Manual de manejo y toma de muestras en fauna silvestre

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MANUAL DE MANEJO Y TOMA 
DE MUESTRAS EN FAUNA 
SILVESTRE
Para la reserva Natural Cabildo Verde en Sabana de Torres 
Capitulo 1. Restricción física y química 01 
Equipos de restricción física ___________ 02 
fisica en animales peligrosos ___________ 03 
Restricción física en animales pocos 
peligrosos _________________________ 05 
Restricción física en animales no peligrosos
__________________________________ 09 
Restricción química __________________ 13 
Registro y justificación de la restricción 
química ___________________________ 14 
Protocolos de restricción química_______ 15 
Capítulo 2. Extracción de sangre_____ 17 
Volumen de sangre a extraer __________ 18 
Precauciones y contraindicaciones_______ 19 
Factores adversos ____________________ 20 
Agujas y tubos_______________________ 22 
Métodos con jeringa y extracción al vacío _ 23 
Recolección y envío de muestra _________ 25 
Venopunción en reptiles ______________ 26 
Venopunción en mamíferos ____________ 37 
Venopunción en aves _________________ 44 
Capítulo 3. Recolección de heces ____ 48 
Capitulo 4. Raspado cutáneo________ 51 
Capitulo 5. Recolección con hisopo de 
algodón ________________________ 54 
Bibliografia______________________ 57
 
Tabla de contenido
Capitulo 1
Restricción física y química
En la reserva Natural Cabildo Verde en Sabana de Torres 
01
Equipo Descripción y uso Tipo de fauna Imagen Traumatismo
Nasa
Cono elaborado en tela o malla, 
sirve para atrapar a un 
individuo, una vez dentro de la 
red, esta debe girarse para que 
quede cerrada
Aves, pequeños y medianos 
mamíferos
Mediano
Pértiga
Barra de aluminio con barra 
corrediza, sirve para atrapar y 
mantener la distancia con un 
animal 
Pequeños y medianos 
mamíferos, cocodrilianos, 
saurios
Alto
Guantes Sirven para sujetar animales
Uso indispensable para el 
manejo de todos los animales
Bajo
Gancho de ofidios
Vara de aluminio con gancho al 
final, sirve para sujetar la cabeza 
de la serpentee o trasladarla
Ofidios Bajo
Pistola de ofidios
Vara de aluminio con tenaza al 
fina, sirve para sujetar la cabeza 
de la serpiente o trasladarla
Ofidios Alto
Tubos de ofidios
Tubos colapsables, sirve para 
retener serpientes venenosas
Serpientes venenosas BajoEq
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s 03en mamíferos peligrosos
Entre estos encontramos animales que pueden causar la muerte del operario, por lo 
cual deben ser manipulados bajo restricción química.
Científico N. Común
Panthera onca Jaguar
Puma concolor Puma
Ateles hybridus Mono araña
Mamíferos peligrosos
en reptiles peligrosos
Científico N. Común
Crotalus durissus Cascabel
Lachesis muta Verrugosa
Bothrops asper Talla x
Serpientes venenosasEn este grupo 
encontramos las 
serpientes 
venenosas.
Se recomienda hacer manipulación
con tubos, pero se puede realizar 
sujeción por personal capacitado. 
Transportar siempre en contenedores
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Contraer la cabeza contra el piso con el gancho
de ofidios.
Se sujeta por la base de la cabeza con los
dedos pulgar y corazón detrás de las
comisuras, y el dedo índice se ubica sobre la
cabeza misma.
Los dedos anular y meñique deben cerrarse
suavemente sobre el cuello
Se debe intentar que la serpiente entre la 
cabeza al tubo mientras se estimula con un 
gancho en la parte media del cuerpo. Una vez 
ingrese un tercio de la longitud del cuerpo en 
el tubo, se debe agarrar el cuerpo de la 
serpiente detrás del tubo con la mano que 
manipulaba el gancho, impidiendo que el 
animal retroceda o avance.
Sujeción
Manejo con tubo
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05en animales poco peligrosos
Estos animales pueden causar heridas no discapacitantes, pero pueden llegar a serlo
Orden Cientifico
Primates
Sapajus apella, Cebus versicolor, 
Alouatta seniculus, saguinos 
oedipus y leucopus
Carnivora
Nasua nasua, Eira barbara, 
Leopardus pardalis, Potos flavus, 
Cerdocyon thous
Scuamata Boa constrictor
Crocodilia Caiman crocodilus
Serpientes venenosas
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06primates
Atrapar al ejemplar con las nasa
Sujetar al primate por el cuello.
Separar los brazos y sujetar sobre la espalda
Carnivora
Atrapar al ejemplar con nasa o pértiga. 
En prociónidos y mustélidos, sujetar el cuello y la 
cola; en felinos y caninos se recomienda anestesiar.
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07Serpientes no venenosas
Si el operador está capacitado, puede utilizar el gancho para ofidios, de lo contrario, 
se recomienda utilizar la pistola para ofidios, aunque tiende a ser traumática.
Ubicar la cabeza y ejercer una presión en la base del cuello, se toma por la 
articulación temporomandibular.
Por cada metro que mida el animal, debe haber un operador para evitar lesiones.
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08Caiman crocodilus
Se puede usar pértiga, manejándola del mismo 
modo que los mamíferos o sujeción manual.
Sujetar miembros sobre su cuerpo y asegurar las
mandíbulas con un lazo.
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s 09en animales no peligrosos
Estos animales normalmente no generan heridas si se realiza un buen manejo, pero 
esto no lo excluye de que pueda generar accidentes leves o moderados, como lo 
puede ser picotazos, pellizcos, mordeduras, o arañazos, haciendo indispensable el 
uso de guantes de carnaza para su manejo.
Dependiendo de sus cualidades, se utilizan diferentes equipos.
Si se requiere hacer restricción física en un animal in situ, se puede utilizar 
directamente la nasa en aves, trampas Sherman en pequeños roedores o pértiga en 
saurios.
Animales N Cientificos
Lagomorfos Oryctolagus cuniculus
Roedores
Hydrochoerus isthmius, Dacyprocta 
punctata, Sciurus granatensis, Mus 
musculus
Aves Ara spp, brotogeris jugularis
Quelonios Chelonoidis carbonaria
Saurios Iguana iguana
Marsupiales Didelphis marsupialis, Procyon lotor
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s 10Grandes roedores
Roedores y lagomorfos
Son animales muy nerviosos, por lo que se
recomienda realizar restricción química, de
lo contrario, lo recomendable es realizar
captura con nasa y proceder a realizar
restricción química.
Fácil manejo y sujeción, muerden y
son escurridizos.
Sujeción con firmeza, no es necesario
ejercer fuerza.
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Iguanas
Iguanas en in sito se atrapan con pértiga.
Una vez atrapada se coloca en un guacal.
En la restricción con guantes, sujetar la cabeza a
nivel de los huesos temporales haciendo presión
entre los ojos.
Con la otra mano sujetar la cintura pélvica dejando
las patas traseras contra la base de la cola y la cola
entremetida en un brazo, teniendo cuidado con las
garras.
Tortugas
Se manipulan por la parte media del
caparazón, para evitar accidentes de
mordedura o arañazos
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Aves
Si la ave está en una jaula (ex sito), intentar quitar
las perchas, bebedero y comedero.
Si está in situ o en el área de vuelo, se captura con
ayuda de una nasa.
Realizar la restricción en un lugar cerrado y
siempre utilizar guantes.
En aves pequeña, se recomienda sujetar el cuerpo
del animal con una sola mano sujetando con
firmeza la cabeza, y el cuerpo.
En aves es grandes, la cabeza del ave debe
controlarse a nivel de la base de la mandíbula
inferior y, de inmediato, se deben controlar las
patas y alas con la otra mano, con un dedo entre
sus miembros posteriores para evitar auto
laceraciones, sobre todo en rapaces. Obstruir la
visión con una manta con el fin de disminuir el
estrés
Restricción Química
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13Captura y equipos
Se recomienda realizar restricción químicaantes de
realizar un procedimiento de toma de muestra,
aunque estas pueden alterar ligeramente el
resultado de un cuadro hemático.
• Inyección por dardos: se utiliza sobre animales
peligrosos y algunos pocos peligrosos,
principalmente en Leopardus sp, dependiendo
de su contextura, tamaño o nivel de manejo, en
cabildo se cuenta con la cerbatana para realizar
este procedimiento, apuntando hacía los
miembros posteriores con el fin de evitar
perforación de órganos.
• Inyección con jeringa: requiere que el animal
permita la inyección
• Cebos: se introduce la dosis en alimento, pero
demora la absorción y reduce el efecto
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Antes de someter a una anestesia debe llevarse a cabo un registro de la evaluación
del paciente, una recopilación de datos y una justificación del motivo del acto
anestésico (Cerliz Choperena & Ceballos, 2016).
Registro y justificación de la RQ
Consideraciones básicas en una restricción química 
Sobre el acto anestésico Factores ambientales Paciente 
Necesidad y propósito del acto Lugar de trabajo Hábitos - estructura social 
Tamaño 
Estado poblacional 
Edad 
Estado general: 
Estado corporal 
Estado comportamental basal 
Sexo y estado fisiológico 
Anestesias – Cirugías previas 
Medicaciones que recibe 
Presencia de alguna patología: 
cardiaca, digestiva, renal o hepática 
Enfermedades del sistema nervioso 
Temperatura del animal 
Peso vivo - peso metabólico 
Otras enfermedades asociadas 
(diabetes, etc.) 
Anestésico Horario 
Causas: quirúrgicas o no Temperatura que afecta al 
animal 
Protocolos anestésicos Condiciones climáticas 
Duración estimada del 
procedimiento 
Área geográfica 
Tipo de terreno 
Cobertura de escape 
Método de captura 
posibles complicaciones 
(quirúrgicas, 
post captura) 
Época del año: 
condiciones climáticas 
Temporada reproductiva 
Disponibilidad de agua y 
alimento Riesgo anestésico 
Manejo del dolor 
 
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15Reptiles
Especies Protocolo restricción química 
Iguanas y otros lagartos 
 Ketamina 10 mg/kg IM 
 Telazol 10 mg/kg IM 
 Alternativa: Propofol 10 mg/kg IV 
Serpientes 
 Ketamina 60-80 mg/kg IM 
 Telazol 20 mg/kg IM 
 Propofol 5-10 mg/kg IV 
Cocodrilos 
 Propofol 10-15 mg/kg IV 
 Ketamina 40-80 mg/kg 
Tortugas 
 Ketamina 40-60 mg/kg + 0.2-0,8 mg/kg Diazepam IM 
 Telazol 10-15 mg/kg IM 
 Propofol 8-14 mg/kg IV 
 
Especies Protocolo restricción química 
Aves 
 Ketamina:( 10-25 mg/kg)+ Acepromacina: (0.5-1 mg/kg) IM 
 Ketamina: (5-30 mg/kg) + Diazepam: (0.5-2 mg/kg) IM, IV 
 Propofol 1.33 mg/kg IV 
 
 
 
Aves
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16Mamíferos
Especies Protocolo restricción química 
Cánidos (zorros) 
 Ketamina: (10-20 mg/kg ) + Diazepam: (0.2 mg/kg) IM 
 Telazol: 10 mg/kg IM 
Mapaches –cusumbos 
 Ketamina: (10-20 mg/kg) +Xilacina: (4 mg/kg) IM 
 Ketamina: (20 mg/kg) + Acepromacina: (0.1 mg/kg) IM 
 Telazol: 10 mg/kg IM 
Nutria 
 Ketamina: (20-40 mg/kg) + Xilacina: (2 mg/kg) IM 
 Telazol: 1.5-10 mg/kg IM 
Tamandúa - hormiguero 
palmero 
 Ketamina 10-15 mg/kg IM 
 Telazol 2.5-5 mg/kg IM 
Oso hormiguero gigante Medetomidina: (0.03-0.04 mg/kg) + (Ketamina 1-2 mg/kg) (revertir con 
atipamezole) IM 
Perezoso de dos y tres uñas 
 Ketamina: (10 mg/kg) + Xilacina: (0.7-1 mg/kg) (revertir con Yohimbina 
 0.125-0.2 mg/kg) IM 
 Telazol: 2-6 mg/kg (recuperaciones lentas) IM 
 Recomendación: colocar en una posición adecuada para evitar 
 problemas respiratorios en el proceso anestésico 
Tatabras o pecarís 
 Ketamina 8 mg/kg + Xilacina 10 mg/kg IM 
 Telazol 4.4 mg/kg + Xilacina 2.2 mg/kg IM 
Primates del nuevo mundo 
 Telazol: 1.5-20 mg/kg IM 
 Ketamina: 4-40 mg/kg IM 
 Ketamina: (5-15 mg/kg) + Diazepam: (1 mg/kg) IM 
 Ketamina: (5-7.5 mg/kg) + Medetomidina: (0.033-0.075 mg/kg) IM 
 Propofol: 2-4 mg/kg IV 
 
Capitulo 2
Extracción de sangre
En la reserva Natural Cabildo Verde en Sabana de Torres 
17
Extracción de sangre
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Primero, considerar el peso del paciente y multiplicarlo por una constante que es el
porcentaje de volumen total de la sangre que hay en su cuerpo, el cual va de 5 a 8%,
esto nos da el volumen total circulante que está en el cuerpo del paciente.
Posteriormente ese valor debe ser multiplicado por el porcentaje máximo que se le
puede extraer al paciente dependiendo de su estado de salud; si el paciente está
enfermo solo se le puede sacar un 5% del contenido total de sangre y si es sano hasta
un 10%. Finalmente, el resultado va a ser el volumen sanguíneo seguro máximo que
se le puede extraer a los pacientes.
Volumen de sangre a extraer
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• No utilizar jeringas húmedas ya que causa hemolisis de la sangre, causando una
lectura errónea en los equipos
• No pinchar las fistulas arteriovenosas de pacientes sometidos a hemodiálisis
• Evitar zonas afectadas por amplias cicatrices de quemaduras, zonas adyacentes a
hematomas, así como extremidades edematosas, que además de ser doloroso,
puede producir resultados erróneos.
• Evitar realizar extracción sanguínea en el miembro ipsolateral a una mastectomía.
Los resultados de las pruebas podrían ser alterados por la presencia de linfedema,
además de que se incrementaría el riesgo de infección
• Evitar los miembros con dispositivos de terapia intravenosa y/o transfusiones de
sangre, ya que podrían arrojar falsos resultados debido a la hemodilución.
• Tener especial cuidado en pacientes anticoagulados o con coagulopatías.
• En la medida de lo posible, no utilizar compresor ni tubos de vacío en neonatos.
• Evitar zonas paralizadas y zonas con lesiones en la piel.
• Evitar toma de muestra de electrolitos, glicemia y tiempos de coagulación a través
de catéteres, especialmente si están utilizando para infundir glucosa, electrolitos y
soluciones heparinizadas.
Precauciones/contraindicaciones
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• Existen cuatro efectos adversos: hemorragias, hematomas, trombosis y estrés
causados por una manipulación inadecuada. El tratamiento adecuado depende del
lugar, de la causa del animal en particular (Morton & D Abbot, 1993).
• La hemorragia debida a una hemostasia pobre no es un problema habitual, a
menos que el animal tenga un defecto de coagulación y en algunos casos, una
presión suave continua durante unos minutos (Morton & D Abbot, 1993).
• Los hematomas se deben al sangrado subcutáneo en el momento de la punción
venosa o son provocados por el propio animal al lamerse o rascarse una vez
devuelto a su jaula. Se debe controlar al animal después de unos 30 minutos
(Morton & D Abbot, 1993).
• La trombosis y flebitis se producen habitualmente por técnicas incorrectas o restos
de una sustancia irritante alrededor de la vena. Ocasionalmente pueden ocurrir a
consecuencias como una automutilación (Morton & D Abbot, 1993).
Posibles factores adversos
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Autotomía caudal
Mecanismo de defensa que tienen algunos lagartos para auto amputar su cola cuando 
se sienten amenazados por depredadores o cuando algún depredador los toma de 
esta, este mecanismo es realizado por la Iguana verde y todas las especies de gecos, 
por lo tanto, no se recomienda inmovilizar a estos pacientes por la cola ni tomarles 
una muestra de la vena coccígea central.
Daño de hemipenes
Los hemipenes son los órganos sexuales de los lagartos machos que emergen por la 
cloaca durante la copula, por lo tanto, no se recomienda hacer la punción de la vena 
coccígea cerca a la cloaca en machos sino alejados de esta.
Posibles factores adversos en 
saurios
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Agujas y 
tubos
Fuente: (Maristela Pituco 
& Garcia bersano, 2017)Extracción de sangre
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• Para preparar la piel para la extracción de sangre puede ser necesario rasurar el pelo para 
lograr una mejor visualización de la vena (Axon comunicación, s.f.). 
• Se limpia la zona de venopunción con alcohol para identificar mejor la vena y eliminar 
contaminación macroscópica de la piel y el pelo (Axon comunicación, s.f.).
• Determinar el tamaño de la jeringa dependiendo del volumen de sangre que se necesita y de 
la vena seleccionada. Los volúmenes grandes de sangre no deben ser extraídos con agujas de 
calibre pequeño. Al utilizar agujas de bajo calibre acopladas a jeringas de alto volumen se 
puede producir hemolisis de la muestra (Axon comunicación, s.f.).
• Colocar aguja en la jeringa
• Fijar la vena con la mano no dominante
• Introducir la aguja en la vena con e bisel hacia arriba en el mismo sentido que el flujo 
sanguíneo venoso, con un ángulo de 20°-30°.
• Observar si aparece sangre en la conexión de la aguja con la jeringa.
• Aspirar suavemente, para evitar hemólisis y colapso de la vena, hasta obtener la cantidad de 
muestra sanguínea necesaria.
• Para evitar la hemolisis al realizar el trasvase de la sangre desde la jeringa hacia el tubo no 
debe pasarse la sangre a través de la aguja. Retirar el tapón del tubo y desechar la aguja antes 
de hacer el trasvase (Junta de extremadura conejeria de sanidad y dependencia , 2018).
• Limitar la velocidad de flujo de sangre hacia el tubo, evitando la formación de espuma. 
Introducir el volumen necesario, tapar los tubos uno por uno y mezclar suavemente los tubos 
que contengan anticoagulante.
Método con jeringa
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• Colocar la aguja en el soporte del adaptador
• Fijar la vena con la mano no dominante
• Introducir la aguja en la vena con el bisel hacia arriba, en el mismo sentido que el 
flujo sanguíneo venoso, con un Angulo de 20°-30°
• Estabilizar la aguja y el adaptador con una mano y presionar con el pulgar y el dedo 
índice de la otra para perforar el tubo.
• Comprobar que fluye la sangre por el tubo.
• Mientras se llena el tubo colocar el conjunto del sistema entre el dedo pulgar e 
índice, apoyando los dedos libres en el brazo del animal para evitar que se 
movilice.
Cuando se utiliza el sistema de tubos al vacío no hay que preocuparse por la cantidad 
requerida ya que vienen preparados, menos para cachorros o aves. Este último es más 
recomendado por las ventajas que presenta, como la de conservación de las 
características morfológicas y la tinción adecuada de los leucocitos (Ejelab, 2018).
Método con sistema de vacío
Hisopado
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Recolección y envío de muestras
• Se pasará inmediatamente la sangre de
la jeringa a un tubo de ges separador
de suero (tapón rojo) o a un tubo de
gel separador de plasma (tapón verde).
• Los tubos de plasma se deben
refrigerar o sumergir inmediatamente
en un baño de agua fría hasta su
centrifugado.
• Las muestras de suero deben dejarse
coagular a temperatura ambiente y
después mantenerse refrigeradas o
sumergidas en un baño de agua fría
hasta su centrifugación. Se debe
marcar con la fecha, especie, número
de identificación del microchip o anillo
de identificación y tipo de muestra
(plasma o suero).
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En la mayoría de los reptiles se realiza la extracción de sangre por medio de
restricción física, exceptuando animales venenosos o agresivos, a los cuales se les
realiza una restricción química.
Equipo
• Agujas de calibre 27 a 22
• Jeringas de 1 a 3 cc.
• Sis. Agujas de mariposa (tamaño de la 
serpiente).
• Tubos sin y con anticoagulante (Heparina 
o EDTA).
• Alcohol y algodón
EquipoEn serpientes
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• Sujeción por 2 personas.
• El operario sujeta la cola y desinfecta el
área de punción.
• Realizar venopunción en la extremidad
caudal por detrás de la cloaca en
dirección craneal en un Angulo de 40-40°
hasta que la aguja toque el hueso.
• Retirar aguja y ejercer tracción sobre el
embolo, obtener muestra.
• Tener cuidado con los hemipenes
bilaterales y las glándulas almizcleras ya
que puede generar contaminación de la
muestra o efecto adverso en el paciente.
Vena coccígea ventral
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• Procedimiento de ultima opción
• Sujetar al animal en posición decúbito
dorsal.
• Ubicar el corazón, generalmente se
encuentra en el primer tercio superior de
la serpiente.
• Observar de donde provienen los
latidos e inmovilizar el corazón.
• Desinfectar el área en la región más
caudal del corazón que late.
• Se introduce la aguja con un movimiento
fluido entre las escamas de la línea media
en un ángulo de 30 a 45 grados y se
avanza hasta que la sangre entre a la
jeringa.
• Aplicar presión negativa.
• Tener supremo cuidado, ya que conlleva a
riesgo de daño cardiaco y muerte
Intracardiaco
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• Se puede realizar en serpientes grandes.
• Visualizar uno de los dos vasos palatinos
prominentes que se encuentran en la
pared superior del paladar.
• Perforar la vena delicadamente
recolectando el volumen de sangre
necesario.
• Retirar aguja y presionar suavemente
usando un aplicador con punta de
algodón.
• De esta técnica cabe el riesgo de
mordedura si la serpiente no está
anestesiada, de contaminación de la
muestra y formación de hematomas.
Vena palatina
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En tortugas
Puede llegar a ser complicado debido a la retracción de sus miembros y cabeza
hacia el caparazón, por ende hay que tener varios puntos de referencia al momento
de realizar extracción de sangre en una tortuga. La zona más adecuada es la vena
yugular externa.
Seno occipital
• Común en tortugas acuáticas.
• Extraer cabeza con suavidad, tirar la
cabeza hacia afuera y ligeramente hacia
abajo para poder visualizar la base del
cráneo que es donde se va a insertar la
aguja en ángulo de 30° y sacar la
muestra.
• La dificultad radica la contaminación de
la muestra al diluirse con la linfa
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s 31Vena yugular externa
• Sitio ideal, evitando la contaminación linfática.
• Extraer y sostener firmemente la cabeza.
• se aplica presión en la zona de entrada del caparazón
para poder exponer el caudal de la vena, se flexiona
el cuello dorsalmente para poder tener buena
visualización.
• se coloca la aguja y jeringa paralelas a la vena y se
inserta la aguja en una dirección de flujo sanguíneo
venoso.
Seno occipital
• Común en tortugas acuáticas.
• Extraer cabeza con suavidad, tirar la cabeza
hacia afuera y ligeramente hacia abajo para
poder visualizar la base del cráneo que es
donde se va a insertar la aguja en ángulo de
30° y sacar la muestra.
• La dificultad radica la contaminación de la
muestra al diluirse con la linfa
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s 32Seno coccígeo dorsal
Zona de recolección alternativa.
El sitio de punción es en la línea media
dorsal de la cola.
Insertar aguja lo más craneal posible, ángulo
45-90° hasta llegar a la superficie dorsal de
la vertebra.
Aspirar mientras se encuentra la vena.
Tener cuidado con el espacio intratecal,
colectar liquido cerebroespinal o producir
un trauma espinal.
Otros lugares de punción
Vena braquial: extremidad anterior.
Vena axilar: Puede perforar el pulmón
Punción cardiaca: posible punción de órganos y contaminación de la muestra
Punción seno venoso retro orbital: con un capilar o aguja de tuberculina, introducir
en ángulo óculo nasal, por capilaridad.
Extracción de sangre
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• El paciente debe ser posicionado dorsoventral, inmovilizado cabeza y torso.
• En elmomento en que ingresa la aguja en el paciente, en la jeringa debe tener 
una suave presión negativa en la jeringa hasta que ingrese la sangre
En iguanas y babillas
• Agujas con calibres de 27-23
• Jeringas de 0.3 - 3 ml
• Soluciones antisépticas 
• Guantes de látex y de carnaza
• Tubos con CaEDTA o Heparina de sodio
Equipos
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• Se introduce la aguja montada en la 
jeringa en la cara ventral de la cola, por 
detrás de la cloaca y en un ángulo de 
90° hasta llegar al hueso se retira 
levemente realizando pequeños giros 
hasta encontrar la vena(Toriano, 2013)
Vena caudal ventral
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• El paciente tiene que estar completamente 
anestesiado y aun así hay riesgo de 
perforación de órganos gastrointestinales y 
de imposibilidad de control de hemorragias.
Vena ventral abdominal
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La vena yugular se encuentra justo detrás 
del tímpano, pero en algunas especies este 
no puede ser ubicado; una vez ubicada se 
procede a hacer la punción y extracción de 
sangre 
Vena yugular en saurios
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En términos generales, los vasos
utilizados en mamíferos domésticos
son útiles en las especies afines. Las
venas yugular, safena, cefálica, radial
y coccígea, e incluso la sublingual y la
cardiocentesis, son utilizadas en
animales anestesiados. (Morton & D
Abbot, 1993).
En Mamíferos
• Agujas con calibres de 25-23 G
• Jeringas de 0.3 - 3 ml
• Soluciones antisépticas 
• Guantes de látex 
• Tubos con CaEDTA, tubo rojo o 
Heparina de sodio
Equipos
El tamaño de la aguja y el calibre es muy
importante. Una aguja que sea demasiado
larga es difícil de manejar y puede dar
lugar a la coagulación de la sangre en la
aguja y laceración de la vena. Por otro
lado, un gran calibre, en tanto minimiza la
coagulación tiende a dañar la vena y
puede predisponer a la formación de
hematomas. Es importante hacer notar
que agujas de gran calibre como las 20G
no afectan más, en ratones y ratas, que
cualquier aguja de calibre más pequeño
como 25G. esto podría ser debido a la
menor duración de la manipulación y una
extracción de sangre más rápida asociada
con las agujas mayores (Morton & D
Abbot, 1993).
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Vena yugular
La extracción de sangre de la vena yugular de
grandes mamíferos podría llevarse a cabo con
una variedad de agujas entre 14 y 20 G
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La vena se obstruye con los dedos de la mano y
el vaso se localiza con ligeros corpecitos con los
dedos de la otra mano. Los dedos que
bloquean la vena detectaran las percusiones y
una línea imaginaria entre los dos delineará el
curso de la vena (Morton & D Abbot, 1993).
Vena cefálica
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Vena femoral
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Cardiaca
Alternativa de ultima opción
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Conejos y ratas
Para la extracción de sangre de la vena
del rabo de una rata o vena de la oreja
en el conejo una aguja del orden de
23-26G* 10.20 mm podría ser la más
apropiada
La oreja debe ser calentada con una lampara
térmica para visualización de la vena
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Mustélidos
Se utiliza una aguja de 25 mm de
calibre 21 o 23
Existe una zona aplanada sobre la
cara venta, en los 4-5 cm proximales
que rodea la concavidad ventral de la
vertebras caudales
La arteria está flanqueada por dos
venas.
La aguja se inserta en la dirección del
cuerpo formando un ángulo poco
profundo, a una distancia de
alrededor de 3-4 cm desde la base
de la cola.
Puede ser necesario centrifugar un
20% más que en otras especies y
obtener un volumen de plasma tres
veces superior. Esto puede deberse a
un aumento de la eritropoyesis en el
bazo (Malley, 2007)
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La venopunción es el método de
elección pues, si bien un corte de uña
en pacientes pequeños o débiles
puede proveer una muestra
importante, también puede introducir
artefactos en la muestra. El volumen
de sangre de un ave es
aproximadamente el 10% del peso
corporal, volumen que se disminuye
en las aves enfermas. Por regla
general, es seguro extraer a las aves
vivas entre 0,3cc y 0,6cc de sangre por
cada 100g de masa corporal. No
obstante, siempre es mejor extraer la
menor cantidad de sangre posible para
realizar los análisis (Rose, Newman,
Uhart, & Lubroth, 2007).
Aves
• Se recomienda utilizar aguja de 22g a
25g, ya que una aguja de 27g o una
menor puede provocar que las células se
dañen al pasar por un diámetro tan
estrecho.
• Una vez se haya extraído la sangre, sea
en la vena yugular, vena braquial/ulnar o
la vena metatarsial media, se cubrirá el
punto de venopunción con una gasa y se
aplicará presión con los dedos hasta que
cese la pérdida de sangre (entre 30 y 60
segundos) (Rose, Newman, Uhart, &
Lubroth, 2007).
• Agujas hipodérmicas o
una aguja con aletas de
22g, 23g, 25g o 27g
• Jeringa de 12mk, 10ml,
6ml, 3ml o 1ml Tubo con
tapón rojo o verde
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Es la vena que menos
extravasación sanguínea
produce tras la punción.
Se sitúa a lo largo de
una franja natural sin
plumas (apterio), por lo
que puede apreciarse
fácilmente en la
mayoría de las aves. Sin
embargo, los
columbiformes y los
anseriformes carecen
de apterios, con lo que
su visualización es más
difícil (Malley, 2007).
Vena yugular derecha
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A nivel de la cara ventral del codo atraviesa la
superficie ventral de la articulación
radiocubital-humeral, inmediatamente
debajo de la piel (Subcutánea) La formación
de hematomas representa siempre un
problema, por lo que debe aplicarse cierta
presión con los dedos en el punto de la
punción al finalizar ésta (Malley, 2007).
Vena cubital profunda (basílica/alar)
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Produce pocos hematomas,
debido a la presencia de las
escamas de las patas. Es
muy útil en el caso de las
anátidas, aunque las plumas
de la pata y la gruesa piel
pueden dificultar el proceso
de identificación de este
vaso. Es recomendada para
aves con patas largas como
grullas, cigüeñas o
flamencos y en aves patos,
gansos y crácidos, debido al
desarrollo de esta vena en
este grupo de aves (Malley,
2007).
Vena metatarsal media
Capitulo 3
Recolección de heces
En la reserva Natural Cabildo Verde en Sabana de Torres 
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Recolección de heces
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Hay dos formas de recolectar heces
en animales
• Con una asa o hisopo, en el
interior del recto o en la cloaca
• Del suelo, tan pronto como
defeque el animal
Asa rectal, hisopo o paleta
Recipiente recolector de plástico 
limpio o estéril
Lubricante
Equipo de bioseguridad
Equipo
Técnica
• Un ayudante debe sujetar el animal
que deberá estar en posición
laterolateral o dorso ventral sobre la
mesa de exploración o una superficie
plana. El ayudante sujetará el cuello
y la cabeza del animal con una mano
y con la otra la parte caudal del
animal evitando su movilidad
durante el procedimiento (Gordillo
Cabrera, 2010).
• Se lubrica el asa o el hisopo y se
introduce en el recto o en la cloaca
del paciente, dando giros para poder
extraer la muestra de excremento, se
necesitan aproximadamente de 1 a 2
gr, dependiendo del examen que se
va a realizar (Gordillo Cabrera, 2010).
• Se coloca la muestra en un
recipiente estéril con tapa.
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Técnica
Capitulo 4
Raspado cutáneo
En la reserva Natural Cabildo Verde en Sabana de Torres51
Raspado cutáneo
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• Cuchilla roma n°19 o 
cureta con o sin 
mango
• Aceite mineral
• 2 porta objetos
• esparadrapo
Técnica
La técnica consiste en arrastrar la cuchilla en sentido del crecimiento del pelo,
mediante movimientos cortos y repetidos hasta obtener sangrado capilar
abundante.
veterinario sospeche que nos encontramos. Ante un caso de sarna sarcóptica, el
raspado deberá ser muy extenso y superficial, con el fin de obtener la mayor
cantidad de muestra procedente del estrato corneo epidérmico. que es el lugar
donde se aloja este parásito.
en el caso de sospecha de demodicosis, se recomienda intentar realizar un raspado
más profundo de la piel (Yotti Alvarez, 2014).
Equipo
Raspado cutáneo
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Técnica
Capitulo 5
Recolección con hisopo de 
algodón
En la reserva Natural Cabildo Verde en Sabana de Torres 
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Hisopado
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Técnica de recolección con hisopo de 
algodón
• Hisopos estériles
• Portaobjetos
• recipientes estériles
Equipo
Se usan en sitios donde no hay 
fácil acceso para las otras 
técnicas de colección. como el 
canal del oído, en la vagina, 
prepucio, ano, mucosa 
conjuntival, mucosa oral o en 
lesiones fistulosas (Gordillo 
Cabrera, 2010).
• Se introduce el hisopo dentro del canal 
lentamente, en los animales con piel seca, el 
hisopo de algodón puede humedecerse con 
solución salina y frotarlo sobre la superficie de 
la piel afectada antes de ser rotada sobre la 
lámina o depositado en un tubo/recipiente
(Gordillo Cabrera, 2010).
• Se hace girar rotándolo con los dedos índice y 
pulgar, y se retira con cuidado para no 
contaminarlo con otros tejidos (Gordillo 
Cabrera, 2010).
• Estará bien tomada si observamos un ligero 
color café en el hisopo. Una vez tomada la 
muestra se introduce el hisopo hasta el fondo 
en un tubo con medio de transporte Cary-Blair 
que debe estar bien tapado (Gordillo Cabrera, 
2010).
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Técnica
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