TECNOLOGÍAS DE REPRODUCCIÓN ASISTIDA PARTE 1

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TECNOLOGÍAS DE 
REPRODUCCIÓN ASISTIDA
TECNOLOGÍAS DE REPRODUCCIÓN 
ASISTIDA
• Inseminación artificial
• Transferencia de embriones
• Inyección intracitoplasmática de espermatozoides (ICSI)
• Transferencia de ovocitos
• Clonación
INSEMINACIÓN ARTIFICIAL (IA)
DEFINICIÓN:
• Es una técnica que permite un mejor uso del material genético de los machos,
cuyas características zootécnicas son superiores a la mayoría de los animales
de su especie.
• Consiste en la introducción del semen en los órganos genitales de la
hembra sin la intervención del macho.
VENTAJAS :
• Permite el uso amplio de ejemplares notables y la diseminación de
material genético valioso inclusive en pequeñas granjas
• Permite las cruzas para cambiar el propósito de la producción.
• Acelera la introducción de material genético nuevo mediante la
importación de semen
• Permite usar semen congelado después de la muerte de un semental.
• Disminuye el riesgo de diseminación de enfermedades de transmisión
sexual.
VENTAJAS :
• Suele ser indispensable después de la sincronización del estro en grandes grupos
de animales
• Facilita el transporte y distribución de semen
• Estimula el uso de registros
• Evita la presencia del macho en el hato, el gasto de alimentación y riesgos de
diferente tipo
CONDICIONES:
• Implica el dominio de la técnica.
• Se requiere detección de celo.
HISTORIA:
• Siglo XIV. Una leyenda relata la inseminación artificial de una yegua, con el semen del 
potro de una tribu árabe rival.
• SigloXVI. Malpighi intenta inseminar gusanos de seda obteniendo material fecundante 
por presión del abdomen.
• Leeuwenhoeck (1677) descubre “los animalitos del semen” con ayuda del microscopio.
• Spallanzani en 1780 fertiliza huevos de ranas y realiza con éxito la primera 
inseminación experimental en una perra ( 3 crías).
HISTORIA:
• Chelchowski y otros realizan experimentos de inseminación artificial en yeguas.
• Hoffman (1905) en Alemania recomienda la dilución del semen con leche.
• Ivanov, revoluciona la I.A., en equinos, bovinos, ovinos, animales salvajes, aves e
insectos. Realiza dilución y transporte de semen
• Amantea (1914) construye la primera vagina artificial para perro
• Phillips, Observa que la yema de huevo protege los espermatozoides
• Polge (1952) utiliza la glicerina como crioprotector al congelar semen
• A partir de los 50´s, se introduce el uso de nitrógeno líquido para conservar semen.
ETAPAS:
• Colección de semen
• Evaluación seminal
• Dilución
• Envasado ( para semen fresco o congelado)
• Congelamiento
• Conservación
• I.A. propiamente dicha
COLECCIÓN DE SEMEN:
• Bovinos:
• Vagina artificial
COLECCIÓN DE SEMEN:
• Bovinos:
• Electroeyaculación. No se está evaluando la libido del semental. Se obtiene mayor
volumen, baja concentración. No siempre hay erección.
• Masaje de ampollas deferentes.
Ovinos :
- Vagina artificial
- Electroeyaculación
PORCINOS:
- Mano enguantada o Gloved Hand.
- Vagina artificial
EQUINOS
- Vagina artificial
- Electroeyaculación (restringido, puede producir shock)
Perros
- Vagina artificial
- Mano enguantada
Conejos
- Vagina artificial
AVES
• Sujetar al macho en una superficie de apoyo, fijando patas y alas
• La persona que realiza la colección estimula al macho con la mano derecha, mediante
masaje de la porción caudal externa, debajo de los huesos pubianos. Esto induce el reflejo
eyaculatorio.
• Se sostiene un recipiente adecuado para el semen en la palma de la mano dejando libres
losa dedos para la estimulación.
• Simultáneamente con la mano izquierda doblar las plumas de la cola hacia la cabeza y
presionar suavemente la región urofigia.
• Presentado el reflejo eyaculador se presiona con los dedos índice y pulgar de ambas manos
la base de la cloaca.
• Se recoge el semen en el depósito, mano izquierda.
• Se suele usar un equipo de aspiración para recolectar el semen
EVALUACIÓN DEL SEMEN
• Después de su obtención se mantiene el semen en baño maría a 30 – 32 ºC y se
procede a evaluar las características:
• Macroscópicas:Volumen ,color, aspecto, pH.
• Microscópicas: Motilidad (en masa y progresivo, método CASA); Concentración
(Hemocitómetro, espectrofotómetro, Sperma Q), % de espermatozoides vivos (frotis con
colorantes Ej. Eosina-nigrosina); % de anormalidades (coloración tinta china).
DILUCIÓN
• Dilutor: Sustancias que se agregan al eyaculado para conservar su metabolismo,
viabilidad y fertilidad.
• Características :
• Añadir al semen sustancias nutritivas, protectoras y amortiguadoras.
• Aumentar el volumen
• Restringir el crecimiento de microorganismos mediante la adición de antibióticos, sulfas o 
antimicóticos.
TIPOS DE DILUTORES:
• Dilutores para conservar a Tº medio ambiental: Coconut milk extender(CME); Illinois Variable
Temperature (IVT).Conservan semen entre 15 y 25 ºC (algunos días)
• Dilutores para conservar en refrigeración: Dilutor leche, citrato de Na, Tris, etc. Conservan semen
por 2 ó 3 días. Se añade yema de huevo
• Dilutores para congelamiento: Son los mismos usados para refrigeración a los cuales se añade
glicerina y otros crioprotectores.
• En aves: Dilutor práctico: solución salina fisiológica, al 1.025 % (pH 7.0-8.0)
ENVASADO:
• Existen diferentes presentaciones de acuerdo a la especie y el tipo de conservación:
• Vacunos : ampolleta(1cc), pajilla Cassou (0.5 y 0.25 cc), Pajilla Minitub 0.25 cc y pellet (0.1 cc).
• Porcinos: Semen fresco: botella plástica o sachet (100 cc); semen congelado: pajillas (6 a 10 pajillas 0,25 cc.
por dosis).
• Ovinos – Caprinos: Pajillas semen congelado. Semen fresco se carga directamente a la pistola.
• Equinos y otras especies : semen congelado en pajillas.
CONGELAMIENTO
Se realiza en gran escala en semen bovino. En menor proporción , en caprinos,
porcinos, equinos, caninos, felinos y especies salvajes.
• Congelamiento en vacunos:
• Equilibrio (refrigeradora a 5 ºC por 6 a 18 horas) en bandeja con agua a Tº ambiente.
• Sacar las pajillas del agua y secar con papel toalla.
• Colocar N líquido en la caja de congelamiento ( 5 cm.)
• Colocar las pajillas en la rejilla de congelamiento por encima del N líquido.
• Conectar la corriente eléctrica y verificar el paso de la misma.
• Empezar a descender lentamente la rejilla dentro de la caja con N líquido.
• Verificar tiempo y temperatura (disminuir 20 ºC por minuto)
• De ser necesario dejar pasar la corriente muy rápidamente.
• Cuando llegue a a -140 ºC introducir las pajillas en el N líquido.
• Sacar las pajillas hacia el tanque criogénico
CONSERVACIÓN :
• Semen congelado: en tanques criogénicos a - 196 ºC
• Semen refrigerado a 5ºC
• Semen diluído fresco entre 16 a 18 ºC (porcinos) por un período de tiempo de 3 a 5 
días.
• Semen gelificado (conejos): envasado en cánulas; temperatura ambiente (por 4 a 5 
días)
INSEMINACIÓN ARTIFICIAL PROPIAMENTE 
DICHA
• Aplicación de la dosis de semen a la hembra en el momento adecuado. 
• De acuerdo a la longitud del celo y el momento de ovulación.
• Semen congelado: previamente descongelar la pajilla de semen. Cada especie tiene 
diferente tipo de aplicador.
INSEMINACIÓN ARTIFICIAL EN VACAS
• Aplicador o pistola de inseminación:
• Consta de: cuerpo, émbolo, cono, rondana y como equipo accesorio, funda plástica.
• Descongelamiento de la pajilla:
• Sacar rápidamente la pajilla del tanque criogénico
• Introducirla en el termo descongelador con agua a 38 ºC
• Dejar la pajilla por un período de tiempo de 15 a 30 seg.
• Sacar la pajilla del termo y secarla con papel toalla.
INSEMINACIÓN ARTIFICIAL EN VACAS
• Cargado de la pistola:
• Agitar la pajilla , tomándola del lado del tapón simple (para que la burbuja de aire vaya 
hacia ese lado).
• Introducir la pajilla en la pistola, lado del doble tapon hacia adentro
• Cortar la pajilla (cortapajillas)
• Fijar la pajilla en el dispositivo de la funda plástica.
• Introducir la funda hasta el cono y ajustarla conla rondana.
• Aplicar la dosis a la vaca
INSEMINACIÓN ARTIFICIAL EN VACAS
• En la vaca:
• Confirmar el celo y el momento adecuado para inseminar.
• Fijar la vaca en un poste
• Sacar los restos de heces del recto
• Lavar la vulva y alrededor de ella y secarla
• Introducir la pistola abriendo con una mano los labios vulvares.
• Introducir la otra mano por el recto y fijar la cérvix
• Ingresar la pistola a la cérvix y avanzar hasta el final de la misma
• Presionar el émbolo para depositar el semen
• Retirar la pistola y realizar masaje del clítoris.
INSEMINACIÓN ARTIFICIAL EN OVEJAS Y 
CABRAS
• Se aplica mayormente semen fresco, también semen refrigerado y congelado.
• Semen fresco: Luego de colectar, realizar la evaluación y dilución ( dilutores: Tris glucosa,
tris- fructosa)
• Cargar la pistola con uno o dos cc.
• Introducir el espéculo en la vagina y visualizar, con la luz incorporada, la entrada de la
cérvix.
• Introducir la pistola a través del espéculo e introducir en la cérvix el extremo del tubo
conteniendo el semen
• Descargar 0.1, 0.2, 0.5, etc. de semen diluído.
INSEMINACIÓN ARTIFICIAL EN OVEJAS Y 
CABRAS
• Semen refrigerado
• Evaluar y diluir el semen
• Colocar en la refrigeradora por un período mínimo de 2 horas.
• Se puede enviar a distancia en un conservador de tº ( hasta por dos días)
• Se aplica en forma similar al semen fresco.
• Semen congelado
• Se congela en ampollas o pajillas.
• Se descongela y se aplica con el inyector de pajillas o con la pistola
INSEMINACIÓN ARTIFICIAL EN MARRANAS
• Semen evaluado y diluído
• Envasado en botellas plásticas de 100 cc.
• Aplicación con catéter reusable o descartable
• Abrir los labios de la vulva e insertar el catéter hasta el fondo de vagina y luego
girarlo en sentido antihorario para penetrar la cérvix
• Ajustado el catéter presionar suavemente la botella para descargar el semen
INSEMINACIÓN ARTIFICIAL EN YEGUAS
• Semen descongelado o fresco se aplica con pipeta para yeguas
• La pipeta unida con un pequeño tubo de goma a una jeringa conteniendo la dosis ( 5 
a 20 cc)
• Introducir la mano por la vagina , tomando entre los dedos índice y medio el inicio 
de la pipeta, hasta chocar en el inicio de la cérvix
• Empujar sólo la pipeta para que penetre en el útero (aprox. 20 cm)
• Presionar el émbolo de la jeringa para descargar el semen.
INSEMINACIÓN ARTIFICIAL EN CONEJAS
• Semen fresco, diluído o gelificado.
• Sujetar a la hembra de la piel de la grupa, con la mano izquierda, presionando al 
mismo tiempo con el codo el dorso.
• La mano derecha queda libre para tomar la cánula con el semen
• fresco o gelificado, introducirla en la vagina y presionar el émbolo para descargar el 
semen.
INSEMINACIÓN ARTIFICIAL EN AVES
• Fijar la hembra de patas y alas.
• Exponer la cloaca y doblar las plumas hacia arriba
• Aplicar el semen fresco con el inyector especial o jeringa de tuberculina
INSEMINACIÓN ARTIFICIAL EN PERRAS
• Semen colectado, evaluado y diluído
• Colocar el semen en una pipeta de inseminación.
• La hembra deberá estar en un piso inclinado con los miembros anteriores más bajos.
• Aplicar el semen suavemente
• Mantener a la hembra en la posición inclinada por 5 minutos.
TRANSFERENCIA DE EMBRIONES
TRANSFERENCIA DE EMBRIONES
• Es una técnica mundialmente difundida
• Nos da la posibilidad de que una hembra produzca un
número superior de descendientes
TRANSFERENCIA DE EMBRIONES
• La superovulación, colección de embriones y transferencia embrionaria
en vacunos es una tecnología con más de tres décadas de uso comercial
y más de medio millón de embriones transferidos por año a nivel
mundial
• La eficiencia ha progresado substancialmente. El promedio de
embriones obtenidos por vaca donante es de alrededor de 6. Mas o
menos el 15% de las donantes tratadas fallan en producir embriones
transferibles.
TRANSFERENCIA DE EMBRIONES
• Se sigue investigando la fisiología ovárica, sobre todo con respecto a
los factores que afectan o determinan el número de folículos no
antrales, que deben pasar al grupo de folículos antrales que
responden a las gonadotropinas.
•
T.E. - Secuencia de Trabajo
◼ Selección de donantes y receptoras
◼ Superovulación
◼ Inseminación artificial
◼ Lavado uterino
◼ Evaluación de embriones
◼ Transferencia de embriones frescos
◼ Congelamiento
◼ Transferencia de embriones congelados
SELECCIÓN DE
DONADORAS Y
RECEPTORAS
◼ Manejo de hembras donantes.
❑ Programación y tratamientos superovulatorios.
◼ Manejo y programación de hembras receptoras.
◼ Protocolo para recolección de embriones - lavaje 
uterino.
◼ Protocolo para la transferencia de embriones en 
las receptoras.
Manejo y Programación de Hembras Donantes
◼ Independiente de las razones de mejoramiento genético y/o
aspecto comercial, es muy importante la selección por el
aspecto fisiológico productivo.
◼ Las donantes para superovulación, deben ser de 12 meses o
más (18 meses igual a adultas).
◼ Vacas adultas con buenas condiciones reproductivas pueden
usarse hasta los 10 años.
Manejo y Programación de Hembras Donantes
◼ Una vaca donante puede ser programada
de
y colectada
(Ejemplo.sucesivamente, depende 
Producción de leche).
varios factores
◼ Hay vacas donantes refractarias al tratamiento.
◼ Vacas con problemas reproductivos: no aptas.
◼ Las vacas donantes deben ser sometidas a un diagnóstico
rápido de fertilidad (palpación rectal, ecografía, historia
clínica y reproductiva)
Manejo y Programación de Hembras Donantes
◼ Estado sanitario (libre de TBC, brucelosis, BVD, IBR, etc)
◼ Vacas post parto (alrededor de 60 días)
◼ El mejor momento: ciclos estrales normales y en 
de peso.
recuperación
◼ Condición corporal intermedia (3 o 4)
Manejo y Programación de Hembras Donantes
◼ Tipo de dieta: ricas en proteína (exceso incrementa la acidez de
la sangre y fluidos orgánicos). Bajar los niveles de pasta de
algodón.
◼ Es mejor aceptar una baja en la producción lechera, para evitar
competencia con la producción de embriones.
◼ Es importante evitar el “stress”
◼ Entre los factores ambientales: alimentación y alta temperatura.
Programación y tratamientos superovulatorios
◼ Son aplicados en donantes durante fase progestacional de un
ciclo estral natural espontáneo o sincronizado.
❑ Programas típicos con celo conocido antes 
programación.
◼ Usando FSH como droga superovulatoria
◼ Usando PMSG como droga superovulatoria
de la
❑ Programas típicos sin información sobre fecha de celo 
previo o sin tenerlo en cuenta.
◼ Usando prostaglandina
◼ Usando progesterona o progestágenos
SINCRONIZACIÓN
FSH
FSH
FSH
FSH y PGF2
am. pm.
am. pm.
am. pm.
am. pm.
0
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
PGF2 25 mg.
Hembras con C.L.
ESTRO
I.A.
COLECCIÓN 
DE 
EMBRIONES
ESTRO
TRANSPLANT
E DE 
EMBRIONES
DONANTE DIA RECEPTORA
SUPEROVULACIÓN
DIA “O” = CELO
DIA 13 FSH 2 mg a.m.
2 mg p.m.
PGF2 15 mg a.m.
10 mg p.m.
DIA 12 FSH 3 mg a.m.
3 mg p.m.
DIA 10 FSH 6 mg a.m.
6 mg p.m.
DIA 11 FSH 5 mg a.m.
5 mg p.m.
DIA 15 CELO
I.A. c/6 h.
Dosis de Gonadotropinas y otras
Hormonas
◼ FSH se expresa como mg de Unidades 
Armour o mg de FSH. También como U.I.
◼ PMSG se expresa en U.I.
◼ PGF2 en mg.
DETECCIÓN DE CELOS E INSEMINACIÓN
DE LA DONANTE
◼ Pico ovulatorio de LH alrededor de 6 horas de iniciado el celo
receptivo. Ovulación 30 - 32 H de iniciado el celo.
◼ En donantes se liberan más de un ovocito, por lo tanto el tiempo 
de ovulación es más amplio.
◼ En donantes observar celo por lo menos 4 veces/día.
◼ Se insemina 2 veces hasta 3. Primera inseminación 18 horas de 
iniciado el celo, repetir a las 24 horas.
MANEJO Y PROGRAMACIÓN DE HEMBRAS
RECEPTORAS
◼ Selección de receptoras completamente sanas y hábiles para
la reproducción.
◼ Receptora ideal, hembra unípara. No usar hembras viejas o
con problemas reproductivos.
◼ Si las receptoras se adquieren, debeexigirse condiciones 
reproductivas óptimas y libre de enfermedades reproductivas.
MANEJO Y PROGRAMACIÓN DE HEMBRAS
RECEPTORAS
◼ El porcentaje promedio de pérdidas de gestaciones (abiertas) de T.E., es del 10% (
el doble de I.A. y M.N.)
◼ Considerar 2 receptoras por embrión recuperado.
◼ La conformación y el temperamento son puntos importantes en su selección.
MANEJO Y PROGRAMACIÓN DE HEMBRAS
RECEPTORAS
◼ Las receptoras deben ser animales locales adaptados totalmente al medio.
◼ En el caso de hatos lecheros es económico usar los mismas
• vacas para transferencia.
◼ Examen clínico y reproductivo igual a las donantes.
MANEJO Y PROGRAMACIÓN DE HEMBRAS
RECEPTORAS
◼ Se acepta en promedio una sincronización entre celo de donante 
y receptora  24 horas.
◼ Dependiendo del estado de desarrollo del embrión puede variar.
◼ Detección de celos: observar por lo menos 3 veces/día.
SINCRONIZACIÓN DE RECEPTORAS
CELO
1o PGF2
11 DIAS
CELO
2o PGF2
2-4 DIAS
CELO
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21
RÉGIMEN HORMONAL PARA 
RECEPTORAS
◼ Usando PGF2
❑ Dos inyecciones separadas 11 a 12 días.
◼ Establecimiento de un cuerpo lúteo artificial con aplicación de 
progesterona y estradiol y al finalizar PGF2
SUPEROVULACION
Cuadro 1. Tratamientos utilizados para superovulación en 
vacas y vaquillas
Categoría Trat
.
Hormona Cantidad Aplicación 
hormona, 
día
Vaca T1 Crestar 1 + FSH + GnRH 320 mg FSH 7
Vaca T2 Crestar 1 + PMSG + GnRH 2500 UI
PMSG
7
Vaca T3 FSH + GnRH 400 mg FSH 10 - 11
Vaca T4 FSH + GnRH 360 mg FSH 10
Vaca T5 CIDR-B2 + FSH + LH 400 mg FSH 4 - 5
Vaquilla T6 CIDR-B2 + FSH + LH 320 mg FSH 7
Vaquilla T7 CIDR-B2 + FSH + LH 360 mg FSH 5
Vaquilla T8 CIDR-B2 + FSH + LH 360 mg FSH 7
Cuadro 2: Respuesta superovulatoria en vacas por 
tratamiento
Tratamiento No. animales Promedio 
CL/animal
Promedio 
Folículos/animal
T1 10 5.60 +/- 4.12 1.00 +/- 2.26
T2 7 4.28 +/- 2.43 2.57 +/- 2.51
T3 8 7.00 +/- 2.67 2.37 +/- 1.85
T4 2 10.5 +/- 2.12 3.50 +/- 0.71
T5 6 16.0 +/- 8.27 0.66 +/- 0.82
Cuadro 3: Respuesta superovulatoria en vaquillas por 
tratamiento
Tratamiento No. animales Promedio 
CL/animal
Promedio 
Folículos/animal
T6 3 8.66 +/- 5.5 0.33 +/- 0.6
T7 4 14.75 +/- 7.1 0.25 +/- 0.5
T8 6 9.83 +/- 6.9 1.00 +/- 1.1
Cuadro 4. Cantidad y calidad de embriones producidos con
los mejores tratamientos superovulatorios en vaquillas
Trat n CL Total ovocitos/
embriones
Total 
embriones 
transferibles
Embriones
degenerados
T7 4 14.75 +/- 7.09 11.25 +/- 7.85 4.25 +/- 5.91 2.75 +/- 2.22
T8 4 7.5 +/- 6.14 6.5 +/- 8.06 4.0 +/- 4.24 0.50 +/- 1.0
Cuadro 5. Respuesta superovulatoria y embrionaria en vacas Holstein y 
Brown Swiss
Raza n CL Total ovocitos/
embriones
Total 
embriones 
transferibles
Embriones
degenerados
Holstein 4 14.00 +/- 6.6 12.00 +/- 7.4 6.20 +/- 6.6 1.40 +/- 2.2
Brown 
Swiss
4 18.6 +/- 9.58 12.8 +/- 11.0 7.4 +/- 7.3 1.40 +/- 1.7
INSEMINACION
ARTIFICIAL
LAVADO UTERINO
MATERIAL PARA COLECCIÓN DE EMBRIONES POR 
LAVADO UTERINO - VÍA TRANSCERVICAL
◼ Brete de sujección
◼ Dilatador de cérvix
◼ Catéter de colección
◼ Mandril para catéter.
◼ Jeringas (diferente capacidad)
◼ Botella de vidrio graduada esterilizada 500ml.
◼ Baño maría.
◼ Uniones “Y”.
◼ Tubería para uniones.
◼ Guantes.
◼ Filtro de embriones.
MATERIAL PARA COLECCIÓN DE EMBRIONES POR 
LAVADO UTERINO - VÍA TRANSCERVICAL
◼ Medio de lavado: Buffer Dulbecco´s modificado.
◼ Papel toalla.
◼ Agujas hipodérmicas.
◼ Botella comprimible con alcohol.
◼ Anestesia epidural.
◼ Planilla de registro.
◼ Botas de jebe.
◼ Mameluco y mandil.
◼ Agua corriente.
◼ PGF2
Representación esquemática de la extracción no 
quirúrgica de embriones.
COLECCIÓN DE EMBRIONES
◼ Preparación de la donante
❑ Donante en ayunas mínimo 12 horas.
❑ Ubicación en el brete.
❑ Limpieza del recto y palpación de ovarios.
❑ Descartar el guante.
❑ Lavar con agua limpia.
❑ Cortar el pelo de la región lumbo-sacra.
❑ Lavar con jabón antiséptico y alcohol al 70%.
❑ Inyectar el tranquilizante.
❑ Desinfectar los labios de la vulva con alcohol 70%.
Colección de Embriones
◼ Usar nuevo guante.
◼ Introducir el dilatador cervical hasta llegar al cuerpo del útero.
◼ Retirar dilatador e introducir el catéter con el respectivo mandril.
Llegar a un tercio del cuerno desde la bifurcación. Inflar el balón.
◼ Retirar el mandril.
◼ Conectar el catéter de colección con la unión Y esta con el medio
de lavado y con la vía de salida hacia la botella de colección.
Colección de Embriones
◼ Ambas líneas deben tener llave de flujo.
◼ Introducir de 30 a 80 cc de medio.
◼ Abrir vía de salida.
◼ Lavar con 800 a 1000 ml por cuerno.
◼ En promedio dura 30 minutos.
◼ Desinflar el balón.
◼ Retirar el cateter.
◼ Aplicar PGF2.
Location of
e m b r y o s - - - - H - - - 4 -
Uterotuba l
j unc t ion
Ov iduct --
the s i te of
fert i l izat ion
Vagina
i n f la te ba l l oon
ESTABLO MONTEGRANDE
EVALUACIÓN DE
EMBRIONES 
CLASIFICACIÓN DE EMBRIONES
◼ Son mantenidos en medio Dulbecco´s modificado.
◼ Filtrar el medio recuperado.
◼ Distribuir en placas petri.
◼ Llevar al estereoscopio.
◼ Los embriones se clasifican en embriones transferibles y no 
transferibles.
◼ Embriones transferibles:
❑ Grado A o 1 : Excelentes y buenos.
❑ Grado B o 2 : Regulares.
❑ Grado C o 3 : Pobres.
Ovocitos maduros 
(1 cuerpo polar) Ovocito fertilizado 
(2 cuerpos
polares)
Embriones de 2 células 
(día 1-2)
Embriones de varios 
estadios (día 7-9)
Embriones de 8
células (día 5)
Embriones de 4
células (día 3-4)
ovocito
Embrión de 12 
células
Blastocisto
Mórula
Blastocisto 
expandido
TRANSFERENCIA DE
EMBRIONES FRESCOS
TRANSFERENCIA
◼ Equipo para transferencia
◼ Fundas plásticas descartables.
◼ Funda protectora.
◼ Jeringas y agujas hipodérmicas.
◼ Papel toalla.
◼ Botella con alcohol 70%.
◼ Tranquilizante.
MAÑAZO - PUNO
RESULTADOS
PRODUCCIÓN DE EMBRIONES IN
VIVO POR ESTABLO 2003-2012
Establo Departamento Embriones 
viables 
producidos
Embriones 
transferidos en 
fresco
Embriones
congelados
Monte Grande Lima 37 37 0
Huampani Lima 32 25 07
El Milagro Huacho 22 10 12
Los Patitos Lima 06 04 02
Unidad 
Experimental de 
Zootecnia
Lima 136 62 74
El Sequión Lima 48 17 31
PRODUCCIÓN DE EMBRIONES IN
VIVO POR ESTABLO 2003-2012
Establo Departamento Embriones viables 
producidos
Embriones 
transferidos en 
fresco
Embriones 
congelados
Santa María -
Puno
Puno 36 21 16
Ganaderos 
Asociados de 
Mañazo
Puno 122 52 70
Escritorio 
Ganadero
Arequipa 20 11 09
Estación 
Experimental 
Tingua
Huaraz 50 28 22
PRODUCCIÓN DE EMBRIONES IN
VIVO POR ESTABLO 2003-2012
Establo Departamento Embriones viables 
producidos
Embriones transferidos 
en fresco
Embriones congelados
Ganaderos de 
Pozuzo
Pasco 76 48 28
Municipalidad 
Provincial de 
Canas
Cusco 13 07 06
La Querencia Lima 05 - 05
AGACOP Codo de 
Pozuzo
Huanuco 25 25 0
Santa Margarita -
Iscozacin
Pasco 12 10 2
FONDGICARV Lima 10*
TOTAL 640 357 284
TRANSFERENCIA DE EMBRIONES
CONGELADOS 2008
Lugar Receptoras 
sincronizadas
Embriones 
transferidos
Amazonas 22 12
Tacna 20 10