EL DOGMA CENTRAL DEL DNA AL RNA A LA PROTEINA

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El DNA en nuestro genoma contiene toda la información ne-
cesaria para construir las proteínas del cuerpo humano, inclui-
das las necesarias para duplicar el ácido desoxirribonucleico 
(DNA, deoxyribonucleic acid), transcribir el DNA en ácido ribo-
nucleico (RNA, ribonucleic acid) y para traducir luego el RNA a 
proteínas. La producción de proteínas requiere DNA y RNA, y 
la replicación del DNA y la producción de RNA requieren pro-
teínas. Esta dependencia mutua crea un problema de huevo y 
gallina para la evolución. La vida basada en proteínas sería im-
posible sin DNA o RNA para codificar la secuencia de la proteí-
na. Y la vida basada en DNA o RNA sería imposible sin las en-
zimas proteicas para copiar el material genético. Entonces, ¿có-
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B O S Q U E J O D E L C A P Í T U L O
 11.1 Relación entre genes, proteínas 
y RNA
 11.2 Papel de las RNA polimerasas 
en la transcripción
 11.3 Descripción general de la trans-
cripción en células procariotas y 
eucariotas
 11.4 Síntesis y procesamiento de ri-
bosomas eucariotas y los RNA 
de transferencia
 11.5 Síntesis y estructura de los RNA 
mensajeros eucarióticos
 11.6 Genes divididos: un hallazgo in-
esperado
 11.7 Procesamiento de los RNA men-
sajeros eucarióticos
 11.8 Implicaciones evolutivas de los 
genes divididos y empalmes de 
RNA
 11.9 Creación de nuevas ribozimas 
en el laboratorio
 11.10 Interferencia por RNA
 11.11 PERSPECTIVA HUMANA: 
Aplicaciones clínicas de la inter-
ferencia del RNA
 11.12 RNA pequeños: miRNA y piRNA
 11.13 CRISPR y otros RNA no codifi-
cantes
 11.14 Codificación de información ge-
nética
 11.15 Decodificación de codones: el 
papel de los RNA de transferen-
cia
 11.16 Traducción de información ge-
nética: inicio
 11.17 Traducción de información ge-
nética: elongación y terminación
 11.18 Vigilancia mRNA y control de 
calidad
 11.19 Polirribosomas
 11.20 VÍAS EXPERIMENTALES: 
 El papel del RNA como 
catalizador
El dogma central: del DNA 
al RNA a la proteína
(continúa)
Cortesía de Thomas A. Steitz, Universidad de Yale.
Un modelo de la subunidad grande de un ribosoma procariótico 
determinado por cristalografía de rayos X con una resolución de 
2.4 Å. Esta vista examina la hendidura del sitio activo de la subuni-
dad, que consiste totalmente de RNA. El RNA se muestra en gris, 
la proteína en dorado, y el sitio activo se revela por un inhibidor 
unido (verde). Se cree que el papel del RNA como catalizador 
para fabricar proteínas es un vestigio de los orígenes tempranos 
de la vida en nuestro planeta donde el RNA, más que el DNA o 
las proteínas, desempeñó el papel principal como genoma y 
catalizador.
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mo podría haber comenzado la vida en primer lugar? Como ve-
remos en este capítulo, el RNA puede funcionar como una en-
zima en algunos casos, y de hecho la catálisis enzimática basa-
da en RNA es parte esencial de la maquinaria para sintetizar 
proteínas. Aunque en los organismos modernos las enzimas 
proteicas impulsan la duplicación del DNA, la capacidad de es-
te y del RNA para emparejar bases con nucleótidos libres su-
giere un escenario en el cual se formó espontáneamente una 
secuencia de RNA, que luego pudo autorreplicarse, dando lu-
gar en última instancia a propagar copias de sí misma. Esto se 
conoce como la hipótesis del “mundo de RNA”, que propone 
que la vida comenzó como RNA. Continúa siendo desconocido 
el aspecto que tendrían exactamente las moléculas de RNA 
primordiales autopropagables, pero al menos este escenario 
particular de origen de la vida es comprobable por vía experi-
mental, porque podemos sintetizar moléculas de RNA en el la-
boratorio y evaluar su habilidad para autorreplicarse y realizar 
otras funciones bioquímicas básicas. Es probable que la vida 
más temprana haya sido una combinación de RNA autorrepli-
cante y una membrana simple de algún tipo, que podía inter-
cambiar selectivamente sustancias químicas con el caldo pri-
mordial circundante. A lo largo de este capítulo, veremos que 
el RNA tiene un papel central en la biología molecular, quizás al 
sevir como recordatorio de sus orígenes antiguos.
11.1 Relación entre genes, 
proteínas y RNA
Nuestro concepto cambiante del gen refleja, en muchos sentidos, 
el progreso en la biología durante el siglo pasado. Como resulta-
do del trabajo de Mendel, los biólogos aprendieron que los genes 
son elementos discretos que rigen la aparición de rasgos específi-
cos. De haber tenido la oportunidad, Mendel habría defendido el 
concepto de que un gen determina un rasgo. Boveri, Weismann, 
Sutton y sus contemporáneos descubrieron que los genes tienen 
una expresión concreta como partes del cromosoma. Morgan, 
Sturtevant y sus colegas demostraron que los genes tienen direc-
ciones específicas: residen en ubicaciones particulares de cromo-
somas particulares, y estas direcciones permanecen constantes 
de un individuo de una especie al siguiente. Griffith, Avery, Her-
shey y Chase demostraron que los genes estaban compuestos de 
DNA, y Watson y Crick resolvieron el rompecabezas de la estruc-
tura del DNA, que explicaba cómo esta notable macromolécula 
podría codificar información hereditaria.
Aunque las formulaciones de estos conceptos fueron hitos en 
el camino hacia la comprensión genética, ninguno de ellos abor-
dó el mecanismo por el cual entra en funcionamiento la informa-
ción almacenada en un gen para gobernar las actividades celula-
res. Este es el tema principal que se discutirá en el presente ca- 
pítulo. Comenzaremos con conocimientos adicionales sobre la 
naturaleza de un gen, lo que nos acerca a su papel en la expresión 
de rasgos heredados.
Evidencia de que el DNA 
es el material genético
La primera percepción significativa de la función genética se de-
be a Archibald Garrod, un médico escocés que reportó en 1908 
que la ausencia de enzimas específicas era la causa de los sínto-
mas que presentaban las personas con ciertas raras enfermeda-
des hereditarias. Una de las enfermedades investigadas por 
Garrod fue la alcaptonuria, una condición que se diagnostica cla-
ramente porque la orina se oscurece al exponerse al aire. Garrod 
descubrió que las personas con alcaptonuria carecían de una en-
zima en su sangre que oxidaba el ácido homogentísico, un com-
puesto formado durante la descomposición de los aminoácidos 
fenilalanina y tirosina. A medida que se acumula el ácido homo-
gentísico, se excreta en la orina y su color se oscurece cuando se 
oxida por el aire. Garrod había descubierto la relación entre un 
defecto genético, una enzima específica, y una condición metabó-
lica específica. Llamó a tales enfermedades “errores congénitos 
del metabolismo”. Como parece haber sucedido con otras obser-
vaciones tempranas de importancia básica en genética, los hallaz-
gos de Garrod no fueron apreciados durante décadas.
La idea de que los genes dirigen la producción de enzimas fue 
resucitada en la década de 1940 por George Beadle y Edward 
Tatum del Instituto de Tecnología de California. Estudiaron Neu-
rospora, un hongo del pan tropical que crece en un medio muy 
simple, que contiene una única fuente de carbono orgánico (p. 
ej., un azúcar), sales inorgánicas y biotina (una vitamina B). 
Debido a que necesita tan poco para vivir, se supuso que Neuros-
pora sintetizaba todos sus metabolitos requeridos. Beadle y Tatum 
razonaron que un organismo con una capacidad sintética tan am-
plia debería ser muy sensible a las deficiencias enzimáticas, lo 
que se podría detectar con facilidad utilizando el protocolo expe-
rimental adecuado. Un esquema simplificado de su protocolo se 
da en la FIGURA 11-1.
El plan de Beadle y Tatum era irradiar esporas de moho y 
analizarlas en busca de mutaciones que causaran que las células 
carecieran de una enzima particular. Se usó radiación para dañar 
el DNA y crear cambios en su secuencia (mutaciones). Para detec-
tar estas mutaciones que afectana las enzimas, se analizaron las 
esporas irradiadas para determinar su capacidad de crecimiento 
en un medio mínimo, que carecía de los compuestos esenciales 
conocidos por ser sintetizados por ese organismo (véase figura 
11-1). Si una espora no puede crecer en un medio mínimo, pero 
una espora genéticamente idéntica puede crecer en un medio su-
plementado con un compuesto metabólico particular (p. ej., ácido 
pantoténico), entonces los investigadores podrían concluir que 
las células tienen una deficiencia enzimática que les impide sin-
tetizar este compuesto esencial.
Beadle y Tatum comenzaron irradiando más de mil células. 
Dos de las esporas demostraron ser incapaces de crecer en el me-
dio mínimo: una necesitaba piridoxina (vitamina B6) y la otra re-
quería tiamina (vitamina B1). Eventualmente, se probó una proge-
nie de aproximadamente 100 000 esporas irradiadas, y se aislaron 
docenas de mutantes. Cada mutante tenía un defecto genético, 
que producía una deficiencia enzimática que impedía que las cé-
lulas catalizaran una reacción metabólica particular. Los resulta-
dos fueron claros: un gen lleva la información para la construc-
ción de una enzima particular. Esta conclusión se conoció como 
la hipótesis “un gen, una enzima”. Una vez que se supo que las 
enzimas a menudo están compuestas de más de un polipéptido, 
cada uno de los cuales está codificado por su propio gen, el con-
cepto se modificó a “un gen, un polipéptido”. Aunque esta rela-
ción sigue siendo una aproximación cercana de la función básica 
de un gen, también ha tenido que ser modificada debido al des-
cubrimiento de que un único gen a menudo genera una variedad 
de polipéptidos, principalmente como resultado del corte y em-
palme alternativo (discutido en la sección 12.18). También sería 
evidente que la descripción de un gen de manera estricta como 
un almacén de información para polipéptidos es una definición 
demasiado estrecha. Muchos genes codifican moléculas de RNA, 
que en lugar de contener información para la síntesis de polipép-
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tidos funcionan como RNA en sí mismas. Con esto en mente, 
podría ser mejor definir un gen como un segmento de DNA que 
contiene la información para una sola cadena polipeptídica o pa-
ra uno o más RNA funcionales.
Visión general del flujo de información 
a través de la célula
Los genes contienen la información necesaria para fabricar poli-
péptidos, pero esta información se almacena en una forma iner-
te, como una tira de bases de DNA que no puede realizar ningu-
na función metabólica en la célula. La expresión génica se 
refiere a la producción de un producto funcional (p. ej., una en-
zima) usando la información codificada en un gen. La informa-
ción presente en un segmento de DNA se pone a disposición de 
la célula mediante la formación de una molécula de RNA. La 
síntesis de un RNA a partir de una plantilla de DNA se denomi-
na transcripción. El término transcripción denota un proceso en 
el que la información codificada en las cuatro letras desoxirribo-
nucleótidas del DNA se reescribe, o se transcribe, en un lengua-
je similar compuesto por cuatro letras ribonucleótidas de RNA. 
Examinaremos el mecanismo de la transcripción en breve, pero 
primero continuaremos con la función de un gen en la forma-
ción de polipéptidos.
Los estudios llevados a cabo en la década de 1950 descubrie-
ron la relación entre la información genética y la secuencia de 
aminoácidos, pero este conocimiento en sí mismo no proporcio-
naba ninguna pista sobre el mecanismo por el cual se genera una 
cadena polipeptídica específica. Como ahora sabemos, hay un in-
termediario entre un gen y su polipéptido; el intermediario es el 
RNA mensajero (mRNA). El descubrimiento trascendental del 
mRNA fue realizado en 1961 por François Jacob y Jacques Monod 
del Instituto Pasteur de París, Sydney Brenner de la Universidad 
de Cambridge, y Matthew Meselson del Instituto de Tecnología de 
California. Un RNA mensajero se ensambla como una copia com-
plementaria de una de las dos cadenas de DNA que componen un 
gen. Debido a que su secuencia de nucleótidos es complementaria 
a la del gen del cual se transcribe, el mRNA conserva la misma 
información para el ensamblaje de polipéptidos que el gen mismo. 
Por esta razón, un mRNA también se puede describir como una 
cadena “de sentido” o un RNA de codificación. Los mRNA euca-
riotas no se sintetizan en su forma final (o madura), sino que se 
deben extraer (o procesar) a partir de mayores pre-mRNA. En la 
FIGURA 11-2 se ilustra una visión general del papel del mRNA en 
el flujo de información a través de una célula eucariota.
El uso de RNA mensajero permite a la célula separar el alma-
cenamiento de información del uso de esta. Mientras que el gen 
permanece almacenado en el núcleo como parte de una enorme 
Neurospora
no cultivada
Irradiada con rayos
X o luz ultravioleta
Medio mínimo
Crece en medio
suplementado
Esporas producidas
por meiosis seguida
de mitosis simple
Los mutantes pueden crecer
en el medio suplementado,
pero no en el medio mínimo
Prueba de
capacidad
de crecimiento
Medio mínimo
+ vitaminas
Medio mínimo suplementado con:
Ácido
fólico
InositolColinaÁcido
p-amino-
benzoico
Piridoxina Control
en medio
mínimo
TiaminaRiboflavinaNiacinaÁcido
pantoténico
Medio mínimo
+ aminoácidos
Esporas Meiosis
1 2
34
5
Neurospora
no cultivada
3
Prueb
capa
de crec
sis seguida
sis simple
Crece en medio
suplementado
M
2
de
dad
iento
ba
cid
cim
4
con:plementaddo cmínimo supMedio 
FIGURA 11-1 Experimento Beadle-Tatum para el aislamiento de mutantes genéticos en Neurospora. Se irradiaron las esporas para inducir mutaciones 
(paso 1) y se dejaron crecer en colonias en tubos que contenían un medio suplementado (paso 2). Luego se analizaron las esporas genéticamente idénti-
cas producidas por las colonias para determinar su capacidad de crecer en medio suplementado o mínimo (paso 3). Aquellas que no lograron crecer en 
un medio mínimo eran mutantes; la tarea era identificar el gen mutante. En el ejemplo que se muestra en el paso 4, se encontró que una muestra de cé-
lulas mutantes crecía en el medio mínimo suplementado con vitaminas, pero no crecía en el medio suplementado con aminoácidos. Esta observación in-
dica una deficiencia en una enzima que conduce a la formación de una vitamina. En el paso 5, el crecimiento de estas mismas células en medio mínimo 
suplementado con una u otra de las vitaminas indica que la deficiencia reside en un gen implicado en la formación del ácido pantoténico (parte de la 
coenzima A).
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molécula de DNA estacionaria, su información se 
puede transmitir a un ácido nucleico móvil mucho 
más pequeño que pasa al citoplasma. Una vez en el 
citoplasma, el mRNA puede servir como plantilla 
para dirigir la incorporación de aminoácidos en un 
orden particular codificado por la secuencia de nu-
cleótidos del DNA y mRNA. El uso de un RNA men-
sajero también permite que una célula amplifique en 
gran medida su salida de síntesis. Una molécula de DNA puede 
servir como plantilla en la formación de muchas moléculas de 
mRNA, cada una de las cuales se puede usar en la formación de 
un gran número de cadenas de polipéptidos. El concepto de un 
gen con base en DNA que codifica un mensaje basado en RNA, 
que luego se traduce en una proteína, se conoce como el dogma 
central.
Las proteínas se sintetizan en el citoplasma mediante un com-
plejo proceso llamado traducción genética. La traducción re-
quiere la participación de docenas de diferentes componentes, 
incluidos los ribosomas. Los ribosomas son “máquinas” comple-
jas y citoplásmicas, que se pueden programar como un ordenador 
para traducir la información codificada por cualquier mRNA. Los 
ribosomas contienen tanto proteínas como RNA. Los RNA de un 
ribosoma se llaman RNA ribosómicos (rRNA,ribosomal RNA), 
y al igual que los mRNA, cada uno se transcribe a partir de una 
de las cadenas de DNA de un gen. En lugar de funcionar en una 
capacidad informativa, los rRNA proporcionan un soporte es-
tructural para construir el ribosoma, y ayudar a catalizar la reac-
ción química en la que los aminoácidos se unen en forma cova-
lente entre sí. Los RNA de transferencia (o tRNA, transfer 
RNA) constituyen una tercera clase importante de RNA que se 
requiere durante la síntesis de proteínas. Se requieren RNA de 
transferencia para traducir la información en código de los nu-
cleótidos del mRNA al “alfabeto” de aminoácidos de un polipép-
tido.
Tanto los rRNA como los tRNA deben su actividad a sus com-
plejas estructuras secundarias y terciarias. A diferencia del DNA, 
que tiene una estructura helicoidal similar de doble cadena que 
no depende de la fuente, muchos RNA se pliegan en una forma 
tridimensional compleja, que es marcadamente diferente entre 
un tipo de RNA y otro. Así, al igual que las proteínas, los RNA 
llevan a cabo una amplia gama de funciones debido a sus diferen-
tes formas. Como ocurre con las proteínas, el plegamiento de las 
moléculas de RNA sigue ciertas reglas. Mientras que la extracción 
de residuos hidrófobos en su interior impulsa el plegamiento de 
las proteínas, el plegamiento del RNA es impulsado por la forma-
ción de regiones que tienen pares de bases complementarias 
(consúltese FIGURA 11-3). Como se ve en la figura 11-3, es típico 
que las regiones emparejadas por bases formen “pedúnculos” bi-
catenarios (y de doble hélice), que están conectados a “bucles” de 
cadena simple. A diferencia del DNA, que consiste exclusivamen-
te en pares de bases estándar Watson-Crick (G-C, A-T), los RNA 
a menudo contienen pares de bases no estándar (recuadro, véase 
figura 11-3) y bases modificadas de nitrógeno. Estas regiones no 
ortodoxas de la molécula sirven como sitios de reconocimiento 
para proteínas y otros RNA, promueven el plegamiento del RNA, 
y ayudan a estabilizar la estructura de la molécula. La importan-
cia del apareamiento complementario de bases se extiende mu-
cho más allá de la estructura del tRNA y rRNA. Como veremos a 
lo largo de este capítulo, el emparejamiento de bases entre molé-
culas de RNA desempeña un papel central en la mayoría de las 
actividades en las que están comprometidos los RNA.
El papel de los mRNA, rRNA y tRNA se explora en detalle en 
las siguientes secciones de este capítulo. Las células eucariotas 
forman una serie de otros RNA, que también desempeñan pa- 
peles vitales en el metabolismo celular; estos incluyen RNA pe-
queños nucleares (snRNA, small nuclear RNA), RNA pequeños 
nucleolares (snoRNA, small nucleolar RNA), RNA pequeños de 
interferencia (siRNA, small interfering RNA), piRNA, microRNA 
(miRNA, microRNA) y una variedad de otros RNA no codifican-
tes, es decir, RNA que no contienen información para secuencias 
de aminoácidos. La mayoría de estos RNA cumplen una función 
reguladora, controlando varios aspectos de la expresión génica. 
Varios de estos RNA han irrumpido en la escena en los últimos 
Pre-mRNA
mRNA
Núcleo
Citoplasma
mRNA que se traslada Proteína
DNA del
cromosoma
Segmentos de
DNA transcritos
1
2
3
4 5
FIGURA 11-2 Visión general del flujo de información en una 
célula eucariota. El DNA de los cromosomas ubicados den-
tro del núcleo contiene todo el almacén de información ge-
nética. Los sitios seleccionados en el DNA se transcriben en 
los pre-mRNA (paso 1), que se procesan en RNA mensajeros 
(paso 2). Los RNA mensajeros se transportan fuera del nú-
cleo (paso 3) hacia el citoplasma, donde se transcriben en 
polipéptidos mediante ribosomas que se mueven a lo largo 
del mRNA (paso 4). Después de la traducción, el polipéptido 
se pliega para asumir su conformación original (paso 5).
G U A G G
G
mA
AC G U C
FIGURA 11-3 Estructura bidimensional de un RNA ribosómico bacteriano 
que muestra el apareamiento de bases extensivo entre las diferentes 
regiones de la hebra simple. La sección expandida muestra la secuencia 
de bases de un pedúnculo y un lazo, que incluye un par de bases no es-
tándar (G-U) y un nucleótido modificado, metiladenosina. Una de las héli-
ces está sombreada de forma diferente porque desempeña un papel im-
portante en la función de los ribosomas, como se explica en la página 
445. En la figura 11-41b) se muestra un ejemplo de la estructura tridimen-
sional de un RNA.
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408 años, recordándonos una vez más que hay muchas actividades 
celulares ocultas, a la espera de ser descubiertas.
Para obtener material de referencia sobre la estructura del 
RNA se puede revisar la sección 2.18.
reacción se hidroliza a fosfato inorgánico (Pi, inorganic phosphate). 
La hidrólisis del pirofosfato libera una gran cantidad de energía 
libre, y hace que la reacción de incorporación de nucleótidos sea 
esencialmente irreversible.
A medida que la polimerasa se mueve a lo largo de la plantilla 
de DNA, incorpora nucleótidos complementarios en la cadena 
creciente de RNA. Un nucleótido se incorpora en la hebra de 
RNA si es capaz de formar un par de bases apropiadas (Watson-
Crick) con el nucleótido en la hebra de DNA que se está transcri-
biendo. Esto se puede ver en la figura 11-4c) donde la adenosina 
5�-trifosfato entrante se empareja con el nucleótido que contiene 
timina de la plantilla. Una vez que la polimerasa ha pasado un 
determinado tramo de DNA, la doble hélice del DNA se reforma 
(como en la figura 11-4a, b). En consecuencia, la hebra de RNA 
no permanece asociada con su plantilla como un híbrido DNA-
RNA (excepto por aproximadamente nueve nucleótidos justo de-
trás del sitio donde la polimerasa está operando). Las RNA poli-
merasas son capaces de incorporar de 20 a 50 nucleótidos por 
segundo aproximadamente en una molécula de RNA en creci-
miento, y muchos genes en una célula se transcriben simultánea-
mente por cien o más polimerasas. La frecuencia con la que se 
transcribe un gen está regulada estrechamente, y puede variar 
drásticamente en dependencia del gen dado y las condiciones 
que prevalecen. La micrografía electrónica de la figura 11-4d) 
muestra una molécula de DNA de fago con varias moléculas de 
RNA polimerasa enlazadas.
Las RNA polimerasas son capaces de formar RNA prodigio-
samente largos. En consecuencia, la enzima debe permanecer 
unida al DNA durante largos tramos de plantilla (se dice entonces 
que la enzima es progresiva). Al mismo tiempo, la enzima debe 
estar asociada de forma bastante libre como para moverse de un 
nucleótido a otro de la plantilla. Es difícil estudiar ciertas propie-
dades de las RNA polimerasas, tal como la progresividad, me-
diante el uso de metodologías bioquímicas que tienden a pro- 
mediar las diferencias entre las moléculas de las proteínas indivi-
duales. En consecuencia, para seguir las actividades de las molé-
culas de RNA polimerasa individuales, los investigadores han 
desarrollado técnicas similares a las utilizadas para estudiar los 
motores citoesqueléticos individuales. Dos ejemplos de tales estu-
dios son representados en la FIGURA 11-5. En ambos ejemplos 
una sola RNA polimerasa se une a la superficie de un portaobje-
tos de vidrio, y se le permite transcribir una molécula de DNA 
que contiene una perla fluorescente unida en forma covalente a 
uno de sus extremos. El movimiento de la esfera fluorescente se 
puede monitorear bajo un microscopio de fluorescencia.
En la figura 11-5a) la perla es libre de moverse en el medio, y 
su intervalo de movimiento es proporcional a la longitud del 
DNA entre la polimerasa y la perla. A medida que la polimerasa 
transcribe la plantilla la hebra del DNA de conexión se alarga, y 
se incrementa el movimiento de la esfera. Este tipo de sistema 
permite a los investigadores estudiar la velocidad de transcrip-
ción de una polimerasa individual, y determinar si la polimerasa 
transcribe el DNA enun movimiento constante o discontinuo. En 
la figura 11-5b) la perla al final de la molécula de DNA que se 
transcribe queda atrapada por un rayo láser enfocado (página 
319). La fuerza mínima ejercida por la trampa láser se puede va-
riar, hasta que sea suficiente para evitar que la polimerasa conti-
núe transcribiendo el DNA. Las mediciones realizadas en molé-
culas individuales de RNA polimerasa en el acto de la transcripción 
indican que estas enzimas se pueden mover sobre la plantilla, 
una base a la vez (3.4 Å), con una fuerza varias veces mayor que 
la de una molécula de miosina (véase capítulo 9 para la discusión 
de la miosina y otras proteínas motoras).
A pesar de que las polimerasas son motores relativamente po-
tentes estas enzimas no necesariamente se mueven de manera 
constante, sino que pueden hacer pausa en ciertos lugares a lo 
largo de la plantilla, o incluso retroceder antes de reanudar su 
avance. Se han identificado varios factores de elongación que me-
REPASO
1. ¿Cómo pudieron Beadle y Tatum llegar a la conclusión de que 
un gen codificaba una enzima específica?
2. Distinga entre las estructuras bidimensional y tridimensional 
de los RNA.
11.2 Papel de las RNA polimerasas 
en la transcripción
La transcripción es un proceso en el que una hebra de DNA pro-
porciona la información para la síntesis de una hebra de RNA. 
Las enzimas responsables de la transcripción en células procario-
tas y eucariotas se denominan RNA polimerasa dependiente 
de DNA, o simplemente RNA polimerasas. Estas enzimas son 
capaces de incorporar nucleótidos, uno a la vez, en una hebra de 
RNA cuya secuencia es complementaria a una de las hebras del 
DNA que sirve como plantilla.
El primer paso en la síntesis de un RNA es la asociación de la 
polimerasa con la plantilla del DNA. Esto trae a colación una 
cuestión de interés más general, a saber, las interacciones especí-
ficas de dos macromoléculas, proteínas y ácidos nucleicos muy 
diferentes. Del mismo modo que diferentes proteínas han evolu-
cionado para unir diferentes tipos de sustratos y catalizar diferen-
tes tipos de reacciones, también algunas de ellas han evoluciona-
do para reconocer y unirse a secuencias específicas de nucleótidos 
en una hebra de ácido nucleico. El sitio del DNA al que se une 
una molécula de RNA polimerasa antes de iniciar la transcripción 
se denomina promotor. Las RNA polimerasas celulares no son 
capaces de reconocer a los promotores por sí mismas, sino que 
requieren la ayuda de proteínas adicionales llamadas factores de 
transcripción. Además de proporcionar un sitio de unión para la 
polimerasa, el promotor contiene la información que determina 
cuál de las dos hebras de DNA se transcribe, y el sitio donde co-
mienza la transcripción.
La RNA polimerasa se mueve a lo largo de la hebra plantilla 
de DNA hacia su extremo 5� (es decir, en una dirección 3�→5�). A 
medida que la polimerasa progresa, el DNA se desenrolla tempo-
ralmente y la polimerasa ensambla una hebra complementaria de 
RNA que crece con inicio en su extremo 5� en una dirección 3� 
(véase FIGURA 11-4 a,b). La RNA polimerasa cataliza la reacción 
altamente favorable
RNAn + NTP → RNAn+1 + PPi
donde los sustratos ribonucleósidos trifosfato (NTPs, ribonucleosi-
de triphosphate substrates) se escinden en nucleósidos monofosfa-
tos, a medida que se polimerizan en una hebra covalente (consúl-
tese figura 11-4c). Las reacciones que conducen a la síntesis de 
ácidos nucleicos (y proteínas) son intrínsecamente diferentes 
de las del metabolismo intermediario discutido en el capítulo 3. 
Mientras que algunas de las reacciones que conducen a la forma-
ción de moléculas pequeñas, como los aminoácidos, pueden estar 
lo suficientemente cerca del equilibrio como para poder medir 
una reacción inversa considerable, las reacciones que conducen a 
la síntesis de ácidos nucleicos y proteínas deben ocurrir bajo con-
diciones en que virtualmente no hay reacción inversa. Esta condi-
ción se cumple durante la transcripción con la ayuda de una se-
gunda reacción favorable
PPi → 2Pi
catalizada por una enzima diferente, una pirofosfatasa. En este 
caso el pirofosfato (PPi, pyrophosphate) producido en la primera 
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FIGURA 11-4 Elongación de hebra durante la transcripción. a) Un modelo esquemático de la elongación de una molécula recién sintetizada de RNA du-
rante la transcripción. La polimerasa cubre aproximadamente 35 pares de bases de DNA, la burbuja de transcripción compuesta de DNA de hebra simple 
(disuelto) contiene aproximadamente 15 pares de bases, y el segmento presente en un híbrido DNA-RNA incluye aproximadamente nueve pares de ba-
ses. La enzima genera DNA sobreserpenteado (superenrollado positivamente) delante de sí misma y DNA subserpenteado (superenrollado negativamen-
te) tras de sí misma (página 381). Estas condiciones se relevan mediante topoisomerasas (página 381). b) Dibujo esquemático de una RNA polimerasa en 
el acto de elongación de la transcripción. El DNA corriente abajo se encuentra en un surco dentro de la polimerasa, fijado por un par de mandíbulas for-
madas por las dos subunidades más grandes de la enzima. El DNA realiza un giro brusco en la región del sitio activo, de modo que el DNA corriente arri-
ba se extiende hacia arriba en este dibujo. El RNA naciente sale del sitio activo de la enzima a través de un canal separado. c) Resultados de la elonga-
ción de la hebra tras un ataque por el 3�OH del nucleótido al final de la hebra de crecimiento en el 5�-fosfato del nucleósido trifosfato entrante. El 
pirofosfato liberado se escinde posteriormente, lo que impulsa la reacción en la dirección de la polimerización. La geometría del emparejamiento de ba-
ses entre el nucleótido de la hebra plantilla y el nucleótido entrante determina cuál de los cuatro posibles nucleósido trifosfatos se incorpora a la hebra 
de RNA en crecimiento en cada sitio. d) Microfotografía electrónica de varias moléculas de RNA polimerasa unidas a una plantilla de DNA fágico.
FUENTE: d) Cortesía de Robley C. Williams.
A
b)
Mg2+
DNA corriente arriba 
(previamente transcripto)
DNA corriente abajo 
(por transcribir)
Híbrido 
DNA-RNA
NTP
3'
5'
a)
c)
Burbuja de transcripción Ion Mg2+
RNA polimerasa
Superenrollado
negativamente
Superenrollado 
positivamente
Sitio activo
RNA nacienteppp
U
O
P O
O
O
O
O
–O
–O
OH
OH OH
CH2
H2O
CH2
CH2
G
Enlace H
P
O
PO O–
O
CH2
O
PO O–
CH2
O
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O
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CH2
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PO
O
–O
–O P
O
–O
PO
O
–O
–O O–
O–
P
O
–O
P–O
–O
–O
–O
A
C
G
OH OH
3' 5'
Cadena creciente
de RNA
(5' 3')
Extremo 5'
de RNA
Plantilla
DNA
T
PPi
Pi
Extremo 5'
Extremo 3' 
3'
5'
d)
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joran la capacidad de la enzima para atravesar estos diversos obs-
táculos. En algunos casos, como ocurre después de la rara incor-
poración de un nucleótido incorrecto, una polimerasa detenida 
debe retroceder y luego asimilar el extremo 3� del transcripto re-
cién sintetizado, y volver a sintetizar la parte faltante antes de 
continuar su movimiento. La capacidad de la RNA polimerasa 
para reconocer y eliminar un nucleótido incorporado errónea-
mente se conoce como corrección de pruebas. Esta función co-
rrectora se lleva a cabo en el mismo sitio activo dentro de la enzi-
ma que es responsable de la incorporación de nucleótidos.
Transcripción en bacterias
Las bacterias como E. coli contienen un único tipo de RNA poli-
merasa, compuesto por cinco subunidades estrechamente asocia-
das para formar una enzima central. Si la enzima central se purifi-
ca a partir de células bacterianas, y se agrega a una disolución de 
moléculas de DNA bacteriano y ribonucleósidos trifosfato, la en-
zima se une al DNA y sintetiza el RNA. Sin embargo, las molécu-
las de RNA producidas por una polimerasapurificada no son las 
mismas que las que se encuentran dentro de las células, porque 
la enzima central se ha unido a sitios aleatorios en el DNA (véase 
FIGURA 11-6a), sitios que normalmente habría ignorado in vivo. 
RNA polimerasa
a)
DNA
RNA
5'
RNA polimerasa
Perla
b)
DNA
RNA
5'
Perla
Rayo láser enfocado
Superficie de vidrio
FIGURA 11-5 Ejemplos de técnicas experimentales para seguir las activi-
dades de moléculas aisladas de RNA polimerasa. a) En este protocolo la 
molécula de RNA polimerasa se une al portaobjetos subyacente y se le 
permite transcribir una molécula de DNA que contiene una perla fluores-
cente en el extremo corriente arriba. Las flechas indican el movimiento del 
DNA a través de la polimerasa. La velocidad de movimiento y la progre-
sión de la polimerasa se pueden registrar mediante la observación de la 
posición de la perla a lo largo del tiempo con un microscopio de fluores-
cencia. b) En este protocolo, la polimerasa unida está transcribiendo una 
molécula de DNA con una perla en su extremo corriente abajo. Como en 
a, las flechas indican la dirección del movimiento del DNA. La perla queda 
atrapada en una trampa óptica (láser) que proporciona una fuerza conoci-
da, que se puede variar ajustando el rayo láser. Este tipo de aparato pue-
de medir las fuerzas generadas por una polimerasa que se transcribe.
FUENTE: Reimpreso de J. Gelles y R. Landick. Cell 1998;93:15, copyright 
1998, con permiso de Elsevier Science.
REPASO
1. ¿Cuál es el papel de un promotor en la expresión génica? 
¿Dónde se encuentran los promotores de las polimerasas bac-
terianas?
11.3 Descripción general de la 
transcripción en células procariotas 
y eucariotas
En este punto es útil examinar las diferencias en el proceso de 
transcripción entre células bacterianas y eucariotas.
+
Enzima central
Asociación débil entre el DNA y la enzima central.
Las hebras de RNA que comienzan no se inician 
en los sitios apropiados
+
Enzima completa (holoenzima)
Sitio de 
comienzo inicial
Factor sigma (�)
–35 –10
Asociación de la enzima completa 
con DNA en el sitio apropiado y 
abertura de la doble hélice
Pérdida del factor sigma mientras
la cadena de RNA se alarga
5'
a)
b)
c)
d)
FIGURA 11-6 Representación esquemática del inicio de la transcripción 
en bacterias. a) En ausencia del factor σ, la enzima central no interactúa 
con el DNA en sitios de inicio específicos. b-d) Cuando la enzima central 
se asocia con el factor σ, la enzima completa (u holoenzima) puede reco-
nocer y unirse a las regiones promotoras del DNA, separar las hebras de 
la doble hélice de DNA, e iniciar la transcripción a los sitios de inicio apro-
piados (véase figura 11-7). En el modelo tradicional que se muestra aquí, el 
factor σ se disocia de la enzima central, que es capaz de una elongación 
de transcripción. Varios estudios sugieren que, al menos en algunos ca-
sos, σ puede permanecer con la polimerasa.
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Sin embargo, si se agrega un polipéptido accesorio purificado lla-
mado factor sigma (σ) a la RNA polimerasa, antes de que se una al 
DNA, la transcripción comienza en lugares seleccionados (véase 
figura 11-6b-d). La unión del factor σ a la enzima central aumenta 
la afinidad de la enzima por los sitios promotores en el DNA, y 
disminuye su afinidad por el DNA en general. Como resultado, 
se cree que la enzima completa se desliza libremente a lo largo del 
DNA, hasta que reconoce y se une a una región promotora ade-
cuada.
El análisis cristalográfico por rayos X de la RNA polimerasa 
bacteriana (véase figura 11-8) revela una molécula en forma de 
pinza de cangrejo con un par de tenazas móviles (o mandíbulas) 
que encierra un canal interno con carga positiva. A medida que 
el factor σ interactúa con el promotor, las mandíbulas de la enzi-
ma se adhieren al dúplex de DNA corriente abajo, que reside 
dentro del canal (como en la figura 11-4b). La enzima luego sepa-
ra (o disuelve) las dos hebras de DNA en la región que rodea el 
sitio de inicio (obsérvese figura 11-6c). El complejo de la polime-
rasa, factor σ y DNA con las hebras separadas se denomina com-
plejo abierto. La separación de las hebras hace que la hebra de 
plantilla sea accesible para el sitio activo de la enzima, que reside 
en la pared posterior del canal. El inicio de la transcripción pare-
ce ser una tarea difícil, porque una RNA polimerasa por lo gene-
ral hace varios intentos fallidos para ensamblar una transcripción 
de RNA. Una vez que aproximadamente 10 nucleótidos se han 
incorporado con éxito en una transcripción creciente, la enzima 
experimenta un cambio importante en la conformación, y se 
transforma en un complejo de elongación transcripcional que se pue-
de mover progresivamente a lo largo del DNA. En el modelo que 
se muestra en la figura 11-6d), la formación de un complejo de 
elongación es seguida por la liberación del factor σ.
Como se indicó anteriormente, los promotores son los sitios 
en el DNA que se unen a la RNA polimerasa. Los promotores 
bacterianos se localizan en la región de una hebra de DNA justo 
antes del sitio de inicio de la síntesis de RNA (consúltese FI- 
GURA 11-7). El nucleótido en el que se inicia la transcripción se 
denota como +1 y el nucleótido precedente como –1. Se dice que 
las partes del DNA que preceden al sitio de inicio (hacia el extre-
mo 3� de la hebra plantilla) están corriente arriba de ese sitio. Se 
dice que las partes del DNA que lo suceden (hacia el extremo 5� 
de la hebra plantilla) están corriente abajo de ese sitio. El análi- 
sis de las secuencias de DNA justo corriente arriba de una gran 
cantidad de genes bacterianos revela que dos tramos cortos de 
DNA son similares de un gen a otro. Uno de estos tramos se cen-
tra aproximadamente a 35 bases corriente arriba del sitio de ini-
cio, y es típico que se produzca como la secuencia TTGACA (véa-
se figura 11-7). Esta secuencia TTGACA (conocida como el 
elemento –35) se denomina secuencia consenso, lo que indica 
que es la versión más común de una secuencia conservada, pero 
que algunas variaciones ocurren de un gen a otro. La segunda 
secuencia conservada se encuentra aproximadamente 10 bases 
corriente arriba del sitio de inicio, y se produce en la secuencia 
consenso TATAAT (consúltese figura 11-7). Este sitio en el pro-
motor, denominado el elemento –10 según su posición, o caja 
Pribnow en honor a su descubridor, es responsable de identificar 
el nucleótido preciso en el que comienza la transcripción. Como 
el factor sigma reconoce la caja Pribnow, los residuos de aminoá-
cidos dentro de la proteína interactúan con cada uno de los seis 
nucleótidos de la secuencia TATAAT de la hebra no plantillada. 
Dos de estos nucleótidos son expulsados del montón de nucleóti-
dos hacia el núcleo de la proteína. Esta acción probablemente 
inicia la fusión de la región adyacente del DNA promotor, y la 
formación de la burbuja de transcripción observada en las figuras 
11-6 y 11-7.
Las células bacterianas poseen una variedad de diferentes fac-
tores que reconocen diferentes versiones de la secuencia promo-
tora. El σ70 se conoce como factor σ de “mantenimiento”, ya que 
inicia la transcripción de la mayoría de los genes. Factores σ alter-
nativos inician la transcripción de un pequeño número de genes 
específicos que participan en una respuesta común. Por ejemplo, 
cuando las células de E. coli se someten a un aumento repentino 
de temperatura, se sintetiza un nuevo factor σ que reconoce una 
secuencia promotora diferente, y conduce a la transcripción coor-
dinada de una batería de genes de choque térmico. Los productos 
de estos genes protegen las proteínas celulares del daño térmico 
(véase “Vías experimentales” para el capítulo 2).
Así como la transcripción se inicia en puntos específicos en el 
cromosoma, también termina cuando se alcanza una secuencia 
específica de nucleótidos. Aproximadamenteen la mitad de los 
casos se requiere una proteína en forma de anillo llamada rho 
para la terminación de la transcripción bacteriana. La rho rodea 
el RNA recién sintetizado y se mueve a lo largo de la hebra en una 
dirección 5�→3� hacia la polimerasa, donde separa el RNA trans-
cripto del DNA al que está unido. En otros casos la polimerasa 
detiene la transcripción cuando alcanza una secuencia de termina-
ción. Las secuencias de terminación usualmente se pliegan en un 
lazo de horquilla, que hace que la RNA polimerasa libere la cade-
na completa de RNA sin necesidad de factores adicionales.
Transcripción y procesamiento del RNA 
en células eucariotas
Las células eucariotas tienen tres enzimas de transcripción distin-
tas en sus núcleos celulares. Cada una de estas enzimas es res-
ponsable de sintetizar un grupo diferente de RNA (consúltese 
tabla 11-1). Las plantas tienen dos RNA polimerasas adicionales 
que no son esenciales para la vida. No se han encontrado proca-
riotas con múltiples RNA polimerasas, mientras que las eucario-
tas más simples (levadura) tienen los mismos tres tipos nucleares 
que están presentes en las células de mamíferos. Esta diferencia 
en el número de RNA polimerasas es otra clara distinción entre 
células procariotas y eucariotas.
La FIGURA 11-8a) muestra las estructuras superficiales de las 
RNA polimerasas de cada uno de los tres dominios de vida: ar-
queas, bacterias y eucariotas. A partir del examen detallado de 
esta ilustración se aprecian varias características. Resulta eviden-
AP
PP
X
Punto de partida
+1
Cadena de RNA
naciente
Hebra sin plantilla
Hebra con plantilla
Secuencia –10
Corriente
arribaSecuencia –35
Corriente abajo
3'
5'
T
A
TGTCAA
T T A
AA T
ACAGTT
A A T
TT AFIGURA 11-7 Los elementos 
básicos de una región promo-
tora en el DNA de la bacteria 
E. coli. Las secuencias clave 
reguladoras requeridas para el 
inicio de la transcripción se en-
cuentran en regiones ubicadas 
a –35 y –10 pares de bases 
desde el sitio en el que se ini-
cia la transcripción. El sitio de 
inicio marca el límite entre los 
lados + y – del gen.
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te que las enzimas arqueas y eucarióticas son más similares en 
estructura entre sí que las enzimas bacterianas y arqueas. Este 
rasgo refleja la relación evolutiva entre arqueas y eucariotas que 
se discutió con anterioridad en la sección 1.9. Las subunidades 
que componen cada una de las proteínas representadas en la fi-
gura 11-8a) están indicadas por un color diferente, y de inmediato 
es evidente que las RNA polimerasas son enzimas multisubuni-
dad. Esas subunidades entre las diferentes enzimas que son ho-
mólogas entre sí (es decir, derivan de un polipéptido ancestral 
común) se muestran con el mismo color. Por tanto, también es 
evidente a partir de la figura 11-8a) que las RNA polimerasas de 
los tres dominios comparten varias subunidades. Aunque la enzi-
ma de levadura que se muestra en la figura 11-8a tiene un total de 
12 subunidades –siete más que su homólogo bacteriano– la es-
tructura central fundamental de las dos enzimas es prácticamente 
idéntica. Esta conservación evolutiva en la estructura de la RNA 
polimerasa se revela en la figura 11-8b), que muestra las regiones 
homólogas de las enzimas bacterianas y eucarióticas a una reso-
lución mucho más alta.
Nuestra comprensión de la transcripción en eucariotas avan-
zó mucho más con la publicación en 2001 de la estructura crista-
lográfica de rayos X de la levadura RNA polimerasa II, por Roger 
Kornberg y colegas en la Universidad de Stanford. Como resulta-
do de estos estudios, y los de otros laboratorios en años posterio-
res, ahora sabemos mucho sobre el mecanismo de acción de las 
RNA polimerasas a medida que se mueven a lo largo del DNA y 
transcriben una hebra complementaria de RNA. Una distinción 
importante entre la transcripción en las procariotas y las eucario-
tas es el requisito en las eucariotas de una gran variedad de pro-
teínas accesorias o factores de transcripción. Estas proteínas desem-
peñan un papel en prácticamente todos los aspectos del proceso 
de transcripción, desde el enlace de la polimerasa a la plantilla 
del DNA y el inicio de la transcripción, hasta su elongación y 
terminación. Aunque los factores de transcripción son cruciales 
para el funcionamiento de los tres tipos de RNA polimerasa eu-
cariotas, sólo se discutirán en relación a la síntesis de los mRNA 
por la RNA polimerasa II (página 418).
Los tres tipos principales de RNA eucariotas —mRNA, rRNA 
y tRNA— se derivan de moléculas de RNA precursoras que son 
considerablemente más largas que el producto RNA final. El 
RNA precursor inicial es equivalente en longitud a la longitud 
total del DNA transcrito, y se denomina transcrito primario, o 
pre-RNA. El segmento correspondiente de DNA a partir del cual 
se transcribe una transcripción primaria se denomina unidad de 
transcripción. Las transcripciones primarias no existen dentro 
de la célula como RNA desnudo, sino que se asocian con proteí-
nas incluso cuando se sintetizan. Las transcripciones primarias 
suelen tener una existencia efímera, y se procesan a RNA funcio-
nales más pequeños mediante una serie de reacciones de “cortar 
y pegar”. El procesamiento del RNA requiere una variedad de 
RNA pequeños (de 90 a 300 nucleótidos de longitud) y sus pro-
teínas asociadas. En las siguientes secciones, examinaremos las 
actividades asociadas con la transcripción y el procesamiento de 
cada uno de los RNA eucarióticos principales.
TABLA 11-1 RNA polimerasas eucarióticas nucleares
Enzima RNA sintetizados
RNA polimerasa I rRNA mayores (28S, 18S, 5.8S)
RNA polimerasa II mRNA, la mayoría de los pequeños 
RNA nucleares (snRNA y 
snoRNA), la mayoría de los 
microRNA y el RNA telomerasa
RNA polimerasa III Otros RNA pequeños, incluidos 
tRNA, 5SrRNA y U6snRNA
RNA polimerasa IV, V siRNA
(sólo plantas)
REPASO
1. Describa los pasos durante el inicio de la transcripción en bac-
terias. ¿Cuál es el papel del factor σ? ¿Cuál es la naturaleza de 
la reacción en la que los nucleótidos se incorporan a una he-
bra de RNA en crecimiento? ¿Cómo se determina la especifici-
dad de la incorporación de nucleótidos? ¿Cuál es el papel de 
la hidrólisis del pirofosfato? 
2. ¿Cómo distingue el número de RNA polimerasas procariotas y 
eucariotas? ¿Cuál es la relación entre un pre-RNA y un RNA 
maduro?
FIGURA 11-8 Comparación entre las estructuras procariota y eucariota de la RNA polimerasa. a) RNA polimerasas de los tres dominios de la vida. Cada 
subunidad de una enzima se indica con un color diferente, y se etiqueta de acuerdo con la nomenclatura convencional para esa enzima. Las sub- 
unidades homólogas están representadas por el mismo color. Se puede ver que las polimerasas arqueas y eucarióticas son más similares en estructura 
entre sí que las enzimas bacterianas y eucariotas. La RNA polimerasa II (mostrada aquí) es sólo una de las tres principales RNA polimerasas eucariotas 
nucleares. b) Diagrama de cinta de la estructura central de la levadura RNA polimerasa II. Las regiones de la polimerasa bacteriana que son estructural-
mente homólogas a la enzima de la levadura se muestran en verde. Se aprecia el gran canal que agarra el DNA corriente abajo. Un ion divalente Mg2+, 
situado al final del canal y dentro del sitio activo, se ve como una esfera roja.
FUENTE: a) Akira Hirata, Brianna J. Klein, y Katsuhiko S. Murakami, Nature 2008;451:852, reimpreso con permiso de Macmillan Publishers Ltd.; b) De Patrick 
Cramer, et al. Science 2001;292:1874, fig. 12b. © 2001, reimpreso con permiso de AAAS. Cortesía de Roger Kornberg, Facultad de Medicina de la 
Universidad de Stanford.
b)
a)
RNAP bacteriana RNAP arquea RNAPII eucariótica
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11.4 Síntesis y procesamientode ribosomas eucariotas y RNA 
de transferencia
Una célula eucariota puede contener millones de ribosomas, cada 
uno compuesto por varias moléculas de rRNA junto con docenas 
de proteínas ribosomales. La composición de un ribosoma de ma-
mífero se muestra en la FIGURA 11-9. Los ribosomas son tan nu-
merosos que más de 80% del RNA en la mayoría de las células 
consiste en RNA ribosómico. Para proporcionar a la célula un 
número tan grande de transcripciones, las secuencias de DNA 
que codifican el rRNA normalmente se repiten cientos de veces. 
Este DNA, llamado rDNA, por lo general está agrupado en una o 
unas pocas regiones del genoma. El genoma humano tiene cinco 
clústeres de rDNA, cada uno en un cromosoma diferente. En una 
célula no divisoria (interfase), los clústeres de rDNA se reúnen 
como parte de una o más estructuras nucleares de forma irregular 
llamadas nucléolos, que funcionan en la producción de riboso-
mas (véase FIGURA 11-10a).
La mayor parte de un nucléolo se compone de subunidades 
ribosomales nacientes, que le dan al nucléolo una apariencia gra-
nular (consúltese figura 11-10b). Incrustados dentro de esta masa 
granular se encuentran uno o más núcleos redondeados que son 
principalmente material fibrilar. Como se discute en la leyenda 
de la figura 11-10, se cree que el material fibrilar consiste en plan-
tillas de rDNA y transcriptos nacientes de rRNA. En las siguien-
tes secciones, examinaremos el proceso mediante el cual se sinte-
tizan estas transcripciones de rRNA.
Síntesis y procesamiento 
del precursor rRNA
Los ribosomas eucarióticos tienen cuatro RNA ribosómicos dis-
tintos, tres en la subunidad grande y uno en la subunidad peque-
ña. En los humanos la subunidad grande contiene una molécula 
de RNA 28S, 5.8S y 5S, y la subunidad pequeña contiene una 
Ribosoma eucariótico (mamífero)
49 proteínas
ribosomales
5S
rRNA
5.8S
rRNA
28S
rRNA
18S
rRNA
60S
subunidad
24 nm
80S ribosoma
40S
subunidad
33 proteínas 
ribosomales
FIGURA 11-9 Composición macromolecular de un ribosoma de mamífe-
ro. Este dibujo esquemático muestra los componentes presentes en cada 
una de las subunidades de un ribosoma de mamífero. La síntesis y el pro-
cesamiento de los rRNA y el ensamblaje de las subunidades ribosomales 
se discuten en las siguientes páginas.
FUENTE: DP Snustad, et al. Principles of Genetics; Copyright © 1997, John 
Wiley & Sons, Inc., reimpreso con permiso de John Wiley & Sons, Inc.
FIGURA 11-10 El nucléolo. a) Micrografía óptica de células de fibroblastos 
de pulmón humano teñidas con un colorante fluorescente que se une al 
RNA. Los núcleos (resaltados en azul con un tinte de DNA fluorescente 
azul) contienen nucléolos múltiples, fábricas en las que se producen ribo-
somas y que están enriquecidas tanto en RNA ribosómico como en proteí-
nas ribosomales. b) Micrografía electrónica de una sección de una parte 
de un núcleo con un nucléolo. Tres regiones nucleolares distintas se pue-
den distinguir morfológicamente. La mayor parte del nucléolo consiste en 
componente granular (gc, granular component), que contiene subunida-
des ribosomales en diversas etapas de ensamblaje. Incrustadas dentro de 
las regiones granulares se encuentran los centros fibrilares (fc, fibrillar 
centers) que están rodeados por un componente fibrilar más denso (dfc, 
dense fibrillar component). El recuadro muestra un dibujo esquemático de 
estas partes del nucléolo. De acuerdo con un modelo, el fc contiene el 
DNA que codifica el RNA ribosomal, y el dfc contiene los transcriptos de 
rRNA prenatal y las proteínas asociadas. Según este modelo, la transcrip-
ción del precursor pre-rRNA tiene lugar en el límite entre el fc y el dfc. 
(Nota: Los nucléolos tienen otras funciones no relacionadas con la biogé-
nesis de los ribosomas que no se analizan en este texto). Barra, 1 μm.
FUENTE: a) Cortesía de Thermo Fisher Scientific; b) De Pavel Hozak, et al. 
J Cell Science 1994;107:646. Reproducido con permiso de The Company 
of Biologists Ltd. http://jcs.biologists.org/content/107/2/639.full.pdf+html?si-
d=8e44240f-086-bea-bef4-b79b866c0261
Componente fibrilar denso
(dfc)
b)
Componente granular
(gc)
Centro
fibrilar
(fc)
a)
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414 molécula de RNA 18S.1 Tres de estos rRNA (28S, 18S y 5.8S) es-
tán conformados por varias nucleasas de un único transcripto 
primario (llamado el pre-rRNA) que es sintetizado por una enzi-
ma llamada RNA polimerasa I, que se especializa en transcribir el 
pre-rRNA. El 5S rRNA se sintetiza a partir de un precursor sepa-
rado de RNA, fuera del nucléolo, mediante una enzima diferente 
llamada RNA polimerasa III. Comenzaremos nuestra discusión 
sobre el procesamiento del rRNA con el pre-rRNA.
Dos de las peculiaridades del pre-rRNA, en comparación con 
otros transcriptos de RNA, son la gran cantidad de nucleótidos 
metilados y residuos de pseudouridina. En el momento que un 
precursor de rRNA humano se divide por primera vez, ya se han 
agregado más de 100 grupos metilo a los grupos ribosa en la mo-
lécula, y aproximadamente 95 de sus residuos de uridina se han 
convertido por vía enzimática a pseudouridina (véase figura 
11-13a). Todas estas modificaciones ocurren después de que los 
nucleótidos se incorporan al RNA naciente; es decir, postranscrip-
cionalmente. Los nucleótidos alterados están ubicados en posicio-
nes específicas, y están agrupados dentro de porciones de la mo-
lécula que se han conservado entre organismos. Todos los 
nucleótidos en el pre-rRNA que han sido alterados permanecen 
como parte de los productos finales, mientras que las secciones 
inalteradas se descartan durante el proceso. Las funciones de los 
grupos metilo y pseudouridinas no están claras. Estos nucleóti-
dos modificados pueden proteger partes del pre-rRNA de la divi-
sión enzimática, promover el plegamiento de los rRNA en sus 
estructuras tridimensionales finales o promover interacciones de 
los rRNA con otras moléculas.
Debido a que los rRNA están tan fuertemente metilados, su 
síntesis se puede estudiar incubando células con metionina mar-
cada radiactivamente, un compuesto que sirve en la mayoría de 
las células como un donante de grupo metilo. El grupo metilo se 
transfiere enzimáticamente de la metionina a los nucleótidos en 
el rRNA previo. Cuando se proporciona metionina 14C a células 
de mamífero cultivadas durante un corto periodo, una fracción 
considerable de la radiactividad incorporada está presente en una 
molécula de RNA 45S, de longitud igual a unos 13 000 nucleóti-
dos. El RNA 45S se divide en moléculas más pequeñas que luego 
se recortan a moléculas de rRNA 28S, 18S y 5.8S. La longitud 
combinada de los tres rRNA maduros es de alrededor de 7 000 
nucleótidos, o un poco más de la mitad del transcripto primario.
Algunos de los pasos en la ruta de procesamiento desde el 
rRNA previo 45S hasta los rRNA maduros se pueden estudiar 
incubando células de mamífero muy brevemente con metionina 
marcada; luego se rastrean las células en un medio no marcado 
durante periodos variables (véase FIGURA 11-11). (Este tipo de ex-
perimento de “pulso-persecución” se discutió en la página 260). 
Como se indicó anteriormente, la primera especie en etiquetarse 
Número de fracción
Citoplasma
10 min
40 min
Nucléolos 10 min 40 min 80 min 150 min
80 min 150 min
m
et
io
ni
na
 1
4 C
- (
ct
s/
m
in
) (
 
 )
De
ns
id
ad
 ó
pt
ic
a 
( 
 )
10
28S
32S
45S 45S 45S 45S
32S
32S
32S
18S
4S
20
100
200
300
400
100
800
200
300
400
10
28S
18S
4S
20 10
28S
18S
4S
20 10
28S 18S
4S
20
2.0
4.0
6.0
2.0
4.0
FIGURA 11-11 Análisis cinético de la síntesis y procesamiento de rRNA. Un cultivo de células de mamífero se incubó durante 10 minutos en metionina 
14C y luego se rastreó en varios intervalos en un medio sin marcar, como se indica en cada panel. Después del rastreo, las células se lavaron libres de 
isótopos y se homogeneizaron, y se prepararon fraccionesnucleolares y citoplásmicas. El RNA se extrajo de cada fracción y se analizó por sedimentación 
en un gradiente de densidad de sacarosa. Como se discutió en la sección 18.10, esta técnica separa los RNA según el tamaño (cuanto mayor es el tama-
ño, más cerca está el RNA del fondo del tubo, que corresponde a la fracción 1). La línea azul continua representa la absorbancia UV de cada fracción ce-
lular, que proporciona una medida de la cantidad de RNA de cada clase de tamaño. Este perfil de absorbancia no cambia con el tiempo. La línea roja 
continua muestra la radiactividad varias veces durante el rastreo. Los gráficos de RNA nucleolar (perfiles superiores) muestran la síntesis del precursor de 
rRNA 45S y su posterior conversión a una molécula 32S, que es un precursor de los rRNA 28S y 5.8S. El otro producto principal del precursor 45S aban-
dona el núcleo muy rápidamente y, por tanto, no aparece en forma prominente en el RNA nucleolar. Los perfiles inferiores muestran el curso temporal de 
la aparición de las moléculas maduras de rRNA en el citoplasma. El rRNA 18S aparece en el citoplasma mucho antes que la especie 28S más grande, lo 
que se correlaciona con el rápido éxodo de la primera desde el nucléolo.
FUENTE: H. Greenberg y S. Penman. J Mol Biol 1966;21:531; Copyright 1966, con permiso del editor Academic Press.
1 El valor S (o unidad Svedberg) se refiere al coeficiente de sedimentación del 
RNA; cuanto mayor sea el número, más rápidamente se moverá la molécula 
a través de un campo de fuerza durante la centrifugación, y (para un grupo 
de moléculas químicamente similares) mayor será el tamaño de la molécula. 
Los RNA 28S, 18S, 5.8S y 5S consisten en longitudes de nucleótidos de 
aproximadamente 5 000, 2 000, 160 y 120 nucleótidos respectivamente.
415
11.4
 
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en este tipo de experimento es el transcripto primario 45S, que se 
ve como un pico de radiactividad (línea roja) en la fracción de 
RNA nucleolar tras 10 minutos. Después de aproximadamente 
una hora, el RNA 45S ha desaparecido del nucléolo, y un RNA 
32S lo reemplaza en gran parte, que es uno de los dos principales 
productos obtenidos a partir del guion primario de transcripción 
45S. El RNA 32S se ve como un pico distinto en la fracción nu-
cleolar de 40 a 150 minutos. El RNA 32S es un precursor de los 
rRNA maduros 28S y 5.8S. El otro producto principal del pre-rR-
NA 45S deja el nucléolo bastante rápidamente y aparece en el 
citoplasma como rRNA maduro 18S (visto en la fracción citoplás-
mica de 40 minutos). Después de un periodo de dos o más horas, 
casi toda la radiactividad ha salido del nucléolo, y la mayoría se 
ha acumulado en los rRNA 28S y 18S del citoplasma. La radiacti-
vidad en el pico de RNA 4S incluye el rRNA 5.8S, así como los 
grupos metilo que se han transferido a moléculas pequeñas de 
tRNA. La FIGURA 11-12 muestra una ruta probable en el procesa-
miento de un transcripto primario de rRNA.
Papel de los snoRNA en el 
procesamiento del pre-rRNA
El procesamiento del pre-rRNA se logra con la ayuda de un gran 
número de RNA nucleolares pequeños (o snoRNA) que están 
empaquetados con proteínas particulares para formar partícu- 
las llamadas ribonucleoproteínas nucleolares pequeñas (o 
snoRNP, small, nucleolar RNA). Las micrografías de electrones 
indican que las snoRNP comienzan a asociarse con el precursor 
del rRNA antes de que se transcriba por completo. La primera 
partícula RNP en unirse a una transcripción pre-rRNA contiene 
el U3 snoRNA y más de dos docenas de proteínas diferentes. Este 
gran componente de la maquinaria de procesamiento de rRNA 
cataliza la eliminación del extremo 5� de la transcripción (obsér-
vese figura 11-12). Se cree que algunas de las otras divisiones en-
zimáticas indicadas en la figura 11-12 están catalizadas por el 
“exosoma”, que es una máquina de degradación de RNA que 
consiste en casi una docena de exonucleasas diferentes.
El U3 y varios otros snoRNA se identificaron hace años por-
que están presentes en grandes cantidades (aproximadamente 
106 copias por célula). Con posterioridad se descubrió una clase 
diferente de snoRNA presentes en una concentración más baja 
(aproximadamente 104 copias por célula). Estos snoRNA poco 
abundantes se pueden dividir en dos grupos, de acuerdo a su 
función y similitudes en la secuencia de nucleótidos. Los miem-
bros de un grupo (llamados snoRNA de caja C/D) determinan cuá-
les nucleótidos en el pre-rRNA tendrán sus partes de ribosa me-
tiladas, mientras que los miembros del otro grupo (llamados 
snoRNA de caja H/ACA) determinan cuáles uridinas se convier-
ten en pseudouridinas. Las estructuras de los nucleótidos modifi-
cados por estas dos reacciones se muestran en la FIGURA 11-13a).
Ambos grupos de snoRNA contienen tramos relativamente 
largos (de 10 a 21 nucleótidos) que son complementarios a seccio-
nes del rRNA transcripto. Estos snoRNA proporcionan un exce-
lente ejemplo del principio de que los ácidos nucleicos de hebra 
simple, que tienen secuencias de nucleótidos complementarias, 
son capaces de formar híbridos de hebra doble. En este caso, cada 
snoRNA se une a una porción específica del pre-rRNA para for-
mar un dúplex de RNA-RNA. El snoRNA unido guía una enzima 
—ya sea una metilasa o una pseudouridilasa— dentro del snoRNP 
para modificar un nucleótido particular en el pre-rRNA. Tomados 
en conjunto hay aproximadamente 200 snoRNA diferentes, uno 
para cada sitio en el pre-rRNA que es ribosa-metilado o pseudo- 
uridilado. Si se elimina el gen que codifica uno de estos snoRNA, 
uno de los nucleótidos del pre-rRNA no se modifica enzimática-
mente. El mecanismo de acción de los dos tipos de snoRNA se 
ilustra en la figura 11-13b,c).
El nucléolo es el sitio no sólo de procesamiento de rRNA, sino 
también de ensamblaje de las dos subunidades ribosomales. Se 
han encontrado más de 200 proteínas diferentes asociadas con 
los rRNA en diferentes etapas del ensamblaje de ribosomas. Estas 
proteínas se pueden dividir en dos grupos: las proteínas riboso-
males que permanecen en las subunidades, y las proteínas acce-
sorias que tienen una interacción transitoria con los intermedia-
rios del rRNA y sólo se requieren para el procesamiento. Entre 
este último grupo se encuentran más de una docena de helica- 
sas de RNA, que son enzimas que desenrollan las regiones de 
RNA de doble hebra. Estas enzimas están supuestamente involu-
cradas en los muchos reordenamientos estructurales que ocurren 
durante la formación del ribosoma, incluida la disociación de los 
snoRNA de las partículas pre-ribosomales.
Síntesis y procesamiento del rRNA 5S
Un rRNA 5S, de aproximadamente 120 nucleótidos de longitud, 
está presente como parte de la gran subunidad ribosomal, en am-
bas procariotas y eucariotas. En las eucariotas, las moléculas de 
rRNA 5S están codificadas por una gran cantidad de genes idén-
ticos, que están separados de los otros genes de rRNA y se en-
cuentran fuera del nucléolo. Después de su síntesis, el rRNA 5S 
se transporta al nucléolo para unir los otros componentes impli-
cados en el ensamblaje de las subunidades ribosomales.
Los genes 5S rRNA son transcriptos por la RNA polimerasa 
III. La RNA polimerasa III es inusual entre las tres polimerasas 
porque se puede unir a un sitio promotor localizado dentro de la 
porción transcrita del gen blanco.2 La posición interna del pro-
motor se demostró por primera vez al introducir genes de rRNA 
3'
5'
3'
28S
18S
45S
RNA polimerasa I
41S
5.8S
28S
32S
5.8S
18S
5'5S
1 2 3
2 3
4 5
FIGURA 11-12 Un esquema propuesto para el procesamiento de RNA ri-
bosómico de mamífero. La transcripción primaria para los rRNA es una 
molécula 45S de aproximadamente 13 000 bases. Los principales eventos 
de división durante el procesamiento de este pre-rRNA están indicados por 
los números encasillados. La división del transcripto primario en los sitios 1 
y 5 eliminalas secuencias transcriptas exteRNA 5� y 3� y produce un inter-
medio 41S. Las segundas divisiones pueden ocurrir en el sitio 2 o en el 3, 
en dependencia del tipo de célula. La división en el sitio 3 genera el inter-
medio 32S visto en las curvas de la figura anterior. Durante los pasos fina-
les del procesamiento, las secciones 28S y 5.8S están separadas entre sí, y 
los extremos de los diversos intermedios se recortan hasta su tamaño final.
FUENTE: Tras de RP Perry, J. Cell Biol. 91:29s, 1981; con el permiso de 
Copyright de la Rockefeller University Press.
2 La RNA polimerasa III transcribe varios RNA diferentes. Se enlaza a un 
promotor interno cuando transcribe un RNA pre-5S o un pre-tRNA, pero se 
enlaza a un promotor de corriente arriba cuando transcribe los precursores 
para varios otros, incluyendo el U6 snRNA.
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416 5S modificados en las células hospederas, y determinar la capaci-
dad de ese DNA para servir como plantillas para la polimerasa III 
del huésped. Se descubrió que la región flanqueante 5� completa 
podría eliminarse y la polimerasa aún transcribiría el DNA co-
menzando en el sitio de inicio normal. Sin embargo, si la deleción 
incluía la parte central del gen, la polimerasa no transcribiría el 
DNA ni se uniría a él. Si el promotor interno de un gen 5S rRNA 
se inserta en otra región del genoma, el nuevo sitio se convierte 
en una plantilla para la transcripción por la RNA polimerasa III.
Los RNA de transferencia
Se estima que las células vegetales y animales tienen aproximada-
mente 50 especies diferentes de RNA de transferencia, cada espe-
cie codificada por una secuencia repetida de DNA. El grado de 
repetición varía con el organismo: las células de levadura tienen 
un total de aproximadamente 275 genes de tRNA, las moscas de 
la fruta alrededor de 850 y los humanos alrededor de 1 300. Los 
RNA de transferencia se sintetizan a partir de genes que se en-
cuentran en pequeños grupos diseminados por el genoma. Un 
solo grupo suele contener múltiples copias de genes diferentes de 
tRNA, y a la inversa, la secuencia de DNA que codifica un tRNA 
dado suele encontrarse en más de un grupo. El DNA dentro de 
un grupo (tDNA) consiste en gran parte de secuencias espaciado-
ras no transcritas con las secuencias codificantes de tRNA situa-
das a intervalos irregulares en una disposición repetida en tán-
dem (consúltese FIGURA 11-14).
Al igual que el 5S rRNA, los tRNA se transcriben mediante la 
RNA polimerasa III y la secuencia promotora se encuentra dentro 
de la sección de codificación del gen, en lugar de ubicarse en su 
flanco 5�. La transcripción primaria de una molécula de RNA de 
transferencia es mayor que el producto final, y las piezas en los 
lados 5� y 3� del tRNA precursor (y una pequeña pieza interior en 
algunos casos) se deben recortar. Además, se deben modificar 
numerosas bases (véase figura 11-40). Una de las enzimas involu-
cradas en el procesamiento del pre-tRNA es una endonucleasa 
llamada ribonucleasa P, que está presente tanto en células bacte-
rianas como eucarióticas, y consta de subunidades de RNA y pro-
teína. Es la subunidad de RNA de la ribonucleasa P quien cataliza 
la división del sustrato pre-tRNA, un tema tratado en “Vías expe-
rimentales” en la página 450.
A
3'5'
O
O
O
O
O
O
4
4
3
1
1'
2'3'
4'
5'
2
2
5
5
6
6
N
3
NH
1
NHHN
OH
5'
5'
3'
3' 5'
3'
Recuadro D
OH
OHOH
pre -
rRNA
OH O
A A C U A A A A AC U A U C UU G G G G
U U G A U U U U UG
U G
A U A G
G
AA C C C
U C C U G UA A
AA Ψ C GU U
C
G C CA G G
G
C
CH3
CH3
CH2
(N)11
O
O
O
CH2
OCH2
Uridina
Pseudouridina
Base
a)
b)
c)
n=5
G
U
C
U A
2'_ O_ ribosa metilada
pre-rRNA
U20 snoRNA
U68
snoRNA
ACA
FIGURA 11-13 Modificación del pre-rRNA. a) Las modificaciones más fre-
cuentes a los nucleótidos en un pre-rRNA son la conversión (isomeriza-
ción) de una uridina a una pseudouridina y la metilación de una ribosa en 
el sitio 2� del azúcar. Para convertir la uridina en pseudouridina, el enlace 
N1-C1� se divide, y el anillo de uracilo rota en 120°, lo que coloca el C5 del 
anillo en su lugar para formar el nuevo enlace con el C1� de la ribosa. Un 
componente de proteína de los snoRNP llamado disquerina cataliza estas 
modificaciones químicas. b) La formación de un dúplex de RNA-RNA entre 
el U20 snoRNA y una porción del rRNA previo que conduce a la metila-
ción de la 2� ribosa. En cada caso, el nucleótido metilado en el rRNA está 
unido por hidrógeno a un nucleótido del snoRNA, que está localizado en 
cinco pares de bases del recuadro D. El recuadro D, que contiene la se-
cuencia invariable CUGA, está presente en todos los snoRNA que guían la 
metilación de la ribosa. c) La formación de un dúplex de RNA-RNA entre el 
U68 snoRNA y una porción del pre-rRNA que conduce a la conversión de 
una uridina en pseudouridina (Ψ). La pseudouridilación se produce en un 
sitio fijo en relación con un pliegue en horquilla en el snoRNA. Los snoRNA 
que guían la pseudouridilación tienen una secuencia de ACA común.
FUENTE: b) Por JP Bachellerie y J. Cavaillé. Trends in Bioch Sci. 
1997;22:258; Copyright 1997, con permiso de Elsevier Science; c) Por P 
Ganot, et al. Cell 1997;89:802.
REPASO
1. Describa las diferencias entre una transcripción primaria, una 
unidad de transcripción, un espaciador transcripto y un rRNA 
maduro.
2. Dibuje una representación de una micrografía electrónica de 
rDNA que se está transcribiendo. Marque el espaciador no 
transcripto, el espaciador transcripto, las moléculas de RNA 
polimerasa, el U3 snRNP y el promotor.
3. Compare la organización de los genes que codifican los gran-
des rRNA y los tRNA dentro del genoma de los vertebrados.
Phe Asn Ala
Tyr
1 kb
Leu LysMet-A Met-B
2 kb 3 kb
FIGURA 11-14 Disposición de los genes que codifican la transferencia 
de RNA en Xenopus. Un fragmento de DNA de 3.18 kilobases, que mues-
tra el arreglo de varios genes y espaciadores tRNA.
FUENTE: SG Clarkson y otros, en DD Brown (ed.). Developmental Biology 
Using Purified Genes, Academic Press; 1981.
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s
41711.5 Síntesis y estructura de los RNA 
mensajeros eucarióticos
El primer paso en la expresión del DNA como proteína es sinte-
tizar el RNA mensajero capaz de llevar las instrucciones genéti-
cas desde el núcleo al citoplasma. La transcripción del RNA co-
mienza cuando el RNA polimerasa se enlaza al DNA en la región 
llamada promotor. Un grupo de proteínas conocidas como facto-
res generales de transcripción facilitan el proceso.
Formación de RNA nuclear 
heterogéneo (hnRNA)
Cuando las células eucariotas se incuban durante un corto perio-
do en [3H]uridina o [32P]fosfato y de inmediato mueren, la mayor 
parte de la radiactividad se incorpora a moléculas de RNA que 
poseen las siguientes propiedades: 1) tienen grandes pesos mole-
culares (hasta aproximadamente 80S, o 50 000 nucleótidos); 2) 
como grupo, están representadas por RNA de secuencia de nu-
cleótidos diversa (heterogénea), y 3) sólo se encuentran en el nú-
cleo. Es por dichas propiedades que estos RNA se denominan 
RNA nucleares heterogéneos (nhRNA, heterogeneous nu-
clear RNA), y se indican mediante la línea roja de radiactividad 
en la FIGURA 11-15a). Cuando las células que se han incubado en 
[3H]uridina o [32P]fosfato para un pulso breve se colocan en un 
medio sin marcar, se rastrean durante varias horas antes de que 
se eliminen, y se extrae el RNA, la cantidad de radiactividad en 
los grandes RNA nucleares cae bruscamente, y aparece en cam-
bio en los mRNA mucho más pequeños que se encuentran en el 
citoplasma (línea roja de la figura 11-15b). Estos primeros experi-
mentos, que comenzaran James Darnell, Jr., Klaus Scherrer y sus 
colegas, sugirieron que los grandes y rápidamente etiquetados 
hnRNA eran principalmente precursores de los mRNA citoplás-micos más pequeños. Esta interpretación ha sido totalmente con-
firmada por gran cantidad de investigaciones.
Es importante notar que las líneas azules y rojas en la figura 
11-15 siguen un curso muy diferente. Las líneas azules, que indi-
can la densidad óptica (es decir, la absorbancia de la luz UV) 
de cada fracción, proporcionan información sobre la cantidad de 
RNA en cada fracción después de la centrifugación. Las líneas 
azules muestran que la mayoría del RNA de la célula está presente 
como rRNA 18S y 28S (junto con varios RNA pequeños que per-
manecen cerca de la parte superior del tubo). Las líneas rojas, que 
indican la radiactividad en cada fracción, proporcionan informa-
ción sobre el número de nucleótidos activos por radio incorpora-
dos en el RNA de diferentes tamaños durante el pulso breve. En 
estos gráficos se puede apreciar que ni el hnRNA (obsérvese figu-
ra 11-15a) ni el mRNA (obsérvese figura 11-15b) constituyen una 
fracción significativa del RNA en la célula. Si lo hicieran, habría 
una mayor correlación entre las líneas azul y roja. Por tanto, aun-
que los mRNA (y sus precursores de RNA nuclear heterogéneos) 
constituyen sólo un pequeño porcentaje del RNA total de la mayo-
ría de las células eucarióticas, ellos constituyen un gran porcentaje 
del RNA que está sintetizando esa célula en un momento dado 
(consúltese figura 11-15). La razón de que haya poca o ninguna 
evidencia de los hnRNA y los mRNA en las gráficas de densidad 
óptica de la figura 11-15 es que estos RNA se degradan después de 
periodos relativamente breves. Esto es particularmente cierto de 
los hnRNA, que se procesan a mRNA (o se degradan completa-
mente) incluso cuando se están sintetizando. Por el contrario, los 
rRNA y tRNA tienen vidas medias que se miden en días o sema-
nas, y se acumulan gradualmente para convertirse en la especie 
predominante en la célula. Se puede observar cierta acumulación 
de radiactividad en los rRNA maduros 28S y 18S después de un 
rastreo de 3 horas (véase figura 11-15b). La vida media de los 
mRNA cambia en dependencia de la especie particular, que varía 
desde unos 15 minutos hasta un periodo de días.
La maquinaria para la transcripción del mRNA
La RNA polimerasa II sintetiza todos los precursores de mRNA 
eucariótico; es una enzima compuesta por una docena de subuni-
dades diferentes que se conserva notablemente desde la levadura 
hasta los mamíferos. La RNA polimerasa II se une al promotor con 
la cooperación de varios factores generales de transcripción 
(GTF, general transcription factors) para formar un complejo de 
preinicio (PIC, preinitiation complex). Estas proteínas se denominan 
factores generales de transcripción porque se requieren las mis-
mas para el inicio preciso de la transcripción de una diversidad de 
genes en una amplia variedad de organismos diferentes. Los ele-
mentos promotores que nuclean el ensamblaje del PIC se encuen-
tran en el lado 5� de cada unidad de transcripción, aunque la en-
zima hace contacto con el DNA en ambos lados del sitio de inicio 
de la transcripción (véase FIGURA 11-16b). Restringiremos la discu-
sión a los mejores promotores estudiados, que son aquellos asocia-
dos con genes altamente específicos expresados en la testostero-
na, como el gen de la ovoalbúmina, que codifica la clara de un 
huevo de gallina, y los genes de globina, que codifican los polipép-
tidos de la hemoglobina. Una porción crítica del promotor de di-
chos genes se encuentra entre 24 y 32 bases corriente arriba del 
sitio donde se inicia la transcripción (véase figura 11-16a). Esta 
Número de fracción
OD 28S
18S
O
D 
26
0 
nm
 ( 
 )
Ra
di
ac
tiv
id
ad
 ( 
 )
0 10 20 30 40
1.0
3.0
5.0
Número de fracción
28S
18S
OD
O
D 
26
0 
nm
 ( 
 )
Ra
di
ac
tiv
id
ad
 ( 
 )
0 10 20 30 40
1.0
2.0
3.0
Radiactividad
Radiactividad
a)
b)
FIGURA 11-15 Formación de RNA nuclear heterogéneo (hnRNA) y su 
conversión en mRNA más pequeños. a) Curvas que muestran el patrón 
de sedimentación de RNA total extraído de células de sangre de pato 
después de la exposición al [32P]fosfato durante 30 minutos. Cuanto más 
grande sea el RNA, más lejos se desplazará durante la centrifugación, y 
más cerca estará del final del tubo. La absorbancia (línea azul) indica la 
cantidad total de RNA en diferentes regiones del tubo de centrífuga, 
mientras que la línea roja indica la radiactividad correspondiente. Es evi-
dente que la mayor parte del RNA recién sintetizado es muy grande, mu-
cho más grande que los rRNA 18S y 28S estables. Estos RNA grandes son 
los hnRNA. b) Los perfiles de absorbancia y radiactividad del RNA se ex-
trajeron de las células que se marcaron por pulso durante 30 minutos co-
mo en la parte a, pero luego se rastrearon durante 3 horas en presencia 
de actinomicina D, lo que impide la síntesis adicional de RNA. Se aprecia 
que los hnRNA grandes se han procesado a productos de RNA más pe-
queños.
FUENTE: G. Attardi, et al. J Mol Biol 1966;20:160; Copyright 1966, con per-
miso del editor de Academic Press.
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418 región a menudo contiene una secuencia consenso que es, o bien 
idéntica, o muy similar al oligonucleótido 5�-TATAAA-3�y se cono-
ce como la caja TATA.
El primer paso en el ensamblaje del complejo de preinicio es 
la unión de una proteína, llamada proteína enlazante TATA (TBP), 
que reconoce la caja TATA de estos promotores (consúltese figura 
11-16b). Por tanto, como en las células bacterianas, una polimera-
sa eucariota purificada no puede reconocer un promotor directa-
mente, y no puede iniciar una transcripción precisa por sí misma. 
La TBP está presente como una subunidad de un complejo protei-
co mucho más grande llamado TFIID.3 La cristalografía de rayos X 
ha revelado que la unión de TBP a un promotor de la polimerasa 
II causa una distorsión espectacular en la conformación del DNA. 
Como se muestra en la FIGURA 11-17a, la TBP se inserta en el 
surco menor de la doble hélice, doblando la molécula de DNA 
más de 80° en el sitio de la interacción DNA-proteína. Mientras 
que el TBP se une a la TATA, otras subunidades del complejo 
TFIID se unen a otras regiones del DNA, incluidos los elementos 
que se encuentran corriente abajo del sitio de inicio de la trans-
cripción.
El enlace del TFIID establece el escenario para el ensamblaje 
completo del complejo de preinicio, que se piensa que ocurre de 
una forma paso a paso, como se muestra en la figura 11-16b). La 
interacción de tres de los GTF (TBP de TFIID, TFIIA y TFIIB) con 
el DNA se muestra en la figura 11-17a. La presencia de estos tres 
GTF unidos al promotor proporciona una plataforma para la pos-
terior unión de la enorme RNA polimerasa de múltiples subuni-
dades con su TFIIF adjunto (véase figura 11-16b). Una vez que la 
RNA polimerasa-TFIIF está en posición, otro par de GTF (TFIIE y 
TFIIH) se unen al complejo y transforman la polimerasa en una 
activa máquina de transcripción. En la figura 11-17b) se muestra 
un modelo tridimensional del complejo de preinicio.
El TFIIH es el único GTF conocido por poseer actividades en-
zimáticas. Una de las subunidades de TFIIH funciona como una 
proteína quinasa para fosforilar la RNA polimerasa (se discute a 
continuación), mientras que otras dos subunidades de este com-
plejo de proteína funcionan como enzimas del despliegue del 
DNA (helicasas). Se requiere la actividad de la helicasa en el DNA 
para separar las hebras de DNA del promotor y permitir que la 
hebra de plantilla encuentre su camino en el sitio activo de la po-
limerasa. Una vez que comienza la transcripción, algunos de los 
GTF (incluido el TFIID) se pueden dejar atrás en el promotor, 
mientras que otros se liberan del complejo (FIGURA 11-18). Mien-
tras que el TFIID permanezca unido al promotor, las moléculas 
adicionales de RNA polimerasa se pueden unir al sitio del promo-
tor, e iniciar rápidamente rondas adicionales de transcripción.
El dominio carboxilo