Evaluación de la capacidad de formación de biofilm por microorganismos patógenos causantes de enfermedades transmitidas por alimentos

Vista previa del material en texto

Facultad de Ciencias Veterinarias 
 
-UNCPBA- 
 
 
 
Evaluación de la capacidad de formación de 
biofilm por microorganismos patógenos 
causantes de enfermedades transmitidas por 
alimentos. 
 
 
 
Arbeleche Nicolás Agustín; Posada Izquierdo Guiomar Denisse; 
Etcheverría Analía. 
 
 
Marzo, 2019 
 
Tandil 
Evaluación de la capacidad de formación de biofilm por 
microorganismos patógenos causantes de enfermedades 
transmitidas por alimentos. 
 
 
 
 
 
 
Tesina de la Orientación de Tecnología de los Alimentos presentada como parte 
de los requisitos para optar al grado de Veterinario del estudiante: Arbeleche 
Nicolás Agustín. 
 
 
 
 
 
Tutor: Posada Izquierdo Guiomar Denisse. 
 
 
Director: Etcheverría Analía. 
 
 
 
 
 
 
 
Evaluador: Tabera Anahí. 
 
 
RESUMEN 
 
 
La capacidad de los microorganismos para adherirse a las superficies y formar 
biofilms se ha convertido en una seria preocupación para la industria alimentaria. 
Principalmente porque dentro de estas comunidades las células son más 
resistentes a los procesos de limpieza y desinfección. Además pueden estar 
presentes patógenos alimentarios, lo que supone un riesgo para la salud pública. 
Por ello el objetivo de este trabajo fue evaluar y caracterizar la capacidad de 
formación de biofilm de Salmonella spp., Escherichia coli O157:H7, Listeria 
monocytogenes y Staphylococcus aureus subsp. aureus . En total ocho cepas 
fueron cultivadas a 30ºC durante 48 horas en placas micro-titer de poliestireno 
utilizando caldo infusión cerebro corazón y caldo tripticasa de soja como medios 
de cultivo. Se utilizó un espectrofotómetro Bioscreen C para medir la densidad 
óptica (DO) a 600nm. Posteriormente, se realizó una clasificación según la 
intensidad del biofilm producido. Los resultados obtenidos muestran que todas 
de las cepas fueron capaces de formar biofilm en alguna de las condiciones 
propuestas, exhibiendo en ciertos casos una fuerte producción. Esto propone un 
escenario en el cual habrá que trabajar activamente para asegurar la inocuidad 
de los alimentos y proteger al consumidor. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PALABRAS CLAVE: Biofilm, Escherichia coli, Salmonella, Listeria 
monocytogenes, Staphylococcus aureus. 
 
 
 
INDICE 
 
 
INTRODUCCIÓN ............................................................................................... 1 
CARACTERÍSTICAS DE LOS MICROORGANISMOS Y ENFERMEDADES 
CAUSADAS ........................................................................................................ 2 
Escherichia coli verotoxigénico ....................................................................... 2 
Síndrome urémico hemolítico ...................................................................... 3 
Situación en Argentina ................................................................................. 4 
Listeria monocytogenes .................................................................................. 4 
Listeriosis ..................................................................................................... 5 
Staphylococcus aureus ................................................................................... 6 
Intoxicación estafilocócica ........................................................................... 7 
Salmonella spp. .............................................................................................. 8 
Salmonelosis ............................................................................................... 9 
DEFINICIÓN DE BIOFILM ............................................................................... 10 
FORMACIÓN DE BIOFILM .............................................................................. 10 
Adhesión reversible ...................................................................................... 10 
Adhesión irreversible .................................................................................... 11 
Maduración ................................................................................................... 11 
Dispersión ..................................................................................................... 12 
HERRAMIENTAS PARA EL ESTUDIO DEL BIOFILM ..................................... 12 
MATERIALES Y MÉTODOS ............................................................................ 14 
RESULTADOS Y DISCUSIÓN ......................................................................... 17 
CONCLUSIONES ............................................................................................. 22 
BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................ 23 
 
 
 
 
1 
 
INTRODUCCIÓN 
 
El acceso a alimentos inocuos y nutritivos en cantidad suficiente es 
fundamental para mantener la vida y fomentar la buena salud (OMS, 2017). Las 
enfermedades transmitidas por alimentos (ETA) son uno de los problemas de 
salud pública que se presentan con más frecuencia en la vida cotidiana de la 
población (OPS y FAO, 2016). Tal es así, que se estima que alrededor de 600 
millones de personas enferman al año por ingerir alimentos contaminados, y se 
producen 420.000 muertes por la misma causa (OMS, 2017). Si bien los peligros 
que originan una ETA pueden ser de tipo físico, químico o biológico, en éste 
trabajo se profundizará sólo en el último; específicamente sobre ciertas bacterias 
y el biofilm (también llamado biopelícula) que son capaces de formar. 
Las biopelículas representan una seria preocupación para la industria 
alimentaria que pueden reducir la calidad y seguridad de los productos 
alimenticios debido al potencial contaminante que suponen (Somers et al., 2004), 
y son varios los factores que contribuyen a ello. Por un lado, la estructura del 
biofilm actúa como elemento protector de los microorganismos alojados 
confiriéndoles mayor resistencia física, química y mecánica (Flemming et al., 
2016). Además de facilitar la concentración de nutrientes, minimiza el contacto 
con sustancias biocidas y previene la desecación del entorno (Carton et al, 
2011). Por el otro, las superficies de las maquinarias y utensilios utilizados en la 
industria alimentaria, junto con la materia orgánica remanente de procesos de 
limpieza y desinfección deficientes, proporcionarían el aporte de nutrientes y las 
condiciones necesarias para la proliferación y supervivencia de microorganismos 
(Srey et al., 2013). 
Un informe de la Autoridad Europea de Seguridad Alimentaria (EFSA y 
ECDC, 2017) indica que durante el año 2016 se reportaron 2536 casos 
confirmados de listeriosis, 94530 de salmonelosis y 6378 asociados a 
Eschericha coli productora de toxina Shiga (STEC). 
El objetivo de este trabajo es determinar si cepas de Salmonella spp., 
Escherichia coli O157:H7, Listeria monocytogenes y Staphylococcus aureus 
subsp. aureus son capaces de producir biofilm en diferentes medios nutritivos. 
2 
 
CARACTERÍSTICAS DE LOS MICROORGANISMOS Y ENFERMEDADES 
CAUSADAS 
 
Escherichia coli verotoxigénico 
 
Escherichia coli es una bacteria Gram negativa, aerobia-anaerobia 
facultativa; que pertenece a la familia Enterobacteriaceae. Se la considera 
microflora comensal del intestino de animales y humanos. 
En cuanto a su metabolismo, es capaz de fermentar glucosa y lactosa 
produciendo gas cuando se cultiva a 35ºC; de producir indol a partir de triptófano, 
y de arrojar resultados positivos a la reacción de rojo de metilo. Por otro lado es 
incapaz de utilizar citrato como única fuente de carbono; y de producir acetoína, 
hecho que se manifiesta al conseguir resultados negativos en la reacción de 
Voges – Proskauer. 
Teniendo en cuenta una serie de antígenos celulares, Kauffman 
estableció un sistema para identificar las diferentes cepas: el antígeno “O” 
somático (polisacáridos de la membrana externa) determina el serogrupo; el 
antígeno “H” flagelar(proteínas de flagelo) en combinación con el antígeno “O” 
(O:H) indican el serotipo. En algunos casos, antígenos “K” capsulares también 
son utilizados en la identificación bacteriana. 
En base a su mecanismo de patogenicidad, las cepas de Escherichia coli 
productoras de cuadros gastrointestinales se clasifican en seis patotipos: EIEC 
(E. coli enteroinvasivo), EAEC (E. coli enteroagrativo), ETEC (E. coli 
enterotoxigénico), EPEC (E. coli enteropatógeno), DAEC (E. coli difusamente 
adherente) y EHEC (E. coli enterohemorrágico). El patotipo EHEC también se ha 
descrito como STEC (E. coli productora de toxina Shiga) y VTEC (E. coli 
verotoxigénico) (Farfán García et al., 2016). El presente trabajo se centra 
particularmente en VTEC. 
Las cepas VTEC fueron relacionadas con brotes alimentarios en los 
cuales se presentó diarrea acuosa y colitis hemorrágica, el causante de ello fue 
la ingestión de carne cruda o mal cocida (Riley et al., 1983). 
Karmali (1983) asoció estas mismas cepas con pacientes con síndrome 
urémico hemolítico (SUH), y describió la presencia en heces de una citotoxina 
con actividad sobre las células Vero. Esta toxina denominada “Verotoxina” 
(también conocida como SLT, por sus siglas en inglés) es el principal factor de 
3 
 
virulencia. En los casos mencionados también se aisló E. coli O157:H7, sin 
embargo se sabe que serotipos no-O157:H7 son capaces de producir SUH 
(Misselwitz et al., 2003). 
Las verotoxinas guardan relación con la toxina Shiga producida por 
Shigella dysenteriae tipo 1 siendo esta unas de las toxinas bacterianas más 
potentes conocidas, y si bien comparten el mecanismo de acción, 
antigénicamente son diferentes (Melton Celsa, 2014). Las verotoxinas se 
clasifican en dos grandes grupos (SLT-1 y SLT-2) y están conformadas por una 
subunidad A y cinco subunidades periféricas B. La subunidad B es la primera en 
adherirse a los receptores Gb3 de la superficie epitelial de los enterocitos, e 
induce el proceso de endocitosis que le permite a la subunidad A alcanzar el 
citoplasma celular. Finalmente genera una alteración letal al interferir con la 
síntesis proteica ribosomal, lo que culmina con la muerte celular por apoptosis. 
Posteriormente las verotoxinas alcanzan la corriente sanguínea y los neutrófilos 
colaboran en la diseminación hacia otros tejidos. Las consecuencias letales 
antes mencionadas tienen el mismo efecto en las células endoteliales del 
glomérulo renal, eritrocitos y células cerebrales. Es por esto que las verotoxinas 
juegan un papel fundamental en el daño fisiopatológico ocasionado en el SUH 
(Prado et al., 2008). 
 
Síndrome urémico hemolítico 
 
El SUH fue descrito por Gasser por primera vez en 1955. Es una 
enfermedad de curso agudo que se caracteriza por presentar anemia hemolítica, 
microangiopatía trombótica, trombocitopenia, insuficiencia renal aguda y diarrea 
sanguinolenta que puede o no, estar presente (Ibarra, 2008). También suele 
presentarse con fiebre, vómitos, dolor abdominal; y el compromiso neurológico 
es frecuente. En su presentación atípica se produce una desregulación de la vía 
alternativa del complemento que aumenta el daño endotelial y generaliza la 
microangiopatía, lo que provoca la muerte o necesidad de diálisis en más del 
50% de los pacientes (Campistol et al., 2013). 
Aunque el SUH afecta principalmente a niños menores de 5 años se han 
confirmado casos donde los pacientes alcanzaban los 13 años de edad (Torres 
et al., 2018). Los ancianos también pueden ser susceptibles (Ibarra, 2008). 
4 
 
Las vías de transmisión incluyen el contacto directo con animales, 
contaminación fecal-oral y la contaminación cruzada de alimentos. 
Los alimentos involucrados de mayor importancia son la carne y productos 
cárnicos (principalmente hamburguesas y carne molida poco cocida), leche y 
productos lácteos, y vegetales como los brotes de soja (Rivas, 2006). 
 
Situación en Argentina 
 
Argentina encabeza el ranking mundial con una tasa de incidencia anual 
de 15 casos/ 100.000 niños menores de 5 años. Todos los años se registran 
entre 300 y 500 casos nuevos de enfermedad (Antman et al., 2014). Además de 
ser la primera causa de insuficiencia renal aguda y la segunda de insuficiencia 
renal crónica (Betancor, 2016), es también causante del 29% de los trasplantes 
renales en niños y adolescentes (Exeni, 2001). Durante la fase aguda la 
mortalidad ronda entre 2 y 4%. Cerca del 60% de los pacientes logra superar 
esta etapa sin secuelas. Sin embargo, alrededor del 5% de los niños desarrolla 
insuficiencia renal crónica, que requerirá el trasplante renal o hemodiálisis 
permanente. Se calcula que 30% presenta grados variables de microhematuria 
y proteinuria que pueden persistir durante décadas (Ibarra, 2008). 
 
 
Listeria monocytogenes 
 
Listeria monocytogenes es un patógeno intracelular Gram positivo, 
aerobio anaerobio facultativo, móvil cuando se encuentra a menos de 30ºC, e 
incluso capaz de crecer a temperaturas de refrigeración y con bajos valores de 
actividad de agua. A esto mencionado, se le suma la tolerancia a elevadas 
concentraciones de sal y amplio rango de pH, que le confiere una resistencia 
extra a las condiciones ambientales y al efecto de las operaciones tecnológicas. 
Puede ser encontrada en el suelo, agua, heces y materia vegetal en 
descomposición. El principal reservorio lo constituye el ganado bovino, porcino y 
ovino. Los animales y el hombre pueden ser portadores asintomáticos 
(Cisternas, 2002). 
5 
 
En cuanto a su metabolismo, reacciona positivamente a la prueba de 
catalasa y negativamente a la de oxidasa; hidroliza la esculina, y es capaz de 
fermentar glucosa y maltosa (Benadof, 2008). 
En base a los antígenos somáticos y flagelares se describen 13 serotipos, 
de los cuales sólo 3 (1/2a, 1/2b, 4b) provocan la mayor parte de casos 
registrados de listeriosis en el hombre (Vera et al., 2013). 
El proceso de infección consta de varias fases: adhesión a la célula 
hospedadora, ruptura y escape desde el fagosoma hacia el citosol, y replicación 
dentro de este. Luego de la multiplicación intracelular se produce la proliferación 
extracelular (Vera et al., 2013). En todos estos pasos son necesarios una serie 
de factores de virulencia: 
 factor regulador positivo A (PrfA): interviene en la expresión de los 
factores de virulencia (Lemon et al., 2010). 
 listeriolisina O (LLO), fosfatidilinositol fosfolipasa C (PI-PLC), 
fosfatidilcolina fosfolipasa C (PC-PLC): colaboran en la lisis del fagosoma 
(Camejo et al., 2011). 
 internalinas A, B, C y J (InlA, InlB, InlC, InlJ): participan en la adhesión e 
invasión celular (Bonazzi et al., 2009). 
 
Listeriosis 
 
La listeriosis es una enfermedad zoonótica que suele presentarse como 
casos esporádicos, y eventualmente, como brotes alimentarios. Afecta tanto a 
personas sanas como a inmunocomprometidas, ancianas, embarazadas, o niños 
recién nacidos (Sedano et al., 2013). 
El primer brote de listeriosis asociado a alimentos se registró en 1983 en 
Nueva Escocia. Este episodio fue originado por repollos contaminados con 
deposiciones de ovejas infectadas y dejó un saldo de 18 muertos (Schlech et al., 
1983). 
Típicamente se presentan dos cuadros clínicos: uno gastrointestinal, y 
otro invasivo. El primero se presenta unas 20 h después de haber sido 
consumido el alimento contaminado y prevalecen las náuseas, fiebre, vómitos y 
diarrea. El cuadro invasivo tarda entre 20 y 30 días (hasta 70 días) en 
manifestarse, y los signos varían de acuerdo al asiento de la lesión; puede 
6 
 
producir septicemia, abortos, endocarditis e infecciones localizadas, y en 
ocasiones la muerte. Con frecuencia logra afectar al sistema nervioso central, 
donde produce meningitis o meningoencefalitis. La sintomatología nerviosa se 
expresa con cambios conductuales, cefaleas, compromiso de la consciencia, 
mareos e inestabilidad (Castañeda Ruelaset al., 2014). 
Aunque la tasa de incidencia es muy baja comparada con otras ETA, la 
importancia de esta enfermedad radica en la mortalidad, que puede alcanzar 
hasta el 30% de los casos (Martínez Macias et al., 2012). 
La listeriosis puede ser transmitida por contacto directo con animales 
infectados, de madre a hijo durante el parto o dentro del útero, y principalmente 
mediante la ingestión de alimentos contaminados (Rossi et al., 2008). 
Los alimentos de mayor riesgo involucrados son aquellos que se 
encuentran mínimamente procesados, o productos RTE (en inglés ready to eat, 
listo para comer). Dentro de estos se puede mencionar embutidos, productos 
cárnicos (incluyendo los curados), quesos y productos lácteos fabricados a partir 
de leche cruda, pescado, mariscos, y vegetales congelados (Cordoba et al., 
2018). 
 
 
Staphylococcus aureus 
 
Staphylococcus aureus subsp. aureus es un microorganismo Gram 
positivo, inmóvil, aerobio-anaerobio facultativo, que se dispone en agrupaciones 
similares a racimos de uva. Dentro de este género se describen 17 subespecies 
que se diferencian entre sí, entre otras cosas, debido a la capacidad de producir 
coagulasa (Hennekinne et al., 2012). La cepa estudiada en este trabajo es capaz 
de producirla, por lo que se la denomina “coagulasa positiva”. Además, este 
microorganismo es productor de catalasa, pero no de oxidasa (INSHT, 2012). 
Staphylococcus aureus habita en la piel y mucosas de aves y mamíferos, 
entre ellos los humanos. En estos últimos es considerado flora normal de la 
región nasal, y se estima que entre 25 y 50% de la población sana es portadora 
(Cervantes García et al., 2014). 
Las condiciones ambientales para que S. aureus se multiplique incluyen 
un rango de temperatura que puede ir desde 7 a 48ºC, con pH de 4 a 10, 
7 
 
actividad de agua de 0.83 a 0.99, ClNa de hasta 20% y un potencial redox de -
200 mV a +200 mV. Las condiciones ideales para la producción de enterotoxinas 
se encuentran en una zona más estrecha de los márgenes antes mencionados 
(FSAI, 2011). 
Cuando ocurre una intoxicación estafilocócica las enterotoxinas son las 
responsables de provocar la sintomatología asociada. 
Las enterotoxinas estafilocócicas son potentes exotoxinas 
gastrointestinales que se clasifican en 9 serotipos (SEA, SEB, SEC, SED, SEE, 
SEG, SEH, SEI y SEJ), y debido a que producen inmunosupresión y proliferación 
masiva e inespecífica de células T son considerados superantígenos (Kadariya 
et al, 2014). La cepa CECT-4466 incluida en este trabajo es productora de 
enterotoxina tipo D (SED). 
Hay que tener en cuenta que las enterotoxinas producidas por S. aureus 
son resistentes a las altas temperaturas, bajo pH y enzimas digestivas; lo que 
dificulta su inactivación (Fisher et al., 2018). 
El mecanismo por el que las enterotoxinas presentan actividad 
superantigénica es bien conocido; al contrario, el modo de acción involucrado en 
la actividad emética todavía sigue sin caracterizarse. Algunos estudios sugieren 
que la 5-hidroxitriptamina (5-HT) o la vía de serotonina podrían estar implicadas 
(Pinchuk et al., 2010). 
 
Intoxicación estafilocócica 
 
La intoxicación estafilocócica es una ETA que se origina a partir del 
consumo de alimentos que contienen toxinas preformadas. Los síntomas suelen 
aparecer entre 2 h y 8 h después de la ingesta; e incluyen hipersalivación, 
vómitos violentos, náuseas y calambres abdominales, con o sin diarrea. Aunque 
los niños y ancianos pueden presentar cuadros severos que requieren 
hospitalización, ésta es una enfermedad autolimitante que suele resolverse en 
24 a 48 h (Argudin et al., 2010). 
La principal fuente de contaminación son los manipuladores de alimentos 
portadores de S. aureus, a través del contacto directo y prácticas inadecuadas. 
Debido a que S. aureus compite pobremente con la microflora de los alimentos 
crudos, las contaminaciones se asocian principalmente a los alimentos 
8 
 
previamente cocidos, y que luego fueron almacenados en condiciones que 
permiten la proliferación y producción de toxinas (Argudin et al., 2010). 
Los alimentos involucrados en este tipo de intoxicaciones son 
generalmente sándwiches, tortas, productos hechos en base a huevo y 
productos de pastelería (particularmente aquellos rellenos con crema y 
productos lácteos). S. aureus es un microorganismo halófilo por lo que los 
productos salados no quedan excluidos (Kadariya et al., 2014). 
 
 
Salmonella spp. 
 
El género Salmonella está conformado por más de 2500 serovares, entre 
ellos S. Typhimurium y S. Enteritidis son los notificados con mayor frecuencia a 
nivel mundial (Marcelo et al., 2017). 
Salmonella Enteritidis es una enterobacteria Gram negativa, aerobia-
anaerobia facultativa, no esporulada, que presenta movilidad por medio de pili. 
Este microorganismo es oxidasa negativo, no fermenta lactosa, y da 
resultados negativos a las pruebas de Voges- Proskauer, indol y ureasa; pero 
arroja resultados positivos a la prueba de catalasa, citrato, rojo de metilo, 
fermentación de glucosa, y descarboxilación de lisina y ornitina. Además es 
capaz de producir gas y ácido sulfhídrico (Stanchi, 2007). 
Estas bacterias crecen en temperaturas de entre 5 y 45ºC, y son 
destruidas a más de 70ºC. Son incapaces de crecer en medios con Aw inferior a 
0,94 (Villagomez Estrada, 2015), pero toleran la acidez estomacal y la alta 
osmolaridad intestinal (Barreto et al., 2016). 
El género Salmonella habita en el tracto gastrointestinal de humanos y 
otros seres vivos que actúan como reservorios. Entre estos se puede mencionar 
aves de corral, ganado vacuno, cerdos, mascotas, e incluso reptiles; pero 
también puede ser hallado en el ambiente. Los animales infectados, a través de 
sus heces, contaminan el suelo, plantas, y fuentes de agua (Wiedemann et al., 
2015; WHO, 2018). 
El mecanismo por el que este patógeno infecta al huésped depende de la 
producción de una serie de factores de virulencia. Dentro de estos se incluyen: 
fimbrias (SEF21, Curli, Pef, Lpf), adhesinas (BapA, SiiE, ShdA, MisL), flagelos, 
9 
 
lipopolisacáridos, invasinas (Rck, PagN), Sistema de secreción tipo 3 (T3SS-1). 
La regulación y expresión de estas herramientas son un proceso complejo que 
se encuentra codificado en Islas de Patogenicidad (SPI-1 a SPI-5) (Wiedemann 
et al., 2015). 
 
Salmonelosis 
 
La salmonelosis es una enfermedad zoonótica, mundialmente distribuida, 
causada por enterobacterias del género Salmonella (principalmente S. 
Typhimurium y S. Enteritidis) que anualmente provoca cuadros gastroentéricos 
en más de 93 millones de personas, de los cuales 80 millones son transmitidos 
por alimentos y 155.000 mueren (Majowicz et al., 2010). 
Esta enfermedad se caracteriza clínicamente por presentar de forma 
brusca diarrea acuosa o sanguinolenta, fiebre, cefalea, dolor abdominal, 
náuseas y ocasionalmente vómitos. Los signos aparecen entre 6 h y 72 h 
después de haber ingerido el alimento contaminado, y persisten por hasta 7 días 
(Parra et al., 2002). El estado de los pacientes puede complicarse dando lugar a 
deshidratación, artritis, o septicemia; y sobrevenir la muerte cuando los 
afectados son niños o personas inmunocomprometidas (ANMAT y RENAPRA, 
2015). 
La salmonelosis se transmite directamente al tomar contacto con animales 
portadores asintomáticos, por vía fecal-oral, o indirectamente a través de los 
alimentos contaminados (Barreto et al., 2016). 
Los alimentos implicados son huevos y productos derivados; carne aviar 
(pollo y pavo), de cerdo, vacuna y productos derivados; productos de las pesca; 
leche y productos lácteos; y en menor medida vegetales (EFSA y ECDC, 2017). 
 
 
 
 
 
 
 
 
10 
 
DEFINICIÓN DE BIOFILM 
 
El biofilm se define como una comunidad microbiana sésil, conformada 
por células que están adheridas irreversiblemente a un sustrato o interfase, o 
unas con otras; encerradas en unamatriz de sustancias poliméricas 
extracelulares producidas por ellas mismas; y que exhiben un fenotipo alterado 
en relación con la tasa de crecimiento y trascripción génica (Donlan, 2002). 
 
FORMACIÓN DE BIOFILM 
 
La formación de biofilm es un proceso complejo regulado por diversos 
factores que todavía no están del todo comprendidos (Stepanovic et al. 2004). A 
continuación se resumen (Figura 1) una serie de eventos en el que algunos 
autores logran coincidir: 
Figura 1. Etapas de la formación de biofilm (Fuente: Jacques, 2013). 
 
 
Adhesión reversible 
 
El proceso de formación del biofilm inicia con la adherencia de las células 
bacterianas a la superficie. Esta adhesión es inicialmente reversible, y puede 
darse de forma pasiva o activa, es decir que si bien estructuras como los flagelos, 
fimbrias y pili pueden contribuir a la adherencia primaria, no son esenciales para 
ello. Se refuerza esta idea al observar que muchas bacterias inmóviles tienen 
capacidad de formar biopelículas (Farinati, 2017). Se sabe que en esta unión 
reversible intervienen fuerzas electroestáticas, de van der Waals e interacciones 
hidrofóbicas. Estas fuerzas son afectadas por diversos factores, entre ellos 
11 
 
presión, temperatura, nutrientes y energía disponibles en el medio. Es necesario 
que las fuerzas de atracción venzan a las de repulsión durante el tiempo 
suficiente para que las bacterias se fijen unas a otras y a la superficie. La unión 
entre bacterias por medio de apéndices promueve reacciones de hidratación y 
oxidación que facilitan la formación de enlaces con la superficie (Navia et al., 
2010). 
 
Adhesión irreversible 
 
La etapa irreversible del proceso comienza cuando las uniones débiles se 
tornan permanentes, y la presencia de sustancias poliméricas extracelulares 
(EPS) colaboran en ello (Stoodley et al., 2002). Para que esto ocurra son 
necesarios una serie de cambios fisiológicos, y la expresión de los genes 
involucrados se ve afectada por las características de la superficie, entre ellas 
rugosidad, carga, hidrofobicidad, presencia de un medio acuoso y sus 
propiedades (Donlan, 2002; Stoodley et al., 2002). Otros estímulos externos 
como la densidad poblacional y el stress nutricional pueden influir sobre la 
expresión génica (Chmielewski y Frank, 2003). La producción de EPS junto al 
continuo crecimiento y agregación de nuevos microorganismos da lugar a la 
formación de microcolonias. Está demostrado que durante estos procesos de 
agregación, bacterias planctónicas del ambiente circundante son reclutadas 
mediante la comunicación célula a célula (quorum sensing) (Chmielewski y 
Frank, 2003). Los mensajeros que intervienen en la comunicación célula a célula 
deben llegar a las concentraciones requeridas para activar los genes 
involucrados en la diferenciación del biofilm hacia la madurez (Donlan, 2002). 
 
Maduración 
 
Se dice que el biofilm ha madurado cuando desarrolla una estructura 
organizada, que se describe como un grupo de microcolonias que se disponen 
en una capa simple o múltiple, contenidas dentro de una matriz de EPS que 
forma poros y espacios intersticiales por el que discurren canales de agua 
(Chmielewski y Frank, 2003). 
 
12 
 
Dispersión 
 
 
La dispersión es la última fase de la formación del biofilm, y se explica 
como un proceso activo en el que las células se desprenden de la comunidad 
hacia el medio, lo que les permite alcanzar nuevos nichos que les sean 
favorables. Una vez liberadas, las células retoman sus caracteres planctónicos 
(Stoodley et al., 2002). 
 
 
HERRAMIENTAS PARA EL ESTUDIO DEL BIOFILM 
 
En la actualidad hay gran variedad de herramientas que permiten 
cuantificar y observar distintos aspectos relativos a los biofilms. 
Según las distintas clasificaciones pueden ser físicas, químicas, 
microbiológicas, moleculares, de microscopia; in situ y ex situ; directas e 
indirectas; y estar orientadas a la evaluación de formación de biofilm, adhesión 
celular y cuantificación de células adheridas, identificación y localización de 
microorganismos dentro del biofilm, composición de EPS, además de medición 
de biomasa y viabilidad. 
 En cuanto a las técnicas microbiológicas-moleculares la determinación 
de unidades formadoras de colonias (UFC) es la más utilizada para determinar 
la viabilidad celular (Azeredo et al., 2017). También se dispone de otras 
metodologías como la citometría de flujo y qPCR pero su complejidad aumenta. 
 La espectroscopía de impedancia electroquímica (ECIS) es una técnica 
física que permite de manera indirecta evaluar la biomasa de un biofilm. Otros 
procedimientos como la tomografía computada por rayos X y resonancia 
magnética nuclear (NMR) pueden ser usadas para el estudio de las estructuras 
del biofilm. 
La microscopía es un pilar fundamental en el estudio de la microbiología, 
y elementos como el microscopio de laser confocal (CLSM) constituyen una de 
las herramientas ópticas más poderosa y versátil al momento de observar el 
desarrollo espacial de los biofilms y los procesos asociados. Ésta tecnología 
elimina señales fluorescentes fuera de foco a la vez que recoge imágenes en un 
13 
 
plano focal a resolución unicelular. La superposición de tales planos sumado a 
un análisis de imágenes, permite construir modelos 3-D con referencias 
cuantitativas de parámetros como grosor, rugosidad, biovolumen, y la muerte 
celular dentro de él. Su principal limitación es que la autofluorescencia de la 
muestra puede ocultar las señales de interés (Azeredo et al., 2017). 
En cuanto a las tinciones, se han descrito protocolos utilizando rojo congo, 
trypan blue y safranina, pero sin dudas el colorante más frecuénteme utilizado 
es el cristal violeta (Stepanovic et al., 2007). 
La metodología propuesta por Chritensens et al. (1982) emplea cristal 
violeta para evaluar la adherencia celular de forma cualitativa, incluyendo tubos 
como plataforma de cultivo celular. En este protocolo se realizan una serie de 
lavados, fijación, y tinción para revelar el biofilm adherido a la pared interna. El 
punto negativo de éste método radica en la subjetividad de la determinación 
puesto que está sujeta a la percepción del observador. Los ensayos en 
microplacas siguen el mismo concepto, pero al reemplazar al observador por un 
espectrofotómetro, se anula el componente subjetivo. 
El estudio de la formación de biofilms por el método de microplacas es 
con toda certeza el más difundido (Stepanovic et al., 2007). Esta técnica fue 
desarrollada por Fletcher para investigar la adherencia bacteriana y más tarde 
se comprobó su aplicación para el estudio de comunidades bacterianas sésiles. 
Entre las ventajas se puede destacar su versatilidad, al poder ser utilizado 
con gran número de microorganismos; y el alto rendimiento, que permite la 
combinación de muchas condiciones diferentes en simultáneo. Dentro de sus 
limitaciones hay que remarcar que debido a la naturaleza inespecífica del cristal 
violeta, esta prueba es incapaz de diferenciar entre microorganismos cuando las 
comunidades son polimicrobianas. Además por un lado puede subestimar la 
capacidad de desarrollo sésil debido al barrido de los microorganismos 
débilmente adheridos durante las maniobras de lavado, pero por el otro puede 
sobreestimarlo a causa del efecto de la gravedad sobre las células planctónicas, 
que pueden sedimentar y adherirse al fondo de los pocillos. Otro inconveniente 
es la falta de reproducibilidad, y a pesar de tener un uso generalizado, hay una 
amplia variedad de protocolos de tinción que dificulta la comparación de 
resultados entre los distintos estudios (Azeredo et al., 2017). 
14 
 
MATERIALES Y MÉTODOS 
 
Se utilizaron tres cepas de Salmonella spp. (CECT-556, GFP-690, GFP-
687), dos cepas de Escherichia coli O157:H7 (GFP-686, CECT-4782), dos cepas 
de Listeria monocytogenes (CECT-4032, CECT-935) y una cepa de 
Staphylococcusaureus subsp. aureus (CECT-4466). Todos los microorganismos 
pertenecen al Grupo de Investigación Higiene Bromatológica (HIBRO, PAIDI 
AGR-170) perteneciente al Departamento de Bromatología y Tecnología de los 
Alimentos de la Universidad de Córdoba, España. 
Se utilizaron como medios de cultivo caldo infusión cerebro corazón (BHI) 
y caldo tripticasa de soja (TSB). Ambos medios se utilizaron puros, y en el caso 
de TSB también se incluyó la dilución 1:10000. 
Las cepas GFP-690 y GFP-687 (Figura 2) fueron, además, cultivadas en 
medios a los que se le adicionó 15 μg/ml de gentamicina, con el fin de promover 
la expresión de genes fluorescentes y así facilitar su identificación. 
 
Figura 2. En la placa de la derecha se observa la fluorescencia de la cepa GFP-687 expuesta a luz UV. 
 
La técnica empleada fue una modificación de la descrita por Patel et al., 
2010. 
Los microorganismos, que se encontraban congelados en criobolas 
dentro de crioviales a -20ºC, fueron reactivados cultivándolos en caldos nutritivos 
TSB y BHI durante 24 h a 37ºC. Una sola criobola fue utilizada como inóculo 
15 
 
inicial. Posteriormente, mediante asas de inoculación estériles de 10 μl, se 
realizaron un total de 4 subcultivos. 
Del último subcultivo se tomaron inóculos con 16 h de incubación. En el 
caso del TSB también se utilizó una dilución 1:10000. Luego 200 μl de los 
inóculos puros y diluidos, y 200 μl de medio fueron depositados en cada pocillo 
de una placa de microtitulación de poliestireno estéril. Las placas de 
microtitulación fueron incubadas en condiciones estáticas durante 48 h a 30°C 
(Figura 3). 
 Figura 3. Placa con BHI cultivada durante 48 h. 
 
 
En cada réplica del experimento se utilizaron 8 pocillos por cada cepa y 
condición establecida, y 2 pocillos como control negativo. Como control negativo 
se usó medio de cultivo carente de inóculo bacteriano. 
Después de incubar las microplacas por 48 h, se eliminaron los 400 μl 
contenidos por volcado, y cada pocillo fue lavado tres veces con agua destilada 
estéril. Las microplacas se dejaron secar al aire durante 5 minutos. 
Posteriormente se adicionaron 400 μl de cristal violeta (solución al 0.41%) 
en cada pocillo y se dejó actuar durante 20 minutos. Transcurrido ese tiempo la 
solución de cristal violeta fue removida por volcado, y siguiendo el procedimiento 
16 
 
antes explicado se hicieron otros tres lavados con agua destilada estéril. 
Nuevamente las placas fueron secadas al aire durante 5 minutos. 
A continuación se le adicionó a cada pocillo 400 μl de etanol 96% (Figura 
4) y se procedió a medir la densidad óptica (DO). Para medir la DO se empleó 
un espectrofotómetro Bioscreen C a 600nm. 
 
 Figura 4. Placa con etanol previa a la medición de DO. 
 
 
 
El valor de corte por DO (DOc) se definió como el valor de la media de los 
controles negativos más tres desviaciones estándar por encima de los mismos. 
De esta manera las cepas fueron clasificadas como no productoras de biofilm 
(DO ≤DOc); débiles productoras de biofilm (DOc< DO ≤ 2x DOc); productoras 
moderadas de biofilm (2x DOc< DO ≤ 4X DOc); fuerte productora de biofilm (4X 
DOc< DO) (Stepanovic et al. 2004). 
 
 
 
17 
 
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
Si bien hay numerosos estudios que prueban que los géneros 
bacterianos estudiados son capaces de formar biopelículas, el objetivo de este 
trabajo fue obtener resultados para estas cepas pertenecientes a la colección del 
laboratorio. 
Por otra parte no se hicieron pruebas adicionales, por lo que la falta de 
información acerca de las características fenotípicas y genotípicas de los 
microorganismos empleados podría ser una limitación. 
Tabla 1. Resultados. (*)Las cepas GFP-687 y GFP-690 fueron cultivadas en medios a los cuales se agregó 
15 μg/ml de gentamicina. 
Microorganismos BHI TSB TSB 
(1:10000) 
Listeria monocytogenes CECT-
4032 
No 
productor 
No 
productor 
Débil 
Listeria monocytogenes CECT-935 No 
productor 
No 
productor 
Moderado 
Salmonella spp. GFP-687 Débil No 
productor 
Débil 
Salmonella spp. GFP-687 + GEN* Moderado Moderado Moderado 
Salmonella spp. GFP-690 Fuerte No 
productor 
Moderado 
Salmonella spp. GFP-690 + GEN* Moderado No 
productor 
Débil 
Salmonella spp. CECT-556 Débil Débil No 
productor 
Escherichia coli O157:H7 GFP-686 No 
productor 
Débil No 
productor 
Escherichia coli O157:H7 CECT-
4782 
Moderado Fuerte Fuerte 
Staphylococcus aureus subsp. 
aureus CECT-4466 
Débil Débil Fuerte 
18 
 
Los ensayos realizados revelan que la totalidad de las cepas fueron 
capaces de formar biofilm en alguno de los medios propuestos (ver Tabla 1). En 
cuanto a la intensidad para producir biofilm, de las 30 condiciones evaluadas (sin 
diferenciar entre medios de cultivo), las cepas fueron capaces de producirlo 
fuertemente en el 13,3% (4/30); en el 23,3% (7/30) lo produjeron de forma 
moderada; y en el 27% (9/30) de forma débil. En el 33,3% (10/30) de las 
situaciones no se observó formación de biofilm. 
 
Ambas cepas de L. monocytogenes fueron incapaces de formar biofilm en 
los medios de cultivos puros, por el contrario pudieron formarlo en el medio TSB 
diluido. 
Mientras que las investigaciones de Zhou et al. (2012), Combrouse et al. 
(2013) y Kadam et al. (2013) concluyen que la formación de biofilm se ve 
favorecida por medios pobres en nutrientes, los trabajos de Stepanovic et al. 
(2004), Harvey et al. (2007) y Guilbaud et al. (2015) muestran que medios más 
enriquecidos promueven que L. monocytogenes forme mejores biofilms. 
Adetunji y Odetokun (2012) compararon un medio enriquecido con sangre 
de oveja a diferentes concentraciones; y aunque los resultados muestran que el 
medio menos enriquecido dio lugar a una formación de biofilm superior, no 
pudieron encontrar explicación a tal observación. 
Por otro lado hay que tener en cuenta la temperatura a la que estas 
bacterias fueron cultivadas. 
L. monocytogenes es móvil y expresa flagelos cuando se encuentra a 
30ºC o menos; por encima de esta temperatura peligra la transcripción de genes 
flagelares debido a la represion que MogR ejerce sobre ellos. 
Lemon et al. (2007) demuestra la importancia de la motilidad en las 
primeras etapas de la formación de biopelículas a través de su estudio, en el cual 
las cepas inmóviles exhibieron deficiencias para lograr la adhesión inicial y la 
subsecuente formación de biofilm. 
Norwood y Gilmour (2001) concluyen que la temperatura óptima a la que 
L. monocytogenes forma biopelículas es 18ºC. Sin embargo los resultados 
obtenidos por Pan et al. (2010) indican que la formación a 37ºC es mayor que a 
30ºC. Según Di Bonaventura et al. (2008) a esta temperatura aumentaría la 
hidrofobicidad. 
https://scialert.net/fulltext/?doi=ajft.2012.517.531#943083_ja
https://scialert.net/fulltext/?doi=ajft.2012.517.531#958745_ja
https://scialert.net/fulltext/?doi=ajft.2012.517.531#942929_ja
19 
 
Tanto la temperatura como los nutrientes son factores críticos en la 
producción de biofilm, por lo que deben ser estudiados más en profundidad. 
 
Los resultados obtenidos en este trabajo concuerdan con estudios previos 
en los que se evidencia que Salmonella es capaz de formar biofilm sobre 
superficies plásticas (Joseph et al., 2001; Mireles et al., 2001; Stepanovic et al., 
2004). 
La cepa GFP-687 formó biofilms débiles en los medios que no contenían 
antibiótico; y originó biopelículas moderadas en todos aquellos medios que 
contenían gentamicina, por lo que parece que podría tener cierta regularidad en 
la producción de biofilm. 
Algo opuesto sucede con la cepa GFP-690, que produjo biofilm moderado 
en TSB diluido sin gentamicina, pero lo formó débilmente cuando se la expuso 
al antibiótico. El mismo comportamiento se presentó en el medio BHI; cuando no 
hubo gentamicina la biopelícula se formó fuertemente, pero la adición del 
antibióticopermitió que un biofilm moderado tenga lugar. 
Curiosamente, se observa que la presencia de gentamicina no afectaría 
la tendencia de las cepas al formar biofilm, pero sí la intensidad con que lo hacen. 
Aunque ambas cepas son resistentes a dicho antibiótico, la cepa GFP-
690 parece verse perjudicada formando biopelículas más débiles; por el 
contrario, la gentamicina promovería a la cepa GFP-687 a formar biofilms más 
fuertes. Son necesarios más estudios para poder explicar esta situación. 
A diferencia de las cepas antes mencionadas, Salmonella CECT-556 fue 
capaz de producir biofilms sólo en los medios sin diluir, y lo hizo débilmente. 
Trabajos previos (Agarwal et al., 2011; Lianou y Koutsoumanis, 2012) 
asumen que la variabilidad dentro de un mismo serotipo es lo que dificulta en 
mayor medida la comparación de la capacidad de formación de biofilm en las 
diferentes cepas. Para Agarwal et al. (2011) las características intrínsecas de 
cada cepa, como la presencia de apéndices celulares (fimbrias, flagelos, 
proteínas de membrana, exopolisacáridos); y las características de la superficie 
de contacto, podrían ser incluso más importantes que las condiciones 
ambientales para la producción de biopelículas. 
La influencia de los serotipos en la capacidad de producción de 
biopelículas por las cepas de Salmonella aún no se ha aclarado completamente, 
20 
 
y pocos estudios han comparado sus diferencias (Borges et al., 2018); es por 
esto que futuras investigaciones son necesarias para determinar si existe alguna 
correlación. 
 
Los resultados muestran que en todos los casos estudiados E. coli 
O157:H7 CECT-4782 produce biofilm más fuertemente que la cepa GFP-686. 
La cepa CECT-4782 produjo biofilms fuertes en los medios TSB puro y 
diluido, pero lo hizo moderadamente en BHI. Por otro lado, E. coli O157:H7 GFP-
686 solo formó una biopelícula débil en el medio TSB puro. Estas diferencias 
entre cepas han sido reportadas previamente en las investigaciones de Dourou 
et al. (2008), Biscola et al. (2011) y Wang et al. (2012). En ellas concluyen que 
bajo condiciones controladas de crecimiento, la capacidad de formación de 
biofilm es un fenómeno cepa-dependiente y que no se restringe a ningún serotipo 
en particular. Posiblemente, esto se deba al rol que cumplen elementos de 
adhesión como fimbrias, curli, celulosa (exopolisacarido) y proteínas 
autotransportadoras. 
Algunos autores sugieren que profagos y factores sigma (RpoS, RpoD) 
modifican la actividad de genes (mlrA, csgD) que regulan la expresión de los 
factores de virulencia antes mencionados, de manera que constituyen un 
elemento clave para la formación de biofilm (Ogasawara et al., 2010; Uhlich et 
al., 2013). 
Se asume que la expresión de componentes de la matriz extracelular, 
temperatura, hidrofobicidad bacteriana, estructura y carga de la superficie, 
propiedades de los materiales involucrados, entre otros factores ambientales y 
fisiológicos; interactúan de formas complejas en los procesos dinámicos de 
formación de biofilm lo que dificulta su total comprensión (Puttamreddy et al., 
2010; Lajhar et al., 2018). 
 
Estudios anteriores indican que S. aureus forma biopelículas sobre 
superficies de poliestireno (Di Ciccio et al., 2015; Gowrishankar et al., 2016; Kim 
et al. 2016) y los resultados de este trabajo coinciden con ello. 
La cepa CECT-4466 fue capaz de formar biofilm débil en los medios BHI 
y TSB regulares, pero lo hizo fuertemente en el medio TSB diluido. 
 
21 
 
Rode et al. (2007) describe al menos dos mecanismos por el que S. 
aureus puede formar biofilms, uno ica-dependiente y otro ica-independiente. 
En el primero intervienen dos polisacáridos estrechamente relacionados, 
poli-N-acetilglucosamina (PNAG) y polisacárido de adherencia intercelular (PIA). 
El mecanismo ica-independiente está mediado por proteínas asociadas a 
biofilms (Bap) y proteínas relacionadas a Bap. Estas proteínas que se 
caracterizan por un alto peso molecular se encuentran en la superficie celular; y 
actúan facilitando la agregación celular (Archer et al., 2011). 
En los trabajos realizados por Gutierrez et al. (2012), Vázquez Sanchez 
et al. (2012), Szczuka et al. (2013), Tang et al. (2013), Gowrishankar et al. (2016) 
y Ávila Novoa et al. (2018), la mayoría de la cepas eran portadoras de genes ica, 
en algunos casos hasta 100%. Aunque en este trabajo no se hicieron pruebas 
para determinar la presencia de tales genes, es una posibilidad que no puede 
ser descartada. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
22 
 
CONCLUSIONES 
 
 
El presente trabajo demostró que hay cepas de Salmonella spp., E. coli 
O157:H7 L. monocytogenes y S. aureus que pueden formar biopelículas, lo que 
podría permitir que estos patógenos persistan en los establecimientos 
elaboradores de alimentos, constituyendo un gran peligro para la seguridad de 
los consumidores. Y aunque puede que las condiciones de cultivo propuestas 
no sean idénticas a las encontradas en la industria, hay un sinnúmero de factores 
que modifican el comportamiento de los microorganismos y que deben ser 
estudiados en profundidad si quieren resolverse los interrogantes de la cuestión. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
23 
 
BIBLIOGRAFÍA 
 
 Adetunji, V. O.; Odetokun, I. A. (2012). Biofilm formation in human and 
tropical foodborne isolates of Listeria strains. American Journal of Food 
Technology. 7: 517-531. 
 Administración Nacional de Medicamentos, Alimentos y Tecnología 
Médica (ANMAT); Red Nacional de Protección de Alimentos (RENAPRA). 
(2015). Enfermedades transmitidas por alimentos. Ficha técnica Nº9: 
Salmonelosis. Visitada el 20/10/2018. Obtenida en 
http://www.anmat.gov.ar/Alimentos/salmonelosis.pdf 
 Agarwal, R. K.; Singh, S.; Bhilegaonkar, K. N.; Singh, V. P. (2011). 
Optimization of microtitre plate assay for the testing of biofilm formation 
ability in different Salmonella serotypes. Int. Food Res. J. 18:1493-1498. 
 Antman, J.; Geffner, L.; Pianciola, L.; Rivas, M. (2014). Informe especial: 
síndrome urémico hemolítico (suh) en Argentina, 2010-2013. Extracto del 
Boletín Integrado de Vigilancia N° 222 - SE 30. 
 Archer, N. K.; Mazaitis, M. J.; Costerton, J. W.; Leid, J. G.; Mary Elizabeth 
Powers, M. E.; Mark E. Shirtliff, M. E. (2011). Staphylococcus aureus 
biofilms: Properties, regulation and roles in human disease. Virulence 2:5, 
445-459. 
 Argudin, M. A.; Mendoza, M. C.; Rodicio, M. R. (2010). Food poisoning 
and Staphylococcus aureus enterotoxins. Toxins. 2 (7), 1751-1773. 
 Avila Novoa, M. G.; Iñıguez Moreno, M.; Solıs Velazquez, O. A.; Gonzalez 
Gomez, J. P.; Pedro-Javier Guerrero Medina, P. J.; Gutierrez Lomeli, M. 
(2018). Biofilm formation by Staphylococcus aureus isolated from food 
contact surfaces in the dairy industry of Jalisco, Mexico. Journal of Food 
Quality. Article ID 1746139. 
 Azeredo, J.; Azevedo, N. F.; Briandet, R.; Cerca, N.; Coenye, T.; Costa, 
A. R.; Desvaux, M.; Di Bonaventura, G.; Hébraud, M.; Jaglic, Z.; 
Kačániová, M.; Knøchel, S.; Lourenço, A.; Mergulhão, F.; Meyer, R. L.; 
Nychas, G.; Simões, M.; Tresse, O.; Claus Sternberg, C. (2017). Critical 
review on biofilm methods, Critical Reviews in Microbiology. 43(3): 313-
351. 
24 
 
 Barreto, M.; Castillo Ruiz, M.; Retamal, P. (2016). Salmonella enterica: 
una revisión de la trilogía agente, hospedero y ambiente, y su 
trascendencia en Chile. Rev. Chilena Infectol. 33 (5): 547-557. 
 Benadof, D. (2008). Retrato microbiológico. Listeria monocytogenes. Rev. 
Chil. Infect. 25 (5): 350. 
 Bentancor, A. (2016). Síndrome urémico hemolítico en áreas urbanas. 
Rev Argent Microbiol. 48(1):1-4. 
 Biscola, F. T.; Abe, C. M.; Guth, B. E. C. (2011). Determination of adhesin 
gene sequences in, and biofilm formation by, O157 and non-O157 shiga 
toxin-producing Escherichia coli strains isolated from different sources. 
Appliedand Environmental Microbiology. Apr. , 2201–2208. 
 Bonazzi, M.; Lecuit, M.; Cossart, P. (2009). Listeria monocytogenes 
internalin and E-cadherin: from structure to pathogenesis. Cell Microbiol. 
May;11(5):693-702. 
 Borges, K. A.; Furian, T. Q.; Souza, S. N.; Menezes, R.; Tondo, E. C.; 
Salle, C. T. P.; Moraes, H. L. S.; Nascimento, V. P. (2018). Biofilm 
formation capacity of Salmonella serotypes at different temperature 
conditions. Pesq. Vet. Bras. 38(1):71-76. 
 Camejo, A.; Carvalho, F.; Reis, O.; Leitão, E.; Sousa, S.; Cabanes, D. 
(2011). The arsenal of virulence factors deployed by Listeria 
monocytogenes to promote its cell infection cycle. Virulence. Sep-Oct 
2(5):379-94. 
 Campistol, J. M.; Arias, M.; Ariceta, G.; Blasco, M.; Espinosa, M.; Grinyó, 
J. M.; Praga, M.; Torra, R.; Vilalta, R.; Rodríguez de Córdoba, S. (2013). 
Actualización en síndrome hemolítico urémico atípico: diagnóstico y 
tratamiento. Documento de consenso. Nefrologia. 33(1):27-45. 
 Carton, F. L.; Orihuel Iranzo, E. J.; Berto Navarro, R.; Lopez Torino, C. 
(2011). Control de la presencia de biofilms en las industrias alimentarias. 
Alimentación, equipos y tecnología. No. 264, 43-47. ISSN 0212-1689. 
 Castañeda Ruelas, G.; Eslava Campos, C.; Castro del Campo, N.; León 
Félix, J.; Chaidez Quiroz, C. (2014). Listeriosis en México: importancia 
clínica y epidemiológica. Salud Pública de México. 56(6): 654-659. 
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Bonazzi%20M%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=19191787
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Lecuit%20M%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=19191787
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Cossart%20P%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=19191787
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/19191787
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Camejo%20A%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=21921683
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Carvalho%20F%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=21921683
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Reis%20O%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=21921683
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Leit%C3%A3o%20E%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=21921683
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Sousa%20S%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=21921683
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Cabanes%20D%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=21921683
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21921683
https://dialnet.unirioja.es/servlet/revista?codigo=38
https://dialnet.unirioja.es/ejemplar/294939
25 
 
 Cervantes García, E.; García González, R.; Salazar Schettino, P. M. 
(2014). Características generales del Staphylococcus aureus. Rev. 
Latinoam. Patol. Clin. Med. Lab. 61(1):28-40. 
 Chmielewski, R. A. N.; Frank; J. F. (2003). Biofilm formation and control in 
food processing facilities. Comprehensive reviews in food science and 
food safety. 2, 22-32. 
 Christensen, G.; Simpson, W.; Bisno, A.; Beachey, E. (1982). Adherence 
of slimeproducing strains of Staphylococcus epidermidis to smooth 
surfaces. Infect. Immun. 37:318-326. 
 Cisternas, A. V.; Lagos, N. N.; Galstuch, J. L.; González, R. C.; García, C. 
C.; Díaz, J. T. (2002). Infección por Listeria monocytogenes y embarazo 
con buen resultado perinatal. Revista chilena de obstetricia y 
ginecología. 67(3): 237-241. 
 Combrouse, T.; Sadovskaya, I.; Faille, C.; Kol, O.; Guérardel, Y.; Midelet-
Bourdin, G. (2013). Quantification of the extracellular matrix of the Listeria 
monocytogenes biofilms of different phylogenic lineages with optimization 
of culture conditions. J Appl Microbiol. Apr;114(4):1120-31. 
 Córdoba, J. J.; Alía, A.; Andrade, M. J.; Rodríguez, A. (2018). Incidencia, 
prevalencia y detección de Listeria monocytogenes en alimentos listos 
para el consumo. Visitada el 21/10/2018. Obtenida en 
http://racve.es/files/2016/07/2015-09-21-Prof.-Dr.-D.-Juan-Jos%C3%A9-
C%C3%B3rdoba-Ramos.pdf 
 Di Bonaventura, G.; Piccolomini, R.; Paludi, D.; D'Orio, V.; Vergara, A.; 
Conter, M.; Ianieri, A. (2008). Influence of temperature on biofilm formation 
by Listeria monocytogenes on various food-contact surfaces: Relationship 
with motility and cell surface hydrophobicity. J. Applied Microbiol. 104: 
1552-1561. 
 Di Ciccio, P.; Vergara, A.; Festino, A. R.; Paludi, D.; Zanardi, E.; Ghidini, 
S.; Ianieri, A. (2015).Biofilm formation by Staphylococcus aureus on food 
contact surfaces: relationship with temperatura and cell Surface 
hydrophobicity. Food control. 50, 930–936. 
 Donlan, R. M. (2002). Biofilms: microbial life on surfaces. Emerg Infect Dis. 
8 (9), 881-890. 
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Combrouse%20T%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23317349
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Sadovskaya%20I%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23317349
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Faille%20C%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23317349
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Kol%20O%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23317349
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Gu%C3%A9rardel%20Y%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23317349
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Midelet-Bourdin%20G%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23317349
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Midelet-Bourdin%20G%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23317349
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23317349
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23317349
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23317349
26 
 
 Dourou, D.; Simpson, C. A; Belk, K. E.; Scanga, J. A.; Smith, G. C.; 
Koutsoumanis, K. (2008). Variation on the attachment and biofilm 
formation among Escherichia coli O157:H7 strains on stainless Steel 
surfaces under two inoculation scenarios, 010-28. Abstr. 68th Annu. Meet. 
Inst. Food Technol., New Orleans, LA. En: Wang, R.; Bono, J. L.; 
Kalchayanand, N.; Shackelford, S.; Harhay, D. M. (2012). Biofilm 
formation by shiga toxin–producing Escherichia coli O157:H7 and non-
O157 strains and their tolerance to sanitizers commonly used in the food 
processing environment. Journal of Food Protection. 75(8):1418–1428. 
 European Food Safety Authority; European Centre for Disease Prevention 
and Control. (2017). The European Union summary report on trends and 
sources of zoonoses, zoonotic agents and food‐borne outbreaks in 
2016. EFSA Journal. 15(12):5077, 228. 
 Exeni, R. (2001). Síndrome Urémico Hemolítico. Archivos 
Latinoamericanos de Nefrología Pediátrica. 1, 35-36. 
 Farfán García, A.; Ariza Rojas, S.; Vargas Cárdenas, F.; Vargas 
Remolina, L. (2016). Mecanismos de virulencia de Escherichia coli 
enteropatógena. Rev Chilena Infectol. 33 (4): 438-450. 
 Farinati, A. (2017). Biopelículas. Un desafío para entender la patogénesis 
y la terapia antiinfecciosa. Apuntes de Laboratorio nº VI. Britania. 
 Fisher, E. L.; Otto, M.; Cheung, G. Y. C. (2018). Basis of virulence in 
enterotoxin-mediated staphylococcal food poisoning. Front. Microbiol. 
9:436. doi: 10.3389/fmicb.2018.00436. 
 Flemming, H. C.; Wingender J.; Szewzyk, U. (2016). Biofilms: emergent 
form of bacterial life. Nat rev microbiol. 14, 563-575. 
 Food Safety Authority of Ireland. (2011). Staphylococcus aureus. Microbial 
Factsheet series. September, issue nº 1. Obtenida en 
https://www.fsai.ie/staphylococcusaureus.html. Visitada el 20/02/2019. 
 Gowrishankar, S.; Kamaladevi, A.; Balamurugan, K.; Pandian, S. K. 
(2016). In vitro and in vivo biofilm characterization of methicillin-resistant 
Staphylococcus aureus from patients associated with pharyngitis infection. 
Biomed Res Int. ID1289157. 
27 
 
 Guilbaud, M.; Piveteau, P.; Desvaux, M.; Brisse, S.; Briandet, R. (2015). 
Exploring the diversity of Listeria monocytogenes biofilm architecture by 
highthroughput confocal laser scanning microscopy and the 
predominance of the honeycomb-like morphotype. Appl. Environ. 
Microbiol. 81, 1813–1819. doi: 10.1128/AEM.03173-14 
 Gutierrez, D.; Delgado, S.; Vazquez Sanchez, D.; Martínez, B.; Cabo, M.L.; Rodríguez, A.; Herrera, J. J.; García, P. (2012). Incidence of 
Staphylococcus aureus and analysis of associated bacterial communities 
on food industry surfaces. Applied and Environmental Microbiology. 
78(24), 8547–8554. 
 Harvey, J.; Keenan, K. P.; Gilmour, A. (2007). Assessing biofilm formation 
by Listeria monocytogenes strains. Food Microbiol. 24, 380–392. doi: 
10.1016/j.fm.2006.06.006 
 Hennekinne, J. A.; De Buyser, M. L.; Dragacci, S. (2012). Staphylococcus 
aureus and its food poisoning toxins: characterization and outbreak 
investigation. FEMS Microbiol. Rev. 36, 815–836. 
 Ibarra, C.; Goldstein, J.; Silberstein, C.; Zotta, E.; Belardo, M.; Repetto, H. 
A. (2008). Síndrome urémico hemolítico inducido por Escherichia coli 
enterohemorrágica. Arch. Argent. Pediatr. 106(5):435-442. 
 Instituto Nacional de Seguridad e Higiene en el Trabajo (INSHT). (2012). 
Fichas de agentes biológicos: Staphylococcus aureus. 
 Jacques, M. (2013). Biofilms bacterianos: ¿por qué deberían 
importarnos?. Visitada el 07/02/2019. Obtenida en 
http://www.cresa.cat/blogs/sociedad/es/espanol-biofilms-bacterianos-por-
que-deberia-importarnos/ 
 Joseph, B.; Otta, S. K.; Karunasagar, I.; Karunasagar, I. (2001). Biofilm 
formation by Salmonella spp. on food contact surfaces and their sensitivity 
to sanitizers. International Journal of Food Microbiology 64: 367–372. 
 Kadam, S. R.; den Besten, H. M.; van der Veen, S; Zwietering, M. 
H.; Moezelaar, R.; Abee, T. (2013). Diversity assessment of Listeria 
monocytogenes biofilm formation: impact of growth condition, serotype 
and strain origin. Int. J. Food Microbiol. Aug 1;165(3):259-64. 
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Mart%C3%ADnez%20B%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23023749
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Cabo%20ML%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23023749
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Cabo%20ML%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23023749
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Rodr%C3%ADguez%20A%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23023749
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Herrera%20JJ%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23023749
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Garc%C3%ADa%20P%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23023749
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Kadam%20SR%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23800738
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=den%20Besten%20HM%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23800738
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=van%20der%20Veen%20S%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23800738
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Zwietering%20MH%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23800738
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Zwietering%20MH%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23800738
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Moezelaar%20R%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23800738
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Abee%20T%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23800738
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23800738
28 
 
 Kadariya, J.; Smith, T. C.; Thapaliya, D. (2014). Staphylococcus 
aureus and staphylococcal food-borne disease: an ongoing challenge in 
public health. BioMed Research International. Article ID 827965, 9 
pp. https://doi.org/10.1155/2014/827965. 
 Karmali, M. A.; Steele, B. T.; Petric, M.; Lim, C. (1983). Sporadic cases of 
haemolytic-uraemic syndrome associated with faecal cytotoxin and 
cytotoxin-producing Escherichia coli in stools. Lancet. Mar 19;1 
(8325):619-20. 
 Kim, B. R.; Bae, Y. M.; Hwang, J. H.; Lee, S. Y. (2016). Biofilm formation 
and cell surface properties of Staphylococcus aureus isolates from various 
sources. Food science and biotechnology. 25(2), 643-648. 
 Lajhar, S. A.; Brownlie, J.; Barlow, R. (2018). Characterization of biofilm-
forming capacity and resistance to sanitizers of a range of E. coli O26 
pathotypes from clinical cases and cattle in Australia. BMC Microbiology. 
8:41. 
 Lemon, K. P.; Freitag, N. E.; Kolter, R. (2010). The Virulence Regulator 
PrfA Promotes Biofilm Formation by Listeria monocytogenes. Journal of 
Bacteriology, Aug 192(15): 3969–3976. 
 Lianou, A.; Koutsoumanis, K.P. (2012). Strain variability of the biofilm-
forming ability of Salmonella enterica under various environmental 
conditions. Int. J. Food Microbiol. 160:171-178. 
 Majowicz, S. E.; Musto, J.; Scallan, E.; Angulo, F. J.; Kirk, M.; O’Brien, S. 
J.; Jones, T.F.; Fazil, A.; Hoekstra, R. M. (2010). The global burden of 
nontyphoidal Salmonella gastroenteritis. Clin. Infect. Dis. 50(6):882-889. 
 Marcelo, G. M.; Rosadio, R. A.; Chero, A. O.; Díaz, G. O.; Ciprian, A. C.; 
Maturrano, L. H. (2017). Identificación de Salmonella Enteritidis y 
Salmonella Typhimurium en cuyes mediante la técnica de PCR 
múltiple. Revista de Investigaciones Veterinarias del Perú. 28(2): 411-
417. https://dx.doi.org/10.15381/rivep.v28i2.13074. 
 Martínez Macias, O.; Colomina Rodríguez, J.; Domínguez Márquez, M. V.; 
Guerrero Espejo, A.; Armengol, A. E. (2012). Incidencia de listeriosis 
invasiva en la comunidad valenciana durante el periodo 2008-2010. Rev. 
Esp. Salud Pública. 86:645-651. 
https://doi.org/10.1155/2014/827965
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Karmali%20MA%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=6131302
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Steele%20BT%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=6131302
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Petric%20M%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=6131302
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Lim%20C%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=6131302
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/6131302
https://dx.doi.org/10.15381/rivep.v28i2.13074
29 
 
 Melton Celsa, A. R. Shiga toxin (Stx) classification, structure, and 
function. Microbiology spectrum. 2014;2(2):10.1128/microbiolspec.EHEC-
0024-2013. doi:10.1128/microbiolspec.EHEC-0024-2013. 
 Mireles, J.R. II; Toguchi, A.; Harshey, R.M. (2001) Salmonella enterica 
serovar typhimurium swarming mutants with altered biofilm-forming 
abilities: surfactin inhibits biofilm formation. Journal of Bacteriology 183, 
5848–5854. 
 Misselwitz, J.; Karch, H.; Bielazewska, M.; John, U.; Ringelmann, 
F.; Rönnefarth, G.; Patzer, L. (2003). Cluster of hemolytic-uremic 
syndrome caused by Shiga toxin-producing Escherichia coli O26:H11. 
Pediatr. Infect. Dis. J. Apr 22(4):349-54. 
 Navia, D.; Villada, H.; Mosquera, S. (2010). Las biopelículas en la industria 
de alimentos. Facultad de Ciencias Agropecuarias. Vol 8, No. 2. 118-128. 
 Norwood, D. E.; Gilmour, A. (2001). The differential adherence capabilities 
of two Listeria monocytogenes strains in monoculture and multispecies 
biofilms as a function of temperature. Lett. Applied Microbiol. 33: 320-324. 
 Ogasawara, H.; Yamamoto, K.; Ishihama, A. (2010). Regulatory role of 
MlrA in transcription activation of csgD, the master regulator of biofilm 
formation in Escherichia coli. FEMS Microbiol Lett. 312:160–8. 
 Organización Mundial de la Salud (OMS). (2017). Inocuidad de los 
alimentos. Visitada el 11/07/2018. Obtenida en 
http://www.who.int/es/news-room/fact-sheets/detail/food-safety 
 Organización Panamericana de la Salud (OPS); Organización de las 
Naciones Unidas para la Alimentación y la Agricultura (FAO). (2016). 
Manual para manipuladores de alimentos. Instructor. Washington, DC. 
 Pan, Y.; Breidt, F.; Gorski, L. (2010). Synergistic effect of sodium chloride, 
glucose and temperature on biofilm formation by Listeria 
monocytogenes serotype 1/2a and 4b strains. Applied Environ. Microbiol., 
76: 1433-1441. 
 Parra, M.; Durango, J.; Máttar, S. (2002). Microbiología, patogénesis, 
epidemiología, clínica y diagnóstico de las infecciones producidas por 
Salmonella. Revista MVZ Córdoba. Vol. 7, No. 2, pp 187-200. 
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Misselwitz%20J%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=12690276
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Karch%20H%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=12690276https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Bielazewska%20M%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=12690276
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=John%20U%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=12690276
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Ringelmann%20F%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=12690276
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Ringelmann%20F%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=12690276
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=R%C3%B6nnefarth%20G%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=12690276
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Patzer%20L%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=12690276
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/12690276
30 
 
 Patel, J.; Sharma, M. (2010). Differences in attachment of Salmonella 
enterica serovars to cabbage and lettuce leaves. International Journal of 
Food Microbiology. 139, 41–47. 
 Pinchuk, I. V.; Beswick, E. J.; Reyes, V. E. (2010). Staphylococcal 
enterotoxins. Toxins, 2(8):2177–2197. 
 Prado, J. V.; Cavagnaro, S.M.; Grupo de Estudio de Infecciones por 
STEC. (2008). Síndrome hemolítico urémico asociado a infección 
intestinal por Escherichia coli productora de shigatoxina (STEC) en 
pacientes chilenos: aspectos clínicos y epidemiológicos. Rev. Chil. 
Infectol. vol.25, n.6, pp 435-444. 
 Puttamreddy, S.; Cornick, N. A.; Minion, F. C. (2010). Genome-wide 
transposon mutagenesis reveals a role for po157 genes in biofilm 
development in Escherichia coli O157:H7 EDL933. Infection and 
immunity. June, 2377–2384. 
 Riley, L. W.; Remis, R. S.; Helgerson, S. D.; McGee, H. B.; Wells, J. 
G.; Davis, B. R.; Hebert, R. J.; Olcott, E. S.; Johnson, L. M.; Hargrett, N. 
T.; Blake, P. A.; Cohen, M. L. (1983). Hemorrhagic colitis associated with 
a rare Escherichia coli serotype. N. Engl. J. Med. Mar 24;308 (12):681-5. 
 Rivas, M.; Miliwebsky, E.; Chinen, I.; Deza, N.; Leotta, G. A. (2006). 
Epidemiologia del síndrome urémico hemolítico en argentina. Diagnóstico 
del agente etiológico, reservorios y vías de transmisión. Medicina (buenos 
aires). 66 (supl. III): 27-32. 
 Rode, T. M.; Langsrud, S.; Holck, A.; Møretrø, T. (2007). Different patterns 
of biofilm formation in Staphylococcus aureus under food-related stress 
conditions. International Journal of Food Microbiology. 116(2007), 372–
383. 
 Rossi, M. L.; Paiva, A.; Tornese, M.; Chianelli, S.; Troncoso, A. (2008). 
Brotes de infección por Listeria monocytogenes: Una revisión de las vías 
que llevan a su aparición. Rev. Chil. Infect. 25(5): 328-335. 
 Schlech, W. F.; Laving, P. M.; Bortolussi, R. A.; et al. (1983). Epidemic 
Listeriosis - evidence for transmission by food. N Engl J Med.308:203-6. 
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Riley%20LW%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=6338386
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Remis%20RS%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=6338386
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Helgerson%20SD%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=6338386
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=McGee%20HB%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=6338386
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Wells%20JG%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=6338386
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Wells%20JG%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=6338386
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Davis%20BR%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=6338386
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Hebert%20RJ%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=6338386
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Olcott%20ES%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=6338386
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Johnson%20LM%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=6338386
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Hargrett%20NT%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=6338386
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Hargrett%20NT%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=6338386
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Blake%20PA%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=6338386
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Cohen%20ML%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=6338386
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/6338386
31 
 
 Sedano, R.; Fica, A.; Guiñez, D.; Braun, S.; Porte, L.; Dabanch, J.; 
Weitzel, T.; Soto, A. (2013). Infecciones por Listeria monocytogenes, una 
experiencia de dos décadas. Rev. Chilena Infectol. 30(4): 417-425. 
 Somers, E. B.; Wong, A. C. (2004). Efficacy of tow cleaning an sanitizing 
combinations. Journal of Food Protection. 67(10): 2218-2229. 
 Srey, S.; Jahid, I. K.; Ha, S. D. (2013). Biofilm formation in food industries: 
A food safety concern. Food control. 31, 572-585. 
 Stanchi, N.; Martino, P. (2007). Microbiología Veterinaria. Buenos Aires: 
Inter-Médica. 
 Stepanovic, S.; Cirkovic, I.; Ranin, L.; Svabic Vlahovic, M. (2004). Biofilm 
formation by Salmonella spp. and Listeria monocytogenes on plastic 
Surface. Letters in Applied Microbiology. 38, 428–432. 
 Stepanovic, S.; Vukovic, D.; Hola, V; Di Bonaventura, G.; Djukic, S.; 
Cirkovic, I.; Ruzicka, F. (2007). Quantification of biofilm in microtiter plates: 
overview of testing conditions and practical recommendations for 
assessment of biofilm production by staphylococci. APMIS. 115:891–9. 
 Stoodley, P.; Sauer, K.; Davies, D. G.; Costerton, J. W. (2002). Biofilms as 
complex differentiated communities. Annu. Rev. Microbiol. 56:187–209. 
 Szczuka, E.; Urbanska, K.; Pietryka, M.; Kaznowski, A. (2013).Biofilm 
density and detection of biofilm-producing genes in methicillin-resistant 
Staphylococcus aureus strains. Folia Microbiology. 58(1), 47–52. 
 Tang, J.; Chen, J.; Li, H.; Zeng, P.; Li, J. (2013). Characterization of 
adhesin genes, staphylococcal nuclease, hemolysis, and biofilm formation 
among Staphylococcus aureus strains isolated from different source. 
Foodborne Pathogens and Diseases. 10(9), 757–763. 
 Torres, A.; Amaral, M.; Bentancor, L.; Galli, L.; Goldstein, J.; Krüger, A.; 
Rojas-Lopez, M. (2018). Recent Advances in Shiga Toxin-Producing 
Escherichia coli Research in Latin America. Microorganisms. 6:100. 
doi:10.3390/microorganisms6040100 
 Uhlich, G. A.; Chen, C. Y.; Cottrell, B. J.; Hofmann, C. S.; Dudley, E. G.; 
Strobaugh, T. P.; Nguyen, L. H. (2013). Phage insertion in mlrA and 
variations in rpoS limit curli expression and biofilm formation in Escherichia 
coli serotype O157: H7. Microbiology.159:1586–96. 
32 
 
 Vazquez Sanchez, D.; Habimana, O.; Holck, A. (2013). Impact of food-
related environmental factors on the adherence and biofilm formation of 
natural Staphylococcus aureus isolates. Curr Microbiol. Feb, 66(2), 110-
21. 
 Vera, A.; González, G.; Domínguez, M.; Bello, H. (2013). Principales 
factores de virulencia de Listeria monocytogenes y su regulación. Rev 
Chilena Infectol. 30 (4): 407-416 
 Villagómez Estrada, S. D. (2015). Aislamiento y serotipificación de 
Salmonella Enteritidis, Typhimurium, e Infantis en carcasas de pollo 
destinadas para consumo humano en un camal industrializado de la 
provincia de pichincha. 83 pp. 
 Wang, R.; Bono, J. L.; Kalchayanand, N.; Shackelford, S.; Harhay, D. M. 
(2012). Biofilm formation by shiga toxin–producing Escherichia coli 
O157:H7 and non-O157 strains and their tolerance to sanitizers commonly 
used in the food processing environment. Journal of Food Protection. 
75(8):1418–1428. doi:10.4315/0362-028X.JFP-11-427 
 Wiedemann, A.; Virlogeux Payant, I.; Chaussé, A. M.; Schikora, A.; Velge, 
P. (2015). Interactions of Salmonella with animals and plants. Front 
Microbiol. Jan 21, 5:791. doi: 10.3389/fmicb.2014.00791. 
 World Health Organization (WHO). (2018). Salmonella (non-typhoidal). 
Visitada el 19/10/2018. Obtenida en http://www.who.int/es/news-
room/fact-sheets/detail/Salmonella-(non-typhoidal) 
 Zhou, Q.; Feng, X.; Zhang, Q.; Feng, F.; Yin, X.; Shang, J.; Qu, H.; Luo, 
Q. (2012). Carbon catabolite control is important for Listeria 
monocytogenes biofilm formation in response to nutrient availability. Curr. 
Microbiol. 65, 35–43. doi: 10.1007/s00284-012-0125-4https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23064971
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Wiedemann%20A%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=25653644
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Virlogeux-Payant%20I%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=25653644
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Chauss%C3%A9%20AM%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=25653644
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Schikora%20A%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=25653644
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Velge%20P%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=25653644
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Velge%20P%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=25653644
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/25653644
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/25653644
	INTRODUCCIÓN
	CARACTERÍSTICAS DE LOS MICROORGANISMOS Y ENFERMEDADES CAUSADAS
	Escherichia coli verotoxigénico
	Síndrome urémico hemolítico
	Situación en Argentina
	Listeria monocytogenes
	Listeriosis
	Staphylococcus aureus
	Intoxicación estafilocócica
	Salmonella spp.
	Salmonelosis
	DEFINICIÓN DE BIOFILM
	FORMACIÓN DE BIOFILM
	Adhesión reversible
	Adhesión irreversible
	Maduración
	Dispersión
	HERRAMIENTAS PARA EL ESTUDIO DEL BIOFILM
	MATERIALES Y MÉTODOS
	RESULTADOS Y DISCUSIÓN
	CONCLUSIONES
	BIBLIOGRAFÍA