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MICOSIS PROFUNDAS (2017) 
El diagnóstico de las enfermedades fúngicas invasoras (EFI) se basa en el establecimiento de los criterios diagnósticos de EORTC/MSG. El mismo tiene como pilares 
fundamentales: la presunción y evaluación clínica, la observación microscópica, el aislamiento del agente causal y/o la puesta en evidencia de antígenos o ácidos nucleicos 
fúngicos o la confirmación de la generación de anticuerpos contra determinados agentes fúngicos por parte de los pacientes infectados. 
Micosis profundas con patógenos oportunistas Micosis profundas con patógenos primarios 
-Tienen escasa virulencia, por lo tanto solo los pacientes inmunodeprimidos son 
susceptibles de padecer una EFI. 
-Son de flora ambiental normal lo que dificulta el diagnóstico micológico y la 
diferenciación entre colonización, contaminación y verdadera infección. 
-Tienen factores de virulencia propios que les permiten vencer los mecanismos 
normales de defensa del huésped sano, dando infecciones muy graves en pacientes 
inmunodeprimidos. 
-Tienen la capacidad intrínseca de modificar su morfología y metabolismo para 
adaptarse al microambiente de los tejidos del huésped. 
 
Muestras clinicas 
 Muestra Condiciones 
Muestra respiratoria Estéril: Biopsias transbronquiales d 
Punción pulmonar percutánea d 
Punción pulmonar transtorácica d 
Biopsias pulmonares precutáneas y por toracotomía d 
Punción y biopsia pleurales d 
Poca utilidad en Micología. Importantes contraindicaciones y complicaciones 
(pneumotorax, hemotorax, etc). 
No Estéril: Exudado y lavado nasofaríngeo 
 Esputo (espontáneo o inducido)a 
 Aspirado traqueal b 
 Lavado bronquial o broncoaspirado b 
 Lavado broncoalveolar (BAL) convencional c 
 BAL protegido c 
a Criterio de calidad: si posee > 25 Polimorfonucleares y < 10 Células epiteliales /campo 
100X. 
b Igual valor diagnóstico que esputo. 
c Ideal para el diagnóstico de infecciones respiratorias causadas por hongos dimórficos 
patógenos primarios y para el diagnóstico de la neumonía por Pneumocistis jirovecci. 
Es muy buena muestra para el diagnóstico de una micosis invasora por hongos hialinos 
a través de microscopía directa pero no sirve para diferenciar por cultivo una 
colonización de una infección por hongos oportunistas. 
 
Liquido punción Estéril: Sangre k 
 Médula ósea k 
 Líquido céfalo raquídeo (LCR) 
 Líquido peritoneal 
 Líquido sinovial 
 Líquido pericárdico 
 Biopsias j 
k Se recomienda tomar las muestras en asepsia y inocularlas in situ en medios de lisis 
centrifugación o botellas de hemocultivo especiales. 
j Pedir que se remitan en solución fisiológica estéril sin formol. 
oculares Estéril: Fluidos y aspirados oculares f f Toma controlada por microscopía u otoscopio (Procedimiento médico). 
 
No Estéril: Exudado conjuntival g 
 Raspado corneal f 
 Conductos lacrimales g 
 Lentes de contacto h 
 Cuerpos extraños h 
f Toma controlada por microscopía u otoscopio (Procedimiento médico). 
g Usar hisopo estéril. De ser posible hacer extendido y siembra en medios adecuados. 
h Útiles para relacionar lo observado al directo con lo obtenido al cultivo. Un cultivo 
positivo partiendo de estos materiales no tiene significado diagnóstico por sí solo. 
Otorrinonaringológicas 
 
Estéril: Biopsias j j Pedir que se remitan en solución fisiológica estéril sin formol. 
No Estéril: Muestras rinosinusales i i Tomadas con hisopo estéril o a través de un procedimiento quirúrgico. 
 Muestras óticas f f Toma controlada por microscopía u otoscopio (Procedimiento médico). 
 
Transporte y conservación de las 
muestras. 
 
Procesamiento de 
las muestras para el 
diagnóstico de EFI 
 
Pretratamiento de muestras 
 
Todas las muestras deben tomarse, 
conservarse y trasladarse en recipientes 
estériles, perfectamente cerrados y deben 
procesarse en un plazo máximo de 2 h desde 
su recogida. De no ser posible, las muestras 
pueden conservarse en heladera (2-8ºC) para 
evitar el sobrecrecimiento bacteriano. En caso 
de ser necesario y para evitar la disecación de 
las muestras, se les puede adicionar un 
pequeño volumen (≤ 1ml) de solución 
fisiológica. Para el caso de los líquidos 
orgánicos estériles que no puedan procesarse 
inmediatamente, se recomienda el 
almacenamiento de los mismos a temperatura 
ambiente por un máximo de 24 h. 
 
Se debe realizar un 
directo y/o coloración y 
cultivo de la muestra 
para identificar 
posteriormente el 
agente etiológico de la 
EFI. Cada una de las 
muestras tiene sus 
características 
especiales. 
 
1) Las muestras que tengan un volumen ≥ 1ml, como los BAL, los líquidos de punción (no 
sangre) o el LCR deben centrifugarse a baja velocidad (1500 rpm / 15 minutos). Se retira el 
sobrenadante (que se conserva en tubo estéril) dejando 1 ml. El sedimento se resuspende 
cuidadosamente con el líquido restante. 
2) Para fluidificar las muestras con mucho mucus (esputo y muestras otorrinolaringológicas por 
ej.), se les puede adicionar unas gota de KOH al 20% o de N-acetil-cisteína al 0,5%. 
3) Las biopsias de tejidos deben disgregarse antes de realizar un examen directo y cultivo. 
Así, se aumentan las posibilidades de visualizar estructuras fúngicas al microscopio y la 
superficie de contacto entre el medio de cultivo y la muestra. Las biopsias pueden disgregarse 
utilizando un homogeneizador Stomacher o mortero y perlas de vidrio o arena estériles. 
La trituración o disgregación de las muestras tisulares es perjudicial para el aislamiento de 
Zygomicetes ya que sus hifas son sensibles a estos procedimientos y dificulta su aislamiento. 
Si se sospecha una zygomicosis se aconseja trocear la muestra destinada a cultivo con bisturí 
estéril. Por el contrario, si se sospecha una histoplasmosis, la trituración es condición 
indispensable para obtener un cultivo positivo ya que Histoplasma capsulatum es un hongo 
intracelular. 
 
Examen directo 
 
Este procedimiento puede ser de utilidad en el diagnóstico de cualquier micosis, pero es marcador de EFI probada cuando se observan algunas de las estructuras fúngicas. 
 
Observación directa 
(Montajes húmedos o 
tinciones en fresco) 
Tinta china Hidroxido de potasio. 
K(OH) 
Blanco de calcoflúor Otras tinciones en 
fresco 
Muestra; LCR, líquidos 
de punción 
Aumento: 400X 
Esta técnica es de 
utilidad para el 
diagnóstico de micosis 
endémicas como 
paracoccidioidomicosis, 
donde se cuente con 
una muestra con un alto 
inóculo. 
Muestra: LCR 
Aumento: 100X o 400X 
Esta técnica pone de 
manifiesto la cápsula de 
Cryptococcus spp. la que 
aparece como un halo claro 
y nítido en torno a una 
levadura redonda, 
delimitado por las 
partículas de carbón en 
suspensión coloidal de la 
tinta china. 
Muestra: con abundantes 
células y restos celulares 
El KOH disuelve más 
rápidamente los elementos 
celulares que los hongos. 
Esta técnica es rápida pero 
presenta problemas de 
especificidad para 
diferenciar hongos con 
morfología similar. 
La técnica se basa en la propiedad que tiene este 
fluorocromo de unirse de forma inespecífica a los residuos 
β-1,3 presentes en polisacáridos como la celulosa y la 
quitina de la pared celular de los hongos y de algunos 
protozoos. La observación de formas redondas o 
filamentosas cuyo perímetro exhibe fluorescencia azul-
verdosa brillante es altamente sugestiva de formas fúngicas. 
. En los hongos tabicados, el tabique se observa claramente. 
Tiene las siguientes limitaciones: se necesita de microscopio 
de fluorescencia, no tiñe la cápsula de Cryptococcus spp., 
C. glabrata tiene fluorescencia débil, la tinción es 
inespecífica por lo que la identificación depende del cultivo. 
 
Se puede utilizar 
otros colorantes 
como el azul de 
lactofenol siguiendo 
el mismo 
procedimiento que 
el realizado con 
blanco de calcofluor. 
En este caso las 
estructuras fúngicas 
se ven azules. 
 
Coloraciones 
Tincion de Gram Tincion de Giemsa Tinción argéntica (Gomori-Grocott modificada) y 
del Ácido peryódicode Schiff. 
La tinción de Gram no es la tinción ideal para el 
diagnóstico de hongos. Sin embargo, pueden 
observarse hongos en tinciones de muestras remitidas 
para estudios bacteriológicos. Normalmente los 
hongos se comportan como microorganismos Gram 
positivos (violetas). Esta técnica es poco sensible por 
lo que se recomienda realizar una primera observación 
a menor aumento (x400). 
Es útil para detectar Histoplasma capsulatum y 
Pneumocystis jiroveci en muestras sanguíneas y 
pulmonares respectivamente. El H. capsulatum se 
observa como levaduras de 3 µm dentro de 
macrófagos. El núcleo de los hongos toma un tono 
violeta oscuro y el citoplasma azul tenue casi incoloro 
que le da la apariencia de cápsulas 
Esta técnica es muy utilizada por médicos patólogos 
para teñir cortes histológicos. Tiene la particularidad de 
teñir de negro las estructuras fúngicas dejando el resto 
de las células y componentes de la muestra teñidos de 
un color celeste-verdoso. Esto hace que esta técnica 
tenga gran sensibilidad ya que permite distinguir 
fácilmente las estructuras fúngicas. Además, es una de 
las coloraciones aprobadas por EORTC/MSG para el 
diagnóstico probado de EFI. 
 
Medios de aislamiento 
Medio de Sabouraud (ASG) + 
antibacteriano / ASG+ antibacteriano + 
cicloheximida. 
Agar semilla de girasol + 
antibacterianos. 
Agar cerebro-corazón (BHI) + 
antibacterianos / BHI sangre + 
antibacterianos. 
Hemocultivos y muestras de 
médula ósea. 
-El ASG se recomienda como medio 
estándar. 
-La suplementación con antibacterianos no 
es necesaria si se recibe una muestra 
normalmente estéril. 
-Los antibacterianos más utilizados son 
cloranfenicol (0,5 g/l) y gentamicina (0,05 
g/l) o ambos simultáneamente. 
-La cicloheximida es útil para mejorar la 
sensibilidad del cultivo para el aislamiento 
de hongos patógenos primarios ya que 
inhibe el desarrollo de hongos 
contaminantes. Sin embargo, también 
inhibe la mayoría de las especies de 
Aspergillus spp., Fusarium spp., 
Scedosporium spp., Candida spp., 
Cryptococcus spp. y muchas especies del 
orden Mucorales. 
Este medio puede ser de gran utilidad 
para el aislamiento de C. neoformans 
en muestras respiratorias. 
En este medio, gracias a la acción de 
una fenoloxidasa que hidroliza la 
cafeína y produce melanina, las 
colonias de C. neoformans adquieren 
una coloración marrón que las hace 
fácilmente reconocibles y que, 
empleando medios de cultivo 
convencionales, podrían pasar 
desapercibidas entre otras levaduras, 
por lo que su empleo es muy 
recomendable si existe una sospecha 
clínica de cryptococosis pulmonar. 
Los medios basados en caldos de cerebro 
y corazón son medios ricos que pueden 
suplementarse con un 10% de sangre y 
soluciones antibióticas, siendo de gran 
utilidad para el aislamiento de hongos 
patógenos primarios. 
Estas muestras pueden inocularse en 
botellas de hemocultivo o en tubos de 
lisis centrifugación. Si se utilizan 
botellas de hemocultivo clásicas, 
estas deben airearse, pinchando el 
tapón de goma con una aguja estéril 
para permitir la aerobiosis. Si por el 
contrario, se utilizan botellas de 
sistemas de hemocultivo 
automatizados, estas deben 
inocularse e introducirse en la 
incubadora. Si se utilizan los sistemas 
de lisis centrifugación, la sangre se 
inocula en el tubo, se mezcla por 
inversión hasta la lisis sanguínea y se 
centrifuga (1500 rpm / 15min). Se 
siembra el culote en los medios 
descritos previamente. 
 
 
 
 
 
 
 
Siembra de muestra Incubación Interpretación de lectura 
Como norma general, se 
recomienda sembrar varios 
tubos para cada muestra (uno 
con cicloheximida) utilizando 
toda la superficie del medio de 
cultivo y evitando que se 
acumule en el fondo del 
mismo. 
Para el caso de las muestras 
líquidas o mucosas no 
homogéneas (por ej. esputo), 
se debe seleccionar la porción 
más purulenta y/o hemática 
para mejorar la sensibilidad 
del cultivo. 
 
Se recomienda incubar los tubos en atmósfera aerobia y húmeda a 28ºC y a 
35-37ºC. 
La incubación a dos temperaturas es útil para diferenciar entre hongos 
contaminantes y patógenos, pero carece de valor en el primoaislamiento de 
hongos dimórficos, pues la forma filamentosa crece más lentamente y la forma 
levaduriforme es indistinguible macroscópicamente de la de otras levaduras. 
Así, a 28°C crecen todos los hongos de la muestra y a 35-37 °C sólo los 
patógenos humanos. 
Tiempo de incubación: mínimo de 4 semanas, que podrían alargarse hasta 12 
en caso de que existiese una sospecha clínica de histoplasmosis y los cultivos 
fuesen negativos. 
Para el caso de los hemocultivos incubados en botellas, normalmente las 
infecciones profundas por Candida spp. suelen positivarse en las primeras 72 
horas, no obstante, es conveniente dejar las botellas en el incubador por al 
menos 7 días realizando un subcultivo en SDA para confirmar la negatividad 
(5,9). Recordar que si se obtiene desarrollo de Aspergillus spp. en un 
hemocultivo, invariablemente debe considerarse como contaminado, por el 
contrario, el desarrollo de hongos hialinos del género Fusarium con clínica 
compatible deben ser considerados como agentes de funguemias. 
 
Durante la primera semana de incubación se 
recomienda realizar una lectura diaria de los medios de 
cultivo, especialmente si el examen directo ha sido 
positivo. Transcurrido este periodo de tiempo, la 
lectura puede realizarse 1 ó 2 veces por semana, 
hasta completar el tiempo de incubación establecido. 
Una vez detectado el crecimiento macroscópico de un 
hongo debe procederse a su identificación (fenotípica y 
de ser necesaria genotípica), teniendo siempre en 
cuenta que los criterios microbiológicos, por sí solos, 
no suelen ser suficientes para establecer el 
diagnóstico de infección fúngica invasora (ver criterios 
EORTC/MSG)(1,3). Los cultivos de muestras clínicas 
con sospecha de micosis profundas endémicas deben 
tratarse como microorganismos de nivel de riesgo II 
(cabinas de seguridad biológica tipo II, etc). 
Por esto, la interpretación de los cultivos debe hacerse 
en función del hongo aislado, del tipo de muestra 
evaluada y del contexto del paciente con una clínica y 
unos factores predisponentes determinados.