Ecologia Microbiana del suelo Compendio practico

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INDICE 
 
 
TEMA Pág. 
Prólogo ii 
Objetivos del curso iii 
Normas de Laboratorio iv 
Introducción vi 
UNIDAD I. El hábitat de los microorganismos del Suelo 
Textura 1 
Humedad relativa y capacidad de retención de agua 5 
pH 9 
Materia orgánica 12 
Capacidad de intercambio iónico 16 
UNIDAD II. Grupos funcionales microbianos 19 
Paisaje microbiano del suelo 21 
Fijación asimbiótica de nitrógeno 25 
Mineralización del nitrógeno orgánico 30 
Solubilización del fósforo insoluble 33 
Oxidación de azufre reducido 36 
UNIDAD III. Interacción microorganismo-planta 
Producción de auxinas por Azospirillum asociado a una planta Gramínea 39 
Simbiosis Rhizobium y Bradyrhizobium con plantas Leguminosas 42 
Simbiosis Frankia-Plantas Actinorrízicas 46 
Simbiosis de las plantas con hongos Ectomicorrízicos 49 
Simbiosis de las plantas con hongos Micorrízico-Arbusculares 53 
APÉNDICE 59 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PRÓLOGO 
 
El presente Compendio está dirigido a los estudiantes del curso de Ecología Microbiana del 
Suelo de la Escuela Nacional de Ciencias Biológicas del Instituto Politécnico Nacional. Sin 
embargo, el deseo de las autoras es que esta obra pueda ser también de utilidad para aquellos 
interesados en el estudio de las poblaciones microbianas del suelo y su interacción benéfica con 
las plantas. 
 
Esta edición se elaboró con la idea de incorporar prácticas clásicas, que ilustran la relación 
microorganismo-suelo y microorganismo-planta, así como otras prácticas con temas 
actualizados. 
 
Además de los anteriores, los propósitos con los que este Manual de Laboratorio ha sido 
elaborado son: 
 
- Familiarizar al estudiante con técnicas básicas de estudio de microorganismos del suelo que 
juegan papeles importantes en la nutrición de las plantas. 
 
- Familiarizar al alumno con técnicas que utilizan microorganismos que representan el uso en 
dosis bajas, no contaminantes, de fertilizantes nitrogenados y fosforados en la producción de 
las plantas. 
 
- Capacitar al estudiante, a través de la experimentación con las mismas técnicas, para 
comprender el fenómeno microbiológico dentro del ecosistema suelo-vegetación. 
 
Algunas de las diferentes técnicas y métodos aquí expuestos han sido adaptados de varios 
autores y son aplicables en diferentes condiciones de laboratorio. Todas ellas se han 
seleccionado también por su bajo costo. 
 
El Compendio está dividido en cuatro grandes partes: 
 
En la primera se presentan las técnicas para el estudio de algunas características físicas y 
químicas del suelo. Esta parte es de fundamental interés para el estudiante que por primera vez 
incurre en las ciencias del suelo, pues le permitirá ubicar el fenómeno microbiológico y hacer 
una mejor interpretación del mismo. 
 
La segunda parte se refiere a las poblaciones microbianas del suelo en su conjunto y a la 
valoración de su actividad biológica en los ciclos del N, P y S. 
 
 ii
En la tercera parte se presenta el capítulo de las diferentes relaciones simbióticas 
microorganismo-planta, incluyendo la asociación con microorganismos productores de 
auxinas. 
 
Finalmente, se presenta un apéndice con las fórmulas de los medios de cultivo que se emplean 
y las tablas para el conteo de microorganismos del suelo, utilizando diluciones del mismo. 
 
 
OBJETIVOS GENERALES DEL CURSO 
 
 
El estudiante, como resultado de este curso: 
 
- Aprenderá a integrar los conocimientos adquiridos en otros cursos, como 
fisicoquímica, química, bioquímica, microbiología, fisiología vegetal, ecología 
microbiana, genética microbiana, etc., en el estudio del suelo. 
 
- Podrá demostrar la actividad de los principales grupos microbianos responsables de 
una función definida en el suelo, relacionada con la nutrición y/o salud de las plantas. 
 
- Valorará la acción de los microorganismos del suelo como una alternativa al uso 
indiscriminado y contaminante de fertilizantes químicos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 iii
 
 
 
 
 
 
 
NORMAS DE LABORATORIO 
 
En primer término, es necesario recordar que una regla básica para todo laboratorio de 
Microbiología es el estado sanitario del mismo. El estudiante debe cooperar para mantener 
limpio el laboratorio. Practique la siguiente disciplina microbiológica: 
 
 El uso de la bata dentro del laboratorio es obligatorio, ésta le protegerá a usted y a su 
ropa en caso de accidente o al manejar colorantes, ácidos y álcalis. Por favor 
manténgala abotonada. 
 
 En relación con la organización del trabajo de laboratorio, lea cuidadosamente las 
instrucciones de cada práctica antes de cada sesión. Ponga mucha atención en las 
indicaciones que ofrezca el instructor, ya que éste pondrá especial énfasis en lo más 
relevante de la práctica. 
 
 El área de trabajo debe conservarse limpia y libre de ropa, así como de libros que no se 
utilicen. Desinfecte su mesa antes y después de llevar a cabo su ensayo. La ropa y 
objetos personales deben guardarse en las gavetas o áreas especificadas por el 
instructor. 
 
 Lave sus manos antes y después de cada sesión de laboratorio. 
 
 Queda estrictamente prohibido comer, beber y fumar dentro del laboratorio. 
 
 Dado que en este laboratorio, durante la primera etapa se trabaja con muestras de suelo, 
es necesario un manejo adecuado del mismo. No lo derrame en las mesas de trabajo 
ni en el piso del laboratorio, no mezcle diferentes muestras de suelo, jamás retorne el 
suelo sobrante al frasco de donde fue tomado; el destino del suelo que ya no será 
utilizado se le indicará al inicio de la práctica. 
 
 En este laboratorio está prohibido "pipetear" con la boca. Para ello utilice una perilla 
o una propipeta, el uso de ésta última es lo más adecuado y preciso. 
 
 Cuando maneje colorantes para tinciones, antes de verterlos en la tarja, deje fluir agua 
para evitar que éstos se impregnen en la misma. 
 
 iv
 Una vez concluido el trabajo con los microscopios, limpie la platina con un paño y el 
sistema óptico con papel seda. Si utilizó aceite de inmersión no olvide removerlo con 
papel seda. Una vez limpio el microscopio colóquelo en la gaveta correspondiente. 
 
 Durante la sesión, deberá mantener apagado su teléfono celular y/o radiolocalizador, 
para no interrumpir el trabajo de sus compañeros. 
 
 
 
Riesgos y precauciones 
 
 Evite contacto directo con los colorantes vitales. Recuerde que todos los colorantes 
vitales pueden ser cancerígenos, por lo que es conveniente usar guantes para su 
manejo. 
 
 Cuando trabaje con el rosa de bengala fenólico, manéjelo dentro de la campana de 
extracción de humos. Recuerde que el fenol es una sustancia altamente tóxica, 
corrosiva y cancerígena. 
 
 Cuando maneje el KCN, evite estar en contacto directo con la solución. Este reactivo es 
extremadamente venenoso. 
 
 En algunas prácticas se trabaja con reactivos químicos que son corrosivos como el 
H2SO4 concentrado, NaOH y HCl al 10%, etc., por lo que es necesario que trabaje con 
toda la precaución posible. En caso de accidente lávese abundantemente con agua 
corriente, si se trata de H2SO4 concentrado, aplicar directamente bicarbonato. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 v
 
 
 
 
 
 
INTRODUCCIÓN 
 
La Ecología Microbiana del Suelo es una disciplina que tiene como propósito el estudio de las 
interacciones que existen entre las comunidades microbianas y el ecosistema suelo-vegetación del que 
ellas forman parte, a saber: 
 
a) Interacciones entre las comunidades microbianas y el suelo. 
 
b) Interacciones entre las comunidades microbianas y la vegetación. 
 
c) Interacciones al interior de las comunidadesmicrobianas. 
 
Un ecosistema es la unidad limitada en el espacio, constituida por el conjunto de seres vivos que ahí se 
encuentran y el conjunto de condiciones fisicoquímicas que se presentan alrededor de los seres vivos. A 
estas condiciones se les conoce como medio ambiente. 
 
La Ecología Microbiana del Suelo es una disciplina que describe el número, actividad e interacciones de 
los microorganismos presentes en el suelo, así como la forma en que son influenciados por el medio 
ambiente. 
 
Las comunidades microbianas del suelo llevan a cabo el reciclaje de los compuestos que integran la 
materia orgánica, entre ellos los carbonados , nitrogenados y fosforados. Algunos otros 
microorganismos pueden ocasionar enfermedades a las plantas; y otros más podrán transformar 
compuestos contaminantes presentes en el suelo. Además, en este hábitat podemos encontrar una gran 
cantidad de microorganismos desconocidos, debido a que no ha sido posible cultivarlos. 
 
Una de las razones por las que es importante el estudio de los fenómenos microbiológicos del suelo es 
la de conocer los mecanismos de productividad del mismo, más aún en nuestro país, donde es urgente 
un cambio en las prácticas agrícolas y silvícolas, por prácticas que conduzcan de una manera racional y 
económica a la sustentabilidad de la producción de alimentos y madera, y a la conservación o 
rehabilitación del medio ambiente. 
 
En el marco de las interacciones de los microorganismos y los componentes del ecosistema suelo-
vegetación, en este manual se contempla la adquisición de nociones básicas sobre el tema suelo, como 
base para los estudios de las actividades biológicas de las poblaciones microbianas y las interacciones 
entre éstas y el medio suelo-vegetación, así como la forma en la que participan en los diferentes ciclos 
biogeoquímicos. 
 
 
 
 vi
 
 
 
 
 
 
 
 
 
INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL 
 
ESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLÓGICASS
 
DEPARTAMENTO DE MICROBIOLOGÍA
 
ECOLOGÍA MICROBIANA DEL SUELO 
COMPENDIO PRÁCTICO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL 
ESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLÓGICAS 
 
DEPARTAMENTO DE MICROBIOLOGÍA 
 
 
 
 
 
 
 
 
ECOLOGÍA MICROBIANA DEL SUELO 
COMPENDIO PRÁCTICO 
 
 
 
MARIA VALDÉS 
NORA MEDINA JARITZ 
 
Estilo y sintaxis: 
GABRIELA SUSANA HERNÁNDEZ SÁNCHEZ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2005 
 
 
INDICE 
 
 
TEMA Pág. 
Prólogo ii 
Objetivos del curso iii 
Normas de Laboratorio iv 
Introducción vi 
UNIDAD I. El hábitat de los microorganismos del Suelo 
Textura 1 
Humedad relativa y capacidad de retención de agua 5 
pH 9 
Materia orgánica 12 
Capacidad de intercambio iónico 16 
UNIDAD II. Grupos funcionales microbianos 19 
Paisaje microbiano del suelo 21 
Fijación asimbiótica de nitrógeno 25 
Mineralización del nitrógeno orgánico 30 
Solubilización del fósforo insoluble 33 
Oxidación de azufre reducido 36 
UNIDAD III. Interacción microorganismo-planta 
Producción de auxinas por Azospirillum asociado a una planta Gramínea 39 
Simbiosis Rhizobium y Bradyrhizobium con plantas Leguminosas 42 
Simbiosis Frankia-Plantas Actinorrízicas 46 
Simbiosis de las plantas con hongos Ectomicorrízicos 49 
Simbiosis de las plantas con hongos Micorrízico-Arbusculares 53 
APÉNDICE 59 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PRÓLOGO 
 
El presente Compendio está dirigido a los estudiantes del curso de Ecología Microbiana del 
Suelo de la Escuela Nacional de Ciencias Biológicas del Instituto Politécnico Nacional. Sin 
embargo, el deseo de las autoras es que esta obra pueda ser también de utilidad para aquellos 
interesados en el estudio de las poblaciones microbianas del suelo y su interacción benéfica con 
las plantas. 
 
Esta edición se elaboró con la idea de incorporar prácticas clásicas, que ilustran la relación 
microorganismo-suelo y microorganismo-planta, así como otras prácticas con temas 
actualizados. 
 
Además de los anteriores, los propósitos con los que este Manual de Laboratorio ha sido 
elaborado son: 
 
- Familiarizar al estudiante con técnicas básicas de estudio de microorganismos del suelo que 
juegan papeles importantes en la nutrición de las plantas. 
 
- Familiarizar al alumno con técnicas que utilizan microorganismos que representan el uso en 
dosis bajas, no contaminantes, de fertilizantes nitrogenados y fosforados en la producción de 
las plantas. 
 
- Capacitar al estudiante, a través de la experimentación con las mismas técnicas, para 
comprender el fenómeno microbiológico dentro del ecosistema suelo-vegetación. 
 
Algunas de las diferentes técnicas y métodos aquí expuestos han sido adaptados de varios 
autores y son aplicables en diferentes condiciones de laboratorio. Todas ellas se han 
seleccionado también por su bajo costo. 
 
El Compendio está dividido en cuatro grandes partes: 
 
En la primera se presentan las técnicas para el estudio de algunas características físicas y 
químicas del suelo. Esta parte es de fundamental interés para el estudiante que por primera vez 
incurre en las ciencias del suelo, pues le permitirá ubicar el fenómeno microbiológico y hacer 
una mejor interpretación del mismo. 
 
La segunda parte se refiere a las poblaciones microbianas del suelo en su conjunto y a la 
valoración de su actividad biológica en los ciclos del N, P y S. 
 
 ii
En la tercera parte se presenta el capítulo de las diferentes relaciones simbióticas 
microorganismo-planta, incluyendo la asociación con microorganismos productores de 
auxinas. 
 
Finalmente, se presenta un apéndice con las fórmulas de los medios de cultivo que se emplean 
y las tablas para el conteo de microorganismos del suelo, utilizando diluciones del mismo. 
 
 
OBJETIVOS GENERALES DEL CURSO 
 
 
El estudiante, como resultado de este curso: 
 
- Aprenderá a integrar los conocimientos adquiridos en otros cursos, como 
fisicoquímica, química, bioquímica, microbiología, fisiología vegetal, ecología 
microbiana, genética microbiana, etc., en el estudio del suelo. 
 
- Podrá demostrar la actividad de los principales grupos microbianos responsables de 
una función definida en el suelo, relacionada con la nutrición y/o salud de las plantas. 
 
- Valorará la acción de los microorganismos del suelo como una alternativa al uso 
indiscriminado y contaminante de fertilizantes químicos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 iii
 
 
 
 
 
 
 
NORMAS DE LABORATORIO 
 
En primer término, es necesario recordar que una regla básica para todo laboratorio de 
Microbiología es el estado sanitario del mismo. El estudiante debe cooperar para mantener 
limpio el laboratorio. Practique la siguiente disciplina microbiológica: 
 
 El uso de la bata dentro del laboratorio es obligatorio, ésta le protegerá a usted y a su 
ropa en caso de accidente o al manejar colorantes, ácidos y álcalis. Por favor 
manténgala abotonada. 
 
 En relación con la organización del trabajo de laboratorio, lea cuidadosamente las 
instrucciones de cada práctica antes de cada sesión. Ponga mucha atención en las 
indicaciones que ofrezca el instructor, ya que éste pondrá especial énfasis en lo más 
relevante de la práctica. 
 
 El área de trabajo debe conservarse limpia y libre de ropa, así como de libros que no se 
utilicen. Desinfecte su mesa antes y después de llevar a cabo su ensayo. La ropa y 
objetos personales deben guardarse en las gavetas o áreas especificadas por el 
instructor. 
 
 Lave sus manos antes y después de cada sesión de laboratorio. 
 
 Queda estrictamente prohibido comer, beber y fumar dentro del laboratorio. 
 
 Dado que en este laboratorio, durante la primera etapa se trabaja con muestrasde suelo, 
es necesario un manejo adecuado del mismo. No lo derrame en las mesas de trabajo 
ni en el piso del laboratorio, no mezcle diferentes muestras de suelo, jamás retorne el 
suelo sobrante al frasco de donde fue tomado; el destino del suelo que ya no será 
utilizado se le indicará al inicio de la práctica. 
 
 En este laboratorio está prohibido "pipetear" con la boca. Para ello utilice una perilla 
o una propipeta, el uso de ésta última es lo más adecuado y preciso. 
 
 Cuando maneje colorantes para tinciones, antes de verterlos en la tarja, deje fluir agua 
para evitar que éstos se impregnen en la misma. 
 
 iv
 Una vez concluido el trabajo con los microscopios, limpie la platina con un paño y el 
sistema óptico con papel seda. Si utilizó aceite de inmersión no olvide removerlo con 
papel seda. Una vez limpio el microscopio colóquelo en la gaveta correspondiente. 
 
 Durante la sesión, deberá mantener apagado su teléfono celular y/o radiolocalizador, 
para no interrumpir el trabajo de sus compañeros. 
 
 
 
Riesgos y precauciones 
 
 Evite contacto directo con los colorantes vitales. Recuerde que todos los colorantes 
vitales pueden ser cancerígenos, por lo que es conveniente usar guantes para su 
manejo. 
 
 Cuando trabaje con el rosa de bengala fenólico, manéjelo dentro de la campana de 
extracción de humos. Recuerde que el fenol es una sustancia altamente tóxica, 
corrosiva y cancerígena. 
 
 Cuando maneje el KCN, evite estar en contacto directo con la solución. Este reactivo es 
extremadamente venenoso. 
 
 En algunas prácticas se trabaja con reactivos químicos que son corrosivos como el 
H2SO4 concentrado, NaOH y HCl al 10%, etc., por lo que es necesario que trabaje con 
toda la precaución posible. En caso de accidente lávese abundantemente con agua 
corriente, si se trata de H2SO4 concentrado, aplicar directamente bicarbonato. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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INTRODUCCIÓN 
 
La Ecología Microbiana del Suelo es una disciplina que tiene como propósito el estudio de las 
interacciones que existen entre las comunidades microbianas y el ecosistema suelo-vegetación del que 
ellas forman parte, a saber: 
 
a) Interacciones entre las comunidades microbianas y el suelo. 
 
b) Interacciones entre las comunidades microbianas y la vegetación. 
 
c) Interacciones al interior de las comunidades microbianas. 
 
Un ecosistema es la unidad limitada en el espacio, constituida por el conjunto de seres vivos que ahí se 
encuentran y el conjunto de condiciones fisicoquímicas que se presentan alrededor de los seres vivos. A 
estas condiciones se les conoce como medio ambiente. 
 
La Ecología Microbiana del Suelo es una disciplina que describe el número, actividad e interacciones de 
los microorganismos presentes en el suelo, así como la forma en que son influenciados por el medio 
ambiente. 
 
Las comunidades microbianas del suelo llevan a cabo el reciclaje de los compuestos que integran la 
materia orgánica, entre ellos los carbonados , nitrogenados y fosforados. Algunos otros 
microorganismos pueden ocasionar enfermedades a las plantas; y otros más podrán transformar 
compuestos contaminantes presentes en el suelo. Además, en este hábitat podemos encontrar una gran 
cantidad de microorganismos desconocidos, debido a que no ha sido posible cultivarlos. 
 
Una de las razones por las que es importante el estudio de los fenómenos microbiológicos del suelo es 
la de conocer los mecanismos de productividad del mismo, más aún en nuestro país, donde es urgente 
un cambio en las prácticas agrícolas y silvícolas, por prácticas que conduzcan de una manera racional y 
económica a la sustentabilidad de la producción de alimentos y madera, y a la conservación o 
rehabilitación del medio ambiente. 
 
En el marco de las interacciones de los microorganismos y los componentes del ecosistema suelo-
vegetación, en este manual se contempla la adquisición de nociones básicas sobre el tema suelo, como 
base para los estudios de las actividades biológicas de las poblaciones microbianas y las interacciones 
entre éstas y el medio suelo-vegetación, así como la forma en la que participan en los diferentes ciclos 
biogeoquímicos. 
 
 
 
 vi
UNIDAD I. EL HÁBITAT DE LOS MICROORGANISMOS DEL SUELO 
 
PRÁCTICA 1.- TEXTURA 
 
INTRODUCCIÓN 
 
El término suelo se refiere al material exterior, poco compacto, de la superficie terrestre; uno 
de sus componentes principales es la fracción mineral, ésta proviene del material parental y es 
el producto de la desintegración de las rocas provocado por el intemperismo físico, químico y 
bioquímico. 
 
La fracción mineral del suelo está constituida por partículas de diferentes tamaños: arena 
(200-20 micras), limo (20-2 micras) y arcillas (menos de 2 micras). La cantidad de cada uno 
de los componentes de esta fracción varía de un suelo a otro y depende directamente del 
material de origen. A la proporción relativa de arena, limo y arcilla, expresada en porcentaje, 
se le conoce como textura del suelo. 
 
La textura afecta el número y tamaño de los poros y, por lo tanto, el espacio poroso de cada 
suelo. La humedad, aireación y consecuentemente la actividad de los microorganismos en el 
suelo, están en función de la textura. 
 
OBJETIVO 
 
El estudiante estimará la proporción en que se encuentran las partículas minerales (arena, limo 
y arcilla) en diferentes suelos. 
 
MATERIAL 
 
 
Hidrómetro de Bouyoucos 
Probeta ajustada a 1130 ml 
Equipo para dispersar (batidora o 
licuadora con vaso dispersador) 
Termómetro graduado de 0 a 50º C 
Balanza 
Cronómetro 
Agua destilada 
Sol. acuosa de hexametafosfato de sodio al 
5 % 
 
Peróxido de hidrógeno al 30 % 
Vaso de precipitados de 500 ml 
Piseta 
Suelo secado en estufa a 110º C y 
tamizado en malla de 2 mm 
Papel de estraza 
Charolas para pesar suelo 
Pipetas serológicas de 10 ml 
Probeta de 25 ml 
Cucharas de plástico 
 
 
 
 
 1
PROCEDIMIENTO 
 
Eliminación de la materia orgánica. 
Pese 50 g de suelo si la muestra es de textura fina; si es de textura arenosa pese 100 g. Para 
eliminar la materia orgánica presente, trate la muestra con H2O2 al 30 % en una proporción de 
15 ml de reactivo por cada 50 g de suelo. Deje secar 24 horas a 80ºC. 
 
Dispersión. 
Coloque la muestra tratada en un vaso de precipitados de 500 ml, agréguele 10 ml de la 
solución de hexametafosfato de sodio y 250 ml de agua destilada. Deje en reposo durante 15 
minutos. 
 
Vierta la muestra preparada en el vaso de la batidora o licuadora y agregue suficiente agua 
destilada hasta llegar a 10 cm por abajo del borde superior del vaso. Disperse durante 5 a 10 
minutos. Si el suelo es arenoso, no es necesario dispersar mecánicamente. 
 
Lecturas en el hidrómetro. 
Vacíe el dispersado íntegramente en la probeta ajustada a 1130 ml, utilice una piseta para bajar 
todo el contenido, afore con el hidrómetro inmerso, hasta 1130 ml con agua destilada, si usó 50 
g de suelo, y a 1250 ml si empleó 100 g. 
 
Quite el hidrómetro y tape la probeta con una mano para mezclar la muestra, a fin de 
incorporar a la suspensión el sedimento formado. Cuando logre ésto, coloque en posición 
vertical la probeta y accione el cronómetro para hacer la primer lectura con el hidrómetro a los 
40 segundos, midiendo al mismo tiempo la temperatura para hacer las correcciones, como se 
indica más adelante. Deje la probeta en reposo durante 2 horas y vuelva a introducir el 
hidrómetro, sin agitar y teniendo cuidado de que el mismo no toque o quede pegado a las 
paredes de la probeta. 
 
Nota: El éxito del método de Bouyoucos para determinar textura depende de la completa 
dispersión de las partículas minerales del suelo, ésta se obtiene cuando las aspas de agitación 
están en buenas condiciones y el tiempo de dispersión es suficiente. 
 
Cálculos: 
 
Por cada grado arriba de 19.4º C agregue a la lectura del hidrómetro 0.36 unidades, y por cadagrado abajo de 19.4º C reste a la lectura del hidrómetro 0.36 unidades. 
 
 
 X100 =% de (limo + arcilla) 
Primera lectura corregida
Peso de la muestra 
100 - % de (limo + arcilla) = % de arena 
 Segunda lectura corregida
Peso de la muestra
X100 - % de (arena + arcilla) = % de limo 
 2
 
Nota: Obtenga la clasificación del suelo de acuerdo a su textura en el Triángulo de Texturas 
(Fig. 1) anexo. 
 
REPORTE 
 
1.- Explique la relación que existe entre la textura de los suelos y su contenido de humedad. 
 
 
 
 
 
2.- Explique la importancia que tiene el conocimiento de la textura de los suelos, así como sus 
posibles aplicaciones prácticas. 
 
 
 
 
 
3.-Discusión y conclusiones. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
BIBLIOGRAFÍA. 
 
Brady, C.N. 1974. The nature and properties of soil. Mac Millan Publishing Co. Inc. 8th 
Edition. New York. 
Ortíz Villanueva, B. y C.A. Ortíz Selorio. 1984. Edafología. Editorial de la Universidad 
Autónoma de Chapingo, Texcoco, México. 
Jackson, M.L. 1970. Análisis químico de suelos. 2ª edición. Editorial Omega. Barcelona. 
Millar, C. E., Turk, L. M y Foth, H. D. 1972. Fundamentos de la Ciencia del Suelo. Cía. 
Editorial Continental (C.E.C.S.A.). México. 
 
 3
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 1.- Triángulo para determinar la clasificación textural de los suelos 
(Brady, 1980). 
 
 4
PRÁCTICA 2. HUMEDAD RELATIVA Y CAPACIDAD DE RETENCIÓN DE 
AGUA. 
 
INTRODUCCIÓN 
 
El agua es necesaria para la vida, es el mayor componente celular y gobierna la actividad de 
los microorganismos del suelo; cuando la humedad es excesiva, el intercambio gaseoso es 
limitado, provocando condiciones de anaerobiosis. 
 
El desarrollo máximo de los microorganismos aerobios del suelo, responsables de algunos de 
los procesos más importantes de éste, tiene lugar cuando el contenido de humedad relativa es 
mayor de las dos terceras partes de la capacidad de campo, que es como se le denomina a la 
capacidad de retención de agua del suelo. 
 
El agua en el suelo se encuentra fuertemente retenida en las partículas arcillosas y en el humus 
(agua higroscópica), medianamente detenida en los poros o espacios pequeños que hay entre 
las partículas (agua capilar) y se escurre de los macroporos o grandes espacios que hay entre 
las partículas (agua de gravedad) (Fig. 2). 
 
Ya que el agua de gravedad escurre, y el agua higroscópica está fuertemente retenida porque 
forma parte de los coloides (arcilla y humus), solo una parte del agua en el suelo está 
disponible para las plantas. El nivel de humedad óptimo para la actividad biológica en el suelo 
es en general de 50 a 70 % de la capacidad de retención. 
 
OBJETIVO 
 
El estudiante evaluará en diferentes tipos de suelo, la cantidad de agua disponible para las 
plantas. 
 
A.- HUMEDAD RELATIVA 
 
MATERIAL 
 
Estufa moderna Suelo recién colectado y tamizado por malla de 2 mm 
Balanza analítica Papel de estraza 
Desecador Cucharas de plástico 
Caja de Petri de vidrio 
 
PROCEDIMIENTO 
 
- Pese 10 g de suelo en una caja de Petri mantenida a peso constante. 
 
- Coloque la caja de Petri conteniendo el suelo en la estufa a 80ºC durante 24 horas. Pese y 
coloque nuevamente en la estufa hasta obtener peso constante. 
 5
 
Cálculos: 
 
- Calcule el contenido de humedad como porcentaje del peso del suelo secado en la estufa. 
 
Humedad (H) = (peso del suelo húmedo) - (peso del suelo seco). 
 H x 100 
 10 % de humedad= 
 
B.- CAPACIDAD DE RETENCIÓN DE AGUA O CAPACIDAD DE CAMPO 
 
MATERIAL 
 
Estufa 
Balanza analítica 
Disco de papel filtro 
Embudo 
Bases de Caja Petri 
Papel de estraza 
Suelo tamizado y secado en la estufa a 80ºC
Charolas para pesar suelo 
 
PROCEDIMIENTO 
 
- Pese de 5 a 10 g de suelo seco. 
 
- Coloque un disco de papel filtro en un embudo. 
 
- Humedezca el papel filtro. 
 
- Coloque el suelo sobre el papel filtro húmedo y péselo. 
 
- Adicione agua al suelo hasta que se sature. Deje que escurra el agua. 
 
- Cuando haya escurrido toda el agua, pese el suelo + el papel filtro. 
 
- Calcule la cantidad de agua retenida por unidad de peso de suelo seco y utilice este valor 
para calcular la capacidad de retención de agua del suelo problema. 
 
Cálculos: 
 Unidad = Papel filtro saturado con agua + suelo 
 
Peso del papel filtro húmedo + Peso de la muestra del suelo (10 g). = 
Peso de la unidad 
con el suelo 
saturado 
 
 
 6
 
 
Agua retenida = 
Peso del papel filtro 
con el suelo saturado 
con agua 
Peso del papel filtro 
con el suelo no 
saturado (seco) 
-
Peso de la unidad con 
el suelo saturado 
 
 
 
Peso del papel filtro húmedo +
Peso peso de la muestra del 
suelo (10 g). =
 
 
Capacidad de retención de agua = [ Agua retenida X 100 ]/10 
 
 
REPORTE 
 
1.- ¿Cuál fue la humedad relativa del suelo en estudio? 
 
 
2.- Reporte la capacidad de retención de agua del suelo. 
 
 
3.- ¿Por qué es importante conocer estas variables en el suelo? 
 
 
 
 
4.- ¿De qué componentes del suelo dependen estas propiedades? 
 
 
5.- Discusión y conclusiones. 
 
 
 
 
 
BIBLIOGRAFÍA 
 
Brady, C.N. 1974. The nature and properties of soil. Mac Millan Publishing Co. Inc. 8th 
Edition. New York. 
Ortíz Villanueva, B. y C.A. Ortíz Selorio. 1984. Edafología. Editorial de la Universidad 
Autónoma de Chapingo, Texcoco, México. 
Jackson, M.L. 1970. Análisis químico de suelos. Segunda edición. Editorial Omega. 
Barcelona. 
Millar, C. E., Turk, L. M y Foth, H. D. 1972. Fundamentos de la Ciencia del Suelo. Cía. 
Editorial Continental (C.E.C.S.A.). México 
 7
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 2.- Los tres tipos de agua del suelo 
 
 
 8
PRÁCTICA 3. pH 
 
INTRODUCCIÓN 
 
Esta propiedad química es quizá la más importante de un suelo como medio destinado al 
cultivo de plantas y, por lo tanto, igualmente importante para los microorganismos presentes en 
él. 
 
Sin embargo, el pobre crecimiento de los cultivos en suelos ácidos no se debe directamente a la 
elevada concentración de H+, a menos que el pH sea inferior a 4.0. Los efectos negativos de la 
acidez del suelo son indirectos y entre ellos están: 
 
1.- Alta concentración de aluminio intercambiable o en solución. 
2.- Retención de fósforo. 
3.- Exceso de manganeso en solución. 
4.- Deficiencias de calcio, magnesio y/o molibdeno. 
5.- Reducida actividad microbiológica. 
6.- Reducida capacidad de intercambio catiónico 
 
La determinación del pH del suelo, efectuada en las condiciones de humedad natural, debe ser 
considerada como la más válida en función del ambiente biológico existente en el mismo. 
 
En general, cuanto más diluida sea la suspensión del suelo, mayor será el valor del pH 
encontrado. 
 
OBJETIVO 
 
El estudiante determinará y comparará el pH de diversos suelos y explicará las diferencias 
encontradas. 
 
MATERIAL 
 
Potenciómetro 
Balanza granataria 
Soluciones reguladoras de pH 4.0 y 7.0 
Vaso de precipitados de 150 ml 
Agitador de vidrio 
Suelo recién colectado o bien almacenado 
Piseta con agua destilada 
Cucharas de plástico 
Charolas para pesar suelo 
Papel de estraza 
 
PROCEDIMIENTO 
 
En el campo: 
Tome 15 muestras representativas y mézclelas para formar una sola. Haga inmediatamente la 
determinación o en caso contrario pase la muestra a un frasco de vidrio con tapón de baquelita, 
 9
ciérrelo herméticamente con el propósito de impedir el contacto con trazas de amoniaco u otros 
compuestos presentes en el laboratorio que puedan modificar el pH. 
 
En el laboratorio: 
Pese 10 g de la muestra por analizar y vacíelos dentro de un vaso de precipitados de 150 ml, en 
donde se agregan 20 ml de agua destilada; mezcle perfectamente con ayuda de un agitador. 
 
Deje reposar la muestra durante 30 minutos; después de este tiempo agítelo y haga la lectura en 
el potenciómetro previamente calibrado después de 15 minutos de haberse encendido. 
 
Cuadro 1. Clasificación tentativa del pH del suelo y de aguas agrícolas, según el Instituto 
Nacional de Investigaciones Agrícolas (INIA): 
____________________________________________________________________________pH Clasificación 
 
 Menor de 4.60 Extremadamente ácido 
4.60 a 5.19 Muy fuertemente ácido 
5.20 a 5.59 Fuertemente ácido 
5.60 a 6.19 Medianamente ácido 
6.20 a 6.59 Ligeramente ácido 
6.60 a 6.79 Muy ligeramente ácido 
6.80 a 7.19 Neutro 
7.20 a 7.39 Muy ligeramente alcalino 
7.40 a 7.79 Ligeramente alcalino 
7.80 a 8.39 Medianamente alcalino 
8.40 a 8.79 Fuertemente alcalino 
8.80 a 9.39 Muy fuertemente alcalino 
Mayor de 9.40 Extremadamente alcalino 
____________________________________________________________________________ 
 
REPORTE 
 
1.- Explique cuál es el origen de los iones hidrógeno del suelo. 
 
 
 
 
 
2.- ¿Cuál es la influencia del pH en la disponibilidad o el intercambio de los nutrientes del 
suelo? 
 
 
 
 10
 
 
3.- Explique la relación que existe entre la capacidad de intercambio iónico y el pH del suelo. 
 
 
 
 
 
 
 
4.- Discusión y conclusiones 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
BIBLIOGRAFÍA 
 
Aguilar Santelises, A., J. D. Etchevers Barra y J. Z. Castellanos Ramos. 1987. Análisis 
químico para evaluar la fertilidad del suelo. Sociedad Mexicana de la Ciencia del Suelo. 
México. 
Brady, C.N. 1974. The nature and properties of soil. Mac Millan Publishing Co. Inc. 8th 
Edition. New York. 
Ortíz Villanueva, B. y C.A. Ortíz Solorio. 1984. Edafología. Editorial de la Universidad 
Autónoma de Chapingo, Texcoco, México. 
Moreno-Dahme, R. 1970. Cuadro de clasificaciones tentativas de suelos. Departamento de 
Suelos, INIA/SAR. México. 
Jackson, M.L. 1970. Análisis químico de suelos. Segunda edición. Editorial Omega. 
Barcelona. 
Millar, C. E., Turk, L. M y Foth, H. D. 1972. Fundamentos de la Ciencia del Suelo. Cía. 
Editorial Continental (C.E.C.S.A.). México. 
 
 
 11
PRÁCTICA 4. MATERIA ORGÁNICA 
 
INTRODUCCIÓN 
 
El contenido de materia orgánica es objeto de determinaciones rutinarias en todos los 
laboratorios de análisis de suelos. Este factor es fundamental por su influencia directa e 
indirecta sobre las propiedades físicas, químicas y biológicas del suelo, tales como: color, 
estructura, plasticidad, capacidad de retención de agua, capacidad de intercambio iónico, 
disponibilidad de nitrógeno, fósforo y azufre, pH, susceptibilidad a la erosión, etc. 
 
La fracción orgánica del suelo consta de residuos de plantas y animales en diferentes estados 
de descomposición e incluye a todos los microorganismos del suelo. No es uniforme en su 
constitución y continuamente ocurren cambios en ella. 
 
El carbono orgánico en el suelo está contenido en la materia orgánica y en formas 
mineralizadas como grafito y carbón vegetal. Si hacemos uso de una técnica que determine el 
contenido de materia orgánica a través de la evaluación de carbono orgánico, es necesario que 
la técnica elegida permita discriminar entre las dos fuentes. El método de Walkey y Black está 
basado en la oxidación lenta de la materia orgánica (carbono orgánico) con ácido crómico que 
se calienta por dilución con H2SO4. Con este método se oxida un poco menos que el total de la 
materia orgánica, lo que es considerado por algunos autores como una ventaja, ya que se 
excluye la fracción de materia orgánica menos activa. Además, debido al calentamiento poco 
intenso, permite diferenciar en gran parte la materia que integra el humus del suelo de las 
fuentes extrañas de carbón orgánico (grafito y carbón vegetal), lo que constituye una ventaja 
evidente. Por esta razón y por su simplicidad, es el método más empleado para estimar la 
materia orgánica de los suelos. 
 
OBJETIVO 
 
El estudiante determinará y comparará el contenido de materia orgánica oxidable de diferentes 
suelos mediante el método de Walkey y Black. 
 
MATERIAL 
 
Matraz Erlenmeyer de 500 ml 
Pipetas serológicas de 10 y 20 ml 
Bureta de 25 ml 
Balanza analítica 
K2Cr2O7 1N 
Agua destilada 
H3PO4 al 85 % 
H2SO4 concentrado QP 
Probeta de 250 ml 
Soporte universal 
Difenilamina 
FeSO4.7H2O 1N 
Suelo secado al aire y tamizado por malla de 0.5 mm 
Frascos goteros de 10 ml (plástico) 
Charolas para pesar suelo, Papel de estraza 
Cucharas de plástico 
Vaso de precipitados de 100 ml 
Vaso de precipitados de 500 ml 
Pinzas para bureta 
Nota: Para preparar las soluciones consulte el apéndice. 
 12
 
PROCEDIMIENTO 
 
Oxidación de la materia orgánica. 
Coloque 1 g de suelo en un matraz Erlenmeyer de 500 ml. Si observa que el suelo es muy rico 
en materia orgánica, ponga de 250 a 500 mg. A continuación añada con una pipeta, 10 ml de 
K2Cr2O7 1N sobre el suelo, mezclando con movimientos circulares del matraz. Añada 
enseguida, lentamente, 20 ml de H2SO4 concentrado, siga mezclando durante un minuto para 
asegurar la interacción de los reactivos con el suelo. Evite que el suelo quede adherido a las 
paredes del matraz fuera del contacto de los reactivos. 
 
Deje reposar la mezcla se durante 30 minutos. Simultáneamente realice un ensayo de 
valoración en blanco (de la misma forma, pero sin suelo). 
 
Valoración por retroceso. 
Diluya la mezcla a 200 ml con agua destilada y añada 10 ml de H3PO4 al 85 % y 30 gotas de 
indicador de difenilamina; valore por retroceso con la solución de FeSO4 1N colocada en una 
bureta. 
 
Nota 1 
Al principio, el color es verde oscuro debido a los iones cromo y se desplaza hacia un azul 
turbio a medida que avanza la titulación, en el punto final, este color cambia bruscamente a 
verde brillante. 
 
Nota 2 
Si gasta menos de 2 ml de FeSO4, repita el ensayo utilizando menor cantidad de suelo. 
 
REACCIONES 
 
2K2Cr2O7 + 8H2SO4 + 3C 2Cr2(SO4)3 + 2K2SO4 + 3CO2 + 8H2O 
 
K2Cr2O7 + 7H2SO4 + 6FeSO4 K2SO4 + Cr2(SO4)3 + 3Fe2(SO4)3 + 7H2O 
 
Cálculos: 
 
Realice los cálculos mediante la siguiente ecuación: 
 
% de materia orgánica = 10 (1 – ) X 0.67 
P 
T 
 
donde: P = ml de solución de FeSO4 1N gastados por el problema. 
T = ml de solución de FeSO4 1N gastados por el blanco. 
 
 
El factor 0.67 se deduce de la siguiente forma: 
 13
 12 1.0 100 
 4000 0.77 1.0 1N X X X X 1.72 = 0.67 
 
1N = Normalidad del K2Cr2O7
12/4000 = Peso miliequivalente del carbón. 
1.0 g = Peso de la muestra de suelo. 
1.0/0.77 = Cantidad de carbono total de la materia orgánica que se oxida por este método, que 
es igual a 77 %. 
1.72 = Factor de transformación del carbono orgánico a materia orgánica del suelo que 
contiene 58 % de carbono orgánico. 
 
Cuando se trabaja con otra cantidad de suelo, el 1.0 se substituye por la cantidad específica 
utilizada. 
 
Cuadro 2. Tipos de suelo de acuerdo a su contenido de materia orgánica, según el INIA 
(Moreno-Dahme, 1970). 
__________________________________________________________________________
 
% de materia orgánica Interpretación 
__________________________________________________________________________ 
 
0.0 a 0.25 Extremadamente pobre 
0.26 a 0.50 Muy pobre 
0.51 a 1.00 Pobre 
1.01 a 2.00 Mediano 
2.01 a 3.00 Rico 
3.01 a 4.00 Muy rico 
4.01 a 5.00 Extremadamente rico 
___________________________________________________________________________ 
 
REPORTE 
 
1.- Explique el fundamento de la determinación de materia orgánica por el método de Walkey 
y Black. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2.- ¿Qué influencia tiene la materia orgánica en la capacidad de retención de agua del suelo? 
 14
 
 
 
 
 
 
3.- Discusión y conclusiones 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
BIBLIOGRAFÍA 
 
Aguilar Santelises, A., J. D. Etchevers Barra y J. Z. Castellanos Ramos. 1987. Análisis 
químico para evaluar la fertilidad del suelo. Sociedad Mexicana de la Ciencia del Suelo. 
México. 
Brady, C.N. 1974. The nature and properties of soil. Mac Millan Publishing Co. Inc. 8th 
Edition. New York. 
Ortíz Villanueva, B. y C.A. Ortíz Solorio. 1984. Edafología. Editorial de la Universidad 
Autónoma de Chapingo, Texcoco, México. 
Jackson, M.L. 1970. Análisis químico de suelos. Segunda edición. Editorial Omega. 
Barcelona. 
Millar, C. E., Turk, L. M y Foth, H. D. 1972. Fundamentos de la Ciencia del Suelo.Cía. 
Editorial Continental (C.E.C.S.A.). México. 
Moreno-Dahme, R. 1970. Cuadro de clasificaciones tentativas de suelos. Departamento de 
Suelos, INIA/SAR. México. 
 
 
 
 
 15
PRÁCTICA 5. CAPACIDAD DE INTERCAMBIO IÓNICO 
 
INTRODUCCIÓN 
 
Las fracciones finas mineral y orgánica del suelo (arcilla y humus), por ser partículas 
coloidales exponen una gran superficie por unidad de volumen, además presentan carga 
negativa en su superficie. Esto les permite el intercambio de cationes que están en solución en 
el suelo, por otros cationes que se encuentran neutralizando a las cargas negativas de la arcilla 
y el humus. Una parte de los cationes liberados de la arcilla son absorbidos por las raíces de las 
plantas y por los microorganismos del suelo para su nutrición. La capacidad de intercambio 
iónico es una medida de esta capacidad de los coloides, los cuales actúan como reservorios 
para los nutrientes minerales. 
 
La capacidad de intercambio iónico varía de acuerdo a la cantidad y tipo de arcilla, y a la 
materia orgánica presente en el suelo. 
 
Esta característica es importante para clasificar a los suelos desde el punto de vista de la 
fertilidad. La capacidad de intercambio iónico fluctúa de 1.0 a más de 50 meq/100 g de suelo. 
 
OBJETIVO 
 
El estudiante determinará y comparará la capacidad de intercambio iónico de diferentes suelos. 
 
MATERIAL 
 
Balanza granataria Solución de CaCl2 1 N pH 7.0 
Bureta de 25 ml CH3-CH2OH de 96º 
Pipetas sexológicas de 10 ml Solución de NaCl 1 N pH 7.0 
Pipetas sexológicas de 1 ml Solución de EDTA 0.1 N 
Papel filtro Whatman # 2 Solución amortiguadora de pH 10 
Suelo secado al aire y tamizado en malla de 2 mm Solución de NH2OH-HCl 
Embudos Buchner. Solución de KCN al 2% 
Vasos de precipitados de 250 ml Solución de Negro de Eriocromo T 
Soporte universal con pinza para bureta Solución estándar de Ca 0.01 N 
Matraces Erlenmeyer de 250 ml Goteros de plástico de 10 ml 
Cucharas de plástico Papel de estraza 
Anillos de fierro para soporte universal Charolas para pesar suelo 
Nota: Para la preparación de las soluciones consulte el apéndice 
 
PROCEDIMIENTO 
 
Pese 5 g de suelo y colóquelo en un embudo de Buchner que contenga un papel filtro. 
 
 16
Adicione lentamente 10 ml de la solucion de CaCl2 1N, cubriendo toda la superficie de la 
muestra de suelo. Recolecte la solución filtrada en un vaso de precipitados de 250 ml, este 
filtrado se desecha. Repita esta operación cuatro veces más. 
 
Adicione lentamente 10 ml de CH3-CH2OH de 96º, cubriendo toda la superficie de la muestra 
de suelo. Recolecte la solución filtrada en un vaso de precipitados de 250 ml y deséchelo. 
Repita esta operación cuatro veces más. 
 
Adicione lentamente 10 ml de la solución de NaCl, cubriendo toda la superficie de la muestra 
de suelo. Recolecte la solución filtrada en un matraz Erlenmeyer de 250 ml. Repita esta 
operación cuatro veces más. (Cuidado, este filtrado no se desecha). 
 
En el filtrado de NaCl, titule los iones calcio por el método del versenato. 
 
Método del Versenato 
 
Agregue al filtrado 10 ml de la solución amortiguadora pH 10 
 
Adicione 5 gotas de la solución de KCN. 
 
Agregue 5 gotas de la solución de NH2OH-HCl. 
 
Adicione 5 gotas del indicador Negro de Eriocromo T. 
 
Titule con la solución de verseno hasta que el color de la solución vire de púrpura a color azul. 
 
Cálculos: 
 
Capacidad de intercambio catiónico total (C.I.C.T.) 
 ml de EDTA X N X 100 
g de muestra de suelo 
C.I.C.T. en meq por 100 g de suelo = 
 
Normalización de la solución del dietilendinitrilotetracetato-disódico (EDTA): 
 
1.- Coloque alícuotas de 10 ml de la solución estándar de calcio en un matraz Erlenmeyer de 
250 ml y agregue 100 ml de agua destilada (hacerlo por duplicado o triplicado). 
 
2.- Agregue a cada matraz 10 ml de solución amortiguadora pH 10. 
 
3.- Agregue 5 gotas de solución de KCN. 
 
4.- Agregue 5 gotas del indicador negro de eriocromo T. 
 
 17
5.-Titule con la solución de EDTA agitando frecuentemente el matraz hasta obtener el color 
azul. 
 0.01 N X 10 ml 
ml de EDTA gastados 
Normalidad del EDTA (N) = 
 
 
REPORTE 
 
1.- Escriba las características de los coloides del suelo 
 
 
 
 
2.- ¿Cuál es la importancia de la determinación de la capacidad de intercambio iónico de un 
suelo? 
 
 
 
 
3.- Discusión y conclusiones 
 
 
 
 
 
 
 
BIBLIOGRAFÍA 
 
Aguilar Santelises, A., J. D. Etchevers Barra y J. Z. Castellanos Ramos. 1987. Análisis 
químico para evaluar la fertilidad del suelo. Sociedad Mexicana de la Ciencia del Suelo. 
México. 
Brady, C.N. 1974. The nature and properties of soil. Mac Millan Publishing Co. Inc. 8th 
Edition. New York. 
Ortíz Villanueva, B. y C.A. Ortíz Solorio. 1984. Edafología. Editorial de la Universidad 
Autónoma de Chapingo, Texcoco, México. 
Jackson, M.L. 1970. Análisis químico de suelos. Segunda edición. Editorial Omega. 
Barcelona. Millar, C. E., Turk, L. M y Foth, H. D. 1972. Fundamentos de la Ciencia del 
Suelo. Cía. Editorial Continental (C.E.C.S.A.). México. 
 18
UNIDAD II. GRUPOS FUNCIONALES MICROBIANOS DEL SUELO 
 
INTRODUCCIÓN 
 
En el suelo existen diferentes grupos de microorganismos que participan en los ciclos 
biogeoquímicos en diferentes actividades, a través de las cuales se movilizan los 
elementos esenciales para la vida, constituyendo así grupos funcionales. Generalmente, 
cada grupo funcional está conformado por diferentes poblaciones que pueden incluir 
bacterias y hongos. 
 
Entre los diversos grupos funcionales del suelo destacan los amonificantes, nitrificantes, 
desnitrificantes, fijadores de nitrógeno, celulolíticos, amilolíticos, pectinoliticos, 
mineralizadores, oxidadores y reductores de azufre, fósforo, potasio, fierro, etc. Todos 
estos microorganismos afectan la movilidad de los nutrientes inorgánicos en el suelo, 
facilitando o impidiendo el libre tránsito de éstos entre los coloides del mismo. 
Posteriormente, los nutrientes pueden ser intercambiados con las plantas que dependen 
directamente de ellos. 
 
Todos los grupos microbianos pueden cuantificarse inoculando con suelo tubos con 
medio selectivo líquido y utilizando las tablas de MacGrady. Su actividad biológica se 
puede interpretar con el trazado de curvas en función del tiempo y de las diluciones. Los 
medios de cultivo llevan básicamente una solución salina (la de Winogradsky) más una 
fuente de carbono y una de nitrógeno específicas (Cuadro 3). En el caso de los grupos 
funcionales de los diferentes ciclos hay que adicionar la fuente del elemento a estudiar, 
ya sea en forma orgánica (para estudiar su mineralización), en forma reducida (para ver 
su �xidación) o en forma oxidada (para estudiar su reducción). 
 
Sin olvidar que todos los nutrientes de las plantas son previamente metabolizados por los 
microorganismos del suelo, en esta parte del curso estudiaremos la participación de 
algunos grupos microbianos importantes en la transformación de nutrientes esenciales 
para las plantas y abordaremos procesos tales como el uso de una molécula inerte (el 
nitrógeno molecular), la mineralización, la oxidación y la solubilización microbianas. 
 
 
 
 19
 
 
 
GRUPO 
FUNCIONAL 
FUENTE 
DE 
CARBONO 
FUENTE DE 
NITRÓGENO
INCUBACIÓN BÚSQUEDA 
DE... 
A 
TRAVÉS 
DE... 
1. Fijadores libres 
de N2 
 
Glucosa 
 
--- 
Aerobia o 
anaerobia 
Velo en la 
superficie del 
medio 
Ningún 
reactivo 
2. Amonificadores Glucosa Un aminoácido Aerobia o 
anaerobia 
NH4+ Nessler 
3. Nitrificadores --- NH4+ Aerobia o 
anaerobia 
NO2- Griess I y 
II 
4. Desnitrificadores Glucosa KNO3 Aerobia o 
anaerobia 
NO2- Griess I y 
II 
 
5. Celulolíticos 
Celulosa 
(Papel filtro) 
 
NH4NO3
Aerobia o 
anaerobia 
Colonias de 
color en el 
papel 
 
Ninguno 
6. Amilolíticos Almidón NH4NO3 Aerobia o 
anaerobia 
Pérdida de 
color azul 
Yodo 
iodurado 
 
7. Mineralizadore
s de azufre 
 
Lactato de 
sodio 
 
Aminoácido 
azufrado 
 
Aerobia o 
anaerobia 
FeS 
(anaerobiosis) SO4 
(aerobiosis) 
 
8. Oxidadores de 
S (S y H2S) 
 NH4NO3 Aerobia SO4= BaCl2+HCl
9. Sulfato 
reductores 
Lactato de 
sodio 
 NH4Cl Anaerobia FeS Feº (un 
clavo) 
 
 
Cuadro 3.- Grupos funcionales de microorganismos del suelo, cuya 
clasificación se puede establecer en medios de cultivo mínimos con base en la 
selección de las fuentes de carbono y de nitrógeno (adaptado de Pochon y 
Tardieux, 1962). 
 
 
 20
PRÁCTICA 6. UN PAISAJE MICROBIANO DEL SUELO 
 
INTRODUCCIÓN 
 
Uno de los retos de los microbiólogos que estudian el suelo es poder observar los 
microorganismos in situ, sin alteraciones indeseadas en su hábitat. 
 
La técnica de Rossi-Cholodny, que utiliza portaobjetos enterrados, es una herramienta 
ecológica simple y útil para observar la relación espacial que guardan los microorganismos del 
suelo entre sí y con el suelo mismo. Según Winogradsky, es la observación de un paisaje 
microbiano. 
 
Esta técnica, aunque fue diseñada hace muchos años, todavía se emplea para estudiar 
cualitativamente las poblaciones microbianas del suelo; es especialmente útil para demostrar 
las relaciones espaciales entre los microorganismos y puede proveer mucha información en 
relación con los cambios poblacionales producidos por algún factor externo como la 
temperatura, la humedad, la adición de fuentes de carbono, etc. 
 
Si observa con cuidado, podrá encontrar muchos microorganismos desconocidos, se trata de 
organismos no cultivables. 
 
OBJETIVO 
 
El estudiante observará la imagen en conjunto de las relaciones que guardan los 
microorganismos entre sí y con las partículas del suelo (Fig. 3). 
 
MATERIAL 
 
Muestras de suelo fresco 
Papel aluminio 
Portaobjetos 
Balanza granataria 
Vasos de precipitados de 100 ml 
Vasos de precipitados de 250 ml o frascos 
de boca ancha 
Probetas de 50 y 100 ml 
Baño María (tripie, cristalizador, mechero 
Bunsen) 
Puentes de coloración 
Cucharas de plástico 
Charolas para pesar suelo 
Microscopio compuesto 
Aceite de inmersión 
Papel seda 
Encendedor o cerillos 
Agua destilada 
Papel de estraza 
Goteros de 50 ml 
Etanol 96º 
Solución de ácido acético al 40 % 
Colorante rosa de bengala fenólico 
Sacarosa (comercial) 
Nitrato de amonio 
 
 
 
 
 21
PROCEDIMIENTO 
 
-Pese dos muestras de 200 g de suelo, a una adiciónele una fuente de carbono más una fuente 
de nitrógeno (1% de sacarosa y 0.05% de NH4NO3), deje sin tratamiento la otra muestra. 
Coloque cada muestra en un vaso de precipitados o en un frasco de boca ancha. 
 
-Adicione agua hasta alcanzar el 60% de la capacidad de retención de agua (capacidad de 
campo) del mismo y mezcle bien. 
 
-Inserte verticalmente 2 o 3 portaobjetos limpios en el suelo de cada recipiente. Asegúrese de 
que al menos, 2/3 de cada portaobjetos está dentro del suelo. 
 
-Tape los recipientes con papel aluminio e incube a 28ºC. 
 
-Después de una semana, seleccione uno de los portaobjetos del suelo y proceda de la siguiente 
manera: 
 
a).- Sáquelo con suavidad del suelo, límpielo cuidadosamente de una de sus caras con papel 
húmedo, cuide que la otra cara permanezca sin alterar, ésa es la cara que se va a teñir. 
 
b).- Para eliminar las partículas grandes del suelo de la cara a teñir, golpee suavemente el 
portaobjetos contra un papel de estraza en la mesa de trabajo. 
 
c).- Adicione CH3COOH al 40 % al portaobjetos y déjelo actuar 3 minutos. Lave el exceso de 
ácido, sin que el chorro de agua caiga directamente sobre el portaobjetos. 
 
d).- En la campana de extracción, tiña la impronta colocando el portaobjetos en un puente de 
coloración que esté sobre un baño con agua hirviendo; cúbralo con rosa de bengala fenólico y 
manténgalo a emisión de vapores durante 10 minutos. No permita que se seque. 
 
e).- Lave cuidadosamente para eliminar el exceso de colorante. Deje secar y observe al 
microscopio a 40X y 100X. Tenga mucho cuidado con los objetivos del microscopio, pues 
las partículas minerales del suelo que se quedan en el portaobjetos pueden dañar las 
lentes. 
 
-Observe el tamaño y forma de las células bacterianas, filamentos y esporas de actinomicetos y 
de hongos. Observe la relación entre los mismos y las partículas del suelo. Identifique las 
evidencias de grupos microbianos, formación de colonias, protocooperación, etc. 
 
Nota: Para preparar la solución de rosa de bengala fenólico, consulte el apéndice. 
 
 
REPORTE 
 
 22
1.- Describa las diferencias que observó, en las poblaciones microbianas de los suelos tratados 
y sin tratar. 
 
 
 
 
2.- ¿Observó alguna evidencia de que algún grupo de microorganismos interacciona 
estrechamente con otro grupo? Describa. 
 
 
 
 
3.- Mencione cómo diferenció un filamento de un actinomiceto del de un hongo. 
 
 
 
 
4.- ¿Cómo influyeron los resultados de esta práctica en su concepto del desenvolvimiento de 
los microorganismos en el suelo? Su respuesta a esta pregunta es muy importante. 
 
 
 
 
5. -Discusión y conclusiones 
 
 
 
 
 
 
 
BIBLIOGRAFÍA 
 
Rossi, G., Riccardo, S., Geseu, G., Stanganelli, M. y Wang, T.K. 1936. Direct microscopic 
and bacteriological examination in soil. Soil. Science 41: 53. 
Stotzky, G. 1997. Soil as an enviroment for microbial life. In: J.D. Van Elsas, J.T., Trevors 
and E.M.H. Wellington (eds.). Modern Soil Microbiology. pp 1-20. Marcel Dekker, Inc. New 
York. 
Pramer, D. y E. L. Schmidt. 1965. Experimental Soil Microbiology. Burgess Publishing 
Company, Minnesota. 
 23
 
 
 
 
 
 
 
 24
PRÁCTICA 7. CICLO DEL NITRÓGENO: FIJACIÓN ASIMBIÓTICA DE 
NITRÓGENO 
 
INTRODUCCIÓN 
 
La primera fase del ciclo del nitrógeno es la fijación. Este término se refiere al fenómeno de 
activar el nitrógeno del aire que es inerte (N2) y transformarlo en asimilable (NH3). Los 
microorganismos fijadores pueden ser bacterias asimbióticas (aerobias, anaerobias y 
fotosintéticas) y simbióticas (bacterias asociadas a leguminosas, bacterias asociadas a 
gramíneas y bacterias filamentosas asociadas a ciertos árboles y arbustos llamados plantas 
actinorrízicas); también tienen esta capacidad algunas cianobacterias simbióticas. Todos estos 
microorganismos poseen el equipo enzimático que les permite metabolizar el nitrógeno 
atmosférico (N2). 
 
Cualquiera que sea el microorganismo, el metabolismo final conduce fundamentalmente a la 
síntesis de proteínas. Es decir, a través de este fenómeno, el nitrógeno molecular es introducido 
al suelo en forma orgánica (Fig. 4). 
 
OBJETIVO 
 
El estudiante diferenciará las características microscópicas y coloniales de algunos 
microorganismos del suelo que fijan nitrógeno en el mismo, ya sea en forma aerobia o 
anaerobia; así como la incidencia de ellos en el suelo que se estudie. 
 
MATERIAL 
 
Cámara de humedad constante 
Suelo secado al aire y tamizado por malla 
de 2 mm 
Cajas Petri desechables 
Encendedor o cerillos 
Asa microbiológica 
Microscopio compuesto 
Aceite de inmersión 
Cajas Petri de vidrio con silicagel más medio 
selectivo para fijadores asimbióticos 
Vidrios de reloj 
Varillas de vidrio con punta o palillos 
Equipo de coloración Gram 
Mechero Bunsen 
Puentes de coloración 
CH3-CH2OH 96º 
PROCEDIMIENTO 
Porta y cubreobjetos Papel seda 
 
Técnica de siembra de granos de suelo sobre el medio selectivo para fijadores 
asimbióticos (Fig. 4). 
 
- Deposite lo más regularmente posible, 20 granos de suelo por caja, con la ayuda de una 
varilla de vidrio con punta o con un palillo, de la siguiente forma: 
a) Coloque agua en un vidrio de reloj 
b) Humedezca ligeramente la punta de la varilla de vidrio o el palillo 
 25
c) Con la varilla o palillo humedecido toque ligeramente el grano de suelo, notará que éste 
se adhiere 
d) Coloque suavemente el grano de suelo sobre el medio de cultivo sílica gel 
 
- Coloque las cajas sembradas en la estufa, en atmósfera húmeda a 28-30º C. 
 
Las colonias de Azotobacter aparecen después de 2 días de cultivo; son lisas, se extienden y se 
oscurecen al final del cultivo (8 días). Son comunes en suelos neutros y alcalinos (Fig. 5). 
 
Las coloniasde Clostridium aparecen después de 3 días de cultivo, se reconocen fácilmente 
por la formación de burbujas de aire en el grano de suelo cubierto por la colonia de 
Azotobacter. Son comunes en suelos neutros (Fig. 5). 
 
Lecturas: 
 
- Cuente la cantidad de granos de suelo que tienen crecimiento (granos positivos). 
 
- Examine el tipo de microorganismos fijadores mediante la observación al microscopio de 
preparaciones teñidas con la técnica de Gram. 
 
Nota 1: En una colonia pueden coexistir ambos tipos de microorganismos. 
Nota 2: Para preparar el soporte y el medio de cultivo ver apéndice. 
 
REPORTE 
 
1.-Porcentaje de granos de suelo con crecimiento de microorganismos fijadores asimbióticos 
de su suelo. 
 
 
2.-Morfología microscópica y colonial de los mismos. 
 
 
 
 
 
 
3.-¿Puede un suelo depender de la fijación asimbiótica como única fuente de nitrógeno? 
Explique ampliamente. 
 
 
 
 
 
 
 26
 
 
 
 
4.-Discusión y conclusiones 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 BIBLIOGRAFÍA 
 
Frioni, L. 1990. Ecología Microbiana del Suelo. Universidad de la Repúbica. Montevideo, 
Uruguay. 
Frioni, L. 1999. Procesos Microbianos. Editorial de la Fundación Universidad Nacional de 
Río Cuarto, Argentina. 
Pochon, J. & Tardieux, Y. 1962. Techniques d´Analyse en Microbiologie du Sol. Editorial de 
la Tourelle, París. 
 
 27
FIJACIÓN DE NITRÓGENO: El nitrógeno es el mayor limitan te de la producción 
de las plantas 
Su reserva en el planeta no está en el suelo 
Son ciertos microorganismos los que lo incorporan 
directamente a las plantas o al suelo 
 
 
 
 
Fig. 4.- El esquema más simple del Ciclo del Nitrógeno. 
 
 
 28
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 5.- Granos de suelo con y sin crecimiento de colonias de Azotobacter 
y Clostridium. 
 
 
 29
PRÁCTICA 8.- CICLO DEL NITRÓGENO: MINERALIZACIÓN DEL 
NITRÓGENO ORGÁNICO. 
 
INTRODUCCIÓN 
 
Uno de los grupos funcionales más importantes en los suelos es el de los 
microorganismos que mineralizan el nitrógeno orgánico. Estos pueden ser bacterias 
(aerobias y anaerobias), actinomicetos y hongos. Son importantes porque transforman el 
nitrógeno orgánico que no es asimilable por las plantas en nitrógeno mineral, asimilable. 
Este elemento, el N, es el mayor factor mineral limitante de la producción de las plantas. 
 
La mayor parte del nitrógeno que se encuentra en el suelo está en forma orgánica y 
proviene de la fijación de N2, de los tejidos animales y vegetales muertos, de los abonos 
verdes, etc. Si tomamos en cuenta solamente los restos microbianos, éstos provienen de 
poblaciones vivas, bacterias, hongos, protozoarios, nemátodos, etc. que en su conjunto 
pueden constituir más de 20 toneladas por hectárea. 
 
Las formas orgánicas complejas al mineralizarse liberan el nitrógeno en forma de 
amonio, por ello este proceso se conoce también con el término de Amonificación y a 
los microorganismos que participan se les llama amonificadores. 
 
OBJETIVO 
 
El alumno cuantificará la población del grupo funcional de microorganismos del suelo, 
que se encargan de mineralizar el N orgánico para hacerlo asimilable a las plantas. 
 
MATERIAL 
 
Tubos de ensaye de 150 X 17 mm con 10 ml 
de medio selectivo para amonificantes 
Gradilla para tubos 
Botellas de dilución con 90 ml de agua 
destilada estéril 
Pipetas sexológicas de 10 ml estériles 
Pipetas sexológicas de 1 ml estériles 
Suelo recién colectado y tamizado en malla 
de 2mm. 
Tubos de Kahn 
Balanza granataria 
Reactivo de Nessler. 
Cucharas de plástico 
Charolas para pesar suelo 
Papel de estraza 
Mecheros Bunsen 
Encendedor o cerillos 
Estufa 
 
 30
PROCEDIMIENTO 
 
-Pese 10 g de suelo y determine su humedad. 
 
-Con una segunda muestra de 10 g de suelo, haga diluciones desde 10-1 a 10-6 en botellas 
de dilución que contengan 90 ml de agua destilada estéril. 
 
-Inocule 3 tubos por dilución, conteniendo medio para amonificantes (con un 
aminoácido), colocando en cada tubo, 1 ml de cada dilución preparada. Incube a 28° C. 
 
-Después de 48 horas, según el tipo de suelo y la actividad buscada, determine la 
actividad microbiológica en cada uno de los tubos. Haga determinaciones cada 24 horas 
durante 10 días. 
 
LECTURAS: 
 
- Bajo condiciones de esterilidad, tome con una pipeta estéril, 1 ml de cada tubo 
inoculado con suelo. Coloque cada muestra en un tubo de Kahn. 
 
- Adicione 2 gotas de reactivo de Nessler. Un color naranja con turbidez, indica que la 
prueba es positiva. 
 
- Determine el número de organismos con actividad amonificante por gramo de suelo, 
utilizando las tablas de Mc Grady, localizadas en el apéndice. 
 
- Evalúe el proceso microbiano durante 10 días trazando curvas de actividad 
amonificante. 
 
Nota: Para la fórmula del medio de cultivo y las curvas vea el apéndice del Manual. 
 
REPORTE 
 
1.- Número de microorganismos por gramo de suelo seco. 
 
 
 
2.- Anexe una gráfica de la actividad amonificante de cada día elaborada en papel 
milimétrico. 
 
 
 
 
 
 31
3.- Calcule la pendiente de la curva e interprete la misma. 
 
 
 
 
 
 
 
 
4.- Discusión y conclusiones 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
BIBLIOGRAFÍA 
 
Pramer, D. y E. L. Schmidt. 1965. Experimental Soil Microbiology. Burgess Publishing 
Company, Minnesota. 
Pochon, J. & Tardieux, Y. 1962. Techniques d´Analyse en Microbiologie du Sol. Ed. de la 
Tourelle, París. 
Bloem, J., P. De Ruiter,& L. Bowman. 1997. Soil food webs and nutrient cycling in 
agroecosystems. In. J.D. Van Elsas, J.T., Trevors and E.M.H. Wellington (eds.). Modern Soil 
Microbiology. pp 245 - 278. Marcel Dekker, Inc. New York. 
 
 
 
 32
PRÁCTICA 9.- CICLO DEL FÓSFORO: SOLUBILIZACIÓN DEL FÓSFORO 
INSOLUBLE 
 
INTRODUCCIÓN 
 
El fósforo es un elemento esencial para los seres vivos, ya que es un constituyente estructural y 
funcional de todos los organismos. Se encuentra formando parte de los ácidos nucleicos, de los 
nucleótidos, de las proteínas, de los fosfolípidos, y en los procesos de acumulación y transporte 
de energía. En las plantas es también un constituyente de las fitinas (conocidas como inositol 
fosfatos) y es una parte importante de los abonos. 
 
El P se encuentra en todas partes de la biosfera. Las concentraciones normales de P total en los 
suelos minerales tienen en promedio 800 mg por kilo, mientras que en las aguas dulces hay un 
promedio de 0.02 mg por litro. 
 
En el suelo, el P se presenta bajo formas orgánicas y minerales. Las formas orgánicas 
representan del 15 al 80% del P total. En cuanto al P mineral, hay formas asimilables y no 
asimilables. Las formas asimilables, los iones PO4-3, están en la solución del suelo y adsorbidos 
en los coloides por intermedio de los cationes Ca+++, Fe+++ y Al+++. Los iones fosfato son 
cedidos a la solución del suelo a medida que son consumidos por las plantas. 
 
Las formas no asimilables del P son: fosfato tricálcico, hidroxiapatita y carbonato apatita. Las 
formas insolubles de P (fosfatos de calcio, aluminio y fierro) pueden ser solubilizadas por 
acción microbiana. En los suelos con pH alcalino se encuentra con frecuencia el P bajo forma 
insoluble. Muchos de los microorganismos solubilizadores del P son estimulados en su 
crecimiento cuando el pH del medio está entre 7.8 a 7.9. 
 
La solubilización microbiana de los minerales fosfatados puede hacerse directamente en el 
suelo y puede llevarse a cabo por producción de ácido o por producción de quelantes; en la 
rizosfera de las plantas ocurre una gran actividad solubilizadora de P. 
 
OBJETIVO 
 
El alumno demostrará la solubilización de una forma insoluble de P en el suelo por 
microorganismos del mismo. 
 
MATERIAL 
 
Suelo recién colectado y tamizado en malla de 2 mm 
Botellas de dilución con 90 ml de agua destilada 
estéril 
Pipetas serológicas de 10 ml estériles 
Pipetas serológicas de 1 ml estériles 
Cajas de Petri con Medio Mínimo Modificado 
Varillas de vidrio para siembra 
microbiológica 
Balanza granataria 
Cucharas de plástico 
Charolas para pesar suelo 
Mecheros Bunsen 
 33
Encendedoro cerillos 
 
Nota: Vea el Apéndice para consultar la fórmula del medio 
 
PROCEDIMIENTO 
 
-Pese 10 g de suelo y determine su humedad. 
 
-Con una segunda muestra de 10 g de suelo, haga diluciones de 10-3 a 10-6 en botellas de 
dilución que contengan 90 ml de agua destilada estéril. 
 
-Inocule 3 cajas Petri por dilución, conteniendo Medio Mínimo Modificado, colocando 
en cada caja 1 ml de cada dilución sobre el medio de cultivo. 
 
-Con la varilla de vidrio acodada, extienda uniformemente el inóculo. 
 
-Incube a 28° C durante una semana. 
 
LECTURAS 
 
- Observe las cajas Petri contra la luz buscando halos de disolución del fosfato dicálcico 
que contiene el medio de cultivo (Fig. 6). 
 
- Cuente el número de microorganismos solubilizadores de P por gramo de suelo. Para ello, 
eleccione la dilución en donde se pueden contar de 30 a 300 UFC. 
 
REPORTE 
 
- El número de microorganismos solubilizadores de P por gramo de su suelo de trabajo. 
Compare sus datos con los otros suelos de sus compañeros. 
 
 
 
 
- Cuente tanto el número de bacterias como de hongos con actividad solubilizadora (si domina 
uno u otro grupo de microorganismos, explique de acuerdo a las características fisicoquímicas 
de su suelo de trabajo). 
 
 
 
 
 
- Discusión y conclusiones. 
 34
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
BIBLIOGRAFÍA 
 
Ehrlich, H. L. 1996. Geomicrobiology. Marcel Dekker, Inc. New York, Basel, Hong Kong. 
Dommergues, Y. y F. Mangenot. 1970. Ecologie Microbienne du Sol. Masson et Cie. Paris. 
Alexander, M. 1977. Introduction to Soil Microbiology. 2nd Ed. Wiley, New York. 
Reyes, I., L. Bernier, R. R. Simard, P. Tanguay & H. Antoun. 1999. Characteristics of 
phosphate solubilization by an isolate of a tropical Penicillium rugulosum and two UV-induced 
mutants. FEMS Microbiol. Ecol. 28: 291-295. 
 
 
 
 
 
Fig. 6.- Solubilización de Ca(PO4)2 por una bacteria del suelo. 
 35
PRÁCTICA 10. OXIDACIÓN DE AZUFRE REDUCIDO. 
 
INTRODUCCIÓN 
 
La mayor parte del S del suelo se encuentra bajo forma orgánica. El azufre mineral se 
encuentra en los suelos aireados bajo forma de sulfato; en los suelos mal aireados, bajo 
forma de sulfuro. El mismo proviene, aunque en bajas cantidades, de la roca madre y 
sobre todo de las prácticas agrícolas como fertilizante y de la industria (SO2). Hay 
cultivos, como la caña de azúcar, que requieren anualmente 100 kg de S por hectárea. 
Todas estas formas son metabolizadas microbiológicamente en el suelo. 
 
La oxidación completa del S es un proceso bacteriano llevado a cabo por bacterias 
autótrofas, aerobias, que son capaces de oxidar el azufre elemental a sulfatos. La 
oxidación parcial se lleva a cabo por diferentes microorganismos heterótrofos y el azufre 
lo oxidan a hiposulfitos; la oxidación de los hiposulfitos a politionatos y sulfatos la 
conducen tanto microorganismos autótrofos como heterótrofos. 
 
Las transformaciones de S por los microorganismos conducen a la formación geológica 
de depósitos de azufre y sulfuros, también a la corrosión del Fe y a la destrucción del 
concreto, así como a la acumulación de ácido en las tuberías de drenaje de las minas y en 
los suelos. 
 
OBJETIVO 
 
El alumno evaluará la formación de ácido en el suelo por microorganismos cuando 
oxidan S elemental a sulfatos previa adición del mismo al suelo y determinará el número 
de microorganismos con actividad de oxidación de S. 
 
MATERIAL 
Suelo recién colectado y tamizado en malla 
de 2 mm 
S elemental 
Balanza 
Potenciómetro 
Tubos de ensaye de 150 X 17 mm con 10 
ml de medio selectivo para oxidadores de S 
Botellas de dilución con 90 ml de agua 
destilada estéril 
Pipetas de 10 ml estériles 
Matraces Erlenmeyer de 250 ml 
Tubos de Kahn 
Flor de azufre 
HCl 
Solución acuosa de BaCl2 al 5% 
Balanza granataria 
Cucharas de plástico 
Charolas para pesar suelo 
Papel estrasa 
Mecheros Bunsen 
Encendedor o cerillos 
Glucosa 
Pipetas de 1 ml estériles 
Nota: Vea el apéndice para consultar la fórmula del medio de cultivo. 
 
PROCEDIMIENTO Y LECTURAS 
 36
 
A) Ensayo No. 1 
 
-Pese 10 g de suelo y determine su humedad. 
 
-Con una segunda muestra de 10 g de suelo, haga diluciones desde 10-1 a 10-6 en botellas 
de dilución que contengan 90 ml de agua destilada estéril. 
 
-Inocule con 1 ml de cada una de las diluciones, 3 tubos por dilución, conteniendo medio 
para oxidadores de S elemental, colocando en cada tubo, 1 ml de cada dilución 
preparada. Incube a 28° C. 
 
-Después de 2 a 3 semanas de incubación, según el tipo de suelo, determine la actividad 
microbiológica en cada uno de los tubos, de la siguiente manera: 
 
 - Tome de cada tubo, sin agitar el mismo, de 1 a 2 ml del líquido transparente y 
coloquelo en un tubo de Kahn. 
 - Adicione a la muestra: 2 gotas de HCl + 5 gotas de una solución de BaCl2 al 
5%. 
 - Observe la precipitación del sulfato. Compare siempre con un testigo. 
 
-Para determinar el número de organismos con actividad oxidante de S por gramo de 
suelo, utilice las tablas de Mc Grady, localizadas en el apéndice. 
 
B) Ensayo No. 2 
 
-Pese 3 muestras de 100 g de suelo cada una, coloque cada muestra en matraces 
Erlenmeyer de 250 ml. Trate el suelo de la siguiente manera: 
 
 Matraz 1. Suelo + 0.5 g de azufre elemental 
 
 Matraz 2. Suelo + 0.5 g de azufre elemental + glucosa 
 
 Matraz 3. Suelo sin tratar 
 
- Incube a 28oC durante 2 semanas 
 
- Mezcle bien el contenido de cada matraz, tome 10 g, haga una suspensión 1:2 con agua 
y mida el pH. 
 
 37
REPORTE 
 
- El número de microorganismos aerobios que oxidan el S por gramo de su suelo de trabajo. 
Compare sus datos con los otros suelos de sus compañeros. 
 
 
 
 
- Los valores de pH del suelo sin adicionar S y con adición del mismo elemento. 
 
 
 
 
- Si la actividad de oxidación del S es mayor en un suelo que en otro, explique. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
- Discusión y conclusiones. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
BIBLIOGRAFÍA 
 
Ehrlich, H. L. 1996. Geomicrobiology. Marcel Dekker, Inc., New York. 
Dommergues, Y. & F. Mangenot. 1970. Ecologie Microbienne du Sol. Masson et Cie. Paris. 
Alexander, M. 1977. Introduction to Soil Microbiology. 2nd Ed. Wiley, New York. 
 38
UNIDAD III. INTERACCIÓN MICROORGANISMO-PLANTA 
 
PRÁCTICA 11. PRODUCCIÓN DE AUXINAS POR Azospirillum ASOCIADO A 
UNA PLANTA GRAMÍNEA. 
 
INTRODUCCIÓN 
 
Azospirillum es un bacilo curvo Gram negativo, es extremadamente móvil en medio 
semisólido y líquido. Posee un flagelo polar que utiliza para su locomoción y numerosos 
flagelos laterales de longitud corta. Azospirillum es típicamente un organismo aerobio cuando 
se le suministra una fuente combinada de nitrógeno y posee la capacidad de utilizar el oxígeno 
y el nitrato como último aceptor de electrones. Bajo condiciones de microaerofilia, puede fijar 
nitrógeno atmosférico. 
 
Azospirillum se ha aislado generalmente de rizósfera y raíces de pastos forrajeros y cereales de 
diversas regiones geográficas, con una mayor frecuencia en regiones tropicales que en 
templadas. Azospirillum también ha sido aislado a partir de plantas no gramíneas tales como el 
camote (Ipomea batatas) y de leguminosas forrajeras (Lotus corniculatus), así como de 
cactáceas de los géneros Opuntia y Stenocereus. 
 
Cuando Azospirillum se encuentra asociado a la planta, su aporte de nitrógeno es bastante 
discreto y poco significativo. Sin embargo, la mayor aportación que hace este microorganismo 
en dicha asociación es la referida a la producción de ácido indol acético, sustancia reguladora 
del crecimiento vegetal, por lo que en muchos países es utilizado en la Agricultura con 
resultados positivos. Por ello es una de las bacterias que se producen industrialmente en la 
elaboración de inoculantes. Al inducir la ramificación y producción de pelos absorbentes en las 
raíces, se incrementa la absorción de nutrientes y de agua. 
 
OBJETIVO 
 
El alumno analizará el efecto del Azospirillum in vitro en la inducción de la ramificación de la 
radícula de una plántula de maíz. 
 
MATERIAL 
 
Microscopio compuestoy estereoscópico 
Cámara de Petroff-Hauser 
Portaobjetos y cubreobjetos 
Cultivo de Azospirillum brasilense 
Pipetas de 1 y 10 ml estériles 
Agua destilada estéril 
Cajas Petri con agar agua 
Probeta de 250 ml 
Matraces Erlenmeyer de 125 ml con tapón de hule 
Medio de cultivo para Azospirillum
Solución NaCl2O3 3:10 ó 
Solución de HgCl2 1:1000 
Papel seda 
CH3CH2OH de 96º 
Aceite de inmersión 
Semillas de maíz 
Pinzas de disección, Bisturí 
Incubadora a 28ºC 
 39
Frascos de vidrio de boca ancha Vidrios de reloj 
 
PROCEDIMIENTO 
 
Producción del inóculo: 
 
Prepare el medio de cultivo para Azospirillum. Inocule este medio con la cepa de Azospirillum 
brasiliense, cuente el número de células por ml en la cámara de Petroff-Hauser, posteriormente 
ajuste el número de células a 106cel/ml, e inocule las plántulas de maíz. 
 
Germinación de semillas: 
 
- Coloque algunas semillas de maíz a estudiar en un matraz Erlenmeyer de 125 ml con tapón 
de hule. 
 
-Cubra las semillas con una solución acuosa de HgCl2 1:1000. 
 
-Agite bien para que la superficie del frasco y el tapón se desinfecten también. 
 
- Deje actuar el HgCl2 por 2 a 5 minutos según el tamaño de la semilla. Después de este 
momento se debe trabajar asépticamente. 
 
-Lave la semilla con agua destilada estéril por lo menos 8 veces. Decante cada enjuague en el 
frasco de vidrio de boca ancha. 
 
- Ponga a germinar las semillas desinfectadas en cajas de Petri con agar-agua. Una semilla por 
caja. 
 
- Las semillas se dejan germinar en incubadora a 28oC. 
 
Inoculación de las plantas: 
 
- Cuando la radícula alcance unos 3 cm, inocule cada una con 0.5 ml del cultivo de 48 horas de 
Azospirillum y manténgalas en la incubadora. 
 
- Conserve semillas germinadas testigo (sin inocular). 
 
Lectura de resultados: 
 
- A los 2 días de incubación, coseche las plántulas. 
 
- Observe en el esteromicroscopio la ramificación de las raicillas y la formación de pelos 
radiculares comparando con los testigos. Para ello, corte las radículas en pedazos de 2 a 5 cm y 
colóquelas en un vidrio de reloj con agua. 
 40
 
- Mida el volumen de las raíces con una probeta. 
 
REPORTE 
 
1.- ¿La cepa de Azospirillum brasilense que probó produce AIA? 
 
 
2.- ¿Cómo demostró la producción de AIA? 
 
 
 
3.- Explique ampliamente el efecto que tiene el AIA sobre la planta. 
 
 
 
 
 
4.- Discusión y conclusiones 
 
 
 
 
 
 
 
 
BIBLIOGRAFÍA 
 
Mascarua-Esparza, M.A., Villa-González, R. and Caballero-Mellado, J.. 1988. Acetylene 
reduction and indolacetic acid production by Azospirillum isolates. Plant and Soil. 106: 91-95. 
Okon, Y. and J. Vanderleyden. 1997. Root-associated Azospirillum species can stimulate 
plants. ASM News 63: 366-369. 
 
 
 
 
 
 
 41
PRÁCTICA 12. SIMBIOSIS Rhizobium Y Bradyrhizobium CON PLANTAS 
LEGUMINOSAS. 
 
INTRODUCCIÓN 
 
Los miembros de los géneros Rhizobium y Bradyrhizobium infectan las raíces de las plantas 
leguminosas formando nódulos, en donde se lleva a cabo la fijación simbiótica del nitrógeno. 
 
La bacteria en cultivo es un bacilo corto Gram negativo, no forma esporas, es aerobio, mide 
0.5 micras de diámetro por 1.2 a 3.0 micras de largo. Los representantes de este género son 
típicamente móviles en cultivo joven. 
 
Dentro del nódulo, los rizobios presentan pleomorfismo y se les llama bacteroides. Bajo esta 
forma en algunas ocasiones aumentan su tamaño hasta 10 veces. Rhizobium y Bradyrhizobium 
están clasificados junto con Agrobacterium y Phyllobacterium en la familia Rhizobiaceae. 
 
Las plantas leguminosas cuando están noduladas efectivamente, fijan cantidades apreciables de 
nitrógeno, traduciéndose en un mantenimiento y a veces aumento de la fertilidad del suelo 
(Fig. 7). 
 
OBJETIVOS 
 
-El estudiante experimentará la técnica de aislamiento de Rhizobium y Bradyrhizobium a 
partir de nódulos de raíces de plantas leguminosas. 
 
-El estudiante diferenciará las características microscópicas de Rhizobium en forma de 
bacteroide, así como las características microscópicas y coloniales de los rizobios. 
 
-El estudiante obtendrá plantas leguminosas noduladas con Rhizobium en cultivos 
monoxénicos. 
 
MATERIAL 
 
Tubos con tapón de rosca 16X130, estériles 
Gradilla para tubos 
Pipetas serológicas de 5 ml 
Solución de HgCl2 1:1000 
Varilla de vidrio estéril 
Agua destilada estéril. 
Placas con medio ALM, unas con Rojo Congo y 
otras con Azul de Bromotimol 
Tubos de 16X150, con tapón de rosca, con 
solución nutritiva-N-agar blando sembrados con 
semillas de trébol 
Microscopio compuesto 
Papel seda 
Papel estrasa 
Tijeras 
Mechero Bunsen 
Equipo de coloración Gram 
CH3CH2OH de 96º 
Asa microbiológica 
Encendedor o cerillos 
Plantas leguminosas con nódulos 
radicales 
 42
Tubos de 16X150, con tapón de rosca, con 
solución nutritiva completa-agar blando, 
sembrados con semillas de trébol 
Portaobjetos 
Suspensión bacteriana de 
Rhizobium leguminosarum bv. 
trifolii 
 
 
PROCEDIMIENTO 
 
Aislamiento 
- Lave las raíces, abundantemente con agua de la llave. De las mismas, desprenda los nódulos 
sin lesionarlos, dejando una porción de raíz de cada lado del nódulo. Dentro de un tubo de 
ensayo sumerja un sólo nódulo en HgCl2 1:1000, durante 1 a 3 minutos, según el tamaño. 
 
-A partir de este momento, trabaje en condiciones asépticas. 
 
-Dentro del mismo tubo, lave con agua estéril por lo menos 5 veces para eliminar totalmente el 
antiséptico. Triture el nódulo desinfectado con una varilla de vidrio estéril dentro del tubo 
donde se desinfectó. 
 
-Del triturado del nódulo tome una asada para hacer un frotis que se colorea con la técnica de 
Gram para la observación de la forma bacteroide. 
 
-Del mismo triturado tome otra asada que se siembra por estría cruzada sobre el medio de 
Agar-Levadura-Manitol (ALM ) con indicador Rojo Congo y otra, sobre el medio que lleva el 
indicador Azul de Bromotimol. 
 
-Incube a 28ºC por 2 días para los rizobios de crecimiento rápido (Rhizobium) y de 6 a 8 días 
para los de crecimiento lento (Bradyrhizobium). 
 
- Observe la morfología colonial en el medio de cultivo que lleva Rojo Congo (los rizobios no 
absorben el colorante), así como la modificación del pH original, en el medio con azul de 
bromotimol. 
 
- Haga un frotis de las colonias y tíñalo con la técnica de Gram. 
 
Obtención del cultivo monoxénico leguminosa-Rhizobium 
 
- Una vez que las semillas de trébol han germinado y las plántulas han alcanzado un mínimo de 
1 cm de altura, inocule cada planta con 0.2 ml de la suspensión bacteriana que se le 
proporcione, de la siguiente forma: 
 
- Tubos con solución nutritiva completa: inocular un tubo y el otro dejarlo sin 
inocular. 
- Tubos con solución nutritiva sin nitrógeno: inocular un tubo y otro dejarlo sin 
inocular. 
 43
 
Incube los tubos con iluminación (fotoperiodo de 12/12), a 28º C, por un mes; realice 
observaciones dos veces a la semana. 
 
REPORTE 
 
1.- Observaciones microscópicas de bacteria y bacteroide (Incluya esquemas). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2.- Morfología colonial en ALM-Rojo Congo y en ALM-Azul de Bromotimol (recuerde que 
debe incluir cambios en el medio). 
 
 
 
 
 
 
3.- Observaciones macroscópicas del cultivo leguminosa-Rhizobium. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4.-Discusión y conclusiones 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 44
 
 
BIBLIOGRAFÍA 
 
CIAT-UNDP. 1987. Simbiosis Leguminosa-Rizobio. Manual de Métodos de Evaluación, 
Selección y Manejo. CIAT. Cali. 
Somasegaran, P. & Hoben, H.J. 1985. Methods in Legume Rhizobium Technology. NIFTAL 
& MIRCEN, Hawaii. 
Spaink, H., A. Kondorosi and P.J.J. Hooykaas, Eds. 1998. The Rhizobiaceae. Kluwer 
Academic Publishers, Holanda. 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 7.- Nódulos y bacteroides de Rhizobium leguminosarum biovar viciae. 
 45
PRÁCTICA 13. SIMBIOSIS Frankia-PLANTAS ACTINORRÍZICAS. 
 
INTRODUCCIÓN 
 
La primera descripción de nódulos radicales fijadores de nitrógeno atmosférico en plantas no 
leguminosas data desde 1866 y fue hecha en el árbol Alnus glutinosa (Fig. 8) 
 
Los árboles y arbustos que forman nódulos