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Clasificación taxonómica de microalgas presentes en un 
consorcio microbiológico que biorremedia el efluente 
de una planta de sacrificio de bovinos y porcinos 
 
 
 
 
 
 
 
 
por 
 
Stefany Ayala Montaño 
 
 
 
 
 
 
 
 
Un trabajo de grado presentado en cumplimiento parcial para el título 
de 
Microbióloga 
 
 
 
Facultad de Ciencias 
Departamento de Ciencias Biológicas 
 
 
 
 
 
Noviembre 2015 
 
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Declaración de autoría 
 
 
Yo, STEFANY AYALA MONTAÑO, declaro que este trabajo de grado titulado, ‘CLASIFICACIÓN 
TAXONÓMICA DE LAS MICROALGAS UTILIZADAS PARA BIORREMEDIAR UN EFLUENTE 
PROVENIENTE DE UNA PLANTA DE SACRIFICIO DE BOVINOS Y PORCINOS’ es de mi 
autoría. Yo confirmo que: 
 
 
 El trabajo es original, es decir, de producción total intelectual propia. 
 
 Inédito, es decir, que no ha sido publicado ni aceptado en otra publicación. 
 
 Los datos y textos tomados de documentos publicados y no publicados de otros 
 autores están debidamente citados e indicados en la bibliografía al final del 
 documento, de acuerdo con las normas APA. 
 
 
Firma: 
 
 
 
Fecha: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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“Si al franquear una montaña en la dirección de una estrella, el viajero se deja absorber 
demasiado por los problemas de la escalada, se arriesga a olvidar cuál es la estrella que lo guía.” 
 
 
ANTOINE DE SAINT-EXUPERY 
 
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UNIVERSIDAD DE LOS ANDES 
 
 
Facultad de Ciencias 
Departamento de Ciencias Biológicas 
 
 
Título de Microbióloga por 
Stefany Ayala Montaño 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Agradecimientos 
 
 
A Dios y mis padres por ser la luz de mi camino. A mi esposo por ser mi mejor maestro y a mi 
hija por ser fuente de inspiración. . . 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Contenidos 
 
Resumen 
 
Introducción 
 
2.1 Características de las microalgas 
	 
2.1.2 Clasificación filogenética de las microalgas 
	
2.2 Características de las cianobacterias 
	
2.3 Aplicaciones biotecnológicas de las microalgas 
 
2.3.1 Producción de biocombustibles 
	 
2.3.2 Producción de suplementos vitamínicos y nutraceúticos 
	 
2.3.3 Producción de cosméticos 
	 
2.3.4 Producción de químicos y de alimentación para animales 
	 
2.3.5 Biorremediación de aguas contaminadas 
	
2.4 Ficorremediación 
 
2.4.1 Ficorremediación en laboratorio: medios de cultivo 
	
2.5 Proceso de ficorremediación en Biotecnología y Bioingeniería Core S.A. 
	 
Objetivos 
 
3.1 Objetivo general 
	
3.2 Objetivos específicos 
 
Metodología 
 
4.1 Caracterización fisicoquímica del efluente 
	
4.2 Recolección de muestras 
	
4.3 Cultivo de las muestras recibidas 
	
4.4 Identificación por clave taxonómica 
	
4.5 Cálculo índice de Biodiversidad diatomeas (IBD) e índice de 
polusensibilidad específica (IPS) 
					 
Resultados 
 
5.1 Identificación por clave taxonómica 
	 
5.1.2 Consorcio microalgal antes de la ficorremediación 
	 
5.1.3 Consorcio microalgal durante la ficorremediación 
	
5.2 Parámetros fisicoquímicos 
	
5.3 Índices fisicoquímicos calidad del agua (ICA) 
	
5.4 Índices biológicos calidad del agua (IBD, IPS) 
 
Discusión 
 
Conclusiones 
 
Bibliografía 
 
 Anexos 
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Lista de claves taxonómicas (Género) 
 
Limnothrix 	 	 	 	
	Gloeothece, Synechocystis, Synechococcus, Pseudoanabaena 	 	 	 	
	Chroococcus, Borzia, Arthrospira, Oscillatoria 	 	 	 	
	Phormidium, Microcoleus 	 	 	 	
	Desmodesmus, Scenedesmus, Chlorococcum 	 	 	 	
	Oocystis, Chlorella , Asterococcus 	 	 	 	
	Coelastrum , Westella 	 	 	 	
	Golenkinia, Raphidonema, Stichococcus, Microspora 	 	 	 	
	Micractinium, Glaucocystis 	 	 	 	
	Gloeococcus, Radiococcus 	 	 	 	
	Gloeomonas, Chloromonas, Chlamydomonas 	 	 	 	
	Dinematomonas 	 	 	 	
	Closterium 	 	 	 	
	Lutherella, Raphidiella 	 	 	 	
	Navicula, Gomphonema, Hantzschia 	 	 	 	
	Fragilaria, Nitzschia, Achanthidium 	 	 	 	
	Amphora, Synedra, Pinnularia 	 	 	 	
	 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Resumen 
 
 
Las microalgas son microorganismos eucariotas unicelulares o multicelulares, autótrofos, 
heterótrofos o mixotróficos (Ruiz, 2013), que tienen la capacidad de usar químicos residuales y 
metales pesados como recurso energético; así como de tolerar compuestos altamente tóxicos 
provenientes de diversas fuentes como la industria textil, la cual genera el 15% de la 
contaminación del agua y el sector ganadero y agrícola, los cuales son responsables del 85% de 
la contaminación de los cuerpos acuáticos (Abdel-Roauf et al., 2012). La ficorremediación es 
una estrategia de biorremediación de contaminantes que hace uso de algas y microalgas para su 
remoción, disminución y/o biotransformación (Olguín, 2009). En este estudio se identificó por 
medio de la clave taxonómica Bicudo y Menezes, 2006, las microalgas presentes en el 
consorcio microalgal que ficorremedió el efluente de CAMAGUEY (planta de sacrificio de 
bovinos y porcinos en el municipio de Galapa Atlántico), en el contexto de una prueba piloto 
cuya duración fue de seis meses y que manejó un volumen de 17000 litros y un tiempo de 
retención hidráulico de 4 horas. Así mismo, fueron identificadas por medio de las claves 
taxonómicas Spaulding, Lubinski y Potapova, 2010; Wehr & Sheath, 2003, las diatomeas 
observadas durante la ficorremediación. 
 
Antes de la ficorremediación, fueron identificadas 30 microalgas: 18 a nivel de especie, 12 a 
nivel de género, de las cuales el 46.6% también fueron identificadas en el consorcio microalgal 
durante la ficorremediación: Microcoleus subtorulosus, Oscillatoria sp., Synechococcus sp., 
Chroococcus sp., Scenedesmus sp., Desmodesmus sp., Gloeococcus sp., Chlorococcum sp., 
Oocystis sp., Chlorella sp., Scenedesmus acuminatus, Neospongiococcum irregulare, 
Chlorococcum humícola e Interfillum paradoxum. Durante la ficorrmediación fueron 
identificadas 13 especies de microalgas que no se encontraron presentes antes del proceso de 
biorremediación y 17 diatomeas penadas: Hantzschia amphyoxys, Fragilaria capucina, 
Tibetiella pulchra, Amphora, Fragilaria vaucheriae, Kobayasiella micropunctata, 
Achnanthidium minutissimum, Nitzschia communis, Navicula gregaria, Nitzschia dissipata, 
Tabularia fasciculata, Gomphonema parvulum, Nitzschia amphibia, Synedra famelica, Synedra 
acus, Pinnularia nodosa, muy importantes para el análisis biológico de la calidad del agua. 
 
Se analizaron los resultados encontrados con base en índices de calidad de agua: físicoquímicos 
(ICA) y biológicos (IBD, IPS). Con éstos se encontró que el efluente ingresó al tratamiento de 
ficorremediación con agua de calidad pobre y salió ficorremediado con agua de buena calidad; 
y que adicionalmente cumplió con la normativa establecida en la resolución 0631 del 2015. Lo 
anterior, nos indica que el proceso de ficorremediación del efluente proveniente de 
CAMAGUEY, tuvo excelentes resultados en la remoción de los contaminantes allí presentes 
gracias a los mecanismos biológicos de absorción y adsorción que tienen las microalgas y 
diatomeas presentes en el consorcio microalgal. Para futuros estudios se sugiere la 
implementación de técnicas moleculares que permitan confirmar la identificación realizada y 
complementar el estudio con análisis metagenómicos que permitirán tener una aproximación 
más exacta de este consorcio microbiológico. 
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Introducción 
 
2.1 Características de las microalgas 
 
 
Las microalgas son microorganismos eucariotas unicelulares o multicelulares, autótrofos, 
heterótrofos o mixotróficos con presencia de flagelo o ausencia de éste durante alguna etapa de 
su ciclo de vida(Ruiz, 2013). Se caracterizan por suplir la demanda energética diaria mediante 
la recepción de energía lumínica en un régimen de fotoperiodos de luz y oscuridad. Durante la 
fase lumínica producen ATP y NADPH, en cambio en ausencia de luz sintetizan moléculas 
esenciales para el crecimiento (Al-Qasmi, Raut, Talebi, Al-Rajhi, & Al-Barwani, 2012). Su 
tamaño varía entre 1μm y 2 mm de diámetro y se encuentran ampliamente distribuidas en los 
diversos ecosistemas acuáticos (Gualtieri, 2001). Su diversidad es tan grande que se calculan la 
existencia de más de 100.000 especies, de las cuales 40.000 han sido identificadas (Castellanos, 
2012). 
Estos organismos conocidos como productores primarios son de gran importancia tanto en 
ambientes acuáticos como terrestres. En los ecosistemas acuáticos existen dos grandes grupos 
de algas: algas planctónicas que se encuentran flotando en el agua, y las algas bentónicas las 
cuales se sedimentan y se adhieren firmemente a rocas en ambientes de agua dulce y corales en 
ambientes marinos (Bellinger & Sigee, 2010). La cantidad de las microalgas en los diferentes 
ambientes acuáticos determina la cantidad de peces y crustáceos (principalmente) que se 
estarían alimentando de estos recursos energéticos. Por ende, una disminución en la diversidad 
y abundancia de estos organismos se encuentra directamente relacionado con un descenso en la 
población de organismos acuáticos vertebrados e invertebrados (Aquatic Biologist, 2015). 
Factores ambientales como la calidad e intensidad de luz, pH, nutrientes disponibles y 
temperatura afectan la fotosíntesis, el metabolismo y por último la producción de biomasa 
(Ruiz, 2013). Al igual que las plantas, el aparato fotosintético de las microalgas se organiza en 
organelos especializados llamados cloroplastos. Éstos están compuestos por una fase acuosa, 
membranas lipoprotéicas (tilacoides) y pigmentos captadores de luz (Ruiz, 2013). Estos 
organismos poseen pigmentos fotosintéticos primarios como la clorofila a, otros pigmentos 
como los Beta-caroteno y fucoxantina (carotenoides), así como pigmentos accesorios: 
ficocianina y ficoeritrina (Martínez-Silva, 2010). De acuerdo a la presencia o ausencia de 
pigmentos, las microalgas pueden ser clasificadas en tres grandes grupos: aquellos que 
presentan clorofila a y b (algas verdes/Chlorophytes), clorofila a y ficobilinas (algas 
rojas/Rhodophytes), clorofila a y c (algas pardas-amarillas/Chromophytes), éstas últimas al ser 
un grupo polifilético se encuentra subdividido en cuatro taxones: Haptophytas, Dinoflagelados, 
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Criptophytas y algas heterocontas o Xanthophytas (Ben Ali et al., 2001) 
 
 
Tabla 1. Clasificación de las microalgas de acuerdo a la presencia de pigmentos. *También 
presenta ficobilinas como pigmentos accesorios 
 
 
 
El transporte de electrones permite reducir a NAD(P)+ en NADP(H)+ a partir de la 
ferredoxina, permitiendo la formación de azúcares a partir de la asimilación de los nutrientes 
disponibles, y de esta forma la obtención de la energía (Ruiz, 2013). En la búsqueda de 
recursos energéticos lumínicos, el organelo conocido como estigma le permite a las microalgas 
poder detectar intensidades de luz (incluso si éstas son bajas), para poder generar fototáxis 
mediante la transmición de la información a las diferentes estructuras encargadas de la 
locomoción (Gualtieri, 2001). En fuentes de energía diferente a la lumínica, se conoce que las 
microalgas necesitan tres macronutrientes esenciales para llevar a cabo procesos celulares y 
metabólicos: Nitrógeno, Fósforo y Potasio; así como nutrientes en cantidades suficientes como 
el Oxígeno, Hidrógeno, Calcio, Azufre y Magnesio. Adicionalmente algunas de ellas requieren 
micronutrientes como Hierro, Manganeso, Cobre, Molibdeno y Cobalto que actúan como 
cofactores de enzimas involucradas en los diferentes procesos celulares (Martínez-Silva, 2010). 
 
2.1.2 Clasificación filogenética de las microalgas 
 
Existen tres aproximaciones distintas de clasificar a las microalgas: métodos artificiales, 
naturales y filogenéticos. El primero de ellos hace referencia a un sistema de clasificación en el 
cual se escogen caracteres de forma arbitraria que permita establecer similitudes y 
diferencias entre los microorganismos (Bicudo & Menezes, 2006). En un sistema natural, se 
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tienen en consideración toda la información disponible sobre cada una de las especies a 
clasificar, es decir: morfología, citología, tipos de pigmentos, naturaleza de los productos de 
reserva y pared celular, estructura de los flagelos, proceso de formación del núcleo, 
características del envoltorio del cloroplasto y técnicas moleculares (Martínez-Silva, 2010). 
Desde una aproximación filogenética, se tienen en cuenta los grados de ancestría y de 
descendencia de cada uno de los microorganismos a clasificar mediante la construcción de 
árboles filogenéticos con base en datos morfológicos, así como datos moleculares (Bicudo & 
Menezes, 2006). 
 
En 1995, Hoek, Mann y Jahns proponen la división de las microalgas de acuerdo al tipo de 
estructura en celular en dos grandes grupos. Microalgas con estructura celular procariota: 
Cyanophyta y Prochlorophyta y microalgas con estructura celular eucariota: Chlorophyta, 
Euglenophyta, Rhodophyta, Prymnesiophyta, Cryptophyta y Dinophyta, de acuerdo a la 
clasificación de (Martínez-Silva, 2010). 
 
En el año 2000, Graham and Wilcox usando la clasificación de Hoek, Mann y Jahns, proponen 
una nueva clasificación de las algas en 12 grandes grupos: Cianobacteria, algas rojas, algas 
verdes, Euglénidos, algas verdes-amarillas, Crisófitas, Haptófitas, Sinurófitas, Diatomeas, 
Dinoflagelados, Criptomónadas y algas pardas (Sheath & Wehr, 2003). A partir de ese año, 
diferentes clasificaciones se han propuesto con base en secuencias de ADN, sin embargo aun 
siguen inconclusas las relaciones filogenéticas existentes entre algunos clados (líneas 
punteadas, Figura 1) (Lewis & Mccourt, 2004) 
 
 
Figura 1. Representación filogenética de las relaciones entre los mayores linajes de las algas 
verdes con base en análisis de secuencias de ADN. 
 
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2.2 Características de las cianobacterias 
 
 
Son organismos procariotas cuya morfología es variable, existen desde formas unicelulares 
(cocos y bacilos) hasta organismos filamentosos. Tienen un papel fundamental en el ciclado de 
nutrientes y en el funcionamiento del ecosistema gracias a las estrechas relaciones de simbiosis 
que pueden establecer con organismos invertebrados, plantas, hongos y bacterias. Su origen 
data hace 3500 millones de años a comienzos del precámbrico en donde fueron los organismos 
responsables de la oxigenación del planeta (su contribución fue determinante a la formación de 
especies superiores) (Loza Calvo, 2011). 
 
Las cianobacterias poseen pigmentos fotosintéticos como la clorofila a, carotenoides y las 
ficobilinas (presentes solo en cianobacterias y algunas algas). Éstas últimas están compuestas 
por aloficocianinas o ficocianinas (responsables de concederles el color azul que las 
caracteriza). Son organismos fotosintéticos similares a las microalgas con los mismos 
requerimientos de macronutrientes para el funcionamiento de su sistema metabólico. La fuente 
principal de reserva de carbono de estos organismos es el glucógeno, el cual lo acumulan 
mediante el ciclo oxidativo de las pentosas fosfato en el que interviene la enzima Rubisco 
(esencial para la fijación de carbono inorgánico). La fijación de nitrógeno atmosférico lo 
realizan mediante la enzima nitrogenasa localizada en los heterocistos o incorporándolo a su 
metabolismo en forma de ion amonio. En adición, el fosfato pueden tomarlo tanto en su forma 
orgánica (mediante enzimas fosfatasas) como inorgánica a través del transporte molecular 
activo o pasivo (Loza Calvo, 2011). 
 
 
La mayoría de las cianobacterias presentan una vaina mucilaginosa en su membrana externa, la 
cual está constituida por polisacáridosy representa una ventaja evolutiva contra la desecación, 
además de favorecer la formación de agregados celulares. La adaptación a distintos hábitats se 
debe a la capacidad que tienen estos organismos de diferenciar sus células vegetativas en 
células altamente especializadas. Un ejemplo de ello es la formación de heterocistos en 
ausencia de ion amonio, este tipo de célula les permite fijar con alta eficiencia el nitrógeno 
atmosférico. De la misma forma, pueden dar lugar a la formación de acinetos cuando las 
condiciones ambientales son hostiles, estas estructuras de resistencia les permiten sobrevivir 
largos periodos hasta que las condiciones ambientales favorezcan su germinación. Así mismo la 
formación de hormogonios (estructuras móviles) contribuyen en la dispersión y reproducción 
de estos microorganismos (Loza Calvo, 2011). 
 
Análisis filogenéticos de las secuencias de ADN, revelan que las cianobacterias que tienen la 
facilidad de diferenciar sus células en heterocistos y acinetos, se encuentran agrupadas en un 
grupo monofilético (Figura 2A, IV-V) con un valor de bootstrap del 97% (Tomitani, Knoll, 
Cavanaugh, & Ohno, 2006). 
 
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Figura 2. Relaciones filogenéticas de las cianobacterias a partir de 16S rRNA, secuencia gen cloroplastídico rbcl y 
el gen regulador hetR. Los números romanos indican la subsección de la cyanobacteria. En negrilla se encuentran las 
secuencias obtenidas en el estudio. Construcción árbol NJ y MP con valores de bootstrap (solo los valores mayores 
al 50% son mostrados) (Tomitani et al., 2006) 
 
 
2.3 Aplicaciones biotecnológicas de las microalgas 
 
2.3.1 Producción de biocombustibles 
 
Es por esto que la producción de biocombustibles surge como una alternativa que busca 
reemplazar el combustible fósil, haciendo uso de fuente primaria a las microalgas gracias a que 
estos microorganismos pueden llegar a generar un alto número de biomasa, consecuencia de la 
transformación de la energía solar en compuestos carbonados, la acumulación de lípidos y 
triacilgliceroles que pueden ser transformados en bioetanol, biometanol y biodiesel (Maity, et 
al., 2014). En la actualidad existen políticas públicas y privadas que apoyan su fabricación, se 
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estima que por año se producen 35 millones de litros de biodiesel (Mata, Nio, Martins, & 
Caetano, 2010). 
 
 
2.3.2 Producción de suplementos vitamínicos y nutraceúticos 
 
Además de las propiedades nutricionales que ofrecen los suplementos a base de microalgas, 
existen reportes en los cuales se documentan beneficios directos para el sistema inmune y de 
prevención en enfermedades cardiovasculares, así como patologías asociadas con cáncer. El 
uso de Chlorella, Dunaliella, Haematococcus, Aphanizonmenon y Spirulina presenta gran 
acogida en el mercado mundial debido a la presencia de compuestos como proteínas, grasas, 
carbohidratos, magnesio, beta-caroteno, tiamina, riboflavina, niacina, ácido pantotéico, 
piridoxina, ácido fólico, cobalamina, entre otros (Bishop & Zubeck, 2012). 
 
 
2.3.3 Producción de cosméticos 
 
Las microalgas están siendo usadas para productos cosméticos debido a su alto contenido en 
lípidos, adicionalmente son microorganismos no patogénicos ideales para la producción de 
aceites y biomasa económica en la fabricación de polvos, copos, jabones, sueros de belleza, 
shampoo, cremas anti-envejecimiento, entre otros. Entre los microorganismos más 
destacados se encuentran Chlorella sp., Parachlorella sp., Neochloris sp., Bracteacoccus 
sp., Scenedesmus sp., Anabaenasp., Ankistrodesmus sp., Chlorococcum sp., Schizochytrium 
sp., Spirulina sp., Crypthecodinium sp., Cryptomonadas sp., Isochrysis sp., Rhodococcus sp., 
Nannochloropsis sp. (Oilgae, 2012). 
 
2.3.4 Producción de químicos y de alimentación para animales 
 
La biomasa extraída de los cultivos masivos de microalgas pueden ser empleados como 
fertilizadores orgánicos. Las microalgas están siendo empleadas como materia prima para la 
creación de productos químicos como pigmentos y agentes colorants, así como resinas, 
compuestos isotópicos estables y polihidroxilos alcanolados (Oilgae, 2012). Sumado a esto 
también tienen gran importancia en producción de comida esencial para variadas especies 
marinas (ostras, caracoles, peces pequeños, camarones, rotíferos y zooplancton) y ganados 
bovinos (Benemann, 2013). 
 
2.3.5 Biorremediación de aguas contaminadas 
 
El uso de microalgas permite la remoción de fósforo y nitratos presentes en cuerpos de agua 
contaminada a gran escala. El consumo de estos compuestos inorgánicos como fuente de 
energía, disminuyen la probabilidad de eutroficación del agua en los casos en los cuales la 
concentración de cianobacterias es elevada (Abdel-Roauf et al., 2012). No obstante el 
consorcio que forman las microalgas con las cianobacterias, permiten la remoción de nutrientes 
y metales pesados con alta eficiencia, así como la degradación de petróleo crudo y 
17 
 
benzo[a]pireno. Microalgas reportadas en este tipo de consorcios y que son usadas en diversos 
estudios pertenecen a los géneros Chlorella sp., Scendesmus sp., Nannocloris sp., Fischerella 
sp., Phormidium sp., y Spirulina sp. (Ferrera-cerrato et al., 2006). 
 
Estos microorganismos usan también químicos residuales y metales pesados como recurso 
energético. Son capaces de tolerar compuestos altamente tóxicos de diversas fuentes como la 
industria textil, la cual genera el 15% de la contaminación del agua y el sector ganadero y 
agrícola los cuales son responsables del 85% de la contaminación de los cuerpos acuáticos. Sin 
las microalgas, el cambio de pH y el aumento en la demanda bioquímica de oxígeno (BOD) y 
demanda química de oxígeno (COD), serían los responsables de la reducción del más del 50% 
de las especies presentes en el agua (Abdel-Roauf et al., 2012). 
 
2.4 Ficorremediación 
 
La ficorremediación es una estrategia de biorremediación de contaminantes provenientes de 
diversas fuentes (residuales, industriales, agrícolas, mineros, entre otros), mediante el uso de 
algas y microalgas que los biotransforman, remueven y disminuyen (Olguín, 2009). 
 
El desempeño de estos microorganismos da lugar a resultados superiores en comparación con 
los métodos tradicionales de remediación estándar: químicos y físicos (Suresh Kumar, Dahms, 
Won, Lee, & Shin, 2015). La ficorremediación surge como una alternativa sostenible para el 
sector público y privado, debido a su relación positiva costo-beneficio y a la variedad de 
aplicaciones con elevado valor commercial que presentan las microalgas (producción de 
biodiesel, fabricación de químicos y cosméticos, suplementos vitamínicos y nutracéuticos, 
entre otros) (Oilgae, 2012). En adición, bajo la adversidad de nuevos ambientes contaminados, 
las microalgas tienen la facilidad de adaptarse mediante la formación de consorcios con otros 
microorganismos, sin generación de productos peligrosos para el ambiente (Renuka, Sood, 
Prasanna, & Ahluwalia, 2015) 
 
Los procesos de ficorremediación a gran escala pueden llevarse a cabo en camas de agua o 
fotobiorreactores, éstos últimos permiten tener un control más preciso de los parámetros 
ambientales que conllevará al aumento de la eficiencia. En especial cuando las especies se 
inducen a la producción de pigmentos, enzimas, carbohidratos y lípidos de gran valor 
comercial. Estos cultivos se pueden realizar en agua marina o dulce, así como el cuerpos de 
agua no convencionales y de fuentes contaminadas (Martínez, 2010) 
 
 
2.4.1 Ficorremediación en laboratorio: medios de cultivo 
 
Los medios de cultivo son sustancias alimenticias artificiales que permiten el crecimiento y 
mantenimiento de microorganismos (microalgas) en el laboratorio, por periodos cortos de 
tiempo. Su preparación constituye una etapa previa esencial al momento de identificar uno o 
varios microorganismos (Anguita, 2012) 
 
18 
 
Los medios de cultivo se pueden clasificar de acuerdo a su estado físico (sólido o líquido) y 
según su utilización:medios comunes, medios de enriquecimiento, medios selectivos, 
inhibidores, diferenciales, de identificación, multiplicación, conservación y medios de 
transporte. Igualmente la composición y el origen del medio son parámetros que permiten 
clasificar estas sustancias (Anguita, 2012) 
 
Los medios utilizados en el laboratorio para el crecimiento del consorcio microalgal son 
CHU10, BG11 y SWM3 (ver anexos). Estos según su composición se clasifican como medios 
sintéticos, en los cuales la composición química exacta es conocida. Según su utilización, el 
medio CHU10 y BG11 preparados en el laboratorio son medios nutritivos de multiplicación, a 
partir de los cuales se busca aumentar la celularidad con respecto a la muestra inicial (Anguita, 
2012). El medio SWM3 es un medio enriquecido debido a que su preparación incluye la adición 
de vitaminas B1, B12 y Biotina, indispensables para el crecimiento de las diatomeas (Yamasaki, 
Shimasaki, Oshima, & Honjo, 2013) 
 
 
2.5 Proceso de ficorremediación en Biotecnología y Bioingeniería Core S.A. 
 
 
El efluente que ingresa al tratamiento de biorremediación es un efluente que ha tenido un 
tratamiento preliminar básico por parte de la planta de sacrificios de bovinos y porcinos. Una 
vez este ingresa al proceso, el primer biorreactor es un reactor anaerobio de flujo ascendente 
(UASB), en donde no existe consorcio microalgal debido a la condición anaeróbica que impide 
la viabilidad de las microalgas, por consiguiente el consorcio predominante es de carácter 
bacteriano. Seguido de este, están conectados reactores aerobios que funcionan por 
rebosamiento denominados Estándar. Durante la duración del piloto existió otro reactor 
anaerobio con modificaciones que favorecían el aumento de la celularidad de la muestra, el cual 
fue llamado BFPLUS, sin embargo luego fue reemplazado por un reactor Estándar. Al final del 
proceso se encuentra la centrífuga que permite recuperar la biomasa generada durante el ciclo 
(ver Figura 3). 
 
19 
 
 
 
Figura 3. Esquema proceso de ficorremediación de la empresa B&B Core S.A. 
Puntos de muestreo para identificación por clave taxonómica 
Puntos de muestreo parámetros fisicoquímicos 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
20 
 
Objetivos 
 
 
 
3.1 Objetivo general 
 
 
 
Identificar y clasificar por clave taxonómica las microalgas y cianobacterias más abundantes 
del consorcio microbiológico, utilizado para biorremediar el efluente proveniente de la planta 
de sacrificio de bovinos y porcinos, en el municipio de Galapa Atlántico. 
 
 
 
 
3.2 Objetivos específicos 
 
Aislar e identificar las microalgas y cianobacterias del consorcio microbiológico previa 
biorremediación del efluente 
 
Aislar e identificar las microalgas y cianobacterias del consorcio microbiológico presentes 
durante la biorremediación del efluente 
 
 
Analizar las características fisicoquímicas del efluente presente en el fotobiorreactor y su 
relación en la composición del consorcio microbiano utilizado para la bioremediación 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
21 
 
Metodología 
 
 
4.1 Caracterización fisicoquímica del efluente 
 
Este procedimiento fue realizado por la empresa Laboratorios de microbiología de Barranquila 
Ltda. Algunos de los parámetros más relevantes que incluye el reporte de esta caracterización 
son la cantidad de sólidos sedimentables, DBO, DQO, fenoles totales, fosfatos, nitritos, 
nitrógeno amoniacal, sulfatos, sulfuros, tensoactivos aniónicos, entre otros, medidos en escala 
mg/L. 
 
Estos parámetros fisicoquímicos fueron analizados con base en los índices fisicoquímicos ICA, 
que nos permite tener una vision global de la calidad del agua antes y después de la 
ficorremediación. Su valoración cuantitativa se basa en la siguiente ecuación: 
 
𝐼𝐶𝐴 = 
𝐼!𝑊!!!!!
𝑊!!!!!
 
 
 
Donde 𝐼! es el índice de calidad para el parámetro i, 𝑊! es el coeficiente de ponderación del 
parámetro i (Reolon, 2010). 
 
 
4.2 Recolección de muestras 
 
La recolección de muestras proviene de los fotobiorreactores de recirculación que se encuentran 
conectados entre sí. Sin embargo, hay variaciones en la toma de la muestra entre los dos 
diferentes eventos: antes y durante la ficorremediación del efluente. Las muestras que 
corresponden al momento previo de la biorremediación fueron tomadas de los fotobiorreactores 
Estándar y BFPlus. Durante el proceso de la ficorremediación, las muestras se tomaron del 
fotobiorreactor Estándar en dos puntos distintos: el primer punto proviene del interior del 
reactor, el segundo punto de toma son los tapetes o biopelículas generadas en las tejas del 
mismo (la toma se hace a nivel superficial). La toma que se realizó al interior de los 
fotobiorreactores (en ambos momentos) se realizó de la misma forma, en la cual el personal 
toma aproximadamente 500 mL del agua que circula 15 cm por debajo del nivel superficial. 
 
 
4.3 Cultivo de las muestras recibidas 
 
 
Las muestras de los fotobiorreactores correspondientes antes de la ficorremediación del efluente 
fueron recibidas y reconstituidas en los medios nutritivos CHU10 y BG11, en erlenmeyer de 
100 a 125 mL, en los cuales se agregó cada medio por separado en un volumen correspondiente 
al 25% del volumen total del erlenmeyer. El volumen agregado de la muestra corresponde al 
10% de la totalidad del frasco. Por otro lado, las muestras correspondientes al proceso durante 
22 
 
la ficorremediación fueron reconstituidas en el medio enriquecido SWM3 y los medios 
nutritivos anteriormente mencionados. Cada 10 días se renovaban los medios, tomando de la 
muestra crecida presente en el erlenmeyer el 10% del volumen total. 
 
4.4 Identificación por clave taxonómica 
 
De las muestras en las cuales se observó crecimiento de microalgas, en condiciones de asepsia 
se tomó 1 gota de la muestra y se aplica directamente sobre una lámina de vidrio con su 
respectiva laminilla, cuidando de que no haya exceso de agua. Se observa en microscopio de 
luz a magnificación 10X, 40X y 100X. Se hizo un registro fotográfico de las muestras para 
posteriormente poder usar las claves de clasificación taxonómica: Bicudo y Menezes, 2006 para 
microalgas; Spaulding, Lubinski y Potapova, 2010 y Wehr & Sheath, 2003 para la 
identificación de diatomeas. 
 
Para la identificación de diatomeas se realizó un lavado previo del frústulo para que su 
clasificación taxonómica se facilite. Se partió con 2g de muestra y se suspendió en 1 mL de 
HCl 1M en un tubo de ensayo con tapa hermética. Se expuso la muestra al calor del mechero 
durante 5 períodos de 30 segundos, entre cada uno de éstos se dejó enfriar la muestra 10 
segundos. Se dejó sedimentar y se lavó con agua destilada procurando eliminar todo el ácido 
clorhídrico. El mismo procedimiento se repitió con 5mL de peróxido de hidrógeno al 20% 
(Moreno et al., 2012). Una vez realizado el procedimiento, se observó al microscopio a una 
magnificación de 40X y luego 100X. 
 
4.5 Cálculo índice de Biodiversidad diatomeas (IBD) e índice de polusensibilidad 
específica (IPS) 
 
Se incluyó en el análisis el índice de polusensibilidad específica IPS e índice biológico 
de diatomeas, descritos a continuación: 
 
𝐼𝑃𝑆 = 𝐴!𝑣!
!
!!!
𝑖! 𝐴!𝑣!
!
!!!
 
 
𝐴!: 𝑎𝑏𝑢𝑛𝑑𝑎𝑛𝑐𝑖𝑎 𝑟𝑒𝑙𝑎𝑡𝑖𝑣𝑎 𝑑𝑒𝑙 𝑡𝑎𝑥ó𝑛 𝑗 
𝑣!: 𝑣𝑎𝑙𝑜𝑟 𝑖𝑛𝑑𝑖𝑐𝑎𝑑𝑜𝑟 𝑑𝑒𝑙 𝑡𝑎𝑥ó𝑛 𝑗 
𝑖!: 𝑠𝑒𝑛𝑠𝑖𝑏𝑖𝑙𝑖𝑑𝑎𝑑 𝑎 𝑙𝑎 𝑝𝑜𝑙𝑢𝑐𝑖ó𝑛 𝑑𝑒𝑙 𝑡𝑎𝑥ó𝑛 𝑗 
 
𝐼𝐵𝐷 = 𝐴!𝑃!(𝑖)
!
!!!
𝑣! 𝐴!𝑣!
!
!!!
 
 
𝐴!: 𝑎𝑏𝑢𝑛𝑑𝑎𝑛𝑐𝑖𝑎 𝑟𝑒𝑙𝑎𝑡𝑖𝑣𝑎 𝑑𝑒𝑙 𝑡𝑎𝑥ó𝑛 𝑥 
𝑃! 𝑖 : 𝑝𝑟𝑜𝑏𝑎𝑏𝑖𝑙𝑖𝑑𝑎𝑑 𝑝𝑟𝑒𝑠𝑒𝑛𝑐𝑖𝑎 𝑑𝑒𝑙 𝑡𝑎𝑥ó𝑛 𝑥 
𝑝𝑎𝑟𝑎 𝑙𝑎 𝑐𝑙𝑎𝑠𝑒 𝑖 
𝑣!: 𝑣𝑎𝑙𝑜𝑟 𝑖𝑛𝑑𝑖𝑐𝑎𝑑𝑜𝑟 𝑑𝑒𝑙 𝑡𝑎𝑥ó𝑛 𝑥 
 
(Desrosiers et al., 2013) 
 
 
 
 
 
 
 
 
2 
 
Resultados 
 
 
5.1 Identificación por clave taxonómica 
 
5.1.2 Consorcio microalgal antes de la ficorremediación 
 
Fueron identificados 31 morfotipos de microalgas diferentes,las diatomeas no fueron 
identificadas por clave taxonómica ya que su abundancia relativa en el consorcio fue de 1%. 
Del consorcio microalgal identificado el 84% de un conteo total de 3683 microorganismos, 
estaba compuesto por microalgas pertenecientes a la case Chlorophycea, 11% Cyanophyceae y 
1% Trebouxiophyceae (Figuras 4-9). Adicionalmente, se presenta en la Figura 10, las 
abundancias relativas de cada uno de los morfotipos identificados (solo fueron incluídos 
aquellos con un porcentaje mayor o igual a 1). El índice de Shannon para los microorganismos 
identificados presentes en la muestra es de 0,76. 
 
 
A. 
 
B. 
 
C. 
 
D. 
 
E. 
 
 
 
 
Figura 4. Microalgas de la clase Cyanophyceae identificadas en el consorcio antes de la 
ficorremediación: A.Synechococcus (100X) B. Chroococcus (100X) C. Pseudoanabaena 
limnética (100X) D. Microcoleus subtorulosus (100X) E. Oscillatoria (100X) 
 
A. 
 
B. 
 
C. 
 
D. E. 
 
F. 
 
3 
 
 
 
G. 
 
 
H. 
 
I. 
 
J. 
 
K. 
 
L. 
 
M. 
 
N. 
 
O. 
 
P. 
 
Q. 
 
R. 
 
 
 
Figura 5. Microalgas de la clase Chlorophyceae identificadas en el consorcio antes de la 
ficorremediación: A. Desmodesmus (100X) B. Scenedesmus (100X) C. Gloeococcus (40X) D. 
Chlorococcum (100X) E. Oocystis (100X) F. Asterococcus (100X) G. Chlorococcus (100X) 
H. Kirchneriella (100X) I. Scenedesmus acuminatus var. acuminatus (100X) J. Desmodesmus 
armatus var. armatus (100X) K. Scenedesmus acutus (100X) L. Scenedesmus dimorphus 
(100X) M. Glaucocystis (40X) N. Coelastrum (100X) O. Westella botroydes (40X) P. 
Neospongiococcum irregulare (100X) Q. Chlorococcum humícola (100X) R. Interfillum 
paradoxum (100X) 
 
4 
 
 
 
 
 
 
 
A. 
 
B. 
 
C. 
 
 
 
Figura 6. Microalgas de la clase Chlamidiophyceae identificadas en el consorcio antes de la 
ficorremediación: A. Chloromonas (100X) B. Gloeomonas (100X) C. Chlamydomonas 
(100X) 
 
A. 
 
Figura 7. Microalgas de la clase Euglenophyceae identificadas en el consorcio antes de la 
ficorremediación: A. Dinematomonas griseolum (100X) 
 
A. 
 
 
Figura 8. Microalgas de la clase Zygnemaphyceae identificadas en el consorcio antes de la 
ficorremediación: A. Closterium (100X) 
 
A. 
 
 
Figura 9. Microalgas de la clase Trebouxiophyceae identificadas en el consorcio antes de la 
ficorremediación: A. Elliptochloris bilobata (100X) 
 
 
5 
 
 
Figura 10. Abundancia relativa de las clases de microalgas y de los morfotipos identificados 
relevantes en el consorcio (≥1%). 
 
5.1.3 Consorcio microalgal durante la ficorremediación 
 
Fueron identificados 28 morfotipos de microalgas diferentes y 17 diatomeas diferentes entre sí 
de la clase Bacillariophyceae las cuales tuvieron un rol preponderante durante la 
ficorremediación del agua residual, su abundancia relativa en el consorcio fue del 52%, seguido 
de las microalgas verdes azuladas pertenecientes a la clase Cyanophyceae (35%), 
Chlorophyceae (9%) y Zygnematophyceae (1%). En la Figura 16 se presenta la abundancia 
relativa de los microorganismos identificados de un conteo total de 494. El índice de Shannon 
calculado con base en estos resultados es de 1,1. 
 
 
A.
 
B. 
 
 
C. 
 
 
D. E. F. 
86%	
Chlorophyceae	
1%	Bacillariiophyceae	
1%	Trebouxiophyceae	
Abundancia	relativa	(%)	antes	de	la	>icorremediación	
Total	3683	
6 
 
 
 
 
G. 
 
H. 
 
 
I. 
 
 
Figura 11. Microalgas de la clase Cyanophyceae identificadas en el consorcio durante de la 
ficorremediación: A.Synechococcus (100X) B. Arthrospira jenneri (100X) C. Oscillatoria 
(100X) D. Borzia (100X) E. Phormidium crouani (100X) F. Microcoleus subtorulosus (100X) 
G. Gloeothece (40X) H. Limnothrix redekei (100X) I. Synechocystis aquatilis (100X) 
 
 
 
A. 
 
B. 
 
C. 
 
D. 
 
E. 
 
 
F. 
 
G. 
 
H. 
 
I. 
 
J. 
 
K. 
 
L. 
 
7 
 
M. 
 
N. 
 
O. 
 
P. 
 
Q. 
 
 
 
Figura 12. Microalgas de la clase Chlorophyceae identificadas en el consorcio durante de la 
ficorremediación: A. Golenkinia (40X) B. Raphidonema nivale (100X) C. Oocystis (100X) D. 
Chlorella (100X) E. Scenedesmus (100X) F. Chlorococcum (100X) G. Desmodesmus (100X) 
H. Chlorococcus (100X) I. Stichococcus (100X) J. Chlorococcum humicola (100X) K. 
Interfillum paradoxum (100X) L. Scenedesmus acuminatus var. acuminatus (100X) M. 
Microspora (40X) N. Gloeococcus (40X) O. Micractinium pusillum (40X) P. Glaucocystis 
nostochinearum var. nostochinearum (100X). Q. Neospongiococcum irregulare (100X) 
 
 
 
 
A. 
 
 
B. 
 
C. 
 
D. E. 
 
F. 
8 
 
 
 
 
 
G. 
 
 
H. 
 
 
I. 
 
J. 
 
 
 
 
K. 
 
L. 
 
M. 
 
 
N. 
 
O. 
 
P. Q. 
 
 
9 
 
 
 
 
Figura 13. Microalgas de la clase Bacillariophyceae identificadas en el consorcio durante de la 
ficorremediación: A. Hantzschia amphioxys (100X) B. Fragilaria capucina (100X) C. 
Tibetiella pulchra (100X) D. Amphora (100X) E. Fragilaria vaucheriae (100X) F. 
Kobayasiella micropunctata (100X) G. Achnanthidium minutissimum (100X) H. Nitzschia 
communis (100X) I. Navicula gregaria (100X) J. Nitzschia dissipata (100X) K. Tabularia 
fasciculata (100X) L. Gomphonema parvulum (100X) M. Navicula capitata (100X) N. 
Nitzschia amphibia (100X) O. Synedra famelica (100X) P. Synedra acus (100X) Q. Pinnularia 
nodosa (100X) 
 
 
 
A. 
 
Figura 14. Microalgas de la clase Xanthophyceae identificadas en el consorcio durante de la 
ficorremediación: A. Lutherella bicudoi 
 
A. 
 
 
Figura 15. Microalgas de la clase Zygnemaphyceae identificadas en el consorcio antes de la 
ficorremediación: A. Closterium (100X) 
 
10 
 
 
 
 
 
Figura 16. Abundancia relativa de las clases de microalgas y de los morfotipos identificados 
relevantes en el consorcio (≥1%). 
 
5.2 Parámetros fisicoquímicos 
 
Diferentes parámetros fisicoquímicos fueron tomados por duplicado en diferentes momentos, 
durante el proceso de la biorremediación. Todos ellos son relevantes para el análisis del estado 
del efluente y algunos son incluídos en normativas que permiten calcular índices de calidad. De 
cada uno de los parámetros se calculó el porcentaje de remoción de acuerdo a los valores de 
entrada y salida del proceso, éstos son presentados a continuación: 
 
Cyanophyceae	
36%	
Chlorophyceae	
9%	
Zygnematophyceae	
1%	
Bacillariophyceae	
54%	
Abundancia	relativa	(%)	durante	la	>icorremediación	
Total	494	
11 
 
 
Gráfica 1. Porcentaje de remoción y no remoción de contaminantes durante el proceso de 
ficorremediación. 
 
5.3 Índices fisicoquímicos calidad del agua (ICA) 
 
El análisis de la evaluación de la calidad del agua permite tomar desiciones sobre el tratamiento 
que se requiere para mejorar su calidad. Una de estas herramientas, es el uso de índices de 
calidad (ICA) (Torres et al., 2009). 
 
De los diferentes parámetros fisicoquímicos tomados durante el piloto, el cálculo del índice de 
calidad del agua (ICA) se hizo con base en los parámetros que fueron establecidos desde 1970: 
Sólidos disueltos totales, fosfatos, DBO5, nitratos, turbidez, oxígeno disuelto, temperatura, pH 
y coliformes totales (SNET, 2006). Con el cálculo de estos índices, se encontró que el efluente 
que ingresa al proceso de ficorremediación es de mala calidad con un valor ICA=24,2; no 
obstante, al final del proceso el agua es de buena calidad con un valor ICA= 74,6 según los 
rangos propuestos para la evaluación de la calidad del agua (Tabla 1, anexos). 
 
 
Tabla 2. Parámetros fisicoquímcos relevantes para el cálculo del ICA: se presentan los valores 
a la entrada del proceso de ficorremediación y al final del proceso. Los coeficientes de 
ponderación de cada parámetro también son presentados 
 
 
Parámetros Unidades 
Entrada 
proceso 
(UASB) 
Salida proceso 
(centrifugación) Wi 
 
Entrada 
UASB 
Centrifugación 
		
		
 
DBO5 mg/L 3,30E+03 9,09E+01 1,00E-01 0,2 0,2 
 
97
,2
6 
10
0 
97
,7
8 
98
,7
4 
98
,8
5 
59
,5
9 9
8,
38
 
78
,2
5 
83,4
2 
10
0 
13
,1
 
90
 
10
0 
10
0 
2,74 2,22 1,26 1,15 
40,41 
1,62 
21,75 16,58 
86,9 
10 
D
B0
5 
G
RA
SA
S 
Y/
O
 A
C
EI
TE
S 
SÓ
LI
D
O
S 
SE
D
IM
EN
TA
BL
ES
 
SÓ
LI
D
O
S 
D
IS
U
EL
TO
S 
TO
TA
LE
S 
SÓ
LI
D
O
S 
TO
TA
LE
S 
D
ET
ER
G
EN
TE
S 
SA
A
M
 
N
IT
RA
TO
S 
N
IT
RÓ
G
EN
O
 A
M
O
N
IA
C
A
L 
N
IT
RÓ
G
EN
O
 T
O
TA
L 
KJ
ED
A
H
L 
SU
LF
U
RO
S 
C
LO
RU
RO
S 
D
Q
O
 
C
O
LI
FO
RM
ES
 F
EC
A
LE
S 
C
O
LI
FO
RM
ES
 
PORCENTAJE DE REMOCIÓN 
PORCENTAJE REMOCIÓN PORCENTAJE NO REMOCIÓN 
12 
 
 
Sólidos disueltos 
totales mg/L 3,97E+03 5,00E+01 8,00E-02 0,24 7,2 
 
 
Fosfatos mg/L 5,60E-01 3,22E+00 1,00E-01 5,5 8 
 
 
Nitratos mg/L 2,59E+02 4,20E+00 1,00E-01 0,2 8 
 
 
Turbidez FAU 5,29E+03 0,00E+00 8,00E-02 0,4 8 
 
 
Oxígeno disuelto % Saturación >140% 100 (%) 1,70E-01 7,99 17 
 
 
Temperatura ºC 3,68E+01 2,79E+01 1,00E-01 3,2 8 
 
 
pH Unidades pH 8,95E+00 7,50E+00 1,20E-01 6 11,16 
 
 
Coliformes 
fecales 
NMP/100 
mL 1,60E+14 2,30E+02 1,50E-01 0,45 7,05 
 
 
VALOR 
ICA 24,2 74,6 		
 
De los parámetros fisicoquímicos evaluados al inicio y en la finalización del proceso de 
ficorremediación, la relación que existe entre la demanda química de oxígeno (DQO) y la 
demanda biológica de oxígeno (DBO) es de 1.43 y 2.84 respectivamente. Estos valores indican 
que el agua residual ingresa al proceso de remediación con una cantidad elevada de materia 
orgánica que es muy degrable, y sale luego de la centrifugación con materia orgánica que 
presenta menor facilidad degradativa. En la tabla 3 se resumen los parámetros fisicoquímicos y 
la norma de la resolución 0631 del 2015 con su respectivo límite máximo permitido. 
 
Tabla 3. Parámetros fisicoquímcos establecidos por la 0631 del 2015: aguas no domiciliares de 
efluentes de bovinos y porcinos 
 
 Parámetros Unidades Resultado Límite máximo Norma 
 
DBO5 mg /L 92,95 450 CUMPLE 
 
Grasas y aceites mg/L NO DETECTABLE 30 CUMPLE 
 
Sólidos sedimentables ml/L <1,00 5 CUMPLE 
 
Detergentes SAAM mg /L 1,56 
 Análisis y 
reporte 
 
Fósforo total mg P/L 1,96 
 Análisis y 
reporte 
 
Nitratos mg /L 4,20 
 Análisis y 
reporte 
 
Nitritos mg /L 172,484 
 Análisis y 
reporte 
 
Nitrógeno amoniacal mg /L 40,07 
 Análisis y 
reporte 
 
Nitrógeno total 
Kjedahl mg /L 42,44 
 Análisis y 
reporte 
 
Sulfatos mg /L 385,88 500 CUMPLE 
 
Cloruros mg /L 285,70 600 CUMPLE 
 
DQO mg /L 263,84 800 CUMPLE 
 pH <8,5 9 CUMPLE 
 
 
5.4 Índices biológicos calidad del agua (IBD, IPS) 
 
13 
 
Se calcularon dos índices basados en el consorcio de diatomeas identificado: IBD e IPS, los 
cuales son índices estandarizados originarios en Francia y España (respectivamente). Sin 
embargo su uso como indicadores de la calidad de los cuerpos de agua se encuentra limitado 
debido a la dificultad que implica la identificación de las diatomeas (Rivas, Gómez, 
Monterrosa, 2010). Una vez esta limitación es superada, el uso de estos microorganismos trae 
consigo un estimativo de la calidad del agua sensible, ya que las diatomeas son sensibles a la 
eutroficación, contaminación de fuentes orgánicas y minerales (aunque estas fuentes de 
contaminación no sean producidas de forma continua); adicionalmente, reaccionan de forma 
rápida a las eventuales modificaciones que pueda tener el cuerpo de agua (Rivas, Gómez, 
Monterrosa, 2010). 
 
Para el cálculo del índice biológico de diatomeas (IBD) se hizo uso del software de excel 
conocido como OMNIDIA (http://omnidia.free.fr/omnidia_english.htm). El cálculo del índice 
de polusensibilidad específica o IPS, se realizó mediante el programa de Access conocido como 
TAXAGUA (http://www.magrama.gob.es/es/agua/temas/estado-y-calidad-de-las-aguas/aguas-
superficiales/programas-seguimiento/TAXAGUA.aspx). Ambos totalmente gratuitos. Para el 
consorcio de diatomeas identificado durante el proceso de ficorremediación, el IBD fue de 7,44 
y el IPS fue de 7,41. 
 
Discusión 
 
El efluente proveniente de la planta de sacrificio de bovinos y porcinos, inicia el proceso de 
biorremedación en el reactor anaerobio de flujo ascendente UASB (consorcio bacteriano 
predominante), con un carga orgánica muy elevada de 3300 mg/L (DBO5), coherente con el 
nivel de contaminación allí presente; y continúa con la ficorremediación en los reactores 
anaerobios en donde el consorcio predominante es el microalgal. Según los resultados del índice 
de calidad del agua ICA, el agua que ingresa para ser remediada es de calidad pobre y sale un 
efluente ficorremediado con calidad de agua buena, de acuerdo con la clasificación establecida 
por Tyson & House en 1989 (ver tabla 1, Anexos). 
 
Los resultados obtenidos son consecuencia de la planeación estratégica del orden de los 
reactores. En línea con lo anterior, la presencia del UASB como primer bioreactor es 
determinante, ya que es el responsable de la remoción de coliformes totales, microorganismos 
potencialmente patógenos, la reducción significativa de la demanda biológica de oxígeno y la 
degradación parcial de compuestos orgánicos e inorgánicos debido a procesos de reducción 
química de iones y de procesos metabólicos que usan esta clase de compuestos como aceptores 
de electrones (EPA, 2015). Los procesos más representativos que se llevaron a cabo en el 
UASB fueron la metanogénesis, acetanogénesis y denitrificación. 
 
De la Figura 10, se observa la abundancia relativa porcentual de cada uno de los morfotipos 
identificados antes de la ficorremediación, siendo la clase Chlorophyceae la de mayor 
abundancia: 86% de un conteo de 3683 individuos. En esta clase, las microalgas más 
representativas en términos de abundancia son: Chlorococcus sp. (26%), Gloeococcus sp. 
14 
 
(15%), Neospongiococcum irregulare (13%), Synechococcus sp. (9%), Oocystis sp. (7%) y 
Chorella sp. (6%). Así mismo, otra clase representativa es Cyanophyceae con un 12% de 
abundancia relativa en la cual tres grandes géneros de microalgas la representan: Synechococcus 
sp. (77%), Chroococcus sp. (17%) y Microcoleus subtorulosus (6%). De la Figura 16, se 
observa una conformación totalmente distinta del consorcio en el cual la clase Chlorophyceae 
disminuye drásticamente su abundancia en un 77%; en cambio la clase Cyanophyceae aumenta 
en un 24% su abundancia en el consorcio; es congruente con la literatura encontrar una 
abundancia relativa de Cyanophyceae del 36%, debido a que son microorgamisnos presentes en 
un amplio rango de condiciones extremas (Kireeva, Dubovik & Yakupova, 2011). 
En adición la clase Bacillariophyceae surgió como clase predominante del consorcio durante la 
ficorremediación con una abundancia del 54% de un conteo total de 494 organismos. Al 
interrior de las clases Cyanophyceae y Clorophyceae, domina en abundancia Synechocystis 
aquatilis (46%) y Scenedesmus sp. (59%) respectivamente, las cuales producen polímeros 
extracelulares que permiten la captación y absorción de contaminates, algunos de ellos 
finalmente incorporados a procesos metabólicos que facilitan su remoción y/o 
biotransformación (Chekroun et al., 2014) 
 
Las diatomeas pertenecientes a la clase Bacillariophyceae también incorporan y absorben los 
diferentes contaminantes mediante cambios que realizan en la relación sílice:nitrógeno y 
sílice:carbono presente en su estructura celular (Marchetti & Cassar, 2009). De estos 
organismos Amphora sp. Es la más abundante (19%) seguida de Hantzschia amphyoxys (16%), 
Nitzschia communis (8%), Nitzschia dissipata (7%), Synedra acus (6%) y así sucesivamente en 
un gradiente de disminución en abundancia de géneros Navicula sp., Tibetiella sp., 
Gomphonema sp., Pinnularia sp., y Fragillaria sp. (ver Figura 15). Todos ellas bioindicadoras 
de contaminación del efluente contaminado, sin embargo para las diatomeas más abundantes: 
Amphora sp. y Hantzschia amphyoxys ya existen reportes del elevado grado de tolerancia que 
presenta en cuerpos de agua contaminados (Miho, Hysko & Duka, 2010).Y las diatomeas del 
género Navicula sp. y Nitzchia sp. tienen alta capacidad de adaptación en aguas residuales 
industriales (Bhatnagar, et al., 2012). En su conjunto, la frecuencia de las diatomeas permitió 
alimentar el software de OMNIDIA y TAXAGUA para el cálculo de los índices biológicos. A 
excepción de las especies Synedra famelica y Kobayasiella micropunctata, las cuales no se 
encuentran en la base de datos de estos programas. 
 
También, con la abundancia relativa de las especies antes y después de la ficorremediación, se 
calculó el índice de diversidad de Shannon debido a que el conteo de microorganismos fue 3683 
y 494 respectivamente. Como se esperaba los índices indican que el consorcio durante la 
ficorremediación fue más diverso (1,1) en comparación con el consorcio antes de la 
ficorremediación (0,76). A pesar de que el consorcio durante el proceso de biorremediación 
tuvo un conteo 7,5 veces menor comparado con el consorcio antes del proceso, su diversidad en 
cuanto al número de organismos distintos que contribuyen a la remoción de contaminantes es 
mayor. Por otro lado, la disminución del conteo celular en el consorcio durante la 
ficorremediación responde a condiciones fisicoquímicas adversas que causan los contaminantes 
presentes en el efluente, como por ejemplo los sólidos suspendidos y la turbidez que tienen un 
15 
 
efecto directo sobra la disminuición en la celularidad de las muestras (Miho, Hysko & Duka, 
2010). 
 
Durante el proceso de ficorremediación cuya duración es de 24 horas, la remoción de 
coliformes fecales se da con alta eficiencia gracias al reactor anaerobio UASB. Los niveles de 
reducción de estos microorganismos pasa de 2E+14 (NMP/100mL) a 280 (NMP/100mL). 
Resportes de literatura indican la reducción de coliformes en un 88.8% (Malina & Yousef, 
1964) y reducción del 99% con grupos altamente estabilizadores como Chlorella sp., 
Ankistrodesmus sp., Scenedesmus sp., Euglena sp., Chlamydomonas sp., Oscillatoria sp., 
Micractinium sp. y Golenkinia sp. (Cooke et al., 1978; Pichai & Govindan, 1980; Colak & 
Kaya, 1988) (Abdel-Raouf, Al-Homaidan & Ibraheem, 2012). 
 
Al finalizar el proceso de biorremediación, hubo una remoción del 100% de grasas y aceites 
presentes en el efluente, sulfuros, coliformes totales y fecales. En un 98% aproximandamente 
fueron removidos los sólidos totales, sólidos disueltos, sedimentales y nitratos. Dos parámetros 
en particular no tuvieron una remoción casi total: Detergentes SAAM y cloruros (60% y 13% 
respectivamente), el primero de ellos, muy importante como fuente de fósforo para el 
crecimiento microalgal (macronutriente) y los cloruros para el mantemiento osmótico del agua 
y el intercambio iónico. En particular tres parámetros fisicoquímicos presentaron no una 
remoción sino un aumento en la lectura: fosfatos, nitritos y sulfatos. Los fosfatos presentaron un 
aumento de 5,75 unidades; nitritios 7499,304 unidades y sulfatos 32,64. 
Estos resultados tienen una razón de ser, debido a que altas concentraciones de nitritos 
estimulan la floración de las diatomeas; así como, concentraciones altas de fosfatos coinciden 
con un aumento en la tasa de crecimiento de los organismos pertenecientes a la clase 
Cyanophyceae (Shaari et al., 2011). En cambio, el nitrógeno, el cual tuvo una reducción del 
78,25%, presenta un efecto negativo sobre la abundancia de Cyanophyceae (Shaari et al., 2011). 
El aumento de los sulfatos es supremamente importante debido a que es un macroelemento 
esencial, que es obtenido por parte de las microalgas a partir de fuentes inorgánicas. Además de 
esto, en literatura se reporta que el aumento en la concentración disminuye el efecto tóxico de 
diversos contaminantes como los metales pesados gracias a que el sulfato actúa como un 
sustrato inhibidor por competencia, de esta forma el proceso de ingreso de sustancias tóxicas a 
las microalgas es inhibido. Como se mencionó su aumento es de 32,64 unidades, congruente 
con lo reportado debido a que un exceso de este elemento tiene efectos negativos sobre las 
poblaciones microalgales (Mera, Torres & Abalde, 2014). De acuerdo a la resolución 
0631/2015, capítulo VI, artículo 9, la cual dispone los límites máximos permitidos para 
efluentes contaminados no domésticos de actividad bovina y porcina; los parámetros DBO5, 
grasas y aceites, sólidos sedimentables, nitrógeno total Kjedahl, sulfatos, cloruros, DQO y pH, 
no exceden los límites permitidos y por tanto cumplende forma satisfactoria la norma 
establecida (Minanmbiente, 2015). 
 
De los índices biológicos de calidad del agua, dos fueron calculados: IBD e IPS, de los cuales 
los resultados obtenidos (IBD=7,44; IPS=7,41) presentan una diferencia del 3%. Es de esperar 
que los valores hallados sean así de cercanos debido a que los parámetros que los rigen son 
esencialmente los mismos, de la misma forma, la escala que contiene el criterio de calidad es 
16 
 
igual para ambos. Lo único que diferencia estos índices es el hecho de que IBD es un índice 
originario en Francia e IPS en España. Por lo demás, con el resultado de uno u otro es suficiente 
para poder determinar que el agua en donde se encontraban las diatomeas ejerciendo un papel 
de resistencia y degradación era de mala calidad (Tabla 2, Anexos). 
 
En estudios de aguas residuales porcinas que fueron previamente estabilizadas por digestión 
anaeróbica, se identificó el potencial de las cianonbacterias Phormidium sp., Anabaena sp. y 
oscillatoria sp. (identificadas en el consorcio), junto con la acción de las microalgas Prototheca 
zopfii, Selenastrum capricornutum, Scenedesmus acutus y Ankistrodesmus braunii, 
Chlamydomonas ulvaensis, Chlorella pyrenoidosa y Scenedesmus brasiliensis (la mayoría de 
los cuales fueron identificados), en la disminución de la demanda química de oxígeno (DQO) y 
remoción de contaminantes. Se ha reportado para estas microalgas su aplicación como 
indicadores de contaminación ambiental que pueden complementar de forma adecuada los 
índices biológicos basados en diatomeas (Ferrera-Cerrato et al., 2006). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
17 
 
 
Conclusiones 
 
Para el efluente contaminado proveniente de la planta de sacrificio de bovinos y porcinos, el 
proceso de ficorremediación se llevó a cabo con resultados de alta eficiencia, en el contexto de 
un proceso en el cual no existe intervención de sustancias o compuestos químicos que son 
potencialmente tóxicos y nocivos para el ambiente y las personas que viven en él. Esta 
eficiencia es traducida en porcentajes de remoción de contaminantes que oscilan entre un 80% y 
100% aproximadamente. Durante el proceo en mención, solo se presentaron dos parámetros en 
los cuales la remoción no fue totalmente satisfactoria, correspondiente a detergentes SAAM y 
cloruros, los cuales son esenciales para el crecimiento microalgal y la estabilidad osmótica y de 
intercambio iónico del cuerpo de agua. Adicionalmente, al final de proceso de biorremediación 
se presentó un aumento en los niveles de sulfatos, fosfatos y nitritos (mg/L). Se identificó que 
el aumento de fosfatos y nitritos responden a la necesidad de generar la proliferación de 
diatomeas y cianobacterias que contribuyen en la degradación de la contaminación orgánica e 
inorgánica (Shaari et al., 2011). De forma similar, el aumento en los compuestos de sulfatos, 
tienen la labor de facilitar los mecanismos de protección contra compuestos altamente tóxicos 
que están en el efluente (Mera, Torres & Abalde, 2014). De acuerdo a la resolución 0631/2015, 
capítulo VI, artículo 9, los parámetros DBO5, grasas y aceites, sólidos sedimentables, nitrógeno 
total Kjedahl, sulfatos, cloruros, DQO y pH, no exceden los límites permitidos y por tanto 
cumplende forma satisfactoria la norma establecida (Minanmbiente, 2015). 
 
Se realizaron diferentes cálculos que nos suministraran información acerca del estado ecológico 
y de calidad del efluente que ingresó al proceso de tratamiento:índice de Shannon, ICA, IBS e 
IPS. Con los índices del ICA, se pudo determinar que el agua pasó de ser de calidad pobre a 
agua de buena calidad, en donde el consorcio microalgal y de diatomeas se encontraban 
presentes tanto resistiendo como generando mecanismos de degradación de contaminantes en 
aguas pobres en cuanto a calidad se refiere (IBD e IPS), mediante la producción de polímeros y 
cambios en la relación Si:N-Si:C, respectivamente (Chekroun et al., 2014; Marchetti & Cassar, 
2009). Alineado con lo anterior, el consorcio de microorganismos involucrados en la 
ficorremediación fue un grupo más diverso (aumento 15%, índice de Shannon) en comparación 
con el consorcio antes de que el proceso iniciara. 
 
Del consorcio microalgal antes de la ficorremediación, fueron identificadas 30 microalgas 
distintas entre ellas, de las cuales el 46.6% también fueron identificadas en el consorcio durante 
la ficorremediación: Microcoleus subtorulosus, Oscillatoria, Synechococcus, Chroococcus, 
Scenedesmus, Desmodesmus, Gloeococcus, Chlorococcum, Oocystis, Chlorella, Scenedesmus 
acuminatus, Neospongiococcum irregulare, Chlorococcum humícola e Interfillum paradoxum. 
Durante la biorrmediación fueron identificadas 27 microalgas: 13 especies nuevas y 14 
provenientes del consorcio anterior, adicionalmente, fueron identificadas 17 diatomeas penadas: 
Hantzschia amphyoxys, Fragilaria capucina, Tibetiella pulchra, Amphora, Fragilaria 
vaucheriae, Kobayasiella micropunctata, Achnanthidium minutissimum, Nitzschia communis, 
Navicula gregaria, Nitzschia dissipata, Tabularia fasciculata, Gomphonema parvulum, 
18 
 
Nitzschia amphibia, Synedra famelica, Synedra acus, Pinnularia nodosa. Estas últimas 
(diatomeas) incluídas en el análisis biológico de la calidad del agua (IBD, IPS). 
 
Para futuros estudios, adicional de la exhaustiva identificación que debe llevarse a cabo, sería 
ideal poder tomar mediciones de los parámetros fisicoquímicos a lo largo de cada estación que 
compone el proceso, para poder tener suficiente información que permita correlacionar la 
variación en abundancia y diversidad de los consorcios en cada bioreactor, con los valores de 
cada uno de los parámetros fisicoquímicos. Esto también permitiría un seguimiento más 
cercano a través del tiempo, del decaimiento de las concentraciones de cada uno de ellos. 
Adicionalmente según lo observado durante el proceso de identificación, el consorcio 
observado en campo difiere del consorcio identificado en laboratorio, debido a cambios en las 
condiciones ambientales y en la composición del medio en el cual los microorganismos fueron 
cultivados (BG11, CHU10, SWM3). Por lo tanto, para futuros estudios es importante realizar 
análisis metagenómicos de las muestras recien colectadas en campo y compararlas con las 
muestras de laboratorio por la razón anteriormente mencionada y además porque existe un 
fracción no cultivable en laboratorio que no pudo ser identificada. Análisis de las secuencias de 
ADN y bioinformáticos permitirá tener una aproximación más cercana de este consorcio 
microbiológico. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
19 
 
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22 
 
 
Anexos 
 
Tabla 1. Escala de calidad del agua ICA (Tyson y House, 1989) 
 
		 Clasificación Rango 		
	
Excelente 91-100 
 
 
Buena 71-90 
 
 
Promedio 31-70 
 
 
Pobre 11 - 30 
 		 Muy pobre 0 - 10 		
 
Tabla 2. Criterio índice polusensibilidad específica (IPS) e índice biológico de diatomeas (IBD) 
(1982) 
		 Clasificación	 Rango	 		
	
17	-	20	 Excelente	
	
 
13	-	16	 Buena	
	
 
9	-	12	 Promedio	
	
 
5	-	8	 Pobre	
			 0	-	4	 Muy	pobre	 		
 
 
 
CYANOPHYCEAE 
 
 
1. Filamentos aislados, agregados o formando colonias ………………………………….. 2 
42. Tricomas homocitados ……………………………………………………………….. 43 
42. Tricomas homocitados ……………………………………………………………….. 43 
43. Células cuadráticas más largas que anchas; tricomas finos (en general 3 µm de diámetro 
como máximo) …………………………………………………………………………… 44 
44. Tricomas sin vaina o apenas con mucilágino difluente ………………. ……………...50 
50. Tricomas más largo, curvo y sigmoide o están espirelados ………………………….. 51 
51. Tricomas cilíndricos, células con o sin aerótopos …………………………………… 52 
52. Células siemre con aertopos, localizados en los polos y no en el centro…... Limnothrix 
 
 
 
 
 
23 
 
1. Células aisladas, agregadas o formando colonias ……………………………………… 2 
2. División celular por fisión binaria con producción de células hija o por fisión binaria y 
multiple producción de células hija baeócitas; generalmente células isopolares …………. 3 
3. División celular en 1 a 3 planos por fisión binaria ……………………………………... 4 
4. División celular en un plano ……………………………………………………………. 5 
5. Células formando colonias ……………………………………………………………... 8 
8. Colonias irregulares o reticuladas …………………………………………………….. 10 
10. Colonias con células dispuestas en todo su interior ……………………………….... 11 
11. Colonias sin sistema de astas mucilaginosas ………………………………………... 12 
12. Colonias no reticuladas ……………………………………………………………… 13 
13. Células o grupo de células con envoltura mucilaginosa individual ……….. Gloeothece 
 
 
 
1. Células aisladas, agregadas o formando colonias ……………………………………… 2 
2. División celular por fisión binaria con producción de células hija o por fisión binaria y 
multiple producción de células hija baeócitas; generalmente células isopolares …………. 3 
3. División celular en 1 a 3 planos por fisión binaria ……………………………………... 4 
4. División celular en dos o tres planos ………………………………………………….. 18 
18. División celular en dos planos ……………………………………………………….. 19 
19. Células solitarias ………………………………………………………... Synechocystis 
 
 
 
1. Células aisladas, agregadas o formando colonias ……………………………………… 2 
2. División celular por fisión binaria con producción de células hija o por fisión binaria y 
multiple producción de células hija baeócitas; generalmente células isopolares …………. 3 
3. División celular en 1 a 3 planos por fisión binaria ……………………………………... 4 
4. División celular en un plano ……………………………………………………………. 5 
5. Células solitarias ………………………………………………………………………... 6 
6. Células cilíndricas; contenido celular homogéneo o granuloso …………. Synechococcus 
 
 
 
1. Filamentos aislados, agregados o formando colonias ………………………………….. 2 
42. Tricomas homocitados ……………………………………………………………….. 43 
43. Células cuadráticas más largas que anchas; tricomas finos (en general 3 µm de diámetro 
como máximo) …………………………………………………………………………… 44 
44. Tricomas sin vaina mucilaginosa o apenas con mucilágeno difluente ….…………... 50 
50. Tricomas largos, cuando son cortos, siempre rectos ………………………………..... 51 
51. Tricomas cilíndricos, células con o sin aerótopos ……………………………………. 52 
52. Células generalmente sin aerótopos, o si está presente, se encuentran localizados en los 
polos ……………………………………………………………………… Pseudoanabaena 
 
 
 
 
 
 
 
24 
 
1. Células aisladas, agregadas o formando colonias ……………………………………… 2 
2. División celular por fisión binaria con producción de células hija o por fisión binaria y 
multiple producción de células hija baeócitas; generalmente células isopolares …………. 3 
3. División celular en más de 3 planos por fisión binaria y multiple ……………………. 30 
30. División celular exclusivamente por fisión binaria con producción de células hija …. 31 
31. Colonias isopolares, raro células solitarias …………………………………………... 32 
32. Colonias sin sistema de tallos mucilaginosos ………………………………………... 33 
33. Colonias solitarias o formando colonias que no se forman en paquetes densos …….. 34 
34. Cubierta mucilaginosa amplia o acompañando la forma de las células, sin cualquier 
ornamentación en la superficie; células esféricas o semisféricas ……………. Chroococcus 
 
 
 
1. Filamentos aislados, agregados o formando colonias ………………………………….. 2 
42. Tricomas homocitados ……………………………………………………………….. 43 
43. Células cuadráticas más largas que anchas, tricomas más largos (en general 4 µm de 
diámentro como mínimo) ………………………………………………………………... 53 
53. Células cuadráticas o subcuadráticas ………………………………………………... 69 
69. Tricomas siempre cortos (generalmente hasta 8 células) ……………………….. Borzia 
 
 
 
 
1. Filamentos aislados, agregados o formando colonias ………………………………….. 2 
42. Tricomas homocitados ……………………………………………………………….. 43 
43. Células cuadráticas más largas que anchas, tricomas más largos (en general 4 µm de 
diámentro como mínimo) ………………………………………………………………... 53 
53. Células cuadráticas o subcuadráticas ………………………………………………... 69 
69. Tricomas más largos ………………………………………………………………… 70 
70. Tricomas regularmente espiralados …………………………………………………. 71 
71. Tricomas con septos bien evidentes, frecuentemente granulados ………… Arthrospira 
 
 
 
 
1. Filamentos aislados, agregados o formando colonias …………………………………..42 
42. Tricomas homocitados ……………………………………………………………….. 43 
43. Células cuadráticas más largas que anchas, tricomas más largos (en general 4 µm de 
diámentro como mínimo) ………………………………………………………………... 53 
53. Células muy cortas; un mínimo de 4 veces más anchas que largas ……………..…... 54 
54. Tricomas sin vaina mucilaginosa ………………………………………..… Oscillatoria 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
25 
 
1. Filamentos aislados, agregados o formando colonias ……………………………….... 42 
42. Tricomas homocitados …………………………………………………………...….. 43 
43. Células cuadráticas más largas que anchas, tricomas más largos (en general 4 µm de 
diámentro como mínimo) ………………………………………………………………... 53 
53. Células cuadráticas o subcuadráticas ………………………………………………... 69 
69. Tricomas más largos ………………………………………………………………… 70 
70. Tricomas rectos, flexuosos, ondulados, o en pocos casos apenas con espiras irregulares 
………………………………………...…………………………………………………. 72 
72. Células sin aerotopos ……………………………………………………………….. 73 
73. Tricomas sin ramificaciones ………………………………………………………... 75 
75. Vaina presente ……………………………………………………………………… 7676. Apenas 1 tricoma/vaina …………………………………………………………….. 77 
77. Vaina fina, homogénea, generalmente hialina ………………………….. Phormidium 
 
 
 
 
1. Filamentos aislados, agregados o formando colonias ………………………………….. 2 
42. Tricomas homocitados ……………………………………………………………….. 43 
43. Células cuadráticas más largas que anchas, tricomas más largos (en general 4 µm de 
diámentro como mínimo) ………………………………………………………………... 53 
53. Células cuadráticas o subcuadráticas ………………………………………………... 69 
69. Tricomas más largos ………………………………………………………………… 70 
70. Tricomas rectos, flexuosos, ondulados, o en pocos casos apenas con espiras irregulares 
………………………………………...…………………………………………………. 72 
72. Células sin aerotopos ………………………………………………………………... 73 
73. Tricomas sin ramificaciones ……………………………………………………….... 75 
75. Vaina presente ………………………………………………………………………. 76 
76. Más de 1 tricoma/vaina ………………………………………………………….….. 78 
78. Algunos (2-5) a muchos tricomas/vaina ………………………………………….… 79 
79. Filamentos enmarañados formando masas ……………………………………….… 80 
80. Vaina homogénea ……………………………………………………….. Microcoleus 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
26 
 
CHLOROPHYCEAE 
 
1. Formas unicelulares aisladas o en colonias …………………………………………... 2 
2. Formas unicelulares aisladas o en colonias, con vacuolas contráctiles ………………. 9 
9. Zoosporos siempre presentes ……………………………………………………….. 10 
10. Zoosporos no revestidos por escamas o sin pared celular …………………….......... 35 
35. División celular ausente …………………………………………………………….. 43 
43. Individuos aislados …………………………………………………………………. 44 
44. Células ovales, elipsoidales o subesféricas ………………………………………… 45 
45. Pared celular con rugosidades, espinos o setas …………………………………… 114 
114. Reproducción por autosporos …………………………………………………… 115 
115. Colonias con un mínimo de 4 células …………………………………………… 119 
119. Cenobio con células de un solo tipo …………………………………………...... 120 
120. Cenobio plano, tetraédrico o estrellado …………………………………………. 121 
121. Cenobio con forma de rectángulo, tetraédrico o estrellado …………………...... 130 
130. Células dispuestas en un solo plano …………………………………………...... 131 
131. Células ornamentadas con espinos …………………………………... Desmodesmus 
 
 
 
 
1. Formas unicelulares aisladas o en colonias …………………………………………... 2 
2. Formas unicelulares aisladas o en colonias, con vacuolas contráctiles ………………. 9 
9. Zoosporos siempre presentes ……………………………………………………….. 10 
10. Zoosporos no revestidos por escamas o sin pared celular …………………….......... 35 
35. División celular ausente …………………………………………………………….. 43 
43. Individuos aislados …………………………………………………………………. 44 
44. Células ovales, elipsoidales o subesféricas ………………………………………… 45 
45. Pared celular con rugosidades, espinos o setas …………………………………… 114 
114. Reproducción por autosporos …………………………………………………… 115 
115. Colonias con un mínimo de 4 células …………………………………………… 119 
119. Cenobio con células de un solo tipo …………………………………………...... 120 
120. Cenobio plano, tetraédrico o estrellado …………………………………………. 121 
121. Cenobio con forma de rectángulo, tetraédrico o estrellado …………………....... 130 
131. Células no ornamentadas con espinos ………………………………... Scenedesmus 
 
 
 
 
1. Formas unicelulares aisladas o en colonias …………………………………………... 2 
2. Formas unicelulares aisladas o en colonias, con vacuolas contráctiles ………………. 9 
9. Zoosporos en general ausentes, pueden ocurrir raramente …………………………... 22 
22. Pared celular adherente al citoplasma ………………………………………………. 23 
23. Célula esférica, elíptica, cordada o lunada ………………………………………….. 24 
24. Un cloroplastidio en forma de copa o revestido casi toda la cara interna de la pared 
celular …………………………………………………………………………………… 25 
25. Colonias formadas por numerosos individuos (incontables) ………….. Chlorococcum 
 
 
 
27 
 
 
1. Formas unicelulares aisladas o en colonias …………………………………………... 2 
2. Formas unicelulares aisladas o en colonias, con vacuolas contráctiles ………………. 9 
9. Zoosporos siempre presentes ……………………………………………………….. 10 
10. Zoosporos no revestidos por escamas o sin pared celular …………………….......... 35 
35. División celular ausente …………………………………………………………….. 43 
43. Individuos aislados …………………………………………………………………. 44 
44. Células ovales, elipsoidales o subesféricas ………………………………………… 45 
45. Pared celular lisa o con gránulos …………………………………………………... 46 
46. Células pigmentadas con cianelas o cloroplastidios ……………………………….. 47 
47. Cloroplastidios presentes (células verdes) …………………………………………. 48 
48. Pirenoide presente ………………………………………………………………….. 49 
49. Un cloroplastidio; sin pista o cruz oscura que separe las células en la colonia ……. 50 
50. Célula elipsoidal ……………………………………………………………………. 51 
51. Células elipsoidales, cilíndricas o reniformes …………………….. Oocystis (en parte) 
 
 
 
 
1. Formas unicelulares aisladas o en colonias …………………………………………... 2 
2. Formas unicelulares aisladas o en colonias, con vacuolas contráctiles ………………. 9 
9. Zoosporos siempre presentes ……………………………………………………….. 10 
10. Zoosporos no revestidos por escamas o sin pared celular …………………….......... 35 
35. División celular ausente …………………………………………………………….. 43 
43. Individuos aislados …………………………………………………………………. 44 
44. Células ovales, elipsoidales o subesféricas ………………………………………… 45 
45. Pared celular lisa o con gránulos …………………………………………………... 46 
46. Células pigmentadas con cianelas o cloroplastidios ……………………………….. 47 
47. Cloroplastidios presentes (células verdes) ………………………………………..... 48 
48. Pirenoide presente ………………………………………………………………….. 49 
49. Un cloroplastidio; sin pista o cruz oscura que separe las células en la colonia ……. 50 
50. Célula esférica o casi ………………………………………………………………. 52 
52. Pared celular fina, sin cualquier granulación ………………......... Chlorella (en parte) 
 
 
 
 
1. Formas unicelulares aisladas o en colonias …………………………………………... 2 
2. Formas unicelulares aisladas o coloniales, con vacuolas contráctiles ………………... 3 
3. Células sin pseudoflagelos ……………………………………………………………. 7 
7. Formas coloniales envueltas por mucilágeno abundante ……………………………... 8 
8. Cloroplasto estrellado …………………………………………………….. Asterococcus 
 
 
 
 
 
 
 
 
28 
 
1. Formas unicelulares aisladas o en colonias …………………………………………... 2 
2. Formas unicelulares aisladas o en colonias, con vacuolas contráctiles ………………. 9 
9. Zoosporos siempre presentes ……………………………………………………….. 10 
10. Zoosporos no revestidos por escamas o sin pared celular …………………….......... 35 
35. División celular ausente …………………………………………………………….. 43 
43. Individuos aislados …………………………………………………………………. 44 
44. Células ovales, elipsoidales o subesféricas ………………………………………… 45 
45. Pared celular con rugosidades, espinos o setas …………………………………… 114 
114. Reproducción por autosporos …………………………………………………… 115 
115. Colonias con un mínimo de 4 células …………………………………………… 119 
119. Cenobio con células de un solo tipo …………………………………………...... 120 
120. Cenobio esférico o casi …………………………………………………. Coelastrum 
 
 
 
 
1. Formas unicelulares aisladas o en colonias …………………………………………... 2 
2. Formas unicelulares aisladas o en colonias, con vacuolas contráctiles ………………. 9 
9. Zoosporos siempre presentes ……………………………………………………….. 10 
10. Zoosporos no revestidos por escamas o sin pared celular …………………….......... 35 
35. División celular ausente …………………………………………………………….. 43 
43. Individuos aislados …………………………………………………………………. 44 
44. Células ovales, elipsoidales o subesféricas ………………………………………… 45 
45. Pared celular con rugosidades, espinos o setas …………………………………… 114 
114. Reproducción por autosporos …………………………………………………… 115 
115. Colonias con un mínimo de 4 células …………………………………………… 119 
119. Cenobio con células de un solo tipo …………………………………………...... 120 
120. Cenobio plano, tetraédrico o estrellado …………………………………………. 121 
121. Cenobio con la forma de cruz o paralelograma …………………………………. 122 
122. Célula sin espinos ……………………………………………………………….. 123 
123. Células con apéndices membranosos …………………………………………… 124 
124. Cenobio globoso o con forma aproximada de rectángulo ………………………. 125 
125. Cenobio más o menos rectangular