Practica de LaboratorioN12_Grupo N2

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FACULTAD DE INGENIERÍA AMBIENTAL PRÁCTICA DE LABORATORIO
Ing.
Ambiental
FACULTAD DE INGENIERÍA
INGENIERÍA AMBIENTAL
PRÁCTICA DE LABORATORIO N°12 
GRUPO: N°2
INTEGRANTES:
CURSO:
· Contaminación de Aguas, Tratamiento y Control
DOCENTE:
· Ing. Alva Díaz, Luis Enrrique
Trujillo – Perú
2021-2
ÍNDICE
I.	Objetivos Generales:	3
II.	Objetivos Específicos:	3
III.	Definiciones	3
IV.	Equipos, Materiales y Insumos Reactivos	4
L.	Solución Alcali-Yoduro-Azida	5
V.	Procedimiento:	6
VI.	Cálculos y Resultados:	12
VII.	Resultados	13
VIII.	Discusiones:	17
IX.	Conclusiones:	18
XI.	Referencias Bibliográficas:	19
XII.	Anexos:	20
12.1. Diagrama de Bloques	20
	
	CÓDIGO
	CURSO
	Contaminación de Agua, Tratamiento y Control
	CONAGUPRAC12
	LABORATORIO
	Ingeniería Ambiental
	NOMBRE DE LA
PRÁCTICA
	Practica 12: Determinación de Demanda Bioquímica de Oxígeno.
I. Objetivos Generales:
· Analizar distintas matrices de agua en los parámetros de Demanda Bioquímica de Oxígeno para determinar según su procedencia si cumple o está dentro de los Instrumentos de Gestión de Calidad utilizados en el territorio Nacional y evaluar estadísticamente los resultados.
II. Objetivos Específicos:
· Determinar Demanda Bioquímica de Oxígeno en las Matrices de Agua recolectadas por cada grupo.
· Utilizar los ECA o LMP según la procedencia de la muestra y comparar con los resultados obtenidos en el Laboratorio.
III. Definiciones
· *DBO: Demanda Bioquímica de Oxígeno, es la medida del oxígeno molecular utilizado durante un período de incubación especificado para oxidar la materia orgánica de una muestra de agua.
· *SEMILLA O INÓCULO: Población de microorganismos capaces de oxidar la materia orgánica biodegradable de la muestra.
· *AGUA DE DILUCIÓN: Agua destilada con nutrientes para diluir las muestras.
· *INCUBACIÓN: Proceso llevado a cabo a condiciones de tiempo y temperatura fija (5 días a 20±10°C), bajo las cuales los microorganismos llevan a cabo el proceso de oxidación de la materia orgánica.
Principio
El principio básico es la medición de oxígeno utilizado durante un período de incubación especificado para la degradación bioquímica de materia orgánica. Las condiciones estándar del análisis incluyen incubación en la oscuridad a 20±10°C por 5 días.
El método consiste en el llenado con muestra diluida y sembrada, hasta rebosar, en un frasco hermético, e incubarlo a 20±10°C durante 5 días. La DBO se calcula mediante la diferencia entre el OD inicial y final. El OD inicial se determina rápidamente después de hecha la dilución.
Interferencias
*La relación de la materia orgánica soluble a la materia orgánica suspendida, los sólidos sedimentables, los flotables, la presencia de hierro en su forma oxidada o reducida, la presencia de compuestos azufrados y las aguas no bien mezcladas, pueden afectar la exactitud y la precisión de medidas de DBO.
*Las muestras que contienen componentes de cloro residual, sustancias tóxicas, muestras sobresaturadas con OD o muestras que contienen peróxido de hidrógeno, no permiten el desarrollo de las bacterias que degradan la materia orgánica.
*DBO carbonácea contra nitrogenácea: La oxidación de las formas reducidas del nitrógeno como amoniaco y nitrógeno orgánico, mediada por los microorganismos, ejercen una demanda nitrogenácea, que ha sido considerada como una interferencia en la prueba.
*Si el agua de dilución es de baja calidad, su DBO5 aparecerá como de la muestra, efecto que será amplificado por el factor de dilución, y el resultado tendrá una desviación positiva. El método de análisis debe incluir el procesamiento como muestra del agua de dilución para verificar su calidad.
IV. Equipos, Materiales y Insumos Reactivos
Preparar los reactivos por anticipado, haciendo uso de químicos grado reactivo o de mejor calidad. Usar agua destilada u otro equivalente, preferiblemente estéril para la preparación de soluciones. Desechar cualquier reactivo en stock si hay algún signo de precipitación o crecimiento biológico.
A. Solución de tampón Fosfato: Disolver 8.5 g de KH2PO4, 21.75 g de K2HPO4, 33.4 g de Na2HPO4.7H2O y 1.7g de NH4Cl en 500 mL de agua destilada y diluir a 1 L. El pH de la solución debe ser 7.2 sin ajustes adicionales. Alternativamente disolver 42.5 g de KH2PO4 y 1.7 g de NH4Cl en aproximadamente 700mL de agua destilada y ajustar el a pH 7.2 con NaOH al 30% y diluir a 1L.
B. Solución de sulfato de magnesio: Disolver 22.5 g de MgSO4.7H2O en agua destilada y diluir a 1L.
C. Solución de cloruro de calcio: Disolver 27.5 g de CaCl2 en agua destilada y diluir a 1L.
D. Solución de cloruro férrico: Disolver 0.25 g de FeCl3.6H2O en agua destilada y diluir a 1 L.
E. Soluciones ácida y alcalina: Para neutralización de muestras residuales alcalinas o ácidas se utilizan soluciones 1N.
a) Solución Ácida 1N: Adicionar suavemente y en agitación 28 mL de H2SO4 (cc) y diluir a 1L.
b) Solución Alcalina: Disolver 40 g de NaOH en agua destilada y diluir a 1L.
F. Solución de sulfito de sodio: Disolver 1.575g de Na2SO3 en 1L de agua destilada. Esta solución no es estable, preparar diariamente.
G. Inhibidor de la nitrificación:
1) 2-cloro-6-(triclorometil) piridina (TCMP): Usar puro o en preparaciones comerciales (2% TCMP en sulfato de sodio).
2) Solución de Allylthiourea (ATU): Disolver 2.0 g de ATU (C4H8N2S) en 500 mL de agua destilada y diluir a 1 L, almacenara a 4 °C, es estable no más de 2 semanas.
H. Solución glucosa- ácido glutámico: Secar glucosa y ácido glutámico ambas de calidad para reactivo a 103°C por 1 hora. Añadir 150 mg de glucosa y 150 mg de ácido glutámico en agua destilada y diluir a 1L. Preparar siempre inmediatamente antes de usarla manteniendo condiciones estériles. Almacenar la mezcla glucosa- ácido glutámico a 4°C o menos. Las preparaciones comerciales pueden ser usadas, pero las concentraciones deben variar.
I. Solución de Cloruro de Amonio: Disolver 1.15g de NH4Cl en 500mL de agua destilada, ajustar el pH a 7.2 con solución de NaOH y diluir a 1L. La solución contiene 0.3 mg N/mL.
J. Fuente de Agua para la preparación de agua de dilución, usar agua desmineralizada, destilada o agua de grifo para la preparación de muestras diluidas.
Para la determinación del Oxígeno Disuelto por el Método Yodométrico- Modificación de Azida, utilizar los siguientes reactivos:
K. Solución de Sulfato Manganoso: Disolver 480g de MnSO4.4H2O, 400g de MnSO4.2H2O o 364g de MnSO4.H2O en agua destilada, llevar a 1L y filtrar.
L. Solución Alcali-Yoduro-Azida
*Para muestras saturadas o menos saturadas: Disolver 500 g NaOH (ó 700 g de KOH) y 135 g de NaI (ó 75 g KI) en agua destilada y llevar a 1L. Anadir 10 g de Azida de Sodio (NaN3) disuelto en 40 mL de agua destilada. Las sales de sodio y potasio pueden ser intercambiadas.
*Para muestras sobresaturadas: Disolver 10g de NaN3 en 500mL de agua destilada. Añadir 480 g de NaOH y 750 g de NaI, mezclar y disolver.
M. Ácido Sulfúrico Concentrado: 1mL es equivalente a 3mL de reactivo álcali-yoduro- azida.
N. Indicador de Almidón: Disolver 2 g de almidón grado reactivo (C6H10O5)n y 0.2 g de ácido salicílico (C7H6O3) en 100 mL de agua destilada caliente.
O. Tiosulfato de Sodio 0.025 N: Disolver 6.205 g de Na2S2O3. 5H2O en agua destilada. Adicionar 1.5 mL de NaOH 6.0 N ó 0.4 g de NaOH sólido y diluir a 1L. Estandarizar con solución de biyodato.
P. Biyodato de potasio 0.0021 N: Disolver 812.4mg de KH(IO3)2 en agua destilada y llevar a 1L.
Para valorar esta solución disolver aproximadamente 2g de KI en 100 a 150mL de agua destilada. Adicionar 1 mL de H2SO4 6N o unas gotas de H2SO4cc y 20mL de solución estandar de biyodato. Diluir a 200mL y titular con Na2S2O3 hasta obtener un color amarillo claro; en este punto adicionar indicador de Almidón y continuar hasta que desaparezca el color azúl.
Materiales y Equipos
A. Incubadora de DBO: Equipo con magnitudes de trabajo 20±1ºC, eliminar toda la luz para evitar la posibilidad de producción fotosintética de OD. El Modelo de la incubadora es MEDILOW, cuya serie es 578171.B. Botellas de incubación: Usar botellas de 60 mL o de mayor capacidad (son preferibles botellas de 300 mL que posean tapón de vidrio esmerilado y boca acampanada), limpiar los frascos con un detergente, enjuagar a fondo y secar drásticamente antes de usarlos. Como precaución contra la entrada de aire en la botella durante la incubación, utilizar un sello de agua, añadiendo agua a la boca acampanada de las botellas de DBO especiales y cubrir la boca con un plástico o papel aluminio para reducir la evaporación del sello de agua durante la incubación.
C. Pipetas volumétricas, de 20 y 100mL.
D. Microburetas, de 10mL.
V. Procedimiento:
MÉTODOS DE PREPARACIÓN
A. Pre-tratamiento y Preparación de la Muestra
1.- Muestras con alcalinidad y acidez: Verificar el pH de todas las muestras, si éstas no están entre 6 y 8, llevar la muestra a una temperatura de 20±3°C y ajustar su pH entre 7.0-7.2, usando una solución de ácido sulfúrico o hidróxido de sodio 0.1N, evitando la dilución de la muestra en más de 0.5%. Las excepciones deben ser justificadas con agua natural cuando la DBO tiene valores de pH medidos in situ. El pH del agua de dilución no debe ser afectado por la dilución de muestra mínima.
2.- Muestras que contienen componentes de cloro residual: Si es posible evitar muestras que contengan cloro residual (tratar de recolectarlas antes de la cloración). En algunas muestras el cloro se disipará en el plazo de 1 a 2 horas después de su exposición a la luz o puede ocurrir durante la toma y el transporte de la muestra.
Para muestras en las cuales el cloro residual no desaparece en un tiempo razonablemente corto, eliminarlo por adición de Na2SO3.
a. Determinar el volumen requerido de solución de Na2SO3 en una porción de 100 a 1000 mL de muestra.
.
b. Neutralizar añadiendo 10 mL ácido acético (1:1) o H2SO4 (1:50) o 3 gotas de ácido sulfúrico concentrado, luego agregar 1-10mL de solución de yoduro potásico (10%), esto para 1L de muestra, o según el volumen utilizado para el ensayo y titular con solución de Na2SO3 determinando el punto final con la solución de almidón.
c. Añadir a la muestra neutralizada el volumen relativo de solución de Na2SO3 determinada por la prueba anterior, mezclar y después de 10 a 20 minutos comprobar el cloro residual de la muestra. (Nota: Un excedente de Na2SO3 en la muestra, consume oxígeno y reacciona con ciertas cloraminas orgánicas que pueden estar presentes en muestras tratadas).
3.- Muestras que contienen otras sustancias tóxicas: Ciertas muestras de residuos industriales, como los residuos del laminado contienen metales tóxicos, tales pruebas a menudo requieren estudios y tratamientos especiales.
4.- Muestras sobresaturadas con OD: Las muestras que contienen concentraciones de OD por encima de la saturación a 20°C pueden ser encontradas en aguas frías o en aguas donde ocurre fotosíntesis. Para prevenir pérdidas de oxígeno durante la incubación de tales muestras, reducir el OD hasta la saturación a 20±3°C, agitando la muestra vigorosamente en frascos parcialmente llenos o inyectando aire comprimido limpio y filtrado.
5.- Muestras que contienen peróxido de hidrógeno: Remanentes de peróxido de hidrógeno en muestras de algunas industrias en el proceso del blanqueo usadas por fábricas textiles y de papel, pueden provocar niveles supersaturados de oxígeno en muestras tomadas para ensayos de DBO. Mezclar tales muestras vigorosamente en recipientes abiertos por suficiente tiempo para permitir que el peróxido de hidrógeno se disipe antes de realizar la prueba de DBO. Chequear la remoción de peróxido observando las concentraciones de oxígeno disuelto con el paso del tiempo durante mezclas o usando tiras de peróxido. Los tiempos de mezclas pueden variar de 1 a 2 horas dependiendo de la cantidad de peróxido de hidrógeno presente. La reacción de peróxido puede ser considerada completa cuando el OD no incrementa 30 minutos después de haber realizado la mezcla vigorosa.
B. Selección y almacenamiento de fuente de agua para dilución de muestras para DBO
Obtener agua de la fuente adecuada (destilada). Asegurarse que el agua está libre de metales pesados, especialmente cobre y sustancias tóxicas como el cloro que puede interferir en las mediciones de la DBO. El agua desionizada a menudo contiene suficientes cantidades de orgánicos y microorganismos que pueden causar fallas en la comprobación del control de calidad de agua de dilución.
Esta fuente de agua puede ser almacenada y ser oxigenada por 24 horas antes de usada en la preparación del agua de dilución, verificando el criterio < 0.20 mg/L DBO5 para el control de calidad del blanco de agua de dilución. El almacenamiento prolongado por demasiados días puede mejorar la calidad del agua, pero el crecimiento bacteriano puede causar otros deterioros.
C. Preparación de semillas de suspensión
Esto es necesario para tener en cada botella de DBO una población de microorganismos capaces de oxidar la materia orgánica biodegradable en la muestra. La fuente de la semilla puede proceder de agua residual doméstica, efluentes no clorados o no desinfectados y de las aguas de superficie que reciben las descargas de agua residual que contengan una población microbiana satisfactoria.
Algunas muestras (por ejemplo, algunos residuos industriales no tratados, residuos desinfectados, residuos con alta temperatura, residuos que tienen valores de pH menos que 6 o más que 8, o residuos almacenados más de 6 horas de haber sido recolectados) no contienen una suficiente población microbiana.
Es preferible que la semilla se obtenga a través de un sistema de tratamiento biológico procesador de residuos adaptada en el laboratorio mediante aireación continuamente y añadiendo pequeños incrementos diarios de residuos, recomendándose inhibir la nitrificación. Si no se dispone de esta utilizar el sobrenadante del agua residual doméstica en reposo, al menos 1 hora. No filtrar ya que esto removería los microorganismos de la semilla.
PROCEDIMIENTO ANALÍTICO
A. Preparación del agua de dilución
Tomar el volumen deseado de la fuente de agua almacenada, según el tamaño de las botellas a trabajar. Chequear para asegurar que la concentración de oxígeno disuelto es al menos 7.5mg/L antes de usar agua para la prueba de DBO, sino añadir OD agitando las botellas vigorosamente o por burbujeo de aire filtrado libre de compuestos orgánicos. Alternativamente almacenar el agua en botellas lo suficientemente grandes con tapón de algodón para permitir su saturación.
Añadir 1 mL de cada una de las siguientes soluciones: tampón fosfato, MgSO4, CaCl2, y FeCl3 en 1L de agua de dilución a preparar. Mezclar completamente y llevar a temperatura de 20± 3°C.
Preparar agua de dilución inmediatamente antes de usar, a menos que los blancos de dilución muestren que el agua es aceptable después de tiempos de almacenamiento muy largos.
Si los blancos de agua de dilución muestran una diferencia de oxígeno disuelto mayor de 0.20mg/L, obtener un agua adecuada para mejorar la purificación o usar agua de otra fuente.
No añadir agentes oxidantes o exponer el agua a luz ultravioleta el agua de dilución con el fin de obtener los rangos del blanco de dilución.
B. Ajuste de Temperatura de la muestra
Llevar muestras a 20±3°C antes de hacer las diluciones.
C. Preparación de diluciones
Hacer diversas diluciones preparadas a la muestra, al menos 3 diluciones, con el fin de obtener un OD final de al menos de 1.0mg/L y una diferencia de OD de al menos 2.0mg/L después de los 5 días de incubación.
Se recomiendan cinco diluciones si la experiencia con una muestra particular no produce al menos tres botellas que tienen diferencias de OD mínimo aceptable y límites residuales. La experimentación con una muestra concreta permitirá el uso de un número menor de diluciones.
Un análisis más rápido como DQO puede ser relacionado con el DBO y servir de guía en la selección de diluciones. A falta de conocimiento de datos previos o en el caso de muestras nuevas, utilizar los siguientes porcentajes para la preparaciónde diluciones:
0.01 a 1.0% para residuos industriales fuertes.
1 a 5% para aguas residuales crudas y estabilizadas. 
5 a 25% para efluentes tratados biológicamente.
25 a 100% para aguas superficiales contaminadas
El número de frascos que se preparan por cada dilución depende de la técnica para determinar el OD y del número de duplicados deseados.
La preparación de las diluciones es en recipientes o envases volumétricos y luego transferir a las botellas de DBO o preparar directamente en las botellas de DBO. Cualquier método de dilución puede ser combinado con cualquier técnica de medición de OD.
1.- Cuando se preparen las diluciones en envases volumétricos: Utilizando una pipeta de boca ancha, agregar la cantidad deseada de muestra preparada a cada frasco o probeta. Mezclar bien la muestra antes de pipetear para evitar pérdida de sólidos por sedimentación. Para diluciones mayores de 1% hacer una dilución previa en una probeta antes de hacer la dilución final. Llenar probetas o frascos, a casi, dos terceras partes de total con agua de dilución evitando la entrada de aire. Añadir cantidades apropiadas de suspensión de semillas y el inhibidor de la nitrificación| y complete finalmente con agua de dilución. Mezclar bien evitando la entrada de aire, sifonear la dilución mezclada a las botellas sin dejar que sedimenten los sólidos durante la transferencia.
2.-Cuando se preparen las diluciones directamente en el frasco de DBO: Usando una pipeta volumétrica de boca ancha, agregar el volumen de muestra deseado a los frascos de DBO. Llenar cada botella de DBO aproximadamente las dos terceras partes con agua de dilución. Añadir cantidades apropiadas de suspensión de semillas y el inhibidor de la nitrificación para cada botella de DBO. Cuando una botella contiene más del 67% de muestra después de la dilución, los nutrientes pueden encontrarse limitados en la muestra diluida y subsecuentemente pueden reducir la actividad biológica. En tales pruebas, añadir el nutriente, minerales y las soluciones tampón directamente a la muestra diluida en una proporción de 1mL/L (0.30 mL/botella de 300mL) o usar soluciones comerciales preparadas designadas para dosificar de acuerdo al tamaño apropiado de la botella.
Adición de suspensión de la semilla
Si la siembra se realiza, añadir la suspensión de semilla al recipiente de dilución o a cada botella de DBO antes de la dilución final. No añadir las semillas directamente a las muestras de agua residual si éstas contienen sustancias tóxicas antes de la dilución.
Generalmente 1 a 3 mL de agua residual estabilizada, ó 1 a 2mL de mezcla líquida de un efluente primario diluida al 10%, para cada botella de DBO proporcionará una cantidad adecuada de microorganismos. No filtrar la suspensión de la semilla antes de usarla. Agitar la suspensión de la semilla durante la transferencia para asegurar que la misma cantidad de microorganismos es añadida a cada botella de DBO. Siempre registrar el volumen exacto de suspensión de semilla añadido a cada botella. El consumo de Oxígeno Disuelto atribuible para la semilla adicionada por cada botella generalmente está entre 0.6 a 1.0 mg/L, por lo que la cantidad de semilla adicionada a cada botella de DBO deberá ser ajustada a este rango. Esto se logrará realizando pruebas con ácido glutámico-glucosa (GGA) para la obtención de resultados de 198 ± 30.5 mg/L. Por ejemplo, si 1mL de suspensión de semilla logra 198 ± 30.5 mg/L de DBO en la prueba con GGA, entonces se usará 1mL de suspensión por cada botella de DBO.
D. Sellado de Botellas
Completar el llenado de cada botella, adicionando suficiente agua de dilución de tal manera que al insertar el tapón se desplace todo el aire, sin dejar burbujas en la botella.
Mezclar la muestra girando manualmente la botella varias veces, a menos que un sensor de oxígeno que tiene un agitador se utilice inmediatamente para medir la concentración del OD inicial.
Para prevenir la absorción de aire por la botella durante la incubación use un sello de agua, los cuales se obtienen invirtiendo las botellas en un baño de agua o adicionando agua en el reborde cóncavo de la boca de las botellas especiales para la DBO. Colocar una capa de papel o plástica o un capuchón metálico sobre la boca de la botella para reducir la evaporación del sello de agua durante la incubación.
E. Determinación de OD inicial
Usar el método Iodométrico de modificación azida en todas las muestras diluidas, blancos de agua de dilución y control de semilla. Remplazar cualquier contenido desplazado con suficiente muestra diluida o agua de dilución para llenar las botellas, ajustar los tapones en las botellas y formar el sello de agua antes de iniciar la incubación. Después de preparar la dilución determinar el OD inicial dentro de los 30 minutos. Preparar una botella extra por cada dilución para la determinación del OD inicial.
a.- Para la muestra recolectada en una botella de 250 a 300 ml, añadir 1mL de solución de MnSO4, 1mL de reactivo álcali-yoduro-azida.
Si las pipetas son sumergidas en la muestra, enjuagarlas antes de devolverlas a las botellas del reactivo. Taponar cuidadosamente para evitar burbujas de aire y mezclar pocas veces invirtiendo la botella.
Cuando el sedimento ha decantado lo suficiente (para aproximadamente la mitad de volumen de la botella) dejar claro el sobrenadante por encima de la masa flocosa de hidróxido de manganeso, añadir 1.0 mL de H2SO4cc.
Taponar y mezclar varias veces por inversión del frasco, hasta que la disolución sea completa. Titular un volumen correspondiente para 200mL de la muestra original después de la corrección para la muestra perdida por el desplazamiento con reactivos. Así, para un total de 2mL (1mL cada uno) de MnSO4 y reactivo álcali-yoduro-azida en una botella de 300mL, titular 200*300/(300-2)= 201mL.
b.- Titular con solución de Na2S2O3 0.025M a color amarillo pálido.
Añadir pocas gotas de solución de almidón y continuar titulando hasta la primera desaparición del color azul. Si el punto final es rebasado, valorar en retroceso con solución de biyodato de 0.0021M, añadir gota a gota o por adición de un volumen medido de la muestra tratada. Corregir para la cantidad de solución de biyodato o muestra. Hacer caso omiso de subsiguientes recoloraciones debido al efecto catalítico del nitrito o para trazas de sales férricas que no han sido complicadas con fluoruro.
*Para calcular el O.D. :
-1 mL de Na2S2O3 0.025 N = 1 mg OD/L.
-Si la concentración del Na2S2O3 es diferente de 0.025 N, utilizar la siguiente ecuación:
F. Incubación de las Muestras
Incubar a 20±1ºC las botellas tapadas y selladas que contienen las diluciones deseadas, los controles de semilla, los blancos de agua de dilución y los patrones de glucosa-ácido glutámico. Evitar la luz para evitar el crecimiento de algas en las botellas durante la incubación.
H. Determinación del OD Final
Después de 5días ± 6horas de incubación, determinar el OD de todas las muestras diluidas, control de semilla, blancos de agua de dilución y el patrón de glucosa-ácido glutámico, usando el método título métrico de modificación azida o el método de electrodo de membrana.
VI. Cálculos y Resultados:
· Determinación de Demanda Bioquímica Oxigeno:
1. Para cada prueba de botella que tiene una reducción en OD de 2,0 mg/L y al menos 1,0 mg / L de OD final, calcular de la siguiente manera:
Donde:
D1= OD inicial de la muestra diluida después de la preparación, mg/L.
D2= OD final de la muestra después de 5 días de incubación a 20°C, mg/L .
S = Consumo de oxígeno de las semillas, Δ OD / ml de suspensión de semilla añadida por botella. (S = 0 si la muestra no es sembrada) .
Vs= Volumen de semilla en la respectiva botella, mL.
P = Fracción volumétrica decimal de la muestra usada. 1/P= Factor de dilución
2. Si la reducción de OD es menor de 2.0mg/L y la concentración de la muestra es realizada al 100% (no se ha realizado dilución, excepto para las semillas, nutrientes, minerales y soluciones buffer), entonces realizar la corrección de semilla actual y elconsumo de OD puede ser reportado como DBO aun si está menos de
2.0 mg/L.
3. Cuando todas las diluciones dan como resultado un OD final <1.0, seleccionar la botella con más baja concentración de OD consumido (máxima dilución) y reportar:
Las muestras que presentan grandes diferencias entre el DBO calculado para diferentes diluciones, por ejemplo, mayor que 30% pueden indicar la presencia de una sustancia tóxica o problemas analíticos. Cuando los efectos se vuelven repetitivos, investigar para identificar la causa. Identificar en las pruebas reportadas si no se cumplen los siguientes criterios de control de calidad:
· Blanco de agua de dilución es superior a 0.20mg/L.
· Chequear si el ácido glutámico-glucosa está fuera de los límites aceptables.
· Réplicas de las pruebas muestran diferencia más de 30% entre los valores altos y bajos.
· Control de semilla no cumplen con los criterios anteriores establecidos en todas las diluciones.
· OD final es menor de 1,0 mg/L.
VII. Resultados
Calibración de Oxímetro
	ítem
	Equipo
	P (mmHg)
	T (25°C)
	Porcentaje de Aceptación
	1
	Oxímetro
	760
	25
	100%
Datos Sin Semilla
Tabla 1
Datos de las matrices sin semilla.
	Item
	Matrices
	Unidades
	Vm(ml)
	OD inicial
	OD final 1
	OD final 2
	OD resultante
	V total (ml)
	1
	A.M.
	mgO2/L
	30
	9.2
	2.7
	2.6
	2.7
	300
	2
	A.R.I.
	mgO2/L
	1
	9.8
	2.5
	2.4
	2.5
	300
	3
	A. R.D
	mgO2/L
	5
	9.5
	2.6
	2.7
	2.7
	300
	4
	A.U.C.H.
	mgO2/L
	300
	9.4
	9.2
	9.1
	9.2
	300
	5
	A.Sub
	mgO2/L
	240
	9.2
	7.5
	7.4
	7.5
	300
Obtención de la OD Resultante:
· Reemplazando:
Tabla 2
Resultados de Demanda Bioquímica de Oxígeno (DBO).
	Item
	Matrices
	Unidades
	OD Inicial
	OD Resultante
	P (Factor de dilución)
	DBO (mg/L)
	Norma
	Condición
	1
	A.M.
	mgO2/L
	9.7
	2.7
	0.100
	71
	ECA cat4
	NO CUMPLE
	2
	A.R.I.
	mgO2/L
	9.4
	2.5
	0.003
	2085
	Curtiembre
	NO CUMPLE
	3
	A. R.D
	mgO2/L
	9.6
	2.7
	0.017
	417
	DS-003-2010 MINAM
	NO CUMPLE
	4
	A.U.C.H.
	mgO2/L
	9.3
	9.2
	1.000
	0.15
	DS-031-2010-SA 
	NO APLICA
	5
	A.Sub
	mgO2/L
	9.4
	7.5
	0.800
	2.438
	ECA Cat1 A1
	SÍ CUMPLE
Obtención de P (factor de dilución):
· Reemplazando
Obtención de DBO (mg/L):
· Reemplazando
Con Semilla
Tabla 3
Obtención de OD resultante de las muestras. 
	Item
	Matrices
	Unidades
	Vm(ml)
	OD inicial
	OD final 1
	OD final 2
	OD resultante
	V total (ml)
	1
	A.M.
	mgO2/L
	30
	9.7
	2.6
	2.5
	2.6
	300
	2
	A.R.I.
	mgO2/L
	1
	9.6
	2.5
	2.6
	2.6
	300
	3
	A. R.D
	mgO2/L
	5
	9.8
	2.5
	2.6
	2.6
	300
	4
	A.U.C.H.
	mgO2/L
	300
	9.5
	9.2
	9.1
	9.2
	300
	5
	A.Sub
	mgO2/L
	240
	9.4
	8.9
	9.0
	9.0
	300
Obtención de la OD Resultante:
· Reemplazando:
Tabla 4
Obtención de OD resultante de las semillas.
	Item
	Matrices
	Unidades
	Vm(ml)
	B inicial
	B final 1
	B final 2
	OD resultante
	V total (ml)
	1
	A.M.
	mgO2/L
	30
	9.6
	9.5
	9.4
	9.5
	300
	2
	A.R.I.
	mgO2/L
	1
	9.7
	9.3
	9.2
	9.3
	300
	3
	A. R.D
	mgO2/L
	5
	9.6
	9.2
	9.2
	9.2
	300
	4
	A.U.C.H.
	mgO2/L
	300
	9.7
	9.5
	9.4
	9.5
	300
	5
	A.Sub
	mgO2/L
	240
	9.5
	9.1
	9
	9.1
	300
Obtención de la OD Resultante:
· Reemplazando:
Tabla 5
Resultados de Demanda Bioquímica de Oxígeno (DBO).
	
	Muestra
	Semilla
	
	Ítem
	Matrices
	Unidades
	OD Inicial
	OD Resultante
	B inicial
	B final
	P (Factor de dilución)
	DBO (mg/L)
	Norma
	Condición
	1
	A.M.
	mgO2/L
	9.7
	2.6
	9.6
	9.5
	0.100
	70.2
	ECA cat4
	NO CUMPLE
	2
	A.R.I.
	mgO2/L
	9.6
	2.6
	9.7
	9.3
	0.003
	1980.5
	Curtiembre
	-
	3
	A. R.D
	mgO2/L
	9.8
	2.6
	9.6
	9.2
	0.017
	411.4
	DS-003-2010 MINAM
	NO CUMPLE
	4
	A.U.C.H.
	mgO2/L
	9.5
	9.2
	9.7
	9.5
	1.000
	0.4
	DS-031-2010-SA
	NO APLICA
	5
	A.Sub
	mgO2/L
	9.4
	9.0
	9.5
	9.1
	0.800
	0.5
	ECA Cat1 A1
	SÍ CUMPLE
Obtención de P (factor de dilución):
· Reemplazando
Obtención de la DBO (mg/L):
· Reemplazando:
VIII. Discusiones:
Tiburcio, R. (2019), en su investigación, determinó la Demanda Bioquímica de Oxígeno (DBO5) en el cuerpo marino receptor de la caleta Puerto Rico - Sechura – Piura. Durante el estudio se fijaron 15 estaciones aleatorias y con sospecha de ser zonas de contaminas, en cada estación se recolectaron muestras a diferente profundidad, como para aguas superficiales, medianas aguas y aguas profundas, con el fin de obtener resultados más precisos. Los resultados para DBO5 oscilan entre 1.1 a 4.05 mg/L, se concluye que el parámetro analizado está dentro de los estándares de calidad ambiental, para su determinación del dicho parámetro se utilizó el método electrométrico. Por otro lado, en los cálculos realizados para la matriz A.R.D. se determinó que el parámetro DBO es 411.4 mg/L, esto está por encima de los límites máximos permisibles (LMP) estipulado en el DS. Nº 003-2010-MINAM, lo cual indica que no debe pasar de 100 mg/L.
Ceballos, Y. (2019), en su investigación, realizó una evaluación bacteriológico y demanda bioquímica de oxígeno del agua de mar de las playas de Huanchaco y Salaverry, en la localidad de Trujillo – 2018. La demanda bioquímica de oxígeno DBO5 se realizó mediante la técnica de Winkler durante un periodo de 5 días. Los resultados arrojados determinaron que la playa de Huanchaco y Salaverry tan solo en el mes de noviembre sobrepasan el ECA de 5 mg/L, la cual es 6 mg/L, de esa manera, se pudo concluir que esto indica que presenta mayor concentración de materia orgánica presente en el agua. Por otro lado, en los resultados analizados para la matriz A.M. se obtuvo 70.15 mg/L, la cual sobre pasa el ECA que menciona que no debe sobrepasar 10 mg/L con respecto a dicho parámetro. 
Pabón y Orta (2020), en su investigación, evaluación de la calidad del agua de consumo de la Junta administradora de agua potable y saneamiento Regional Canchagua, para poder determinar la calidad de las fuentes, se realizaron análisis de parámetros físicos, químicos y microbiológicos, para ello, se tomó tres muestra de agua. Los resultados obtenidos para Demanda Bioquímica de oxígeno resulto ser 0.37 mg/L, 0.95 mg/L y 0.27 mg/L. De acuerdo a la normativa para dicho país los parámetros están dentro del rango aceptable para un agua de consumo humano. Por otro lado, en los resultados analizados para la matriz A.U.C.H. se obtuvo un resultado de 0.35 mg/L, la cual no existe normativa peruana para poder comprar y dar una conclusión de acuerdo al valor obtenido. 
IX. Conclusiones:
· Se determinó los DBO sin semilla de 5 Matrices de Agua recolectadas: A.M., A.R.I, A.R.D, A.U.C.H y A. Sub. Obteniendo 71 mg/L, 2085 mg/L, 417 mg/L, 0.15 mg/L y 2.438 mg/L respectivamente.
· Se determinó los DBO con semilla de 5 Matrices de Agua recolectadas: A.M., A.R.I, A.R.D, A.U.C.H y A. Sub. Obteniendo 70.2 mg/L, 1980.5 mg/L, 411.4 mg/L, 0.4 mg/L y 0.5 mg/L respectivamente.
· Se logró comparar los resultados con las normativas correspondientes. Las matrices de A. Sub. SÍ cumplen con el ECA CAT A1. Por otro lado, las matrices A.M, A.R.I. y A.R.D NO cumplen con los parámetros de la normativa ECA CAT 4, Curtiembre y DS.003-2010 MINAM respectivamente. Sin embargo, con la matriz de A.U.C.H. no se demostró si cumple o no, dado que no hay una normativa que aplique a esta categoría. 
X. Recomendaciones:
· Buscar/aplicar otros métodos para la determinación del DBO que nos permita minimizar y facilitar los procesos.
· Comparar los resultados obtenidos con normas internacionales, de las cuales nos podemos basar cuando no apliquen ciertas categorías en nuestras normativas nacionales. 
· Verificar el conocimiento sobre los EPP antes de cada practica y durante la práctica, teniendo más precaución en la manipulación de compuestos químicos.
XI. Referencias Bibliográficas:
Cevallos, Y. (2019). Calidad Bacteriológica y Demanda Bioquímica de Oxígeno del agua de mar de las playas de Huanchaco y Salaverry, Trujillo - 2018 [Tesis de pregrado, Universidad Nacional de Trujillo]. https://dspace.unitru.edu.pe/handle/UNITRU/13223
Pabón P. y Orta, D. (2020). Evaluaciónde la calidad del agua de consumo de la Junta administradora de agua potable y saneamiento Regional Canchagua [Tesis de pregrado, Escuela politécnica Nacional]. https://bibdigital.epn.edu.ec/handle/15000/20677?locale=en
STANDAR METHODS. For the examination of water and wastewater. 22ND. Edition. 2012.
Tiburcio, R. (2019). Demanda Bioquímica de oxígeno (DBO5) en el cuerpo marino receptor de La Caleta Puerto Rico-Sechura-Piura 2019 [Tesis de pregrado, Universidad Nacional de Piura]. https://repositorio.unp.edu.pe/handle/20.500.12676/2282
XII. Anexos:
12.1. Diagrama de Bloques del procedimiento de la Demanda Química del Oxígeno
Preparación Del Agua De Dilución
Pesar 8.5g KH2PO4 +
21.75 g K2HPO4+33.4 g Na2HPO4.7H2O+
1.7g NH4Cl; diluir con1 L de agua ultrapura. Verificar pH 7.2 ± 0.1
Pesar 22.5g MgSO4.7H2O
Diluir con 1L de agua ultrapura.
Pesar 27.5g CaCl2 diluir con 1 L de agua ultrapura.
Pesar 0.25 g FeCl3.6H2O
Diluir con 1 L de agua ultrapura.
Volumen de agua destilada para Bk, cepa, Estándar, muestras.
1.0 mL tampón fosfato/ Litro de agua de dilución.
1.0 mL de solución MgSO44 / Litro de agua de dilución.
1.0 mL de solución FeCl3 / Litro de agua de dilución.
1.0 mL solución CaCl2 por Litro de agua de dilución.
Saturar con bomba para acuario O.D llevar a 20± 3°C por 2 horas.
	
Verificación Del Agua De Dilución Y Blanco
Llenar 3 botellas Winkler con agua de dilución.
Incubar por 5 días a
20 °C en oscuridad.
Leer en oxímetro
ODf
Leer en oxímetro
ODi
Determinar O.D Consumido: 
ODi - ODf
Preparación De La Semilla o Cepa
La semilla o cepa es recogida del rio.
En el Winkler adicionar 2ml de cepa y llevar a volumen con agua de dilución.
Leer en oxímetro ODi
Incubar 5
días a 20
°C en oscuridad.
Leer en oxímetro ODf
Determinar
OD consumido: ODi - ODf
Estándar De Glucosa Y Acido Glutámico 198 ±22 mg/L
Pesar 150 mg Glucosa
+ 150 mg ácido glutámico y llevar a volumen con agua ultrapura.
En el Winkler adicionar 2ml de cepa + 6 ml estándar y llevar a volumen con agua dilución.
Leer en oxímetro ODi
Incubar 5
días a 20
°C y en oscuridad.
Leer en oxímetro ODf
Determinar OD consumido: 
ODi - ODf
	Pretratamiento De La MuestraAgregar el volumen relativo de tiosulfato de sodio 3%, mezclar, dejar en reposo por 10 – 20 min.
A cada 120 ml de muestra agregar 0.1 ml de tiosulfato de sodio.
Después de desarrollado el color comparar con la escala de color de la probeta para determinar la concentración de Cloro.
Muestras con Cloro residual.
Determinar la concentración de Cloro con el kit.
Neutralizar las muestras a pH 6.5-7.5 con H2SO4 1N o NaOH 1 N.
Llevar el agua de dilución y la muestra a 20°C ± 3 °C antes de hacer las diluciones.
Agregar 3 gotas de Cl -3, mezclar y dejar en reposo 1 min.
Adicionar a la probeta 7 gotas de Cl -1 + 1 gota de Cl -2 + 10ml de muestra y mezclar.
Procedimiento Del Análisis A La Muestra.Llenar el tercer Winkler con 2ml cepa + muestra según la dilución y llevar a volumen con agua de dilución.
Leer en oxímetro ODi
Incubar 5
días a 20°C y en oscuridad.
Leer en oxímetro ODf
Determina O.D
Consumido: ODi - ODf
Fuente: Elaboración propia.