Química Analítica Instrumental - EC, EM

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Electroforesis capilar 
Es una técnica separativa con principios de electroforesis y cromatografía. Se coloca la muestra, y los analitos 
de interés deben moverse dentro de la columna: si hay otros que no me interesan y se mueven hacia otro lado o 
no se mueven, no es de importancia. 
 
Se utiliza el mismo software para crear el electroferograma que para los cromatogramas. 
Características. Se utilizan columnas capilares de sílice fundida con poliimida externa con longitud no 
mayor al metro, con diámetros internos de 25 – 100 um. El volumen para desarrollar esta técnica es de ul del 
electrolito soporte y muestras. Se utilizan altos voltajes: 25.000 – 30.000 V. Esto genera mucho calor, pero 
en las columnas capilares es reproducible (se generaban líquidos ebullidos, burbujas, etcétera). El rango de 
aplicación de la electroforesis capilar es muy amplio: se buscan analitos que se mueven dentro de un sistema, 
la única dificultad es que el analito de interés no ingrese dentro del sistema. Cualquier sustancia, partícula, que 
ingresa al sistema puede ser analizado: debo buscar una forma para que se movilice. Se pueden analizar 
proteínas, aminoácidos, cualquier molécula orgánica, cationes, aniones sean inorgánicos u orgánicos. Se 
puede analizar el tamaño de partícula haciendo una distribución por tamaños: isoelectroenfoque veo el pI de 
las proteínas. Citometría de flujo: célula por ventana que se detecta por fluorescencia – detección on line: la 
celda de detección es parte de la columna donde se desarrolla la separación, carece de conectores. Dependerá 
del diámetro interno de la columna que define el paso óptico. La variedad de detectores favorece a la gran 
cantidad de aplicaciones mediante electroforesis capilar. Es económico y no es contaminante (muy pocos 
volúmenes que si se tira no genera daños al medio ambiente). Es automatizable. Posee un high through-
put. Se pueden hacer varias corridas simultáneamente: varios capilares al mismo tiempo ó trabajar con 
distintos equipos al mismo tiempo y acoplados: proyecto proteoma. 
Fundamento. Se fundamenta en la movilidad diferencial que adquieren los distintos analitos de interés frente 
a un campo eléctrico externo: carga propia, ionizables por cambio de pH, no iónico ni ionizables – neutros. Se 
aplican distintas técnicas según el tipo de analito: 
▪ ZONAL – de tubo abierto: consiste en que el capilar relleno con electrolito soporte a un determinado 
pH se le aplica un campo eléctrico externo y el analito migrará según su relación masa, carga, tamaño. 
▪ MEKC – micelar: se utiliza la formación de micelas en el sistema para que su interacción pueda 
generar movilidades diferenciales de los analitos neutros, entre otros. 
▪ MEEKC – microemulsión: mismo criterio que MEKC para generar microgotas, migren e interactúen 
con analitos neutros o no, dando movilidad diferencial. 
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Entre zonal, MEKC y MEEKC lo único que cambié es el electrolito soporte. 
▪ CEC – Electrocromatografía. 
▪ CGE – Cromatografías en geles. 
▪ IEF – Isoelectroenfoque. 
▪ IEP – Isotacoforesis. 
▪ ACE – Electroforesis capilar de afinidad. Coloco dentro del sistema principios de afinidad más 
específicos como anticuerpos. 
▪ NACE – Electroforesis capilar en solventes no acuosos – orgánicos. Para sustancias poco 
solubles en solventes acuosos. 
El límite de este sistema es diseñar un método para que migren los analitos de interés de una forma diferencial. 
Flujo electroosmótico. La pared del capilar presenta sílice fundida, con grupos silanoles expuesta a la 
porción de electrolito soporte. El electrolito soporte estará configurado a un pH dado. Si el pH es ácido, los 
silanoles estarán protonados, neutros. A medida que aumento el pH, el grupo silanol se irá convirtiendo en 
silanóxido dando carga negativa en el sistema: electroneutralidad requiere cargas positivas. Estas cargas 
positivas se irán acomodando sobre la superficie del capilar por interacción electrostática con las cargas 
negativas. A medida que nos alejamos de la superficie del capilar, pierde fuerza de atracción. Por ende, en el 
seno del líquido de la columna tendré a las cargas positivas libres. Si le aplico un campo eléctrico externo, las 
cargas positivas irán hacia el cátodo (exceso de e-), migrando con toda su esfera de solvatación. Esto lleva a 
un movimiento del fluido hacia el cátodo. El flujo electroosmótico es el flujo que se genera debido al 
movimiento de cargas de signo opuesto a la que está en la pared del capilar. A mayor carga, más flujo, y este 
flujo depende del pH de trabajo. 
 
 
Las moléculas de carga positiva migran hacia el cátodo junto con el flujo EO. Dentro de las moléculas positivas, 
migrarán más rápido las de mayor carga e igual tamaño, y dentro de las de igual carga las de menor tamaño. 
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El tamaño tiene que ver ya que influye las fuerzas de rozamiento: más tamaño, más rozamiento, menos 
movilidad. En el caso de las neutras serán arrastradas por el flujo EO: no tienen movilidad diferencial intrínseca 
y se arrastran independientemente de su tamaño. Los aniones tendrán un flujo EO que los lleva hacia el ánodo 
y otro hacia el cátodo por arrastre. 
 
El campo eléctrico aplicado es la relación del voltaje aplicado sobre la longitud total de la columna: E = V/L. 
La movilidad electroforética de un analito es la velocidad que adquiere en función del campo eléctrico 
externo: μ = V/E (se mide la longitud de la columna desde donde empieza la corrida y hasta el detector) y 
tiempo que mido hasta que llega el detector). 
 
Si el analito no está totalmente disociado, se debe tener en cuenta la movilidad de ambas partes según la 
siguiente fórmula. Cabe destacar, que se ajustan las condiciones para obtener la movilidad del analito 
TOTALMENTE disociado. Por ejemplo: un aminoácido, quiero esté disociado, debo poner un pH básico tal 
que el COOH esté como COO-. 
 
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Siempre hay cierta diferencia entre el seno de la solución y la cercanía al capilar. Las diferencias de 
temperatura llevan a un efecto Joule. No influye en el ensanchamiento de pico pero hay que considerarlo. 
 
Ley de Ohm. Relación entre la corriente y el voltaje aplicado. Se debe mantener constante pero si ya la 
corriente no mantiene una proporción constante con el voltaje a medida que aumenta, la corriente ya no es 
manejable y varía por diversos factores: irreproducible. A mayor voltaje, mayor eficiencia, de ahí que se busque 
usar la máxima posible en este sistema. 
Dependerá del pH, 
propiedades de la 
columna -longitud-, 
etcétera. 
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El frente no es laminar sino que es recto, aumentando la eficiencia del sistema. 
Pequeños cambios de pH generan un cambio en la movilidad muy grande utilizando sílice fundida, en vez de 
Pyrex y Teflón. La fuerza iónica del soporte lleva a una disminución de la movilidad electroforética. Las 
columnas no pasan del metro de longitud ya que la eficiencia va aumentando pero llegando al metro no varía 
mucho: mucho tiempo la muestra en el sistema lleva a una mayor difusión longitudinal. Se usan por 5 minutos 
como máximo, sino algo salió mal. Se usa 30.000 V que lleva a una eficiencia límite, y ya la humedad empieza 
a influir y debo trabajar en vacío. 
La introducción de la muestra se hace utilizando un sistema de presión o un sistema de voltaje 
(electromigración). Presión. Hay dos viales a igual altura y la columna cada punta también está a la misma 
altura (se evita efecto sifón: por distintas presiones a distintas alturas). Estando todo a la misma altura, se hace 
por forma hidrodinámica, se hace presión sobre la muestra y así sube por la columna sellada. La cantidad de 
tiempo que ejerza cierta presión, en función de las dimensiones de la columna, será el volumen de muestra 
que yo introduje en el sistema (no se inyecta). La válvula solenoide permite detectar pequeñas presiones: 20 
mBarr durante 5 – 10 segundos, y se mide perfectamente el volumen en los nlreproducible. 
 
Succiono 
P+ 
Se eleva cierta altura y da cierta 
muestra según el tiempo que lo 
deje con esa diferencia. 
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Una variación de 20 mBar a 10 segundos lleva a un error de 2% mientras que 2 mBar a 10 segundos es de 
0,2%. A menos presiones, menos inconvenientes de exactitud. 
 
Medición indirecta: sustancia que absorbe en la longitud de onda que estoy midiendo. Ciertos analitos 
generan una disminución de la señal es con respecto al de referencia. 
 
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El efecto del pH en sustancias ionizables es fundamental. Si en las moléculas hay una función ácida a un pH > 
pKa estarán ionizados. 
 
 
Para los azúcares se utilizan columnas derivatizadas con grupos aminos y son muy difíciles de estabilizar, con 
un electroferograma de bandas anchas. Si se trabaja a un pH cerca a los pKa, pequeñas diferencias de pH llevan 
a un gran cambio en la movilidad del analito. Con pequeñas variaciones en la temperatura, se dan variaciones 
muy grandes de las movilidades: a menor temperatura, menor movilidad. Por ello, los equipos están 
termostatizados – se suelen anular los análisis si la temperatura varió en 0,1°C: se busca que sea reproducible. 
En cuanto al máximo de voltaje brindada, debe ser tal que sea constante la corriente eléctrica: ley de Ohm (o 
bien que haya pequeñas variaciones de voltaje, que puede llevara a un cambio sistemático de la corriente 
eléctrica, y el equipo lo corrige). La movilidad electroforética es proporcional al campo eléctrico aplicado. A 
mayor concentración del electrolito soporte, más corriente eléctrica se genera, y más predomina el efecto 
Joule (aumenta la temperatura): se busca que el equipo no sobrepase los 120 mA. Para proteínas se disminuye 
el voltaje o bien el diámetro interno del capilar (25-50 μm en vez de 75 μm). El máximo potencial usado reduce 
el tiempo, aumenta la eficiencia, de ahí que se busque usar esto. 
Es una técnica muy sensible a la masa y poco a la concentración. Detecta muy pequeñas cantidades de analito, 
pero si está muy diluido es posible que ya no se detecte. No se puede aumentar el volumen de muestra, se 
colapsa la columna y no se podrá dar la movilidad diferencial. Se varía el camino óptico: celda en burbuja 
(llegaba la muestra a la burbuja y aumenta el camino óptico, y así aumenta entre 2 y 3 veces sensibilidad), 
celda en diagonal (camino óptico horizontal, no afecta a la eficiencia), celda de multipasos (haz de luz va 
pasando por las curvaturas). 
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Otra forma de aumentar la sensibilidad es con el efecto stacking. Cuando una muestra se introduce en la 
columna capilar con campo eléctrico, irá migrando diferencialmente. Cuando esa muestra está hecha en una 
solución de mucha menor fuerza iónica que el electrolito soporte (agua destilada y buffer X salado 
respectivamente), al sembrar un volumen grande de muestra y aplicar un campo eléctrico externo se produce 
una homogeneización de la fuerza iónica del sistema. Esto lleva a que ocupe un sector mucho más pequeño 
la muestra introducida. 
 
Si una solución está muy diluida, se 
concentra por evaporación de 
solvente, o se pasa por un adsorbente 
(filtrado por columna con un 
principio), se retiene y se eluye con 
menor cantidad. Esto se puede hacer 
en un desalado. 
Otra forma de obtener mayor 
sensibilidad será en la introducción de 
la muestra o en la detección. 
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La dirección del flujo EO va hacia el cátodo (los silanoles se convierten en silanóxidos, lleva a cargas positivas 
fijas y móviles). Las sales de amonio cuaternaria no dependen del pH con cierta cadena de carbonos dando 
una estructura anfipática. Estas sales se van uniendo a los silanóxidos de la columna y la pared del capilar se 
recubre en estas. Se quita el flujo EO: se derivatiza el capilar en forma química o interacción para que no 
puedan ser accesibles las cargas. Si se siguen agregando sales de amonio cuaternaria, se unen cola con cola y 
dan carga positiva. Se genera un diferencial de carga negativa para neutralizar dichas cargas positivas, ahora 
se dará un flujo EO hacia el ánodo. Inversión de flujo: por agregado de sustancias que enmascaran las cargas 
negativas de los silanóxidos llevando a una carga positiva por sus características químicas. 
 
*Lo que se derivatiza es la pared del capilar, de lo que está formado: capa fija. En el seno del líquido se da el acúmulo 
de la carga opuesta al de la pared del capilar neta, dando el flujo EO. 
Uso distintos lásers para 
distintos tipos de sensibilidad. 
Tapé todos los 
grupos SiO-. 
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*El electrolito soporte no necesariamente cumple la función de buffer. Puede ser K2CrO4 que absorbe muy bien al UV a 
254 nm. 
Se puede utilizar la EC para analizar la cinética de degradación de ciertas sustancias como carbohidratos. Se 
pueden ver variaciones de horas, días, meses. También se pueden cuantificar contaminaciones frente a 
sustancias semejantes como fosfitos, fosfatos frente a un compuesto polifosfatado. 
 
Electroforesis capilar micelar (MEKC) 
Se introduce micelas dentro del sistema. Una micela es una entidad química que ocurre a ciertas 
concentraciones de sustancias como detergentes -cabeza polar y cola lipofílica- y que, por encima de ciertas 
concentraciones en soluciones acuosas, se conglomeran y dan micelas: interior lipofílico y exterior hidrofílico. 
Una entidad química no se la puede purificar en sí misma, por ende, no es una sustancia. Hay detergentes 
aniónicos, catiónicos, switteriónicos, etcétera. La concentración crítica micelar es la mínima concentración a 
partir de la cual se forman las micelas. Las micelas formadas tienen un PM promedio. 
En una solución acuosa, si un analito es neutro – lipofílico, estará en interacción con el interior de la micela 
para formar un equilibrio de reparto. El equilibrio de reparto será entre la micela y la solución acuosa: equilibrio 
termodinámico – cualquier factor termodinámico lo puede variar. La movilidad dada si está en la solución 
acuosa será el flujo EO. Ahora, si está en el interior de la micela: velocidad micelar – flujo EO. Según la carga 
neta que tenga la micela será hacia donde irá: si es aniónico, irá al ánodo. Siempre la velocidad micelar es 
menor que la del flujo EO, por ende, habrá una movilidad micelar efectiva (será menor que si solo se encuentra 
en la solución acuosa). 
 
 
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Si conozco que hay un compuesto neutro que no es para nada afín a las micelas y otro compuesto muy lipofílico 
que interactúa MUCHO con las micelas (Sudán III muy afín al SDS), sé que los demás analitos neutros tendrán 
que estar entre los tiempos de estos dos. 
 
 
A medida que la velocidad intrínseca de la micela aumenta se acerca a la velocidad del flujo EO: semeja una 
fase estacionaria que actúa por lipofilicidad (fase reversa). Si interactúan con las micelas, los analitos quedarán 
más retenidos, sino irán acorde al flujo EO. 
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Se puede variar el pH y variar así la movilidad. El hecho de agregar sales de amonio cuaternario puede llevar 
a una competencia con la micela por atracción electrostática: puede favorecer o desfavorecer a la interacción 
con ciertos analitos. Si la micela positiva va hacia el cátodo, debo utilizar un inversor del flujo EO para poder 
detectar correctamente: se diferencian movilidades según acuoso o micelar ya que van los dos a distintos 
lados. Pequeñas variaciones de la posición del equilibrio Mc ⇌ H2O lleva a grandes cambios en la movilidad 
diferencial del analito. El bromuro de cetiltrimetilamonio (CTAB) que es un hidrocarburo de 16 metilenos, sal 
de amonio cuaternaria: inversor de flujo y formador de micelas. 
 
Generalmente los buffers generados parten de una solución madre concentrada y se las diluyen. Esto es debido 
a que las cantidades son tan pequeñas de cada compuesto que no se podría preparar directamente. El campo 
eléctrico externo aplicado se aplica por todo el capilar: L. La fuerza de dicho campo se calcula como440V/cm 
x L (64,5 cm) = 28.000 V, por ejemplo. 
Se pueden preparar estándares de 30 %P/V aproximadamente coincidente con la muestra (ya se suele saber, 
por ejemplo, en muestras del medio ambiente) y se puede hacer relaciones área – masa que pueden coincidir. 
Los buffers pueden reciclarse ya que pueden servir para más de un sistema separativo. 
Las ciclodextrinas son polímeros cíclicos de glucosa de 6, 7, 8 monómeros. Las características principales 
es que tienen un interior con oxhidrilos secundarios (más lipofílicos) y por fuera los oxhidrilos primarios (más 
hidrofílica, miscibles con el agua). Según el número de monómeros (α, β, ) tienen una cavidad con distintas 
dimensiones. Esto es útil porque estas sustancias tienden a formar complejos de inclusión con moléculas de 
cierta lipofilicidad: aquellas moléculas que puedan tener una porción lipofílica y tengan una disposición 
espacial que sea adecuado para introducirse dentro de la cavidad, es posible que se retengan por formación 
de los complejos. 
 
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En la industria farmacéutica se utiliza para la liberación lenta de los principios activos. Se forman los complejos, 
y se van dosificando en el sistema biológico. El principio activo será farmacológicamente activo cuando está 
libre: se liberará en base a su consumo por gradiente de concentración. 
Un compuesto con cierta lipofilicidad puede interactuar con micelas y con las ciclodextrinas. Habría dos 
equilibrios presentes. La movilidad del analito si interactúa más con la micela estará dada por la movilidad de 
la micela – el flujo EO (si es una micela aniónica), y en solución acuosa puede estar libre o con la ciclodextrina. 
La movilidad con ciclodextrina es nulo, se da arrastre por el flujo EO (neutro), siendo esto independiente del 
tamaño. 
 
A mayor número de libertad del sistema, un pequeño cambio en las condiciones del sistema puede ser 
suficiente para dar diferenciaciones más finitas, movilidad diferencial de cada analito bien definidos. 
Enantiómeros. Son imágenes especulares uno del otro no superponibles. Si no lo son, son diasteroisómeros. 
Los enantiómeros tienen propiedades iguales, pero los diasteroisómeros no como la luz polarizada. La 
presencia de la quiralidad puede ser un centro de asimetría o un carbono asimétrico. 2n siendo n el número 
de asimetrías presentes será el total de isómeros ópticos. 
La ciclodextrina tiene muchas moléculas de azúcares, llenos de carbonos asimétricos: tiene quiralidad. Para 
que un sistema separativo pueda resolver ópticamente una muestra debe tener quiralidad sí o sí. Se forman 
complejos de inclusión diferencial, con K diferenciales, con cada enantiómero. Esto genera movilidad 
diferencial. 
 
Algunos tendrán más afinidad por la ciclodextrina y otros no por los centros quirales. Esto es factible que 
genere una Keq diferencial dando una movilidad diferencial. 
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β-ciclodextrina + hidroxipropilo (se modifica la cavidad de la ciclodextrina y así genera interacción con 
moléculas más grandes). Otros derivados más utilizados es la sulfobutileter ciclodextrina en el oxhidrilo en 
posición 6: amplio rango de pH, mayor solubilidad a la β-dextrina. Una ciclodextrina cargada ya no requiere 
un sistema micelar para poder resolver: su equilibrio de formación de complejo ya puede ser suficiente. La 
micela le agrega complejidad al sistema para que pequeños cambios sean más productivos, pero es suficiente. 
Se puede usar quiralidad en las micelas: mismos principios de interacción de las micelas, ahora se incorpora 
la interacción diferencial con principio quiral, pudiendo separar enantiómeros. Se puede agregar una cadena 
hidrocarbonada a un aminoácido y formar una carbamida. Esto le da características detergentes al 
aminoácido: a ciertas concentraciones dará micelas. Además, presenta un centro quiral. El principio de 
equilibrio que se formará es posible que se diferencie con distintos enantiómeros. 
 
Se pueden usar sales biliares con características micelares con gran cantidad de centros quirales. 
 
Los éteres corona tetracarboxílicos presentan un plano con grupos carboxilos salen del plano con cierta 
configuración. Estos forman complejos de inclusión con analitos con ciertos grupos aminos primarios o 
secundarios. Si la molécula presenta un centro quiral y cuanto más cerca esté con el grupo amino e 
interaccione con el ambiente quiral dado por los carboxilos, puede que ese equilibrio esté diferenciado entre 
un enantiómero y otro. La formación de los complejos de inclusión dependerá de esta interacción. 
 
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Estos sistemas se resuelven en 20 minutos, se oscila tan fino en la movilidad diferencial entre cada 
enantiómero que requiere mayor tiempo. 
Electroforesis capilar por microemulsión 
Las microemulsiones son emulsiones tal que el sistema de fases se forma por microgotas. Gran capacidad 
extractiva por su gran afinidad por compuestos lipofílicos. Una vez que se forman las microgotas (octano con 
alcoholes y SDS, se emulsiona y al ultrasonido se forman microemulsiones). Sirven de electrolito soporte 
(pudiendo ser éste la solución acuosa). Quedan microgotas con carga negativa y tienen distintas capacidades 
de afinidad con un analito lipofílico. Tienen poder de afinidad mayor que una micela. 
 
Se utilizan para afirmar la calidad de un producto vegetal por distintos contenidos de los extractos. Puede 
verse contaminantes, adulterantes, etcétera. 
Con anticuerpos plásticos se pueden colocar en la pared del capilar y se irán pegando a los analitos específicos. 
Hay distintos diseños y la idea es que se eluya lo que no corresponde al analito de interés. Luego para eluir el 
material purificado se utiliza un solvente correcto o un cambio de condiciones como pH o fuerza iónica dando 
el analito de interés. 
Espectrometría de masa 
Es un método que permite realizar la identificación de distintas sustancias, análisis cualitativo – cuantitativo, 
análisis de mezclas complejas, posee una gran sensibilidad (concentraciones muy bajas de analito). Se trata 
de una técnica universal y específica. Brinda información estructural e isotópica. Es una técnica rápida. Se 
mide la relación masa/carga (m/z) de los analitos. A diferencia de todas las técnicas espectroscópicas que 
miden una frecuencia o longitud de onda sobre la materia (UV, IR, Raman, RX, RMN), en espectrometría de 
masa se mide la masa. 
Espectrómetro de masa. La forma en la que ingresa la muestra al equipo puede ser de forma directa, o se 
acopla a distintas técnicas separativas (EC, GC, HPLC). Puede haber variantes en la cámara de ionización donde 
se generan los iones: ionización en fase gaseosa, en fase condensada y a presión atmosférica (de alto PM, 
volátiles o no). Luego, habrá un sistema de aceleración para dichos iones formados y se diferenciará la masa 
según masa/carga (sistema de separación: qué masa se separan). El detector irá dando una señal acorde a los 
iones que vayan llegando. La señal es proporcional a la cantidad de iones que llegan al detector. 
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La ionización de las moléculas consistirá en arrancarle un electrón dando un ion molecular: M → M+
.
+ e-. El 
exceso de energía interno puede llevar a dar un ion electrónicamente excitado con exceso de energía 
vibracional, rotacional y/o traslacional favoreciendo las fragmentaciones. 
1. Se forma el ion molecular por pérdida de un electrón. 
2. Puede haber fragmentación de la molécula obteniéndose iones, radicales libres, o moléculas neutras. 
Se detectan aquellas moléculas cargadas ya que se tiene en cuenta la relación m/z. Otro fenómeno 
que puede ocurrir es el reordenamiento de moléculas (como el de hidrógeno). 
La espectrometría de masa permite identificar ya que los iones que se forman para un analito dado son siempre 
los mismos. Esto ocurre ya que cuando arrancamos el electrón de la molécula, si esa molécula queda con un 
exceso de energía, independientemente de dónde se haya arrancado el electrón,se establece de igual forma 
un cuasiequilibrio. Esa energía se distribuye rápidamente por todos los niveles de la molécula y finalmente se 
fragmentará en la zona más débil (enlace químico más débil). Por ello, cada molécula siempre dará los mismos 
fragmentos. La fragmentación dependerá del tipo de ionización (si uno utiliza un método muy fuerte para 
quitar el electrón, quede con exceso de energía) que incidirá en la energía interna del ion formado y dependerá 
de la estructura del ion (enlaces que presenta). 
Métodos de ionización 
Técnicas de ionización en fase gaseosa 
 
Impacto electrónico. Se utiliza un haz de electrones para los cuales en la cámara de ionización habrá un 
filamento emisor y un ánodo tal que se desplazan los electrones de igual energía. A través de este haz, pasará 
la muestra volatilizada. Al ser impactada por este haz de electrones, se producirá la ionización de la muestra. 
Habrá placas aceleradoras que atraen a los iones que nos interesa analizar y lo dispara hacia la zona donde 
nos permitirá separarlos según masa: debe tenerse en cuenta que las moléculas cargadas se detectarán 
(radicales libres o iones sean cationes o aniones). 
Es importante recalcar que una 
vez que se generan los iones se 
eviten las colisiones entre sí 
durante el recorrido hacia el 
detector. Esto permite 
asegurar que no se impacten 
entre sí, se neutralicen y 
pierdan sus cargas: no se 
detecta finalmente. Por eso ser 
requiere un sistema de alto 
vacío en esta zona para evitar 
este fenómeno. 
Previamente 
se ioniza por 
los electrones 
y los iones de 
gas reactivo 
impactan con 
la molécula de 
interés. 
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Cada electrón posee una energía en sí mismo que está asociado a una onda con una longitud de onda 
determinada según: λ = h . c / E. La longitud de onda es del orden de los Armstrong. Cuando la longitud de 
onda es cercana a la longitud de las uniones, la onda se perturba y se vuelve compleja. Si una de las frecuencias 
tiene energía h . ν correspondiente a una transición en la molécula, ocurrirá la transferencia de energía. Si la 
energía es suficiente, el electrón puede ser expelido según: M → M+•+ e-. Se puede trabajar a distintas energías 
del haz de electrones. 
 
Introducción de muestra & características de la misma. Se puede introducir directamente la muestra o 
acoplada a GC. No es necesario que sea soluble la muestra, pero sí que sea estable térmicamente. La muestra 
debe ser de una polaridad baja a intermedia. Permite trabajar de 1 – 1000 unidades de masa (de relativamente 
bajo PM). Es crítica la volatilización de la muestra ya que de eso se basa que se ionice y se analice m/z. Al 
producir mucha fragmentación es útil para la elucidación estructural de moléculas desconocidas. 
Ionización química. Se basa en la utilización de un gas reactivo como metano, isobutano, amoníaco, etcétera. 
En una primera etapa, las moléculas de gas se impacta por un haz de electrones, se darán iones de gas 
reactivos y estos impactarán sobre la muestra produciendo la ionización. Se obtiene un MH+ ya que incorporan 
un H de los reactivos, o bien M + ion de gas reactivo. 
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La afinidad protónica es importante porque determina si cede el protón a la molécula de interés. 
 
El que presenta menor afinidad protónica es más probable que pueda ceder el protón, generará mayor grado 
de fragmentación. Por ende, la elección del gas reactivo será determinante del grado de fragmentación y qué 
especies presentes se ionizarán. 
Introducción de muestra & características de la misma. Se puede introducir la muestra de forma directa 
o acoplado a GC o ionización química a presión atmosférica mediante HPLC. No es necesario ser soluble, 
polaridad baja a intermedia, estable térmicamente, no se acepta sales de ningún tipo, PM de 60 – 1000 
unidades de masa, es crítica la volatilización de la muestra y como produce POCA fragmentación es útil para 
determinar PM. 
Ionización por campo eléctrico. Se le aplica un campo eléctrico positivo muy alto al ánodo, y a medida que 
nos alejamos de ahí, se generan gradientes de campos (tiro piedra en el agua y se generan ondas expansivas). 
A medida que las moléculas pasen cerca del ánodo1, arranca electrones de las moléculas y los iones formados 
se atraen por rendijas de enfoque hacia el analizador que es donde se da la separación en función de la 
masa/carga. La fuerza que tiene el ánodo para producir la ionización depende del voltaje aplicado, del radio 
de curvatura de la aguja (más chiquita, más se concentra el campo en un sitio, siento un gradiente de campo 
más marcado): F = V / k.r. 
 
1 Un electrón puede pasar de la molécula a la superficie del electrodo si el potencial aplicado es positivo (ánodo: carece 
de electrones, los atrae y los arranca). Ahora, si el potencial es negativo pasaría el electrón de la superficie del electrodo 
a la molécula (cátodo: rico en electrones, la molécula los atrae y los arranca). En estos casos, se obtendría M•+ y M•- 
respectivamente. 
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Introducción de muestra & características de la misma. Se introduce en forma directa (50 – 250°C) 
sólidos, líquidos no volátiles o por GC. Cuando se aplica el potencial tan elevado se produce la desorción y la 
ionización. No es necesario la solubilidad en solventes, polaridad baja e intermedia, estable térmicamente, no 
acepta sales de ningún tipo, PM de 1 – 1000 unidades de masa, es crítica de la volatilización de muestra y 
prácticamente no produce fragmentación (útil para determinar PM). Se obtiene ion molecular M+• (rara vez 
M+H+). 
Técnicas de ionización en fase condensada2 
Desorción por láser. No se requiere solubilidad en solvente ni que la muestra sea volátil. Se coloca la muestra 
sobre una superficie y se irradia con un pulso de láser. La energía del pulso láser será suficiente para dar la 
desorción de las moléculas del analito y la ionización. Una vez generados los iones, serán atraídos hacia el 
analizador del EM. La muestra para poder ser analizada por desorción láser requiere que los fotones se 
absorban a la longitud de onda incidente. Si no se absorben no se da ionización. *La mayoría de la energía se 
convierte en energía cinética y el analito es vaporizado sin dar tiempo a crear procesos disipativos como calor. 
 
 
2 Desorción por campo: la muestra se disuelve en un solvente volátil y se deposita en la punta del electrodo 
(similar ionización por campo) y se deja evaporar el solvente. Luego de la generación de un alto campo 
eléctrico, la muestra se ioniza y se desorbe de la superficie del electrodo sin necesidad de calentar. Los iones 
son semejantes a los que se forman en ionización por campo. Se puede utilizar para muestras termolábiles y no 
volátiles. Da información del PM y no estructural de compuestos de más alto PM como glúcidos, ácidos 
nucleicos, polímeros, sales orgánicas e inorgánicas, etcétera. También requiere operar en alto vacío. 
Se obtiene M•+ ya que 
se disparan los e- por 
alta energía interna. 
Se utiliza para analitos complejos: hueso, cerámicas, rocas, 
de alto PM. 
20 
 
Desorción por láser – MALDI. Una molécula que quizás no absorbe a la longitud de onda del láser, se la 
puede mezclar con una molécula que sí absorba a esa longitud de onda. Por lo tanto, ahora sí es detectable: 
la molécula que se añade se le llama matriz (desorción por láser asistida por matriz). 
 
Al no tener requerimiento en cuanto a la preparación de muestra, se puede analizar cualquier tipo de molécula, 
incluso biomoléculas como péptidos, proteínas de alto PM (300.000, 400.000), polisacáridos o ácidos nucleicos. 
 
Si bien se introduce una matriz que puede provocar que en el EM final obtenido hayan fragmentos de esta 
matriz, por otro lado, se sabe previamente que dan los mismos fragmentos. Para cada una de las matrices ya 
vienen tabulados los iones característicos que se forman. Se pueden añadir otros aditivos o co-matrices que 
pueden ayudar: 
▪ Aumentanla homogeneidad del depósito de matriz – analito cuando no son tan miscibles entre sí. 
▪ Aumentan o disminuyen la cantidad de fragmentaciones según el objetivo. 
▪ Aumentan o disminuyen los niveles de cationización. 
▪ Aumenta la producción de iones. 
▪ Aumentan la reproducibilidad. 
▪ Aumentan la resolución. 
Estos co-aditivos pueden ser glutatión, 4-nitroanilina, nitrocelulosa, fucosa -péptidos y proteínas- o sales de 
amonio como fosfopéptidos. 
Preparación de muestra. 
- Método de la gota: se coloca la matriz, luego la muestra y llevar a un desecador en vacío. 
- Método de mezclado: se coloca la muestra con la matriz y luego colocarla en la placa y secarla. 
- Método de capa fina: se van haciendo capas de matriz y analito. 
Características que debe cumplir una matriz. Debe absorber a la longitud de onda del láser. Debe cumplir 
con los requerimientos de solubilidad dependientes del método de preparación. Debe ser químicamente inerte 
(podría modificar al analito previo a la ionización dándose otros iones de los esperados). Debe ser fotoestable. 
No debe sublimar (se pierde la matriz y no se dará ionización). Debe tener propiedades químicas adecuadas 
Los iones formados son 
(M+H)+ ya que los compuestos 
de la matriz son ácidos 
generalmente. Si busco 
información estructural acoplo 
a EI, CI o segundo pulso láser. 
21 
 
para que el analito pueda desorberse (la matriz absorbe la energía, se desorbe y debe generar desorción por 
ionización sobre el analito). No debe producir o producir el menor número posible de aductos (reacciones con 
restos de analito o analito). Debe producir escasas fragmentaciones Y QUE DEBEN ESTAR TABULADAS. *Es 
mejor no utilizar la matriz, pero en caso de no ser posible se utiliza. 
Características de la muestra. PM hasta 500.000 unidades de masa. Es necesaria la compatibilidad entre 
muestra y matriz. Se emplea para muestras de polaridad baja a alta y sales (aditivos). No produce muchas 
fragmentaciones (útil para PM: si fragmento una proteína, sería imposible reconstruir a la molécula original). 
Requiere analizador compatible (TOF o tiempo de vuelo, trabaja sin limitaciones de rango de masa de trabajo y es 
compatible con polímeros de alto PM), mayor dificultad para MS/MS o masa tándem (un analito se fragmenta y 
estos fragmentos selecciona uno y se vuelve a fragmentar) y para compatibilizar con LC-MS (requiere soporte, es 
difícil acoplar a HPLC). 
 
El analizador nos permitirá separar a todos los iones en relación a su m/z. Un espectrómetro de masa debe 
tener un analizador que garantice un poder de resolución adecuado (especificidad para separar y medir 
iones de masa adyacente, es decir, en qué masa tienen que diferir para diferenciarse): R = m / Δm. Por otro 
lado, precisión (certeza de la medición), gran sensibilidad (eficiencia para convertir una especie cargada en 
una especie medible y habilidad para medir dicha especie: poder decir cuánto hay de cada especie), un rango 
de masas específico (masas más altas y más bajas que el instrumento puede medir: método de ionización), 
posibilidad de realizar MS/MS en tándem y una velocidad de barrido determinada (escaneo rango de 
masas que quiero trabajar: cuánto tarda en analizar aquellos iones que poseen entre 1 – 1000 unidades de 
masa, si lo hace en 1 segundo, etcétera). 
 
Se considera que dos picos están separados si la altura del valle entre ellos no es más que un 10% de su altura. 
 
 
Difieren en milésimas de masa, por lo que se 
debe analizar si requiero un equipo de alta 
resolución. 
R = m / Δm tal que m es la masa nominal del 
primer pico o masa media de los dos picos, y 
Δm es la diferencia entre dos picos adyacentes. 
Para que se distingan dos picos adyacentes 
debe tener una R de aproximadamente 2500. 
22 
 
Analizadores de masa 
Cuadrupolo (Q) 
Se lo utiliza mucho acoplado a GC. Está conformado por cuatro barras metálicas de longitud de 15 – 20 cm. 
Las barras metálicas se las conecta a dos a un extremo negativo de la fuente y las otras dos a un extremo 
positivo. Sobre unas dos se generará un determinado potencial externo y se dará un potencial alterno que hará 
que los iones que atraviesen las barras cargadas, según la carga que tengan, irán hacia esas barras metálicas 
o no. Por ejemplo, dos barras asociadas al polo positivo, el anión tenderá a acercarse. Todo se da acorde a las 
variaciones en la siguiente ecuación: - (U+ V. cos ωt) siendo U un potencial de corriente continua y V 
potencial de corriente alterna. 
Un ion con carga positiva tenderá a acercarse o alejarse de las barras metálicas en función del potencial que 
estén teniendo en función del tiempo. Y para un dado potencial generado, puede ser que ciertos iones salgan 
hacia el detector directamente u otros que serán más fuertemente atraídos o repelidos, impactando sobre 
barras metálicas, pierden cargas y se pierden. Cuanto más rápido sea la velocidad de barrido, más iones 
podremos ir detectando. 
 
Características. Permite trabajar hasta 4000 unidades de masa (de no muy alto PM, se usa mucho en GC). 
La resolución es unitaria, baja, tiene que haber una unidad de masa para poder diferenciar dos picos como 
diferentes. Se pueden acoplar a otros analizadores para realizar MS/MS como BE, TOF, IT y numerosas 
fuentes de ionización. Escanea 4000 u/s. Tiene un límite de detección de los 50 – 500 pg (scan) o 0,5 – 5 pg 
(SIM: monitoreo selectivo de iones y busca ciertos iones, no hace el barrido completo, en vez de estar 1 
segundo barriendo de 1 a 4000 unidades de masa, sino de 1500 unidades de masa por X fragmento por 
ejemplo). Tiene una propiedad de enfoque y requiere vacío (aseguro camino libre de colisiones hasta el 
detector). Se puede utilizar con ESI ya que genera una relación m/z pequeña a pesar de ser moléculas de alto 
PM. 
 
 Ventajas: es económico, pequeño, posee una escala lineal de m/z, alta velocidad de barrido, simple 
de operar y fácil de acoplar a GC y CL. 
 Desventajas: baja transmisión a m/z alto, resolución unitaria. 
23 
 
Trampa de iones (IT) 
Los iones que provienen de la fuente de ionización e ingresan al analizador que es un cubo con dos electrodos 
en forma de anillo y, la aplicación del potencial externo sobre estos electrodos se hará que estos iones generen 
una trayectoria circular dentro del mismo. Una vez atrapados, por aplicación de potenciales auxiliares, los 
iones por su relación m/z absorberán la energía, aumentarán el radio de giro y se dará eyección secuencial 
saliendo del analizador al detector. Se seleccionan los iones según su relación m/z que lleguen al detector. Se 
puede re-ionizar a los iones (fragmento del fragmento) por gas reactivo. No se requiere otro analizador en 
MS/MS. En función del tiempo, se obtienen distintos iones. 
 
Se aplica un pulso de un potencial electrostático para inyectar los iones dentro de la trampa iónica, se da la 
eyección secuencial para lo cual requiere un potencial alterno suplementario o auxiliar que genere una 
excitación resonante o eyección resonante (van girando y salen eyectados). 
Características. Límite de m/z de 6000 unidades de masa. Resolución unitaria. Puede realizarse MS/MS en 
el tiempo y se puede acoplar a numerosas fuentes de ionización. Límite de detección 1 – 10 pg (muy sensible). 
Velocidad de scan de 4000 unidades de masa / segundo y se requiere vacío pero no tanto como en el 
cuadrupolo (quedan en la trampa iónica girando y no dan trayectoria lineal como en el cuadrupolo). 
 Ventajas: económico, pequeño, escala lineal de m/z, alta velocidad de barrido, fácil de operar y fácil 
de acoplar a GC y CL. 
 Desventajas: no se puede realizar algunas secuencias de MS/MS y tiene una baja resolución. 
Resonancia de ion ciclotrón 
Los iones adquieren un movimiento circular en el plano que es perpendicular a la dirección del campo. La 
frecuencia angular de ese movimiento se llama frecuencia del ciclotrón. Para un campo fijo, la frecuenciadel 
ciclotrón depende sólo de la inversa de m/z. Si la frecuencia del ciclotrón es = a la frecuencia del campo 
alternante, el ión absorbe energía y aumenta su radio de giro. Por ende, se observa el movimiento coherente 
de los iones resonantes. 
EXTRACTO DE RESUMEN DE FÍSICA. 
24 
 
 
 
El pulso de excitación abarca bajas y altas frecuencias, lo que lleva a que los iones que iban dando su 
trayectoria circular, encontrarán una frecuencia que coincida con su frecuencia de giro. Cuando esto ocurre, 
absorben energía y aumentan el radio de giro (no se eyecta ahora directamente como en trampa iónica). 
Habrán placas receptoras que permitirán detectar cuando los iones se acercan a ellas: darán señal alta sobre 
ella. Si se aleja disminuye y luego vuelve a aumentar -hay movimiento circular en un cubo-. Al apagar el pulso, 
los iones irán perdiendo la energía que absorbieron y volverán a su órbita de giro inicial lentamente. La 
frecuencia para la que absorbe depende de la inversa de su m/z. Se hace transformada de Fourier para obtener 
un gráfico en función de las frecuencias que están contenidas dentro de los esquemas. 
25 
 
 
Características. Se discrimina la frecuencia de cada ion que se tiene: alta resolución (500.000), con un límite 
de m/z > 15000 unidades de masa. Se puede acoplar a numerosas fuentes de ionización. Posee un límite de 
detección de 1 – 10 pg. Posee una velocidad de scaneo rápida, y se puede realizar MS/MS sin otros 
analizadores. Requiere alto vacío por la trayectoria circular y frecuencia diferencial de cada ion. Tánden en el 
tiempo MSn (hasta 11 veces). 
 
 
Analizador de tiempo de vuelo (TOF) 
La cámara de ionización se sigue por una zona de aceleración de los iones y se mide el tiempo que tarda desde 
la zona de aceleración hasta el detector. Cuando un determinado ion deja la fuente tiene cierta energía cinética, 
y que esta energía con la que deja la fuente, depende de su m/z. 
 
No tiene límites de masa para trabajar, por lo tanto, es ideal para utilizarlo para identificar compuestos de alto 
PM como proteínas (MALDI + TOF). 
Se dará una ionización, un retardo de los iones formados, se extraerán y acelerarán hacia la zona del analizador 
TOF, y se dará la etapa de análisis: el detector colecta a los iones y se hace el registro del tiempo. 
26 
 
 
 
Los de menor masa llegarán más rápido al detector que los de mayor masa a pesar de tener igual carga. 
Características. Límite de m/z ilimitado, resolución relativa s/lineal o reflectrón (10.000). Se puede acoplar 
a otros analizadores Q, TOF, BE y a pocas fuentes de ionización. Límite de detección de 1 – 10 pg. Velocidad 
de scaneo muy rápida ( > 106 u/s). Más difícil de realizar MS/MS sin otros analizadores, Requiere alto vacío: 
camino libre de colisiones hasta el detector. 
Sector magnético – eléctrico o combinado 
Un campo magnético provocará que los iones que ingresen cambien su trayectoria en un cierto ángulo. El 
ángulo que tendrá será acorde a su relación m/z. No posee alta resolución pero si se combina con doble 
enfoque combinando campo magnético y eléctrico, se genera una alta resolución. Esto da un equipo muy 
grande que puede ocupar toda una habitación. 
27 
 
 
En la segunda región libre de campo se puede ingresar un gas reactivo para obtener otros fragmentos. Puede 
ser primero un campo eléctrico y luego magnético o magnético y luego eléctrico. 
Características. Límite de m/z hasta 20.000 unidades de masa. Muy buena resolución (100.000: no es 
unitario, permite discernir 4 decimales de diferencia). Se pueden acoplar a otros analizadores BE, TOF, Q, y a 
numerosas fuentes de ionización. Tiene buenos límites de detección 10 – 100 pg (scan), 0,1 – 1 pg (SIM). 
Velocidad de scan baja. Puede realizar MS/MS. Requiere alto vacío: gran distancia a recorrer. 
 Desventajas: ocupa mucho espacio, delicado para operar y mantener por altas distancias a recorrer 
y no se puede aplicar a técnicas pulsadas como MALDI. 
 
Cromatograma total de iones (TIC). Un HPLC + UV se mide absorbancia a 250 nm, por ejemplo, con 
distintos analitos a medida que eluyen se detectan. Si en vez de tener un UV, tengo un HPLC – MS se puede 
trabajar en modo TIC: en función del tiempo, a medida que eluyen, se va registrando cuando hay iones que 
llegan al detector. El área bajo la curva del cromatograma estará relacionada con la cantidad de iones que se 
formaron de X analito, pero no sabemos nada de qué iones se formaron ni qué iones están contenidos dentro 
de la señal. Se usa MS como detector convencional sin utilizar ninguna de todas las ventajas del MS como 
detector: avísame cuando llegan iones al detector, no qué tipo de iones. 
 
Puedo elegir este 
pico y hacerle un 
MS completo para 
poderlo identificar 
28 
 
 
*En MS no necesariamente se requiere una muestra purificada. Sé que los iones que provienen de X analito. En UV o 
IR si se requiere puro porque el espectro obtenido es del total, sin separación. 
Monitoreo selectivo de iones (SIM). Se gana sensibilidad en cuanto a la detección. El modo barrido se 
observa el rango de masa de 0 – 4000 en un determinado tiempo. Mientras se barre en cierta zona, quizás un 
ion con m/z cercano de 4000 se pierda. En cambio, con el modo SIM, para un determinado analito se 
selecciona qué fragmentos son característicos de este. 
 
Un herbicida que puede estar presente en una muestra 
vegetal o de aguas, tiene varios compuestos. Pero busco 
analizar un determinado herbicida, que sé que genera 
ciertos fragmentos. Le digo al equipo que monitoree al 
m/z 190, 300, por ejemplo, que sé que son los que me 
interesa. Puede haber más de un fragmento de un m/z 
190, de ahí que se eligen más de tres m/z. 
29 
 
 
 
Métodos de ionización en fase líquida a presión atmosférica 
Hay ciertas incompatibilidades entre cromatografías líquidas y espectrometría de masa. En HPLC se opera a 
fase líquida, de 25 – 50°C, no tiene limitaciones del tipo de muestra ni PM, y se usan buffer. Pero en MS se 
opera en fase gaseosa, se opera a 100 – 350°C, se requiere una volatilidad determinada, presenta limitación 
en PM y no tolera bien los buffers. Si un flujo convencional en HPLC de 1,0 ml/min se lo pasa a un flujo 
gaseoso similar a 180 ml/min: 100 veces mayores que los que MS tolera. 
Soluciones para esta incompatibilidad: aumentar capacidad de bombeo (caro), eliminar el solvente 
(discrimina), hacer split (baja sensibilidad: en zona del inyector de GC hay una válvula que ventea cierta parte 
de la muestra y se usa cierto volumen, por ejemplo, capilar, el exceso se desecha. Se pierde muestra, disminuye 
sensibilidad), hacer split con enriquecimiento (difícil). 
 
Técnicas a presión atmosférica (API): compatible HPLC – MS. Entre ellas, cambia la forma de ionización. 
Termospray (TSP) o termonebulización (TS) 
Ingresa la muestra líquida por parte del HPLC, se nebuliza y se desolvatan ciertas gotas de la muestra por 
acción de la temperatura. Hay un electrodo que genera una descarga en una zona inicial y adyacente se 
encuentra un electrodo repulsor, que separará en función de su masa carga. La bomba de vacío le sigue a 
estos para eliminar solvente y moléculas neutras. 
Cuando llega el solvente proveniente de HPLC, hay distintas gotas que se forman y se da evaporación iónica. 
Hay gotas donde hay iones pre-formados y moléculas de solvente. Se desolvatan estos iones del solvente, se 
concentran las cargas en las microgotas y se lleva a fuerzas coulombianas repulsoras que llevan a una 
evaporación iónica obteniendo a los iones individuales. Es fundamental que hayan iones preformados en la 
muestra. 
30 
 
 
En el caso que no contemos con los iones preformados, es habitual añadir un electrolito como acetato de 
amonio que será el ion primario que por interacción con el analito lo ioniza y se obtiene el MNH4+ (aducto) o 
MH+. Por ende, para ampliar el rango de analitos que se puede analizar se requiereagregar estos electrolitos 
que sean los que proporcionen los iones preformados. 
Características muestra & técnica. Flujos de 0,5 – 2 ml/min compatible con MS. Límite de masa de 2000 
unidades de masa -bajo PM-. Es útil para compuestos térmicamente lábiles, polares o iónicos. Puede usarse 
con altos contenidos de agua en fase móvil (es mejor). La adición de un electrodo de descarga aumenta el tipo 
de compuesto a analizar -oxidaciones-, más fácil de usar que los anteriores. Buena sensibilidad, pero es 
compuesto – dependiente. Difícil de reproducir y cuantificar. Las condiciones óptimas de ionización tienen 
que ajustarse para cada compuesto. Es más suave que CI (útil para determinar PM) y en algunos casos se 
puede obtener información estructural (por electrodo repulsor: fragmentos) aunque no es tan fácil de 
interpretar. 
Ionización química a presión atmosférica (APCI) 
Ingresa el solvente de la columna de HPLC que se cruza perpendicularmente con un electrodo en forma de 
aguja que produce la ionización. Por pequeños capilares se llega a los cuadrupolos donde se analizan los iones 
formados. 
31 
 
Llega el flujo de HPLC que se enfrenta a un gas nebulizador que favorece la formación de gotas, un gas 
envolvente que los compacta en cierta zona. Hay un electrodo de descarga posterior a esta zona mencionada 
que genera a los iones. Hay rendijas de enfoque que los llevan al analizador. 
Se genera un aerosol conteniendo al analito, se dará evaporación dando pequeñas gotas y se formará el gas 
reactivo por electrodo de descarga -que proviene por reacciones con el solvente, por ejemplo-. Se darán 
interacciones ion-molécula que darán los iones del analito. 
 
Los iones formados pueden partir del agua de la fase móvil dando distintas especies reactivas -que impactan 
con moléculas del analito dando (M+H)+, (M+NH4)+, (M+sv)+ en modo positivo-. En modo negativo se obtiene 
(M-H)- siendo el gas reactivo el O2-. 
Características muestra/técnica. Flujos de 0,5 – 2ml/min compatible con MS. Límite de masa 2000 
unidades de masa. Método de elección para el análisis de drogas y metabolitos. Útil con compuestos 
térmicamente lábiles, no polares – polares. Se pueden usar distintos buffers en la fase móvil que no interfieren. 
Más tolerante a cambios experimentales (FM, gradientes, etcétera). Es extremadamente sensible. 
Reproducible y cuantificable. Es más suave que CI (útil para determinar PM, pero puede hacer clusters con el 
solvente). 
 
 
 
32 
 
Fotoionización a presión atmosférica (APPI) 
El eluído que viene de HPLC llega a una zona donde pasa un gas nebulizador, un sistema vaporizador que 
evapora parte del solvente, y se obtienen gotas. La ionización de ciertos analitos se da con lámpara UV que 
proporciona radiación de determinada longitud de onda. Los analitos deben absorber y generar los iones, 
pasan por el capilar y van hacia los analizadores. Puede afectar a moléculas de la fase móvil. Según el exceso 
de energía que presenten los analitos, será el proceso que predomine: fotodisociación, decaimiento radiactivo, 
quenching colisional entre solvente o gas. Si la energía aportada es mayor a la energía de ionización se da la 
ionización del analito / solvente / gas. 
 
 
Hay ciertos dopantes que poseen menos energía de ionización que lo que emite la lámpara: se ionizarán y 
generarán los iones de los analitos por interacción con estos. Esto se usa porque hay ciertos analitos que, por 
más que use cierta lámpara, no absorben a la longitud de onda que emite dicha lámpara. Por ende, permite 
una mayor detección de iones de analitos: aumenta sensibilidad. 
33 
 
 
Método de electrospray (ESI) 
Ingresa muestra con solvente de HPLC (puede usarse EC por bajos volúmenes), el gas nebulizador genera 
pequeñas gotas tal que se recolectan en un tubo capilar. En este tubo capilar se aplica un potencial eléctrico 
(positivo o negativo, si es positivo arranca e- de las moléculas y si es negativo brinda e- a las moléculas 
obteniéndose M•+ o M•-. que dependerá del diámetro del capilar utilizado. Se obtienen los iones y seguirán 
su rumbo hacia el cuadrupolo para separarlos en relación a su m/z y llegarán al detector. 
 
Variantes de ESI. 
▪ ESI convencional: llega la muestra y si se aplica un potencial de 3 – 6 kV se formarán iones del analito. 
Se puede trabajar a 5 – 1000 μl / min similar HPLC. 
▪ MicroESI: el potencial aplicado varía entre 1 – 3 kV. Aplica flujos de 0,5 – 5 μl / min. 
▪ NanoESI: el potencial aplicado varía entre 0,5 – 2 kV. Aplica flujos de 0,02 – 0,5 μl / min. Se puede 
acoplar EC a MS. 
Cuando se formen las gotas cargadas por aplicación del potencial, se evapora el solvente, y se concentran las 
cargas presentes en la gota. Se alcanza un límite que generará explosiones coulómbicas -repulsiones de 
mismas cargas-, obteniendo gotas cada vez más pequeñas hasta obtener cluster ion – solvente, hasta obtener 
únicamente ion analito en c/ microgotícula. 
Es conveniente la formación de gotas pequeñas: más se concentran las cargas y más se favorecen las 
explosiones coulómbicas. Conviene evitar solventes con elevada tensión superficial o muy densos. El potencial 
34 
 
del capilar puede llevar a descargas por exceso de energía. Los buffers de alta concentración reducen el 
tamaño de gota lo que afecta a la ionización. Flujo ya mencionado anteriormente en variantes de ESI. Diámetro 
del capilar va desde 1 – 2 μm en nanoESI, 15 – 20 μm en microESI y 100 – 200 μm en ESI convencional. 
Con ESI se obtienen espectros de masa rico en iones múltiplemente cargados: (M+nH)n+. Con más carga, la 
relación m/z será más pequeña. Cae por debajo de 2000 unidades de masa. De ahí que, una molécula de 
50.000 Da, tendrá una m/z = 2.500 pudiéndose detectar. 
 
Puede verse modificado el patrón de ionización que obtenemos por espectro cambiando el pH. Las proteínas 
con grupos aminoacídicos pueden modificarse acorde al pH. 
Tipos de analito. Se puede analizar compuestos iónicos cargados en solución, compuestos neutros polares 
que puedan protonarse – desprotonarse por aditivos -modificadores de pH-, o compuestos no polares que 
puedan oxidarse en el capilar -por acción del potencial-. 
RESUMEN 
35 
 
 
Otros métodos de ionización – Guía de EM. 
Bombardeo de átomos acelerados (FAB) | EM por iones secundarios (SIMS). 
Se utiliza la energía de un átomo acelerado dirigido hacia una suspensión donde se halla disuelta la muestra 
para lograr su desorción e ionización: generalmente gases inertes como Ar o Xe. El impacto de éstos produce 
un aumento en el movimiento de los compuestos de la suspensión dando iones positivos, negativos o 
moléculas neutras hacia la región de alto vacío sobre la suspensión. La ionización producida se da por 
transferencia electrónica debido a la cercanía en que se encuentran el átomo bombardeante y la muestra. Se 
utilizan matrices viscosas de alto punto de ebullición -para evitar evaporarse por alto vacío- y que pueden 
presentar afinidad por la muestra. Los iones formados son M•+, M-•, (M+H)+, (M+sv)+ o (M+matriz)+. Dan 
fragmentaciones azarosas de bajo m/z, por lo que no es útil para elucidación estructural sino más bien de PM. 
Válido para péptidos, carbohidratos y compuestos organometálicos de mediano PM (2000 u). Si en vez de 
usar gases que requieren su ionización, se usan ya de por sí iones cargados la técnica es SIMS.