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Universidad de Lima 
Instituto De Investigación Científica (IDIC) 
 
 
OPTIMIZACIÓN DEL PROCESO DE 
EXTRACCIÓN DE COLÁGENO NATIVO DE 
NUCA DE POTA (Dosidicus gigas) 
 
Segundo informe Proyecto IDIC 2023 – PI.56.004.2023 
Nancy Chasquibol, Rafael Alarcón, Axel Sotelo, Yeromi Paredes 
 
Coordinador del proyecto de investigación 
Nancy Chasquibol Silva 
(0000-0002-9858-0431) 
 
 
Lima – Perú 
Setiembre de 2023 
 
 
 
 
 
2 
 
Optimización de la extracción de colágeno nativo de nuca de 
pota (Dosidicus gigas) 
 
Nancy Chasquibol, Rafael Alarcón, Axel Sotelo, Yeromi Paredes 
Grupo de Investigación en Alimentos Funcionales, Carrera de Ingeniería Industrial, 
Instituto de Investigación Científica, Universidad de Lima, Av. Javier Prado Este 4600, 
Fundo Monterrico Chico, Surco, Lima 15023, Perú 
 
nchasquibol@ulima.edu.pe 
 
Resumen: 
La pota (Dosidicus gigas) o calamar gigante es de gran relevancia comercial y 
nutricional por su alto contenido en compuestos con valor agregado como proteínas y 
ácidos grasos (EPA y DHA); sin embargo, en su procesamiento solo se utiliza el 50 o 
60% del recurso marino, y el resto son subproductos que podrían ser aprovechados para 
transformarlos en compuestos con alto valor agregado. En la presente investigación se 
utilizará la nuca de la pota (subproducto) para la obtención de colágeno nativo empleando 
la metodología de superficie respuesta para determinar los parámetros óptimos de 
extracción de mayor porcentaje de colágeno de nuca de pota utilizando las variables 
relación materia prima solvente (0.1 – 0.2), concentración de NaOH (0.05 – 0.15 N) y 
tiempo de extracción (4 – 30 hr). El colágeno de nuca de pota optimizado se caracterizará 
mediante su pureza, contenido de polifenoles totales, actividad antioxidante 
digestibilidad invitro, contenido de aminoácidos totales y propiedades tecnofuncionales. 
. 
Palabras claves: pota, colágeno, subproducto, optimización, caracterización 
 
1. INTRODUCCIÓN 
Las actividades pesqueras y acuícolas generan una amplia gama de diferentes 
desechos, producidos por una variedad de peces, mariscos, calamares, entre otros, a pesar 
de su posible uso en el desarrollo de productos innovadores como son los alimentos 
funcionales. Considerando que los “desechos” del procesamiento industrial representan 
hasta el 75 % de la parte comestible, este desperdicio, debido al escaso reciclaje de los 
 
 
 
3 
 
recursos naturales puede ir acompañado de la falta de sostenibilidad. Los subproductos 
obtenidos de fuentes marinas pueden suministrar moléculas bioactivas muy importantes, 
como proteínas hidrolizadas, colágeno, péptidos, ácidos grasos poliinsaturados, 
compuestos antioxidantes, entre otros (Mutalipassi et al., 2021). En este sentido, el 
calamar gigante se destaca como un importante recurso marino que podría ofrecer 
diversos compuestos bioactivos de sus subproductos. 
De acuerdo con Gutiérrez-Flores et al., (2021), el calamar gigante o pota, 
Dosidicus gigas (D’Orbigny), es un cefalópodo con gran relevancia comercial y 
nutricional por su alto contenido proteico y bajo contenido de grasas. La pota es una 
especie fundamental para el ecosistema marino e importante comercialmente en el océano 
Pacífico (Hu et al., 2022; Han et al., 2022). La pesquería del calamar gigante es una de 
las más importantes en el Perú, el cual registró un aumento significativo en el consumo 
humano directo en más de 300% respecto al mes de marzo del 2022, incrementándose la 
pesca 46.1 % en términos de volumen (Produce, 2023). 
De acuerdo con (Loo-Kung Baffigo et al., 2021), el procesamiento de la pota se 
destina al tubo o manto, la cabeza, los tentáculos y las aletas. A partir del manto se 
obtienen anillas, botones, tiras o rabas, cubos y steak; del procesamiento del tentáculo se 
obtienen rodajas y puntas de tentáculos. Del procesamiento de la pota solo se aprovecha 
el 50 o 60% del recurso marino, y el resto son subproductos que podrían ser aprovechados 
para transformarlos en compuestos con valor agregado como gelatina, colágeno, quitina, 
concentrados proteicos, proteasas, EPA y DHA, y otros (Ezquerra‐Brauer & Aubourg, 
2019). No obstante, generalmente estos residuos se eliminan y menormente se destinan 
para la obtención de harina para alimentación animal (Loo-Kung Baffigo et al., 2021). 
Según Ezquerra‐Brauer & Aubourg (2019), existen oportunidades significativas en el uso 
de subproductos de pescados y mariscos para crear nuevos productos beneficiosos. En la 
pota se puede aprovechar su contenido de proteína (10-13%) de la materia prima fresca 
(Gutiérrez-Flores et al., 2021; Pariona-Velarde & Barriga-Sánchez, 2022). Por estos 
motivos, la obtención de colágeno podría ser relevante como estrategia para el 
aprovechamiento de los subproductos de pota. 
El colágeno es una fuente de proteína que es constituido por una estructura de 
triple hélice con una disposición repetitiva de aminoácidos de glicina-prolina-
hidroxiprolina (Wardani et al., 2023), el colágeno agrupa a una familia 
 
 
 
4 
 
de glicoproteínas que constituyen una cuarta parte de la masa proteica de los humanos y 
otros vertebrados (Sorushanova et al., 2019), es uno de los principales componentes de 
la piel y juega un papel importante en el mantenimiento de su estructura e hidratación, 
actuando también sobre la estructura de las uñas y el cabello (Sibilla et al., 2015; Subhan 
et al., 2021). En huesos y dientes, el colágeno tipo I es responsable de la mayor parte de 
la matriz orgánica, proporcionando resistencia y rigidez a la fractura; en tendones y 
ligamentos, transmite fuerza a los músculos y huesos y almacena energía elástica, entre 
otras acciones. El colágeno tipo II es un componente crítico del cartílago articular (Fratzl, 
2008). 
El colágeno no hidrolizado es más soluble a pH ácido (<4), con baja solubilidad 
a pH neutro y alcalino. La solubilidad y la bioactividad del colágeno se pueden aumentar 
a través de la hidrólisis in vitro. Hidrólisis enzimática (por ejemplo, papaína, alcalasa, 
proteinasa, colagenasa, termolisina, pepsina y tripsina) puede escindir polipéptidos 
específicamente para producir bioactivos y péptidos de grado alimenticio (Vilcacundo et 
al., 2017). Por todo lo anterior, la presente investigación se utilizará la nuca de la pota 
(subproducto) para la obtención de colágeno nativo empleando la metodología de 
superficie respuesta para determinar los parámetros óptimos de extracción de mayor 
porcentaje de colágeno de nuca de pota utilizando las variables relación materia prima 
solvente (0.1 – 0.2), concentración de NaOH (0.05 – 0.15 N) y tiempo de extracción (4 – 
30 hr). El colágeno de nuca de pota optimizado se caracterizará mediante su pureza, 
contenido de polifenoles totales, actividad antioxidante digestibilidad invitro, contenido 
de aminoácidos totales y propiedades tecnofuncionales. 
 
2. METODOLOGÍA 
2.1 Materiales 
La nuca de pota (Dosidicus gigas) (10 kg) fueron recolectadas del terminal pesquero de 
Villa María del Triunfo ubicado en la Ciudad de Lima – Perú. Las muestras fueron 
recepcionadas en el Laboratorio de Alimentos Funcionales de la Carrera de Ingeniería 
Industrial de la Universidad de Lima donde se realizó su molienda en la moledora de 
carne (QJ-K12, Ryu, Guandong, China). 
 
https://www.sciencedirect.com/topics/food-science/glycoprotein
 
 
 
5 
 
2.2 Obtención de colágeno de nuca de pota 
Se realizó según el método propuesto por Nagai et al., (2001), con algunas 
modificaciones. 50 g de nuca molida fresca se pretrataron con NaOH 0,05 – 0.15 N, 1/10 
– 1/5 (m/v) durante 4 - 30 horas. Para la remoción de las proteínas no colagénicas, se 
filtró y el sobrenadante se lavó con abundante agua para eliminar el NaOH (Arumugam 
et al., 2018; Cheng et al., 2019; Mirzapour‐Kouhdasht et al., 2019; Quintero & Zapata, 
2017). Posterior a ello, el colágeno obtenido se secó por infrarrojo(IRC D18, Irconfort, 
Sevilla, España) a 60 °C, obteniendo colágeno seco. 
2.2.1 Cuantificación de colágeno de nuca de pota 
 
La cuantificación del colágeno se realizó siguiendo la metodología de Quintero & Zapata 
(2017), las muestras de colágeno fueron sometidas a una hidrolisis acida con HCl 6,0 M 
durante 12 horas a 90 °C, posteriormente se tomó una alícuota del hidrolizado en relación 
1:20 con agua destilada. A 1 mL de esta solución se agregó 1 mL de: sulfato cúprico 
0.01N, hidróxido de sodio 2,5 M, peróxido de hidrogeno al 6% y 0,1 mL de sulfato 
ferroso 0.05 M. Luego se agitó vigorosamente la muestra hasta desaparecer las burbujas 
de gas, se adicionó 4,0 mL de ácido sulfúrico 3N y 2 mL de la solución de p-
dimetilaminobenzaldehido al 5%. Se calentó durante a 70 ºC por 16 minutos y se enfrió 
en baño de hielo, la absorbancia se medió en espectrofotómetros UV/VIS a 540 nm (UV 
1280 Vis Spectrophotometer, Shimadzu, Kioto, Japón). La curva de calibración se realizó 
usando seis soluciones estándar de trans-4-Hydroxy-L-proline ≥99% (Sigma Aldrich). 
Para calcular la concentración de colágeno se utilizó el factor de 14.1 (Raman & Mathew, 
2014) 
 
2.3 Diseño experimental para la optimización del proceso de extracción de colágeno 
 
Para la primera fase del diseño experimental (Figura 1), se utilizaron 6 pruebas como se 
muestra en la Tabla 1 para determinar si las variables de: calentamiento (50 y 90 °C), 
relación materia prima: NaOH 0.1N (1:5 y 1:10) y el tiempo de extracción (5 y 24 horas) 
influyen en la extracción de colágeno de nuca de pota, además comprobar si el mayor 
porcentaje de colágeno se encuentra en el residuo o en la solución precipitada con ácido 
acético 0.6M. El diagrama de extracción de colágeno de nuca de pota se muestra en la 
Figura 1. 
 
 
 
6 
 
Tabla 1 
Diseño experimental 
Prueba 
Peso 
muestra 
(g) 
Agua 
(mL) 
Temperatura 
de 
Calentamiento 
(°C) 
Tiempo de 
Calentamiento 
(h) 
Solución 
extractante 
(NaOH) 
Tiempo 
(h) 
1 50 250 50 1 250 5 
2 50 250 90 1 250 5 
3 50 - - - 250 5 
4 50 - - - 250 24 
5 50 - - - 500 5 
6 50 - - - 500 24 
 
 
Figura 1: Diagrama de extracción de colágeno de nuca de pota (Dosidicus gigas) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Nuca molida 
Cocción 
Mezcla 
Extracción 
Filtrado 
Solución Residuo solido 
Precipitado 
Filtrado 
solución 
Secado 
Lavado 
Secado 
T° = 50 – 90 °C 
t: 5 h 
 
Mp: NaOH 0.1N (1:5) 
T°: ambiente 
t: 5 – 24 h 
Agitación: 500 rpm 
T°: 60 °C 
T°: 60 °C 
Ácido acético: 0.6 M 
Precipitado 
 
 
 
7 
 
Para optimizar el porcentaje de extracción de colágeno de nuca de pota, el diseño 
experimental empleará una metodología de superficie de respuesta (MSR) con un diseño 
Box-Behnken (Box & Behnken, 1960), utilizando el software Minitab 19 (Stat-Ease, Inc., 
Minneapolis, MN, EE. UU.). Se utilizarán tres variables independientes: X1: 
concentración de NaOH, X2: tiempo; y X3: relación materia prima: NaOH en tres niveles 
equidistantes. niveles (-1, 0 y +1). Se determinará como variable respuesta el porcentaje 
de colágeno extraído (Y). Las variables se encuentran en la Tabla 2, el rango de variables 
independientes se seleccionó de acuerdo con los resultados de la primera fase. 
 
Tabla 2 
Variables independientes y valores codificados en diseño Box-Behnken para 
experimentos de un solo factor. 
Variable -1 0 +1 
Concentración NaOH (N) 0.05 0.1 0.15 
Tiempo (horas) 4 17 30 
Relación materia prima: solvente 0.1 0.15 0.2 
 
 
 
Los quince ensayos experimentales del diseño Box-Behnken se muestran en la Tabla 3. 
Los datos de cada ensayo experimental se aplicaron de acuerdo con el MSR a través del 
método propuesto. Modelos de análisis reducido de varianza (ANOVA). Los datos 
experimentales se ajustaron utilizando el modelo cuadrático (1): 
 
 
 
donde Y es la variable dependiente. Xi y Xj son variables independientes. b0, bj, bjj y bij 
son coeficientes de regresión variables para los efectos de intersección, cuadrático lineal 
y de interacción del modelo, respectivamente. El error está representado por ei. La 
adecuación de los generados. Los modelos matemáticos se determinaron en términos de 
sus coeficientes de determinación R2, R2adj y valores de precisión adecuados. Se 
determinará la optimización de la extracción de colágeno del modelo matemático 
seleccionado para determinar las condiciones para el mayor porcentaje de extracción. 
 
 
 
8 
 
 
 
Tabla 3 
Diseño Box-Behnken para optimizar el porcentaje de extracción de colágeno de nuca 
de pota 
 
Stdorder Runorder Pttype Blocks Concentración NaOH (N) Tiempo (hrs) Relación mp: NaOH 
12 1 2 1 0.05 17 0.2 
7 2 2 1 0.1 4 0.1 
13 3 0 1 0.15 17 0.2 
8 4 2 1 0.1 17 0.15 
6 5 2 1 0.05 30 0.15 
10 6 2 1 0.05 4 0.15 
1 7 2 1 0.15 30 0.15 
2 8 2 1 0.1 17 0.15 
14 9 0 1 0.1 30 0.2 
9 10 2 1 0.15 17 0.1 
5 11 2 1 0.15 4 0.15 
11 12 2 1 0.1 30 0.1 
3 13 2 1 0.05 17 0.1 
15 14 0 1 0.1 17 0.15 
4 15 2 1 0.1 4 0.2 
 
 
 
 
2.4 Caracterización del colágeno 
2.4.1 Pureza por electroforesis 
 
La pureza del colágeno será determinada por electroforesis en gel de poliacrilamida con 
SDS, basándose en el método de Laemmli (1970). Las muestras se mezclarán con 0.5 M 
Tris HCl pH 6.8, SDS al 10%, glicerol, azul de bromofenol y agua desionizada, en una 
relación 1:1, se calentará la mezcla durante 10 min a ebullición y se enfriará a temperatura 
ambiente. Se empleará 20 µL de muestra al gel de poliacrilamida. Un sistema discontinuo 
de gel de poliacrilamida será empleado con una concentración de 7.5% para el gel 
separador y 4% para el gel concentrador y se realizará la corrida a 20 mV durante 2 h. 
Luego, se retirará el gel de la cámara, se agregará solución de azul de Comassie R-250-
ácido acético-isopropanol durante toda la noche, para finalmente desteñir con una 
solución de metanol 40%(v/v), ácido acético 10% (v/v) y agua desionizada 50 % (v/v). 
Dentro de la corrida se añadirá una muestra estándar (H) y un marcador de peso molecular 
conocido (Kaleidoscope Prestained Standards de Bio-rad). 
 
 
 
9 
 
2.4.2 Polifenoles totales 
 
El contenido fenólico total (TPC) de las muestras se determinará mediante el método 
Folin-Ciocalteau (Luo et al., 2020). Se disolverá 15 mg de muestra en 4,5 mL de metanol 
y 2,5 mL de reactivo Folin-Ciocalteau 2 N, y la mezcla se agitará usando un vórtex 
(Wizard, Velp, Italia) durante 1 min. Después de 5 minutos, Se agregarán 2.5 mL de 
solución de carbonato de sodio (20%), y la mezcla se dejará a 40 °C por 30 minutos. La 
mezcla se enfriará y se filtra a través de papel de filtro Whatman N° 2 (Whatman 
International Ltd., Maidstone, Reino Unido). La absorbancia de la solución se medirá a 
760 nm usando un espectrofotómetro (UV 1280 Vis Spectrophotometer, Shimadzu, 
Japón). Se utilizará agua ultrapura como blanco de control. Los resultados se expresarán 
en µg equivalentes de ácido gálico (GAE)/gramo. 
 
2.4.3 Actividad antioxidante DPPH 
 
Se seguirá el método de Luo et al., (2020) con algunas modificaciones. Se solubilizarán 
15 mg de muestras en 4,5 mL de metanol/ácido acético/agua (50:8:42, v/v/v), se agitará 
con un vórtex (Wizard, Velp, Italia) durante 1 min y se deja en un baño de agua durante 
20 min. a 80 °C. se agregará 3.9 mL de 25 ppm de solución radical 2, 2-difenil-1-
picrilhidrazilo (DPPH) (2.5 mg DPPH en 100 mL MeOH) y las muestras se dejarán en la 
oscuridad a 25 °C. La mezcla se agitará en vórtex durante 1 min y luego se filtrará a través 
de papel de filtro Whatman N° 2. La absorbancia de la solución se medirá a 517 nm 
mediante espectrometría (espectrofotómetro UV 1280 Vis, Shimadzu, Japón). Se 
utilizará como blanco de control 500 µL de metanol con 3,9 mL de solución de radical 
DPPH de 25 ppm. Los resultados se expresarán en µg de trolox /gramo.2.4.4 Digestibilidad in vitro (IVPD) 
 
El índice de digestibilidad (Indice vitro protein digestibility) (IVPD) se realizará según 
el método de Tinus et al. (2012), 62.5 mg de muestra se rehidratarán en 10 mL de agua 
por 1 hora a 37°C, después del cual el pH se ajustará cercano a 8 con 0.1 M NaOH o HCl. 
Se añadirá 10 mL de solución de multi-enzima preparada diariamente y almacenada a 
37°C y se registrará la variación del pH por 10 minutos. La solución de multi-enzima 
 
 
 
10 
 
estará compuesta de 16 mg de trypsina, 31 mg de chymotrypsina y 13 mg de proteasa. 
Los resultados serán expresados como: 
𝐼𝑉𝑃𝐷 (%) = 65.66 + 18.10 × (𝑝𝐻0𝑚𝑖𝑛 − 𝑝𝐻10 𝑚𝑖𝑛 
 
2.4.5 Análisis de aminoácidos totales 
 
Las muestras (2 mg) serán hidrolizadas con 4 mL de HCl 6 N a 110°C durante 24 h. El 
triptófano será analizado mediante HPLC después de una hidrólisis básica de acuerdo con 
Yust et al., (2004). Los aminoácidos se determinarán después de derivatizarlos con el 
dietil etoximetilenmalonato mediante HPLC (ARC, Waters, USA) de acuerdo con el 
método de Alaiz et al., (1992). Se utilizará como patrón interno el ácido D, L-α 
aminobutírico y se utilizará una columna de fase reversa C18 (300 mmx3.9 mm i.d. 
Novapack C18, 4µm; Waters, Milford. MA, USA). Los aminoácidos derivatizados 
eluídos se detectaron a 280 nm (PDA 2998, Waters, USA). 
 
2.4.6 Propiedades tecno funcionales 
2.4.6.1 Capacidad de retención de agua 
Se determinará de acuerdo con el método descrito por (Sciarini et al., 2009). Se 
pesará 0.25 g del colágeno en tubo de ensayo de 15 mL y se adicionará 10 mL 
de agua destilada con 0.02% de azida de sodio. Las muestras se dejarán en 
reposo durante toda la noche a temperatura ambiente, posteriormente los tubos 
se centrifugarán a 1600 rpm por 10 min, el sobrenadante se desechará y se pesará 
la muestra hinchada. La CRA se calculará usando la siguiente ecuación: 
CRA = (Peso de la muestra hinchada – peso de la muestra seca) / (peso de la 
muestra seca) 
2.4.6.2 Capacidad emulsionante 
Se preparará 100 mL de dispersiones acuosas del colágeno al 1% (P/V) y se 
homogenizará con 100 mL de aceite vegetal usando un homogeneizador (L5M-
A, Silverson, Chesham, Buckinghamshire, Reino Unido) a 10 000 rpm por 10 
min. Se centrifugó las muestras a 1600 rpm por 15 min, y se medió el volumen 
final de la capa emulsionada. El porcentaje de CE se determinó usando la 
siguiente ecuación (Coorey et al., 2014). 
 
 
 
11 
 
% CE= (volumen final de la capa emulsionada) / (volumen total de la emulsión) 
x 100 
2.4.6.3 Capacidad de formación de espuma 
Se determinó por el método de Kaewmanee et al. (2014) con ligeras 
modificaciones. 100 mL de dispersión acuosa del colágeno al 1% (P/V) se 
homogenizó a 10 000 rpm por 2 min. La CEP se calculó usando la siguiente 
ecuación: 
%CEP= (volumen de espuma después de la homogenización) / (Volumen total 
de la muestra) x 100 
 
 
2.5 Análisis estadístico 
Los resultados se expresarán como la media de al menos tres determinaciones. Se 
utilizará el programa Minitab 19 para determinar los parámetros optimizados en el 
proceso de obtención de colágeno. 
 
 
 
 
 
 
 
 
12 
 
3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
En la Tabla 3 se muestran los resultados de la primera fase del diseño experimental de la 
extracción de colágeno de nuca de pota (Dosidicus gigas), se observa que el porcentaje 
de colágeno (25.38 – 40.61%) en los residuos es mayor al porcentaje de colágeno (1.97 
– 7.90 %) que se obtuvo en el precipitado. Según (Purba et al., 2023), el pretratamiento 
con álcali rompe enlaces telopéptidos (entrecruzamientos en el N-terminal) en la 
molécula de colágeno y las proteínas no colagénicas se hacen solubles quedándose solo 
las proteínas colagénicas en estado sólido. Motivo por el cual en la segunda fase del 
diseño experimental se utilizará solo el porcentaje de colágeno obtenido en el residuo 
para determinar los parámetros optimización de extracción de colágeno de nuca de pota. 
En la Tabla 3, el porcentaje de colágeno (25.38 y 25.80 %) en los residuos de las pruebas 
(1 y 2) con calentamiento fueron menor al porcentaje de colágeno (26.09 – 40.61 %) en 
los residuos de pruebas sin calentamiento, esto debido que el colágeno se encuentra 
formando parte del tejido conectivo animal y estos tienen enlaces cruzados que se hacen 
difícil de disolver incluso con tratamiento térmico (Purba et al., 2023). Motivo por el cual 
se descarta el calentamiento como variable para la segunda fase del diseño experimental 
en la extracción de colágeno de nuca de pota. 
El porcentaje de colágeno (25.38 – 35.53%) de las pruebas con 250 mL de NaOH 0.1 N 
(pruebas 1-4) es menor al porcentaje de colágeno (37.79 – 40.61%) obtenido en las 
pruebas con 500 mL de NaOH 0.1 N como se muestra en la Tabla 3. Quintero & Zapata, 
(2017), observaron que la concentración de NaOH afecta en la extracción de colágeno 
por el método de solubilización con álcali (NaOH) y acido (ácido acético), por lo cual se 
utilizarán a las variables concentración de NaOH y relación materia prima: NaOH, como 
variables a utilizar en la segunda fase del diseño experimental para la extracción de 
colágeno de nuca de pota. 
Según Tapia‐Vasquez et al. (2020) el tiempo de extracción es una variable significativa 
en la extracción de colágeno, esto se observa en el porcentaje de colágeno (35.53 y 40.61 
% ) obtenido en las pruebas 4 y 6, fueron mayores que el porcentaje de colágeno obtenido 
de las otras pruebas, por lo cual se tomara a la variable tiempo como variable a utilizar 
en la segunda fase del diseño experimental para la extracción de colágeno de nuca de 
pota. 
 
 
 
13 
 
Tabla 3 
Resultados de extracción de colágeno de nuca de pota 
Prueba 
Temperatura 
de 
Calentamiento 
(°C( 
Tiempo de 
Calentamiento 
(h) 
Hidróxido 
de Sodio 
(mL) 
Tiempo 
Extracción 
Residuo 
Colágeno 
(%) 
Precipitado 
 Colágeno 
(%) 
1 50 1 250 5 25.38 7.90 
2 90 1 250 5 25.80 6.91 
3 - - 250 5 26.09 3.67 
4 - - 250 24 35.53 3.38 
5 - - 500 5 37.79 2.40 
6 - - 500 24 40.61 1.97 
 
4. REFERENCIAS 
Alaiz, M., Navarro, J. L., Girón, J., & Vioque, E. (1992). Amino acid analysis by high-
performance liquid chromatography after derivatization with diethyl 
ethoxymethylenemalonate. Journal of Chromatography A, 591(1–2), 181–186. 
https://doi.org/10.1016/0021-9673(92)80236-N 
Arumugam, G. K. S., Sharma, D., Balakrishnan, R. M., & Ettiyappan, J. B. P. (2018). 
Extraction, optimization and characterization of collagen from sole fish skin. 
Sustainable Chemistry and Pharmacy, 9, 19–26. 
https://doi.org/10.1016/j.scp.2018.04.003 
Box, G. E. P., & Behnken, D. W. (1960). Some New Three Level Designs for the Study 
of Quantitative Variables. Technometrics, 2(4), 455. 
https://doi.org/10.2307/1266454 
Cheng, Y., Wu, J., Zhang, J., & Chen, W. (2019). A NOVEL COLLAGEN 
EXTRACTION METHOD BASED ON MICROWAVE IRRADIATION. 
Coorey, R., Tjoe, A., & Jayasena, V. (2014). Gelling Properties of Chia Seed and Flour. 
Journal of Food Science, 79(5), E859–E866. https://doi.org/10.1111/1750-
3841.12444 
Ezquerra‐Brauer, J. M., & Aubourg, S. P. (2019). Recent trends for the employment of 
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Universidad de Lima 
Instituto De Investigación Científica (IDIC) 
 
 
DESARROLLO DE GALLETAS 
ENRIQUECIDAS CON COLÁGENO 
HIDROLIZADO DE NUCA DE POTA 
(Dosidicus gigas) 
 
Segundo informe Proyecto IDIC 2023 – PI.56.004.2023 
Nancy Chasquibol, Rafael Alarcón, Axel Sotelo, Yeromi Paredes 
 
Coordinador del proyecto de investigación 
Nancy Chasquibol Silva 
(0000-0002-9858-0431) 
 
 
Lima – Perú 
Setiembre de 2023 
 
 
 
2 
 
Desarrollo de galletas enriquecidas con colágeno hidrolizado 
de nuca de pota (Dosidicus gigas) 
 
Nancy Chasquibol, Rafael Alarcón, Axel Sotelo, Yeromi Paredes 
nchasquibol@ulima.edu.pe 
Universidad de Lima 
 
Resumen: Existe una creciente demanda en el consumidor por adquirir alimentos 
funcionales que no solo cumplan con la capacidad de nutrición; sino de aportar 
compuestos bioactivos que ayuden a mejorar la salud y prevenir enfermedades crónicas. 
En la presente investigación se formulará galletas que contengan colágeno hidrolizado de 
nuca de pota en diferentes concentraciones (5, 10, 15 y 20 %) y se evaluará su contenido 
de composición proximal, polifenoles totales, actividad antioxidante (DPPH y ABTS), 
análisis de aminoácidos, digestibilidad in vitro, actividad de agua, textura, evaluación 
sensorial, análisis microbiológico, análisis de la ley saludable y tiempo de vida de las 
galletas formuladas. 
 
Palabras Clave: galleta, colágeno, SUBPRODUCTOS, POTA, alimento funcional 
 
1. INTRODUCCIÓN 
En la actualidad existe una mayor proporción de consumidores conscientes sobrela relación entre la dieta nutricional, el estado de salud y el bienestar; lo que ha impulsado 
la demanda de nuevos productos alimenticios fabricados con tecnologías ecológicas y la 
producción de nuevos alimentos o ingredientes funcionales (Losoya-Sifuentes et al., 
2023; Pinto et al., 2021, 2023) Por lo cual, los consumidores no solo demandan alimentos 
que cumplan requisitos nutricionales convencionales (Önal et al., 2019), sino, alimentos 
con propiedades funcionales y nutracéuticas que incluyan compuestos bioactivos con 
propiedades promotoras de la salud y efectos preventivos contra enfermedades crónicas 
como: patologías metabólicas, neurológicas y cardiovasculares, cáncer, diabetes y 
envejecimiento prematuro) (Luvián-Morales et al., 2022; Pinto et al., 2021). 
 
 
 
 
3 
 
Existen diversas investigaciones que demuestran la factibilidad técnica del desarrollo de 
diversos prototipos de alimentos con propiedades funcionales como el pan multigrano 
cocido al vapor con índice glucémico bajo y capacidad de aumentar el glucógeno hepático 
y reducir los niveles de triglicéridos e insulina, mejora la tolerancia oral a la glucosa y 
los niveles de lípidos en sangre en ratones diabéticos (Shang et al., 2023), bebida 
fermentada a base de leche de soya con alto contenido de compuestos bioactivos y 
mejorar la microbiota intestinal (Maftei et al., 2023). 
Estudios recientes como de Losoya-Sifuentes et al., (2023), desarrollaron una galleta alto 
en antioxidantes que podría mejorar el daño causado por los radicales libres en el cuerpo 
y evitar que causen daño a otras células. Koh et al., (2023), formularon galletas de 
mantequilla sin gluten con polvos de hojas de té verde agotado mejorando sus 
propiedades nutricionales y antioxidantes. Kruczek et al., (2023), agregaron orujo de 
manzana a la formulación de galletas para introducir ácidos fenólicos, derivados de 
quercetina, flavan-3-oles y dihidrocalconas. Pinto et al., (2023), agregaron harina de 
residuos de castaña para formular galletas con propiedades antioxidantes, evidenciando 
el potencial secuestrante frente a las especies reactivas de oxígeno y nitrógeno, atribuido 
principalmente a los derivados del ácido gálico, ácido elágico, catequina y ácidos 
cafeoilquínicos. Soares et al., (2023), formularon galletas con harina de cascaras de cacao 
enriqueciendo las galletas con fenoles y flavonoles. Por lo cual es factible agregar a la 
formulación de la galleta insumos que le añadan propiedades funcionales. 
 
El colágeno es una proteína con alta biodegradabilidad y biocompatibilidad a diferencia 
de otros polímeros naturales (Gonzales Molfino et al., 2020). Debido a su alta capacidad 
de absorción de agua, el colágeno se emplea para texturizar, espesar y formar gel; por lo 
que presenta diversas aplicaciones en las áreas de nutracéuticos, cosmecéuticos, 
biomédicos, biomateriales y en la industria alimentaria (Coppola et al., 2020). Los 
estudios preclínicos indican que el colágeno hidrolizado estimula la regeneración de los 
tejidos colaginosos, potenciando la síntesis de colágeno tisular y también de los restantes 
componentes minoritarios de dichos tejidos (proteoglicanos y ácido hialurónico); así 
también, los estudios clínicos demuestran que la ingesta continuada de colágeno 
hidrolizado ayuda a reducir el dolor articular de desgaste, a ralentizar la pérdida de masa 
 
 
 
4 
 
ósea y a atenuar los signos de envejecimiento dérmico y otros síntomas de la osteoporosis 
(Juher & Pérez, 2015). 
En este sentido, las galletas pueden ser adecuadas para reformular sus ingredientes y 
preparación de manera que se pueda obtener un producto promotor de la salud que 
cumplan con las demandas dietéticas; de este modo, puede ofrecer una oportunidad 
destacada como un vehículo favorable para la entrega de micronutrientes (como 
vitaminas y minerales) y otros compuestos bioactivos (como compuestos fenólicos y 
carotenoides) que enriquezca su calidad nutricional y sus propiedades funcionales 
(Chandra et al., 2014; Lucini Mas et al., 2022). 
Por todo lo anterior, esta investigación tiene como objetivo evaluar el efecto de diferentes 
concentarciones de colágeno (5, 10, 15 y 20 %) sobre el contenido de composición 
proximal, polifenoles totales, actividad antioxidante (DPPH y ABTS), Análisis de 
aminoácidos, digestibilidad in vitro, actividad de agua, textura, evaluación sensorial, 
análisis microbiológico, ley saludable y tiempo de vida en el desarrollo de galletas. 
 
2. METODOLOGÍA 
2.1 Materiales 
El colágeno hidrolizado de nuca de pota (Dosidicus gigas) será obtenido en el Laboratorio 
de Alimentos Funcionales de la carrera de Ingeniería Industrial de la Universidad de 
Lima, según la metodología del proyecto “Obtención de colágeno hidrolizado de 
subproductos de pota para el desarrollo de alimentos funcionales” – IDIC – 2023. Los 
ingredientes utilizados para el desarrollo de las galletas serán comprados en el mercado 
local de Lima, Perú. 
2.2 Producción de galletas 
Las galletas se formularán según la Tabla 1. Para la preparación se mezclará las harinas 
y el colágeno con el huevo por 10 minutos en una batidora (FPSTSMPL1-053, Oster, 
China), se agregará aceite de sacha inchi y se mezclará por 5 minutos, la masa de galleta 
se dividirá en porciones de 16 ± 1 g, y cada porción se moldeará en una forma circular de 
aproximadamente 6 mm de espesor y 5 cm de diámetro. Las muestras serán horneadas 
por 10 min a 165 °C en un horno con convección (HEB60R, Imaco, Guandong, China). 
La galleta control no llevara en su formulación colágeno hidrolizado de nuca de pota 
como se muestra en la Tabla 1. 
 
 
 
5 
 
 
 
 
Tabla 1 
Formulación de galletas 
Insumos C M1 M2 M3 M4 
Harina (g) 80 75 70 65 60 
Huevo (g) 20 20 20 20 20 
Aceite de sacha inchi (g) 15 15 15 15 15 
Harina de camote (g) 20 20 20 20 20 
Colágeno hidrolizado de pota (g) 0 5 10 15 20 
C: Control 
M: Muestra 
 
2.3 Caracterización de galletas 
2.3.1 Composición proximal 
El contenido de humedad de las muestras se determinará a 110 °C hasta peso constante. 
El contenido de cenizas se determinará por el método de ignición (550 C durante 72 h). 
El contenido de grasa se determinará con hexano durante 9 h. El contenido de proteína 
total se determinará como porcentaje de nitrógeno 6,25 utilizando un analizador Kjeldahl 
(UDK 139, VELP, Usmate Velate. Italia), los métodos utilizados son oficiales de la 
AOAC. Los carbohidratos se medirán por diferencia. 
2.3.2 Polifenoles totales 
El contenido fenólico total (TPC) de las muestras se determinará mediante el método 
Folin-Ciocalteau (Luo et al., 2020). Se disolverá 15 mg de muestra en 4,5 mL de metanol 
y 2,5 mL de reactivo Folin-Ciocalteau 2 N, y la mezcla se agitará usando un vórtex 
(Wizard, Velp, Italia) durante 1 min. Después de 5 minutos, Se agregarán 2.5 mL de 
solución de carbonato de sodio (20%), y la mezcla se dejará a 40 °C por 30 minutos. La 
mezcla se enfriará y se filtra a través de papel de filtro Whatman N° 2 (Whatman 
International Ltd., Maidstone, Reino Unido). La absorbancia de la solución se medirá a 
760 nm usando un espectrofotómetro (UV 1280 Vis Spectrophotometer, Shimadzu, 
Kioto, Japón). Se utilizará agua ultrapura como blanco de control. Los resultados se 
expresarán en µg equivalentes de ácido gálico (EAG)/gramo. 
 
 
 
6 
 
 
2.3.3 Actividad antioxidante DPPH 
Se seguirá el metodo de Luo et al., (2020) con algunas modificaciones. Se solubilizarán 
15 mg de muestras en 4,5 mL de metanol/ácido acético/agua (50:8:42, v/v/v), se agitará 
con un vórtex (Wizard, Velp, Italia) durante 1 min y se deja en un baño de agua durante 
20 min. a 80 °C. se agregará 3.9 mL de 25 ppm de solución radical 2, 2-difenil-1-
picrilhidrazilo (DPPH) (2.5 mg DPPH en 100 mL MeOH) y las muestras se dejarán en la 
oscuridad a 25 °C. La mezcla se agitará en vórtex durante 1 min y luego se filtraráa través 
de papel de filtro Whatman N° 2. La absorbancia de la solución se midirá a 517 nm 
mediante espectrometría (espectrofotómetro UV 1280 Vis, Shimadzu, Japón). Se 
utilizará como blanco de control 500 µL de metanol con 3,9 mL de solución de radical 
DPPH de 25 ppm. Los resultados se expresarán en µg de trolox /gramo. 
 
2.3.4 Análisis de aminoácidos totales 
Las muestras (2 mg) serán hidrolizadas con 4 mL de HCl 6 N a 110°C durante 24 h. El 
triptófano será analizado mediante HPLC después de una hidrólisis básica de acuerdo con 
Yust et al., (2004). Los aminoácidos se determinarán después de derivatizarlos con el 
dietil etoximetilenmalonato mediante HPLC (ARC, Waters, Milford, USA) de acuerdo 
con el método de Alaiz et al., (1992). Se utilizará como patrón interno el ácido D, L-α 
aminobutírico y se utilizará una columna de fase reversa C18 (150 mmx 4 mm i.d. 
Novapack C18, 3.5 µm; Waters, Milford. MA, USA). Los aminoácidos derivatizados 
eluídos se detectaron a 280 nm (PDA 2998, Waters, Milford ,USA). 
 
2.3.5 Digestibilidad in vitro (IVPD) 
El índice de digestibilidad (Indice vitro protein digestibility) (IVPD) se realizará según 
el método de Tinus et al. (2012), 62.5 mg de muestra se rehidratarán en 10 mL de agua 
por 1 hora a 37°C, después del cual el pH se ajustará cercano a 8 con 0.1 M NaOH o HCl. 
Se añadirá 10 mL de solución de multi-enzima preparada diariamente y almacenada a 
37°C y se registrará la variación del pH por 10 minutos. La solución de multi-enzima 
estará compuesta de 16 mg de trypsina, 31 mg de chymotrypsina y 13 mg de proteasa. 
Los resultados serán expresados como: 
𝐼𝑉𝑃𝐷 (%) = 65.66 + 18.10 × (𝑝𝐻0𝑚𝑖𝑛 − 𝑝𝐻10 𝑚𝑖𝑛) 
 
 
 
7 
 
2.3.6 Textura 
La textura de las galletas se analizará mediante el uso de un texturómetro. Se utilizará 
una sonda cilíndrica de 25 mm de diámetro con una celda de carga de 5 kg según los 
métodos de Bárcenas & Rosell (2005). 
2.3.7 Evaluación sensorial 
Se realizarán pruebas de aceptación sensorial de las formulaciones con 50 panelistas no 
entrenados (de 18 a 30 años de edad) al azar provenientes de la comunidad universitaria 
de la Universidad de Lima. Las muestras se servirán en platos pequeños a temperatura 
ambiente. Los panelistas calificarán el nivel de agrado de las muestras por los atributos 
de sabor, aroma, textura, color y apariencia de cada una de las formulaciones. Los 
panelistas utilizarán una escala hedónica de 5 puntos que va desde 1 (me disgusta 
muchísimo) hasta 5 (me gusta muchísimo) con un valor medio de 3 (ni me gusta ni me 
disgusta) para evaluar cada formulación (Chandra et al., 2014; Losoya-Sifuentes et al., 
2023) . 
2.3.8 Análisis microbiológico 
Los prototipos de alimentos seran analizados microbiológicamente según lo indicado por 
la Resolución Ministerial 591-2008- MINSA. Norma sanitaria que establece los criterios 
microbiológicos de calidad sanitaria e inocuidad para los alimentos y bebidas de consumo 
humano. 
2.3.9 Análisis Ley saludable 
Los prototipos de alimentos seran analizados en su contenido de sodio, azucares totales, 
grasas saturadas y grasas trans, según la ley N° 30021 Ley de promoción de la 
alimentación saludable para niños, niñas y adolescentes, reglamentado en el Decreto 
Supremo N°017-2017-SA. 
2.3.10 Tiempo de vida. 
El estudio de tiempo de vida en almacenamiento se realizará sellando las galletas en 
bolsas herméticas de polietileno, y almacenándolas a temperatura ambiente (25 °C). Se 
analizarán las muestras en intervalos de 7 días respecto al contenido de humedad, 
polifenoles totales, actividad antioxidante, dureza (Koh et al., 2023; Zbikowska et al., 
2022). y método rancimat a las temperaturas de 100, 110 y 120 °C (Chasquibol et al., 
2022). 
2.4 Análisis estadístico 
Los resultados de las caracterizaciones se expresarán como la media de al menos tres 
determinaciones. Estos resultados se compararon mediante análisis de varianza 
 
 
 
8 
 
utilizando la prueba de Duncan a un nivel de confianza del 95 % con la ayuda del 
programa Minitab 22 (Minitab® statistical software, State College, PA, USA). 
 
3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
Aun no se cuentan con resultados del desarrollo de galletas con diferentes 
concentraciones de colágeno hidrolizado de nuca de pota debido que el insumo principal 
para la formulación de galletas es el colágeno hidrolizado de nuca de pota, el cual se 
encuentra en proceso de extracción a un 70%, el inicio del proceso de formulación de 
galletas con colágeno hidrolizado de nuca de pota se estima para el 18 de setiembre del 
2023. 
 
 
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Informe sobre el desempeño del practicante preprofesional y profesional 
 
• Proyecto de investigación: Obtención de colágeno hidrolizado de subproductos de pota para el 
desarrollo de alimentos funcionales 
• Nombre del investigador responsable: Nancy Chasquibol Silva 
• Nombre del practicante: Paredes Llosa, Yeromi Coral 
• Informe trimestral N°: 2 
• Fecha: 11/09/2023 
 
1. Indique las tareas realizadas por su practicante: 
 Detalle de la tarea Cumplió 
/ No cumplió 
1 Procesamiento de pota Cumplió 
2 Extracción de colágeno de pota Cumplió 
3 Determinación del contenido de colágeno de las muestras secas Cumplió 
4 
5 
6 
7 
8 
9 
10 
 
 
2. Evalúe las competencias de su practicante: 
 Competencia Muy alto Alto Medio Bajo Muy bajo 
1 Adaptabilidad X 
2 Capacidad para 
aprender 
X 
 
3 Capacidad de análisis X 
4 Capacidad de 
organización 
 X 
5 Aplicación de 
conocimientos 
 X 
6 Trabajo en equipo X 
7 Responsabilidad X 
 
 
3. ¿Cuál es su nivel general de satisfacción con su practicante? 
A. Totalmente satisfecho 
B. Satisfecho 
C. Ni satisfecho ni insatisfecho 
D. Insatisfecho 
E. Totalmente insatisfecho