermatocitos primarios. Los espermatocitos primarios entran en la 
primera fase meiótica del ciclo celular generando espermatocitos secundarios 
haploides. Durante la segunda división meiótica se producen espermátidas 
redondeadas que posteriormente se transformarán en espermatozoides durante el 
proceso de espermiogénesis. Este evento involucra complejas alteraciones 
estructurales para obtener células elongadas con un flagelo movilizable por la 
presencia de numerosas mitocondrias en la pieza intermedia de la cola del 
espermatozoide. En la rata, la aparición del primer espermatozoide en el lumen 
tubular se observa aproximadamente a los 45 días de edad (Clermont y Perey, 
1957). En forma similar, el hámster alcanza la pubertad entre los 42 y 56 días 
 23
I NTRODUCCI ÓN 
posteriores a su nacimiento (Festing, 1972). La FSH en combinación con los 
andrógenos, y actuando a través de receptores específicos presentes en las células 
de Sertoli, resulta esencial en el inicio y mantenimiento del proceso espermatogénico 
(Russel y col., 1998). No se han detectado proteínas ligadoras de gonadotrofinas u 
hormonas sexuales en las células germinales (Bremner y col., 1994) indicando que, 
la comunicación intercelular entre los componentes del compartimiento tubular, es 
fundamentalpara lograr una gametogénesis normal (Gondos y Berndston, 1993). 
2 .3 .2 ) ORGANI ZACI ÓN DEL TEJI DO I NTERSTI CI AL. 
 El compartimiento intersticial está constituido por una malla irregular de 
tejido conectivo laxo que llena los espacios entre los túbulos seminíferos. Contiene 
a su vez numerosos vasos linfáticos y nervios, y se encuentra altamente irrigado. 
En el intersticio testicular se ha descripto la presencia de fibroblastos y células del 
sistema inmune, principalmente macrófagos, linfocitos, células plasmáticas, 
monocitos y mastocitos (Nistal y col., 1984; Ritchie y col., 1984; Niemi y col., 1986; 
Russell, 1996; Frungieri y col., 2002b; Frungieri y col., 2002c). Sin embargo, el 
principal componente de este tejido está representado por las células de Leydig, 
que constituyen la unidad endócrina del testículo (Setchell y col., 1994). 
2 .3 .2 .1 ) CÉLULAS DE LEYDI G. 
 Las células de Leydig son responsables de la producción de andrógenos, 
esteroides necesarios para el normal desarrollo de la espermatogénesis, el 
trofismo de todo el tracto reproductor masculino, y el mantenimiento de los 
caracteres sexuales secundarios en el hombre adulto. Franz Leydig (1850) fue el 
primero en describir las células testiculares que actualmente llevan su nombre. La 
primera evidencia sobre la función endocrina de estas células, y su impacto sobre 
el desarrollo de los caracteres sexuales secundarios masculinos, fue reportada por 
Bouin y Ancel (1903). En el año 1930, se describió que, la testosterona es la 
hormona responsable de controlar este proceso (Christensen, 2007). 
 24
I NTRODUCCI ÓN 
 Las células de Leydig tienen una estructura de tipo poligonal o fusiforme. La 
microscopía electrónica muestra que en la mayoría de la especies su forma es 
variable e irregular. Como característica general, se ha visto que las células de 
Leydig cercanas a los capilares presentan una forma redondeada, mientras que, 
aquéllas que se localizan cerca de los túbulos seminíferos presentan una forma 
más fusiforme. El diámetro es variable según la especie, observándose diferentes 
tamaños: entre 8 y 12 µm en la rata y hasta 30 µm en el jabalí (Christensen, 1975; 
Russell, 1996). Los núcleos de las células de Leydig no tienen una posición 
definida dentro de la célula y presentan formas variadas según la especie. En la 
rata, el núcleo ocupa el 15,6% del volumen celular total (Russell, 1996). La 
organela citoplasmática más notoria es el retículo endoplasmático liso, donde se 
localizan la mayor parte de las enzimas responsables de la biosíntesis de 
esteroides, y su volumen está directamente relacionado con la secreción de 
esteroides sexuales en respuesta a LH. Por otro lado, el retículo endoplasmático 
rugoso sólo ocupa una pequeña porción del volumen celular (Christensen, 1975; 
Ewing y Zirkin, 1983; Russell, 1996). La mitocondria es otra organela de gran 
importancia y ocupa gran parte del volumen de las células de Leydig. Suele 
encontrarse asociada al retículo endoplasmático liso debido a que, si bien los 
pasos iniciales de la biosíntesis de esteroides ocurren en esta organela, el resto 
de las enzimas esteroidogénicas se encuentran localizadas en el retículo 
endoplasmático liso (Christensen, 1975; Ewing y Zirkin, 1983). 
2 .3 .2 .1 .1 ) BI OSÍ NTESI S DE ESTEROI DES TESTI CULARES. 
 La biosíntesis de esteroides testiculares, principalmente de andrógenos, es 
llevada a cabo en las células de Leydig. El 95% de la testosterona circulante es 
producida por dichas células. No obstante, la corteza adrenal también contribuye a 
los niveles circulantes de esta hormona y demás andrógenos, y se ha descripto la 
producción local de pequeñas cantidades de esteroides en el sistema nervioso 
central (Samson, 2003). 
 25
I NTRODUCCI ÓN 
 La síntesis de andrógenos involucra la conversión de un precursor común 
de todas las hormonas esteroideas, el colesterol (compuesto de 27 átomos de 
carbono), mediante una serie de pasos enzimáticos altamente regulados. El 
colesterol utilizado deriva principalmente de depósitos citoplasmáticos (gotas 
lipídicas), aunque también puede provenir de lipoproteínas plasmáticas o de su 
síntesis de novo (Freeman y Rommerts, 1996) La translocación del colesterol 
desde la membrana mitocondrial externa a la interna es facilitada por la acción de 
la proteína de regulación aguda de la esteroidogénesis (StAR) (Stocco, 2000). 
Fleury y col. (2004) han sugerido un mecanismo de acción de la proteína StAR 
que involucra su fosforilación en residuos de serina específicos y su interacción 
con componentes mitocondriales. Así, la fosforilación de StAR sería requerida 
para generar una transferencia óptima de colesterol para la biosíntesis de 
esteroides. 
 
El paso inicial en la biosíntesis de esteroides a partir de colesterol es su 
conversión en pregnenolona (esteroide de 21 átomos de carbono) y ácido 
caproico mediante la acción de un complejo enzimático localizado en la membrana 
interna mitocondrial. Este complejo denominado complejo de escisión de la 
cadena lateral de colesterol dependiente del citocromo P450 (P450scc, o CYP11A) 
(Shikita y Hall, 1973), cataliza dos hidroxilaciones sucesivas (en los carbonos 20 y 
22) y la posterior escisión de la cadena lateral del colesterol en presencia de 
oxígeno molecular y nicotinamida-adenina-dinucleótido fosfato reducido (NADPH) 
(Figura 10). CYP11A contiene el sistema de transferencia de electrones 
mitocondrial, adrenodoxina y adrenodoxina reductasa, necesarios para transportar 
los electrones desde el NADPH hacia CYP11A y el oxígeno (Payne, 1990). 
La pregnenolona recién formada abandona la mitocondria y es convertida 
en una variedad de esteroides de 19 átomos de carbono por las enzimas 
oxidativas del retículo endoplasmático, muchas de las cuales pertenecen al grupo 
de las hemoproteínas dependientes de citocromo P450 que hidroxilan, reducen, 
isomerizan y clivan los intermediarios esteroideos. Esta conversión es realizada a 
través de los caminos biosintéticos denominados Δ4 y Δ5 (Sweet y col., 1985). 
 26
I NTRODUCCI ÓN 
Esta terminología designa la posición que el enlace insaturado mantiene durante 
la conversión de los intermediarios a testosterona. Así, en la vía Δ5 el esteroide 
posee un doble enlace entre los carbonos 5 y 6, y lleva a la producción de 
dehidroepiandrosterona (DHEA). En la vía Δ4 el esteroide posee un doble enlace 
entre los carbonos 4 y 5, y conduce a la síntesis de progesterona. La elección del 
camino esteroidogénico no está librada al azar sino que es altamente dependiente 
de la especie. Se ha demostrado que mientras la vía Δ5 predomina en conejos, 
cerdos, humanos y primates superiores, el principal camino esteroidogénico que 
tiene lugar en ratas y ratones es el Δ4 (Saez, 1994). 
La conversión de esteroides de la vía Δ5 a esteroides de la vía Δ4 ocurre 
por una deshidrogenación del grupo 3β-hidroxilo seguido de una isomerización de 
los dobles enlaces entre los carbonos 5 y 6, a los carbonos 4 y 5. Esta reacción es 
catalizada por la enzima 3β-hidroxiesteroide deshidrogenasa (3β−HSD) (Payne y 
Hales, 2004). En la vía Δ5, la pregnenolona puede ser convertida directamente a 
DHEA por acción de la enzima 17α-hidroxilasa/17-20 liasa dependiente del 
citocromo P450 (P450C17 o CYP17), mientras que en la vía Δ4, la progesterona es 
convertida en androstenediona por la misma enzima (Payne y Hales, 2004) 
(Figura 8). 
El paso final en la síntesis de testosterona está regulado por la enzima 
microsomal 17β-hidroxiesteroide deshidrogenasa (17β-HSD). En una reacción de 
reducción que utiliza NADPH como cofactor, la enzima 17β-HSD convierte la 
androstenediona en testosterona. 
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I NTRODUCCI ÓN 
Los niveles séricos de testosterona resultan de un balance entre la 
producción de esta hormona y su desaparición de la circulación vía excreción y/o 
catabolismo (Sundaram y Kumar, 1996). Algunos esteroides