Manual de laboratorio de bioquímica básica con firmas

Bioquímica I

•

UV

Alicia Zamudio Sánchez

4/8/2023

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Bioquímica I

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Manual de Prácticas de Laboratorio
de Bioquímica Básica

M. en C. Zaira Yassojara Flores López
M. en C. Laura Cecilia González Sánchez

Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

Todos somos unos genios, pero si juzgas
a un pez por su habilidad de escalar un árbol.
vivirá su vida entera creyendo que es estúpido.

Albert Einstein

Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

INTRODUCCIÓN 4
SEGURIDAD E HIGIENE EN EL LABORATORIO DE BIOQUÍMICA BÁSICA 5
SEGURIDAD EN EL TRABAJO: 5
HIGIENE EN EL TRABAJO: 5
EL LABORATORIO COMO LUGAR DE TRABAJO: 5
I. EL LABORATORIO ES UN LUGAR DE TRABAJO Y NO DEBERÁN DE DESEMPEÑARSE ACTIVIDADES NO RELACIONADAS A LAS
PRÁCTICAS DE LABORATORIO AUTORIZADAS. 5
CAUSAS DE ACCIDENTES: 5
REGLAS GENERALES DE TRABAJO EN EL LABORATORIO DE BIOQUÍMICA BÁSICA 5
PRIMEROS AUXILIOS EN CASO DE ACCIDENTE 7
EQUIPO DE PROTECCIÓN PERSONAL (EPP) 8
AGUA, PH Y EQUILIBRIO ÁCIDO-BASE 9
EXPERIMENTO NO. 1: FRAGILIDAD OSMOTICA DE LOS ERITROCITOS 9
EXPERIMENTO NO. 2: INDICADORES 12
EXPERIMENTO NO. 3: DETERMINACION DE ACIDEZ TITULABLE 14
EXPERIMENTO NO. 4: PH Y SISTEMAS AMORTIGUADORES 17
PREGUNTAS DE EVALUACIÓN 20
CARBOHIDRATOS 21
EXPERIMENTO NO. 1: REACCIÓN DE FEHLING 21
EXPERIMENTO NO. 2: REACCIÓN DE BENEDICT 24
EXPERIMENTO NO. 3: REACCIÓN DE TOLLENS (ESPEJO DE PLATA) 26
EXPERIMENTO NO. 4: REACCIÓN DE LUGOL 28
EXPERIMENTO NO. 5 Y 6: DETECCIÓN DE AZÚCARES SIMPLES Y COMPLEJOS 30
EXPERIMENTO NO. 7: REACCIÓN RÁPIDA DE HIDRÓLISIS ÁCIDA DE DISACÁRIDO Y POLISACÁRIDO 32
EXPERIMENTO NO. 8: HIDRÓLISIS ÁCIDA DE AZÚCAR COMPLEJO 34
PREGUNTAS DE EVALUACIÓN 36
LÍPIDOS 37
EXPERIMENTO NO. 1: EXTRACCIÓN DE LÍPIDOS TOTALES A PARTIR DE TEJIDOS ANIMALES 37
EXPERIMENTO NO. 2: SAPONIFICACIÓN 40
EXPERIMENTO NO. 3: EXTRACCIÓN Y DETECCION DE COLESTEROL EN CEREBRO 42
PREGUNTAS DE EVALUACIÓN 44
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

AMINOÁCIDOS, PROTEÍNAS Y ENZIMAS 45
EXPERIMENTO NO. 1: COMPORTAMIENTO ÁCIDO-BASE DE LOS AMINOÁCIDOS 45
(CURVA DE TITULACIÓN) 45
EXPERIMENTO NO. 2: IDENTIFICACIÓN DE AMINOÁCIDO CON REACTIVO DE BIURET 48
EXPERIMENTO NO. 3: DETECCIÓN DE PROTEÍNAS EN ALIMENTOS CON REACTIVO DE BIURET 50
EXPERIMENTO NO. 4: PROPIEDADES DE SOLUBILIDAD DE LAS PROTEINAS 52
EXPERIMENTO NO. 5: DESNATURALIZACIÓN QUÍMICA DE UNA PROTEÍNA 54
EXPERIMENTO NO. 6: AMILASA, CATALASA, PAPAINA Y RENINA 56
EXPERIMENTO NO. 7 ACTIVIDAD ENZIMÁTICA 58
ACCIÓN DE LA TEMPERATURA EN LA CATALASA DE LA PAPA E HÍGADO 60
INFLUENCIA DEL PH EN LA ACCIÓN DE LA CATALASA DE LA PAPA 60
INFLUENCIA DE LA SUPERFICIE DE LA MUESTRA DEL HÍGADO EN SU ACCIÓN ENZIMÁTICA 61
PREGUNTAS DE EVALUACIÓN 62
ÁCIDOS NUCLEICOS 63
EXPERIMENTO NO. 1: OBSERVACIÓN DE ESTRUCTURAS CELULARES QUE CONTIENEN ADN 63
EXPERIMENTO NO. 2: EXTRACCIÓN FRÍA DE ÁCIDOS NUCLEICOS 65
PREGUNTAS DE EVALUACIÓN 67
BIBLIOGRAFÍA: 68

Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

INTRODUCCIÓN

El presente manual de prácticas se destaca como una propuesta actualizada de prácticas de laboratorio de
Bioquímica Básica para la Facultad de Bioanálisis-Xalapa, con el objetivo de que el estudiante adquiera los
hábitos y destrezas básicas requeridas para la realización de experimentos bioquímicos, y que posteriormente
aplicará en las experiencias educativas bioquímicas superiores y a lo largo de su carrera profesional. En este
sentido, el desarrollo adecuado de sus competencias se verá reflejado en destrezas manuales propias del
quehacer del Químico Clínico y con atención a las medidas de seguridad e higiene pertinentes al laboratorio.
El contenido temático se desglosa en concordancia con el programa de la Experiencia Educativa de
Bioquímica Básica con los siguientes temas: “Agua, pH y Equilibrio ácido-base”, “Carbohidratos”, “Lípidos”,
“Aminoácidos, Proteínas y Enzimas” y “Ácidos nucleicos”.
Las prácticas han sido redactadas de tal forma que se facilite el proceso de aprendizaje en los
estudiantes, relacionando la teoría con los fundamentos de las prácticas y concordancia de resultados.
Además, el presente manual ha sido elaborado considerando el cambio de reactivos tóxicos por otros
que no dañan el medio ambiente y que cumplen igualmente con el objetivo de evidenciar las reacciones
químicas y bioquímicas propias del contenido de la Experiencia Educativa de Bioquímica Básica Laboratorio,
en ajuste con los ejes del Programa de Trabajo Estratégico 2017-2021 de la rectoría; “Eje II. Visibilidad e
impacto social, Cultura humanista y desarrollo sustentable, línea de acción 11 que trata de incorporar la
perspectiva de ambiente y sustentabilidad para la formación del alumnado”.
No sobra mencionar que las autoras hemos contribuido igualitariamente con el desarrollo del
presente manual y con el aporte de nuestra experiencia docente al ser titulares de dicha Experiencia
Educativa, lo que fortalece el contenido y forma de éste.
Esperando que sea de ayuda en el logro de las competencias genéricas de los estudiantes de la
Licenciatura en Química Clínica…
Las autoras

Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

SEGURIDAD E HIGIENE EN EL LABORATORIO DE BIOQUÍMICA BÁSICA
Seguridad en el trabajo:
 Es el conjunto de medidas técnicas, educacionales, médicas y psicológicas empleadas para prevenir
accidentes, eliminando las condiciones inseguras del ambiente.
 La seguridad en las organizaciones implica la protección de las instalaciones físicas, de la maquinaria,
edificios, herramientas, materiales y equipo.
Higiene en el trabajo:
 La higiene son las condiciones o prácticas que conducen a un estado de buena salud.
 Normas y procedimientos encaminados a asegurar la integridad física y mental del trabajador,
preservándolo de los riesgos de salud inherentes a las tareas del cargo y al ambiente físico donde se
ejecutan.
El laboratorio como lugar de trabajo:
I. El laboratorio es un lugar de trabajo y no deberán de desempeñarse actividades no relacionadas a
las prácticas de laboratorio autorizadas.
II. No deben efectuarse experimentos no autorizados ni supervisados por el cuerpo docente.
III. Cualquier accidente debe ser notificado de inmediato al cuerpo docente o auxiliares del laboratorio.
Causas de accidentes:
1. El desconocimiento de las características que definen a una sustancia como peligrosa de acuerdo con
la NOM 052-SEMARNAT-2005, de su manipulación, traslado y desecho.
2. Desconocimiento del funcionamiento y manejo de los materiales de laboratorio y del equipo que
utiliza electricidad.
3. Desconocimiento de la aplicación de la NOM-017-STPS-2008, sobre la elección, uso y manejo del
equipo de protección personal en los centros de trabajo.
4. La imprudencia en el manejo del equipo, sustancias químicas y el material de laboratorio.

Reglas generales de trabajo en el Laboratorio de Bioquímica Básica
1. Presentarse de manera puntual al laboratorio y con el equipo de protección personal completo y en
condiciones de uso adecuadas.
2. Contar con la credencial de estudiante para solicitar el material, equipos y sustancias químicas al
cuerpo técnico.
3. Traer consigo demás material y sustancias solicitadas para la realización de la práctica.
4. Disponer del manual de prácticas y haber leído con anterioridad la práctica que corresponda realizar.
5. Antes de iniciar el trabajo en el laboratorio, el fundamento, objetivos y procedimiento experimental
de la práctica a realizar deben ser analizados en conjunto alumnado y cuerpo docente.
6. Atender a las instrucciones del cuerpo docente.
7. El trabajo en el laboratorio exige disciplina, limpieza, respeto, orden y observación de las reglas de
seguridad e higiene de acuerdo a la normatividad nacional e internacional vigente. Estudiante que no
observe estas medidas serásancionado y deberá abandonar el área de trabajo.
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

8. El trabajo debe ser organizado de tal modo que, al mismo tiempo con los procedimientos de
laboratorio prolongados, se pueda efectuar simultáneamente otro trabajo.
9. La solicitud de material extra o reactivos deberá ser notificada al cuerpo docente, quien determinará
si procede o no la solicitud al cuerpo técnico que provee los materiales y reactivos para las prácticas.
10. Los tubos de ensayo con disoluciones de sustancias reaccionantes no deben ser calentados
directamente a la llama. Los tubos de ensayo deben ser calentados a baño maría, cuidando que el
líquido no se derrame del tubo, pues se perdería de la sustancia a investigar. Al calentar las
disoluciones en tubos de ensayo, la boca de éste no debe estar dirigida hacía sí mismo o hacia los
compañeros que trabajan al lado. Está prohibido mirar los tubos de ensayo desde arriba debido a
posible irrupción de la sustancia del tubo de ensayo.
11. En el caso de que sea necesario oler las sustancias odoríferas, la corriente de aire debe ser dirigida
desde el recipiente hacia sí con un ligero movimiento de la palma de la mano.
12. Considerar la peligrosidad de las sustancias químicas según su origen y contar con las hojas de
seguridad o fichas técnicas internacionales de éstas.
13. Verificar el cerrado correcto de las llaves de gas y buen estado de las mangueras de plástico y del
mechero para evitar fugas de gas
14. Evitar el uso exagerado de reactivos químicos se logra usando cantidades mínimas de sustancia
problema.
15. La llama de los mecheros de gas debe ajustarse cuidadosamente y nunca dejar un mechero encendido
sin vigilancia.
16. Los disolventes polares y apolares que forman humos, nieblas, vapores y gases nocivos o mal olientes,
deben realizarse en campanas de extracción con su ventanilla lo más cerrada posible.
17. Sobre las mesas de trabajo sólo se permite el manual de prácticas. Las bolsas, mochilas, carteras,
libretas entre otros deben ser colocados en las gavetas para este fin.
18. Los celulares, lapiceros, cámaras fotográficas y objetos pequeños necesarios para la práctica, podrán
ser llevados dentro de la bata de laboratorio.
19. Los tubos y varillas de vidrio y objetos calientes deben colocarse sobre tela de asbesto y en un lugar
poco accesible de la mesa de trabajo, para evitar quemaduras a sí mismos o a un compañero.
20. Los tubos de ensayo calientes, con líquido o no, deben colocarse en una gradilla de alambre o dentro
de un vaso de precipitados.
21. Las disoluciones ácidas o básicas deben ser neutralizadas antes de ser desechadas, nunca se deben
verter ácidos ni bases con pH inferior a 6.0 o superior a 8.0. a la tarja que conecta con el drenaje
municipal.
22. La neutralización de sustancias requiere la supervisión del cuerpo docente, pues se debe trabajar en
campana de extracción y con el equipo de protección personal indicado, y evitar que éstos caigan
sobre la epidermis o el vestido porque esto produce deterioro del vestido incluyendo quemaduras de
hasta tercer grado en la piel.
23. La dilución de ácidos y bases concentrados debe hacerse en campana de extracción añadiendo
lentamente el ácido o base al agua resbalándolo por las paredes del recipiente, al mismo tiempo que
se agita suavemente. Nunca añadir agua al ácido o base, ya que puede formarse vapor con violencia
explosiva.
24. No manejar cristalería u otros objetos que han estado en calor, con las manos sin protección. Se
recomienda contar con las pinzas largas para el manejo de este material.
25. Los frascos que contengan los reactivos deberán permanecer tapados mientras no se usen, y la tapa
debe colocarse hacia arriba mientras el frasco esté destapado.
26. Rotular cada matraz, probeta, tubo de ensaye o vaso de precipitados con la sustancia que contiene.
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

27. No golpear sobre la mesa los recipientes con reactivos líquidos, principalmente ácidos y bases, ya que
pueden romperse y provocar salpicaduras.
28. No trasladar varios objetos de vidrio al mismo tiempo.
29. Se prohíbe la ingestión de alimentos y bebidas dentro del laboratorio, se prohíben gomas de mascar
y cualquier tipo dulces.
30. Está prohibido manipular sustancias combustibles, inflamables o volátiles cerca de la llama del
mechero y aparatos calentadores.
31. Se prohíbe entrar al laboratorio con cabello no recogido, uñas largas o pintadas, y el uso de rimen en
pestañas cuando se ocupen microscopios.
Primeros auxilios en caso de accidente
Al derramarse ácido diluido sobre la epidermis, el lugar lesionado debe ser lavado cuidadosamente, primero
con agua pura y luego con una disolución de bicarbonato sódico al 2%.
Al derramarse sobre la epidermis ácido concentrado, éste debe ser limpiado con cuidadosamente con
algodón seco, antes de lavar el lugar afectado.
En caso de caer sobre la epidermis álcali, el lugar afectado se lava cuidadosamente con agua, y luego se
neutralizan los restos de álcali con ácido acético o cítrico diluido.
Si la epidermis es afectada con fenol, bromo u otra sustancia irritante, el lugar de contacto debe ser lavado
en seguida con el correspondiente disolvente orgánico (alcohol, queroseno, éter, etc.).
Al sufrir quemaduras por llama, se lava en seguida el lugar quemado con una disolución de permanganato
potásico al 10%, o se pone sobre la quemadura una compensa con una disolución alcohólica de tanino.
Quemaduras por objetos, líquidos o vapores calientes, aplicar pomada para quemaduras, en caso necesario
proteger la piel con gasas.
En caso de cortaduras, y dependiendo de la magnitud del corte, se debe proceder a lavar la parte afectada, a
su desinfección con una disolución alcohólica de iodo y se venda. Si la herida fuera profusa y con abundante
pérdida de sangre, aplicar un torniquete y llevar urgentemente al médico. Si la herida fuera producida por un
objeto punzante, dejar que fluya la sangre un momento y presionar con gasa estéril sobre la parte afectada y
trasladar al servicio médico.
Pérdida de sentido. Si una persona se desmayara en el laboratorio, sacarla al aire libre, acostarla boca arriba,
aflojar la ropa ajustada, abrigarla, dejarla reposar y llamar al servicio médico.
Descarga eléctrica. Si una persona sufriera descarga eléctrica y quedara “pegada” a los cables o al dispositivo,
desconectar inmediatamente el interruptor de energía (“Switch”), y si no fuera esto posible, tratar de
separarlo utilizando algún aislante (madera, hule, etc.). Atender las quemaduras en caso necesario y llevar al
lesionado al servicio médico.
Incendio. En caso de un incendio de pequeña magnitud, tratar de apagar el fuego cubriéndolo con una toalla,
bata, franela, jerga o tela disponible en ese momento. Si el incendio fuera en la bata, despojarse de ésta
inmediatamente, y si se afecta la ropa de vestir, pasar al chorro de la regadera o envolver a la persona en una
bata, abrigo, suéter o chamarra y ponerla en el suelo.
Después de brindar los primeros auxilios, el sufrido debe ser enviado en seguida, a asistencia médica.
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

Equipo de Protección Personal (EPP)
Para el ingreso al laboratorio y realización de prácticas es de carácter obligatorio el uso de EPP siguiente:
Bata blanca de laboratorio de manga larga y de algodón, limpia y en buenas condiciones (no se aceptan batas
sucias, rotas, sin botones o de manga corta).
Uso obligatorio de tenis o zapato cerrado sin tacones (no se aceptan botines en caso de varones).
Uso de lentes protectores en caso de ser necesario.
Guantes de látex, nitrilo o de goma en caso de que la práctica lo requiera.
Cubre-bocas en caso de que la práctica lo requiera.

Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

AGUA,pH Y EQUILIBRIO ÁCIDO-BASE
EXPERIMENTO No. 1: FRAGILIDAD OSMOTICA DE LOS ERITROCITOS
OBJETIVOS:
- Establecer los efectos producidos por los factores osmóticos sobre los eritrocitos a diferentes
concentraciones de solución salina (NaCl).
- Demostrar el comportamiento de la membrana celular en diferentes concentraciones de soluciones salinas.
FUNDAMENTO:
Para ver la resistencia de los eritrocitos en soluciones de presión osmótica decreciente, a condiciones de pH
y temperatura constantes, se les enfrenta a soluciones tamponadas de cloruro sódico (soluciones
hipotónicas).
Cuando los eritrocitos están en contacto con las soluciones hipotónicas, penetra agua a través de su
membrana y se hinchan, al hincharse, una parte de la hemoglobina que contienen puede salirse a través de
los poros de su membrana. Si entra demasiado liquido los eritrocitos se rompen y dejan libre toda la
hemoglobina que contienen (hemólisis).
Un hematíe puede estar sin hemolizarse con una entrada de agua que no supere el volumen del 70% como
máximo.
Está prueba sirve para ver la capacidad que tienen los glóbulos rojos para soportar un incremento de su
contenido acuoso (resistencia osmótica eritrocitaria o ROE). En una misma sangre, la ROE de los eritrocitos
varia de unos a otros.

MATERIAL:
Material por equipo:
1 gradilla
10 tubos de ensayo de 13 x 100 mm
12 pipetas pasteur con bulbo
2 pipetas automáticas de 100-1000 uL
15 puntas azules nuevas
1 piseta con agua destilada
1 matraz Erlenmeyer de 25 mL
Papel parafilm para cubrir 10 tubos de 12 x 75 mm
Escobillón para tubo de ensaye de 12 x 75 mm
Material traído por los alumnos por grupo:
Material para toma de muestra de sangre
1 tubo con anticoagulante EDTA.
Material por grupo:
3 Espectrofotómetros y/o colorímetros con filtro
verde a 540 nm, ajustado a 0 de absorbancia y 100%
transmitancia con blanco de agua.
30 celdas para espectrofotómetro
3 Centrífugas clínicas
Contenedor de agujas
Bolsa roja para RPBI
Reactivos por equipo:
50 mL de agua destilada
Sustancias traídas por los alumnos por grupo:
Suero fisiológico tamponado, 100 mL
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

1 marcador para tubo de vidrio

PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL
1. Vertir 10 mL de agua destilada en el matraz de 25 mL.
2. Preparar 9 tubos de ensayo como se indica en la tabla.
TUBO 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Agua destilada mL 0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 1.2 1.4 1.6
Suero Fisiológico
tamponado mL

1.8

1.6

1.4

1.2

1.0

0.8

0.6

0.4

0.2
Concentración
obtenida en g/L

1
Sangre total con
EDTA
2 gtas. 2 gtas. 2 gtas. 2 gtas. 2 gtas. 2 gtas. 2 gtas. 2 gtas. 2 gtas.

3. Mezclar suavemente y dejar reposar un tiempo considerado alrededor de 30 min.
4. Centrifugar a 2000 r.p.m. durante 5 min.
5. Aspirar el sobrenadante con pipeta pasteur y pasarlo a una celda, usar una pipeta por muestra, (no
decantar)
6. Leer la absorbancia de los sobrenadantes en el colorímetro o espectrofotómetro, calibrando a 0 de
absorbancia y 100% transmitancia con blanco de agua.
7. Reportar resultados.

Lectura de resultados:
La lectura se realiza tanto visual como espectrofotométricamente, en ambos casos lo que se valora es la
presencia o la ausencia de hemólisis en los tubos.
Para la lectura visual, se considera que no hay hemólisis cuando en el tubo se observa un sedimento en forma
de botón rojizo y un líquido sobrenadante incoloro y transparente. Sin embargo, se estima que hay una
hemólisis parcial cuando se advierte la presencia de un botón sedimentario, pero que se acompaña de un
sobrenadante rojizo y transparente. Y finalmente, se considera que la hemólisis es total cuando sólo se
aprecia la existencia de un líquido rojizo y transparente.
Para realizar la lectura espectrofotométrica, se recoge de forma separada el líquido contenido en todos los
tubos, y se mide la absorbancia (A) de cada uno de ellos, en un espectrofotómetro ajustado a una longitud de
onda de 540 nm.
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

El blanco va a ser el tubo nº 1, ya que al haber sido éste elaborado a partir de una solución de cloruro de sodio
(NaCl) a una concentración de 9 g/l, se supone que la hemólisis debe de haber sido nula y, por tanto, la
absorbancia media en él no ha de ser valorada.
Los resultados de cada tubo se ponen en forma de porcentaje (%). Siendo la A del tubo nº 9 la que tiene un
100% de hemólisis ya que ha sido preparado con la solución más hipotónica. Y por lo tanto se calcula con la
siguiente fórmula:

A= Absorbancia del líquido presente en el tubo analizado.
AM = Absorbancia del líquido contenido en el tubo nº 9 (A máxima).
% de hemólisis = A /AM x 100

RESULTADOS:
TUBO 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Lectura
Coloración
observada

% de hemólisis

OBSERVACIONES Y DISCUSIONES:

CONCLUSIONES:
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

EXPERIMENTO No. 2: INDICADORES
OBJETIVO:
- Distinguir el uso adecuado de indicadores en función de una solución de titulación, que determinará los
diferentes pH de vire del indicador, así como su color en medio ácido y alcalino.
FUNDAMENTO:
En química, un indicador se define como sustancia orgánica, natural o sintética que cambia de color en
respuesta a la naturaleza de su medio químico.
MATERIAL:
Material por equipo:
1 soporte universal
1 pinzas para bureta
1 bureta de 25 mL
6 matraces Erlenmeyer de 125 o 150 mL
2 pipetas graduadas de 5 mL
8 pipetas pasteur con bulbo
1 perilla
2 vasos de precipitados de 150 mL
1 potenciómetro manual
Piseta con agua destilada
Material traído por los alumnos por grupo:
1 marcador para tubo de vidrio
Tijeras
Reactivos y material por grupo:
1000 mL de agua destilada
10 mL Azul de bromotimol con gotero
10 mL Fenoftaleina con gotero
10 mL Rojo de fenol con gotero
10 mL Azul de timol con gotero
10 mL Naranja de metilo con gotero
10 mL Verde de bromocresol con gotero
10 mL Amarillo de metilo con gotero
10 mL Amarillo de alizarina con gotero
500 mL HCl 0.1N
500 mL NaOH 0.1N
Soluciones para calibrar el potenciómetro
5-10 mL de NaOH y HCl 1 N o M para neutralizar
desechos
Tiras indicadoras de pH
2 probetas de 100 mL
1 vaso de precipitado de vidrio de 500 o 1000 mL
para desecho de residuos
PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:
1. Verter aproximadamente 50-60 mL de NaOH 0.1 N en un vaso de precipitados a partir del “stock. *
2. Verter aproximadamente 50-60 mL de HCl 0.1 N en un vaso de precipitados a partir del “stock”*
* nota: los vasos deben ser previamente rotulados para evitar confusiones.
3. Montar el equipo de titulación con HCl como titulante.
4. Con la pipeta de vidrio colocar 5 mL de NaOH 0.1 N en cada uno de los matraces y rotular cada matraz con
el indicador respectivo que se le agregará.
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

3. Con una pipeta pasteur agregar 3 o 4 gotas de indicador, que se vaya a ocupar a cada matraz, observar
coloración del indicador en ese medio alcalino.
4. Titular cada matraz con HCl 0.1 N.
5. Anotar los mL gastados de HCl 0.1 N al momento del vire y observar el color del vire.
6. Identificar el pH en cada matraz usando una tira reactiva y el potenciómetro.
8. A cada matraz agregar con una pipeta un exceso de base de 0.5 a 2 mL, o hasta observar de nuevo un
cambio de coloración en cada matraz.
9. Anotar resultados en la tabla.
Titulación: Se adiciona el titulante por goteo, al mismo tiempo que se gira lentamente el matraz Erlenmeyer
con muestra, sin despegarlo de la base del soporte. Cuando aparece el cambio de color se cierra la llave de la
bureta y el matraz se sigue girando durante 15 segundos, si el color de cambio permanecese da por terminada
la titulación y se toma la lectura en la bureta y se calcula la cantidad de HCl gastada, si el color no permanece,
se adiciona más HCl a gotas hasta que la coloración permanezca, entonces se da por terminada la titulación.
Para desechar las disoluciones: junta todas las disoluciones en el matraz de vidrio de 500 o 1000 mL y con el
potenciómetro identifica el pH, añade tanta base o ácido 1 M como sea necesario hasta obtener una
disolución a pH neutro, la cual podrás desechar en tarja. Verter ácidos y bases del laboratorio a la tarja
irresponsablemente daña el medio ambiente.

RESULTADOS:

Indicador
Color en
medio
alcalino
Color
del vire
pH
potenciómetro
pH
tira reactiva
Color en
medio ácido
mL gastados
en el vire
Color con
exceso de
base

OBSERVACIONES Y DISCUSIONES:

CONCLUSIONES:
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

EXPERIMENTO No. 3: DETERMINACION DE ACIDEZ TITULABLE
OBJETIVOS:
- Determinación de acidez en diferentes líquidos: orina, jugo de limón o piña.
- Discutir los resultados obtenidos con respecto a lo reportado por la literatura para las especies trabajadas.
FUNDAMENTO:
La acidez titulable es el procedimiento usual para determinar la concentración total de ácidos presentes en
los alimentos. Se toma una alícuota de la solución que contiene el ácido y se titula con una solución estándar
de álcali hasta el punto en el cual una cantidad equivalente de la base ha sido añadida. Este punto final puede
detectarse mediante indicadores (cambio de color) y electrométricamente (potenciómetro manual).
MATERIAL:
Materia por equipo:
1 bureta de 25 mL
1 pinzas para bureta
1 soporte universal
2 pipetas graduadas de 1 mL
2 pipetas graduadas de 5 mL
2 pipetas graduadas de 10 mL
1 probeta de 100 mL
2 perillas
1 tubo de ensayo de vidrio de 13 x 100 mm
1 gradilla
1 vaso de precipitados de 50 mL
1 vaso de precipitados de 100 mL
1 vaso de precipitados de 150 mL
1 vaso de precipitados de 200 mL
5 matraces Erlenmeyer de 125 mL
3 pipetas pasteur con bulbo
Reactivos por equipo:
50 mL NaOH 0.5 N
200 mL agua destilada
Indicador fenolftaleína 1% (gotero)
Indicador rojo de fenol 1% (gotero)
Reactivos y material por grupo
5-10 mL de NaOH y HCl 1 N o M para neutralizar
desechos
1 potenciómetro
Tiras indicadoras de pH
1 vaso de precipitado de vidrio de 500 o 1000 mL
para el desecho de residuos
Sustancias y material traído por equipo:
5 mL de jugo de limón o piña (filtrados o colados)
10 mL de orina
1 marcador para tubo de vidrio

PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:
En el vaso de precipitados de 200 mL añade aproximadamente 200 mL de agua destilada para hacer las
diluciones.
PARA JUGOS DE LIMÓN O PIÑA
1. Rotula cada vaso de precipitado como sigue: vaso de 50 mL 1:10; vaso de 100 mL 1:50 vaso de 150 mL
1:100.
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

2. Pipetear 1 mL de jugo de limón o piña a cada uno de los tres vasos de precipitados rotulados cada uno
como: 1:10, 1:50, 1:100
Realizar las diluciones con agua destilada:
a. Para el primer vaso de 50 mL añadir 9 mL de agua destilada (1:10)
b. Para el segundo vaso de 100 mL añadir 49 mL de agua destilada (1:50)
c. Para el tercer vaso de 150 mL añadir 99 mL de agua destilada. (1:100)
3. De cada dilución tomar una alícuota de 5 mL y pasarla a su respectivo matraz Erlenmeyer rotulado: 1:10,
1:50, 1:100, a cada muestra agregar 4 gotas de fenolftaleína.
4. Añadir 50 mL de NaOH 0.5 N del stock a una probeta de 100 mL y llena la bureta con éste titulante.
5. Titular con NaOH 0.5 N cada matraz con diferente dilución y anotar resultados de NaOH gastados.
PARA ORINA con dilución:
1. En un tubo de ensayo realizar una dilución 2:6, 2 mL de orina y 4 mL de agua destilada.
2. Tomar una alícuota de 5 mL, pasarla a un matraz Erlenmeyer y agregar 2 gotas de rojo de fenol.
3. Titular con NaOH 0.5 N y anotar resultados.
El NaOH que sobró regrésalo al stock.
PARA ORINA sin dilución:
1. En un matraz Erlenmeyer de 125 mL vaciar 5 mL de orina y agregar 2 gotas de fenolftaleína.
2. Titular con NaOH 0.5 N y anotar resultados.
Titulación: Se adiciona gota por gota la solución de NaOH, al mismo tiempo que se gira lentamente el matraz
Erlenmeyer con muestra. Cuando aparece el color rosa se cierra la llave de la bureta y se sigue girando el
frasco durante 15 segundos para ver si el color permanece. En caso contrario, se adiciona cada vez una gota
extra de NaOH. Si el color permanece se da por terminada la titulación.
Se toma la lectura en la bureta y se mide la cantidad de NaOH usada para neutralizar la acidez de la muestra
para calcular la acidez presente en cada una de ellas.
Cálculo de la acidez. La acidez del producto se expresa como el porcentaje del ácido predominante en la
muestra, ya sea como % de ácido cítrico, málico, láctico, etc.

% Acidez = (B) (N) (pKa) (100)
W
B = mL de NaOH consumidos en la titulación
N = normalidad del NaOH (0.5 N)
Ka = constante de acidez del ácido predominante en la fruta (ácido cítrico) = 3.98 x 10-7
Ka = constante de acidez del ácido predominante en la orina (ácido úrico) = 2.51 x 10-6
W = mL utilizados de la muestra para realizar la dilución.
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

Propiedades de los ácidos:
El ácido cítrico es un ácido orgánico tricarboxílico que está presente en la mayoría de las frutas, sobre todo
en cítricos como el limón y la naranja. El nombre IUPAC del ácido cítrico es ácido 2-hidroxipropano-1,2,3-
tricarboxílico. Fórmula química del ácido cítrico: C6H807
Tiene la particularidad de presentar 3 funciones carboxílicas. En función del pH del entorno, estas funciones
carboxílicas serán ácidas (COOH) o básicas (COO-). A cada una de estas 3 funciones carboxílicas se atribuye
un pKa, que corresponde al valor pH en el que la función carboxílica en estado básico se convierte en ácido.
El ácido cítrico con uno de sus pKa a 6.4 tendrá una función ácida, y 2 funciones básicas (pKa 4.76 y 3.13).
pKa: 1 = 3. 15; 2 = 4.77; 3 = 6.40
El ácido úrico es un producto de desecho del metabolismo de nitrógeno en el cuerpo humano. Su nombre
IUPAC es 7,9-Dihydro-1H-purina-2,6,8 (3H)-triona. Fórmula química del ácido úrico: C5H4N4O3 pKa = 5.6
Para desechar las disoluciones: junta todas las disoluciones en el matraz de vidrio de 500 mL y con el
potenciómetro identifica el pH, añade tanta base o ácido 1 M como sea necesario hasta obtener una
disolución a pH neutro, la cual podrás desechar en tarja. Verter ácidos y bases del laboratorio a la tarja
irresponsablemente daña el medio ambiente.

RESULTADOS:

OBSERVACIONES Y DISCUSIONES:

CONCLUSIONES:

Dilución mL de NaOH
gastados
Operaciones % Acidez

Ácido cítrico
1:10
1:50
1:100

Ácido úrico
2:6
Sin dilución
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

EXPERIMENTO No. 4: pH Y SISTEMAS AMORTIGUADORES
OBJETIVO:
- Aplicar la ecuación de Henderson-Hasselbach en un sistema de amortiguación.
FUNDAMENTO:
Un aspecto fundamental en la fisiología de todos los organismos es la homeostasis o capacidad para mantener
una situación de equilibrio dinámico favorable. En este fenómeno tiene gran importancia los sistemas
amortiguadores que equilibran la presencia de sustancias ácidas y básicas para mantener el pH dentro de los
límites fisiológicos.

MATERIAL:
Material por equipo:
1 gradilla para tubos de ensayo
10 tubos de ensayo de 15 x 150 mm
10 tubos de ensayo de 13 x 100 mm
3 pipetas graduadas de 5 mL
1 pipeta automáticade 100 a 1000 uL
1 perilla
Puntas azules
3 vasos de precipitados de 50 mL
1 potenciómetro
Tiras reactivas para pH
Papel parafilm
Escobillón para tubo de ensaye de 15 x 150 mm
1 matraz Erlenmeyer de 125 mL
Pipeta pasteur con bulbo
Reactivos por equipo:
50 mL H3BO3 0.1 M
25 mL NaOH 0.1 M
50 mL agua destilada
Fenolftaleína en frasco gotero
Material por grupo
1 vaso de precipitados de 500 o 1000 mL
Potenciómetro
Tiras indicadoras de pH
Material traído por equipo:
1 marcador para tubo de vidrio

PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:
1. Rotular cada vaso de precipitado de 50 mL con el reactivo correspondiente: H3BO3 0.1 M, NaOH 0.1 M, agua
destilada.
2. Añadir 50 mL de ácido bórico al vaso rotulado como H3BO3 0.1 M, añade 25 mL de NaOH a su
correspondiente vaso, y añade 30 mL de agua destilada a su vaso rotulado.
3. Disponer de una serie de tubos de 15 x 150 rotulados con número como se indica en la siguiente tabla.
4. Agregar agua destilada a cada tubo como se indica en la tabla.
5. Agregar NaOH 0.1 M como se indica en la tabla.
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

6. Agregar a cada uno de los tubos 5 mL de ácido bórico.
7. Agregar 3 gotas de fenolftaleína a cada uno de los tubos.
8. Cubrir con papel parafilm cada tubo y mezclar por inversión y con suavidad.
9. Para medir el pH de las disoluciones usa los tubos de 13 x 100, para poder usar el potenciómetro y tira
reactiva.
10. Calcular el pH con la ecuación de Henderson-Hasselbach.
11. Realizar una gráfica de resultados.
pka de ácido bórico = 9.23
Para desechar las soluciones preparadas: junta todas las disoluciones en un sólo matraz de 500 o 1000 mL y
con el potenciómetro identifica el pH, añade tanto ácido o base como sea necesario hasta obtener una
solución a pH neutro, la cual podrás desechar en tarja. Verter ácidos y bases del laboratorio a la tarja
irresponsablemente daña el medio ambiente.

RESULTADOS:

Color:

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

Tubo 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
H2O destilada, mL 5 4.5 4 3.5 3 2.5 2 1.5 1 0.5
NaOH 0.1 M, mL 0 0.5 1 1.5 2 2.5 3 3.5 4 4.5
Ácido bórico 0.1 M, mL 5 5 5 5 5 5 5 5 5 5
Fenolftaleína 3gts 3gts 3gts 3gts 3gts 3gts 3gts 3gts 3gts 3gts
Color observado
pH potenciómetro
pH tira reactiva
pH calculado
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

Gráfica en papel milimétrico

# de tubo

OBSERVACIONES Y DISCUSIONES:

CONCLUSIONES:
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

PREGUNTAS DE EVALUACIÓN
TEMA: AGUA, pH Y EQUILIBRIO ÁCIDO-BASE
1. ¿Qué concentración de NaCl tiene el suero fisiológico?
2. ¿En qué porcentaje se puede incrementar normalmente el volumen de los hematíes sin que
estos se rompan?
3. ¿Qué sustancia se emplea para anticoagular la sangre en esta prueba?
4. En esta prueba, ¿cuál es la concentración salina menor a la que se preparan las soluciones?
5. Describe los siguientes conceptos: acidez, acidez titulable y potenciómetro.
6. ¿Qué es la acidez titulable aplicada a los alimentos?
7. ¿Qué indica una acidez en los alimentos por arriba del nivel permitido?
8. ¿En que NOM se especifica el valor normal de acidez de los alimentos?
9. Explica en qué consiste químicamente la academia y la alcalemia, y la diferencias entre éstas con la
acidosis y la alcalosis.
10. Realiza un cuadro comparativo entre la acidosis respiratoria y metabólica, y entre la alcalosis
respiratoria y metabólica.

Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

CARBOHIDRATOS
EXPERIMENTO No. 1: REACCIÓN DE FEHLING
OBJETIVO:
- Identificar carbohidratos reductores y no reductores.
FUNDAMENTO:
La prueba de Fehling se utiliza para la identificación de azúcares reductores. El poder reductor que presentan
algunos azúcares proviene de su grupo carbonilo, que puede ser oxidado a grupo carboxilo con agentes
oxidantes suaves en medio alcalino, si el grupo carbonilo del azúcar se encuentra combinado no puede
presentar este poder reductor y se dice que es un azúcar no reductor.
La solución de Fehling se compone de dos reactivos: Fehling I, compuesto de una solución diluida de
Sulfato de Cobre (II), y Fehling II que es una solución alcalina de Tartrato de Sodio y Potasio. Ambas soluciones
se mezclan a la razón de 1:1, formándose con esto una solución de color azul. Los iones de Tartrato atan a los
iones de Cu2+ en forma compleja, de manera que no se precipita Cu(OH)2, en solución básica. Al calentar con
aldehídos, los iones de Cu 2+ de color azul son reducidos a Cu1+ de color rojo en forma de Óxido de Cobre (I),
que según la cantidad presente, muestra un precipitado verde, amarillo hasta un rojo marrón. La reacción se
muestra en la Figura 1.

Figura 1. Reacción de Fehling con un azúcar reductor

Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

MATERIAL:
Material por equipo:
5 tubos de ensaye de 13 x 100 mm
Gradilla para tubos
Vaso de precipitados de 250 mL
Pinzas para tubo de ensaye
Mechero y tripie con tela de asbesto
2 pipetas graduadas de 5 mL
5 pipetas graduadas de 2 mL
Agitador de vidrio
Perilla
Papel parafil

Material por grupo:
Balanza granataria con platillo
de aluminio para tarar
Espátula
Vaso de precipitados de 100 mL
2 vasos de precipitados de 50
mL
Agitador de vidrio
Embudo
Matraz Erlenmeyer de 150 mL
-
Reactivos por equipo:
- 5 mL Fehling A (CuSO4)
- 5 mL Fehling B (Tartrato/NaOH)
- 1 mL de glucosa al 1%
- 1 mL de fructosa 1 %
- 10 mL de agua destilada
Sustancias traídas por los
alumnos por grupo:
- 1 papa pequeña
- 1 rallador de cocina
- 2-5 g de azúcar morena
- 1 gasa

PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:
Para la preparación de la disolución de sacarosa:
1. Prepara una disolución al 10 % de sacarosa a un volumen final de 20 mL con agua destilada en un
vaso de precipitados de 50 mL. Esta disolución la prepara sólo un equipo y servirá para todos los
demás equipos.
Para la preparación de la disolución de almidón:
1. Pela y ralla la papa dentro del vaso de precipitado de 100 mL, añade 50 mL de agua destilada y mezcla
con un agitador de vidrio.
2. Filtra el extracto de papa en un matraz Erlenmeyer de 150 mL usando el embudo y la gasa. Los
residuos de papa pueden ser desechados en áreas verdes, así como el extracto sobrante. Esta
disolución la prepara sólo un equipo y servirá para todos los demás equipos.
Para el experimento:
Identifica cuidadosamente cada tubo antes de iniciar.
1. Rotula los tubos como: 1 glucosa, 2 fructosa, 3 sacarosa, 4 almidón, 5 control negativo.
2. En cada tubo vierte un 1 mL de Felhling A y 1 mL de Fehling B, cubre con papel parafilm y mezcla
suavemente por inversión, retira el papel parafilm del tubo y caliéntalo a ebullición en baño maría
por un minuto.
3. Saca el tubo del baño maría con las pinzas para tubo de ensaye y añade a cada uno 1 mL de la
disolución correspondiente de carbohidrato, al control negativo añade 1 mL de agua destilada.
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

4. Mezcla suavemente por inversión con papel parafilm, retira el papel y vuelve a poner el tubo en baño
maría en el mechero hasta ebullición.
Si se reduce el cobre en forma de un precipitado de CuO2 de color rojizo la reacción es positiva para azúcar
reductor.

RESULTADOS:

OBSERVACIONES Y DISCUSIONES:

CONCLUSIONES:
Control negativoGlucosa1% Fructosa 1%
Coloración observada
Fehling (+), (-)
Sacarosa 10% Almidón
Coloración observada
Fehling (+), (-)
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

EXPERIMENTO No. 2: REACCIÓN DE BENEDICT
OBJETIVO:
- Identificar carbohidratos reductores y no reductores.
FUNDAMENTO:
La prueba de Benedict identifica azúcares que tienen su OH libre del carbono anomérico, es decir, identifica
azúcares reductores. La solución de Benedict es de color azul claro porque contiene sulfato de cobre, que
cuando se mezcla y se calienta con un azúcar, como la glucosa, la cual tiene electrones disponibles para donar,
el cobre acepta estos electrones y se reduce, con lo cual se vuelve marrón anaranjado. Durante este proceso,
el ion cobre azul (II) se reduce a ion cobre rojo (I). Mientras que el cobre se reduce, la glucosa dona un electrón
y se oxida. Como la glucosa es capaz de reducir al cobre en la solución de Benedict, se llama azúcar reductor.
La sacarosa no tiene poder reductor por tanto la prueba con Benedict da negativo, y el color verdoso de la
disolución después de llevarla a ebullición se debe a que se han roto algunos enlaces glucosídicos.

MATERIAL:
Material por equipo:
5 tubos de ensaye de 13 x 100 mm
Gradilla para tubos
Pinzas para tubo de ensaye
1 pipeta graduada de 5 mL
5 pipetas graduadas de 2 mL
Perilla
Vaso de precipitados de 250 mL
Mechero y tripie con tela de
asbesto

Material por grupo:
Balanza granataria con platillo
de aluminio para tarar
Espátula
Vaso de precipitados de 50 mL
Vaso de precipitados de 250 mL
Agitador de vidrio
Embudo
Matraz Erlenmeyer de 150 mL

Reactivos por equipo:
5 mL Benedict
1 mL glucosa 1 %
1 mL fructosa 1%
10 mL agua destilada
Sustancias traídas por los
alumnos, por grupo:
1 papa chica
1 rallador de cocina
5 g de azúcar morena
1 gasa
PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:
Para la preparación de la disolución de sacarosa:
1. Prepara una disolución al 10 % de sacarosa a un volumen final de 20 mL con agua destilada en un
vaso de precipitados de 50 mL. Esta disolución la prepara sólo un equipo y servirá para todos los
demás equipos.
Para la preparación de la disolución de almidón:
1. Pela y ralla la papa dentro del vaso de precipitado, añade 50 mL de agua destilada y mezcla con un
agitador de vidrio.
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

2. Filtra el extracto de papa en un matraz Erlenmeyer de 150 mL usando el embudo y la gasa. Los
residuos de papa pueden ser desechados en áreas verdes, así como el extracto sobrante. Esta
disolución la prepara sólo un equipo y servirá para todos los demás equipos.

Para el experimento:
Identifica cuidadosamente cada tubo antes de iniciar.
1. Rotula los tubos como: 1 glucosa, 2 fructosa, 3 sacarosa, 4 almidón, 5 control negativo.
2. Pipetea 1 mL de reactivo de Benedict a cada tubo de ensaye rotulado y caliéntalo a ebullición en baño
maría.
3. Saca el tubo del baño maría con las pinzas para tubo de ensaye y añade a cada tubo 1 mL de la
disolución de carbohidrato correspondiente, al control negativo añade 1 mL de agua destilada.
4. Mezcla suavemente por inversión con papel parafilm, retira el papel y vuelve a poner el tubo en baño
maría en el mechero hasta ebullición.
Si la reacción es positiva aparece un precipitado rojizo, aunque si la cantidad de azúcar es pequeña puede dar
un color anaranjada o verdoso.

RESULTADOS:
Control negativo Glucosa 1% Fructosa 1%
Cloración observada
Benedict (+), (-)
Sacarosa 10% Almidón
Cloración observada
Benedict (+), (-)

OBSERVACIONES Y DISCUSIONES:

CONCLUSIONES:

Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

EXPERIMENTO No. 3: REACCIÓN DE TOLLENS (ESPEJO DE PLATA)
OBJETIVO:
- Identificar carbohidratos reductores, no reductores y polisacáridos.
FUNDAMENTO:
El reactivo de Tollens es un agente oxidante acuoso de diamina-plata, que al reducirse forma plata metálica,
"espejo de plata". Éste es usado para verificar la presencia de aldehídos, que son oxidados a ácidos
carboxílicos. El reactivo de Tollens no está disponible comercialmente, dado que se debe preparar in situ por
su corta vida útil.
El reactivo puede prepararse por el procedimiento por gotas, que consiste en dos pasos: primero en un tubo
de ensayo limpio se agrega una disolución acuosa de 30 gotas de AgNO3 al 5%, y se adicionan 2 gotas de
disolución al 5% de NaOH. Los OH- del medio forman el óxido de plata (I), que precipita como sólido marrón,
según el proceso:
2 AgNO3(ac) + 2 NaOH(ac) → Ag2O(s) + 2 NaNO3(ac) + H2O(ac)
En el siguiente paso, agitando siempre, se añaden suficientes gotas de NH3 al 5% para disolver el óxido de
plata (I) en forma de precipitado y para que la disolución se vuelva transparente (se requieren
aproximadamente 20 gotas). La disolución incolora obtenida contiene el ion Ag(NH3)2:
Ag2O(s) + 4 NH3(ac) + 2 NaNO3(ac) + H2O(ac) → 2 [Ag(NH3)2]NO3(ac) + 2 NaOH(ac)
Otro procedimiento es en mililitros. En un matraz de 50 mL se vierten 25 mL de una disolución al 5% de AgNO3
y se añaden gota a gota 0.5 mL de una disolución al 10% de NaOH. Se observará la formación de un precipitado
color café oscuro. A continuación se agrega gota a gota una disolución de NH3 al 5% agitando constantemente
y hasta que se disuelva el óxido de plata formado (de 15 a 20 min). Para obtener un reactivo sensible es
necesario evitar un exceso de hidróxido de amonio.
La reacción que produce el reactivo de Tollens sobre un aldehído es:
2 [Ag(NH3)2] + R-CHO + 2 OH- → 2 Ag + R-COOH + 4 NH3 + H2O
El reactivo debe ser preparado en el momento y nunca almacenado por más de un par de horas, ya que se
descompone rápidamente, formando un precipitado que es un explosivo poderoso. Después de realizar el
experimento, la mezcla resultante debe ser acidificada con HNO3 diluido antes de ser desechada. Estas
precauciones previenen la formación de residuos de sales de plata que contienen amoniaco, como fulminato
de plata, esencialmente es AgCNO, y que es altamente explosivo. Los residuos se pueden verter por el
desagüe del laboratorio.
El tubo de ensayo u otro recipiente de vidrio donde se realiza esta reacción se recubre de un “espejo de plata”.
Tiene como inconvenientes que debe de calentarse con cuidado, ya que se puede proyectar fuera del tubo
de ensayo, y que los reactivos no se deben tener mezclados previamente, porque los compuestos
amoniacales de plata a lo largo del tiempo pueden formar nitruros explosivos.
La galactosa, algunas pentosas y el ácido glucurónico dan un color rojo con el reactivo de Tollens, la glucosa
también da un color rojo pero muy opaco, en contraste con el color rojo trasparente de la galactosa. En ambos
casos el azúcar (que contiene el grupo aldehído) se oxida a ácido glucónico al reducirse la plata.

Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

MATERIAL:
Material por equipo:
5 tubos de ensaye de 13 x 100 mm
Gradilla para tubos
Vaso de precipitados de 250 mL
Pinzas para tubo de ensaye
Mechero y tripie con tela de asbeto
5 pipetas graduadas de 2 mL
Perilla
Pipeta automática de 200-1000 µl
5 puntas azules para pipeta
Reactivos por equipo:
6 mL de reactivo de Tollens (3 mL de AgNO3 1% con
3 mL NH4OH 10%)
1 mL de glucosa 1%
1 mL galactosa 1%
1 mL almidón 1%

PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:
Identifica cuidadosamente cada tubo antes de iniciar.
1. Rotula los tubos como: 1 Control negativo, 2 Galactosa, 3 Glucosa, 4 Almidón.
2. Añade a cada tubo 2 mL de disolución del carbohidrato correspondiente, al control negativo sólo añade 2
mL de agua destilada.
3. Añade 1 mL de reactivo de Tollens a cada tubo.
4. Calienta a ebullición en baño María o hasta que la reacción de espejo de plata aparezca.
Si el ensayo es positivola plata metálica, que precipita, se va depositando en la pared del tubo formando un
espejo (espejo de plata).

RESULTADOS:

OBSERVACIONES Y DISCUSIONES:

CONCLUSIONES:
Control negativo Galactosa 1% Glucosa 1% Almidón 1%
Coloración
observada

Tollens (+), (-)
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

EXPERIMENTO NO. 4: REACCIÓN DE LUGOL
OBJETIVO:
- Identificar carbohidratos polisacáridos.
FUNDAMENTO:
El lugol es una disolución de yodo molecular I2 y yoduro potásico KI en agua destilada, se utiliza para
reconocer la presencia de almidón, porque esta sustancia adsorbe el yodo produciendo una coloración azul
intensa, coloración que desaparece al calentar, porque se rompe la estructura que se ha producido, pero
vuelve a aparecer al enfriar. La amilosa y la amilopectina son componentes del almidón, la amilosa es de
estructura lineal, con enlaces α (1-4), que forma hélices en donde se juntan las moléculas de yodo formando
un color azul oscuro; mientras que la amilopectina es de estructura ramificada, con enlaces α (1-4) (1-6), que
forma hélices mucho más cortas y las moléculas de yodo son incapaces de juntarse presentando un color
intermedio entre anaranjado o amarillo.
La prueba de yodo positiva se da como consecuencia de la formación de cadenas de poliyoduro a partir de la
reacción entre el almidón y el yodo presente en el reactivo de lugol. Cuando el almidón entra en contacto con
el lugol se presenta una coloración violeta; el lugol con la amilosa proporciona un color azul y con la
amilopectina proporciona un color rojo, combinados se observa una coloración violeta a azul.

MATERIAL:
Material por equipo:
- 4 tubos de ensaye de 13 x 100 mm
- Gradilla para tubos
- 1 pipeta automática de 200-1000 uL
- 5 puntas azules
Papel parafilm
Reactivos por equipo:
4 mL Lugol
- 1 mL de glucosa 1 %
- 1 mL de almidón 1%
- 1 mL de galactosa 1%
10 mL de agua destilada

PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:
Identifica cuidadosamente cada tubo antes de iniciar.
1. Rotula los tubos como: 1 Control negativo, 2 Galactosa, 3 Glucosa, 4 Almidón.
2. Añade a cada tubo 1 mL de disolución del carbohidrato correspondiente, al control negativo sólo
añade 1 mL de agua destilada.
3. Añade 100 uL de lugol a todos los tubos, tapa el tubo con papel parafilm y mezcla con suavidad por
inversión. Observa la reacción.
La presencia de almidón se percibe como una reacción positiva con cambio de color de la muestra a violeta-
azul.

https://es.wikipedia.org/wiki/Yodo_diat%C3%B3mico
https://es.wikipedia.org/wiki/Yoduro_de_potasio
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

RESULTADOS:
Control negativo Glucosa 1% Galactosa 1% Almidón 1%
Coloración observada
Lugol (+), (-)

OBSERVACIONES Y DISCUSIONES:

CONCLUSIONES:

Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

EXPERIMENTO NO. 5 Y 6: DETECCIÓN DE AZÚCARES SIMPLES Y COMPLEJOS
OBJETIVO:
- Detectar carbohidratos simples con reactivo de Fehling.
- Detectar azúcares complejos con el reactivo de Lugol.
FUNDAMENTO:
La reacción de Fehling se utiliza para el reconocimiento de azúcares reductores, se fundamenta en el poder
reductor del grupo carbonilo de un aldehído. El grupo carbonilo se oxida a grupo carboxílico, y el cobre (II) se
reduce a cobre (I), en forma de precipitado de color rojo en medio alcalino. Si el grupo carbonilo se encuentra
combinado no puede presentar este poder reductor. Todos los monosacáridos son azúcares reductores, ya
que al menos tienen un -OH hemiacetálico libre, es decir, tienen un carbono anomérico libre capaz de oxidarse
por lo que dan positivo a la reacción con reactivo de Fehling.
La prueba del yodo determina la presencia de almidón y otros polisacáridos. El reactivo lugol está
compuesto de una disolución yodo y yoduro de potasio, que reacciona con el almidón produciendo un
color púrpura profundo. El almidón se compone de amilosa y amilopectina, la primera es una cadena lineal
que forma hélices, y la amilopectina forma cadenas ramificadas. El yodo se une a la amilosa formando un
color azul, violeta o negro. El yodo no se une a la amilopectina, obteniéndose un color amarillo a naranja.

MATERIAL:
Materiales por equipo:
- 10 tubos de ensaye de 13 x 100 mm
- Gradilla para tubos
Pinzas para tubo de ensaye
- 1 pipeta automática de 200-1000 uL
- 6 puntas azules
- 4 pipetas graduadas de 5 mL
- Perilla
- 3 pipetas pasteur con bulbo
- Vaso de precipitado de 250 mL
- Mechero y tripie con tela de asbesto
10 vidrios de reloj

Reactivos por grupo:
- 100 mL Fehling A
- 100 mL Fehling B
- 100 mL de agua destilada
- 10 mL de glucosa 1%
- 10 mL de fructosa 1%
- 10 mL de galactosa 1%
- 10 mL de almidón 1%
50 mL de lugol
Material y sustancias
traídas por grupo:
1 navaja o cuchillo
1 superficie de madera o
plástico para cortar
10 mL de disolución de
sacarosa

- 10 mL de jugo natural de naranja
o limón
- 10 mL de jugo de piña
- 10 mL de bebida hidratante
comercial incolora
10 mL de refresco incoloro
1 dulce sólido
1 galleta
1 plátano
1 zanahoria
1 tortilla
1 rebanada de jamón
1 rebanada de queso
1 papa
1 trozo de naranja o limón
1 trozo de piña
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:
I. Identifica cuidadosamente cada tubo con las muestras líquidas que contienen carbohidratos antes de iniciar.
1. Coloca 1 mL de un carbohidrato diferente en cada tubo rotulado. Considera un tubo como control
negativo con agua destilada, y uno positivo con 1 mL de glucosa al 1%.
2. Añade 5 gotas de reactivo Fehling A y 5 gotas de Fehling B a cada tubo.
3. Cubre el tubo con papel parafilm y mezcla suavemente por inversión.
4. Retira el papel parafilm y coloca el tubo en baño maría por unos minutos hasta observar el cambio
de color.
La muestra será positiva si presenta un color rojo-naranja ladrillo. Mientras que será negativa si se queda azul
o cambia a un tono azul-verdoso.
II. Identifica cuidadosamente cada vidrio de reloj antes de iniciar.
1. Prepara cada muestra sólida en un vidrio de reloj.
2. Vierte sobre cada muestra de alimento unas gotas de lugol sin tocar la muestra con el gotero.
Observa el color obtenido en las muestras y compáralas con un control positivo de almidón 1 %.

RESULTADOS:

Analito

Coloración
observada
Presencia de
azúcares
reductores
(+), (-)

Analito

Coloración
observada
Presencia de
azúcares
complejos
(+), (-)
Control negativo:
agua
Dulce sólido
Control positivo:
glucosa
Plátano
Sacarosa 1% Zanahoria
Fructosa 1% Tortilla
Galactosa 1% Queso
Almidón 1% Trozo de piña
Jugo natural de
naranja o limón
Trozo de naranja
o limón

Jugo natural de
piña
Jamón
Bebida hidratante Papa
Refresco Galleta

OBSERVACIONES Y DISCUSIONES:

CONCLUSIONES:
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

EXPERIMENTO NO. 7: REACCIÓN RÁPIDA DE HIDRÓLISIS ÁCIDA DE DISACÁRIDO Y POLISACÁRIDO

OBJETIVO:
- Observar la hidrólisis ácida de disacáridos y polisacáridos con HCl.
FUNDAMENTO:
Se puede comprobar que un azúcar es un disacárido o polisacárido al realizar una hidrólisis en sus
componentes (monosacáridos) mediante una hidrólisis ácida. La reacción de Benedict identifica azúcares
reductores, aquellos que tienen su OH libre del carbono anomérico, como la lactosa, la glucosa, la maltosa,
y celobiosa. En soluciones alcalinas, pueden reducir el Cu2+ que tiene color azul a Cu+, que precipita de la
solución alcalina como Cu2O de color rojo-naranja. Como ya se ha descrito antes, la sacarosa es un disacárido
y por tanto no tiene poder reductor por ello en la prueba con Benedict da negativo, y elcolor verdoso de la
disolución después de llevarla a ebullición se debe a que se han roto algunos enlaces glucosídicos. En el
almidón, un polisacárido, se puede provocar la ruptura de los enlaces glucosídico por hidrolisis ácida,
generando unidades de maltosa, que sí tiene poder reductor, y da positiva la reacción de Benedict y Fehling.

MATERIAL:
Materiales por equipo:
- Cuatro tubos de ensaye de 13 x 100 mm
- Gradilla para tubos
- Vaso de precipitados de 250 mL
- Pinzas para tubo de ensaye
- Mechero y tripie con tela de asbesto
- 4 pipetas graduadas de 5 mL
- Pipeta automática de 200-1000 ul
- 10 puntas azules
- Perilla
Reactivos por equipo:
- 4 mL de reactivo de Benedict
- 4 mL de HCl 0.1 N
- 4 mL de NaOH 0.1 N
- 5 mL de agua destilada
- 1 mL de glucosa 1%
- 1 mL de almidón 1%
- 1 mL de sacarosa 1%
- Tiras indicadoras de pH

PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:
I. Identifica cada tubo con el carbohidrato correspondiente, considera un tubo control negativo.
1. Coloca 1 mL de un carbohidrato diferente en cada tubo rotulado. Considera un tubo como control
negativo con agua destilada; el control positivo es el tubo que contiene de glucosa al 1%.
2. Tiempo 0. A todos los tubos añade 1 mL de HCl 0.1 N, usa la pipeta de vidrio de 5 mL para añadir el
ácido, mezcla con suavidad y sin inversión. Observa la coloración en este tiempo.
3. Hierve la mezcla durante un minuto en baño maría.
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

4. Tiempo 1. Saca el tubo de baño maría con las pinzas para tubo de ensaye y añade 1 mL de reactivo
de Benedict. Observa la coloración en este tiempo.
5. Tiempo 2. Vuelve a hervir los tubos el tiempo necesario hasta observar la coloración positiva
característica para una reacción positiva al reactivo de Benedict, registra el tiempo en que aparece la
reacción.
Nota: el almidón precipita, por lo que el frasco contenedor deberá ser agitado antes de ser usado.

RESULTADOS:
Control negativo Glucosa 1% Sacarosa10 % Almidón
Coloración tiempo 0
Coloración tiempo 1
Tiempo de reacción
Coloración tiempo 2
Tiempo de reacción

OBSERVACIONES Y DISCUSIONES:

CONCLUSIONES:

Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

EXPERIMENTO NO. 8: HIDRÓLISIS ÁCIDA DE AZÚCAR COMPLEJO

OBJETIVO:
- Observar la hidrólisis ácida de un azúcar complejo con HCl.
FUNDAMENTO:
La mayor parte de los carbohidratos hallados en la naturaleza aparece en forma de polisacáridos. En su
hidrólisis mediante ácidos o con enzimas específicas rinden moléculas de monosacáridos o derivados. Los
polisacáridos se dividen en: polisacáridos de reserva y estructurales. El almidón es el polisacárido de reserva
más abundante en las plantas, y el glucógeno en los animales, el cual se depositan en forma de grandes
gránulos en el citoplasma celular.
Los granos de almidón tienen un aspecto de polvo blanco y está constituidos de dos sustancias: la amilosa y
la amilopectina. La primera es la más abundante, se encuentra en el interior de los granos, es soluble en agua
caliente y se colorea con el agua yodada, está constituida por cadenas largas, no ramificadas de unidades D-
glucosa unidas entre sí por enlaces alfa; la segunda es una sustancia mucilaginosa, no se tiñe con el yodo, es
insoluble en el agua con lo cual solo se hincha y está muy ramificada. El glucógeno es muy semejante al
almidón con un aspecto de polvo blanco, es insoluble en el alcohol y éter, se disuelve en el agua, aunque no
de manera perfecta, el glucógeno hepático es el precursor inmediato de la glucosa sanguínea.

MATERIAL:
Materiales por equipo:
- 15 tubos de ensayo de 13 x 100 mm
- 2 Vasos de precipitado de 250 mL
- Mechero y tripie con tela de asbesto
Pinza para tubo de ensayo
Matraz Erlenmeyer de 150 mL
- Pinza para matraz Erlenmeyer
- 3 pipetas graduadas de 1mL
1 pipeta graduada de 10 mL
Perilla
Reactivos por equipo:
- 5 mL de reactivo de Benedict
- Frasco gotero con 5 mL de lugol
- 20 mL de HCl 0.1 N
- 20 mL de NaOH 0.1 N
Tiras indicadoras de pH
250 mL almidón 1 %

PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:
1. Rotula 11 tubos de manera consecutiva como tiempo 0 min., tiempo 2 min., tiempo 4 min., tiempo 6
min., tiempo 8 min., etc. hasta llegar al tiempo 20 min. Coloca 4 gotas de solución de lugol a cada
tubo usando una pipeta pasteur.
2. Rotula un tubo como Benedict tiempo 0 min y añádele 0.5 mL de reactivo de Benedict.
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

3. Prepara una dilución ácida de almidón, para ello en un matraz coloca 20 mL de almidón y añade 25
mL de HCl 0.1 N por las paredes del matraz. Agita con suavidad sin despegar el matraz de la mesa.
4. Toma 1 mL de la disolución ácida de almidón y añádela al tubo de Benedict.
5. Toma 1 mL de la disolución ácida de almidón y añádela al tubo tiempo 0 min.
6. Pon a calentar el matraz y comienza a contar el tiempo del matraz en el mechero.
7. Al minuto 2 de calentamiento retira el matraz usando las pinzas para matraz, y colócalo sobre una
franela.
8. Con la pipeta toma 1 mL de la disolución y añádelo al tubo rotulado como tiempo 2 min.
9. Vuelve a colocar el matraz en el mechero e inicia una nueva cuenta de 2 minutos.
10. Repite el procedimiento cada dos minutos hasta llegar al tiempo 20 min.
11. Elige dos tubos en que observes la coloración rojiza en uno, y amarilla en otro.
12. A los tubos rojo y amarillo que elegiste añade 0.5 mL de reactivo de Benedict.
13. Calienta los tubos rojo, amarillo y Benedict en baño maría por 5 minutos o hasta alcanzar la reacción
positiva de presencia de monosacáridos.
Anota tus observaciones. Esto es para comprobar la hidrólisis completa de las dextrinas y el poder reductor
de los productos obtenidos.
Los desechos de los tubos viértelos en el matraz y verifica el pH de esta mezcla, de acuerdo al pH que
identifiques añade tantos mL de NaOH necesarios hasta neutralizar, sólo así podrá ser desechada en la tarja,
o desecha los residuos en el contenedor de ácidos.

RESULTADOS:
Tubo,
tiempo, min.
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20
Coloración
con lugol

OBSERVACIONES Y DISCUSIONES:

CONCLUSIONES:
Tubo Benedict tiempo 0 Rojo Amarillo
Coloración con Benedict
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

PREGUNTAS DE EVALUACIÓN
CARBOHIDRATOS
1. ¿Cómo se define un carbohidrato químicamente?
2. ¿Cómo se clasifican los carbohidratos?
3. ¿Cuáles son las funciones de los carbohidratos en los seres vivos?
4. ¿Cuál es la relación de estudiar bioquímica de carbohidratos con la Licenciatura de Química Clínica?
5. ¿Cuál es el principal carbohidrato de reserva en las plantas y cómo es la estructura de éste?
6. ¿Cuál es el principal carbohidrato de reserva en los animales y cómo es la estructura de éste?
7. ¿Cuál es el fundamento de utilizar el reactivo lugol, los reactivos de Fehling A y B, el reactivo de Tollens
y el reactivo de Benedict para detectar la presencia de carbohidratos?
8. ¿Qué son los azúcares reductores?
9. ¿Qué es la glucosa y cuál es su importancia clínica?
10. ¿Por qué se debe verificar el pH de los productos de desecho en las prácticas de laboratorio de
carbohidratos?

Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

LÍPIDOS
EXPERIMENTO No. 1: EXTRACCIÓN DE LÍPIDOS TOTALES A PARTIR DE TEJIDOS ANIMALES
OBJETIVO:
- Realizar la extracción de lípidos con éter.
FUNDAMENTO:
El éter es un compuesto orgánico formado por un grupo alcoxi (-O-) al que se le unen cadenas carbonadas
(alcanos, alquenos, alquinos, etc.) en cada extremo (R-O-R') como se muestra en los siguientes esquemas:

El éter actúa como disolvente no polar, por lo que puede ser empleado para realizar la extracción de lípidos
de origenanimal. Antiguamente se utilizaba como anestésico, pero dejó de usarse por sus características
apolares y la misma naturaleza lipídica de las células animales.

MATERIAL:
Materiales por equipo:
3 Pipetas graduadas de vidrio de 5 mL
Perilla
Matraz de balón de fondo plano de 125 mL de vidrio
Matraz Erlenmeyer de 50 mL
Mortero con pistilo
Espátula de metal
3 vasos de precipitados de 50 mL
3 vidrios de reloj de vidrio o una caja de Petri de vidrio
Embudo de vidrio
3 círculos de papel filtro
4 cm2 de papel parafilm
Mechero bunsen con tripie y tela de asbesto
Palangana de vidrio de 150 x 75
Termómetro
Caja de Petri de vidrio
Reactivos por equipo:
10 g de sulfato de sodio anhidro
30 mL de alcohol etílico
10 mL de éter etílico
10 mL de éter de petróleo
Materiales por grupo:
4 Balanzas granatarias
8 platillos para pesar
Material traído por los alumnos:
5-6 g de hígado de pollo
Cubreboca
Recipiente con rosca

Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:
1. Pesa en la balanza granataria aproximadamente 5-6 gramos de hígado de pollo y anota el peso, para esto
puedes usar una tapa de caja Petri.
2. Pesa en la balanza granataria el doble de la cantidad de sulfato de sodio anhídrido que el hígado.
3. Mezcla y machaca el hígado y el sulfato en el mortero hasta obtener una papilla.
4. Añade de 10 a 25 mL de alcohol etílico y continúa machacando hasta obtener una mezcla delgada, fina pero
no seca de extracto alcohólico.
5. Ayudándote de una espátula pasa el extracto a un matraz redondo de fondo plano de 125 mL, puedes
añadir el alcohol necesario para evitar que el extracto se quede adherido al mortero.
6. Coloca el matraz que contiene el extracto alcohólico en un baño maría (70°C) hasta que veas un anillo
ámbar que contiene los lípidos extraídos. Ten precaución pues el alcohol y los solventes son flamables.
7. Enfría el matraz con agua de la llave sin que el agua caída directamente sobre el matraz.
8. En la campana de extracción añade del stock de éter etílico una alícuota mayor a 5 mL en un vaso de
precipitado rotulado, de éste toma 5 mL de éter etílico y lentamente añádelo al matraz redondo por las
paredes usando una pipeta de vidrio. El éter es volátil, por lo que debe permanecer tapado el mayor tiempo
posible, para tapar los vasos de precipitado usa los vidrios de reloj.
9. Tapa la boca del matraz con papel parafilm y agita sin despegar el matraz de la mesa, esto provocará la
rotura mecánica de las membranas celulares para liberar los lípidos.
10. Deja el matraz redondo en reposo hasta que sedimente, posteriormente filtra el sobrenadante (de color
amarillo intenso que indicará la presencia de lípidos) en un matraz Erlenmeyer de 50 mL usando el embudo
cubierto con papel filtro. Regresa la masa sólida al matraz redondo.
11. En la campana de extracción prepara 8 mL de una disolución de 3:1 de alcohol:éter etílico en un vaso de
precipitado rotulado. Agrega la disolución directamente al matraz redondo. Tapa la boca del matraz y vuelve
a agitar, posteriormente filtra el líquido sobrenadante en el matraz Erlemneyer y regresa la masa sólida al
matraz redondo.
12. En la campana de extracción toma una alícuota no mayor a 15 mL de éter de petróleo en un vaso rotulado.
Agrega al matraz redondo un poco de éter de petróleo del vaso de precipitado y agita para disolver los lípidos,
deja reposar unos minutos y vuelve a filtrar hasta alcanzar un volumen de 15 mL de filtrado en el matraz
Erlenmeyer.
13. Evapora el éter del filtrado del matraz Erlenmeyer colocándolo en agua caliente hasta sequedad, sin olor
a solvente.
14. Una vez obtenido el extracto se desecha la mezcla del sulfato de sodio con el hígado envuelto en papel.
15. Realiza tus observaciones al hígado y al extracto de lípidos que obtuviste.
16. Guarda el extracto para la siguiente práctica y vierte los solventes no usados en sus respectivos frascos.
Los solventes no se desechan nunca en la tarja.

Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

RESULTADOS:

OBSERVACIONES Y DISCUSIONES:

CONCLUSIONES:

Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

EXPERIMENTO No. 2: SAPONIFICACIÓN
OBJETIVO:
- Realizar la reacción de saponificación de lípidos.
FUNDAMENTO:
La saponificación es un proceso químico que consiste en que las grasas reaccionan en caliente con el hidróxido
sódico o potásico descomponiéndose en los dos elementos que las integran: glicerina y ácidos grasos. Éstos
se combinan con los iones sodio o potasio del hidróxido para dar jabones, que son en consecuencia las sales
sódicas o potásicas de los ácidos grasos. En los seres vivos, la hidrólisis de los triglicéridos se realiza mediante
la acción de enzimas específicas (lipasas) que dan lugar a la formación de ácidos grasos y glicerina. El método
de saponificación industrial consiste en hervir la grasa y añadir lentamente NaOH, y agitarlo continuamente
hasta que la mezcla comienza a ponerse pastosa.
La reacción es la siguiente: Grasa + sosa cáustica → jabón + glicerina
MATERIAL:
Materiales por equipo:
2 tubos de ensaye de 20 x 150 mm
1 gradilla
2 pipetas graduadas de 5 mL
Perilla
Pipeta pasteur con bulbo
3 vasos de precipitados de 100 mL
Palangana de vidrio de 150 x 75
Mechero y tripie con tela de asbesto
1 matraz Erlenmeyer de 100 mL
Embudo de vidrio pequeño
Papel filtro
Varilla de vidrio delgada
Espátula de metal
Probeta de 25 mL
Reactivos por equipo:
Piseta con de agua destilada
10 mL de NaOH al 30% en etanol
10 mL solución saturada de NaCl en agua
Sustancias traídas por los alumnos:
Extracto de la práctica anterior

PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:
1. Mide 25 mL de solución etanólica en la probeta.
2. En un vaso de precipitados de 100 mL adiciona 10 mL o el volumen total del extracto de lípidos de la práctica
anterior.
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

3. Calienta el extracto de lípidos en baño maría y agrega poco a poco 10 mL de solución etanólica de sosa al
30% agitando con una varilla de vidrio de manera constante, al terminar la adición continúa agitando hasta
que se forme espuma.
3. Para saber si la reacción ha terminado toma una pequeña cantidad de la mezcla anterior, 500 a 1000 µL,
con pipeta pasteur e introdúcela en el tubo de ensaye de 20 x 150 mm y añade 1-2 mL de agua, si la mezcla
se disuelve después de agitar significa que ha terminado la reacción, si no, continuar la agitación y el
calentamiento.
4. Cuando se comprueba que la reacción ha terminado, agregar a la mezcla 10 mL de solución saturada de
NaCl, sin dejar de agitar y sin dejar de calentar hasta obtener espuma.
5. Prepara el papel filtro en el embudo de vidrio, y filtra la mezcla recolectando el filtrado en un matraz
Erlenmeyer de 100 mL, esto hazlo por decantación.
6. Lava con agua fría el jabón filtrado en el mismo embudo, usando pequeñas cantidades de agua destilada y
repite la operación varias veces.
7. Recolecta el jabón del papel filtro y comprímelo con tus manos, debes usar guantes de látex.
8. En un tubo de ensaye limpio coloca 5 mL de agua destilada y agrega una pequeña cantidad de jabón, agita
y observa.
9. Este procedimiento también se puede realizar con solución saturada de CaCl2 al 10% en agua.
10. Desecha los residuos que contienen alcohol en un frasco para residuos de alcohol. Verter alcoholes a la
tarja contamina el agua.

RESULTADOS:

OBSERVACIONES Y DISCUSIONES:

CONCLUSIONES:

Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

EXPERIMENTO No. 3: EXTRACCIÓN Y DETECCION DE COLESTEROL EN CEREBRO
OBJETIVO:
- Realizar la extracción y detección de colesterol en cerebro
FUNDAMENTO:
El colesterol es un esteroide que se produce de forma natural enlos animales. Su exceso puede conducir a
la ateroesclerosis, que es la acumulación de depósitos de colesterol en las arterias, esto aumenta el riesgo de
enfermedades cardiovasculares, como infarto y derrame cerebral. Las membranas de las células del cerebro
tienen colesterol, y se ha relacionado la pérdida paulatina del colesterol de la membrana de las neuronas del
hipocampo con algunos de los déficits cognitivos que ocurren con la edad.

MATERIAL:
Material por equipo:
3 tubos de ensaye de 20 x 150 mm
Pipeta de vidrio graduada de 5 mL
2 pipetas de vidrio graduadas de 2 mL
Perilla
Gradilla
Mortero con pistilo
Embudo de vidrio
Estufa a 40°C
Espátula metálica
Balanza granataria
2 platillos de aluminio para pesar
Caja Petri de vidrio
Papel filtro
Papel parafilm
Reactivos por equipo:
1 mL de ácido sulfúrico concentrado
1 mL ácido acético glacial
5 mL de cloroformo
Material traído por los alumnos.
Por equipo:
4 g de yeso
2 g de sesos (pollo, res o cerdo)
Navaja o cuchillo
Superficie para cortar
Franela

PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:
1. Pesa 2 g de sesos y desmenúzalo lo más posible, utiliza el cuchillo y la superficie para cortar.
2. Pesa 4 g de yeso.
3. Coloca los sesos en el mortero y añade 4 g de yeso y tritura todo hasta obtener una masa homogénea.
4. Esparce con una espátula la masa obtenida sobre la caja Petri formando una capa fina.
5. Seca la caja Petri en la estufa a 40 °C por 30 minutos o hasta obtener una masa totalmente blanca y seca.
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

6. Coloca la masa seca en el mortero limpio y tritura la pasta hasta obtener un polvo fino.
7. Pasa el polvo a un tubo de ensayo y agrégale 5 mL de cloroformo.
8. Cubre el tubo con papel parafilm y agita suavemente sin inversión por 5 minutos.
9. Filtra la mezcla anterior a otro tubo de ensaye, usando el papel filtro y el embudo.
10. Toma 1 mL del filtrado anterior y pásalo a otro tubo de ensaye, en la campana de extracción agrégale 1
mL de ácido sulfúrico concentrado deslizándolo por las paredes. Observa la aparición de un anillo coloreado.
11. Deja reposar hasta observar las capas que se forman en el tubo. Al separarse la capa superior es roja y la
inferior es roja amarillenta y con fluorescencia verde. Dichos colores se observan mejor con iluminación solar.
12. A la capa inferior añadirle 1 mL de ácido acético glacial y observa el cambio de color mientras que la
fluorescencia continúa, la reacción es exotérmica. Si no se observa a la luz del sol sólo se verá un color verde
seco y opaco, por lo cual se recomienda observar a la luz solar.
13. Desecha los ácidos en la garrafa de ácidos de desecho.

RESULTADOS:

OBSERVACIONES Y DISCUSIONES:

CONCLUSIONES:

Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

PREGUNTAS DE EVALUACIÓN
LÍPIDOS
1. Esquematiza las clasificaciones de los lípidos.
2. Describe las funciones biológicas de los lípidos compuestos: fosfolípidos, fosfoglicéridos,
fosfoesfingolípidos, glucolípidos, cerebrósidos, gangliósidos.
3. Describe algunos lípidos que tengan funciones reguladoras.
4. ¿Cuál es la clasificación de los eicosanoides y qué funciones biológicas tienen a nivel inmunológico?
5. ¿Cómo se regula en nivel de triglicéridos y colesterol en el humano?
6. ¿Cuál es la relación entre pérdida de memoria y los niveles de colesterol en el hipocampo?
7. ¿Cuál es el efecto de la hormona grelina en el control de colesterol?
8. ¿Cuáles son los valores normales de triglicéridos en sangre?
9. ¿Cuáles son los valores normales de colesterol en sangre?
10. ¿De acuerdo a su densidad, cómo se clasifica el colesterol?

Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

AMINOÁCIDOS, PROTEÍNAS Y ENZIMAS
EXPERIMENTO No. 1: COMPORTAMIENTO ÁCIDO-BASE DE LOS AMINOÁCIDOS
(CURVA DE TITULACIÓN)
OBJETIVO:
- Describir el comportamiento iónico de los aminoácidos en función del pH de la solución en el que se
encuentre explicando el estado iónico de sus grupos funcionales.
- Identificar el pH en el cual se encuentra como anión, ion dipolar y catión.
- Obtener la curva de titulación en función a su pH y el pK de sus grupos funcionales.
- Titular con NaOH diversos aminoácidos (alanina, ácido aspártico, arginina).
- Determinar el número de funciones ionizables, y el valor pKa y pKb de cada función y el pI de cada uno.
FUNDAMENTO:
Los aminoácidos son compuestos anfóteros, es decir, que en solución acuosa se comportan como ácidos o
como bases, dependiendo del pH de la solución. Los aminoácidos poseen dos grupos ionizables (amino y
carboxilo). El punto isoeléctrico es el valor medio de los pKas de estos dos grupos. Los aminoácidos de carácter
ácido (aspártico, glutámico) o básico (histidina, arginina, lisina, triptófano) poseen un tercer grupo ionizable
en la cadena lateral. Esto influye en su punto isoeléctrico.
MATERIAL:
Material por equipo:
Bureta de 25 mL
Soporte universal para bureta
Pinzas para bureta
4 vasos de precipitado de 150 mL
3 matraces Erlenmeyer de 150 mL
3 pipetas graduadas de 10 mL de vidrio
1 potenciómetro
Tiras reactivas para medir pH
1 perilla
2 pipetas pasteur con bulbo
Reactivos por grupo:
500 mL de NaOH 0.5 N
150 mL de solución de alanina acidulada a pH 1.3
con HCl 1 N
150 mL de solución de ácido aspártico, acidulada a
pH 1.3 con HCl 1 N
150 mL de solución de arginina, acidulada a pH 1.3
con HCl 1 N
Indicador azul de timol (gotero)
Indicador fenolftaleína (gotero)
Solución tampón patrón para potenciómetro

Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:
1. Es conveniente familiarizarse previamente con el uso del potenciómetro, utilizando una muestra de
tampón patrón.
2. Pesar 200 mg de un aminoácido neutro (monoamino-monocarboxílico) como la alanina, depositar en un
matraz Erlenmeyer y disolver en 10 ml de agua destilada. Llevar a pH 1.3 con HCL 1 N (Este reactivo es
proporcionado por los técnicos de laboratorio).
3. Tomar 10 ml de la solución del aminoácido, colocarlos en un matraz Erlenmeyer y agregar 2 gotas de azul
de timol.
4. Titular la disolución del aminoácido con NaOH 0.5 N, utilizando una bureta, gota a gota, hasta obtener un
color amarillo, medir el pH de la solución titulada (vaciar un poco de la solución a un vaso de precipitado, para
medir el pH utilizando un potenciómetro o tiras reactivas). Anotar el pH obtenido y el volumen gastado del
NaOH (lectura de la bureta).
Nota: regresar el contenido del vaso al matraz Erlenmeyer para continuar titulando.
5. Agregar al mismo matraz 2 gotas de indicador de fenolftaleína y seguir titulando con NaOH hasta obtener
un color violeta o que no cambie de color. Medir y registrar nuevamente el pH de la solución y la lectura de
la bureta.
6. Repetir ésta operación con aminoácidos trifuncionales, ácido aspártico y arginina.
7. Graficar los resultados obtenidos para cada aminoácido, representando los valores de pH (eje de las
ordenadas) frente al volumen de base añadido (eje de las abscisas).
8. A partir de la representación gráfica, obtener los valores aproximados de los pKas de los grupos ionizables
del aminoácido y su punto isoeléctrico.

RESULTADOS:

Completar el siguiente cuadro con la información relacionada con cada aminoácido:

Nombre del aminoácido
Clasificación del aminoácido
Concentración del aminoácido
Fórmula

Nombre del aminoácido
Clasificación del aminoácido
Concentración del aminoácido
Fórmula
Zaira Yassojara Flores López
Laura Cecilia González Sánchez

Nombre del aminoácido
Clasificación del aminoácido
Concentración del aminoácido
Fórmula

-Use papel milimétrico para realizar las curvas de titulación.

-Sobre la base de sus cálculos complete el