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UNIVERSIDAD DE BUENOS AIRES 
FACULTAD DE FARMACIA Y BIOQUÍMICA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FARMACOBOTÁNICA 
 
Guía de Trabajos Prácticos 
 
 
 
 
 
 
 
Marcelo Luis Wagner 
Rafael Alejandro Ricco 
Beatriz Graciela Varela 
Graciela Beatriz Bassols 
Ignacio Jorge Agudelo 
 Leonardo Anconatani 
Cecilia Dobrecky 
 
 
Colaboradores: R. Albrecht, H. Bach, L. Benzal, K. Borri, R. Roldán, A. Vugin 
 
 
 
 
 
 
 
 
Edición 2023 
 
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 1 
FARMACOBOTÁNICA 
 
La Farmacobotánica es la rama de la Botánica que se dedica al control de 
calidad de muestras medicinales y alimenticias de origen vegetal desde el 
punto de vista anatómico. A partir de esta definición se puede ver la 
importancia del rol del farmacéutico en garantizar la identidad y la calidad de un 
determinado material vegetal. 
El término “Farmacobotánica” se sugirió a partir de la Sección homónima 
del INFYB (Instituto Nacional de Farmacología y Bromatología, actualmente 
ANMAT) bajo la Dirección del Prof. Dr. José Laureano Amorín. 
Se aceptó en la reunión plenaria realizada durante el II Simposio 
Argentino y V Latinoamericano de Farmacobotánica (La Plata, 1986), el 
término Farmacobotánica para designar a la asignatura Botánica en la carrera 
de Farmacia de las distintas Universidades del país. 
De este modo, sus objetivos se diferencian claramente de los de la 
Botánica para Biólogos y para Ingenieros Agrónomos. 
Cabe destacar que la Facultad de Farmacia y Bioquímica (UBA) fue la 
primera en adoptar esta denominación, acorde con el cambio del Plan de 
Estudios en 1987, con lo que el Profesor Titular a cargo en ese momento se 
constituyó en el primer profesor regular de la asignatura en el país. 
La entonces Cátedra de Botánica, que pertenecía al Departamento de 
Ciencias Biológicas, se transformó en la actual Cátedra de Farmacobotánica y 
se ubica en el Departamento de Farmacología. A partir de ese momento, el 
Curso pasa a ser exclusivo de la carrera de Farmacia. 
La asignatura Farmacobotánica de la Carrera de Farmacia de la UBA se 
ocupa de dos áreas principales, además de un área introductoria: 
Anatomía de Plantas Medicinales: se aplica al control de calidad de las 
materias primas vegetales que se emplearán en la obtención de las distintas 
formas farmacéuticas. 
Sistemática Botánica: está orientada a conocer las especies clásicas más 
relevantes y las de la terapéutica actual, como también a las familias más 
importantes en cuanto a la producción de metabolitos activos. 
 
 
 
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 3 
ÍNDICE 
UNIDAD 1 
Generalidades de células y tejidos vegetales 5 - 27 
UNIDAD 2 
Técnicas para el estudio de material vegetal 28-44 
UNIDAD 3 Organografía 
 La Raíz 45-50 
Trabajo Práctico Nº 1 51 
El Tallo 53-62 
Trabajo Práctico Nº 2 63 
Trabajo Práctico Nº 3 65 
La Hoja 67-73 
Trabajo Práctico Nº 4 74 
Trabajo Práctico Nº 5 76 
La Flor 78-88 
Trabajo Práctico Nº 6 89 
El fruto y la semilla 90-99 
Trabajo Práctico Nº 7 100 
UNIDAD 4 
Resolución de muestras de origen vegetal, control de calidad y 
determinación de materia extraña 102-108 
Trabajo Práctico Nº 8 109 
Trabajo Práctico Nº 9 109 
UNIDAD 5 
Hongos y Líquenes 110-118 
Trabajo Práctico Nº 10 119 
Resumen de sustancias ergásticas y tejidos 122 
Autoevaluación 124 
Bibliografía 127 
Programa analítico 128
 
 
 4 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 5 
UNIDAD 1 
GENERALIDADES DE CÉLULAS Y TEJIDOS VEGETALES 
 
 
 
 
 
 
 
LA CÉLULA VEGETAL 
 
Una célula vegetal típica está constituida por un protoplasto limitado por una 
membrana plasmática (plasmalema), rodeada a su vez por una pared celular, 
estructura rígida característica de los organismos vegetales. La célula vegetal 
generalmente contiene una vacuola grande, cuyo contenido principal es agua 
con sustancias en solución coloidal y cristales precipitados (Fig. 1). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 1. Estructura de una célula vegetal típica 
 
El protoplasto está formado por el núcleo y el citoplasma. El núcleo presenta 
una membrana nuclear que lo rodea y el jugo nuclear en el que se diferencian 
Objetivo: reconocer los componentes característicos de las células vegetales y 
los distintos tejidos vegetales en base a las características para cada uno, como 
así también los materiales de reserva y otros contenidos celulares. 
citoplasma 
laminilla media 
retículo 
endoplásmico 
núcleo 
nucléolo 
mitocondria 
pared celular 
ribosoma 
cloroplasto 
dictiosoma 
vacuola 
 
 6 
los cromosomas y uno o más nucléolos. El citoplasma limita hacia afuera con el 
plasmalema y hacia el interior con el tonoplasto (membrana de la vacuola). 
En el citoplasma se encuentran organelas: retículo endoplásmico, 
ribosomas, mitocondrias, dictiosomas, microtúbulos, lisosomas, peroxisomas y 
plastos. Los plastos son característicos de las células vegetales, aunque no 
todas los poseen. Se pueden clasificar en: 
a. Cloroplastos: son fotosintetizantes por poseer el pigmento verde clorofila. 
Éste da su color al plasto, pero a veces está acompañado por otros pigmentos 
que enmascaran al color verde. 
b. Cromoplastos: no son fotosintetizantes, pero contienen pigmentos que 
intervienen en la producción de energía (carotenoides). Pueden ser de color 
rojo, amarillo o anaranjado (tomate, ají, zanahoria). 
c. Leucoplastos: son incoloros y acumulan materiales de reserva como 
almidón –amiloplastos-; lípidos –oleoplastos- y proteínas –proteoplastos-. 
 
PARED CELULAR 
 
La pared celular es la característica más importante de las células vegetales. 
Está formada por componentes macromoleculares: polisacáridos y lignina. 
1. Polisacáridos 
 
Celulosa: componente principal formado por unidades de D-glucopiranosa. Se 
deposita en la matriz de la pared celular en forma de microfibrillas. 
Hemicelulosas: constituidas por 2 o más de los siguientes azúcares (D-xilosa, 
D-manosa, D-glucosa, D-galactosa, L-arabinosa) y sus 4-O-metilderivados. 
Pectinas: polímeros del ácido d-galacturónico esterificados con grupos metilo o 
salificados con calcio o con magnesio. Las hemicelulosas y las pectinas, junto 
con proteínas, forman la matriz de la pared celular. 
 
2. Lignina 
Comprende a polímeros heterogéneos originados de tres derivados del alcohol 
cinámico (alcohol p-cumarílico, alcohol coniferílico y alcohol sinapílico). La 
lignina es un constituyente importante de las paredes celulares secundarias. 
 
 7 
Laminilla media: une las células de los tejidos vegetales entre sí, y está 
constituida por pectatos de calcio y de magnesio. Dicha laminilla se encuentra 
entre las paredes celulares y presenta puntuaciones. 
 
TIPOS DE PARED CELULAR 
 
a. Pared celular primaria 
Es la primera que se forma. Está constituida por celulosa, hemicelulosas y 
pectinas. Presenta puntuaciones no visibles al microscopio óptico, con finas 
comunicaciones protoplasmáticas entre células vecinas (plasmodesmos). 
 
b. Pared celular secundaria 
Se forma después que la célula completó su crecimiento. Se deposita sobre la 
pared primaria, hacia el interior de la célula. Está constituida principalmente por 
microfibrillas de celulosa y muchas veces se lignifica. Es característica de 
tejidos duros (esclerénquima, xilema). La pared secundaria no se deposita en 
forma continua. Presenta puntuaciones visiblesal microscopio óptico, a través 
de las cuales se conectan las células del tejido. 
Se diferencian dos tipos de puntuaciones: 
Simples: con diámetro uniforme; su proyección es una circunferencia (Fig.2A). 
Areoladas: el diámetro no es uniforme, la pared se deposita en forma de tubo 
arqueado. Su proyección son dos circunferencias concéntricas (Fig. 2 B, C). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 2. Tipos de puntuaciones. A: simple; B y C: areoladas; C: vista de frente 
 
TEJIDOS VEGETALES 
 
TEJIDO: Conjunto de células de origen común, organizado como una unidad 
estructural y funcional. Si las células del tejido son iguales o muy similares 
C 
 
 8 
entre sí, se denomina tejido simple. Cuando las células son muy diferentes, se 
denomina tejido compuesto o complejo. 
Cuando en un tejido aparece alguna célula aislada con el mismo origen que el 
resto, pero de características diferentes, recibe el nombre de idioblasto. 
Las diferentes células que componen el vegetal, unidas entre sí por la laminilla 
media, se organizan en tejidos. 
Desde el punto de vista del desarrollo del vegetal, se diferencian dos grandes 
tipos de tejidos: 
- Embrionarios o meristemáticos 
- Adultos o definitivos 
 
CLASIFICACIÓN DE LOS TEJIDOS VEGETALES 
 
Meristemas y tejidos 
meristemáticos 
Apicales Protodermis 
Meristema fundamental 
Procambium 
Laterales Felógeno 
Cambium 
Tejidos adultos Protectores Epidermis 
Rizodermis 
Súber 
Fundamentales Parénquima 
Mecánicos o de 
sostén 
Colénquima 
Esclerénquima 
Conductores Floema 
Xilema 
Otras funciones Endodermis 
Estructuras de 
secreción externa 
Pelos secretores 
Glándulas 
Nectarios 
Hidátodos 
Estructuras de 
secreción interna 
Células secretoras 
Cavidades y canales 
Tubos laticíferos 
 
 
 
 9 
MERISTEMAS Y TEJIDOS MERISTEMÁTICOS 
Los meristemas están constituidos por células más o menos isodiamétricas, 
con paredes celulares delgadas, núcleo grande y numerosas vacuolas 
pequeñas. Se caracterizan por su capacidad de división y dan origen a los 
tejidos meristemáticos, con células más diferenciadas. A su vez, los tejidos 
meristemáticos conservan su capacidad de división y originan a tejidos adultos. 
1. Tejidos meristemáticos apicales o primarios 
Se encuentran en el ápice de raíces y tallos. Están relacionados directamente 
con las células del embrión. Los tejidos meristemáticos primarios son: 
a. Protodermis: origina la epidermis. 
b. Meristema fundamental: origina tejidos fundamentales (parénquimas), 
colénquima, algunas células esclerenquimáticas, la endodermis. 
c. Procambium: origina los tejidos conductores (floema y xilema primarios) 
 
En un ápice (Fig. 3), la protodermis ocupa la 
región más externa, el meristema fundamental la 
parte media, y el procambium la región central. 
La caliptra (también, cofia o pilorriza), que 
protege al meristema apical de la raíz. 
 
 
Figura 3. Corte longitudinal de un ápice de raíz. P: 
protodermis; MF: meristema fundamental; PC: 
procambium; C: caliptra 
 
Los tejidos meristemáticos primarios producen el crecimiento vertical del 
vegetal (en longitud). El resultado de su actividad es la estructura primaria 
propia de plantas herbáceas y de plantas leñosas hasta el primer año de vida. 
Mientras se produce la división celular para el crecimiento, las células 
resultantes se tornan diferentes de las de los otros tejidos que las rodean. Este 
proceso se denomina diferenciación. Se forman tejidos adultos o definitivos 
con características propias. Las células que tendrán una diferenciación 
relacionada con su función, sufrirán además un proceso de especialización. 
C 
PC 
MF 
P 
 
 10 
Una célula diferenciada, si tiene su protoplasto vivo, puede retomar su 
capacidad meristemática y dividirse. A partir de una sola célula se puede 
generar un organismo vegetal idéntico al que le dio origen. Este fenómeno se 
llama totipotencia y se aplica en micropropagación y en ingeniería genética. 
2. Tejidos meristemáticos laterales o secundarios 
Provienen de células adultas que retoman la capacidad de división, o bien 
provienen de un tejido meristemático primario. Los tejidos meristemáticos 
secundarios son: 
a. Felógeno: tiene diferentes orígenes (epidermis, colénquima, parénquima 
cortical, células del floema). El felógeno, a su vez, origina hacia afuera un tejido 
protector llamado súber, corcho o felema, y hacia el interior la felodermis 
constituida por células de tipo parenquimático. El conjunto de súber, felógeno y 
felodermis se denomina peridermis. Se puede originar una sola peridermis o 
varias a diferentes niveles, según donde se origine el felógeno. Esto produce el 
aislamiento y muerte de los tejidos rodeados por las peridermis, formando todo 
el conjunto lo que se denomina ritidoma. 
b. Cambium: se origina a partir de un procambium inactivo o bien de células 
parenquimáticas que separan los haces vasculares. Se distinguen dos tipos de 
cambium: fascicular e interfascicular. El cambium fascicular se relaciona 
directamente con el haz vascular y origina floema y xilema secundarios. El 
cambium interfascicular también puede originar floema y xilema secundarios, o 
bien radios floemáticos y xilemáticos. Muchas veces se habla de zona 
cambial, que comprende al cambium 
propiamente dicho y a las células 
adyacentes aún no diferenciadas (Fig. 4). 
 
 
 
 
 
 
Por su posición lateral, los tejidos meristemáticos secundarios producen el 
crecimiento en grosor del vegetal. El producto de su actividad da como 
F 
Cf 
Ci 
Figura 4. Esquema de un tallo con tejidos 
meristemáticos laterales. F: felógeno; Cf: 
cambium fascicular; Ci: cambium interfascicular 
 
 11 
resultado la estructura secundaria que se presenta en las plantas leñosas: 
Pinophyta (árboles del tipo del pino) y Magnoliophyta Dicotiledóneas arbóreas y 
arbustivas. En las Dicotiledóneas herbáceas, el cambium cuando aparece, es 
inactivo. 
Las Magnoliophyta Monocotiledóneas en su gran mayoría son herbáceas, con 
estructura primaria, pero algunas pocas pueden presentar crecimiento 
secundario en grosor por un mecanismo diferente del que ocurre en Pinophyta 
y en Dicotiledóneas. 
 
 
TEJIDOS ADULTOS 
1. Tejidos protectores 
Tejido EPIDERMIS RIZODERMIS SÚBER 
Origen Protodermis Protodermis Felógeno 
Ubicación Órganos aéreos Raíz primaria Raíces y tallos con 
estructura 2ª 
Pared celular Primaria, celulósica. 
Puede tener una cutícula 
Primaria 
Celulósica 
Primaria, celulósica. 
Sufre suberificación 
Tipo de células Vivas. Algunas pueden 
suberificarse o silicificarse 
Vivas En general, muertas 
Función Protección y regulación de 
la pérdida de agua por 
transpiración 
Absorción de agua y 
sales minerales 
Protección 
 
Modificaciones 
(ver apartados) 
Estomas, Tricomas, 
Aguijones 
Pelos absorbentes Lenticelas 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 5. Tejidos protectores: a. Epidermis (Monocot.); b. Epidermis (Dicot.); c. Súber 
a b c 
 
 12 
Modificaciones epidérmicas 
Estomas: estructuras constituidas por dos células guardianas u oclusivas, 
que delimitan entre sí un espacio denominado ostiolo (Fig. 6). 
Las células oclusivas, generalmente en forma de riñón, son las únicas células 
epidérmicas que poseen cloroplastos. Los estomas pueden estar acompañados 
o no por células anexas. La función de los estomas es establecer el 
intercambio gaseoso y la transpiración. Internamente, el estoma comunica con 
una cámara subestomática, la cual se conecta a su vez con los espacios 
intercelulares del parénquima. Por lo general, en las hojas, la mayor proporción 
de estomas aparece en la epidermis inferior. La epidermis superior puede o no 
presentar estomas. 
En Magnoliophyta Dicotiledóneas, los estomas se 
disponen en forma desordenada debido a que las 
nervaduras de la hoja forman una red. En 
Magnoliophyta Monocotiledóneas, los estomas se 
disponen en forma ordenada debido a quelas 
hojas son paralelinervadas; sin embargo, hay 
excepciones: “cala”, “oreja de elefante”, 
“zarzaparrilla”, son Monocotiledóneas que tienen 
los estomas desordenados. 
Tricomas: en sentido estricto, comprenden a pelos. En sentido amplio, 
comprenden además papilas y escamas. 
a) Pelos: apéndices largos o cortos, uni o pluricelulares, simples o ramificados, 
terminados en punta o bien, en una cabezuela. 
Clasificación de los pelos 
Tectores 
Unicelulares 
Simples (a) 
Ramificados Estrellados 
Dendroides 
Malpigiáceos (b) 
Pluricelulares 
Simples (c) 
Ramificados Estrellados (d) 
Dendroides (e) 
Secretores 
No glandulares Urticante (f) 
Glandulares (g) 
Cabeza y pie 1-pluricelulares 
Figura 6. Estructura de un estoma 
 
estoma 
 
Ostíolo 
 Células 
anexas 
 
Células 
oclusivas 
 
Células 
epidérmicas 
 
 
 13 
Los pelos presentan paredes celulósicas cubiertas de una cutícula que puede 
ser lisa o esculturada. 
Los pelos tectores tienen como función principal la protección y la regulación 
de la transpiración. Los pelos secretores producen sustancias de diferente 
composición química: aceites esenciales, resinas, sustancias irritantes, etc. 
Por sus características, los pelos tienen valor taxonómico (Fig. 7). Una especie 
puede poseer un solo tipo de pelo o varios. Pueden aparecer en hojas, tallos 
herbáceos y partes de flores y frutos. A los órganos que los poseen se los 
considera pubescentes o pilosos. Cuando un órgano vegetal no tiene ningún 
tipo de pelo, se denomina glabro. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
b) Papilas: apéndices cortos, unicelulares. Pueden 
aparecer en hojas (p. ej.: epidermis de hoja de “coca”), 
en tallos herbáceos y en pétalos de flores y epidermis 
de algunos frutos, otorgándoles un aspecto 
aterciopelado (Fig. 8). 
 
 
c) Escamas o pelos peltados: son tricomas pluricelulares con las células en el 
mismo plano, formando un escudo de contorno circular. Pueden ser sésiles o 
con un pie central. Aparecen en hojas y en tallos herbáceos (Fig. 9). 
a 
c 
b 
f 
e 
d 
g g g 
Figura 7. Distintos tipos de pelos (referencias en pág. 12) 
 
Figura 8. Papila vista de perfil 
 
 14 
 
 
 
 
 
Aguijones: apéndices rígidos, esclerosados, punzantes. Pueden aparecer en 
hojas y en tallos. A diferencia de las espinas, los aguijones carecen de tejido 
vascular, por ello son fáciles de arrancar. Ej.: tallo de “rosal”, tallo de “palo 
borracho” (Fig. 10). 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 10. Tallos con aguijones: a. rosal; b. palo borracho 
Modificaciones de la rizodermis 
Pelos absorbentes: ocupan una región determinada de la raíz primaria (zona 
pilífera), y tienen como función aumentar la superficie de 
contacto con el suelo y optimizar la absorción del agua y 
de las sales minerales (Fig. 11). 
 
 
 
 
 Figura 11. Pelos absorbentes en una raíz 
 
Modificaciones del súber 
Lenticelas: son estructuras circulares, lenticulares o alargadas generalmente 
en la superficie de los troncos, tallos y ramas de muchas plantas. A simple vista 
tienen el aspecto de verrugas. Las células que las constituyen se disponen 
a b 
a b 
Figura 9. Escamas o pelos peltados: a. Olivo; b. Clavel del aire 
 
 
 15 
dejando espacios intercelulares entre sí. Su función es contribuir a la aireación 
de los tejidos subyacentes (Fig. 12). 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 12. A: Lenticelas en un tronco; B: Corte de una lenticela 
 
2. Tejidos fundamentales o parénquimas 
Origen Primario, del meristema fundamental. Si está asociado a tejidos conductores 
puede provenir del procambium (origen 1º) o del cambium (origen 2º). 
Ubicación En todos los órganos vegetales. 
Pared celular Primaria, celulósica. Si está relacionado con tejidos conductores puede poseer 
pared celular secundaria celulósica o lignificada. 
Tipo de células Vivas, poco diferenciadas, y con potencialidad meristemática. 
Tipos de 
parénquima 
Clorénquima, 
par. asimilador o 
clorofílico 
Parénquima de 
reserva 
Aerénquima o 
Par. aerífero 
Parénquima 
acuífero 
 
Función Fotosíntesis Acumulación de 
reservas 
Aireación de los 
tejidos 
Retención de agua o 
mucílagos 
 
a) Clorénquima, parénquima asimilador o clorofílico (Fig. 13) 
Sus células contienen cloroplastos, por lo tanto es asiento de la fotosíntesis. Se 
localiza en órganos verdes: tallos herbáceos y hojas principalmente, y partes 
verdes de flores y frutos. El clorénquima puede adoptar varias disposiciones: 
- en empalizada: en las hojas está ubicado, generalmente, en relación con la 
epidermis superior, pero puede aparecer también en relación con la epidermis 
inferior. Consta de células prismáticas casi sin espacios intercelulares entre sí. 
- esponjoso o lagunoso: en las hojas está ubicado, generalmente, en relación 
con la epidermis inferior o bien, en la parte central. Presenta células 
redondeadas o de forma irregular, con grandes espacios intercelulares que se 
comunican con los estomas presentes en la epidermis inferior. 
Células de relleno 
Felodermis 
Felógeno 
Súber 
A B 
 
 16 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 13. Parénquimas clorofílicos en un esquema de corte de hoja 
- radiado: se presenta en las hojas de muchas Poaceae 
(Gramineae) en forma de corona rodeando al haz vascular. 
 Figura 14. Esquema de parénquima radiado en Poaceae 
b) Parénquima de reserva (Fig. 15) 
Se encuentra en cantidad en órganos acumuladores: 
raíces, tallos subterráneos (rizomas, tubérculos, 
bulbos), semillas y algunos frutos suculentos. En menor 
proporción aparece en tallos aéreos, en relación con 
tejidos conductores. Sus células acumulan 
principalmente almidón, pero también puede haber 
reservas de inulina, lípidos o aleurona (semillas). 
 
c) Aerénquima o parénquima aerífero (Fig. 16) 
Sus células poseen grandes espacios intercelulares que 
favorecen la aireación de los tejidos. Este tejido se 
encuentra, por lo general, en plantas de lugares 
húmedos o bien plantas sumergidas. En este último 
caso, los espacios intercelulares llenos de aire 
contribuyen a la flotabilidad. 
d) Parénquima acuífero 
 Sus células están llenas de mucílago que retiene gran cantidad de agua. Se 
presenta en plantas suculentas o crasas (Aloe vera), y en xerófitas (cactus). 
Parénquima en empalizada 
Parénquima esponjoso 
Figura 16. Aerénquima en 
pecíolo de hojas de “camalote” 
Figura 15. Esquema de 
parénquima con almidón 
 
 17 
3. Tejidos mecánicos o de sostén 
Tejido COLÉNQUIMA ESCLERÉNQUIMA 
Origen Primario, del meristema 
fundamental. 
Primario, m. fundamental (esclereidas) o 
procambium (fibras); secundario, del 
cambium (fibras). 
Ubicación Hojas y tallos herbáceos, 
debajo de la epidermis. 
En todos los órganos vegetales. 
Pared celular Primaria, celulósica, con 
áreas engrosadas. 
Primaria, celulósica, y secundaria 
celulósica o lignificada. 
Tipo de 
células 
Vivas. Muertas, en general. 
Función Sostén. Tejido plástico, 
permite el crecimiento. 
Sostén. Es un tejido más elástico que 
plástico; otorga mayor rigidez. 
Características 
(ver apartados) 
Según el engrosamiento de 
la pared: a) laminar, b) 
angular y c) lagunar 
Pared celular muy gruesa. Se distinguen 2 
tipos celulares: a) esclereidas y b) fibras 
 
Tipos de colénquima 
Colénquima laminar: engrosamientos de celulosa en las paredes tangenciales 
de las células. No presenta espacios intercelulares (Fig. 17a). 
Colénquima angular: engrosamientos de celulosa en los ángulos de contacto 
entre las células. No presenta prácticamente espacios intercelulares (Fig. 17b). 
Colénquima lagunar: engrosamientos en las áreas que delimitan espacios 
intercelulares. Estos espacios se denominan meatos (Fig. 17c). 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 17.Tipos de colénquima 
 
 
a c b 
 
 18 
Tipos de células esclerenquimáticas 
a) Esclereidas: células de formas diversas, más o menos isodiamétricas 
(braquiesclereidas), alargadas o muy irregulares. Cuando tienen forma 
redondeada se las denomina también células pétreas. Presentan una pared 
celular secundaria lignificada, sumamente dura. El espacio interno de la 
esclereida se denomina lumen y puede estar vacío, o presentar cristales o 
sustancias como taninos. Las semillas de las Fabaceae o Leguminosas tienen 
gran cantidad de esclereidas en su tegumento, de dos tipos: columnares o 
macroesclereidas), y subyacentes u osteoesclereidas) (Fig. 18). 
Figura 18. Tipos de esclereidas 
b) Fibras: son células más largas que anchas y terminan en extremos agudos 
(fusiformes). Si presentan puntuaciones son de tipo simple. Pueden poseer 
pared celular secundaria celulósica o lignificada (Fig. 19). Algunas fibras 
pueden presentar tabiques (fibras septadas), otras pueden contener cristales 
(fibras cristalíferas). Existen también formas intermedias entre esclereidas y 
fibras a las que se denomina fibroesclereidas. 
 
 
 
 
 
Figura 19. Fibra vista de perfil (arriba) y grupo de fibras en transcorte (abajo) 
 
4. Tejidos conductores 
Son tejidos compuestos o complejos porque están constituidos por varios 
tipos celulares pero con un mismo origen. 
columnares 
irregulares braquiesclereidas 
 
 19 
Tejido XILEMA FLOEMA 
Origen Primario (procambium) o 
secundario (cambium). 
Primario (procambium) o 
secundario (cambium). 
Ubicación Todos los órganos. Todos los órganos. 
Pared celular Primaria celulósica y 
secundaria lignificada 
Primaria celulósica. Las fibras 
pueden tener pared secundaria 
celulósica. 
Tipo de células Muertas, salvo las del 
parénquima. 
Vivas, excepto las escleren-
quimáticas. 
Función Conducción de agua y sales 
minerales (savia bruta). 
Conducción de sustancias 
orgánicas (savia elaborada). 
Características Cuatro tipos celulares: a) cél. 
parenquimáticas; b) fibras, c) 
traqueidas; d) unidades o 
miembros de vaso. 
Cuatro tipos celulares: a) cél. 
parenquimáticas; b) fibras; c) 
elementos cribosos; d) células 
anexas. 
 
- Xilema 
a) Células parenquimáticas: (ver parénquima de reserva). 
b) Fibras: (ver esclerénquima). 
c) Traqueidas: células largas, con extremos romos, no perforados. Presentan 
paredes con puntuaciones areoladas (Fig. 20). Las terminaciones de las 
nervaduras de las hojas están constituidas por traqueidas. Puede haber 
elementos de transición entre fibras y traqueidas: fibrotraqueidas. 
 
 
 
Figura 20. Traqueida con puntuaciones areoladas 
d) Miembros de vaso: células cilíndricas, cortas y gruesas, con paredes 
terminales perforadas. La perforación puede ser única o no. La pared 
secundaria puede depositarse de diversas maneras dando lugar a miembros de 
vaso anillados/anulares, espiralados, helicoidales, reticulados, escalariformes, 
punteados. Los miembros de vaso se unen por sus extremos formando vasos 
o tráqueas. Cuando el xilema presenta un gran desarrollo, como sucede en los 
troncos de los árboles, se denomina leño o madera. 
 
 20 
En Pinophyta, los elementos conductores del xilema por excelencia son las 
traqueidas. En Magnoliophyta, los elementos conductores mayoritarios son los 
miembros de vaso, aunque pueden aparecer algunas traqueidas (Fig. 21). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 21. Distintos tipos de miembros de vaso 
 
- Floema o Líber 
a) Células parenquimáticas: (ver parénquima de reserva). 
b) Fibras: (ver esclerénquima). 
c) Elementos cribosos: células alargadas, de paredes 
primarias gruesas. No presentan núcleo al estado adulto. 
Sus paredes tienen áreas con poros (áreas cribosas). En 
Pinophyta, los elementos cribosos se denominan células 
cribosas y las paredes presentan áreas cribosas de igual 
magnitud. En Magnoliophyta, los elementos cribosos se 
denominan unidades de tubo criboso (Fig. 22), y las 
áreas cribosas están en las porciones terminales y se 
denominan placas cribosas. Las unidades de tubo criboso 
se unen por sus extremos y forman tubos cribosos o 
vasos liberianos. 
d) Células anexas: células con núcleo grande y abundantes ribosomas, 
asociadas a las unidades de tubo criboso. Asumen las funciones nucleares de 
los elementos cribosos y mueren cuando éstos dejan de ser funcionales. 
 
Punteado 
Figura 22. Unidad de 
tubo criboso 
 
 21 
5. Otros tejidos. Endodermis 
Origen: primario, del meristema fundamental. 
Ubicación: raíces y algunos tallos subterráneos (rizomas) con estructura 1ª. 
Pared celular: primaria, celulósica. Puede adquirir una pared secundaria 
lignificada. Presenta depósitos de una sustancia llamada endodermina. 
Tipo de células: vivas. Cuando se lignifican, mueren. 
Función: regulación de la absorción de agua por la raíz. 
Características: células dispuestas en una sola capa y que en su estadio más 
joven presentan Banda de Caspary, engrosamiento de endodermina sobre las 
paredes radiales. Algunas células no presentan ese engrosamiento (células de 
paso). En Monocotiledóneas, en una etapa tardía, la endodermis presenta 
engrosamientos en forma de U. Las células se lignifican, dejan de cumplir su 
función y mueren (Fig. 23). 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 23. Características de la endodermis 
 
ESTRUCTURAS SECRETORAS 
Estructuras de secreción externa 
a) Pelos secretores: (ver epidermis). 
b) Glándulas: por lo general segregan sal (plantas halófitas). 
c) Nectarios: generalmente presentes en flores, aunque también existen 
nectarios extraflorales. Segregan néctar, que contiene sacarosa, glucosa y 
fructosa en diferentes proporciones, y aminoácidos libres. Su función es atraer 
a los polinizadores (insectos, pájaros). 
d) Hidátodos: son estructuras encargadas de la gutación, que es la 
eliminación de agua al estado líquido o una solución acuosa con compuestos 
Célula de paso 
Endodermis en U 
 
 22 
orgánicos o inorgánicos. Se presentan en algunas 
plantas (Ej.: en el pecíolo de las hojas de “pasionaria”, 
en plantas tropicales, en muchas Poaceae). Están 
constituidos por traqueidas, parénquima aclorofílico y 
estomas no funcionales que permiten la salida del agua 
(Fig. 24). Figura 24. Hidátodos 
Estructuras de secreción interna 
a) Células secretoras: son células diferenciadas del 
resto del tejido que las rodea y acumulan secreciones 
tales como aceites esenciales o resinas. Pueden 
aparecer en cualquier tejido (Fig. 25). 
 
b) Cavidades y canales: las cavidades son estructuras cortas, con poca 
profundidad, mientras que los canales pueden ser estructuras bastante largas o 
profundas. Según su origen pueden ser lisígenos o esquizógenos. 
- Cavidades lisígenas o “sucias”: se forman por ruptura o 
“lisis” de las células secretoras, y forman una cavidad que 
alojará a la secreción. En la cavidad se observan restos de las 
paredes celulares de las células secretoras. Aparecen en 
hojas, tallos, algunos frutos (Fig. 26). 
- Canales esquizógenos: se forman por separación y 
reacomodamiento de las células secretoras. La secreción se 
vuelca en la cavidad formada. Las células que limitan el 
canal o cavidad están intactas (no se observan restos 
celulares), por eso se las llama “limpias”. Pueden aparecer 
en hojas y tallos (Fig. 27). 
c) Tubos laticíferos: células alargadas con numerosos núcleos y paredes 
celulares primarias celulósicas. Según su origen pueden ser: simples o 
compuestos. Además, pueden presentar ramificaciones o no (Fig. 28). 
Pueden aparecer en todos los órganos vegetales, y en general están más 
relacionados con el floema. Segregan látex, líquido espeso, lechoso, de color 
Figura 25. Célula secretora 
Figura 26. Cavidad lisígena 
Figura 27. Canal esquizógeno23 
variable (blanco, amarillo, naranja y rojo), y composición química compleja: 
isoprenoides, taninos, ceras, grasas, azúcares, almidón, alcaloides, cristales y 
prótidos. 
 
 
 
 
 
 
Figura 28. Tubos laticíferos articulados 
 Tipos importantes de látex 
- Opio: se obtiene de los frutos verdes de la “amapola medicinal” o 
“adormidera” (Papaver somniferum –Papaveraceae). Contiene un 10% del 
alcaloide morfina, que se emplea como analgésico. Otro alcaloide presente en 
el opio es la papaverina, empleada como antiespasmódico. 
- Caucho: producido por varias especies cauchíferas, entre ellas Hevea 
brasiliensis –Euphorbiaceae- y Ficus elastica –Moraceae-. 
- Chicle: producido por Manilkara chicle –Sapotaceae-. 
- Gutapercha: para recubrir cables y como material de obturación en 
Odontología. Se extrae de Palaquium gutta -Sapotaceae. 
 
SUSTANCIAS ERGÁSTICAS 
Son productos del metabolismo celular acumulados en la pared, en las 
vacuolas o en plástidos. Su nombre proviene del griego "ergon" (trabajo). 
Son sustancias orgánicas o inorgánicas e incluyen: almidón, inulina, lípidos, 
aleurona, cristales, gomas, taninos, resinas, y otros componentes que 
contribuyen a la defensa del organismo, al mantenimiento de la estructura 
celular o constituyen sustancias de reserva. 
ALMIDÓN: es la reserva glucídica más importante en el reino vegetal. Se 
localiza en gran cantidad en órganos almacenadotes como raíces, tallos 
subterráneos (bulbos, rizomas, tubérculos), y semillas. En menor cantidad se 
encuentra en tallos herbáceos, tallos leñosos, cortezas comerciales y en frutos. 
Las hojas y las flores NO ACUMULAN almidón de reserva 
 
 24 
 El almidón se almacena dentro de las células en forma de granos o gránulos. 
Químicamente, está compuesto por dos polímeros de α-D-glucosa: amilosa 
(cadena lineal de unidades de glucosa), y amilopectina (cadena ramificada de 
moléculas de glucosa). 
Al microscopio, el almidón se observa como corpúsculos incoloros de 
diferentes formas y tamaños. El estudio de los granos de almidón es un 
carácter orientativo e incluso diagnóstico, ya que una especie determinada 
presenta un solo tipo de almidón. 
Características de los granos de almidón: son simples si presentan un solo 
hilo o hilio (centro de formación del grano), y compuestos si presentan más de 
un hilio. El hilio puede ser puntiforme, lineal o ramificado, en posición central o 
bien excéntrico. La superficie puede ser homogénea o estratificada, cuando 
la amilosa y la amilopectina se depositan formando estratos o estrías (Fig. 29). 
 
 
 
 
 
Figura 29. Distintos tipos de granos de almidón 
 
INULINA: es otro polisacárido de reserva presente en órganos subterráneos 
(raíces y rizomas), de algunas especies (“achicoria”, “dalia”), en las cuales no 
hay almidón. 
Estos dos polisacáridos NO COEXISTEN en el mismo órgano 
Químicamente es un polímero constituido por unidades de fructosa, con un 
bajo porcentaje de glucosa. No se encuentra como 
gránulos sino en forma soluble en el líquido celular. Para 
observarla al microscopio se debe precipitar con alcohol 
96º (Fig. 30). 
 
 
 
Simple, hilio central 
puntiforme (trigo) 
Simple, hilio 
ramificado (maíz) 
Simple, hilio y estrías 
excéntricas (papa) 
Compuesto, sin hilio ni 
estrías visibles (arroz) 
Figura 30. Inulina precipitada 
 
 25 
ALEURONA: constituye la reserva proteica de muchas semillas y se observa 
en forma de gránulos. Puede ser homogénea si el grano está compuesto sólo 
por proteínas, y heterogénea cuando está formada por un cristaloide proteico 
(A) y uno o más globoides (B) de fitina (sal de Ca y Mg del ácido hexa-inositol-
fosfórico), incluidos en una masa fundamental proteica (Fig. 31). 
 
 
 
 
 
 
LÍPIDOS: grupo heterogéneo de sustancias insolubles en agua. Pueden ser no 
volátiles o “fijos”, o volátiles. Dentro de los primeros, si son sólidos a 
temperatura ambiente se llaman grasas y si son líquidos, aceites. Se 
encuentran en semillas y pericarpio de algunos frutos. Los lípidos volátiles, 
también llamados aceites esenciales, se encuentran en estructuras secretoras 
en la mayoría de los órganos vegetales. Los lípidos se observan en forma de 
gotas refringentes de color amarillento, o incoloras. 
 
TANINOS: son polímeros derivados de polifenoles. Pueden aparecer en todos 
los órganos vegetales, pero principalmente en hojas y en tallos. Su función en 
las plantas sería de defensa contra los microorganismos y evitar la herbivoria. 
Se observan en las células como un contenido de color amarillo, pardo o pardo-
rojizo. 
 
CRISTALES: son productos finales de procesos metabólicos celulares. Se 
forman en las vacuolas de las células y muchos los consideran como productos 
de desecho o de excreción. La composición química de los cristales más 
abundantes en los vegetales es oxalato de calcio, por lo cual se los llama 
también cristales verdaderos y calcifitolitos. Otras sustancias ergásticas de 
naturaleza cristalina pueden estar formadas por carbonato de calcio o por 
sílice. 
Figura 31. Aleurona heterogénea de ricino 
 
 26 
El análisis de los cristales es relevante para la caracterización de especies ya 
sea por la ausencia/presencia de los mismos, y por la gran variedad de formas 
y de tamaños que pueden adoptar (especialmente los de oxalato). Una misma 
especie vegetal puede poseer varios tipos de cristales distintos. 
- Cristales de oxalato de calcio o calcifitolitos: aparecen en todos los 
órganos vegetales. Se disuelven en medio ácido mineral. Según la forma se los 
denomina de diversas maneras (Fig. 32): 
 Cúbicos 
 Prismáticos: algunos cristales prismáticos se denominan estiloides. 
 Octaédricos o Bipiramidales 
 Aciculares: muy delgados, en forma de aguja. Pueden agruparse 
formando rafidios o ráfides (Fig. 33). 
 Arenas o arenillas cristalinas: sumamente pequeños. Se observan 
como puntos irregulares dentro de la célula. 
 Drusas/ Rosetas: asociaciones o agregados irregulares de cristales 
yuxtapuestos. 
 
 
 
 
 
. 
 
 
Figura 32. Distintos tipos de cristales de oxalato de calcio 
 
 
 
 
Figura 33. Rafidios 
arenillas 
cristalinas 
cúbicos prismáticos estiloides bipiramidales 
aciculares drusas 
 
 27 
- Concreciones de carbonato de calcio o cistolitos: poseen una distribución 
restringida dentro de las Magnoliophyta. Están asociados al tejido epidérmico y 
se los encuentra principalmente en hojas y en tallos herbáceos. Se disuelven 
en medio ácido mineral produciendo burbujeo por el desprendimiento de 
dióxido de carbono. 
Se pueden localizar en células epidérmicas diferenciadas (litocistos) o en 
pelos (pelos cistolíticos) (Fig. 34). 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 34. Distintos tipos de cistolitos 
- Sílice: se presenta de manera amorfa dentro de la célula. Se encuentra sólo 
en algunas familias (Equisetaceae, Poaceae, Verbenaceae). Aparece asociada 
al tejido epidérmico en hojas y en tallos herbáceos, y excepcionalmente en el 
leño de algunas especies de Verbenaceae (madera de teca – Tectona grandis). 
La “cola de caballo”, de la familia Equisetaceae, presenta gran cantidad de 
células silicificadas en la epidermis de sus tallos que le da un aspecto áspero a 
la superficie, y por esa razón se pueden utilizar como abrasivos. 
La sílice no se disuelve en ácidos minerales, sino sólo en ácido fluorhídrico. 
 
 
 
 
 
 
 
 
cistolito 
litocisto 
Pelo cistolítico 
 
 28 
UNIDAD 2 
TÉCNICAS PARA EL ESTUDIODE MATERIAL VEGETAL 
 
ANÁLISIS DEL MATERIAL VEGETAL 
De acuerdo con la Farmacopea Nacional Argentina, se deben realizar dos tipos 
de estudios farmacobotánicos para analizar material vegetal: 
1. Análisis macroscópico o morfológico 
2. Análisis microscópico o micrográfico 
 
1. Análisis macroscópico o morfológico 
Se realiza a ojo desnudo y bajo lupa o microscopio estereoscópico (Fig. 35). 
a) Observación y descripción macroscópica: 
- Forma de presentación (entera, trozada o fragmentada, en polvo) 
- Caracteres organolépticos (color, olor, sabor) 
- Características de las superficies externa e interna 
- Dimensiones 
- Tipo de fractura 
b) Determinación de materia extraña: se deberá informar sobre lo siguiente: 
 - Aspecto general del material a analizar (homogéneo o heterogéneo) 
 - Aparición de insectos vivos o muertos 
 - Aparición de huevos, larvas o partes de insectos 
 - Presencia de excrementos de roedores o de otros animales 
 - Presencia de pelos, plumas, arena, piedras o tierra 
 - Presencia de material vegetal ajeno a la muestra analizada 
Dependiendo del tipo y de la cantidad de materia extraña hallada en la 
muestra, se podrá inferir que se encuentra contaminada, sustituida o 
adulterada. 
 
 
 
 
 
Figura 35. Modelos de Lupa o Microscopio estereoscópico 
 
 29 
2. Análisis microscópico o micrográfico 
Para la observación se requiere del uso de microscopios y de distintos 
reactivos de caracterización, coloración, disociación, fijación, etc., según la 
técnica a usar. El microscopio más sencillo y utilizado en los análisis es el 
microscopio óptico (Fig. 36), y según los modelos puede venir con luz 
polarizada, contraste de fase y fluorescencia. Además, se puede adicionar una 
cámara digital o de video para obtener fotomicrografías de los preparados. 
Para estudios más complejos se utilizan microscopios electrónicos de barrido 
(MEB), de transmisión (MET), de congelación, etc. 
 
 
 
Las técnicas principales para el análisis microscópico son las siguientes: 
Técnicas histológicas 
a) Observación del material vegetal en polvo 
b) Raspado 
c) Obtención de disociados o macerados 
d) Obtención de cortes y coloración 
 Técnicas o Reacciones histoquímicas 
 Medición de elementos o Micrometría 
 Técnicas específicas 
a) Observación con luz polarizada 
b) Técnica de Metcalfe 
c) Diafanización 
Figura 36. Distintos modelos de Microscopios ópticos 
 
 30 
Técnicas histológicas: comprenden todos aquellos procedimientos para la 
observación en el microscopio de células, algunos contenidos celulares, tejidos 
y estructuras de órganos vegetales, en general. 
a) Observación del material vegetal en polvo 
Es la técnica más sencilla ya que no requiere tratamientos previos. Se toma 
una punta de espátula del material en polvo y se coloca entre porta y cubre-
objetos con unas gotas de agua o de solución clarificante (ácido láctico 5%). 
Luego se coloca en el microscopio con lo cual se podrán visualizar ciertos 
elementos celulares provenientes de los tejidos, trozos de tejidos y contenidos 
celulares. Si el material vegetal se encuentra entero o en fragmentos, se puede 
reducir a polvo por medio de un molinillo. También, en el material en polvo se 
podrán practicar reacciones histoquímicas. 
b) Raspado 
Se utiliza en ciertos materiales enteros o fragmentados para la observación de 
pelos (en hojas secas) y sustancias ergásticas (generalmente en semillas, 
raíces y cortezas secas). Se toma el material, se apoya sobre un portaobjetos y 
con un elemente filoso (hoja de afeitar, bisturí, cuchilla descartable), se “raspa” 
repetidas veces hasta obtener un polvillo grueso. Se agregan unas gotas de 
agua, se coloca un cubreobjetos y se observa al microscopio. 
c) Obtención de disociados o macerados 
Son técnicas sencillas que brindan gran cantidad de información, por lo cual se 
aconseja su empleo. El fundamento de la técnica es la destrucción de la 
laminilla media, que une las células de los tejidos, por medio de soluciones 
disgregantes. Los disociados obtenidos constan de trozos de tejidos y de 
células sueltas. Según los reactivos que se usen hay dos tipos de técnicas: 
- Disociación leve o débil 
- Disociación fuerte 
Disociación leve: está indicada para el análisis de hojas, tallos herbáceos, 
cortezas comerciales y estructuras blandas en general. Con este método, los 
cristales se conservan, pero no los granos de almidón. El reactivo disgregante 
es una solución acuosa de Hidróxido de sodio al 5%. 
Técnica: 
 Colocar en un vaso de precipitados una porción del material vegetal. 
 
 31 
 Agregar una solución de hidróxido de sodio al 5 % cubriendo el material. 
 Calentar hasta llegar a ebullición y seguir el calentamiento durante 5-10’. 
 Enfriar y filtrar o decantar con cuidado descartando el líquido. 
 El material retenido se lava varias veces con agua destilada y el 
disociado se conserva en etanol 70º. 
 Para la observación en el microscopio se coloca una pequeña porción 
del disociado entre porta y cubreobjetos con unas gotas de agua. 
Disociación fuerte: este método se indica para leños, tegumento de semillas, 
carozos, y en general para tejidos con células de paredes gruesas. Los 
reactivos disgregantes son ácidos. No se conservan granos de almidón ni 
cristales. Las técnicas más comúnmente usadas son: 
- Método de Boodle: es una técnica moderada, no demasiado drástica, en la 
cual los reactivos disgregantes son hidróxido de potasio y ácido crómico. 
 Colocar el material a disociar en un vaso de precipitados. 
 Cubrir con una solución de KOH 10 %. 
 Calentar y dejar en ebullición durante 10 min. 
 Enfriar y filtrar o decantar con cuidado descartando el líquido. 
 Lavar varias veces con agua destilada el material retenido. 
 Colocar el material retenido en un vaso de precipitados y cubrir con una 
solución de ácido crómico al 25 %. Dejar actuar a temperatura ambiente 
durante 30’-60’, según la consistencia del material. 
 Una vez ablandado el material, lavar reiteradas veces con agua 
destilada hasta que el líquido quede lo más claro posible. 
 Descartar el agua y conservar el disociado en etanol 70º. 
- Método de Jeffrey: es una técnica más drástica indicada para materiales 
realmente duros. El reactivo disgregante consiste en una mezcla de partes 
iguales de una solución de ácido nítrico al 10 % y una solución de ácido 
crómico al 10 %. Se procede con la misma metodología que el método anterior 
pero el calentamiento se realiza en estufa a 40º C durante 24-48 h. 
Nota: cuando se debe elegir entre realizar un disociado leve y uno fuerte se 
comienza siempre con el leve, ya que en el caso de que el material a disociar 
contenga cristales, se disolverían si se realiza de entrada un disociado fuerte. 
 
 
 32 
d) Obtención de cortes y coloración 
Los procedimientos para la obtención de cortes coloreados van a depender de 
cómo se presente el material (fresco o seco), del tipo de técnica de corte y de 
la tinción empleada. El objetivo es obtener secciones lo más delgadas posibles 
donde se pueda observar la disposición de los tejidos de los órganos y el tipo 
de paredes celulares. Los materiales a cortar deben estar enteros o 
fragmentados en trozos lo suficientemente grandes como para que puedan ser 
cortados. Los materiales muy pequeños o muy delicados deben incluirse en 
alguna sustancia que actúe como soporte (parafina, ceras, resinas sintéticas). 
En el caso de materiales frescos y si se cortan inmediatamente, no requieren 
de ningún paso previo antes de ser cortados porque los tejidos todavía están 
hidratados. Si no se cortan inmediatamente, conviene fijarlos para provocar la 
muerte celular y conservar las células en el mismo estado que tenían al estado 
vivo. La técnica de fijación detiene los procesos de plasmólisis, deshidratación 
y pérdida de turgencia de las células. Uno de los fijadores más usadoses FAA, 
mezcla de formol, etanol, ácido acético y agua. 
En el caso de materiales secos, que es como se presentan la mayoría de las 
plantas medicinales, de herboristería y de ejemplares de herbario, se necesita 
un paso previa para rehidratar los tejidos antes de cortar. Por lo tanto, para 
este tipo de material los pasos a seguir son los siguientes: 
- Hidratación o ablandamiento del material vegetal; 
- Obtención de los cortes; 
- Vaciado del contenido celular; 
- Coloración diferencial; 
- Montaje del preparado. 
Hidratación o ablandamiento del material vegetal: hidratar implica colocar el 
material en contacto con agua y calentar durante un tiempo corto hasta que el 
material adquiera flexibilidad. Generalmente, se utiliza para hojas, flores, tallos 
herbáceos y estructuras blandas. Técnica: el material se coloca en un vaso de 
precipitados, se lo cubre con agua, se calienta hasta ebullición y se continúa 
calentando durante 5 min. Se deja enfriar y se procede a cortar. Las estructuras 
más duras (tallos leñosos, leños) requieren de un ablandamiento que consiste 
en un calentamiento más prolongado y el añadido de alguna sustancia. 
 
 33 
Técnica: se hierve el material durante 5-10 minutos en agua con unas gotas de 
detergente o bien, se deja el material en contacto con etilenglicol a temperatura 
ambiente durante un tiempo hasta que se produzca el ablandamiento. 
Obtención de los cortes: la orientación de los cortes depende de la forma y 
del órgano que se quiera cortar. Se pueden realizar secciones en sentido 
transversal (transcorte), en un plano perpendicular al eje mayor del órgano, o 
en sentido longitudinal, en un plano paralelo al eje mayor del órgano. En este 
último caso hay dos posibilidades: a) longitudinal radial (cuando el plano del 
corte coincide con un diámetro o un radio), y b) longitudinal tangencial (cuando 
el plano de corte es paralelo a un diámetro) (Fig. 37). Los órganos cilíndricos 
(tallos y raíces) admiten los tres tipos de cortes; los órganos planos, como las 
hojas, generalmente se cortan en sentido transversal por la parte media de la 
lámina foliar. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 37. Distintos planos para la obtención de cortes 
En cuanto a los tipos de cortes, dependen del material a cortar y de cómo se 
presenta. En todos los casos los elementos para cortar (hojas de afeitar, 
navajas, cuchillas), deben tener el filo óptimo para obtener buenos resultados. 
1) Cortes a mano alzada o libre: es una técnica netamente artesanal que 
requiere de habilidad y práctica y de las cuales depende también el espesor del 
corte obtenido. Generalmente, se utiliza en análisis rápidos y que no requieren 
de detalles muy profundos. Hay materiales que pueden cortarse directamente 
sin ayuda de un soporte. Otros, por ejemplo hojas, pueden colocarse entre dos 
mitades de un cilindro de médula de saúco, hinojo o zanahoria cortado 
longitudinalmente, y luego proceder al corte. A medida que se obtienen, los 
 
 34 
cortes se colocan en un recipiente con agua (vidrio de reloj, caja de petri) para 
evitar que se deshidraten. Posteriormente, se eligen los más delgados para 
colorear. Si no se procesan en el momento, se deben guardar en alcohol 70º. 
2) Cortes con micrótomo de mano: los micrótomos de 
mano constan de un cilindro metálico hueco que termina en 
un disco o placa de cristal por donde se desliza la cuchilla 
(Fig. 38). Dentro del hueco del cilindro se coloca el material a 
cortar que puede ir a su vez incluido en un soporte (saúco, 
hinojo, etc.). El espesor de los cortes obtenidos es similar al 
que se obtiene a mano alzada. No sirve para materiales 
duros. 
3) Cortes con micrótomo de deslizamiento: es un micrótomo metálico que 
consta de un plano inclinado, la cuchilla se mueve 
sobre una corredera y el objeto a cortar está fijo en 
una platina, contenido o no dentro de un soporte. 
Tiene una escala graduada en micrones para 
establecer el espesor que se desea dar al corte. 
Sirve para materiales frescos, fijados, ablandados, 
incluidos en parafina y también para materiales duros 
(Fig. 39). Los que se usan para el corte de maderas 
se denominan xilótomos. 
 4) Cortes con micrótomo rotatorio (tipo Minot): 
este micrótomo se utiliza generalmente para cortar 
materiales incluidos en parafina y para cortes 
seriados (Fig. 40). La cuchilla está fija y el bloque 
de parafina con el material se desplaza en un 
movimiento descendente y ascendente y de 
avance. 
 
Vaciado del contenido celular: previo a la coloración es necesario eliminar el 
contenido celular. También se denomina clarificación. El reactivo clarificador 
por excelencia es el Hipoclorito de sodio concentrado o diluido en agua 
Figura 38. Micrótomo manual 
Figura 39. Micrótomo de 
deslizamiento 
Figura 40. Micrótomo rotatorio 
 
 35 
(solución al 50 %), según el grosor del corte y la consistencia del material. El 
tiempo de vaciado varía para cada material pues depende del contenido celular 
de cada uno. Se eliminan almidones, clorofila, taninos y otros pigmentos. Los 
cristales de oxalato y de carbonato de calcio no se eliminan con el vaciado. 
Técnica: los cortes obtenidos se colocan en una solución de hipoclorito de 
sodio al 50 % y se dejan hasta que pierdan el color y queden lo más blancos 
posible. Se debe controlar el tiempo ya que si se sobrepasa, el reactivo puede 
actuar como disgregante y producir la disociación del corte. Una vez vaciados, 
se quita el hipoclorito y se hacen sucesivos lavados con agua hasta eliminar 
por completo la presencia del reactivo clarificador. 
Coloración diferencial: existen numerosas técnicas y el fundamento de la 
coloración es que los colorantes son capaces de ceder su color al combinarse 
con otras sustancias. Si el material que se tiñe queda de color semejante al del 
colorante usado, se produce ortocromasia (Ej.: Safranina). Si el material que 
se tiñe queda con dos colores diferentes usando un solo colorante, se produce 
metacromasia (Ej.: Violeta de Cresilo, Azul de Toluidina). Se puede usar más 
de un colorante con lo cual, se obtendrá una coloración diferencial combinada 
doble (Ej.: Safranina-Fast Green, Rojo Congo-Verde de iodo), o triple 
(Safranina-Cristal violeta-Naranja G). Se describe a continuación: 
 - Coloración de Rojo congo–Verde de iodo: el fundamento consiste en la 
tinción de las paredes lignificadas de color verde por el Verde de iodo, y las 
paredes celulósicas de rojo por el Rojo Congo. Es una coloración con base 
acuosa y semi-definitiva para el análisis rápido de materiales. 
Reactivos: 
Solución de Verde de iodo al 0,5 % 
Solución de Rojo Congo al 1 % 
Alcohol 70º 
Agua destilada 
Técnica: los cortes vaciados se pueden colocar en recipientes adecuados para 
la coloración. Éstos pueden ser un cilindro de vidrio con perforaciones en la 
parte inferior y que se coloca a su vez dentro de otros cilindros de vidrio sin 
perforar que contienen los reactivos. También pueden ser pequeñas canastas 
 
 36 
de acero inoxidable con malla perforada y que se sumergen en vasos de 
precipitado pequeños que contienen los reactivos. 
- Sumergir los cortes vaciados menos de un minuto en Verde de iodo; 
- Escurrir el exceso de colorante; 
- Sumergir en alcohol 70º varias veces hasta que no cedan más color; 
- Lavar con agua destilada; 
- Sumergir en Rojo Congo 15-30 min. y escurrir el exceso de colorante; 
- Lavar con agua destilada; 
- Colocar entre porta y cubreobjetos y observar al microscopio. 
Nota: la coloración de Safranina-Fast Green es de tipo permanente y más 
apropiada para preparados definitivos que se desean conservar largo tiempo. 
Los cortes se someten a deshidratación creciente hasta eliminar toda el agua. 
Montaje del preparado: para observación rápida u obtención de foto-
micrografías en el momento, los cortes coloreados se colocan entre porta y 
cubreobjetos con unas gotas de agua o de glicerina diluida.Si se quiere 
conservar el preparado por un tiempo se monta en gelatina glicerinada, medio 
soluble en agua y que se conserva sólido en tubos de ensayo. Se funde al 
momento de usarlo. 
Para los preparados definitivos, coloreados con Safranina-Fast Green, se utiliza 
como medio de montaje Bálsamo de Canadá que puede ser natural o sintético 
y es soluble en xilol. 
 
Técnicas o Reacciones histoquímicas 
Se utilizan reactivos para detectar y caracterizar sustancias que forman parte 
de los contenidos celulares. Estas reacciones se practican generalmente sobre 
el material en polvo, pero algunas también pueden realizarse sobre cortes 
histológicos o sobre disociados. Las reacciones más usuales son las 
siguientes: 
- Caracterización de almidón: el almidón tratado con una solución yodo-
iodurada (Lugol), se tiñe de color azul violáceo a casi negro por la formación de 
un compuesto de inclusión entre el yodo y las moléculas de amilasa (Fig. 41). 
La solución de Lugol se prepara con 5 g de yodo, 10 g de ioduro de potasio y 
agua destilada c.s.p. 100 ml, y se diluye convenientemente (1:2, 1:3). 
 
 37 
Técnica: se coloca una porción del material en polvo sobre un portaobjetos, se 
agregan 2-3 gotas de solución de Lugol, se coloca 
el cubreobjetos y se observa al microscopio. Los 
granos de almidón tomarán una coloración azul 
violácea intensa. Esta reacción, además, se puede 
realizar sobre cortes que conservan el contenido 
celular, pero no se practica sobre disociados ya 
que con esta técnica se desnaturaliza el almidón 
(pierden su estructura granular). 
- Caracterización de inulina: la inulina tratada con cristales de timol en medio 
de ácido sulfúrico concentrado da una coloración roja. 
Técnica: sobre un portaobjetos se coloca una porción del material en polvo, se 
agregan unos cristales de timol y unas gotas de H2SO4 cc. Se puede realizar 
también sobre cortes delgados del material. 
- Caracterización de aleurona: las proteínas constituyentes de la aleurona se 
tiñen de amarillo en presencia de una solución de ácido pícrico. 
Técnica: sobre un portaobjetos se coloca una porción del material en polvo, se 
cubre con unas gotas de solución de ácido pícrico al 1%. Se coloca el 
cubreobjetos y se observa al microscopio. Se realiza también sobre cortes 
delgados del material. 
- Caracterización de lípidos: los compuestos lipídicos se colorean de rojo con 
el reactivo Sudan III, que es una solución saturada de Sudan III en alcohol 90º. 
Técnica: sobre un portaobjetos se coloca una porción del material en polvo, se 
cubre con unas gotas de solución de Sudan III. Se deja actuar durante 2-3 min. 
Se elimina el exceso de reactivo, se lava con alcohol 70º, se coloca el 
cubreobjetos y se observa. Los lípidos aparecen como gotas de color rojo. Se 
puede realizar también sobre cortes del material. 
- Caracterización de taninos: los taninos dan 
coloración parda a negra si se tratan con una 
solución de tricloruro férrico al 5% (Fig. 42). 
 
Figura 41. Reacción de Lugol 
positiva 
Figura 42. Caracterización de taninos en hoja 
 
 38 
Técnica: una porción del material en polvo se coloca sobre un portaobjetos y se 
cubre con la solución de tricloruro férrico. Se coloca el cubreobjetos y se 
observa. Se realiza también sobre cortes histológicos. 
- Caracterización de cristales de oxalato de calcio (cristales verdaderos) y 
de CaCO3 (cistolitos): por tratamiento con HCl diluido, ambos tipos de 
compuestos cristalinos se disuelven, pero las concreciones de CaCO3 
desprenden CO2 y se observa la formación inmediata de burbujas, mientras los 
de oxalato de calcio no producen desprendimiento gaseoso. Esta reacción, 
además de caracterizar a los cristales, diferencia su composición química. 
Técnica: una porción del material en polvo se coloca sobre un portaobjetos y se 
agregan unas gotas de HCl 2N. Se coloca el cubreobjetos y se observa. La 
aparición inmediata de burbujas indica la presencia de CaCO3; la disolución sin 
burbujeo indica la presencia de oxalato de calcio. Se puede realizar también 
sobre cortes histológicos y disociados leves (Fig. 43). 
 
 
 
 
 
 
Figura 43. Cristales de oxalato de calcio. A: antes de agregar HCl; B: después de HCl 
- Caracterización de sílice: las células con sílice adquieren refringencia 
cuando son tratadas con fenol y la sílice toma color rosado, mientras que el 
resto del tejido se vuelve transparente. 
Técnica: sobre un portaobjetos se coloca una porción del material en polvo, se 
cubre con unas gotas de fenol líquido, se coloca el cubreobjetos y se observa. 
Se realiza también sobre cortes histológicos. 
- Caracterización de lignina: la lignina se tiñe de color rojo al ser tratada con 
floroglucinol en presencia de HCl concentrado. 
Técnica: sobre un portaobjetos se coloca una porción del material en polvo y se 
cubre con una solución de floroglucinol al 1% en alcohol 96º. Se coloca luego 
una gota de HCl cc y se observa. La aparición de células teñidas de rojo indica 
la presencia de lignina en su pared celular. 
A B 
 
 39 
Medición de elementos o Micrometría 
Esta técnica está contemplada ya que en las Farmacopeas se indica el tamaño 
de algunos elementos (granos de almidón, cristales, fibras, etc.). Para realizar 
la medición se emplean micrómetros. Hay dos tipos: 
Micrómetro objetivo: consiste en un portaobjetos con una escala graduada 
que, por lo general, mide 1 ó 2 mm y está dividida en 100 o 200 partes iguales, 
o sea que a cada división le corresponden 10 μm (1 mm = 1000 μm) (Fig. 44). 
Micrómetro ocular: es un ocular que posee una escala graduada y que se 
puede intercambiar con el/los oculares del microscopio (Fig. 45). Esta escala 
debe calibrarse con el micrómetro objetivo para cada aumento del microscopio. 
 
 
 
 
 
 
 
Calibración del micrómetro ocular y medición 
- Colocar sobre la platina del microscopio el micrómetro objetivo con la escala 
graduada calibrada. 
 
 
 
 
 
- Retirar el ocular o uno de los oculares del microscopio y reemplazarlo por el 
micrómetro ocular, que contiene la escala que se desea calibrar. 
- Hacer coincidir los ceros de ambas escalas. 
- Observar qué división del micrómetro ocular se corresponde exactamente con 
alguna división del micrómetro objetivo. 
Figura 44. Micrómetro objetivo Figura 45. Micrómetro ocular 
 
 40 
- Retirar el micrómetro objetivo y calcular a cuántos micrones corresponde cada 
división de la escala del micrómetro ocular. Se obtiene un número cuyas 
dimensiones son μm/división. 
- Repetir el procedimiento para cada aumento (5x, 10x, 20x, 40x, etc.). 
- Para la medición, se coloca sobre la platina el preparado cuyos elementos se 
quieren medir. 
- Se hace coincidir exactamente un extremo del elemento a medir con el cero 
de la escala del micrómetro ocular que fue calibrada anteriormente. 
- Se determina cuántas divisiones de esa escala abarca el elemento. 
- La medida del elemento se calcula multiplicando el número de divisiones que 
abarca por el valor en micrones que corresponde a cada división. 
Ejemplo: 
Se determina que la división 20 del micrómetro objetivo se corresponde con la 
división 15 del micrómetro ocular. Con ese micrómetro ocular se mide un 
elemento que abarca 11 divisiones (Fig. 46). 
200 divisiones del micrómetro objetivo son 2000 μm (1 mm = 1000 μm), por lo 
que 20 divisiones corresponden a 200 μm. 
Las 15 divisiones del micrómetro ocular también miden 200 μm, por lo que 
cada división mide 13,3 (200 / 15). 
Si el elemento abarca 11 divisiones, su medida será 13,3 x 11 = 146,3 μm 
 
 
 
 
 
 
Figura 46. Micrometría de un elemento vegetal 
Técnicas específicas 
a) Observación con luz polarizada 
Es la observación en un microscopio de campo claro al cual se le adicionan 
filtros que modifican la luz. 
 
 41 
Con la luz polarizada, el almidón forma una cruz de extinción o “cruz de Malta”, 
debido a que es una estructuracristalina muy ordenada y la luz se refracta en 
dos direcciones. La inulina cristalizada, también presenta la cruz de extinción 
observada con luz polarizada. Los cristales de oxalato de calcio, por ser 
altamente refringentes, aparecen brillantes bajo la luz polarizada. Sin embargo, 
la sílice y las concreciones de CaCO3 no brillan con luz polarizada. 
b) Técnica de Metcalfe 
Es un procedimiento para la obtención y observación de epidermis foliar por el 
método de “raspado”. No se puede realizar en cualquier tipo de hoja sino en las 
que tengan cierta consistencia (coriáceas, carnosas, etc.). Es útil para estudiar 
detalles de la epidermis como la forma de las células epidérmicas, tipo de 
estomas y de células anexas y otras modificaciones epidérmicas. También es 
útil para calcular la densidad de estomas y el índice de estomas. 
Técnica: 
- Colocar sobre un portaobjetos un trozo de hoja con la epidermis que se desea 
estudiar hacia abajo. 
- Raspar suavemente la superficie con una hoja de afeitar. 
- Colocar sobre ella unas gotas de solución concentrada de hipoclorito de sodio 
y dejar actuar durante 15 minutos. 
- Raspar nuevamente la epidermis y el mesófilo con suavidad hasta acercarse 
lo más posible hasta la epidermis que se quiere ver. Eliminar con mucho 
cuidado el resto de mesófilo que pueda quedar. 
- Lavar varias veces con agua usando un gotero, agregar 2-3 gotas de 
amoníaco y por último agua destilada. 
- El preparado se puede colorear y montar con algún medio o montar sin color. 
Nota: el raspado se realiza siempre sobre los tejidos que no interesan estudiar. 
- Cálculo del Índice de estomas: se realiza sobre fragmentos de hojas y se 
define como: “el número de estomas por cada 100 células epidérmicas en un 
área fija”. 
 
 
 
IE = Estomas / (Cél. epidérmicas + estomas) x 100 
 
 
 42 
Técnica: se requiere del empleo de un ocular de dibujo o de una cámara clara 
que se adosan al microscopio. Con ella se delimita un área de 2 mm de lado 
con la ayuda de un micrómetro objetivo. El área se dibuja en una hoja de papel 
colocada delante de la base del microscopio. 
El preparado con el fragmento de hoja tratado con la técnica de Metcalfe se 
coloca en la platina del microscopio y se observa con el objetivo de 40x. Se 
reemplaza uno de los oculares por el ocular de dibujo y se observa a través de 
él. En la hoja de papel se verá la imagen reflejada del preparado. Se cuentan y 
se marcan con un lápiz las células epidérmicas y los estomas que aparecen en 
esa área. Se deben efectuar 10 mediciones como mínimo cambiando las áreas 
de observación y luego se calcula el promedio (Fig. 47). 
Nota: este cálculo se puede realizar también en el material diafanizado. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 47. Cálculo de Índice de estomas 
c) Diafanización 
Consiste en hacer que el material en estudio se vuelva transparente para 
realizar ciertos estudios o determinar índices. Se emplea en hojas y en flores. 
Para los estudios del tipo de venación o nerviación foliar la hoja debe estar 
entera. Para determinar índices se pueden usar fragmentos de hojas. Se 
utilizan reactivos diafanizantes que dejan el material en condiciones tales que, 
a través de ellos, pueda pasar la luz. Los más usados son el hidrato de cloral y 
el hidróxido de sodio, ambos en solución acuosa. 
Técnica: 
- Colocar el material en un vaso de precipitado con alcohol 96º y llevar a 
ebullición en plancha calefactora durante 10 min. 
 
 43 
- Pasar a una mezcla de alcohol 96º e hidróxido de sodio al 5 % en partes 
iguales, y llevar a ebullición durante 5-10 min. 
- Hacer varios lavados hasta que el agua quede limpia. 
- Pasar el material a agua destilada y realizar 2 cambios. 
- Introducir en una solución de hipoclorito de sodio al 50 % y dejar hasta que se 
torne transparente. El tiempo depende del material y debe controlarse. 
- Pasar a agua destilada y hacer 5 cambios de 3 minutos cada uno. 
- Colocar en hidrato de cloral (5 g en 2 ml de agua destilada) durante 5-10 min. 
para quitar la opacidad. El material queda listo para observar o bien, se puede 
colorear (generalmente con safranina) y hacer un montaje definitivo. 
- Cálculo del Índice de empalizada: se define como “el número de células del 
clorénquima en empalizada cubiertas por una sola célula epidérmica”. 
 
 
Técnica: con el ocular de dibujo se sigue el mismo procedimiento que para el 
índice de estomas: se delimita un área de 2 mm en una hoja de papel colocada 
en la base del microscopio; el preparado con la hoja diafanizada se coloca en 
la platina y se observa con el objetivo de 40x. En la hoja de papel se reflejará la 
imagen, entonces se dibujan 4 células epidérmicas que estén juntas, se mueve 
el tornillo micrométrico y se enfoca las células en empalizada que están debajo 
de la epidermis. Se dibujan las que quepan bajo las 4 células epidérmicas ya 
marcadas. Se cuentan las células en empalizada y se realiza el cálculo. Se 
deben efectuar 10 mediciones como mínimo y luego se obtiene el promedio 
(Fig. 48). 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 48. Cálculo de Índice de empalizada 
I. Emp. = Nº cél. emp. / 4 
 
 44 
- Cálculo del Índice de islotes venosos: se define como “el número de islotes 
celulares encerrados por las nervaduras de una hoja en un área fija”. 
 
 
Técnica: con el ocular de dibujo y el micrómetro objetivo, se delimita un área de 
1 mm de lado en una hoja de papel colocada en la base del microscopio. El 
preparado con la hoja diafanizada se coloca en la platina y se observa con el 
objetivo de menor aumento (5x). 
Se marcan los islotes venosos que 
aparecen dentro del área, tanto 
los islotes grandes, medianos y 
pequeños. Se efectúan 10 
mediciones como mínimo y se 
calcula el promedio (Fig. 49). 
 
 Figura 49. Cálculo de Índice de islotes venosos 
- Estudios de venación o nerviación foliar: para este estudio el diafanizado 
debe ser de una hoja entera, para analizar toda la lámina foliar. Se observa en 
el menor aumento (5x) y se realiza el esquema con un ocular de dibujo (Fig. 
50). Otra variante es observar en lupa y fotografiar el preparado con cámara 
digital (Fig. 51). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
I. IV= Nº islotes venosos/ mm
2 
Figura 50. Esquema de hoja 
diafanizada 
Figura 51. Fotografía de hoja 
diafanizada 
 
 45 
UNIDAD 3 
ORGANOGRAFÍA 
OBJETIVO: Reconocer las diferentes estructuras internas de los órganos 
vegetales: los tejidos, su disposición y las características de cada uno. 
Introducción a la sistemática de las plantas superiores 
La mayoría de las plantas medicinales corresponden a las plantas superiores. 
Una planta superior es aquélla que presenta sus órganos bien diferenciados y 
que se propaga por semillas encerradas en frutos. Estas características 
corresponden a la División Magnoliófita (ex Angiospermas). Dentro de esta 
División se pueden distinguir dos grandes grupos: Clase Dicotiledóneas y 
Clase Monocotiledóneas. Las Dicotiledóneas poseen dos cotiledones en sus 
semillas, hojas generalmente retinervadas, y piezas florales en número de 4-5 
ó múltiplos de ellos. Pueden ser hierbas, arbustos o árboles (Ej.: margarita, 
rosa, tilo). Las Monocotiledóneas poseen un solo cotiledón en sus semillas, 
hojas con nervaduras paralelas y piezas florales de a tres o múltiplo de tres. 
Son, en su gran mayoría, hierbas o plantas herbáceas (Ej.: cereales, pastos, 
orquídeas, tulipán). Existen otras plantas que se propagan por semillas pero no 
poseen verdaderas flores y no forman frutos. Corresponden a la División 
Pinófitas (ex Gimnospermas). Se trata de árboles o plantas leñosas (Ej.: pino, 
abeto, araucaria, ciprés, ginkgo). 
 
Conceptos de Organografía Vegetal 
Se considera que las plantas superiores poseen dos sistemas de órganos: 
- sistema vegetativo: constituido por la raíz, el tallo y las hojas 
- sistema reproductor:constituido por las flores (que son un conjunto de 
órganos), frutos y semillas. 
La raíz y el tallo pueden presentar una estructura primaria o herbácea, como 
producto de la actividad de los tejidos meristemáticos primarios, o bien una 
estructura secundaria o leñosa, producto de la actividad de los tejidos 
meristemáticos secundarios. Las hojas y las flores siempre tienen estructura 1ª. 
 
 
 
 
 46 
SISTEMA VEGETATIVO: LA RAÍZ 
La raíz es un órgano generalmente subterráneo (existen raíces acuáticas y 
también aéreas), cuyas funciones principales son: 
- Fijación o anclaje de la planta al suelo 
- Absorción de agua y sales minerales 
Morfología externa (Fig. 52) 
- cuello o nudo vital: zona de transición entre la raíz y el tallo (nv); 
- zona de ramificación: pueden aparecer raíces laterales (zr); 
- zona de absorción o pilífera: con pelos absorbentes (za); 
- zona de crecimiento longitudinal: la raíz se elonga (zcl); 
- zona meristemática apical: con células en división (zm); 
- caliptra, cofia o pilorriza: protege al meristema apical (c) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 52. Morfología externa de la raíz 
Tipos de raíces según su origen: las raíces pueden originarse en la radícula 
del embrión, como sucede en la mayoría de las Dicotiledóneas y las Pinófitas, o 
bien se desarrollan a partir de células no embrionarias (raíces adventicias), 
como en la mayoría de las Monocotiledóneas. 
Tipos de raíces según su forma: en general, las Dicotiledóneas poseen una 
raíz central desarrollada a partir de la cual se originan raíces laterales: raíz 
pivotante (a) (Ej.: quina, zanahoria). Las Monocotiledóneas presentan muchas 
raíces, del mismo grosor y longitud: raíces fibrosas o fasciculadas (b) (Ej.: 
c 
za 
zcl 
zm 
zr 
nv 
 
 47 
trigo, maíz). Cuando las raíces se engrosan y acumulan materiales de reserva 
se llaman tuberosas (c) (Ej.: batata, jalapa) (Fig. 53). 
 
 
 
 
 
 
 
Morfología interna de la raíz 
Comprende todos los tejidos que la constituyen en su estructura 1ª y 2ª. 
Estructura primaria (Fig. 54) 
En sección transversal (transcorte), una raíz presenta los siguientes tejidos: 
- rizodermis (r) 
- exodermis (ex) 
- parénquima cortical (pc) 
- endodermis (en) 
- periciclo (p) 
- floema 1º, en cordones (fl) 
- xilema 1º, en cordones (x) 
- médula (m) 
 
 
 
La exodermis, el parénquima cortical y la endodermis constituyen la corteza 
primaria (cp). El periciclo, el floema, el xilema y la médula forman el cilindro 
central (cc). 
Rizodermis: está constituida por una sola capa de células que cumplen la 
función de protección. Posee o no una cutícula delgada. Carece de estomas y 
de tricomas. Presenta pelos absorbentes en una zona limitada. Por lo general, 
la rizodermis es caduca. 
a b c 
Figura 53. Tipos de raíces: a. pivotante; b. fibrosa; c. tuberosa 
 
r 
pc 
m 
en 
p 
fl 
x 
ex 
cp 
cc 
Figura 54. Esquema de raíz primaria 
primaria 
 
 
 48 
Exodermis: consta de varias capas de células suberificadas. Se transforma en 
el tejido protector de la raíz cuando la rizodermis no existe. 
Parénquima cortical: en la mayoría de las raíces, es la zona más 
desarrollada, con varias capas de células. Su función es acumular sustancias 
de reserva, principalmente almidón. En algunas plantas de la familia 
Asteraceae, las raíces acumulan inulina en lugar de almidón (Ej.: achicoria, 
diente de león). 
Endodermis: está formada por un solo estrato de células. Presentan 
engrosamientos en sus paredes radiales, conocidos como banda de Caspary. 
La endodermis tiene como función la regulación de la absorción de agua y de 
sales. 
Periciclo: consta de una sola capa de células muy pequeñas y de paredes muy 
delgadas. A partir de esta capa se originan las ramificaciones laterales de la 
raíz. Origina también el felógeno, tejido meristemático secundario responsable 
del crecimiento en grosor en la estructura secundaria. 
Floema y xilema: son los tejidos conductores y, en la estructura primaria, se 
disponen en cordones alternados. Esta disposición de los tejidos 
conductores es característica de la raíz primaria. Las raíces de 
Monocotiledóneas presentan mayor número de cordones de floema y xilema 
que las de Dicotiledóneas. 
Médula: está constituida por un parénquima de reserva y delimitada por los 
cordones de floema y xilema. En algunos casos, el xilema se expande y ocupa 
toda la porción central de la raíz, y no se encuentra médula. 
 
Estructura secundaria (Fig. 55) 
Las raíces de Monocotiledóneas no presentan desarrollo secundario, mientras 
que las de Dicotiledóneas pueden desarrollar una estructura secundaria. Esto 
se debe a la actividad de los tejidos meristemáticos secundarios (cambium y 
felógeno). El cambium aparece entre los cordones de floema y xilema y con un 
contorno sinuoso. Con el tiempo, y a medida que crece, se vuelve circular. Es 
el responsable de la formación de floema y xilema secundarios. El felógeno, 
como ya vimos, se origina en el nivel del periciclo y forma los tejidos de 
protección secundarios. 
Por lo tanto, en un transcorte de una estructura secundaria de raíz se distingue: 
 
 49 
- peridermis (per) 
- floema 2º (f2) y xilema 2º (x2), 
 en haces vasculares (hv) 
- cambium o zona cambial (c) 
- radios medulares (rm) 
- médula (m) 
 
 
 
 
 
 
Peridermis: está constituida por súber, felógeno y felodermis. El tejido más 
notorio es el súber, constituido por varias capas de células. El felógeno consta 
de una sola capa y la felodermis de varias capas de células de tipo 
parenquimático. 
Floema y xilema secundarios: su disposición ya no es en cordones, sino en 
haces vasculares. Cuando el floema se dispone de un lado y el xilema hacia 
el otro lado, constituyen un haz vascular colateral. Como además, entre 
floema y xilema se encuentra el cambium, el haz vascular es abierto. Si la raíz 
aún no es muy vieja, se pueden distinguir los cordones de xilema primario. 
Cambium: ubicado entre floema y xilema secundarios. Consta de células muy 
delgadas, en activa división y que pueden abarcar varias capas, por eso se 
habla de “zona cambial”. 
Radios medulares: son hileras de células parenquimáticas que dividen entre sí 
los haces vasculares. En el nivel del floema se llaman radios floemáticos, y 
en el xilema, radios xilemáticos. 
Médula: queda delimitada por los haces vasculares y consta de células de tipo 
parenquimático. A medida que la raíz envejece puede ser reemplazada por el 
xilema y volverse indistinguible. 
La estructura anatómica de las raíces de Dicotiledóneas y de 
Monocotiledóneas no muestra diferencias marcadas, salvo el número de 
cordones floemáticos y xilemáticos (más numerosos en Monocotiledóneas). 
 
Figura 55. Esquema de raíz secundaria 
 
 50 
La mayoría de las raíces medicinales presentan una estructura secundaria. Las 
raíces medicinales con estructura primaria son muy pocas, por ejemplo: 
“zarzaparrilla blanca” (Smilax campestris – Smilacaceae-, y raicillas que 
acompañan rizomas: “hidrastis” (Hydrastis canadensis L. – Ranunculaceae-). 
 
CONTROL DE CALIDAD DE RAÍCES 
Las etapas para realizar un control de calidad en una muestra de raíces son: 
 Descripción de la morfología externa: forma de presentación (trozos 
irregulares, rodajas, canutos, polvo); marcas externas o de superficie. 
 Descripción de caracteres organolépticos: color, olor, sabor. 
 Detalle del tipo de fractura: completa, incompleta, fibrosa, harinosa. 
 Observación microscópica: las técnicas a emplear se deben adecuar al 
tipo de material y a la forma de presentación (ver capítulo de técnicas). 
Puede emplearse: raspado/reducción a polvo, para observar almidones, 
elementos de conducción y realizar reacciones histoquímicas; disociados, 
generalmente leves; corte y coloración, para ver la disposición de los 
tejidos; micrometría, para la medición de elementos. 
Ejemplos de raíces medicinales 
Nombre vulgar