laboratorio de biotecnología y microbiología animal

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UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL 
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA 
 
 
TRABAJO DE TITULACIÓN 
 
PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE: 
 
MÉDICA VETERINARIA ZOOTECNISTA 
 
 
TEMA 
“PARASITOSIS GASTROINTESTINAL EN ESPECIES 
ZOOTÉCNICAS, DIAGNOSTICADAS EN EL LABORATORIO 
DE BIOTECNOLOGÍA Y MICROBIOLOGÍA ANIMAL 
(ESPOCH – RIOBAMBA)” 
 
AUTORA 
LAURA MERCEDES FREIRE BERMÚDEZ 
 
TUTOR ACADÉMICO 
M.V.Z. ROBERTO DARWIN COELLO PERALTA, MSc. 
 
Guayaquil, Febrero 2015
ii 
 
CERTIFICACIÓN DE TUTORES 
En calidad de tutores del trabajo de titulación: 
 
CERTIFICAMOS 
Que hemos analizado el trabajo de Titulación como requisito previo para optar por el 
Título de Tercer Nivel de Médico(a) Veterinario(a) Zootecnista. 
El trabajo de titulación se refiere a: 
 
“PARASITOSIS GASTROINTESTINAL EN ESPECIES ZOOTÉCNICAS, 
DIAGNOSTICADAS EN EL LABORATORIO DE BIOTECNOLOGÍA Y 
MICROBIOLOGÍA ANIMAL (ESPOCH – RIOBAMBA)” 
 
Presentado por: 
Laura Mercedes Freire Bermúdez Cédula # 0930576558 
 
TUTORES 
 
 _________________________ ________________________ 
M.V.Z. Roberto Darwin Coello Peralta, Msc. Blgo. Cristóbal Antonio Freire Lascano 
 TUTOR ACADÉMICO TUTOR METODOLÓGICO 
 
 _______________________________ 
Dra. María de Lourdes Salazar Mazamba, PhD. 
 TUTOR DE ESTADÍSTICA 
 
 
Guayaquil, Febrero 2015 
iii 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 La responsabilidad por las ideas, 
 investigaciones, resultados y conclusiones 
 sustentadas en éste trabajo de titulación 
 corresponden exclusivamente a la autora. 
 
LAURA MERCEDES FREIRE BERMÚDEZ 
iv 
 
 
 
 
 
 
Dr. Roberto Cassís Martínez, PhD. 
RECTOR. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Dra. María de Lourdes Salazar Mazamba, PhD. 
DECANA 
 
 
 
 
 
 
 
 
Abgdo. Evert Vidal Arteaga Ramírez 
SECRETARIO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
M.V.Z. Roberto Darwin Coello Peralta, Msc. 
TUTOR ACADÉMICO 
 
 
v 
 
 
 
“PARASITOSIS GASTROINTESTINAL EN ESPECIES ZOOTÉCNICAS, 
DIAGNOSTICADAS EN EL LABORATORIO DE BIOTECNOLOGÍA Y 
MICROBIOLOGÍA ANIMAL (ESPOCH – RIOBAMBA)” 
 
LAURA MERCEDES FREIRE BERMÚDEZ 
 
 
 
TRABAJO DE TITULACIÓN 
 
PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE: 
 
 
 
MÉDICA VETERINARIA ZOOTECNISTA. 
 
 
Los miembros del Tribunal de Sustentación designados por la Comisión Interna de la 
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, damos por Aprobada la presente 
investigación con la Nota de ---- ( ---- ), Equivalente a ----------------. 
 
 
 
Dra. Lucila Sylva Morán, Msc. 
PRESIDENTE 
 
 
 
 
 Dra. Lidia Paredes Lozano Dr. Mauricio Valle Garay 
 EXAMINADOR PRINCIPAL EXAMINADOR PRINCIPAL 
 
 
 
 
Dr. Agustín Cabrera Rodríguez 
EXAMINADOR SUPLENTE 
 
vi 
 
 
 
 
DEDICATORIA 
 
A Dios, por ser el dador de mi vida. Tu Santo Espíritu ha sabido guiarme hacia donde 
Tú me has llamado. Quiero cumplir siempre Tu voluntad y seguir siendo Tu 
instrumento en Tu perfecto plan. Soy Tu hija, hasta el final. 
 
A la Virgen María Auxiliadora, por ser siempre ese auxilio, mi amparo y protección 
en todo momento, y por siempre guiarme en mi caminar. 
 
A mi familia, mis papás: Luis y Mónica, mis hermanos: Lucho y Pochita, por ser 
simplemente la mejor familia del mundo y por haberme formado en la persona que 
soy. Mi hogar siempre ha sido un refugio y un ejemplo de amor y dedicación. 
 
A mis amigos, quienes han sabido ser un apoyo y con quienes he compartido tantos 
momentos inolvidables. Se han ganado mi amistad, la cual espero perdure a través del 
tiempo y la distancia. 
 
A la comunidad científica de la medicina veterinaria, zootecnia y demás ramas 
afines, que día a día se esfuerzan por realizar investigaciones innovadoras que ponen 
en auge el campo animal en nuestro país y el mundo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
vii 
 
 
 
 
AGRADECIMIENTO 
 
A Dios, por sus infinitas bendiciones. Es tan hermoso ver como cada día recibo una 
nueva bendición Tuya. No hay palabras que describan mi gratitud. Sin Ti, no soy 
nada. Contigo, lo soy todo. 
 
A la Virgen María Auxiliadora, por mantenerme protegida y segura con su Santísimo 
manto, y por siempre permitirme hallar en Ella un consuelo. 
 
A mi familia, por haber sido mi apoyo constante y por haberme inculcado desde 
pequeña el amor y respeto por el mundo animal. 
 
A mis amigos, por las risas, locuras y todos los momentos compartidos, pero de igual 
forma, por sus sinceros consejos y por haberme escuchado cuando lo he necesitado. 
 
A mis tutores, por su paciencia, consejos, correcciones y ayuda constante durante la 
realización de mi trabajo de titulación. 
 
A todos mis queridos docentes, los cuales durante mis cinco años de estudios, 
supieron fomentar aún más en mí la pasión y amor por cada uno de los campos que 
abarca la medicina veterinaria. 
 
A las autoridades de la ESPOCH, en particular de la Facultad de Ciencias Pecuarias, 
por haberme permitido realizar mis pasantías y mi trabajo de titulación en dicha 
institución. 
 
Al Ing. René Carvajal Msc., Ing. Byron Díaz Msc., PhD., y a todo el equipo de 
trabajo del LABIMA, por haberme hecho sentir como en casa durante mi estadía en 
Riobamba, por impartirme sin egoísmo todos sus conocimientos y aportes científicos, 
y por haberme permitido crecer como profesional y futura docente, al brindarme 
todas esas grandes oportunidades. 
viii 
 
 
 
 
PENSAMIENTO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
El plan de Dios es siempre perfecto. 
ix 
 
 
 
ÍNDICE 
DEDICATORIA VI 
AGRADECIMIENTO VII 
PENSAMIENTO VIII 
ÍNDICE IX 
ÍNDICE DE TABLAS XIII 
ÍNDICE DE GRÁFICOS XIV 
INDICE DE ANEXOS XV 
INTRODUCCIÓN 1 
1.1. PROBLEMA 3 
1.2. OBJETO 3 
1.3. CAMPO DE ACCIÓN 3 
1.4. OBJETIVOS 4 
1.4.1. Objetivo general. 4 
1.4.2. Objetivos específicos. 4 
1.5. VARIABLES 4 
1.5.1. Variables independientes. 4 
1.5.2. Variables dependientes. 4 
1.6. HIPÓTESIS 5 
1.6.1. Hi: 5 
1.6.2. Ho: 5 
II. MARCO TEÓRICO 6 
2.1. GENERALIDADES DE LAS PARASITOSIS GASTROINTESTINALES 6 
x 
 
 
 
2.2. PROTOZOOS GASTROINTESTINALES 7 
2.3. HELMINTOS GASTROINTESTINALES 8 
2.3.1. Phylum PLATHELMINTHES. 8 
2.3.1.1. Clase TREMATODES. 8 
2.3.1.2. Clase CESTODES. 9 
2.3.2. Phylum NEMATHELMINTHES. 9 
2.4. HABITAT Y LOCALIZACIÓN GENERAL 10 
2.5. CICLO BIOLÓGICO 11 
2.6. PATOGENICIDAD Y VIRULENCIA 13 
2.7. INMUNIDAD 14 
2.8. TRANSMISIÓN 17 
2.9. SINTOMAS Y ALTERACIONES ANATOMOPATOLÓGICAS 18 
2.10. EFECTOS SOBRE LA PRODUCCIÓN 19 
2.11. IMPORTANCIA COMO ZOONOSIS PARASITARIA 19 
2.12. DIAGNÓSTICO 20 
2.12.1. Diagnóstico por examen coproparasitario. 20 
2.12.2. Método de frotis directo. 21 
2.12.3. Métodos de concentración. 21 
2.12.3.1. Método de flotación. 21 
2.12.3.2. Método de sedimentación. 22 
2.13. TRATAMIENTO 23 
2.14. PREVENCIÓN Y CONTROL 23 
III. MATERIALES Y MÉTODOS 25 
3.1. CARACTERÍSTICAS DEL ÁREA DE ESTUDIO 25 
3.1.1. Localización de la investigación. 25 
3.1.2. Características de la zona de trabajo. 25 
3.1.2.1. Ubicación geográfica y política. 25 
3.1.2.2. Condiciones climáticas. 26 
xi 
 
 
 
3.2. MATERIALES 26 
3.2.1. De laboratorio. 26 
3.2.1.1. Materiales y reactivos. 26 
3.2.1.2. Equipos. 27 
3.2.2. De oficina. 27 
3.2.2.1. Materiales. 27 
3.2.2.2. Equipos. 28 
3.2.3. Semovientes. 28 
3.2.4. Personal. 293.3. METODOLOGÍA DE TRABAJO 29 
3.3.1. Duración del ensayo. 29 
3.3.2. Tipo de investigación. 29 
3.3.3. Diseño estadístico de la investigación. 29 
3.3.3.1. Población. 29 
3.3.3.2. Tamaño de la muestra. 30 
3.3.3.3. Análisis estadístico. 31 
3.3.4. Diagnóstico de laboratorio. 32 
3.3.4.1. Técnicas coproparasitarias de concentración. 32 
3.3.4.1.1. Método de flotación. 32 
3.3.4.1.2. Método de sedimentación simple. 34 
3.3.4.2. Interpretación e identificación. 35 
IV. RESULTADOS 37 
4.1. IDENTIFICACIÓN DE PARASITOSIS GASTROINTESTINALES 
EN ANIMALES DE ESPECIES ZOOTÉCNICAS, DIAGNOSTICADAS EN 
EL LABORATORIO DE BIOTECNOLOGÍA Y MICROBIOLOGÍA 
ANIMAL (ESPOCH – RIOBAMBA). 37 
4.2. DETERMINACIÓN DE PARÁSITOS GASTROINTESTINALES 
EN MUESTRAS DE HECES DE ANIMALES MEDIANTE EL MÉTODO 
DE FLOTACIÓN Y SEDIMENTACIÓN. 38 
4.3. CORRELACIÓN DE LOS CASOS POSITIVOS. 39 
 Con respecto a la procedencia. 39 
 Con respecto al sexo 42 
 Con respecto a la edad 43 
 Con respecto a la especie zootécnica animal 44 
 Con respecto a la especie de parásito 46 
 Con respecto a las especies de parásitos de importancia zoonósica. 49 
xii 
 
 
 
V. DISCUSIÓN 51 
VI. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES 55 
6.1. CONCLUSIONES 55 
6.2. RECOMENDACIONES 57 
VII. RESUMEN 58 
VIII. SUMMARY 59 
IX. BIBLIOGRAFÍA 60 
X. ANEXOS 65 
 
xiii 
 
xiii 
 
ÍNDICE DE TABLAS 
TABLA 
# 
TÍTULO 
PÁGINA 
# 
1 
Identificación en porcentaje de parasitosis gastrointestinales en 
animales de especies zootécnicas, diagnosticadas en el 
Laboratorio de Biotecnología y Microbiología Animal 
(ESPOCH – Riobamba). 
37 
2 
Determinación en porcentaje de parásitos gastrointestinales en 
muestras de heces de animales mediante el método de 
flotación y sedimentación. 
38 
3 
Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a 
la procedencia. 
40 
4 Animales zootécnicos con respecto a la procedencia. 41 
5 
Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto 
al sexo. 
42 
6 Animales zootécnicos con respecto al sexo. 43 
7 
Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a 
la edad. 
44 
8 Animales zootécnicos con respecto a la edad. 44 
9 
Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto 
al animal zootécnico. 
45 
10 
Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a 
la especie de parásito. 
47 
11 
Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a 
la especie de parásito (grupo). 
48 
12 
Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a 
las especies de parásitos de importancia zoonósica. 
50 
 
 
xiv 
 
xiv 
 
ÍNDICE DE GRÁFICOS 
GRÁFICO 
# 
TÍTULO 
PÁGINA 
# 
1 
Identificación en porcentaje de parasitosis gastrointestinales en 
animales de especies zootécnicas, diagnosticadas en el 
Laboratorio De Biotecnología y Microbiología Animal 
(ESPOCH – Riobamba). 
38 
2 
Determinación en porcentaje de parásitos gastrointestinales en 
muestras de heces de animales mediante el método de 
flotación y sedimentación. 
 
39 
3 
Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a 
la procedencia. 
 
41 
4 
Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto 
al sexo. 
 
42 
5 
Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a 
la edad. 
 
44 
6 
Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a 
la especie zootécnica animal. 
 
46 
7 
Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a 
la especie de parásito. 
 
48 
8 
Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a 
la especie de parásito (grupo). 
 
49 
9 
Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a 
las especies de parásitos de importancia zoonósica. 
 
50 
 
 
 
 
 
xv 
 
xv 
 
INDICE DE ANEXOS 
ANEXO 
# 
TÍTULO 
PÁGINA 
# 
I 
Clasificación taxonómica de los protozoos gastrointestinales. 
 
65 
II 
Protozoos gastrointestinales de importancia en especies 
zootécnicas. 
 
65 
III 
Ooquistes de protozoos gastrointestinales. 
 
66 
IV 
Clasificación taxonómica de los Nematelmintos y 
Platelmintos. 
 
67 
V 
Platelmintos gastrointestinales de importancia en especies 
zootécnicas. 
 
68 
VI 
Huevos de platelmintos gastrointestinales. 
 
68 
VII 
Nematelmintos gastrointestinales de importancia en especies 
zootécnicas. 
 
69 
VIII 
Huevos de nematelmintos gastrointestinales. 
 
70 
IX 
Ciclos biológicos de los endoparásitos. 
 
71 
X 
Ciclo biológico típico de parásitos estrongilados. 
 
71 
XI 
Dosis de fármacos antiparasitarios (Antiprotozoarios). 
 
72 
XII 
Dosis de fármacos antiparasitarios (Antihelmínticos). 
 
73 
XIII 
Información para determinar el tamaño de la muestra 
correspondiente a una población específica. 
 
74 
XIV Cálculo del tamaño de la muestra. 76 
XV Análisis de sensibilidad. 77 
xvi 
 
xvi 
 
XVI 
Tablas y gráficos del número de animales zootécnicos con 
respecto a la procedencia. 
78 
XVII 
Tablas y gráficos del número de animales zootécnicos con 
respecto al sexo. 
84 
XVIII 
Tablas y gráficos del número de animales zootécnicos con 
respecto a la edad. 
90 
XIX Tabla de X
2
 (Chi Cuadrado). 96 
XX 
Evaluación de casos positivos mediante la Prueba No 
Paramétrica para una sola muestra, Prueba de Chi Cuadrado, 
para el sexo. 
 
97 
XXI 
Evaluación de casos positivos mediante la Prueba No 
Paramétrica para una sola muestra, Prueba de Chi Cuadrado, 
para la edad. 
 
98 
XXII 
Evaluación de casos positivos mediante la Prueba No 
Paramétrica para una sola muestra, Prueba de Chi Cuadrado, 
para la procedencia. 
 
99 
XXIII 
Evaluación de casos positivos mediante la Prueba No 
Paramétrica para una sola muestra, Prueba de Chi Cuadrado, 
para la especie de parásito. 
 
100 
XXIV 
Evaluación de casos positivos mediante la Prueba No 
Paramétrica para una sola muestra, Prueba de Chi Cuadrado, 
para el animal zootécnico. 
 
101 
XXV 
Evaluación de casos positivos mediante la Prueba No 
Paramétrica para una sola muestra, Prueba de Chi Cuadrado, 
para la importancia zoonósica. 
 
102 
XXVI Hoja de registro de ingreso de muestras. 103 
XXVII 
 
Hoja de registro de laboratorio. 
 
104 
xvii 
 
xvii 
 
XXVIII 
 
Hoja de registro de diagnóstico. 
 
105 
XXIX 
Tabla de registro de los animales muestreados. 
 
106 
XXX 
Cronograma de planificación para la realización del trabajo de 
titulación. 
 
118 
XXXI 
Ubicación en el mapa político de los distintos lugares de 
procedencia de las muestras receptadas. 119 
XXXII 
Documento - certificado del Laboratorio de Microbiología y 
Biotecnología Animal (Facultad de Ciencias Pecuarias - 
ESPOCH). 
 
120 
XXXIII 
Fotografías de la recepción y registro de las muestras de heces 
en el laboratorio. 
 
121 
XXXIV 
Fotografías del diagnóstico realizado empleando el método de 
flotación. 
122 
XXXV 
 
Fotografías del diagnóstico realizado empleando el método de 
sedimentación. 
 
124 
XXXVI 
Fotografías de huevos y ooquistes de los parásitos 
gastrointestinales muestreados. 
 
125 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1 
 
 
INTRODUCCIÓN 
 
Ecuador es un país de clima tropical, con una privilegiada ubicación geográfica, 
en la que cuenta con una gran variedad de clima en sus cuatro regiones: costa, sierra, 
oriente e insular. Dichas condiciones climáticas, de temperatura y humedad varían 
debido a la influencia de las corrientes: Fría de Humboldt y la cálida del Niño, así 
como también del páramo andino, lo que permite que se diferencien dos estaciones al 
año, como son el verano y el invierno. 
 
En esta gran variedad de clima se presenta una gran biodiversidad de especies 
tanto vegetales como animales que junto con el humano, interaccionan en un 
ecosistema muy complejo, sumado a esto la presencia de bacterias, hongos y 
parásitos, estos acontecimientos hacen que exista el riesgo deque se presenten 
enfermedades que afectan tanto a especies animales, como al hombre; una de ellas es 
el parasitismo gastrointestinal, en especial aquellos que tienen comportamiento 
zoonósico (Vallat, 2014). 
 
Los parásitos al igual que otros agentes patógenos, cuentan con extraordinaria 
variabilidad genética lo que les permite evadir el sistema inmunológico de su 
hospedero, provocando enfermedades que presentan síntomas y signos como pérdida 
del apetito, baja conversión alimenticia, diarrea, deshidratación, disminución en la 
producción, debilidad, pelo áspero, anemia, abdomen hinchado, entre otros, causando 
serios problemas económicos y de salud en los animales. 
 
 
2 
 
En la búsqueda por combatir estos efectos, existen programas preventivos que 
incluyen desparasitaciones y análisis parasitológicos constantes, los cuales permiten 
mantener un control de la parasitosis aplicando la profilaxis respectiva para la misma. 
 
Generalmente las parasitosis gastrointestinales en especies de animales de 
importancia zootécnicas, son producidas por helmintos, y protozoarios, siendo los 
más frecuentes Ostertagia sp., Strongyloides sp., Trichostrongylus sp., Cooperia sp., 
Haemonchus contortus, Trichuris sp., Nematodirus sp., Oesophagostomum sp., 
entre otros. 
 
Estudios realizados en bovinos existentes en distintas localidades de Perú, 
determinaron que la prevalencia global de parasitismo gastrointestinal, por uno o más 
géneros nemátodos, fue de 67.5% (Colina, Mendoza, & Jara, 2013). 
 
En Ecuador, estas enfermedades se mantienen presentes debido a las condiciones 
del ambiente, del parásito y del hospedero, facilitando su desarrollo y evolución 
constante, produciendo frecuentemente brotes en animales de diversas zonas del país. 
 
La presente investigación permitió reconocer la presencia de parásitos 
gastrointestinales en muestras de heces de especies animales que habitan en 
Riobamba y/o zonas aledañas, identificándose además la existencia de aquellos que 
son de importancia zoonótica. 
 
 
 
 
 
3 
 
1.1. PROBLEMA 
La parasitosis gastrointestinal es un problema que afecta a los animales a 
nivel mundial. Esto se debe a que los parásitos poseen una acción patógena, la 
cual provoca daños de forma indirecta y/o directa en los hospederos. 
 
Existen diversas especies de parásitos de importancia zoonótica, que pueden 
acarrear serios problemas a los seres humanos, por lo que existe el riesgo de que 
estas patologías se mantengan latentes o que por las constantes exposiciones, 
causen también epidemias, generando pérdidas económicas y perjuicios 
sanitarios tanto en personas como animales. 
 
1.2. OBJETO 
Formas de dispersión de los parásitos gastrointestinales en las muestras de 
heces de especies zootécnicas receptadas en el laboratorio. 
 
1.3. CAMPO DE ACCIÓN 
Laboratorio de Biotecnología y Microbiología Animal (LABIMA) de la 
Facultad de Ciencias Pecuarias de la Escuela Superior Politécnica de 
Chimborazo. Riobamba. 
 
 
 
 
 
 
4 
 
1.4. OBJETIVOS 
1.4.1. Objetivo general. 
Identificar parasitosis gastrointestinales en animales de especies 
zootécnicas, diagnosticadas en el Laboratorio de Biotecnología y 
Microbiología Animal (ESPOCH – Riobamba). 
 
1.4.2. Objetivos específicos. 
 Determinar parásitos gastrointestinales en muestras de heces de 
animales mediante el método de flotación y sedimentación. 
 
 Correlacionar los casos positivos con respecto a la procedencia, sexo, 
edad, animal zootécnico, especies de parásitos y especies de parásitos 
de importancia zoonósica. 
 
1.5. VARIABLES 
 1.5.1. Variables independientes. 
Procedencia, sexo, edad, animal zootécnico. 
 
 1.5.2. Variables dependientes. 
Parásitos gastrointestinales. 
 
 
 
 
 
5 
 
1.6. HIPÓTESIS 
 1.6.1. Hi: 
Si existen casos de parasitosis gastrointestinal en muestras de heces 
de especies zootécnicas receptadas en el Laboratorio de Biotecnología y 
Microbiología Animal (ESPOCH – Riobamba). 
 
 1.6.2. Ho: 
No existen casos de parasitosis gastrointestinal en muestras de heces 
de especies zootécnicas receptadas en el Laboratorio de Biotecnología y 
Microbiología Animal (ESPOCH – Riobamba). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
6 
 
 
II. MARCO TEÓRICO 
 
2.1. GENERALIDADES DE LAS PARASITOSIS GASTROINTESTINALES 
Las parasitosis gastrointestinales (también conocidas como PGI) son 
infestaciones producidas por enteroparásitos, los cuales son un grupo de 
endoparásitos localizados en el tracto digestivo o gastrointestinal, en donde 
encuentran las condiciones y el alimento necesarios para su subsistencia, es decir 
para su desarrollo y maduración (Gállego, 2007). 
 
Los PGI obligatoriamente necesitan de un hospedero para sobrevivir, así 
como también de un medio ambiente óptimo. Pueden afectar a todas las especies 
zootécnicas conocidas, como son bovinos, ovinos, caprinos, porcinos, camélidos, 
roedores, lagomorfos y aves de corral. Existen muchos casos en los que se 
presenta el multiparasitismo, o presencia de diferentes especies de parásitos 
alojados en un solo hospedero (United States Department of Agriculture [USDA], 
2007); o el poliparasitismo, que se refiere a la existencia de una gran cantidad de 
parásitos de la misma especie, muchas veces ubicados en el mismo o en distintos 
órganos del hospedador. 
 
Algunas de estas infestaciones parasitarias pueden ocasionar enfermedades 
clínicas y sub-clínicas, pero es importante destacar que algunos parásitos son 
perjudiciales para el hospedero, en especial cuando se hallan en cantidades 
suficientes, lo que provoca una infestación que en ocasiones puede causar la 
muerte.
 
 
7 
 
De los parásitos gastrointestinales que provocan perjuicios en estas especies 
animales, se conocen dos grandes grupos: los protozoos (unicelulares) y los 
metazoos o helmintos (pluricelulares). 
 
2.2. PROTOZOOS GASTROINTESTINALES 
La mayoría de los protozoos suelen ser organismos de vida libre, y solo una 
pequeña parte de los que parasitan a los animales domésticos y silvestres 
producen enfermedades (Bowman, 2010). 
 
Por lo general las patologías provocadas por estos protozoarios son 
consecuentes a una infección masiva de estos parásitos o a una interacción entre 
la infección y el estrés que podrían tener los animales (Bowman, 2010). 
 
Algunos de estos protozoos son PGI de un gran número de hospedadores 
vertebrados, el ciclo vital de los mismos incluye la reproducción tanto sexual 
como asexual. La multiplicación sexual termina con el desarrollo de los 
ooquistes, los cuales son eliminados con las heces, y en la posterior formación de 
ocho formas infectantes (cuatro esporozoitos) en cada uno de estos ooquistes, las 
cuales diseminarán la infección (Bowman, 2010). 
 
Los géneros más importantes de protozoos gastrointestinales son Eimeria, 
Cryptosporidium e Isospora, pertenecientes a la subclase COCCIDIASINA, 
también conocidos como parásitos coccidios, los cuales abarcan varias especies 
que ocasionan enfermedades gastrointestinales a los animales y al hombre 
(Anexo II, II y III ). 
 
http://es.wikipedia.org/wiki/Coccidiasina
 
 
8 
 
2.3. HELMINTOS GASTROINTESTINALES 
El término helminto (gusano), se emplea para referirse a aquellos parásitos 
que tienen su cuerpo blando y largo. Existen tres clases de helmintos de mayor 
importancia veterinaria: nemátodos (áscaris), céstodos (tenias) y tremátodos 
(dístomas); de los cuales, los dos primeros se detectan mayormente en estudios de 
parasitosis gastrointestinales. Por su parte, Bowman (2010) manifiesta que: ‘‘los 
helmintos incluyen los Platelmintos (vermes planos, tremátodos, y céstodos), 
Nematelmintos o nemátodos (vermes redondos), Acantocéfalos y Anélidos’’. 
 
De lo anteriormente expuesto, y previo al respectivo análisis, se considera a 
los parásitos que se describen a continuación, como los más importantes para elreferido estudio (Anexo IV). 
 
2.3.1. Phylum PLATHELMINTHES. 
Estos parásitos son hermafroditas y tienen su cuerpo blando y aplanado 
dorso-ventralmente. Los tremátodos adultos se ubican en los vasos 
sanguíneos, intestino, pulmones, conductos biliares y otros órganos de sus 
hospederos vertebrados finales; mientras que los céstodos adultos se localizan 
en el intestino, y sus formas de larvas parasitan diversos invertebrados o 
vertebrados (Bowman, 2010) (Anexo V). 
 
2.3.1.1. Clase TREMATODES. 
En esta clase se encuentran los parásitos de la familia 
PARAMPHISTOMIDAE, cuyo género más estudiado es el 
Paramphistomum, y la familia FASCIOLIDAE, cuya especie más 
representativa y una de las de mayor importancia zoonótica a nivel mundial es 
 
 
9 
 
la Fasciola hepática. La mayoría de huevos de tremátodos, son arrastrados a 
la luz intestinal para luego salir al exterior con las heces (Bowman, 2010) 
(Anexo VI). 
 
2.3.1.2. Clase CESTODES. 
El ciclo evolutivo de estos parásitos es indirecto, y se cumple, en 
general, con participación de uno o dos hospedadores intermediarios. Según la 
especie de céstodo, las larvas quísticas pueden adquirir formas de: cisticerco, 
cenuro o quiste hidatídico. Los parásitos del género Moniezia son los más 
representativos (Vignau & et al, 2005) (Anexo VI). 
 
2.3.2. Phylum NEMATHELMINTHES. 
Los nemátodos son parásitos de vida libre y parasitaria que carecen de 
segmentación, tienen forma cilíndrica con los extremos aguzados, y tamaño 
variable (muchos miden más de un metro, mientras que otros superan el 
milímetro). Su cuerpo está cubierto por una cutícula que les brinda el 
característico aspecto anillado. Los huevos se pueden identificar por su 
contenido de uno o más blastómeros, presencia de mórula o larva, estructura 
de las cáscaras, entre otros. La eclosión de los huevos tiene lugar dentro del 
hospedador o en el medio ambiente con las condiciones adecuadas (Vignau & 
et al, 2005). 
 
En su mayoría, los huevos de los nematelmintos son expulsados con 
las heces fecales de los animales, es por esto que en el diagnóstico 
coproparasitario la fase de huevos es la que está presente al momento de su 
observación al microscopio. Por este motivo, considero importante solo 
 
 
10 
 
describir las características de este estadio biológico, sin profundizar en el 
estudio y mención de las fases larvarias (Anexo VII). 
 
La mayoría de los parásitos nemátodos de importancia gastrointestinal 
pertenecen al orden STRONGYLIDA. Es importante recalcar lo que nos 
señala Bowman (2010) acerca de las hembras de las superfamilias 
STRONGYLOIDEA, TRICHOSTRONGYLOIDEA y 
ANCYLOSTOMATOIDEA: ‘‘poseen los típicos huevos estrongilados, 
huevos de superficie lisa y cápsula elipsoidal que contienen un embrión en 
fase de mórula cuando se depositan y se eliminan con las heces’’. Es correcto 
por lo tanto, referirse a estos huevos como estrongílidos o estrongilados al 
momento de su identificación. Entre los más importantes se encuentran los 
géneros: Strongylus, Oesophagostomum, Chabertia, Trichostrongylus, 
Ostertagia, Haemonchus, Cooperia, Nematodirus y Bunostomum (Quiroz, 
1990). 
 
Por otra parte, el género más representativo del orden RHABDITIDA 
es el Strongyloides; del orden ASCARIDIDA se encuentran los géneros: 
Ascaris, Toxocara, Parascaris, Ascaridia y Heterakis, mientras que los 
géneros más relevantes del orden ENOPLIDA son Trichinella y Trichuris 
(Quiroz, 1990) (Anexo VIII). 
 
2.4. HABITAT Y LOCALIZACIÓN GENERAL 
El tracto digestivo, desde la boca hasta el recto, es uno de los sitios más 
concurridos por los endoparásitos, los cuales pueden ubicarse tanto en el lumen 
como en las capas mucosa, submucosa, muscular y serosa de los órganos. La 
localización en los distintos tramos del aparato digestivo, está asociada a las 
 
 
11 
 
características fisicoquímicas del lumen, ambiente de aerobiosis y anaerobiosis, 
de inmunidad intestinal, del sistema linfoide, respuesta inmune, entre otros 
(Quiroz, 1990). 
 
Entre las ventajas que hallan los parásitos en este hábitat es la existencia del 
mismo medio que constituye su fuente principal de nutrientes, obteniéndolos a 
través de su tubo digestivo, a través de su revestimiento corporal, o usando la 
sangre del hospedador que obtienen provocando micro traumatismos en las 
paredes de los órganos, afectando a los vasos sanguíneos que los irrigan. 
 
De igual manera encuentran desventajas, como las constantes modificaciones 
del contenido gastrointestinal, la presencia de enzimas digestivas, los 
movimientos peristálticos y el tránsito intestinal ininterrumpido que ejerce una 
acción de arrastre la cual tiende a eliminarlos por vía anal, entre otros. Frente a 
esto, los parásitos han debido desarrollar tácticas para superarlos, como la 
presencia de estructuras de fijación (ganchos, ventosas), revestimientos 
cuticulares resistentes, secreción de antienzimas, entre otras (Gállego, 2007). 
 
El éxito de estas y otras estrategias por parte de estos microorganismos, es la 
razón de que el tracto gastrointestinal, sea el medio orgánico elegido como 
hábitat predilecto por la mayoría de endoparásitos. 
 
2.5. CICLO BIOLÓGICO 
El ciclo vital de la mayoría de los PGI suele ser directo, y está divido en 
fases: una etapa externa o exógena, en las que las fases del parásito se hallan en el 
medio ambiente; así como una etapa interna o endógena, que inicia con la llegada 
 
 
12 
 
del hospedador (definitivo o intermediario), y continúa con las posibles 
migraciones hasta hallar una localización definitiva en el órgano donde consiguen 
su madurez reproductiva (Cordero del Campillo & et al, 2001). 
 
La etapa exógena empieza con la expulsión de los huevos en las heces del 
animal al exterior. En condiciones óptimas de oxígeno, humedad (80%) y 
temperatura (20ºC), los huevos eclosionan dando origen a larvas L1, lo cual se 
estima que dura alrededor de siete a diez días. Luego estas L1 pasan a ser larvas 
L2 desprendiéndose de su cubierta protectora, para luego sufrir una segunda 
muda para transformarse en larva L3 o estadio infestante. La L1 y L2, dependen 
de sus reservas alimenticias para sobrevivir, por lo que al agotarse las mismas, 
mueren (Soulsby, 1987). La L3 infestante es activa, por lo que migra de las heces 
hacia los tallos y hojas de los pastos, infestando a los animales que las consumen. 
Según Borchert (1968): ‘‘la migración de las larvas suele ser mínima durante el 
día y de máxima intensidad en la noche’’. 
 
La fase endógena empieza con la ingestión de la L3, y termina con el 
desarrollo de los parásitos, reproducción y producción de huevos. En el interior 
del sistema digestivo ocurre un incremento del pH por lo que la L3 muda y 
penetra la membrana mucosa o entran en las glándulas gástricas, donde se 
convierten en L4, permaneciendo aquí entre 10 y 14 días, pudiendo inhibir 
temporalmente su desarrollo debido a las condiciones fisiológicas adversas. 
Posteriormente las L4 dejan la mucosa y se alojan en el lumen de los distintos 
órganos, transformándose en L5, para luego volverse parásitos adultos hembras o 
machos (Vázquez, 2000). 
 
Soca, Roque & Soca (2005) afirman que algunas larvas pueden completar su 
ciclo hasta parásito adulto, y otras permanecen en la mucosa de sus órganos, 
 
 
13 
 
donde pueden formar nódulos, morir y calcificarse. Cuando las condiciones se 
vuelven favorables, los huevos salen, estableciendo así un nuevo ciclo evolutivo. 
(Anexos IX y X). 
 
El periodo prepatente es aquel que transcurre entre la entrada de la forma 
infestante hasta el inicio de la eliminación de huevos, el cual dependiendo del 
género, puede variar entre los 15 y 45 días (Angulo-Cubillán, 2005). 
 
2.6. PATOGENICIDAD Y VIRULENCIA 
Existen diversos factores de patogenicidad: intrínsecos o dependientes del 
parásito y factores extrínsecos o dependientes del hospedero (Gállego,2007). 
 
Los PGI pueden ejercer distintos tipos de acciones nocivas en los 
hospedadores, como son la mecánica, exfoliadora y tóxica. 
 
La acción mecánica se produce por el desarrollo que alcanzan y la cantidad 
de parásitos presentes, los cuales pueden causar fenómenos de obstrucción o 
comprensión de los órganos del hospedero al que atacan; de igual forma los 
endoparásitos traumatizan la mucosa de los órganos y tejidos de los hospederos 
con sus órganos de fijación (ganchos, ventosas, cápsula bucal) lo cual muchas 
veces ocasiona infestaciones secundarias, que en la mayoría de casos son más 
graves y peligrosas que las parasitosis que las originaron (Quiroz, 1990). 
 
Con la acción exfoliadora, los endoparásitos sustraen al hospedero, para su 
alimentación, una gran cantidad de sustancias nutritivas, que en la mayoría de los 
 
 
14 
 
casos, pueden provocar un grave desequilibrio en la salud de sus hospedadores 
(Quiroz, 1990). 
 
La acción tóxica, se deriva de los fenómenos de desasimilación y 
desintegración de los parásitos, e incluso de la segregación por parte de los 
mismos de verdaderas toxinas y metabolitos que producen graves daños al 
hospedador (Quiroz, 1990). 
 
Por otra parte la virulencia de un determinado PGI va a condicionar su 
capacidad para establecer una infestación. Esta depende de las cepas patógenas o 
de alguna mutación de la misma, así como de la colonización y de la capacidad 
invasiva para diseminarse y destruir los tejidos del hospedero (Gállego, 2007). 
 
2.7. INMUNIDAD 
Algunas enfermedades parasitarias son capaces de alterar el estado 
inmunitario del hospedador y permitir la actividad y multiplicación del parásito 
que, en circunstancias normales para el hospedero, estaría controlada (Gállego, 
2007). 
 
Los animales tardan en desarrollar defensas frente a los parásitos 
gastrointestinales, entre estos, los animales jóvenes, que poseen muy pocas 
posibilidades de contrarrestar el efecto perjudicial de los parásitos, siendo esta 
una de las categorías más afectadas (Montico, Rodríguez, & Iglesias, s.f.). 
 
 
 
15 
 
La acción patógena desarrollada por los parásitos puede ser en muchos casos 
frenada o anulada por las reacciones inmunes específicas e inespecíficas llevadas 
a cabo por el hospedador. Este desarrolla mecanismos de tipo defensivo e 
inmunitarios de hipersensibilidad frente a las substancias extrañas del parásito, 
los cuales se llevan a cabo a pesar de provocar muchas veces un daño tisular en el 
mismo (Gállego, 2007). 
 
Cuando un parásito entra a un organismo, este lo reconoce como agente 
extraño e intenta eliminarlo, por lo que el microorganismo pone en 
funcionamiento una serie de elementos para evadir el ataque y permanecer en los 
hospederos, entre los cuales Saredi (2002) menciona los siguientes: 
 Producción de variaciones antigénicas en la membrana: En la superficie 
del parásito, existen glicoproteínas que funcionan como antígenos (Ag), 
los cuales son elaborados al penetrar en el organismo, ante esto, el 
hospedero responde elaborando anticuerpos, pero la mayoría de veces, 
cuando estos llegan al parásito, ya se produjo una variante en el código 
genético de las glicoproteínas, impidiendo que sean atacados. 
 Reclusión: Los parásitos se localizan en zonas de difícil acceso para el 
sistema inmune: en el interior de las células, formando quistes, o en 
órganos que poseen baja respuesta inmune. 
 Rapidez de multiplicación: algunos parásitos pueden cambiar rápidamente 
de un estadio a otro, con una velocidad mayor, que la del hospedero para 
elaborar anticuerpos, de manera que al atacar al microorganismo, no 
reconoce sus nuevos Ag. 
 Liberación de factores bloqueantes: el hospedero elabora anticuerpos para 
eliminar al parásito, y este responde liberando al medio sustancias 
bloqueantes que los inactivan. 
 
 
16 
 
Existen también, factores propios del parásito que influyen en la respuesta 
inmune del hospedador, como son: tamaño, localización, migración y 
multiplicación del parásito, fecundidad, resistencia, adaptación y especificidad 
parasitaria. 
 
Una vez que el parásito entra en el hospedero, este desarrolla una respuesta 
inmunológica en la que participan anticuerpos, células efectoras y complemento. 
Existen por lo tanto distintos tipos de comportamientos del hospedador 
relacionados con la inmunidad: 
 Inmunidad esterilizante: el parásito enferma al hospedero, luego este 
se recupera clínicamente y queda inmune frente ese microorganismo, 
evitando que se produzca una re-infestación. 
 Inmunidad concomitante: se refiere al estado de inmunidad del 
hospedador a la re-infestación, inducida por la presencia de una 
población parasitaria tolerada por el hospedador, contra una 
sobrecarga de la misma población. Esto no destruye los organismos. 
La inmunidad desaparece cuando son eliminados los parásitos, 
permitiendo que nuevamente el hospedero sea susceptible. 
 Inmunidad innata: presente en un organismo desde su nacimiento, 
comprende diversos factores como la edad, genética, y las barreras 
naturales como la piel y las mucosas. 
 Inmunodepresión: La respuesta inmune se encuentra disminuida o 
inhibida en forma temporal, favoreciendo la permanencia y 
reproducción de los parásitos. 
 
De igual forma, existen mecanismos especializados por parte del 
hospedero, para contraatacar el daño de los parásitos. Es así como, en el caso de 
los protozoos, los anticuerpos séricos contra los Ag de superficie de los mismos 
 
 
17 
 
pueden: aglutinarlos o inmovilizarlos, inhibir su reproducción o en algunos casos 
eliminarlos en acción conjunta con células citotóxicas y el sistema de 
complemento. En caso de los helmintos parásitos es diferente, ya que estos se han 
adaptado evolutivamente al parasitismo, lo cual ha implicado enfrentarse y 
superar al sistema inmunitario del hospedador. Es por esto que debido a mayor 
exposición, menor resistencia y mayor susceptibilidad, la mayoría de los 
hospedero albergan pocos gusanos, los cuales casi siempre producen enfermedad 
leve o subclínica, u ocasionan morbilidad, muy rara vez mortalidad (Saredi, 
2002). 
 
2.8. TRANSMISIÓN 
El mecanismo de transmisión se da por contacto directo, siendo el más 
frecuente la vía oral-fecal. 
 
La vía de entrada predilecta para los enteroparásitos, es el contacto y 
penetración por vía oral, el cual se produce de forma accidental, cuando el 
hospedero ingiere agua, suelo o alimentos vegetales o animales, en los cuales 
están presentes las formas infestantes del parásito ya sea quistes y ooquistes de 
protozoos, huevos embrionados, larvas de helmintos, entre otros (Gállego, 2007). 
 
Por otro lado, para lograr el paso a un nuevo hospedero indispensable para la 
continuación de sus ciclos vitales y con ello su supervivencia, los parásitos 
desarrollan estadios o fases que son capaces de abandonar al hospedero, 
asegurando con esto una ruta de evacuación para las mismas. En el caso de los 
PGI, la vía de salida de elección es la rectal o anal. 
 
 
 
 
18 
 
2.9. SINTOMAS Y ALTERACIONES ANATOMOPATOLÓGICAS 
Las alteraciones que provocan estos parásitos, generan la aparición de 
múltiples signos, síntomas y lesiones, los cuales se detallan a continuación: 
 
Inapetencia, pérdida de peso, letargia, distensión abdominal, deshidratación, 
diarrea, pelo hirsuto (largo, quebradizo y seco), mucosas pálidas, edemas y 
aumento de la frecuencia cardiaca y respiratoria; todo esto acompañado de 
anemias. En fases terminales de la enfermedad se observa emaciación y muerte 
del animal. Al momento de la necropsia, en el cadáver se observa emaciación, 
palidez de mucosas y órganos, edema en cavidades corporales, ganglios linfáticos 
locales aumentados, mucosas edematosas con úlceras, presencia de nódulos y 
posible observación de parásitos adultos. En el estudio histopatológico se observa 
atrofia de las vellosidadesintestinales, incremento de eosinófilos y mastocitos y 
glándulas de la mucosa dilatadas con posible presencia de estadios parasitarios 
(Angulo-Cubillán, 2005). 
 
En el caso específico de las protozoosis gastroentéricas, el signo clínico más 
común es la diarrea, que puede ser intermitente o acuosa y profusa, con mucus y 
pocas veces con presencia de sangre; esto se da como resultado de la destrucción 
del epitelio gastrointestinal debido a la multiplicación de multitud de parásitos 
(Bowman, 2010). Esta diarrea, también puede estar acompañada de anorexia, 
fiebre, deshidratación, dolor abdominal, debilidad y pérdida de peso. En el caso 
de algunos protozoos y céstodos, se pueden observar la presencia de quistes o 
estadios larvarios calcificados (González, Madrid, & Soto, 2008). 
 
La aparición de estos síntomas puede variar de leve a grave, generando 
cursos agudos o crónicos. Esto depende de varios factores como: el tipo de 
 
 
19 
 
infestación (simple o mixta), predominancia de un género específico, presencia 
de enfermedades adicionales, carga parasitaria y respuesta del hospedero frente al 
parásito (Angulo-Cubillán, 2005). 
 
2.10. EFECTOS SOBRE LA PRODUCCIÓN 
La disminución en la ganancia de peso de los animales adultos, así 
como la mortalidad en los jóvenes, son considerados los efectos más 
representativos que causan estos parásitos sobre la producción animal. 
 
Todos los tipos de producción de las especies zootécnicas, como son 
carne, leche, lana, entre otros, se ven afectados por estas enfermedades. El 
retardo en la ganancia de peso va a incrementar el tiempo de estadía del 
animal en la explotación, así como el retraso del inicio de la vida reproductiva 
del mismo, lo que provoca un aumento de los costos de producción, 
acarreando por lo tanto pérdidas significativas para los productores (Angulo-
Cubillán, 2005). 
 
2.11. IMPORTANCIA COMO ZOONOSIS PARASITARIA 
Algunos de los PGI son zoonóticos, es decir que se transmiten de los 
animales vertebrados al hombre y viceversa; esto es importante debido a sus 
repercusiones en la economía y en la salud humana y animal, en especial si las 
mismas involucran a los animales de abasto. Estas parasitosis se presentan en 
la mayoría de casos de forma mixta, en donde los géneros que predominan 
varían de acuerdo a diversos factores y condiciones de manejo en cada 
explotación animal (Comité mixto FAO/OMS de expertos en zoonosis, 1969) 
y (Naquira, 2010). 
 
 
20 
 
La prevalencia e intensidad de estas infestaciones parasitarias en el 
mundo presentan variaciones considerables de distribución y aparición 
estacional a causa de factores geográficos y climáticos y de actividades tanto 
animales como humanas, así como la posibilidad de erradicar o controlar las 
mismas (Organización Mundial de la Salud [OMS], 1981). 
 
Así mismo, las parasitosis gastrointestinales son una de las 
enfermedades transmisibles más difíciles de controlar, esto se debe no solo a 
su alta difusión, sino también a los factores varios que intervienen a lo largo 
de su cadena de propagación; siendo más común en las áreas tropicales y 
subtropicales de países subdesarrollados (Espinosa, Alazales, & García, 
2011). 
 
2.12. DIAGNÓSTICO 
2.12.1. Diagnóstico por examen coproparasitario. 
Previamente es importante tener presente la historia clínica del animal 
junto con el examen físico y el análisis de todos los síntomas que se presentan 
(diagnóstico presuntivo) para posteriormente efectuar el diagnóstico de 
laboratorio. 
 
Para el análisis coproparasitario de laboratorio, las muestras de heces 
se deben tomar directamente del recto del animal, se las rotula correctamente 
y se las transporta en refrigeración hasta el momento de su debido proceso en 
el laboratorio. 
 
 
 
21 
 
Existen diversos métodos para el diagnóstico de las enfermedades 
parasitarias gastrointestinales. A continuación se describen las que se 
emplearon en la presente investigación. 
 
2.12.2. Método de frotis directo. 
Es un método cualitativo utilizado en su mayoría, para el diagnóstico 
de protozoarios gastrointestinales, en sus formas de quistes y trofozoitos. En 
algunos casos también es de gran ayuda para identificar ciertos helmintos. Las 
heces examinadas se diluyen con agua, y se colocan en un portaobjeto para su 
observación directa e inmediata al microscopio. 
 
2.12.3. Métodos de concentración. 
Existe una variedad de técnicas de enriquecimiento que se emplean 
con el propósito de conseguir una mayor concentración de parásitos aun 
cuando exista una mínima cantidad de los mismos. Para esto, se utilizan los 
distintos métodos basados en la flotación, sedimentación y migración larvaria. 
Con estas técnicas se obtienen resultados cualitativos o cuantitativos 
dependiendo del método empleado (Cardona, 2005). 
 
2.12.3.1. Método de flotación. 
Este método tiene como fundamento, la flotación de los elementos 
parasitarios contenidos en las heces mediante una solución saturada con una 
densidad mayor a la de los parásitos. Los huevos son separados del material 
fecal y concentrados por medio de un fluido de flotación con una gravedad 
específica apropiada. Por lo general los huevos y quistes suelen tener 
https://www.rvc.ac.uk/Review/Parasitology_Spanish/Flotation/Flotation_fluids/General.htm
 
 
22 
 
una densidad entre 1.05 y 1.15 y flotan a una temperatura de 20°C (Álvarez & 
et al, 2010). 
 
Entre las soluciones de concentración empleadas, están la solución 
salina saturada (Willis – Molloy), la solución azucarada (Sheather), la 
solución de sulfato de zinc (Faust), entre otras. Las dos primeras soluciones 
mencionadas son las más utilizadas, y tienen una densidad promedio de entre 
1.20 – 1.27. 
 
Este método se emplea para observar huevos de céstodos, nemátodos y 
quistes de algunos protozoos. No es adecuado para huevos de tremátodos y 
suelen alterar los trofozoitos y/o quistes de algunos protozoos dificultando su 
identificación (Bowman, 2010). 
 
2.12.3.2. Método de sedimentación. 
Se utiliza para detectar huevos de tremátodos de un peso mayor que la 
densidad del agua o de otras soluciones. El fundamento se basa en la 
capacidad de algunos huevos de sedimentar dentro de una solución de baja 
densidad como el agua. Los huevos tienen un color que facilita su 
identificación, más aún si se agrega un colorante de contraste que tiñe todo el 
material vegetal que se encuentra, con excepción de los huevos. Existen 
diversas modificaciones al método, siendo la más usada la técnica de 
sedimentación simple (Álvarez & et al, 2010). 
 
 
 
 
 
23 
 
2.13. TRATAMIENTO 
Existen diversas drogas antiparasitarias, usadas por sus propiedades 
para eliminar los distintos helmintos, céstodos y protozoos y empleadas de 
acuerdo a las necesidades presentes en la explotación animal. La dosis de 
estos medicamentos, varía dependiendo de la especie animal, peso y fin 
principal para el que se lo desee emplear. 
 
Al seleccionar el fármaco a emplear, se debe tener en cuenta su 
eficacia, grado de actividad, persistencia, precio y fácil administración, sin 
embargo el factor principal deberá ser la presencia de las distintas parasitosis 
en la explotación. De igual forma se debe evitar la resistencia a estos 
medicamentos, dosificando correctamente, alternando los tratamientos, y 
aplicando los mismos en los momentos adecuados de acuerdo al previo 
diagnóstico de laboratorio (González, Madrid, & Soto, 2008) (Anexos XI y 
XII). 
 
2.14. PREVENCIÓN Y CONTROL 
El método de control más utilizado es el tratamiento preventivo 
realizando desparasitaciones periódicas cada 3-4 meses, logrando de esta 
manera cortar el ciclo vital de los parásitos. También se recomienda realizar 
una segunda desparasitación 21 días después de la primera dosis, posterior a 
esto se puede repetir el tratamiento según la frecuencia de las lluvias y la 
presencia de los distintosparásitos en la zona de explotación. 
 
Entre otras medidas de control y prevención están: 
 
 
24 
 
 Evitar la sobre carga del pastizal realizando rotación de potreros y 
empleando el pastoreo alterno con diferentes especies animales y evitando 
el pastoreo conjunto de animales jóvenes y adultos. 
 Mantener una carga animal adecuada y evitar el hacinamiento de los 
animales. 
 Garantizar un buen nivel nutricional de los animales. 
 Controlar los diferentes vectores mecánicos y biológicos que existan. 
 Realizar una correcta limpieza y desinfección de comederos, bebederos y 
establos, manteniendo secos los mismos y evitando la acumulación de 
agua en lugares frecuentados por los animales. 
 Efectuar periódicamente análisis de heces para obtener un diagnóstico 
seguro que permita aplicar el adecuado en caso de existir alguna 
enfermedad parasitaria en la explotación (Morales & et al, 2011). 
 
 
25 
 
 
III. MATERIALES Y MÉTODOS 
 
3.1. CARACTERÍSTICAS DEL ÁREA DE ESTUDIO 
3.1.1. Localización de la investigación. 
El trabajo de investigación se llevó a cabo en el Laboratorio de 
Biotecnología y Microbiología Animal (LABIMA) de la Facultad de Ciencias 
Pecuarias de la Escuela Superior Politécnica de Chimborazo (ESPOCH), 
ubicado en la ciudad de Riobamba, Panamericana Sur Km 1 ½. 
 
3.1.2. Características de la zona de trabajo. 
3.1.2.1. Ubicación geográfica y política. 
 Región: Interandina 
 Zona: Central 
 Provincia: Chimborazo 
 Cantón: Riobamba 
 Superficie: 979,7 km2 
 Altitud: 2720 m.s.n.m 
 Latitud: 9807000 UTM 
 Longitud: 764600 UTM 
 
 
 
26 
 
 3.1.2.2. Condiciones climáticas. 
 Temperatura media anual: 13.4ºC 
 Precipitación promedio anual: 200 - 500mm 
 Humedad relativa media anual: 77.5% 
 
3.2. MATERIALES 
3.2.1. De laboratorio. 
3.2.1.1. Materiales y reactivos. 
 Guantes de exploración 
 Muestras de heces 
 Colador de metal 
 Mandil 
 Portaobjetos 
 Cubreobjetos 
 Pinzas anatómicas 
 Espátula 
 Vasos plásticos desechables 
 Vasos de precipitación 100, 250 ml 
 Mortero 
 Toallas de papel absorbente 
 Rollo de papel aluminio 
 Varillas de agitación de vidrio 
 Tubos de ensayo 
 Asa de platino 
 Pipeta Pasteur 
 Pipetas volumétricas 1, 5, 10 ml 
 
 
27 
 
 Probetas 100, 250, 500 ml 
 Pera de succión 
 Gradillas 
 Termómetro 
 Palillos de madera 
 Cucharas plásticas 
 Solución mixta de concentración 
 Agua destilada 
 Lugol 
 Formol al 10% 
 Alcohol al 70% 
 
3.2.1.2. Equipos. 
 Refrigeradora 
 Microscopio binocular 
 Cámara para microscopio 
 Balanza electrónica 
 Pipeteador electrónico 
 Centrífuga 
 Reverbero 
 Estufa 
 
3.2.2. De oficina. 
3.2.2.1. Materiales. 
 Hojas para impresora 
 Cuaderno de apuntes 
 
 
28 
 
 Fundas plásticas 
 Marcador permanente 
 Etiquetas autoadhesivas 
 Esferográficos 
 Lápiz 
 Hojas de registro 
 Memoria USB 
 
 
3.2.2.2. Equipos. 
 Cámara fotográfica 
 Impresora 
 Computadora portátil 
 
3.2.3. Semovientes. 
200 clasificados en: 
 10 alpacas (Vicugna pacos) 
 13 bovinos (Bos taurus) 
 46 caprinos (Capra hircus) 
 9 codornices (Coturnix coturnix) 
 17 conejos (Oryctolagus cuniculus) 
 17 cuyes (Cavia porcellus) 
 23 gallinas domésticas y 9 pollos (Gallus gallus) 
 17 llamas (Lama glama) 
 31 ovinos (Ovis aries) 
 
 
29 
 
 6 porcinos (Sus domesticus) 
 2 vicuñas (Vicugna vicugna) 
 
3.2.4. Personal. 
 Egresada 
 Técnico Docente encargado del laboratorio 
 
3.3. METODOLOGÍA DE TRABAJO 
3.3.1. Duración del ensayo. 
Se analizaron las muestras remitidas al laboratorio, durante los meses 
de marzo a junio, y de octubre a diciembre del 2014. 
 
3.3.2. Tipo de investigación. 
Se realizó un estudio de tipo descriptivo transversal; con enfoque retro-
prospectivo. 
 
3.3.3. Diseño estadístico de la investigación. 
3.3.3.1. Población. 
Conformada por especies zootécnicas (bovinos, ovinos, caprinos, 
camélidos, roedores, lagomorfos, aves de corral) de Riobamba y zonas 
aledañas pertenecientes a la provincia de Chimborazo, cuyas muestras de 
heces fueron remitidas al laboratorio donde se realizó la investigación. 
 
 
30 
 
Para estimar la población a estudiar, se consideró que en el laboratorio 
se receptaban entre un rango de 20-40 muestras de heces por mes, calculando 
que en un año se receptarían en promedio alrededor de 360 muestras, por lo 
que se consideró que este sería el tamaño de la población. 
 
3.3.3.2. Tamaño de la muestra. 
Para calcular el tamaño de la muestra se aplicó la fórmula matemática 
para el cálculo del tamaño de la muestra correspondiente a una población 
específica, comparando luego el resultado obtenido con la tabla de 
información para determinar el tamaño de la muestra correspondiente a una 
población específica (Anexo XIII). 
 
n = 
( ) 
[(
 
 
)
 
 ( ) ]
 
 
En donde: 
N = Tamaño de la Población. 
n = Tamaño de la Muestra. 
α = Error tipo 1, 5 %, (0,05). 
Z = Es el valor del número de unidades de desviación estándar para una 
prueba de dos colas, con una zona de rechazo igual a alfa. Para el 95%, (0,95), 
Z = 1,959963985 
0,25 = Es el valor de p2 que produce el máximo valor de error estándar, esto 
es p = 0,5. 
 
 
31 
 
Se estudió una muestra de 200 casos, que se receptaron en el 
laboratorio donde se realizó la presente investigación. Se estudió además la 
asociación de las variables sexo, edad, especie zootécnica, procedencia y 
zoonosis (Anexo XIV). 
 
3.3.3.3. Análisis estadístico. 
Con los datos obtenidos se realizó un análisis estadístico descriptivo, 
en el cual se recolectó, organizó y presentó los datos obtenidos usando tablas, 
y gráficos. 
 
Para evaluar los datos, se utilizó el método porcentual para determinar 
en porcentaje cuantos animales son positivos o negativos empleando la 
fórmula: 
 
 % = 
 
 
 x 100 
 
Los casos positivos fueron evaluados mediante la Prueba No 
Paramétrica para una sola muestra, Prueba de Chi Cuadrado, cuya fórmula 
matemática es: 

2 = (Fo – Fe)2/Fe 
En donde: 
2 = Chi Cuadrado. 
Fo = Frecuencias observadas. 
 
 
32 
 
Fe = Frecuencias esperadas. 
g.l. = grados de libertad. 
 
El valor calculado de 2 se comparó con el valor tabulado de 2 con k – r 
grados de libertad. La regla de decisión, entonces, fue: rechazar Ho si 2 calculado es 
mayor o igual que el valor tabulado de 2 para el valor seleccionado de α (Wayne, 
2002) (Anexos XIXI - XXV). 
 
Además se realizó el análisis de sensibilidad mediante la siguiente fórmula 
(Anexo XV): 
 
 
 
 
 
 
Resultados de la Prueba Resultados Verdaderos 
Positivos (A) 
Negativos (C) 
Total (A + C) 
 
3.3.4. Diagnóstico de laboratorio. 
3.3.4.1. Técnicas coproparasitarias de concentración. 
3.3.4.1.1. Método de flotación. 
Para preparar la solución de concentración que se utilizó en los 
diagnósticos, se siguió los siguientes parámetros sugeridos por el Ing. 
Byron Díaz (Docente y director del LABIMA), el cual considera que esta 
 
 
33 
 
fórmula contiene además de la sal, azúcar, lo cual aumenta la densidad de 
la solución, y facilita la flotación de mayor cantidad de ooquistes o huevos 
de parásitos. 
 
-Solución mixta de concentración*: 
Cloruro de sodio (NaCl) ………………………. 331 g. 
Agua destilada ………………………….…... 1000 ml 
Azúcar …………………………………………. 200 g. 
*Calentar mezclando continuamente hasta disolver, evitando la ebullición. 
 
Se realizó el método de flotación utilizando el siguiente procedimiento 
descrito por el Cardona (2005): 
1. Pesar de 2 a 5 gramos de la muestra de heces (usar el mortero si es 
necesario homogenizar la misma). 
2. Diluir la muestra previamente pesada en 15 o 20 ml de la solución mixta 
de concentración. 
3. Disolver las heces con una cuchara o varilla de vidrio.4. Diluir y filtrar entre 3 y 5 veces con un cedazo o colador, hasta observar 
la homogenización de la muestra. 
5. Verter en un tubo de ensayo ubicado en una gradilla. 
6. Llenar el resto del volumen del tubo, empleando la solución mixta de 
concentración usada previamente, hasta formar un menisco convexo en la 
boca del tubo de ensayo. 
 
 
34 
 
7. Eliminar con un palillo de madera las burbujas que flotan. 
8. Colocar una lámina cubre objetos y dejar reposar por un mínimo de 15 
minutos y un máximo de 30. Pasado este tiempo, los huevos se colapsan o 
se rompen debido a la acción osmótica. Al poseer los huevos una densidad 
menor que la solución, flotan a la superficie. 
9. Retirar cuidadosamente el cubreobjetos del tubo de ensayo junto con la 
gota de fluido adherida. 
10. Colocar el cubre objetos sobre un portaobjetos limpio. 
11. Observar al microscopio con objetivos de 4x, 10x, y 40x. 
 
Bowman (2010), sugiere que ‘‘a fin de evitar la omisión o el 
solapamiento de algunos campos, iniciar el examen a lo largo de un borde 
del cubreobjetos desde una esquina a la contraria. Desplazarse después al 
ancho de un campo y continuar el examen’’. Se recomienda seguir esta 
sugerencia para todos los métodos que requieran de observación 
microscópica. 
 
3.3.4.1.2. Método de sedimentación simple. 
Para realizar el diagnóstico coproparasitario según este método se 
siguió el siguiente procedimiento descrito por Thienpont, Rochette y 
Vanparij (1989), realizando ciertas modificaciones detalladas por Bowman 
(2010): 
1. Mezclar en un vaso de precipitación, 10 g de heces con 10 ml agua 
destilada, usando una espátula. 
2. Pasar la suspensión por el cedazo o colador. 
 
 
35 
 
3. Centrifugar durante 1 a 2 minutos a 1500 – 2000 rpm. 
4. Desechar el sobrenadante. 
5. Volver a suspender el sedimento en 10 ml de agua y repetir los pasos 4 y 
5 hasta que el sobrenadante esté claro. 
6. Agitar el sedimento con ayuda de una varilla de vidrio, o agitar la 
preparación vigorosamente por 30 segundos. 
7. Centrifugar durante 1 minuto a 2000 rpm. 
8. Decantar el sobrenadante y examinar esa porción del sedimento 
colocando unas gotas sobre un portaobjeto. 
9. Agregar una gota de lugol. 
10. Mezclar y extender ambas gotas. 
11. Observar directamente al microscopio sin colocar una laminilla 
cubreobjeto. 
 
3.3.4.2. Interpretación e identificación. 
Las fases que aparecen normalmente en las técnicas de diagnóstico son 
los huevos y larvas. Sin embargo, en la mayoría de infestaciones 
provocadas por gusanos, la identificación se basa en los huevos. 
 
Los datos y resultados obtenidos se escribieron en las hojas de 
registros, para luego realizar la respectiva correlación de las variables 
independientes del estudio (Anexos XXVI - XXIX). 
 
 
 
36 
 
En los casos positivos, se tomaron fotografías y se realizó la respectiva 
identificación con ayuda de las claves de identificación y a través de las 
características morfológicas según descripción de varios autores: (Foreyt, 
2001); (Gibbons, Jacobs, Fox, & Hansen, s.f.); (López & et al, 2006); 
(Organización Mundial de la Salud [OMS], 1997); (Soulsby, 1987) y 
(Thienpont, Rochette, & Vanparijs, 1989). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
37 
 
 
IV. RESULTADOS 
 
En la presente investigación se obtuvieron los siguientes resultados: 
 
4.1. IDENTIFICACIÓN DE PARASITOSIS GASTROINTESTINALES EN 
ANIMALES DE ESPECIES ZOOTÉCNICAS, DIAGNOSTICADAS EN 
EL LABORATORIO DE BIOTECNOLOGÍA Y MICROBIOLOGÍA 
ANIMAL (ESPOCH – RIOBAMBA). 
De 200 animales muestreados entre los meses de marzo a junio, y de 
octubre a diciembre del 2014; se determinó un total de 155 animales que dieron 
un diagnóstico positivo como mínimo a una especie de parásito, lo que 
representó el 77,5% y un total de 45 negativos que representó el 22,5%. La 
prueba tuvo una sensibilidad del 77,5 % (Anexo XV). 
 
Tabla 1. Identificación en porcentaje de parasitosis gastrointestinales en 
animales de especies zootécnicas, diagnosticadas en el Laboratorio de 
Biotecnología y Microbiología Animal (ESPOCH – Riobamba). 
 
# ANIMALES 
MUESTREADOS 
# ANIMALES 
POSITIVOS 
% 
POSITIVOS 
# ANIMALES 
NEGATIVOS 
% 
NEGATIVOS 
200 155 77,5 45 22,5 
 
 
38 
 
Gráfico 1. Identificación en porcentaje de parasitosis gastrointestinales en 
animales de especies zootécnicas, diagnosticadas en el Laboratorio De 
Biotecnología y Microbiología Animal (ESPOCH – Riobamba). 
 
 
4.2. DETERMINACIÓN DE PARÁSITOS GASTROINTESTINALES EN 
MUESTRAS DE HECES DE ANIMALES MEDIANTE EL MÉTODO DE 
FLOTACIÓN Y SEDIMENTACIÓN. 
Los 155 animales que resultaron positivos mediante el método de 
flotación, representaron el 100%; a diferencia que por el método de 
sedimentación, no se presentaron casos positivos, siendo esto el 0%. 
 
Tabla 2. Determinación en porcentaje de parásitos gastrointestinales en 
muestras de heces de animales mediante el método de flotación y sedimentación. 
# ANIMALES 
POSITIVOS 
# 
ANIMALES 
POSITIVOS 
MÉTODO 
FLOTACIÓN 
% 
POSITIVOS 
MÉTODO 
FLOTACIÓN 
# ANIMALES 
POSITIVOS 
MÉTODO 
SEDIMENTACIÓN 
% POSITIVOS 
MÉTODO 
SEDIMENTACIÓN 
155 155 100 0 0 
 
 
0
10
20
30
40
50
60
70
80
% ANIMALES MUESTREADOS
77,5 22,5 
% POSITIVOS
% NEGATIVOS
 
 
39 
 
Gráfico 2. Determinación en porcentaje de parásitos gastrointestinales en 
muestras de heces de animales mediante el método de flotación y sedimentación. 
 
 
4.3. CORRELACIÓN DE LOS CASOS POSITIVOS. 
 
 Con respecto a la procedencia. 
Se analizaron las muestras de animales provenientes de los siguientes lugares: 
Alausí, Chambo, Chazo Juan Alto, Colta, Estación Experimental Tunshi - 
ESPOCH, Facultad de Ciencias Pecuarias – ESPOCH, Granja Integral - Facultad 
de Recursos Naturales – ESPOCH, Guano, Programa de Especies Menores - 
Facultad de Ciencias Pecuarias –ESPOCH, Palacio Real, Parque Ricpamba, 
Pelileo, Riobamba y Urbina (Anexo XXXI). 
El mayor número de animales que dieron un diagnóstico positivo como 
mínimo a una especie de parásito se registró en animales que provenían de la 
Estación Experimental Tunshi - ESPOCH: 45 animales positivos con un 97,83%, 
seguido de 42 animales positivos de Riobamba con 79,25% y 25 animales de 
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
% ANIMALES MUESTREADOS
100 0 
% POSITIVOS MÉTODO
FLOTACIÓN
% POSITIVOS MÉTODO
SEDIMENTACIÓN
 
 
40 
 
Palacio Real con 96,15%. Por otro lado se obtuvo un 100% de animales positivos 
pero con menor número de animales muestreados en Colta, Guano, Parque 
Ricpamba y Pelileo. Los datos positivos globales de este estudio fueron evaluados 
mediante la Prueba de Chi Cuadrado determinándose significancia estadística 
(Anexos XVI y XXII). 
 
Tabla 3. Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a la 
procedencia. 
 
PROCEDENCIA 
# ANIMALES 
MUESTREADOS 
#ANIMALES 
POSITIVOS 
% 
POSITIVOS 
Alausí 3 2 66,67 
Chambo 9 1 11,11 
Chazo Juan Alto 12 0 0,00 
Colta 11 11 100,00 
E.E. Tunshi. 46 45 97,83 
FCP 1 0 0,00 
G. I. FRN 6 1 16,67 
Guano 4 4 100,00 
P. E. M. FCP 16 11 68,75 
Palacio Real 26 25 96,15 
Parque Ricpamba 4 4 100,00 
Pelileo 8 8 100,00 
Riobamba 53 42 79,25 
Urbina 1 1 100,00 
TOTAL 200 155 66,89 
 
 
Nota: 
G. I. FRN: Granja Integral. Facultad de Recursos Naturales. ESPOCH 
P. E. M. FCP: Programa de Especies Menores. Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH 
E.E. Tunshi: Estación Experimental Tunshi. ESPOCH / 
 FCP: Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH 
 
 
 
 
 
 
41 
 
Gráfico 3. Correlación de los casos positivos con respecto a la procedencia. 
 
 
 
Tabla 4. Animales zootécnicos con respecto a la procedencia. 
PROCEDENCIA 
A N I M A L Z O O T É C N I C O 
A B CA COD CON CU GD LL OV PO POR VI TOTAL 
Alausí - 1 - - - 1 - - - - 1 - 3 
Chambo - - - - - - 9 - - - - - 9 
Chazo Juan Alto - - - 9 - 1 1 - - - 1 - 12 
Colta - - - - - - - - 11 - - - 11E.E. Tunshi. - - 40 - - - - - 6 - - - 46 
FCP - - - - - - 1 - - - - - 1 
G. I. FRN - - - - 6 - - - - - - - 6 
Guano - 2 - - - - - - 2 - - - 4 
P. E. M. FCP - - - - 11 5 - - - - - - 16 
Palacio Real 9 - - - - - - 17 - - - - 26 
Parque Ricpamba 1 3 - - - - - - - - - - 4 
Pelileo - - - - - - 8 - - - - - 8 
Riobamba - 6 6 - - 10 4 - 12 9 4 2 53 
Urbina - 1 - - - - - - - - - - 1 
TOTAL 10 13 46 9 17 17 23 17 31 9 6 2 200 
Nota: 
G. I. FRN: Granja Integral. Facultad de Recursos Naturales. ESPOCH / P. E. M. FCP: 
Programa de Especies Menores. Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH / E.E. Tunshi: 
Estación Experimental Tunshi. ESPOCH / FCP: Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH / 
A: Alpaca - B: Bovino - CA: Caprino - COD: Codorniz - CON: Conejo - CU: Cuy – GD: 
Gallina doméstica - LL: Llama - OV: Ovino - PO: Pollo - POR: Porcino - VI: Vicuña 
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
# CASOS POSITIVOS
Alausí
Chambo
Chazo Juan Alto
Colta
E.E. Tunshi.
FCP
G. I. FRN
Guano
P. E. M. FCP
Palacio Real
Parque Ricpamba
Pelileo
Riobamba
Urbina
 
 
42 
 
 Con respecto al sexo 
Del total de 200 muestras estudiadas: 118 machos y 82 hembras, dio como 
resultado que el mayor número de animales con diagnóstico positivo (como 
mínimo a una especie de parásito) se registró en los machos: 102 animales 
positivos con un 85,71; mientras que las hembras registraron 53 casos positivos 
con un 65,43%. Los datos positivos globales fueron evaluados mediante la Prueba 
de Chi Cuadrado determinándose significancia estadística de acuerdo al sexo 
(Anexos XVII y XX). 
 
 
Tabla 5. Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto al sexo. 
SEXO 
# ANIMALES 
MUESTREADOS 
#ANIMALES 
POSITIVOS 
% 
POSITIVOS 
MACHO 119 102 85,71 
HEMBRA 81 53 65,43 
TOTAL 200 155 75,57 
 
Gráfico 4. Correlación de los casos positivos con respecto al sexo. 
 
0
20
40
60
80
100
120
#ANIMALES POSITIVOS
MACHO
HEMBRA
 
 
43 
 
Tabla 6. Animales zootécnicos con respecto al sexo. 
 
SEXO 
A N I M A L Z O O T É C N I C O 
A B CA COD CON CU GD LL OV PO POR VI TOTAL 
HEMBRAS 3 3 13 9 11 10 16 6 9 - 1 1 82 
MACHOS 7 10 33 - 6 7 7 11 22 9 5 1 118 
TOTAL 10 13 46 9 17 17 23 17 31 9 6 2 200 
 
Nota: 
A: Alpaca - B: Bovino - CA: Caprino - COD: Codorniz - CON: Conejo - CU: Cuy – 
GD: Gallina doméstica - LL: Llama - OV: Ovino - PO: Pollo - POR: Porcino - VI: Vicuña 
 
 
 Con respecto a la edad 
De 200 muestras estudiadas se presentó lo siguiente: 8 animales positivos de 
<1 mes con un porcentaje de 80%; 21 animales positivos de entre 1-6 meses con 
un 36,84%; 14 animales positivos de entre 7-11 meses con un 77,78%; 107 
animales positivos de entre 1-4 años con un porcentaje de 97,27% y 5 animales 
positivos de >4 años representando un 100%. 
El grupo etario que presentó mayor número de animales con diagnóstico 
positivo (como mínimo a una especie de parásito) fue el de 1-4 años siendo 107 
animales. Los datos positivos globales fueron evaluados mediante la Prueba de 
Chi Cuadrado determinándose significancia estadística con respecto a la edad 
(Anexos XVIII y XXI). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
44 
 
Tabla 7. Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a la edad. 
EDAD 
# ANIMALES 
MUESTREADOS 
# ANIMALES 
POSITIVOS 
% POSITIVOS 
< 1 mes 10 8 80,00 
1 - 6 meses 57 21 36,84 
7 - 11 meses 18 14 77,78 
1 - 4 años 110 107 97,27 
> 4 años 5 5 100,00 
TOTAL 200 155 78,38 
 
 
Gráfico 5. Correlación de los casos positivos con respecto a la edad. 
 
 
 
Tabla 8. Animales zootécnicos con respecto a la edad. 
EDAD A B CA COD CON CU GD LL OV PO POR VI TOTAL 
< 1 mes - - - - - 2 8 - - - - - 10 
1 - 6 meses - - 3 9 15 9 6 - - 9 6 - 57 
7 - 11 meses - - 4 - - 3 - 6 5 - - - 18 
1 - 4 años 10 13 37 - 2 3 9 11 23 - - 2 110 
> 4 años - - 2 - - - - - 3 - - - 5 
TOTAL 10 13 46 9 17 17 23 17 31 9 6 2 200 
 
 
Nota: 
A: Alpaca - B: Bovino - CA: Caprino - COD: Codorniz - CON: Conejo - CU: Cuy – 
GD: Gallina doméstica - LL: Llama - OV: Ovino - PO: Pollo - POR: Porcino - VI: Vicuña 
0
20
40
60
80
100
120
# ANIMALES POSITIVOS
< 1 mes
1 - 6 meses
7 - 11 meses
1 - 4 años
> 4 años
 
 
45 
 
 Con respecto al animal zootécnico 
Del total de 200 animales muestreados, se estudiaron las siguientes especies: 
alpacas, bovinos, caprinos, codornices, conejos, cuyes, gallinas, gallos, llamas, 
ovinos, pollos, porcinos y vicuñas. 
El mayor número de animales con diagnóstico positivo (como mínimo a una 
especie de parásito) se presentó en caprinos siendo 46 animales positivos con el 
100%; seguido de los ovinos 28 animales positivos con el 90,32%; llamas 17 
animales positivos con el 100%; bovinos 13 animales positivos con el 100%; 
conejos 12 animales positivos con el 70,59%; 9 alpacas positivas con el 90%; 9 
cuyes positivos con el 52,94%; 6 gallos positivos con el 85,71%; 6 gallinas 
positivas con el 37,50%; 5 pollos positivos con el 55,56%; 2 vicuñas positivas 
con el 100%; 2 porcinos con el 33,33% y 0 codornices positivas con el 0%. Los 
datos positivos globales fueron evaluados mediante la Prueba de Chi Cuadrado 
determinándose significancia estadística (Anexo XXIV). 
 
Tabla 9. Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto al animal 
zootécnico. 
ANIMAL 
ZOOTÉCNICO 
# ANIMALES 
MUESTREADOS 
# 
ANIMALES 
POSITIVOS 
% 
POSITIVOS 
Alpaca 10 9 90,00 
Bovino 13 13 100,00 
Caprino 46 46 100,00 
Codorniz 9 0 0,00 
Conejo 17 12 70,59 
Cuy 17 9 52,94 
Gallina doméstica 23 12 52,17 
Llama 17 17 100,00 
Ovino 31 28 90,32 
Pollo 9 5 55,56 
Porcino 6 2 33,33 
Vicuña 2 2 100,00 
TOTAL 200 155 70,41 
 
 
 
46 
 
Gráfico 6. Correlación de los casos positivos con respecto al animal zootécnico. 
 
 
 
 
 Con respecto a la especie de parásito 
Entre las distintas especies de parásitos encontradas estuvieron: 
Capillaria sp., Cooperia sp., Cryptosporidium sp., Eimeria sp., Nematodirus 
filicollis, estrongiloides digestivos (Orden STRONGYLIDA), 
Paramphistomum cervi, Strongyloides papillosus, Toxocara vitulorum y 
Trichuris sp. 
De los 200 animales muestreados, el mayor número de animales con 
diagnóstico positivo (como mínimo a una especie de parásito) se presentó en 
animales que poseían estrongiloides digestivos (orden STRONGYLIDA) 
siendo 90 animales positivos representando el 45%, mientras que el menor 
número de animales positivos se observó en animales parasitados con 
Paramphistomum cervi, siendo 3 casos positivos con el 1,50%. Por otro lado 
no se presenció ningún parásito de Fasciola hepática. 
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
# ANIMALES POSITIVOS
Alpaca
Bovino
Caprino
Codorniz
Conejo
Cuy
Gallina doméstica
Llama
Ovino
Pollo
Porcino
Vicuña
 
 
47 
 
De igual forma, de las 10 especies de parásitos encontradas, el 84% 
pertenecían al grupo de los helmintos, mientras que el 48,5% eran del grupo 
de los protozoos. 
Los datos positivos globales fueron evaluados mediante la Prueba de 
Chi Cuadrado determinándose significancia estadística (Anexo XXIII). 
 
 
Tabla 10. Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a la 
especie de parásito. 
 
ESPECIE DE PARÁSITO 
#
 A
N
IM
A
L
E
S
 
M
U
E
S
T
R
E
A
D
O
S
 
#
 A
N
IM
A
L
E
S
 
P
O
S
IT
IV
O
S
 
%
 P
O
S
IT
IV
O
S
 
Capillaria sp. 200 7 3,50 
Cooperia sp. 200 9 4,50 
Cryptosporidium sp. 200 21 10,50 
Eimeria sp. 200 76 38,00 
Fasciola hepática 200 0 0,00 
Nematodirus filicollis 200 26 13,00 
Orden STRONGYLIDA 
(Estrongiloides digestivos) 
200 90 45,00 
Paramphistomum cervi 200 3 1,50 
Strongyloides papillosus 200 25 12,50 
Toxocara vitulorum 200 4 2,00 
Trichuris sp. 200 4 2,00 
TOTAL 200 
 
12,05 
 
 
 
 
 
48 
 
Gráfico 7. Correlación de los casos positivos con respecto a la especie de 
parásito. 
 
 
 
 
Tabla 11. Correlación en porcentaje de los casos positivoscon respecto a la 
especie de parásito (grupo). 
 
ESPECIE DE 
PARÁSITO 
#ANIMALES 
MUESTREADOS 
#ANIMALES 
POSITIVOS 
% 
POSITIVOS 
PROTOZOOS 200 97 48,5 
HELMINTOS 200 168 84 
TOTAL 200 66,25 
 
 
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
#ANIMALES POSITIVOS
Capillaria sp.
Cooperia sp.
Cryptosporidium sp.
Eimeria sp.
Fasciola hepática
Nematodirus filicollis
Estrongiloides digestivos
Paramphistomum cervi
Strongyloides papillosus
Toxocara vitulorum
Trichuris sp.
 
 
49 
 
Gráfico 8. Correlación de los casos positivos con respecto a la especie de parásito 
(grupo). 
 
 
 
 
 Con respecto a las especies de parásitos de importancia zoonósica. 
De las 10 especies de parásitos que se encontraron, solo el parásito 
Cryptosporidium sp. es de importancia zoonósica representando el 10%. Las 
demás especies de parásitos encontrados no son de importancia zoonósica, 
siendo 9 parásitos con el 90%. 
Los datos positivos globales fueron evaluados mediante la Prueba de 
Chi Cuadrado determinándose significancia estadística (Anexo XXV). 
 
 
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
#ANIMALES POSITIVOS
PROTOZOOS
HELMINTOS
 
 
50 
 
Tabla 12. Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a las 
especies de parásitos de importancia zoonósica. 
 
ESPECIE DE PARÁSITO ZOONOSIS 
 
 
Capillaria sp. NO 
 
 
Cooperia sp. NO 
 
 
Cryptosporidium sp. SI 
 
 
Eimeria sp. NO 
 
 
Nematodirus filicollis NO 
 
 
Estrongiloides digestivos NO 
 
 
Paramphistomum cervi NO 
 
 
Strongyloides papillosus NO 
 
 
Toxocara vitulorum NO 
 
 
Trichuris sp. NO 
 
 
# PARÁSITOS % PARÁSITOS 
ESPECIES DE PARÁSITOS ENCONTRADOS 10 100 
ESPECIES DE PARÁSITOS 
DE IMPORTANCIA ZOONÓSICA 
1 10 
ESPECIES DE PARÁSITOS 
SIN IMPORTANCIA ZOONÓSICA 
9 90 
 
Gráfico 9. Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a las 
especies de parásitos de importancia zoonósica. 
 
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
ESPECIES DE PARÁSITOS
DE IMPORTANCIA
ZOONÓSICA
ESPECIES DE PARÁSITOS
SIN IMPORTANCIA
ZOONÓSICA
 
 
51 
 
V. DISCUSIÓN 
 
 En la investigación realizada se determinó que los animales zootécnicos con 
mayor número de casos positivos fueron los caprinos (46) seguidos de los 
ovinos (28) y las llamas (17). Acerca de esto Nieto & Isakovich (2005) 
señalan que: ‘‘Los endoparásitos que atacan a los caprinos son principalmente 
helmintos y protozoos. Los caprinos son animales muy susceptibles a la 
infestación de múltiples especies de parásitos’’, también mencionan que el 
90% de las cabras hospedan lombrices en sus intestinos, de tal manera que se 
sustenta el resultado obtenido. Por otro lado, estudios realizados por Fierro, O. 
Fuente especificada no válida. en llamas y alpacas de la provincia de 
Imbabura, señalan la presencia de protozoos gastrointestinales en un 67.5%. 
En mis observaciones, considero que el alto parasitismo en cabras y ovinos se 
debe a que son animales de alta rusticidad, por lo que generalmente los 
productores descuidan su alimentación y sanidad, ocurriendo lo mismo en 
llamas y vicuñas, que al ser animales en su mayoría de vida silvestre, es poco 
probable que reciban las atenciones y tratamientos preventivos adecuados. 
 
 
 En el presente estudio se empleó una solución mixta para realizar el 
diagnóstico por el método de flotación. En varias investigaciones realizadas 
acerca de la identificación de parásitos en distintas especies animales, se 
emplea la solución salina saturada, la cual no contiene azúcar (Armijos, 2013) 
(Lema, 2013), (Fierro, 2010) y (Sampedro, 2013). 
De acuerdo a mis experiencias previas empleando ambas soluciones, 
considero que al haber usado en mi investigación la solución mixta que 
contenía azúcar y sal, se logró aumentar la concentración de los huevos y/o 
ooquistes que se encontraban en las muestras de heces receptadas, lo que me 
permitió identificar una mayor cantidad de parásitos. 
 
 
52 
 
 En el presente estudio, todos los animales positivos fueron diagnosticados 
empleando ambos métodos: flotación y sedimentación, sin embargo el método 
de sedimentación no presento ningún caso positivo. Acerca de esto, se han 
realizado estudios comparativos como los de Navone, y otros (2005), quienes 
obtuvieron mejores resultados empleando el método de flotación, sobre el cual 
indican que es más fácil de realizar y presenta baja probabilidad de errores 
técnicos recuperando un amplio rango de parásitos. 
Opino que esto se debe a que en mi estudio, la mayoría de parásitos 
encontrados fueron helmintos, cuyos huevos poseen una densidad menor a la 
solución empleada en el método de flotación, por lo que se detectan con 
facilidad; mientras que al no existir presencia de parásitos tremátodos en las 
muestras, no fueron detectados al emplearse el método de sedimentación, el 
cual se utiliza para observar dichos microorganismos. 
 
 
 En la presente investigación, se determinó que de las 10 especies de parásitos 
encontrados en el muestreo, solo el Cryptosporidium sp. se considera como 
especie de importancia zoonósica, de igual manera, este parásito fue 
encontrado mayormente en rumiantes. Esto se confirma con lo mencionado 
por Rojas Cruz (2012): ‘‘La especie de Cryptosporidium que infecta a 
humanos y mamíferos es Cryptosporidium parvum. A esta enfermedad se la 
conoce como criptosporidiosis, la cual es una zoonosis, de hospedero no 
específico’’. 
Por lo tanto considero importante describir este resultado, ya que este parásito 
es un agente patógeno que en un futuro podría convertirse en causante de 
algún brote o epidemia, acarreando un grave problema de importancia tanto 
en salud pública como animal. 
 
 
 
 
53 
 
 Con respecto al sexo, el presente estudio determinó un total de 102 machos 
positivos y 53 hembras, de los cuales fueron 10 bovinos machos, 3 bovinos 
hembras, y 22 ovinos machos y 9 ovinos hembras. Por otra parte, en estudios 
realizados en ovinos de la provincia de Chimborazo por Cabrera M. (2007), se 
registró parasitosis gastrointestinal por nemátodos en un porcentaje de 28% en 
machos y 23% en hembras; mientras que el trabajo realizado en el cantón 
Guamote por Sampedro (2013), indicó que el porcentaje de protozoarios 
gastrointestinales en bovinos machos fue de 93,33% y en las hembras de 
94.29%. En mi opinión, estos resultados pueden variar dependiendo del 
sistema endócrino de cada género animal, pudiendo ciertas hormonas, como la 
testosterona en machos, y la progesterona y estrógeno en hembras, ser capaces 
de influir sobre la respuesta inmune ante los parásitos que afectan a los 
animales. 
 
 
 Colina, Mendoza, & Jara (2013) en su investigación concluyen que se 
parasitan con mayor frecuencia los vacunos de entre 1 y 3 años. En este 
trabajo, se encontró que los animales de entre 1-4 años fueron los más 
parasitados, de los cuales 13 fueron bovinos; por lo que se está de acuerdo con 
lo expuesto por estos autores. 
Considero que la causa de esto se debe a que por lo general esta es la 
categoría del hato a la que se le suele prestar menos atención y la cual recibe 
menos cuidados, debido a que el productor suele considerar que son animales 
que poseen una inmunidad adquirida, olvidando que al igual que los animales 
jóvenes, necesitan recibir los tratamientos profilácticos necesarios. 
 
 
 Alcaino & Gorman (1999) realizaron un estudio en el que detallan la lista de 
parásitos que han sido identificados en distintas especies animales en Chile, 
mencionando dentro de estas especies, a los estrongiloides digestivos y 
coccidias. Por otro lado, en una investigación similar realizada en animales 
 
 
54 
 
domésticos en Yucatán, México, por Rodríguez-Vivas, Cob-Galera, & 
Domínguez-Alpizar (2001), se determinó el orden COCCIDIA como el más 
frecuente con 93.40%, seguido del orden STRONGYLIDA con el 75.41%. 
Concuerdo con estos autores, ya