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Manual para diferenciar moscas de 
Anastrepha ludens (Loew) silvestres 
y criadas de cepa normal (“bi-sexual”) 
y cepa sexada genéticamente 
(Tapachula-7), irradiadas y sin irradiar
Manual para diferenciar 
moscas de Anastrepha ludens (Loew) silvestres y criadas 
de cepa normal (“bi-sexual”) y cepa sexada genéticamente 
(Tapachula-7), irradiadas y sin irradiar
Este manual presenta los procedimientos necesarios para diferenciar 
especímenes de la Mosca Mexicana de la Fruta, A. ludens, silvestres de aquellos 
criados en laboratorio, irradiados y sin irradiar, tanto de la cepa normal bi-sexual 
como de la cepa de sexado genético (Tapachula-7). El manual es producto de 
estudios recientes realizados para medir los efectos de la radiación sobre 
testículos y ovarios de estas cepas de moscas. Los estudios fueron parcialmente 
financiados por la División Mixta FAO/OIEA de Aplicaciones Nucleares en 
Agricultura y Alimentación. Es el primer manual en su tipo para esta especie de 
mosca de la fruta y presenta procedimientos estandarizados. Por consiguiente, 
es un documento muy valioso para programas operativos contra A. ludens que 
aplican el control en áreas amplias utilizando tanto la cepa bisexual como la cepa 
genética de solo machos.
I7704EN/1/08.17
ISBN 978-92-5-109891-2
9 7 8 9 2 5 1 0 9 8 9 1 2
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Manual 
para diferenciar moscas de 
Anastrepha ludens (Loew) 
silvestres y criadas de cepa 
normal (“bi-sexual”) y cepa sexada 
genéticamente (Tapachula-7), 
irradiadas y sin irradiar
Jorge C. Guillén Aguilar
Liliana López Muñoz
Eric F. López Villalobos
Dalia N. Soto García
Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la Agricultura 
Organismo Internacional de Energía Atómica 
Viena, 2018
Cita requerida:
FAO/OIEA. 2018. Manual para diferenciar moscas de Anastrepha ludens (Loew) silvestres y criadas de cepa nor-
mal (“bi-sexual”) y cepa sexada genéticamente (Tapachula-7), irradiadas y sin irradiar, by Guillen Aguilar J.C., 
Lopez Muñoz L., Lopez Villalobos E.F. y Soto Garcia D. N. Viena, 95 pp.
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ISBN 978-92-5-130889-9 (FAO)
© FAO, 2018
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crédito: ©FAO/Jorge C. Guillen Aguilar.
iii
Índice
Prefacio v
1. Introducción 1
2. Procedimientos para la colecta, manejo y traslado de moscas adultas de A. ludens, 
capturadas en trampas húmedas tipo McPhail o similares, al laboratorio de identificación 2
2.1 Colecta de especímenes 2
2.2 Manejo y traslado de las moscas de las trampas al laboratorio 4
3. Determinación de la fertilidad o esterilidad de moscas adultas de A. ludens mediante 
la observación de la marca fluorescente 6
3.1 Marcaje de moscas con polvo de color fluorescente 6
3.2 Recepción y manejo de moscas en el laboratorio 7
3.3 Extracción de moscas de los frascos y preparativos para su observación 7
3.4 Fijación de especímenes con pegamento a laminillas de cartulina 9
3.5 Observación de moscas con de luz ultravioleta (UV) 9
3.6 Observación de moscas “sin marca” a través de microscopio epifluorescente 10
3.7 Observación de precisión para moscas con marcas deficientes o contaminadas. 12
4. Preparativos de especímenes sin marca, para su estudio citohistológico 14
5. Determinación de la fertilidad o esterilidad de moscas hembras adultas de A. ludens 
 mediante el análisis citohistológico de los ovarios 15
5.1 Sistema reproductor de las hembras 15
5.2 Maduración sexual de las hembras y el efecto de la radiación en los ovarios 17
5.3 Determinación de la fertilidad o esterilidad de las hembras de A. ludens 19
Disección de ovari os 19
Fertilidad o esterilidad de hembras maduras 19
Observación de espermatecas 19
5.4 Maduración de ovarios en hembras silvestres, cepa bisexual y Tapachula 7 sin irradiar 
comparada con hembras de las cepas bisexuales y Tapachula 7 irradiadas 20
6. Determinación de la fertilidad o esterilidad de moscas machos de A. ludens mediante 
el análisis citohistológico de los testículos 50
6.1 Sistema reproductor de los machos 50
6.2 Maduración sexual de los machos y efecto de la irradiación en los testículos 51
6.3 Determinación de la fertilidad o esterilidad de los machos 60
6.4 Maduración de testículos en machos silvestres, cepa bisexual y Tapachula 7 sin irradiar 
comparada con las cepas bisexuales y Tapachula 7 irradiadas 61
7. Literatura relevante 75
Apendice 1: Diagrama de flujo para para determinar fertilidad o esterilidad de las moscas 78
Apendice 2: Formato recepcion de material de trampeo 79
Apendice 3: Formato diario de trampeo 80
Apendice 4: Formato diario de laboratorio de identificación 81
iv
Apendice 5: Hojas cuadriculadas de cartulina verde y papel filtro utilizado en el proceso 82
Apendice 6: Materiales y equipos 83
Apéndice 7: Preparación de solucion salina 84
Apéndice 8: Preparación de aceto-orceína 85
v
Prefacio
Este manual es específico para la mosca mexicana de la fruta (Anastrepha ludens, Loew), plaga clave 
de los cítricos en su área de endemismo que incluye México y el sur de los EstadosUnidos, así como en 
algunos países de Centroamérica. En México y los Estados Unidos, a través de programas nacionales 
de moscas de la fruta que aplican un manejo integrado que incluye la técnica del insecto estéril (TIE), 
se han logrado establecer y mantener áreas libres de esta plaga, así como áreas de baja prevalencia.
Componentes importante de la implementación de la TIE son la inducción de mutaciones letales 
dominantes para alcanzar la esterilidad en moscas de la fruta que son liberadas, así como su subsecuente 
identificación. La correcta identificación de la especie, así como la correcta diferenciación entre los 
individuos estériles liberados y los silvestres, son fundamentales para mantener la condición fitosanitaria 
en estas áreas.
El manual presenta los procedimientos necesarios para diferenciar especímenes de A. ludens silvestres 
de aquellos criados en laboratorio, irradiados y sin irradiar, tanto de la cepa normal bi-sexual como 
de la cepa de sexado genético (Tapachula-7). El manual es producto de estudios recientes realizados 
para medir los efectos de la radiación sobre testículos y ovarios de estas cepas de moscas. Los estudios 
fueron parcialmente financiados por la División Mixta FAO/OIEA de Aplicaciones Nucleares en 
Agricultura y Alimentación.
Es el primer manual en su tipo para esta especie de mosca de la fruta y presenta procedimientos 
estandarizados. Por consiguiente, es un documento muy valioso para programas operativos contra 
A. ludens que aplican el control en áreas amplias utilizando tanto la cepa bisexual como la cepa genética 
de solo machos.
El Programa Nacional Contra Moscas de la Fruta (SAGARPA-SENASICA) en México tuvo un rol 
esencial al proporcionar fondos para realizar los estudios y autorizar el acceso a la planta de cría y 
esterilización de la mosca mexicana de la fruta, así como a los laboratorios de identificación ubicados 
en el Centro Internacional de Capacitación, ambos localizados en Metapa de Domínguez en Chiapas, 
México.
Los Oficiales responsables de esta publicación fueron J. Reyes Flores y J. Hendrichs de la División 
Mixta FAO/OIEA de Aplicaciones Nucleares en Agricultura y Alimentación.
1
1. Introducción
Estados Miembros de la Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la Agricultura 
(FAO) y los del Organismo Internacional de Energía Atómica (OIEA) utilizan la técnica del insecto 
estéril (TIE) como un componente fundamental en los programas de manejo integrado de plagas 
en áreas extensas. El uso de la TIE involucra la cría masiva, marcación, esterilización y liberación 
de millones de insectos estériles. Un aspecto de vital importancia y de constante preocupación para 
manejar eficientemente los programas que liberan insectos estériles es la diferenciación oportuna y 
confiable entre las moscas irradiadas y silvestres que son capturadas en las trampas. Los diagnósticos 
que emiten los laboratorios especializados contribuyen a implementar o modificar las estrategias de 
detección y control.
Para diferenciar entre moscas irradiadas y silvestres es necesario implementar una serie de 
procedimientos técnicos que inician en la colecta y manejo de los especímenes capturadas en trampas, 
recepción y manejo en el laboratorio y métodos para detectar en las moscas capturadas la fluorescencia 
del marcaje con luz UV y microscopio epi-fluorescente. En caso de especímenes que presentan 
deficiencia o carencia de marca fluorescente se realizan estudios morfológicos, morfométricos 
e histológicos de ovarios y/o testículos según sea el caso para emitir el diagnostico final. Estos 
procedimientos ampliamente documentados para Ceratitis capitata (Wiedemann), donde generalmente 
se utilizan trampas tipo pegajosas para la captura de moscas, (Guillen 1983, Guillén-Aguilar et al. 
2016) sin embargo a la fecha se carece de un manual similar para la especie Anastrepha ludens Loew y 
que son capturadas en trampas húmedas tipo McPhail.
El propósito de este manual es presentar los procedimientos paso a paso para realizar el diagnostico de 
fertilidad o esterilidad con precisión (ver diagrama de flujo, Apéndice 1).
Esta guía ilustrada será de gran utilidad para programas donde se utiliza la TIE para el control y/o 
erradicación de A. ludens en áreas extensas donde se manejan los conceptos de área libre, huertos 
temporalmente libres y áreas de baja prevalencia.
2
2. Procedimientos para la colecta, manejo 
y traslado de moscas adultas de A. ludens, 
capturadas en trampas húmedas tipo 
McPhail o similares, al laboratorio de 
identificación
Históricamente los cebos de proteínas liquidas se han utilizado para la captura de diversas especies de 
moscas de la fruta. Este tipo de cebo regularmente se mezcla con bórax con el fin de reducir la velocidad 
de descomposición de los insectos capturados. Estos cebos capturan ambos sexos de las moscas; 
aunque un mayor porcentaje de hembras (FAO/IAEA 2005). Existe el inconveniente de que también 
captura otros insectos del mismo y otros géneros, situación que exige, conocimientos, experiencia y 
concentración del técnico revisor de trampas al momento de seleccionar los insectos en la colecta.
Las trampas húmedas similares a la McPhail reportadas son: la Multilure (MLT), Tephri, trampa 
International Pheromone McPhail, y la trampa Dome (McPhail) (FAO/IAEA 2005). Todas estas trampas 
funcionan con el mismo principio básico, como trampas húmedas tipo cubeta cebadas con proteínas 
liquidas y el conservador junto con un surfactante para mantener homogénea la mezcla y funcionar así 
como un sistema de retención para los insectos.
2.1 Colecta de especímenes
Una vez que la trampa a revisar ha sido retirada de su lugar de instalación, el primer paso consiste en 
una detallada observación de la trampa, principalmente de la sección donde los insectos son retenidos, 
con la finalidad de:
• Detectar posibles fisuras, perforaciones o defectos en el ensamble o tapón que pudieran ocasionar 
la pérdida de los insectos atrapados por salida de la mezcla en los subsecuentes pasos de este 
procedimiento. En caso positivo se deberá solucionar el problema antes de continuar.
• Evitar fugas de insectos atrapados que se encuentren en reposo en las paredes internas o volando 
en el interior de la misma. Para esto se deberán realizar movimientos circulares a la trampa para 
que las moscas caigan en la mezcla liquida. Se deberá tener cuidado de no derramar la mezcla 
(Fig. 1).
El siguiente paso es abrir la trampa, separando con cuidado la parte inferior de la superior, y 
cuidadosamente depositar el contenido (mezcla y todos los insectos capturados) sobre un tamiz o 
colador acoplado a un recipiente donde el componente líquido pasa al contenedor y los insectos sean 
retenidos en el colador. Es necesario realizar una nueva inspección de las paredes internas de la trampa 
para retirar especímenes que estén adheridos a éstas (Fig. 2).
En seguida el técnico revisor de trampas deberá colocar el colador en un área con suficiente iluminación. 
Deberá realizar una minuciosa y concentrada inspección del material capturado, el uso de una lupa de 
campo puede ser de gran ayuda (Fig. 3a–b).
El siguiente paso es el más importante: la selección y separación de las moscas del género Anastrepha. 
Si el técnico revisor está capacitado podrá seleccionar y separar las moscas por especie. Para evitar 
daños en las moscas deberá usar pinzas entomológicas de puntas suaves.
Los especímenes seleccionados se deberán transferir a uno o más frascos entomológicos según cantidad 
de moscas por género o especies. Los frascos deben estar previamente preparados con aproximadamente 
dos terceras partes de alcohol etílico al 70%, (se recomiendan frasco de boca ancha, y con tapón de rosca 
3
a b
c d
Figura 1. Colecta de especímenes: (a) Detección de defectos o mal ensamble en la trampa Multilure; (b) Detección de 
defectos o tapa dañada en trampa McPhail; (c) Centrifugado de la mezcla y contenido en trampa McPhail; (d) Centrifugado 
de la mezclay contenido en trampa Multilure. © FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
Figura 2. Colecta de especímenes: (a) Desensamble y revisión de trampa Multilure; (b) y (c) Vertiendo cuidadosamente 
la mezcla de insectos capturados sobre colador acoplado a recipiente contenedor en trampa Multilure y McPhail 
respectivamente; (d) Insectos retenidos en fondo del colador. © FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
a b
c d
4
para evitar fugas de líquido y evitar daños a los ejemplares). Los frascos deberán estar debidamente 
identificados con etiquetas informativas adheridas en áreas visibles.
En las etiquetas debe anotarse la información o códigos relacionados con: número consecutivo de 
trampa, ruta de trampeo, fecha de última revisión, clave del revisor, y demás datos que las necesidades 
y exigencias del programa requiera (Fig. 3c–d).
2.2 Manejo y traslado de las moscas de las trampas al laboratorio
La información contenida en las etiquetas de los frascos deberá registrarse en el formato de reporte 
diario de trampeo (Apéndice 3), donde se anotan: nombre y número de la ruta, fecha de revisión, 
número de la trampa, días de exposición de la trampa en el campo, sitio u hospedante, clave de 
rotación y observaciones. Al final de la jornada de trabajo o ruta concluida el revisor debe firmar dicho 
documento que será entregado al laboratorio de identificación junto con el material biológico.
Cada frasco deberá ser colocado en una caja de madera o plástico provisto de rejillas justas al tamaño 
del diámetro de los frascos para protección durante el traslado. Los frascos deben ser numerados en 
la parte superior de la tapa con el número de trampa y deben ordenarse por la numeración en la caja, 
lo cual facilitará el manejo en el laboratorio. Durante el traslado se deberán evitar golpes o maltratos 
a la caja para evitar la ruptura de los frascos. Nunca colocar la caja con las tapas boca abajo ya que se 
corre el riesgo de fugas de líquidos de los frascos con la consecuente deshidratación y deterioro de los 
ejemplares (Fig. 4).
a b
c d
Figura 3. Colecta de especímenes: a) Selección y separación de moscas del género Anastrepha; b) Revisión con ayuda de 
lupa de campo; c) Transferencia de moscas seleccionadas a frasco con alcohol al 70%; d) Frasco con etiqueta de la trampa 
revisada. © FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
5
Figura 4. Manejo y traslado de moscas al laboratorio de identificación: (a) Traslado del frasco con especímenes a la caja 
contenedora de frascos; (b) Registro del reporte diario de trampeo; (c) Ordenado y limpieza de caja contenedora; (d) 
Traslado de caja con frascos de forma segura al laboratorio de identificación. © FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
a b
c d
6
3. Determinación de la fertilidad o esterilidad 
de moscas adultas de A. ludens mediante 
la observación de la marca fluorescente
3.1 Marcaje de moscas con polvo de color fluorescente
En las instalaciones de cría masiva y esterilización de moscas de la fruta, se efectúa el procedimiento 
de marcaje de las pupas antes de la irradiación. Durante este procedimiento, las pupas son impregnadas 
con un polvo fino de origen vegetal (Day-Glo ®) que tiene características fluorescentes. Las moscas 
al romper los puparios en la emergencia, con la expansión del saco o membrana ptilinal, que luego 
al retraerse y cerrar la sutura ptilinal quedan impregnadas estas estructuras con las partículas del 
polvo fluorescente. Esta es la manera como quedan marcadas las moscas. Las pupas pasan luego 
por el irradiador para la esterilización de genitales. En los centros d empaque y liberación, las pupas 
se ponen a emerger y madurar sexualmente para luego ser liberadas. El marcaje interior que quedó 
en el ptilinum y en las partes externas de la sutura no se pierde, siempre y cuando se haya puesto 
la dosis adecuada del polvo fluorescente y se haya distribuido uniformemente en el volumen de pupas 
procesadas.
Cuando las moscas estériles son liberadas en una proporción adecuada para competir con las moscas 
silvestres, no existe una diferenciación visible entre ellas. Las poblaciones de moscas silvestres 
y estériles son monitoreadas por la captura y recaptura en trampas. Entonces aquí inicia el proceso 
descrito en el inciso 2.1 y 2.2.
Figura 5. Entrega-recepción de contenedor de frascos: (a) Entrega de caja con frascos y reportes diario de trampeo; (b) 
Verificación del técnico receptor de material; (c) Registro de información en el formato de recepción de trampeo; (d) Retorno 
de contenedor de frascos que ya fueron revisados. © FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
a b
c d
7
3.2 Recepción y manejo de moscas en el laboratorio
Al concluir la revisión de la ruta correspondiente, el técnico revisor de trampas debe dirigirse al 
laboratorio de identificación para la entrega-recepción del material biológico colectado (caja con 
frascos) conjuntamente con el reporte diario de trampeo (se sugiere dos copias una para el laboratorio y 
otra para el área de informática). El técnico del laboratorio responsable de recepción, conjuntamente con 
el revisor de trampas, debe verificar el número de frascos con captura y sin captura así como los datos 
del reporte y registrar en formato de recepción del material de trampeo (Apéndice 2) la información 
correspondiente. Con el fin de agilizar esta parte del proceso se sugiere contar con dos juegos de cajas 
con frascos por cada ruta así en cada entrega-recepción se podrán intercambiar las cajas. (Fig. 5).
Un aspecto importante para tener éxito en el proceso es que los laboratorios cuenten con instalaciones, 
equipos y mobiliario apropiados y climatizados, donde los técnicos puedan desarrollar un trabajo 
eficiente, incluyendo las medidas de seguridad e higiene necesarias para las actividades que involucran 
el uso de productos químicos. Los laboratorios deben tener salas o áreas separadas e iluminadas con 
suficiente luz. En el Apéndice 5 se proporciona una lista de los materiales y equipos más utilizados.
El número y el nivel de habilidad del personal calificado del laboratorio de identificación debe ser 
el adecuado y acorde a una carga de trabajo adecuada que no cause cansancio y estrés; con lo anterior 
se reduce las probabilidades de errores en la determinación fértil/estéril.
3.3 Extracción de moscas de los frascos y preparativos para su 
observación
El técnico del laboratorio hará una inspección ocular de los frascos vacíos para corroborar la información 
y los separará de los frascos con moscas. Siguiendo la numeración de los frascos, el técnico ira vaciando 
el contenido de cada frasco, retirando y seleccionado las moscas una a la vez con la ayuda de pinzas 
entomológicas de puntas suaves. Deberá confirmar el género y especie de las moscas capturadas. 
Figura 6. Extracción de moscas de frascos y preparación para su observación: (a) Selección de frascos con y sin captura de 
moscas; (b) y (c) Traslado y ordenado de especímenes a caja Petri; (d) Confirmación y separación taxonómica de especies de 
Anastrepha. © FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
a b
c d
8
Figura 7. Fijación de especímenes con pegamento en laminilla de cartulina: (a) Palillos de madera desechables de doble 
punta y dispensador de pegamento; (b) Traslado y fijación de los especímenes a la hoja de cartulina cuadriculada; (c) Registro 
de datos de la trampa y posición cefálica de las moscas hacia arriba y de frente al observador; (d) Destrucción y desecho de 
palillos utilizados por los dos extremos. © FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
a b
c d
Figura 8. Observación de especímenes en posición, con lámpara de luz UV y cono concentrador de luz.: (a) Cartulina 
cuadriculada con moscas fijadas y ordenadas son trasladadas al cuarto oscuro; (b) Ejemplar a observar colocado en el punto 
de incidencia de luz del cono concentrador; (c) Estudio de las cabezas de las moscas apoyado con lámpara de luz UV y 
microscopio estereoscópico; (d) Enfoque del microscopio estereoscopio hacia la zona frontal y área del ptilinum en la cabeza 
del espécimen seleccionado. © FAO/Jorge C. GuillenAguilar
a b
c d
9
Para lo anterior el técnico puede depositar el o los especímenes en una caja Petri y observarlos con 
un microscopio estereoscópico de buena resolución y consultar las claves taxonómicas actualizadas 
(Guillén-Aguilar 1999, Hernández-Ortiz et al. 2010). Si las necesidades o exigencias del programa 
lo requieren deberán separarse por especie objetivo y otras especies no blanco, y repetir el proceso y 
registros de forma separada (por ejemplo A. ludens y A. obliqua, etc.). (Fig. 6).
3.4 Fijación de especímenes con pegamento a laminillas de cartulina
Con la certeza de la identificación taxonómica de la especie o especies a trabajar, el siguiente paso 
es el traspaso y fijación de los especímenes a una hoja cuadriculada de cartoncillo color verde opaco 
de 25 cm × 16 cm con 6 filas de cuadriculas (12 cuadros por fila) de 2 cm × 2.5 cm (Apéndice 5). 
Primeramente se deben registrar los datos y códigos de la trampa que vienen en la etiqueta del frasco 
en el espacio correspondiente al primer recuadro, enseguida usando el extremo de un palillo desechable 
de madera (pica-dientes) se tomara una pequeña porción de pegamento (del mismo utilizado en 
trampas pegajosas) y se depositara en la parte central de cada cuadrante de la hoja. Luego cada mosca 
a la vez será traspasada a la cuadricula empleando un extremo del palillo para una mosca diferente, 
con la finalidad de evitar contaminación cruzada de marcaje. Cada mosca se coloca y fija de manera 
completa, con la región cefálica orientada hacia arriba y al frente para facilitar la observación de 
la región ptilinal. Considerando que previamente el sexo ya fue identificado se registra en la parte 
inferior del cuadro el símbolo “♀” si corresponde a una mosca hembra, si es macho no se coloca ningún 
símbolo o el símbolo de ♂.
Todo este proceso se repite por cada una de los especímenes de cada frasco en revisión, utilizando un 
recuadro por cada mosca y un extremo del palillo; una vez utilizados los dos extremos del palillo, éste 
debe ser destruido para evitar el reúso y contaminaciones cruzadas del colorante (Fig. 7).
Siguiendo el orden numérico, al final de cada frasco se registrarán en el siguiente recuadro los datos del 
nuevo frasco hasta terminar todos los frascos con captura de la ruta de trampeo.
3.5 Observación de moscas con de luz ultravioleta (UV)
Las hojas de cartulina con las moscas se deben trasladar a un cuarto oscuro para la observación de 
la presencia o ausencia de las partículas del polvo fluorescente. Con la ayuda de una lámpara de luz 
(UV), un modelo comúnmente usado para esta actividad es la lámpara de luz UV modelo BLACK 
RAY B-100AP (Apéndice 6), la cual tiene un haz y un cono concentrador de luz que mejora el punto 
incidente en el campo de iluminación. Cada mosca a observar debe colocarse exactamente en este 
punto. Si hubiera alguna duda del marcaje o para un mejor análisis la observación debe hacerse usando 
un microscopio estereoscópico junto con la lámpara de luz UV. Una detección exitosa del marcaje 
dependerá de la calidad del tinte fluorescente, la buena posición del espécimen, la intensidad de la luz 
UV y de las condiciones de oscuridad del área (Fig. 8).
Las alas, patas y otras partes del cuerpo de algunas moscas pueden contaminarse con el colorante de 
otras moscas marcadas durante su permanencia en el medio líquido de la trampa, por lo que no son 
aceptados para una adecuada diferenciación; por esto es necesario no tomar en cuenta este factor para 
evitar errores en el diagnóstico. Por lo anterior es importante que con la ayuda de palillos desechables 
la cabeza del espécimen se coloque de frente al observador para que pueda distinguirse fácilmente 
la zona frontal y la sutura ptilinal que tiene forma de U invertida. En una mosca bien marcada deberá 
observarse la sutura ptilinal con marca fluorescente brillante y consistente más o menos continua y 
compacta en la base de la U invertida interna o por encima de ella en la zona frontal (Fig. 9).
Las moscas con esta marca fluorescente bien definida se determinan como “estériles” y se registra en 
el formato del reporte de laboratorio (Apéndice 4).Toda mosca que no presente la marca fluorescente 
de manera clara o tenga indicios de contaminación se debe encerrar en un círculo y se rotula como s/m 
que significa “sin marca”. Debe evitarse el uso de bolígrafo de tinta roja u otros de tipo fluorescente 
para evitar confusiones (Fig. 10).
10
Figura 9. (a) Posición adecuada frente al observador para ver la zona frontal y sutura ptilinal; (b) Espécimen bien marcado, 
sutura ptilinal con marca fluorescente más o menos continua y marca consistente compacta en la base de la U invertida y 
zona frontal; (c) Mosca con marca deficiente o con sospechas de contaminación abundante, en ojos, antenas y zona frontal; 
(d) Espécimen con marca deficiente o con sospechas de contaminación moderada, en segmentos antenales y zona frontal. 
© FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
a b
c d
3.6 Observación de moscas “sin marca” a través de microscopio 
epifluorescente
Las moscas que en el paso anterior fueron circuladas y etiquetadas como “sin marca” deben ahora 
transferirse a una nueva hoja de cartulina verde que es más angosta (6 cm × 25 cm) que la anterior, 
con dos filas de 12 cuadriculas de 2.5 cm × 2 cm. Con estas dimensiones se facilita su manejo en 
el microscopio epifluorescente.
La transferencia de los especímenes se realiza con la misma técnica de registro de datos, palillo y 
pegamento descrito en el anterior capitulo, sin embargo en este paso se debe separar la cabeza del 
a b
Figura 10. Las moscas que no presenta la marca fluorescente de manera clara o se sospeche de contaminación se encierran en 
un círculo y se rotula con s/m que significa “Sin marca”. © FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
Sutura ptilinal
Zona frontal
11
cuerpo del espécimen y colocarla en el recuadro inferior y el resto del cuerpo se ubica en la cuadricula 
superior (Fig. 11).
En seguida la cabeza debe colocarse en posición de frente al observador para que pueda distinguirse 
fácilmente la zona frontal y la sutura ptilinal y en seguida es llevada al microscopio epifluorescente para 
su observación. Como en el capítulo, anterior el enfoque debe dirigirse hacia la sutura ptilinal completa 
y por adentro y arriba de la curvatura de la U invertida. Con la resolución ahora de diferentes aumentos 
y la luz concentrada del equipo de epifluorescencia se podrá ahora identificar tanto superficialmente 
como incluso internamente la presencia mínima o ausencia de partículas del colorante (Fig. 12).
Figura 11. (a) Las moscas en la cuadricula con la etiqueta s/m se transfieren a una hoja de cartulina de 6 cm × 25 cm con 
dos filas de 12 cuadriculas; (b) Además de registrar los datos de la trampa nuevamente se coloca la cabeza del espécimen en 
recuadro inferior y resto del cuerpo en cuadricula superior. © FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
a b
a b
c d
Figura 12. (a) Cabezas colocadas en posición frontal, listas para su observación en microscopio epifluorescente; (b) 
Estudio con diferentes aumentos en la base de la U invertida y zona frontal; (c) Zona frontal con marca clara y compacta; 
(d) Espécimen con marca deficiente o con sospechas de contaminación escasa, en segmentos antenales y zona frontal. 
© FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
12
3.7 Observación de precisión para moscas con marcas deficientes o 
contaminadas.
La cabeza y resto del cuerpo (tórax y abdomen) del espécimen diagnosticado hasta este momento como 
“sin marca”, se deben retirar de la porción de cartulina verde, depositarla en un frasco con xilol y 
agitarse vigorosamente durante un minuto, con el fin de quitar los residuos de pegamento y posibles 
partículas del colorante adheridas por contaminación con otras moscas marcadas.
Para hidratar las partes del cuerpo, se transfieren a un nuevo frasco con solución salina entre 5 
y 60 minutos, dependiendo del grado de deshidratación. Durante este proceso el frasco deberá 
acompañarse conla información de la trampa, ruta, inspector, etc. (Fig.13).
Después de la hidratación, la cabeza se retira del xilol para la observación final a través del microscopio 
epifluorescente utilizando el siguiente procedimiento:
(a) En una pequeña pieza (3 cm × 3 cm) de papel filtro (Whatman Nº 3), colocar la cabeza en una 
pequeña gota de pegamento limpio para facilitar el manejo. La región posterior de la cabeza debe 
colocarse hacia arriba de tal manera que el orificio occipital se pueda observar con facilidad.
(b) Bajo un microscopio estereoscópico sencillo se deberá abrir la cabeza a través del occipucio 
utilizando unas pinzas de punta extrafina y luego separar las partes de la cabeza para dejar al 
descubierto el interior de la bolsa ptilinal.
(c) Luego la cabeza abierta se lleva a observar de manera detallada por el microscopio epifluorescente. 
De esta forma se detecta con precisión la presencia o ausencia de partículas mínimas del polvo 
fluorescente en los pliegues interiores de la bolsa ptilinal (Fig. 14).
Si se detectan marcas fluorescentes internamente en los pliegues de la bolsa ptilineal, incluso si se trata 
de partículas mínimas, se debe diagnosticar como una “mosca estéril”. En caso contrario, se determina 
como una mosca sin marca y se registra el código s/m nuevamente en la porción de papel filtro (Fig. 15).
Figura 13. a) Cabeza y resto del cuerpo sin marca se depositan en frasco con xilol para su limpieza; b) 
Frasco de xilol con cabeza y cuerpo de espécimen con etiqueta informativa; c) Transferencia de tórax y 
abdomen del espécimen a frasco con solución salina; d) Frasco con solución salina con etiqueta informativa. 
© FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
a b
c d
13
a b
c d
Orificio 
Occipital
Figura 14. (a) Cabeza retirada del frasco con xilol y se transferida a hoja de papel filtro de 3 cm × 3 cm; (b) Región posterior 
de la cabeza mirando hacia el observador, el orificio occipital se puede observar con facilidad; (c) Bajo microscopio 
estereoscópico se abre la cabeza a través del occipucio y se expone el interior de la bolsa ptilinal; (d) El papel filtro con la 
cabeza y el saco ptilineal expuesto se observa de manera detallada en microscopio epifluorescente para detectar la presencia 
final de marcas fluorescente. © FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
a b
c d
Figura 15. (a) Capsula cefálica lavada con xilol, sin aparentes marcas fluorescentes externas; (b) Pliegues internos del saco 
ptilinal con residuos de marca fluorescente de cabeza enseñada en “a”, se registra como mosca marcada; (c) Otra capsula 
cefálica lavada con xilol, sin aparentes marcas fluorescentes externas; (d) Pliegues internos del saco ptilinal sin residuos de 
marca fluorescente de cabeza enseñada en “c”, se registra como mosca sin marca. © FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
Figura 16. (a) Tira de papel filtro con el diagnostico final de sin marca después de observación de saco ptilinal interno en 
microscopio epifluorescente; (b) El papel filtro se le hace un dobles, se ponen grapas de seguridad y se añade la etiqueta 
informativa; (c) El resto del cuerpo del espécimen se recupera del frasco con solución salina y se traslada a un nuevo frasco 
con alcohol al 70%; (d) Frasco con alcohol y papel filtro doblado y grapado junto con etiqueta informativa se envía a la 
sección de estudios histológicos para el diagnóstico final. © FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
14
4. Preparativos de especímenes sin marca, 
para su estudio citohistológico
El cuerpo de la mosca finalmente diagnosticada como sin marca después de todo este proceso, debe 
recuperarse del frasco con solución salina, depositarse en un nuevo frasco con alcohol al 70%, y 
acompañado de su respectiva etiqueta informativa y de la porción de papel filtro (doblada y grapada) 
con el dato de sin marca como evidencia, deberá enviarse a la sección de estudios citohistológicos donde 
un técnico experto deberá determinar si las genitales de la mosca tienen o no daños de la irradiación y 
así finalmente llegar a dictaminar si fue estéril o fértil (Fig. 16).
a b
c d
15
5. Determinación de la fertilidad o esterilidad 
de moscas hembras adultas de A. ludens 
mediante el análisis citohistológico de los 
ovarios
Aunque en la cría masiva de cepas de sexado genético se producen y liberan en un 99.99% machos y en 
un 0.01% hembras; estas hembras ocasionalmente se recapturan en las trampas.
Si se capturan hembras diagnosticadas finalmente sin marca en un área sujeta a liberación, aún podría 
tratarse de hembras estériles deficientemente marcadas o hembras silvestres ya sea con madurez o sin 
madurez sexual.
5.1 Sistema reproductor de las hembras
La función principal del sistema reproductor femenino en las moscas de la fruta es producir huevos 
maduros y viables, recibir y almacenar los espermatozoides, fertilizar los huevos y proporcionar los 
nutrientes necesarios para la incubación, eclosión y desarrollo de las larvas.
Existe una considerable confusión en la terminología empleada para la descripción del sistema 
reproductor femenino. Diferentes términos o terminología incorrecta han sido utilizados para 
estructuras similares en diferentes tefritidos, principalmente en el género Anastrepha. La terminología 
aquí empleada para describir de manera general las diferentes estructuras del sistema reproductor en 
las hembras de Anastrepha ludens se basa en las obras de McAlpine (1981) y Norrbom y Kim (1988) y 
particularmente para las estructuras internas en los trabajos de Dean (1935), Guillén (1983) y Guillen 
et al. (2016). El sistema reproductor de una hembra madura de A. ludens se aloja entre los últimos 
segmentos abdominales y funda del ovipositor y consta de las siguientes estructuras (Figs. 17 y 18).
Espermatecas. Estos tres pequeños órganos de formas redondeadas o piriformes de color café marrón 
(dos hacia un lado con los conductos espermatecales muy unidos pero fácilmente separable con 
pinzas, y uno hacia el lado contrario), es donde se almacenan los espermatozoides transferidos durante 
la copula. Las espermatecas tienen un epitelio secretor que posiblemente suministra nutrientes a los 
espermatozoides que aquí se almacenen. Estos órganos se conectan a los conductos espermatecales 
que en el otro extremo desembocan en la vagina o bursa copulatrix. Ya que estos conductos están 
formados por células musculares es probable que por contracciones musculares, los espermatozoides 
almacenados sean enviados de manera dosificada a la vagina para fertilizar a los huevos maduros que 
descienden por el oviducto común.
Glándulas accesorias. Estructuras de forma redondeada casi esféricas, son traslucidas. Este par de 
órganos se localizan hacia los lados del oviducto común y por debajo de los ovarios; en su parte basal 
están conectados a los conductos glandulares que en el otro extremo se conectan a la región dorsal del 
abultamiento del oviducto común o vagina. Las secreciones que producen son vertidas hacia el interior 
de las glándulas donde se acumulan y se observan turgentes cuando están en plena actividad. Estas 
secreciones se depositan en la bursa copulatrix y probablemente se utilizan entre otras funciones, para 
lubricar a los huevos a medida que descienden a través del oviducto común, para adherirse al sustrato 
de oviposición o en la formación de paquetes de huevos.
Por otro lado proporcionan nutrientes para la viabilidad y movilidad de los espermatozoides que aquí 
se depositen.
Ovarios. En una hembra sexualmente madura, este par de órganos de origen mesodérmico tienen 
forma ovoidea, color blanco reflectante y alcanzan tallas promedio (hembras silvestres zona Soconusco, 
Chiapas, México) de 2.24 mm de longitud por 1.015 mm de ancho. Estos se encuentran ocupando 
16
Espermatecas
Glándulas accesorias
Bursa copulatrix /vagina
Ovario
Oviducto lateral
Espermateca
Conducto vaginal
Ovipositor
Germario
Figura 17. Sistema reproductivo de una hembra silvestre de Anastrepha ludens (Loew) de 20 días de edad. 
© FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
Folículosováricos con 
ovocitos en desarrollo unidos 
por células foliculares 
Germario
Filamento terminal
Células nutritivas
Membrana de la 
ovariola
Ovocito maduro
Corion
Figura 18. Ovariola de una hembra silvestre de de Anastrepha ludens (Loew) de 20 días de edad.
 © FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
17
la mayor parte de la cavidad abdominal y se mantienen en su lugar mediante la interconexión de los 
tubos traqueales que se ramifican por la fina membrana transparente que los cubre y que los provee de 
oxígeno. Cada ovario se compone de varias ovariolas de tipo politrófico y la cantidad de estas varía de 
acuerdo a la etapa de desarrollo. Los ovarios frecuentemente pueden contener más de un lote de huevos 
maduros al mismo tiempo.
Ovariolas. Estas estructuras son la unidad funcional de los ovarios. Cuando están en plena producción 
son de forma tubular que se disponen a lo largo de los ovarios. Tienen una fina membrana formada por 
delgadas células planas que hacen que cada ovariola sea independiente una de otra; en el extremo apical 
al unirse esta membrana forma el filamento terminal.
En la región anterior de las ovariolas se encuentra el germario con las células germinales que mediante 
la actividad mitótica origina los ovocitos primarios, que entran al vitelario junto con células foliculares 
asociadas. En cuanto se forman los folículos ováricos, cada folículo se une al que lo precede y al 
siguiente por una fila de células foliculares. Durante la vitelogénesis se acumula el vitelo en el ovocito 
en formación y luego ocurre la coriogénesis que es la formación del corion o cubierta externa del 
huevo. A medida que los folículos maduran, el ovocito basal se alarga y los trofocitos crecen y se 
sitúan en la parte apical del folículo alcanzando un tamaño mayor cuando el ovocito ocupa casi la mitad 
del folículo, posteriormente degeneran y las células foliculares sintetizan el corion. Cuando el ovocito 
completa su crecimiento, la cubierta o tapón folicular se rompe y el ovocito maduro puede seguir su 
deslizamiento a través de los conductos genitales y la cubierta folicular se reabsorbe.
Oviductos laterales. Estos conductos son de origen mesodérmico y tienen un ligero ensanchamiento 
en la parte más cercana a la unión con el ovario. En el otro extremo estos dos conductos se unen para 
formar el oviducto común o medio.
Oviducto común. Estructura fuertemente musculosa que se forma al unirse los dos oviductos laterales. 
Fluye a lo largo hasta ensancharse más adelante en su región posterior creando una especie de saco 
conocido como bursa copulatrix llamado también receptáculo ventral y que corresponde propiamente 
a la vagina en los hembras, ya que es aquí donde recibe el aparato copulador del macho. En la parte 
dorsal de esta estructura desembocan los conductos espermatecales y glandulares. Después de este 
abultamiento el oviducto común continúa con el nombre de conducto vaginal que al final desemboca en 
el ovipositor.
Ovipositor. Este órgano es la parte más posterior del aparato reproductor femenino. En su interior 
desemboca el conducto vaginal (oviducto). Es una estructura rígida tubular muy esclerotizada que 
termina en punta muy fina, que le permite perforar la cascara de la fruta antes de la oviposición. Algunos 
autores nombran esta estructura rígida como “aculeus”.
Vagina. Ensanchamiento de la región dorsal del oviducto común, también conocido para algunos autores 
como bursa copulatrix; en su porción dorsal desembocan los conductos glandulares y espermatecales.
5.2 Maduración sexual de las hembras y el efecto de la radiación en los 
ovarios
Cuando las hembras de las moscas de la fruta nacen o emergen, son sexualmente inmaduras. En 
el proceso de maduración de los ovarios, intervienen múltiples factores, entre ellos la temperatura, 
fotoperiodo, tipo de dieta, señales químicas y disponibilidad de machos. Es conocido que las hembras 
de los tefritidos, para mantener una alta fertilidad, deben tener la disponibilidad para ingerir suficiente 
agua y nutrientes esenciales para el desarrollo ovárico y huevos, tales como carbohidratos, aminoácidos, 
vitamina B y sales.
Las cepas criadas masivamente en laboratorios usualmente presentan periodos más cortos para llegar a 
la madurez sexual en comparación con las moscas silvestres, ya que entre otros aspectos, estas tienen 
folículos previtelogénicos desde la emergencia. Existen trabajos documentados sobre la variación en 
el periodo de la madurez ovárica en especies del género Anastrepha: en A. ludens reportan alrededor de 
18
9 días de edad, en A. serpentina la maduración de los ovarios se llevó a cabo en un periodo de 14 días 
después de la emergencia; en algunos morfotipos de A. fraterculus se reporta una plena madurez sexual 
alrededor de 8 días de edad.
Bajo condiciones normales la maduración sexual en hembras silvestres y cepas bisexual y Tapachula-7 
(T-7) sin irradiar de A. ludens implica un notable crecimiento en la longitud y ancho de los ovarios así 
como en el número de ovocitos maduros, mientras que en las hembras irradiadas de las cepas bisexual 
y T-7 muestran una atrofia severa de los ovarios. Estas variaciones morfológicas, morfométricas e 
histológicas son la base de este manual para establecer las diferencias entre los ovarios de moscas 
silvestres y hembras criadas masivamente (bisexual y T-7) no irradiadas versus ovarios de hembras 
irradiadas.
Las moscas son irradiadas en estado de pupa a menos de dos días antes de su emergencia como adultos, 
pero debido a que la ovogénesis se inicia después de la emergencia de los adultos, los ovarios presentan 
un mínimo desarrollo en todos los grupos y no muestran diferencias en los primeros días (0–3) de 
desarrollo de las hembras. Por consiguiente, aún no es posible establecer diferencias morfológicas, 
morfométricas e histológicas entre los ovarios de las cepas silvestres, bisexuales, y T-7 sin irradiar e 
irradiadas.
Cuando se inicia el crecimiento del ovario, en los días 3–4 para las cepas bisexual y T-7 no irradiadas, 
y en los días 5–6 para las hembras silvestres, las diferencias entre los diferentes grupos empiezan a 
ser detectables (mediante el estudio de ovarios teñidos con aceto-orceina). El desarrollo ovárico en las 
hembras irradiadas es inhibido; en su lugar se observa desintegración celular que deja espacios vacíos y 
en los montajes se observan estructuras atrofiadas y poco teñidas.
La presencia de ovocitos maduros en la mayoría de los ovariolas de los ovarios de las hembras no 
irradiadas (cepa bisexual y T-7) después de 6 días de desarrollo, y después de 9 días en los ovarios de 
las hembras silvestres, indica que las hembras ya son sexualmente maduras; en tanto que en hembras 
irradiadas de las mismas cepas los ovarios siguen sin desarrollo y en consecuencia con total ausencia de 
ovocitos maduros.
Una guía práctica para la diferenciación rápida entre hembras silvestres, hembras no irradiadas de cepas 
bisexual y T-7 y hembras de las mismas cepas pero irradiadas es la siguiente:
1. Las hembras silvestres de 0–8 días de edad muestran características de ser sexualmente inmaduras.
2. Hembras no irradiadas de las cepas bisexual y T-7 de 0–5 días de edad muestran características de 
ser sexualmente inmaduras.
3. Hembras irradiadas de las cepas bisexual y T-7 de 0–5 días de edad muestran características de ser 
sexualmente inmaduras, por lo tanto no pueden ser diferenciadas de las hembras no irradiadas tanto 
silvestres como hembras de las cepas bisexual y T-7.
4 Hembras silvestres presentan características de madurez sexual entre los días 9–46.
5. Hembras no irradiadas de las cepas bisexual y T-7 presentan características de madurez sexual entre 
los días 6–46 de edad.
6 Hembras irradiadas de las cepas bisexual y T-7 no presentan características de madurez sexual, pero 
en su lugar en los montajes se puede observar destrucción celular que deja espacios vacíos, poca 
tinción y sin la presencia de folículos ováricos bien definidos.
7. Hembras silvestrespresentan plena madurez sexual entre los 11–25 días de edad.
8. Hembras no irradiadas de las cepas bisexual y T-7 presentan características de plena madurez sexual 
entre los 9–28 días de edad.
9. Hembras irradiadas de las cepas bisexual y T-7 presentan características contundentes del daño por 
la irradiación a partir de los días 5–6 de edad.
Sin embargo, para una descripción más detallada del daño que la irradiación causa a los ovarios, para 
ser utilizada en el diagnóstico de esterilidad o fertilidad de las hembras capturadas en las trampas se 
recomienda revisar con detenimiento la Sección 5.4.
19
5.3 Determinación de la fertilidad o esterilidad de las hembras de A. 
ludens
Disección de ovari os
El abdomen de la hembra se coloca en un frasco con solución salina (Sección 4.). El abdomen se extrae 
de la solución salina y es colocado sobre un portaobjetos de microscopía en posición dorsal de modo 
que la punta del ovipositor apunte hacia el observador. Con el apoyo de un microscopio estereoscópico 
utilizando magnificaciones de 10X a 30X y una pinza entomológica de punta extrafina No. 5, se separan 
cuidadosamente los segmentos abdominales dorsales y ventrales. Una vez que el interior del abdomen 
es expuesto, el sistema reproductor de las hembras es disectado con mucha delicadeza para evitar 
rupturas de las diferentes estructuras que lo forman (ovarios, espermatecas, glándulas accesorias etc.).
La disección debe realizarse con el abdomen sumergido en agua destilada para evitar deshidratación de 
las estructuras. Con el fin de concentrarse en la observación de los ovarios y espermatecas, los tejidos 
restantes que no son de interés para el estudio deben retirarse con cuidado.
Fertilidad o esterilidad de hembras maduras
Cuando una hembra es madura (9 días o más de edad en las silvestres), resulta fácil determinar si es 
fértil o estéril mediante el estudio de sus ovarios. Cuando los ovarios están en una fase avanzada de 
madurez, son bastante voluminosos y ocupan la mayor parte del centro de la región abdominal de 
la mosca. Ovarios con uno o más ovocitos maduros son fértiles; por lo tanto las hembras con ovocitos 
maduros deben determinarse como fértiles (Fig. 17).
Cuando los ovarios son inmaduros o están atrofiados por la irradiación, se pueden localizar en la región 
central abdominal en los extremos de cada oviducto lateral. Si se observan estructuras pequeñas en 
desarrollo, con apariencia de ovarios destruidos sin presencia de ovariolas, estas estructuras deben 
ser detalladamente estudiadas bajo microscopio compuesto para determinar su condición de estéril o 
fértil. Por lo tanto estas estructuras que son ovarios rudimentarios se transfieren a otro portaobjetos 
de microscopia, se tiñen con una gota de aceto-orceina (Apéndice 7) se deja que este colorante actúe 
durante 2–3 minutos y posteriormente se coloca el cubreobjetos de microscopia. Si se desea un montaje 
permanente, entonces los ovarios disectados y estructuras adyacentes deben ser transferidos a un 
portaobjetos excavado y cubrirlos de un medio de montaje (bálsamo de Canadá, líquido de Hoyer o 
Entellan) y colocar el cubreobjetos. Si el equipo de microscopía tiene una cámara digital instalada es 
recomendable tomar microfotografías a diferentes aumentos de las estructuras con el fin de tener un 
registro electrónico de fácil manejo y duradero del montaje.
Ovarios que presentan una clara atrofia severa, con espacios celulares vacíos por células débilmente 
teñidas y destruidas por la irradiación sin formación de ovariolas son estériles; por lo tanto las hembras 
con ovarios con este tipo de daño, deben determinarse como estériles (Fig. 30c–i, 33a–i).
En este último caso, si hay dudas acerca de la madurez de los ovarios, un elemento adicional es 
la observación de las espermatecas con el fin de determinar si la hembra se apareo o no con éxito.
Observación de espermatecas
Estas se localizan debajo de los ovarios y muy cerca de las glándulas accesorias. Las tres espermatecas 
deben ser separadas del montaje original y colocarse de inmediato en otro portaobjetos plano de 
microscopia y cubrirlos con una gota de agua destilada. La disección debe realizarse con mucho cuidado 
para evitar la ruptura y deshidratación de estos pequeños órganos.
Una vez que las espermatecas están en la posición deseada y ya libres de agua y otros tejidos, se debe 
agregar una gota de aceto-orceina, colocar el cubreobjetos y enseguida se debe presionar firmemente 
por encima del cubreobjetos y sobre las estructuras para romper las espermatecas exponiendo así su 
contenido al efecto del colorante durante 3–4 minutos antes de observarlo al microscopio compuesto.
20
La observación bajo el microscopio compuesto debe realizarse bajo magnificaciones entre 45× y 100×. 
Si existe presencia de espermatozoides en el interior de las espermatecas estos se observaran muy cerca 
de la zona de ruptura de los órganos como aspecto filiforme y enredado tal como se aprecia en la base de 
los testículos de machos maduros. En caso contrario únicamente se observará fluido glandular o células 
epiteliales sin presencia de espermatozoides (Fig. 39a–c). La presencia de esperma en la espermatecas 
es una clara confirmación que se trata de una hembra madura que se apareo.
Fertilidad o esterilidad de hembras inmaduras
Tal como se describe en la Sección 5.2, no es posible establecer diferencias citohistológicas entre 
hembras silvestres e irradiadas (cepas bisexual y T-7) de 0–5 días de edad, por lo que la diferenciación 
clara de hembras inmaduras estériles de hembras inmaduras fértiles no es posible. Aunque en el caso de 
la cepa T-7 existe el riesgo de capturar hembras estériles inmaduras liberadas en el campo, es muy poco 
probable que tal evento ocurra ya que:
• El porcentaje de hembras estériles cepa T-7 liberadas en el campo junto con los machos es menor 
al 0.1%. En consecuencia, el número de hembras estériles presentes en el campo que pudieran ser 
recapturadas es también muy baja.
• El porcentaje de hembras estériles recapturadas por la red de trampeo es aún menor en trampas 
cebadas con atrayente alimenticio en vista de que las hembras estériles han sido alimentadas 
durante su maduración.
• En los centros de empaque y liberación, las moscas estériles son alimentadas con dietas de azúcar 
y proteína en una proporción de 24:1 agregando además metopreno como tratamiento hormonal 
para acelerar la maduración sexual, ésta ya ha iniciado cuando las moscas se liberan al sexto día 
de edad y por lo tanto responden menos a trampas con atrayentes alimenticios.
• Las moscas estériles son marcadas antes de su liberación, y la eficiencia del marcaje está por 
arriba del 99%, por lo tanto, el número de moscas sin marcar liberadas es muy bajo.
La determinación de la esterilidad o la fertilidad de las hembras inmaduras se pueden diagnosticar 
siguiendo los pasos descritos en la Sección 5.3, pero si aún quedan dudas, la determinación final de 
la condición de estéril o fértil de las hembras capturadas se puede realizar teniendo como base los 
criterios técnicos detallados que se describen en la Sección 5.4.
5.4 Maduración de ovarios en hembras silvestres, cepa bisexual 
y Tapachula 7 sin irradiar comparada con hembras de las cepas 
bisexuales y Tapachula 7 irradiadas
Día 0 (Emergencia)
(Figs. 19a, 22a , 23, 24 y Cuadros 1, 2). En los grupos de hembras irradiadas y no irradiadas incluyendo 
las silvestres, al momento de la emergencia los ovarios presentan formas redondeadas ligeramente 
más largos que anchos con abundantes ramificaciones traqueales que se adhieren a la cubierta ovárica, 
la cual aunque es muy delgada y frágil ya está definida. En la parte apical de los ovarios se puede 
observar la incipiente formación de los germarios de lo que más adelante serán las ovariolas. Después 
de los germarios se pueden observar los primeros folículos ováricos en formación y que en los ovarios 
teñidos con aceto-orceina se observan en todos los grupos de formas alargadasy con escasa tinción.
El color blanco semitransparente se puede observar en todos los grupos, en tanto que las tallas promedio 
de los ovarios oscilan entre 0.410 a 0.498 mm de largo por 0.258 a 0.310 mm de ancho sin diferencias 
significativas entre los grupos.
Considerando que tanto las características histológicas como las morfométricas antes señaladas son 
similares no es posible establecer diferencias consistentes entre los grupos.
Día 1 
(Figs. 19b, 20a–c, 22b, 23, 24 y Cuadros 1, 2). En la mayoría de los grupos se tiene un ligero aumento 
en las tallas llegando en promedio a tener 0.482 mm de largo por 0.283 mm de ancho sin diferencias 
21
significativas entre los grupos. Los ovarios siguen presentando la forma redondeada ligeramente 
alargada hacia el ápice con la presencia de numerosos tubos traqueales los cuales sirven para aportar 
oxígeno a los órganos en formación. Debido al pequeño tamaño de los ovarios los oviductos laterales 
tienen un largo cuello con una longitud de entre 5–6 mm. En los montajes de ovarios que fueron teñidos 
Tt 
Ov 
Cv 
Esp Ol 
a
Tt 
Ov 
Cv Esp 
Ol 
b
Tt Ov 
Cv Esp 
Ol 
c 
Tt 
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f
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Ol 
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g Tt 
Ov 
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Ga 
h Tt 
Ov 
Cv 
Ol 
i
Figura 19. Maduración de ovarios en hembras de Anastrepha ludens de cepas T-7, bisexual sin irradiar y silvestres 
comparados con ovarios irradiados de las cepas T-7 y bisexual irradiadas a diferentes edades: (a) Bisexual sin irradiar 0 días; 
(b) Silvestre 1 días; (c) T-7 irradiada 2 días; (d) T-7 sin irradiar 3 días; (e) Silvestre;4 días; (f) Bisexual irradiada 5 días; (g) 
T-7 sin irradiar 6 días; (h) Silvestre 6 días; (i) Bisexual irradiada 6 días: Cv — Conducto vaginal, Esp — Espermatecas, Ga 
— Glándula accesoria, Ov — Ovario, Ovl — Oviducto lateral, Tt — Tubo traqueal. © FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
22
Tt 
Ol 
Ge 
Fb 
Fo 
a 
Tt 
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Ge 
Fb 
Fo b
Tt 
Ol 
Ge 
Fo 
c 
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Tt 
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Ta 
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Fb 
Fo 
f
Figura 20. Maduración de ovarios en hembras de Anastrepha ludens de cepas T-7, bisexual sin irradiar y silvestres 
comparados con ovarios irradiados de las cepas T-7 y bisexual irradiadas a diferentes edades (ovarios teñidos): (a) 
Bisexual sin irradiar 1 día; (b) Silvestre 1 día; (c) T-7 irradiada 1 día; (d) T-7 sin irradiar 2 días; (e) Silvestre 2 días; (f) 
Bisexual irradiada 2 días; (g) Bisexual sin irradiar 3 días; (h) Silvestre 3 días; (i) T-7 irradiada 3 días: Fb — Folículo 
basal, Fo — Folículo ovárico, Ge — Germario, Ol — Oviducto lateral, Ta — Tejido adiposo, Tt — Tubo traqueal. 
© FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
23
Figura 21. Maduración de ovarios en hembras de Anastrepha ludens de cepas T-7, bisexual sin irradiar y silvestres 
comparados con ovarios irradiados de las cepas T-7 y bisexual irradiadas a diferentes edades (ovarios teñidos): (a) T-7 
sin irradiar 4 días; (b) Silvestre 4 días; (c) Bisexual irradiada 4 días; (d) Bisexual sin irradiar 5 días; (e) Silvestre 5 días; 
(f) T-7 irradiada 5 días; (g) T-7 sin irradiar 6 días; (h) Silvestre 6 días; (i) Bisexual irradiada 6 días: Fb — Folículo basal, 
Fo — Folículo ovárico, Ge — Germario, Ol — Oviducto lateral, Om — Ovicito maduro, Ta — Tejido adiposo, Tt — Tubo 
traqueal. © FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
24
 
a b c 
d e f 
ih g 
j k l 
Figura 22. Características morfométricas y morfológicas de ovarios en hembras de Anastrepha ludens de cepas T-7, bisexual 
sin irradiar y silvestres comparados con los ovarios de hembras irradiadas de las cepas T-7 y bisexual irradiados a diferentes 
edades: (a) Bisexual sin irradiar 0 días; (b) Silvestre 1 día; (c) T-7 irradiada 2 días; (d) T-7 sin irradiar 3 días; (e) Silvestre 
4 días; (f) Bisexual irradiada 5 días; (g) Bisexual sin irradiar 6 días; (h) Silvestre 6 días; (i) T-7 irradiada 6 días; (j) T-7 sin 
irradiar 7 días; (k) silvestre 7 días, (l) Bisexual irradiada 7 días: (Cada cuadricula representa una escala de milímetro cuadrado 
dividido en 10 unidades). © FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
con aceto-orceina se siguen observando en la parte apical los germarios que originan la formación 
de folículos ováricos debido al inicio de la vitelogénesis, estos últimos de forma alargada. Ambas 
estructuras celulares se tiñen débilmente, ocasionalmente pueden ser visibles los folículos basales pero 
aún de formas alargadas y ubicadas en el tercio inferior del ovario. El color blanco semitransparente 
sigue estando presente y como en el periodo anterior aún no es posible separar los grupos, ya que las 
características señaladas están presentes de forma similar en todos los grupos de ovarios.
25
 
0.000 
0.500 
1.000 
1.500 
2.000 
2.500 
3.000 
3.500 
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 28 34 40 46
Lo
ng
itu
d 
(m
m
)
 
Edad (días)
Cepa bisexual irradiada Cepa bisexual sin irradiar Cepa tapachula 7 irradiada 
Cepa tapachula 7 sin irradiar Silvestre
0.000 
0.500 
1.000 
1.500 
2.000 
2.500 
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 28 34 40 46
An
ch
o 
(m
m
)
 
Cepa bisexual irradiada Cepa bisexual sin irradiar Cepa tapachula 7 irradiada 
Cepa tapachula 7 sin irradiar Silvestre 
Edad (días)
Figura 23. Longitud de ovarios de Anastrepha ludens (Loew) en cepas bisexual, T-7 sin irradiar y silvestres comparados 
con cepas bisexual y T-7 irradiadadas desde la emergencia (edad 0) hasta 46 días de edad. Las barras verticales representan el 
error estándar. En cada edad n=10 hembras por día (promedio de ambos ovarios). © FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
Figura 24. Ancho de ovarios de Anastrepha ludens (Loew) en cepas bisexual, T-7 sin irradiar y silvestres comparados con 
cepas bisexual y T-7 irradiadadas desde la emergencia (edad 0) hasta 46 días de edad. Las barras verticales representan el 
error estándar. En cada edad n = 10 hembras por día (promedio de ambos ovarios). © FAO/Jorge C. Guillen Aguilar
26
Cuadro. 1. Efecto de la radiación gamma de cobalto 60 a 80 Gy, sobre la morfología y fisiología de de los organos 
reproductores de Anastrepha ludens (Loew) en cepas bisexual, T-7 sin irradiar y silvestres comparados con cepas bisexual y 
T-7 irradiadadas (Media ± DE ). Longitud de ovarios en los diferentes grupos en mm. En cada grupo N = 10 hembras por día 
(promedio de ambos ovarios).
Niveles no conectados por la misma letra son significativamente diferentes (Prueba One Way ANOVA, < 0.05).
0 0.410 ± 0.059 b 0.445 ± 0.052 ab 0.473 ± 0.086 ab 0.472 ± 0.030 ab 0.498 ± 0.074 a 
1 0.490 ± 0.058 a 0.498 ± 0.067 a 0.503 ± 0.084 a 0.481 ± 0.044 a 0.438 ± 0.054 a 
2 0.530 ± 0.046 a 0.533 ± 0.077 a 0.558 ± 0.084 a 0.521 ± 0.039 a 0.500 ± 0.049 a 
3 0.565 ± 0.078 a 0.583 ± 0.054 a 0.580 ± 0.084 a 0.590 ± 0.070 a 0.470 ± 0.046 b 
4 0.615 ± 0.140 ab 0.700 ± 0.125 a 0.611 ± 0.050 ab 0.600 ± 0.063 ab 0.500 ± 0.062 b 
5 0.710 ± 0.054 c 0.963 ± 0.187 ab 0.580 ± 0.063 c 1.065 ± 0.218 a 0.755 ± 0.243 bc 
6 0.788 ± 0.089 b 1.635 ± 0.386 a 0.695 ± 0.079 b 1.460 ± 0.279 a 0.885 ± 0.143 b 
7 0.775 ± 0.171 c 2.230 ± 0.315 a 0.710 ± 0.111 c 1.845 ± 0.175 b 0.910 ± 0.326 c 
8 0.775 ± 0.096 b 2.410 ± 0.185 a 0.726 ± 0.065 b 2.430 ± 0.182 a 0.850 ± 0.133 b 
9 0.800 ± 0.081 c 2.400 ± 0.332 a 0.833 ± 0.097 c 2.380 ± 0.212 a 1.443 ± 0.452 b 
10 0.910 ± 0.153 c 2.460 ± 0.153 a 0.915 ± 0.116 c 2.565 ± 0.249 a 1.323 ± 0.515 b 
11 0.825 ± 0.150 c 2.425 ± 0.210 a 0.903 ± 0.084 c 2.505 ± 0.245 a 2.123 ± 0.267 b 
12 0.903 ± 0.143 c 2.330 ± 0.179 a 0.940 ± 0.091 c 2.638 ± 0.259 a 1.940 ± 0.418 b 
13 0.943 ± 0.105 c 2.620 ± 0.131 a 0.940 ± 0.139 c 2.590 ± 0.285 a 2.150± 0.163 b 
14 1.005 ± 0.051 c 2.355 ± 0.469 ab 0.970 ± 0.138 c 2.500 ± 0.184 a 2.085 ± 0.307 b 
15 0.975 ± 0.081 c 2.400 ± 0.240 ab 0.940 ± 0.119 c 2.535 ± 0.267 a 2.255 ± 0.225 b 
16 0.990 ± 0.120 b 2.475 ± 0.267 a 1.003 ± 0.079 b 2.535 ± 0.172 a 2.180 ± 0.223 b 
17 0.995 ± 0.061 c 2.485 ± 0.415 a 0.973 ± 0.084 c 2.780 ± 0.349 a 2.240 ± 0.219 b 
18 0.998 ± 0.110 c 2.460 ± 0.280 ab 1.000 ± 0.088 c 2.600 ± 0.292 a 2.255 ± 0.127 b 
19 0.980 ± 0.098 c 2.450 ± 0.177 a 0.988 ± 0.096 c 2.500 ± 0.209 a 2.240 ± 0.116 b 
20 0.980 ± 0.173 b 2.430 ± 0.129 a 0.993 ± 0.083 b 2.485 ± 0.262 a 2.263 ± 0.184 a 
21 0.985 ± 0.155 c 2.433 ± 0.209 ab 1.032 ± 0.097 c 2.535 ± 0.063 a 2.253 ± 0.215 b 
22 0.980 ± 0.105 c 2.445 ± 0.237 ab 1.002 ± 0.061 c 2.625 ± 0.162 a 2.310 ± 0.224 b 
23 0.998 ± 0.058 c 2.515 ± 0.230 a 1.088 ± 0.109 c 2.280 ± 0.236 b 2.280 ± 0.155 b 
24 1.038 ± 0.119 c 2.580 ± 0.298 a 1.030 ± 0.104 c 2.474 ± 0.110 a 2.175 ± 0.162 b 
25 1.040 ± 0.077 c 2.520 ± 0.195 a 1.017 ± 0.096 c 2.500 ± 0.228 a 2.245 ± 0.133 b 
28 1.133 ± 0.167 c 2.578 ± 0.247 a 1.168 ± 0.153 c 2.420 ± 0.145 ab 2.280 ± 0.272 b 
31 1.145 ± 0.126 b 2.495 ± 0.167 a 1.083 ± 0.123 b 2.350 ± 0.244 a 2.365 ± 0.188 a 
34 1.095 ± 0.149 c 2.435 ± 0.166 a 1.029 ± 0.075 c 2.445 ± 0.174 a 2.155 ± 0.199 b 
37 1.075 ± 0.131 c 2.650 ± 0.262 a 1.015 ± 0.140 c 2.450 ± 0.223 a 2.170 ± 0.144 b 
40 1.090 ± 0.116 c 2.655 ± 0.152 a 0.970 ± 0.097 c 2.465 ± 0.251 ab 2.300 ± 0.286 b 
43 1.033 ± 0.127 c 2.615 ± 0.335 a 1.005 ± 0.102 c 2.680 ± 0.199 a 2.050 ± 0.163 b 
46 1.135 ± 0.121 c 2.545 ± 0.299 ab 0.990 ± 0.116 c 2.700 ± 0.405 a 2.210 ± 0.228 b 
Longitud de ovarios (mm)
Edad
(días)
Cepa bisexual
irradiada
Cepa bisexual sin 
irradiadr
Cepa tapachula 7 
irradiada
Cepa tapachula 7 
sin irradiar Silvestres
27
Cuadro. 2. Efecto de la radiación gamma de cobalto 60 a 80 Gy, sobre la morfología y fisiología de de los organos 
reproductores de Anastrepha ludens (Loew) en cepas bisexual, T-7 sin irradiar y silvestres comparados con cepas bisexual 
y T-7 irradiadadas (Media ± DE ). Ancho de ovarios en los diferentes grupos en mm. En cada grupo N= 10 hembras por día 
(promedio de ambos ovarios).
Ancho de ovarios (mm)
Edad
(días)
Cepa bisexual
irradiada
Cepa bisexual sin 
irradiadr
Cepa tapachula 7 
irradiada
Cepa tapachula 7 
sin irradiar Silvestres
0 0.258 ± 0.034 a 0.300 ± 0.050 a 0.268 ± 0.045 a 0.310 ± 0.042 a 0.285 ± 0.037 a 
1 0.243 ± 0.049 b 0.306 ± 0.049 a 0.283 ± 0.042 ab 0.294 ± 0.035 ab 0.293 ± 0.032 ab 
2 0.295 ± 0.015 ab 0.350 ± 0.045 a 0.265 ± 0.054 b 0.298 ± 0.053 ab 0.333 ± 0.039 a 
3 0.350 ± 0.045 ab 0.353 ± 0.039 a 0.295 ± 0.015 c 0.300 ± 0.055 bc 0.343 ± 0.025 ab 
4 0.290 ± 0.086 c 0.428 ± 0.062 a 0.293 ± 0.032 c 0.395 ± 0.027 ab 0.330 ± 0.051 bc 
5 0.285 ± 0.023 c 0.460 ± 0.056 b 0.288 ± 0.028 c 0.553 ± 0.075 a 0.355 ± 0.082 c 
6 0.308 ± 0.032 b 0.705 ± 0.202 a 0.265 ± 0.037 b 0.648 ± 0.172 a 0.405 ± 0.061 b 
7 0.320 ± 0.040 c 1.385 ± 0.542 a 0.295 ± 0.033 c 1.005 ± 0.186 b 0.440 ± 0.122 c 
8 0.275 ± 0.034 b 1.485 ± 0.391 a 0.308 ± 0.039 b 1.320 ± 0.205 a 0.445 ± 0.065 b 
9 0.285 ± 0.030 c 1.325 ± 0.219 a 0.318 ± 0.042 c 1.343 ± 0.169 a 0.830 ± 0.346 b 
10 0.308 ± 0.054 c 1.460 ± 0.251 a 0.325 ± 0.052 c 1.385 ± 0.118 a 0.863 ± 0.226 b 
11 0.275 ± 0.051 c 1.348 ± 0.208 a 0.313 ± 0.028 c 1.355 ± 0.099 a 0.963 ± 0.188 b 
12 0.335 ± 0.067 c 1.485 ± 0.364 a 0.330 ± 0.051 c 1.394 ± 0.183 a 0.955 ± 0.233 b 
13 0.340 ± 0.055 c 1.250 ± 0.126 a 0.350 ± 0.034 c 1.270 ± 0.095 a 1.005 ± 0.137 b 
14 0.305 ± 0.061 c 1.310 ± 0.251 a 0.350 ± 0.037 c 1.240 ± 0.126 a 1.000 ± 0.194 b 
15 0.338 ± 0.063 c 1.235 ± 0.207 a 0.380 ± 0.033 c 1.345 ± 0.289 a 1.010 ± 0.077 b 
16 0.305 ± 0.056 c 1.270 ± 0.289 a 0.378 ± 0.053 c 1.285 ± 0.289 a 0.970 ± 0.090 b 
17 0.420 ± 0.064 d 1.280 ± 0.295 b 0.355 ± 0.084 d 1.585 ± 0.194 a 1.015 ± 0.114 c 
18 0.395 ± 0.056 b 1.175 ± 0.182 a 0.370 ± 0.065 b 1.230 ± 0.182 a 1.038 ± 0.200 a 
19 0.360 ± 0.084 c 1.008 ± 0.108 b 0.378 ± 0.059 c 1.285 ± 0.223 a 0.983 ± 0.095 b 
20 0.338 ± 0.066 c 1.120 ± 0.154 b 0.396 ± 0.041 c 1.325 ± 0.136 a 1.095 ± 0.133 b 
21 0.280 ± 0.105 c 1.090 ± 0.179 b 0.430 ± 0.064 c 1.375 ± 0.133 a 1.013 ± 0.159 b 
22 0.435 ± 0.095 c 1.291 ± 0.187 a 0.389 ± 0.068 c 1.260 ± 0.094 a 1.015 ± 0.132 b 
23 0.318 ± 0.045 d 1.395 ± 0.172 a 0.340 ± 0.037 d 1.233 ± 0.157 b 1.005 ± 0.091 c 
24 0.400 ± 0.074 c 1.433 ± 0.328 a 0.399 ± 0.089 c 1.163 ± 0.172 b 0.985 ± 0.078 b 
25 0.433 ± 0.101 c 1.298 ± 0.096 a 0.343 ± 0.077 c 1.165 ± 0.081 ab 1.020 ± 0.208 b 
28 0.390 ± 0.054 c 1.280 ± 0.250 a 0.463 ± 0.098 c 1.134 ± 0.132 ab 0.985 ± 0.150 b 
31 0.455 ± 0.091 c 1.155 ± 0.139 ab 0.390 ± 0.041 c 1.210 ± 0.155 a 1.018 ± 0.108 b 
34 0.435 ± 0.074 c 1.235 ± 0.303 a 0.374 ± 0.056 c 1.030 ± 0.087 b 0.975 ± 0.072 b 
37 0.363 ± 0.064 c 1.250 ± 0.158 a 0.408 ± 0.064 c 0.975 ± 0.190 b 0.935 ± 0.092 b 
40 0.418 ± 0.057 c 1.225 ± 0.157 a 0.395 ± 0.050 c 0.965 ± 0.186 b 1.010 ± 0.206 b 
43 0.418 ± 0.078 c 1.245 ± 0.253 a 0.370 ± 0.032 c 1.180 ± 0.228 a 0.845 ± 0.076 b 
46 0.408 ± 0.059 c 1.225 ± 0.068 a 0.388 ± 0.112 c 1.105 ± 0.229 a 0.835 ± 0.074 b 
Niveles no conectados por la misma letra son significativamente diferentes (Prueba One Way ANOVA, < 0.05).
28
Día 2
(Figs. 19c, 20d–f, 22c, 23, 24 y Cuadros 1, 2).Todos los grupos aumentan de tallas que en promedio 
llegan a fluctuar entre 0.500 a 0.558 mm de largo por 0.265 a 0.350 mm de ancho, y aunque los 
ovarios de las moscas silvestres están en el rango menor sobre todo en longitud las diferencias no son 
importantes entre los grupos, para establecer diferencias entre ellos.
En cuanto a las características morfológicas e histológicas que se observan en los montajes con ovarios 
teñidos siguen siendo similares al periodo anterior, por lo que no es posible aún establecer solidas 
diferencias entre los grupos.
Día 3
(Figs. 19d, 20g–i, 22d, 23, 24 y Cuadros 1,2). Las tallas de los diferentes grupos siguen en aumento, 
llegando a alcanzar un promedio máximo de 0.590 mm de largo por 0.300 mm de ancho en los ovarios 
de la cepa T-7 sin irradiar, seguidos de 0.583 mm × 0.353 mm en la cepa bisexual sin irradiar, de 
0.580 mm × 0.295 mm en la cepa T-7 irradiada, de 0.565 mm × 0.350 mm en la cepa bisexual irradiada. 
Lo anterior representa una pequeña diferencia morfométrica entre los ovarios irradiados y los no 
irradiados a favor de estos últimos, en tanto en el grupo de ovarios silvestres se atrasan ligeramente en 
su desarrollo con 0.470 mm × 0.343 mm.
En todos los casos la coloración de los ovarios al momento de la disección sigue siendo blanquecino 
pero menos transparente que en los días anteriores y con abundantes tubos traqueales dispuestos 
superficialmente sobre estos órganos vestigiales. Considerando las características anteriores aún no 
existen elementos suficientes para separar los grupos. Sin embargo cuando a estas edades se realiza 
la tinción y montaje de esos ovarios se puede ya observar en los ovarios de las cepas bisexualy T-7 
sin irradiar como las ovariolas empiezan a definirse y se puede ya identificar la zona de germarios con 
mayor claridad y enseguida los folículos ováricos en formación de manera más nítidas y en cantidades 
de hasta cuatro folículos de formas redondeadas con el folículo basal ligeramente más grande. En 
cuanto al ovario silvestre aún no se definen claramente las ovariolas y el tubo en las ovariolas contiene 
folículos ováricos aún muy alargados, delgados y poco teñidos, características que comparten también 
con los ovarios del grupo de hembras irradiadas, situación por lo que estos dos últimos grupos no 
pueden ser diferenciados de manera consistente.
Día 4
(Figs. 19e, 21a–c, 22e, 23, 24 y Cuadros 1, 2). El crecimiento de ovarios continúa, llegando a 
dimensiones (longitud por ancho) promedio de 0.700 mm × 0.428 mm y 0.600 mm × 0.395 mm en 
las cepas bisexual sin irradiar y T-7 sin irradiar respectivamente, en tanto que los grupos de estas 
mismas cepas pero irradiadas empiezan a detener su crecimiento alcanzando 0.615 mm × 0.290 mm y 
0.611 mm × 0.293 mm respectivamente; por su lado los ovarios de las hembras silvestres únicamente 
alcanzan dimensiones de 0.500 mm × 0.330 mm debido a su lento crecimiento. Estas diferencias 
morfométricas hacen que la apariencia de los ovarios en los especímenes irradiados ahora sea 
más alargada que en días anteriores, en tanto que en los no irradiados las formas son redondeadas, 
incluyendo a los especímenes silvestres. Las tonalidades blanquecinas dejan de ser menos transparentes 
en todos los casos. Sin embargo a pesar de estas pequeñas diferencias morfométricas y morfológicas 
no son suficientes para separar los ovarios que fueron irradiados de los no irradiados, incluyendo a los 
silvestres.
Entonces el siguiente paso es recurrir al análisis de los ovarios teñidos con aceto-orceina y montados 
en cubreobjetos. Al analizar estos montajes con el microscopio compuesto con una magnificación de 
20 y 40×, podemos observar como en los ovarios de los especímenes sin irradiar (T-7 y bisexual), los 
germarios originan los folículos ováricos los cuales están en formación y creciendo a lo largo de las 
ovariolas con hasta cuatro folículos y hacia la parte basal se van formando los folículos apicales que son 
ligeramente más grandes y empiezan a tomar formas ovoides. Estas características son muy similares 
a las que en esta edad se pueden ya encontrar en lo ovarios de moscas silvestres, donde la ovogénesis 
avanza de manera más lenta y los folículos son de menor tamaño y con tinciones más pálidas.
Sin embargo si comparamos los ovarios anteriores (cepas T-7 y bisexual sin irradiar, y silvestres) con 
el montaje de ovarios irradiados (cepas T-7 y bisexual) en estos últimos el efecto de la irradiación 
29
empieza a ser notorio ya que no se forman ovariolas y únicamente se pueden identificar conductos 
muy delgados y alargados a lo largo del ovario que intenta iniciar la ovogénesis sin éxito. Sobre la fina 
membrana ovárica que cubre este órgano se pueden encontrar numerosos tubos traqueales y a esta 
edad se puede encontrar tejido adiposo adherido también a esta membrana. Considerando entonces las 
características histológicas anteriores y mediante el análisis minucioso de los montajes, ya es posible 
separar ovarios de moscas irradiadas de las no irradiadas y las silvestres.
Día 5
(Figs. 19f, 21d–f, 22f, 23, 24 y Cuadros 1, 2). Al llegar a esta edad las características morfológicas 
son similares al periodo anterior, no así morfométricamente ya que los ovarios de las cepas T-7 
y bisexual sin irradiar alcanzan tallas promedio de 1.065 mm × 0.553 mm y de 0.963 mm × 0.460 
mm respectivamente; las silvestres con un desarrollo más lento llegan a tener 0.755 mm × 0.355 mm. 
En tanto que los ovarios de las cepas T-7 y bisexual irradiados tienen tallas promedio menores de 
0.580 mm × 0.288 mm y 0.710 mm × 0.285 mm respectivamente; estas últimas por sus tallas se pueden 
aún confundir con las silvestres.
Debido a lo anterior, para separar los ovarios de moscas irradiadas de las no irradiadas a esta edad 
fisiológica, es necesario centrar el estudio en el montaje de estas estructuras. Las características 
histológicas que se pueden observar en los ovarios teñidos con aceto-orceina son similares a las 
descritas en el anterior periodo para todos los grupos, aunque en esta etapa los folículos ováricos en 
formación de las hembras no irradiados y las silvestres son ligeramente de mayor tamaño y se observan 
con mayor nitidez, facilitando así su diferenciación con los ovarios irradiados a esta edad, los cuales 
presentan características histológicas similares a los de 4 días de edad.
Día 6 
(Figs. 19g–i, 21g–i, 22g–i, 23, 24, 29 y Cuadros 1, 2, 3). Los ovarios de las cepas bisexual y T-7 
sin irradiar y de las silvestre inician a partir de esta etapa de desarrollo un acelerado crecimiento, 
llevando la delantera las cepas criadas en laboratorio con tallas de 1.635 mm × 0.705 mm y de 
1.460 mm × 0.648 mm respectivamente, seguidas de la silvestre que miden ya 0.885 mm × 0.405 mm; 
estas diferencias morfométricas se deben a que en los ovarios de las cepas bisexual y T-7 sin irradiar 
la ovogénesis continua y aparecen ya los primeros ovocitos maduros que se localizan en la parte basal 
de los ovarios cerca de la desembocadura del oviducto lateral. Los ovocitos maduros van adquiriendo 
forma curvada ensanchados en la parte media y delgada en los extremos, con el corion ya formado y 
con la superficie color blanco reflectante, que es la típica forma que adquieren antes de ser ovipositados. 
Al momento de la disección de los ovarios en estas cepas es posible encontrar ya una carga de huevos 
maduros promedio de 1.25 en ambas cepas.
Los ovarios de la cepa silvestre mantienen aún un retraso en su desarrollo comparado con las cepas 
de laboratorio de aproximadamente de 2–3 días, por lo que aún no es posible encontrar ovocitos 
maduros. Sin embargo por su tamaño y características histológicas es posible separar estos ovarios 
de los del grupo de ovarios irradiados; estos últimos presentan tallas de 0.788 mm × 0.308 mm y de 
0.695 mm × 0.265 mm para las cepas bisexual y T-7 irradiadas respectivamente.
El análisis histológico de los montajes a estas edades nos aporta más elementos para discriminar entre 
los ovarios de moscas irradiadas de los otros grupos no irradiados. En los irradiados aparte de las tallas 
menores encontramos que la diferenciación celular se ha detenido y el efecto de la irradiación causa 
que no se formen ovariolas y se observan a lo largo del ovario conductos muy delgados con algunos 
pequeños folículos ováricos que se tiñen débilmente y que intentan continuar con la ovogénesis sin 
lograrlo. Sobre la superficie de la fina membrana que cubre el ovario se pueden encontrar restos de 
tubos traqueales y ocasionalmente tejido adiposo. Por su lado en el montaje de los ovarios silvestres 
los folículos ováricos se marcan bien con la aceto-orceina y los folículos basales son más grandes y se 
empiezan alargar, estableciendo una clara diferencia con el montaje de los irradiados.
Día 7
(Figs. 25a–c, 26a–c, 22j–l, 23, 24, 29 y Cuadros 1, 2, 3). Los ovarios de las cepas bisexual y T-7 sin 
irradiar, llegan en esta etapa de desarrollo a tener tallas promedio de 2.230 mm × 1.385 mm y de 
1.845 mm × 1.005 mm respectivamente, órganos muy voluminosos que han aumentado por más de 
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Figura 25. Maduración de ovarios en hembras de Anastrepha ludens de cepas T-7, bisexual sin irradiar y silvestres 
comparados con ovarios irradiados de las cepas T-7 y bisexual irradiadas a diferentes edades: (a) T-7 sin irradiar 7 días; (b) 
silvestre 7 días; (c) bisexual irradiada 7 días; (d) bisexual sin irradiar 8 días; (e) silvestre 8 días; (f) T-7 irradiada 8 días; 
(g) T-7 sin irradiar 9 días; (h) silvestre 9 días; (i) bisexual irradiada 9 días: Cv — Conducto vaginal, Esp — Espermatecas, 
Fo — Folículo ovárico, Ga — Glándula accesoria, Ge — Germario, Ov — Ovario, Ovl — Oviducto