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CÉLULAS MADRE HEMATOPOYÉTICAS Y LEUCEMIA MIELOIDE CRÓNICA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ANGÉLICA ROA LARA 
 
COD. 200113686 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
UNIVERSIDAD DE LOS ANDES 
FACULTAD DE CIENCIAS 
DEPARTAMENTO DE CIENCIAS BIOLÓGICAS 
PROGRAMA DE MICROBIOLOGÍA 
BOGOTÁ, CUNDINAMARCA 
2005 
 
CÉLULAS MADRE HEMATOPOYÉTICAS Y LEUCEMIA MIELOIDE CRÓNICA 
 
 
 
 
 
 
ANGÉLICA ROA LARA 
COD. 200113686 
 
 
 
 
 
 
Monografía para optar al título de Microbiólogo 
 
 
 
 
 
Director 
GLORIA URIBE 
Bacterióloga, M.Sc 
 
 
 
 
 
Codirector 
JUAN CARLOS BRICEÑO 
Ingeniero Mecánico, M.Sc, PhD 
 
 
 
 
 
UNIVERSIDAD DE LOS ANDES 
FACULTAD DE CIENCIAS 
DEPARATAMENTO DE CIENCIAS BIOLÓGICAS 
PROGRAMA DE MICROBIOLOGÍA 
BOGOTÁ, CUNDINAMARCA 
2004
 
Nota de Aceptación: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Bogotá, 29 de Julio de 2005 
 
 
 
 
 
 
 
Firma del jurado 
 
Firma del jurado 
 
A Dios por premiarme con la bendición de una nueva familia 
 
A Santiago, porque desde el momente en que supe que existía 
todo mi trabajo fue por él y para él 
 
A Nelson por su apoyo incondicional 
 
A mi familia por enseñarme a ser lo que hoy soy 
 
 
 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
 
 
Agradezco a: 
 
Mi familia por darme su amor y apoyo incondicional y proporcionarme todos los 
medios necesarios para que este trabajo pudiera llevarse a cabo en un ambiente 
de paz y tranquilidad. 
 
Nelson, por ser mi soporte espiritual y con su amor hacer que todas las 
dificultades pudieran ser superadas. 
 
Gloria Uribe, por dirigirme y orientarme en el desarrollo de los diferentes temas y a 
nivel personal por apoyarme y brindarme su mayor colaboración. 
 
Juan Carlos Briceño, por darme su apoyo y respaldo en todo momento. 
 
Claudia y Paola, porque gracias a sus consejos y a su amistad, este trabajo es 
aún más valioso. 
 
Mis amigos, porque su amistad incondicional me ha hecho una mejor persona. 
 
Viviana Rodriguez, por su colaboración y asesoramiento. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CONTENIDO 
 
 
pag 
 
0. INTRODUCCIÓN.......................................................................................................12 
 
1. CÉLULAS MADRE HEMATOPOYÉTICAS..........................................................14 
 
1.1 HEMATOPOYESIS ...........................................................................................15 
1.1.1 Ontogenia. ..................................................................................................15 
1.1.2 Microambiente medular............................................................................16 
1.1.2.1 Células del estroma).........................................................................16 
1.1.2.2 Matriz extracelular.............................................................................17 
1.2 BIOLOGÍA E IDENTIFICACIÓN DE LAS CÉLULAS MADRE 
HEMATOPOYÉTICAS ..................................................................................................19 
1.2.1 Biología de las células madre hematopoyéticas..................................19 
1.2.2 Propiedades Funcionales.........................................................................20 
1.2.3 Identificación...............................................................................................22 
1.2.3.1 Marcadores de Superficie ................................................................22 
1.2.3.2 Otras características.........................................................................25 
1.2.4 Métodos de Separación y Aislamiento de Células Madre 
Hematopoyéticas.......................................................................................................25 
1.2.4.1 Métodos de selección sin anticuerpos...........................................26 
1.2.4.2 Métodos de selección basados en el uso de anticuerpos..........26 
1.2.4.3 Ensayos funcionales .........................................................................31 
 
2. CRECIMIENTO Y AUTO-RENOVACIÓN DE LAS CÉLULAS MADRE 
HEMATOPOYÉTICAS......................................................................................................33 
 
2.1 CICLO CELULAR..............................................................................................35 
2.1.1 Introducción................................................................................................35 
2.1.2 Regulación del ciclo celular. ....................................................................37 
2.1.2.1 Ciclinas y Quinasas Dependientes de Ciclinas (Cdks). ..............37 
2.1.2.2 Regulación de las Quinasas Dependientes de Ciclinas..............39 
2.1.3 Ciclo celular en las células madre hematopoyéticas...........................41 
2.2 MECANISMOS DE REGULACIÓN DE AUTO-RENOVACIÓN .................42 
2.2.1 Vía Hedgehog............................................................................................43 
2.2.1.1 Proteínas Hedgehog.........................................................................43 
2.2.1.2 Receptores de Hedgehog................................................................43 
2.2.1.3 Transducción de la señal..................................................................44 
2.2.1.4 Hedgehog en las Células Madre Hematopoyéticas.....................45 
 
2.2.2 Vía Notch. ...................................................................................................46 
2.2.2.1 Estructura general de Notch............................................................46 
2.2.2.2 Ligandos, moléculas efectoras y moléculas blancos de Notch..47 
2.2.2.3 Activación de Notch...........................................................................49 
2.2.2.4 Notch en las Células Madre Hematopoyéticas.............................50 
2.2.3 Vía Wnt........................................................................................................51 
2.2.3.1 Proteínas Wnt.....................................................................................51 
2.2.3.2 Proteoglicanos....................................................................................52 
2.2.3.3 Receptores Wnt. ................................................................................52 
2.2.3.4 Proteínas efectoras de la vía Wnt ...................................................52 
2.2.3.5 Activación de Wnt..............................................................................53 
2.2.3.6 Señalización en el núcleo.................................................................54 
2.2.3.7 Wnt y las células madre hematopoyéticas....................................56 
2.2.4 Otros factores implicados en el mecanismo de auto-renovación......56 
2.2.4.1 Proteínas BMP. ..................................................................................56 
2.2.4.2 HOXB4 ................................................................................................57 
2.2.4.3 Bmi-1....................................................................................................57 
2.2.5 Integración de Wnt, Hedgehog, Notch y BMP en las células madre 
hematopoyéticas........................................................................................................58 
 
3. CÉLULAS MADRE LEUCÉMICAS........................................................................60 
 
3.1 APOPTOSIS .......................................................................................................61 
3.2 TELÓMEROS .....................................................................................................63 
 
4. LEUCEMIA MIELOIDE CRÓNICA.........................................................................68 
 
4.1 PRESENTACIÓN CLÍNICA..............................................................................69 
4.1.1 Fase crónica...............................................................................................69 
4.1.2 Fase acelerada..........................................................................................694.1.3 Crisis blástica.............................................................................................70 
4.2 BIOLOGÍA MOLECULAR DE LA LEUCEMIA MIELOIDE CRÓNICA.......70 
4.2.1 Expresión de BCR y ABL .........................................................................70 
4.2.2 Translocación 9;22....................................................................................72 
4.2.3 Vías de señalización activadas ...............................................................74 
4.2.3.1 Vías RAS y MAP quinasa.................................................................74 
4.2.3.2 Vía JAK/STAT ....................................................................................75 
4.2.3.3 Vía de la PI-3 quinasa.......................................................................77 
4.2.3.4 Vía MYC. .............................................................................................77 
4.3 CÉLULA MADRE LEUCÉMICA (Ph+, BCR-ABL+) .......................................78 
4.3.1 Origen, fenotipo y morfología..................................................................78 
4.3.2 Propiedades alteradas..............................................................................79 
4.3.2.1 Proliferación........................................................................................79 
4.3.2.2 Adhesión.............................................................................................81 
4.3.2.3 Apoptosis............................................................................................82 
 
4.4 TRATAMIENTOS...............................................................................................83 
4.4.1 Quimioterapia citotóxica...........................................................................84 
4.4.2 Interferón alfa .............................................................................................84 
4.4.3 Imatinib mesilato (ST1571)......................................................................85 
4.4.3.1 Mecanismo de acción.......................................................................87 
4.4.4 Transplante de células madre.................................................................88 
4.4.4.1 Efecto injerto vs. leucemia...............................................................89 
4.4.4.2 Transplante autólogo........................................................................90 
 
5. IMPLICACIONES ÉTICAS Y LEGALES DE LA INVESTIGACIÓN CON 
CÉLULAS MADRE ...........................................................................................................92 
 
5.1 EL PROBLEMA..................................................................................................92 
5.2 DEFINICIONES BÁSICAS ...............................................................................92 
5.3 PROS Y CONTRAS ..........................................................................................93 
5.4 TIPOS DE LEGISLACIÓN EN EL MUNDO...................................................96 
5.5 INTERROGANTES............................................................................................99 
 
6. CONCLUSIONES Y PERSPECTIVAS A FUTURO ..........................................100 
 
BIBLIOGRAFÍA....................................................................................................104 
 
 
 
LISTA DE FIGURAS 
 
 
pag 
 
 
Figura 1.1 Selección positiva para la separación de células humanas CD34+ 
usando EasySepTM. .........................................................................................................29 
 
Figura 1.2 Selección negativa mediante formación de inmuno-rosetas usando 
RosetteSepTM. ..................................................................................................................30 
 
Figura 2.1 Posibles destinos de la célula madre hematopoyética. ...........................34 
 
Figura 2.2 Regulación de la entrada a la fase M por el factor promotor de 
maduración o MPF (p34cdc2/ciclina B)..................................................................40 
 
Figura 2.3 Vía de señalización Hedgehog..............................................................46 
 
Figura 2.4 Vía de señalización Notch....................................................................50 
 
Figura 2.5 Vía de señalización WNT.....................................................................56 
 
Figura 3.1 Horquilla-T.......................................................................................................64 
 
Figura 3.2 Problema de la replicación de los extremos..............................................65 
 
Figura 4.1 Proteína p145 ABL.........................................................................................71 
 
Figura 4.2 Proteína p160 BCR........................................................................................72 
 
Figura 4.3 Proteína BCR-ABL .........................................................................................73 
 
Figura 4.4 Vías de señalización activadas por BCR-ABL...........................................75 
10 
 
JUSTIFICACIÓN 
 
 
En las últimas décadas un gran auge de investigaciones sobre células madre ha 
planteado la posibilidad de que enfermedades degenerativas puedan llegar a tener 
una cura. Una de las fuentes más disponibles para la obtención de células madre 
es la sangre o tejido hematopoyético. A partir de éste es posible aislar células 
madre hematopoyéticas con capacidad de producir cualquier tipo de célula 
sanguínea. Los transplantes de células madre hematopoyéticas proporcionan una 
esperanza para la cura de enfermedades como el cáncer del sistema 
hematopoyético mejor conocido como leucemia. Es por esto que surge la 
necesidad de realizar una revisión para conocer a fondo la biología de las células 
madre hematopóyeticas, las técnicas de aislamiento y purificación, cómo es 
regulado el crecimiento y la fascinante capacidad de auto-renovarse de estas 
células. Teniendo amplios conocimientos sobre estos temas también es posible 
analizar cómo una célula madre hematopoyética puede llegar a convertirse en una 
célula leucémica y cómo dichas células pueden ser utilizadas en el tratamiento de 
una de las leucemias mejor caracterizadas: la leucemia mieloide crónica. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
11 
 
 
OBJETIVO GENERAL 
 
 
El principal objetivo de esta monografía es realizar una revisión sobre las células 
madre hematopoyéticas, entender su biología, principales características y 
mecanismos de regulación de su crecimiento y auto-renovación. Asimismo, se 
pretende hacer una revisión de la leucemia mieloide crónica, su biología celular y 
molecular y los tratamientos utilizados para combatirla, todo esto con el fin de 
comprender el papel que juegan las células madre hematopoyéticas en el 
desarrollo de la leucemia mieloide crónica y su posible aplicación al tratamiento de 
dicha enfermedad. 
 
 
OBJETIVOS ESPECÍFICOS 
 
 Entender la biología y características de las células madre hematopoyéticas. 
 Conocer los métodos utilizados en la identificación y aislamiento de las 
células madre hematopoyéticas. 
 Comprender cómo se regula el crecimiento y auto-renovación de las células 
madre hematopoyéticas. 
 Establecer cuáles son los factores que pueden contribuir a que una célula 
madre hematopoyética normal pueda transformase en una célula madre 
leucémica. 
 Definir en qué consiste la leucemia mieloide crónica y cuáles son sus 
características citogenéticas y moleculares. 
 Analizar los mecanismos intracelulares que conllevan a la alteración propia 
de las células malignas en la leucemia mieloide crónica. 
 
 Investigar qué tratamientos se usan actualmente para combatir el desarrollo 
de esta enfermedad. 
 Determinar el papel que juegan las células madre hematopoyéticas en el 
desarrollo y tratamiento de la leucemia mieloide crónica. 
 Analizar las implicaciones éticas y legales del estudio con célulasmadre. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
12 
 
0. INTRODUCCIÓN 
 
 
Desde las primeras décadas del siglo veinte, se sugería la existencia de células 
residentes en la médula ósea, primitivas, indiferenciadas y capaces de dar origen 
a todos los tipos celulares sanguíneos. Pero fue solo hasta 1961 cuando James 
Till y Ernest McCulloch pudieron identificar una rara subpoblación de células de la 
médula ósea capaz de reconstituir el sistema hematopoyético de ratones 
irradiados y luego, demostraron que estas células a las que llamaron unidad 
formadora de colonia de bazo tenían el potencial de dar origen a células de 
múltiples linajes y la habilidad de auto-renovarse. Desde entonces las 
investigaciones al respecto no han cesado y la identificación de marcadores de 
superficie específicos de célula ha conllevado a identificar y purificar diferentes 
células primitivas hematopoyéticas. Asimismo, debido al descubrimiento de 
muchos reguladores hematopoyéticos y sus respectivos genes, ha sido posible 
utilizar técnicas de ADN recombinante para producir dichas proteínas 
reguladoras, lo que ha permitido alcanzar grandes logros en el estudio y 
expansión in vitro de las células madre hematopoyéticas. 
 
Los primeros reportes de leucemia mieloide crónica se dieron a conocer a 
mediados del siglo diecinueve gracias a la observación de detalles microscópicos 
a nivel clínico y a nivel post-mortem acuñados por Robert Virchow y Jhon Huges 
Bennett. Posteriormente, en 1870 Neumann sugirió que la médula ósea jugaba un 
papel importante dentro de la hematopoyesis y por lo tanto podría ser la 
generadora de células blancas sanguíneas malignas. Pero fue Paul Erlich en 1891 
quien introdujo métodos de tinción para células sanguíneas mediante reacciones 
específicas, logrando de esta forma un importante avance en la clasificación de las 
leucemias. A partir de entonces y a lo largo del siglo veinte estudios más 
profundos han permitido dar una mayor aproximación a las características 
diagnósticas y a las causas subyacentes a esta enfermedad. Con el 
descubrimiento del cromosoma Filadelfia en 1960 y trece años más tarde, de la 
translocación cromosomal recíproca t(9;22) causante de la anormalidad 
cromosómica, y que genera la proteína de fusión BCR-ABL, fue posible conocer 
claramente las características citogenéticas de la leucemia mieloide crónica. Las 
nuevas técnicas de biología molecular han permitido identificar los sitios exactos 
de rompimiento de los genes involucrados, así como los mecanismos moleculares 
que conllevan a la transformación de las células progenitoras hematopoyéticas. 
 
Además del tratamiento con interferón alfa y la reciente aparición del compuesto 
Imatinib Mesilato (STI571) con alentadores resultados, uno de los tratamientos 
utilizados actualmente contra el desarrollo de la leucemia mieloide crónica es el 
13 
transplante de células madre. En su mayoría, los transplantes que se han 
realizado han sido de tipo alogénico, es decir con células provenientes de otra 
persona que no tenga la enfermedad. Infortunadamente este tipo de transplantes 
se asocia con altas tasas de mortalidad debido a que se desarrolla la enfermedad 
injerto vs. huésped de forma aguda o crónica. Otra opción es el transplante 
autogénico, realizado con células progenitoras y células madre benignas 
provenientes del mismo paciente. Este aún se encuentra en etapas de 
experimentación, por lo cual hacen falta más estudios concluyentes sobre el tema. 
 
A pesar de que la leucemia mieloide crónica se puede ver como un proceso 
hematopoyético aberrante que se inicia por una célula madre hematopoyética 
leucémica rara que ha adquirido la capacidad de dividirse indefinidamente por un 
cambio epigenético, todavía hay mucho por aprender sobre el origen de este tipo 
de célula y los mecanismos responsables de su aparición en el curso de la 
enfermedad, así como la aplicación del estudio de células madre hematopoyéticas 
en el tratamiento de este desorden clonal mieloproliferativo. 
14 
 
1. CÉLULAS MADRE HEMATOPOYÉTICAS 
 
 
Célula madre es el término dado a las células con un potencial muy amplio de 
diferenciación, que mantienen la capacidad de auto-renovarse indefinidamente. 
Las células madre o células troncales pueden ser totipotentes, pluripotentes o 
multipotentes dependiendo de su capacidad de diferenciación. La célula 
totipotente corresponde al huevo fertilizado, ya que tiene la habilidad de dar origen 
a un organismo completo. Las células madre pluripotentes pueden producir 
cualquier tipo de célula de diferentes linajes más no un organismo completo. Y las 
células madre multipotentes son capaces de dar origen a todos los tipos de células 
dentro de un linaje específico común. 
 
Las células madre embrionarias son células pluripotentes obtenidas a partir de la 
masa interna de células del embrión temprano en la etapa de blastocisto, antes de 
que ocurra la gastrulación, aproximadamente a los 14 días post coitum en 
humanos. Estas células son capaces de diferenciarse en cualquier tipo de célula 
somática encontrada en un organismo adulto (Draper JS et al., 2003). Sus tres 
características principales son: primero, se derivan del embrión de pre-
implantación, segundo, son capaces de proliferar in vitro de manera indefinida sin 
diferenciarse, y tercero, tienen potencial de desarrollo estable para formar las tres 
capas embrionarias (endodermo, mesodermo y ectodermo) después de cultivarlas 
de forma prolongada (Thomson JA et al., 1998). 
 
Entre las células madre multipotentes encontramos las células madre neuronales, 
hematopoyéticas y mesenquimales. Las células madre neuronales son la fuente 
de todos los tipos de neuronas del sistema nervioso central y periférico, y 
aparecen durante la formación de la placa neural, precursora en el desarrollo del 
tubo neural. Estas células tienen la habilidad de generar los principales tres linajes 
del sistema nervioso: neuronas, astrocitos y oligodendrocitos (Baizabal JM et al., 
2003). 
 
Dentro de la médula ósea se encuentran dos poblaciones de células madre 
adultas: las células madre mesenquimales y las células madre hematopoyéticas. 
Las células madre mesenquimales, también llamadas células del estroma de la 
médula ósea, tienen la capacidad de diferenciarse en los linajes encontrados en el 
estroma de la médula, es decir, los elementos no-hematopoyéticos del tejido 
conectivo: hueso, adipocitos y cartílago (Short B et al., 2003). Las células madre 
hematopoyéticas son aquellas que dan origen a todos los linajes de células 
encontrados en la sangre: linfocitos, eritrocitos, plaquetas, macrófagos, monocitos, 
eosinófilos, basófilos y neutrófilos (Szilvassy et al., 2003). 
15 
1.1 HEMATOPOYESIS 
 
La hematopoyesis es el proceso fisiológico que da origen a los diferentes 
elementos celulares de la sangre a partir de una célula madre hematopoyética 
(CMH) que puede auto-renovarse y diferenciarse a células progenitoras 
hematopoyéticas comprometidas con un linaje linfoide o mieloide. Estos 
progenitores posteriormente se multiplicarán varias veces para terminar 
diferenciándose en elementos maduros de la sangre. 
 
1.1.1 Ontogenia. 
 
Hasta finales de la década de los 1990s se creía que la hematopoyesis se 
originaba extraembrionariamente en las células mesenquimales del saco vitelino y 
de allí, la CMH migraba a diferentes localizaciones anatómicas como el hígado 
fetal, el timo y la medula ósea, en donde se realizaría la hematopoyesis definitiva 
de la vida embriónica, fetal y adulta. Sin embargo, estudios en ratones indican que 
la CMH se puede encontrar a los 9 y 10 días de desarrollo en la región aórtica-
gonadal-mesonefros (AGM) proveniente de células hemangioblásticas (Medvinsky 
AD et al., 1996; Sanchez MJ et al., 1996), lo cual ha llevado a pensar que luego de 
allí las CMHs colonizan el hígado fetal, el timo y la medula ósea para llevar a cabo 
la hematopoyesis definitiva en la vida adulta. Algunos estudios sugieren que el 
saco vitelino definitivamenteno contribuye a la hematopoyesis del adulto, y en 
otros estudios sin embargo, se ha demostrado que se pueden obtener CMHs del 
saco vitelino a los 9 y 10 días de desarrollo capaces de reestablecer la 
hematopoyesis en recién nacidos transplantados (Yoder MC et al., 1997; Yoder 
MC & Hiatt K 1997.). Por todo esto, aún no se sabe si la CMH de la región AGM 
coloniza el saco vitelino o si ocurre de forma contraria, nuevos estudios al respecto 
serán necesarios para aclararlo. 
 
Las CMHs colonizan el hígado fetal en humanos a las 5 semanas de gestación y 
la hematopoyesis hepática se desarrolla a partir de la sexta semana de gestación 
con predominio de eritropoyesis. Este órgano se convierte en el órgano 
hematopoyético dominante durante la vida fetal y la actividad hematopoyética del 
hígado disminuye gradualmente en los dos últimos meses de la vida intrauterina 
para que al momento del nacimiento sólo queden pequeños islotes 
hematopoyéticos. A las 8 semanas de gestación las CMHs llegan a la medula 
ósea y allí se desarrolla la hematopoyesis principalmente de tipo mieloide que 
contribuye en menor grado a la generación del pool de células sanguíneas en la 
vida fetal, aunque tanto la medula ósea como el hígado son órganos importantes 
en la linfopoyesis ya que el desarrollo de células B se inicia en el hígado fetal a las 
7 semanas de gestación y cambia a la medula ósea entre las 12-14 semanas. Las 
CMHs colonizan el bazo a las 12 semanas y el rudimento tímico a las 8 semanas, 
16 
en éste último ocurre la diferenciación de las células madre del hígado a linfocitos 
T maduros, los cuales van a poblar los nódulos linfáticos, el hígado y el intestino 
en el feto hacia la décimo segunda semana de gestación, y posteriormente otros 
tejidos linfoides periféricos entre la semana 14 y 15 de gestación. También se ha 
reportado actividad de células NK (natural killer) en hígado fetal humano en las 
semanas 8-12 de gestación. Las razones y los mecanismos que subyacen a la 
localización, migración y asentamiento de las CMHs a los diferentes órganos aún 
no están claramente entendidos. En el adulto la hematopoyesis se desarrolla 
exclusivamente en la medula ósea (Hoffman R et al., Anatomy and physiology of 
hematopoiesis, 2000). 
 
 
1.1.2 Microambiente medular. 
 
1.1.2.1 Células del estroma. Durante los dos primeros años de vida, la 
medula ósea activa (medula roja) se localiza en todos los huesos y gradualmente 
es reemplazada por tejido medular inactivo (medula amarilla o grasa). El 
microambinte hematopoyético de la medula ósea contiene células de la estroma 
cuyo origen puede ser mesenquimal, como es el caso de las células endoteliales, 
los fibroblastos, los adipocitos y los osteoblastos o puede ser hematopoyético, no-
mesenquimal como lo es en los macrófagos y las células dendríticas. Todas estas 
células de la estroma producen y depositan elementos de la matriz extracelular 
(MEC) y además de esto, son capaces de producir y concentrar citoquinas locales 
hematopoyéticas capaces de inducir o inhibir la proliferación y diferenciación de 
células progenitoras, formando así el "nicho de la célula madre/progenitora"(6). Se 
sugiere que la diferenciación hacia un linaje específico puede depender de 
interacciones especializadas entre células del estroma y células progenitoras 
(Hoffman R et al., Anatomy and physiology of hematopoiesis, 2000). 
 
 Fibroblastos. Los fibroblastos son las células del estroma más estudiadas y 
en su mayoría, las líneas celulares clonadas son obtenidas de medula ósea o 
hígado fetal humano o de ratón. Las células primitivas y en menor grado los 
progenitores maduros se adhieren a los fibroblastos a través de ligandos que 
expresan en su superficie y que se unen de forma específica a citoquinas, factores 
de crecimiento y componentes de la matriz extracelular secretados por los 
fibroblastos. Aunque las concentraciones de citoquinas producidas por los 
diferentes fibroblastos clonados son similares, existen diferencias entre los tipos 
de progenitores que cada línea celular puede mantener, ya que algunas 
mantienen progenitores comprometidos con linaje linfoide o mieloide y otros ni 
siquiera son capaces de mantener la hematopoyésis o lo hacen pobremente 
(Wineman J et al., 1995; Sutherland HJ et al., 1991; Henderson AJ et al., 1990; 
Breems DA et al., 1997; Isaad CC et al., 1993; Burroughs J et al., 1994). 
17 
 
 Células endoteliales. Las células endoteliales se ubican alineadas en los 
sinusoides de la medula ósea. Los progenitores y los precursores 
hematopoyéticos, para migrar de la medula ósea, pasan a través de la barrera 
endotelial de los sinusoides. Al igual que se ha hecho con los fibroblastos, también 
se han podido purificar células endoteliales de medula ósea. Se ha comprobado 
que las células CD34+ se adhieren a las células endoteliales (Rafii S et al., 1994) y 
además son capaces de atravesar esta barrera. Este proceso de migración 
depende de la interacción de las integrinas-�2 sobre las células CD34+ y las 
moléculas ICAM-1 (del inglés Intercellular Cell Adhesion Molecule) que expresan 
las células endoteliales (Mohle R et al., 1997) 
 
 Osteoblastos. Se ha comprobado que los osteoblastos son capaces de 
mantener la hematopoyesis gracias a la producción de factores estimulantes de 
colonias granulocíticas y monocíticas (FEC-G, FEC-GM) y de interleuquina-6 (IL-
6), y que las células humanas CD34+ se adhieren fuertemente a los osteoblastos y 
al ser co-cultivados, células primitivas pueden mantenerse y expandirse de igual o 
mejor manera que cuando se cultivan con otras células de la estroma de la medula 
ósea (Taichman RS et al., 1995; Taichman RS et al., 1994), lo cual sugiere que los 
osteoblastos tienen un papel muy importante durante el proceso de 
hematopoyesis. 
 
1.1.2.2 Matriz extracelular. Las células del estroma medular ejercen su 
acción hematopoyética a través del contacto directo con las CMHs y las células 
progenitoras, así como por la producción de citoquinas y de proteínas de la matriz 
extracelular como la fibronectina, la trombospondina, los proteoglicanos y 
glicosaminoglicanos, varios tipos de colágeno, la laminina y la hemonectina. 
Aunque no es conocida la forma exacta como actúan estos componentes sobre la 
hematopoyesis, se sabe que afectan directamente la proliferación y diferenciación 
de las células progenitoras y pueden alterar la respuesta de éstas a las citoquinas. 
 
 Fibronectina. Es una glicoproteína de 450kDa presente de forma abundante 
en la médula ósea adulta y es producida por las células endoteliales y los 
fibroblastos (Hoffman R et al., Anatomy and physiology of hematopoiesis, 2000). 
La fibronectina parece tener un papel de gran importancia en el asentamiento de 
las CMHs y afectar la proliferación y diferenciación de las CMHs y las células 
progenitoras. Se ha demostrado que la adhesión de la célula progenitora a la 
fibronectina es importante en la regulación del crecimiento de los progenitores 
(Levesque JP et al., 1996; Hurley RW et al., 1995; Frisch SM et al., 1996), y su 
interacción también se requiere para la diferenciación de los progenitores 
eritroides (Patel VP et al., 1987) y la supervivencia y diferenciación de los 
progenitores linfoides B (Miyake K et al., 1991). 
 
18 
 Trombospondina. Es una glicoproteína de 450 kDa producida por las 
plaquetas, las células endoteliales y los fibroblastos (Hoffman R et al., Anatomy 
and physiology of hematopoiesis, 2000). Está presente de forma abundante en el 
microambiente medular de los megacariocitos, fibroblastos, y la matriz extracelular 
asociada con la hematopoyesis activa (Beckstead JH et al., 1986). La 
trombospondina sirve como ligando para los progenitores comprometidos (Long 
MW et al., 1990) y su adhesión con las células progenitoras hematopoyéticas 
podría modular la respuesta de los progenitores a las citoquinas. El co-cultivo de 
unidades formadoras de colonia (UFC) con factor de célula madre y 
trombospondina amplifica la respuestade las UFC a citoquinas solubles como IL-3 
y FEC-GM (Long MW et al., 1992). 
 
 Proteoglicanos y glicosaminoglicanos. Los proteoglicanos presentes en la 
médula ósea incluyen heparán sulfato, dermatán sulfato, condroitin sulfato y ácido 
hialurónico. Están compuestos de una proteína central a la cual se le unen uno o 
más glicosaminoglicanos (GAGs). Los GAGs son cadenas de polisacáridos largas, 
cargadas negativamente y sin ramificar, compuestas de repeticiones de unidades 
disacárido sulfatadas (Hoffman R et al., Anatomy and physiology of hematopoiesis 
2000). Los GAGs de heparán-sulfato específicos de la médula ósea permiten la 
adhesión de células CD34+ (Siczkowski M et al., 1992) y la concentración de 
factores de crecimiento como IL-3 y FEC-GM (Gupta P et al., 1998; Roberts R et 
al., 1988; Gallagher JT et al., 1994). Esta habilidad de localizar selectivamente 
factores de crecimiento y células progenitoras podría ser de gran importancia en la 
regulación, proliferación y diferenciación de las células progenitoras 
hematopoyéticas, e implicaría que los GAGs de heparán-sulfato se comportan 
como "orquestadores" de los nichos de células madre y células progenitoras ya 
que tienen múltiples funciones: mantienen la adhesión de células, se unen a otros 
componentes de la matriz extracelular, y permiten la unión de citoquinas (Hoffman 
R et al., Anatomy and physiology of hematopoiesis, 2000). 
 
 Colágenos y laminina. Los colágenos son fibras de proteínas que se 
encuentran en el espacio extracelular. Existen varios tipos de colágeno, de los 
cuales los más comunes son el tipo I, II, III y IV. Los tipos I-III constituyen el 
esqueleto estructural del espacio extracelular, mientras que el tipo IV forma la 
mayor parte de la membranas basales (Hoffman R et al., Anatomy and physiology 
of hematopoiesis, 2000). La laminina es un complejo polipeptídico de 850kDa 
compuesto de cadenas largas unidas entre sí por puentes disulfuro. Posee 
dominios funcionales que pueden unir colágeno tipo IV, proteoglicanos y 
receptores de superficie celular (Engvall E et al., 1995). Aún no se sabe el papel 
específico que juegan estas proteínas en los procesos de localización, 
proliferación o diferenciación de progenitores hematopoyéticos, pero la salida de 
células hematopoyéticas maduras y algunas veces inmaduras, del microambiente 
medular al torrente sanguíneo requiere el paso de estas células a través de las 
membranas basales (Tuszynski GP et al., 1997). 
 
19 
 Hemonectina. Es una proteína de 60kDa encontrada exclusivamente en el 
ambiente de la médula ósea. El papel exacto de la hemonectina en la 
hematopoyesis aún es desconocido pero se cree que mantiene la unión de 
progenitores mieloides de forma preferencial (Campbell AD et al., 1990). 
 
1.2 BIOLOGÍA E IDENTIFICACIÓN DE LAS CÉLULAS MADRE 
HEMATOPOYÉTICAS 
 
1.2.1 Biología de las células madre hematopoyéticas. 
 
El sistema hematopoyético es aquel capaz de dar origen a todos los tipos de 
células sanguíneas y se origina a partir de una célula madre hematopoyética 
(CMH). A través del proceso de división asimétrica, una sola división puede 
resultar en la formación de una célula madre idéntica y una célula mucho más 
madura. La CMH posee tres características básicas: primero las CMHs son 
pluripotentes, es decir, que tienen el potencial de generar progenie de todos los 
linajes sanguíneos: linfocitos B y T, eritrocitos, megacariocitos/plaquetas, 
basófilos/mastocitos, eosinófilos, neutrófilos/granulocitos, y monocitos/macrófagos. 
Segundo, las CMHs tienen un alto potencial proliferativo, es decir que son capaces 
de dar origen a un gran número de células maduras durante el periodo de vida 
normal del organismo. Y tercero, las CMHs tienen alta capacidad de auto-
renovación, manteniendo una división de tipo más simétrico que conduce a la 
generación de nuevas células madre idénticas. Esta propiedad es muy importante 
debido al estrés fisiológico al que están sujetas constantemente y que puede 
conllevar a la reducción en su población (Hoffman R et al., 2000; Szilvassy SJ 
2003). 
 
Durante la hematopoyesis, células madre y células progenitoras hematopoyéticas 
dan origen a células hijas que pueden ser reconocidas morfológicamente y son 
llamadas precursores hematopoyéticos. La transición de las células pluripotentes 
con capacidad de auto-renovarse, del compartimento de célula madre al 
compartimento de célula progenitora, involucra un proceso llamado compromiso, 
el cual aún no está completamente dilucidado pero que se caracteriza por la 
restricción en la capacidad de diferenciación y de proliferación de la célula madre. 
Los compartimentos de la célula progenitora están compuestos en su mayoría de 
células con capacidad de diferenciarse hacia un linaje (progenitores unipotentes), 
y en muy baja frecuencia de células primitivas bipotentes o multipotentes. Es por 
ello que el compromiso implica adquirir ciertos receptores de factores de 
crecimiento específicos y perder otros. Las células progenitoras generalmente se 
definen por la capacidad que tienen de formar colonias en experimentos in vitro. 
La mayoría de células de la medula ósea forman el compartimento de precursores 
y exhiben características morfológicas tanto nucleares como citoplasmáticas que 
20 
son fácilmente reconocibles y que pueden ser usadas para clasificar el linaje al 
cual se ha comprometido la célula progenitora (Hoffman R et al., Stem cell model 
of hematopoiesis, 2000). 
 
En el sistema hematopoyético, las células madre son heterogéneas con respecto a 
su habilidad de auto-renovarse. Los progenitores multipotentes constituyen el 
0.05% de las células de medula ósea de ratón, y pueden ser divididas en tres 
poblaciones diferentes: CMHs con capacidad de auto-renovación a largo plazo, 
CMHs con capacidad de auto-renovación a corto plazo, y progenitores 
multipotentes sin potencial detectable de auto-renovación. Estas poblaciones 
forman un linaje en el cual las CMHs de largo plazo dan origen a las CMHs de 
corto plazo, que a su vez dan origen a los progenitores multipotentes (Morrison SJ 
et al., 1997). A medida que las CMHs maduran, progresivamente van perdiendo su 
potencial de auto-renovarse pero se vuelven mitóticamente más activas, es decir, 
que en los compartimentos de célula progenitora hay muy poca capacidad de 
auto-renovación pero es más frecuente encontrar células mitóticamente activas allí 
que en los compartimentos de célula madre (Hoffman R et al, Stem cell model of 
hematopoiesis, 2000; Reya T et al., 2001). 
 
1.2.2 Propiedades Funcionales 
 
Existe una gran heterogeneidad entre subpoblaciones idénticas de CMHs, razón 
por la cual múltiples estudios realizados con el fin de identificar algunas de las 
propiedades funcionales de estas células arrojan resultados diversos aunque 
complementarios entre sí. 
 
El primer estudio cuantitativo de células madre fue realizado por Till y McCulloch 
en 1961 (Till JE et al., 1961). En éste, se obtuvieron células hematopoyéticas de la 
medula o el bazo de ratones donadores y se transplantaron por vía intravenosa a 
ratones previamente irradiados con dosis letales con el fin de destruir la 
hematopoyesis endógena y prevenir la generación de CMHs del hospedero. 
Algunas células inyectadas (aproximadamente 10%) se alojaban en el bazo y allí 
proliferaban y formaban clonas de colonias macroscópicas que podían ser 
contadas y a las cuales se les llamó unidades formadoras de colonia de bazo 
(UFC-B). Posteriores estudios de UFC-B se realizaron con el fin de determinar el 
potencial de proliferación y diferenciación de la célula iniciadora y de cuantificar 
CMHs in vivo. Actualmente es ampliamente aceptado que la única prueba que 
define una CMH es aquella en la cual se demuestra su capacidad de completar y 
mantener (más de 6 meses) la regeneración del sistema linfohematopoyético 
después de haber realizado transplante (Szilvassy SJ 2003). 
 
Los cultivos de medula a largo plazo (LTC [del inglés long-term cultures]) fuerondesarrollados por Dexter et al., (Dexter TM et al., 1977) y en ellos, medula ósea 
21 
humana o de ratón es cultivada en un medio con suero en frascos de cultivo 
plásticos, las células de la estroma forman una capa alimentadora adherente en la 
cual las CMHs y las células progenitoras en el inóculo proliferan y se diferencian 
por semanas y meses en ausencia de factores exógenos (Coloumbel L et al., 
1983). Las células de iniciación de cultivo a largo plazo (LTC-IC [del inglés long-
term culture initiating cells]) son células progenitoras más primitivas que las células 
formadoras de colonia (CFC), se pueden encontrar entre o bajo las células de la 
estroma, son capaces de iniciar y mantener la hematopoyesis por largos periodos 
de tiempo en cultivo y pueden reiniciar LTC secundarias. Menos del 0.1% de 
CMHs de la medula ósea son capaces de proliferar a largo plazo y de auto-
renovarse (Szilvassy SJ 2003). La proporción de LTC-IC con respecto a CFC en 
sangre periférica es de 1:50 mientras que en médula ósea es de 1:20 (39). Sin 
embargo, no se han encontrado diferencias significativas en el potencial de 
proliferación o diferenciación de las LTC-IC de médula ósea y de sangre en estado 
normal (Benboubker L et al., 2002). 
 
Los ratones diabéticos no-obesos con inmunodeficiencia combinada severa 
(NOD/SCID) son modelos quiméricos in vivo que llevan por un lado la mutación 
scid/scid, la cual representa un defecto en las células T y B, y por otro lado, 
defectos en la vía del complemento y en la función de los macrófagos (ratones 
NOD). Estas deficiencias inmunológicas permiten evitar el rechazo inmune de 
células xenogénicas, razón por la cual dichos modelos son ampliamente utilizados 
para realizar ensayos con células hematopoyéticas primitivas humanas inyectadas 
y determinar así, el potencial de repoblación que tienen las células (Pflumio F et 
al., 1996). Variaciones muy sutiles en los modelos in vivo utilizados para identificar 
poblaciones únicas de CMHs pueden tener efectos significativos en las 
frecuencias y propiedades funcionales encontradas y es importante considerarlas 
cuando se evalúan datos provenientes de diferentes estudios (Szilvassy SJ 2003). 
Se ha encontrado que el número de CMHs humanas transplantables que pueden 
ser recuperadas de medula ósea de ratones NOD/SCID puede ser expandido 
hasta 10 veces tratándolos con factor de célula madre, factor estimulante de 
colonia granulocito/monocito (FEC-GM) y eritropoyetina (EPO), justo antes de 
sacrificarlos (Cashman JD et al., 1999). Estas citoquinas aparentemente aumentan 
la probabilidad de auto-renovación de las CMHs humanas estimuladas para 
proliferar en modelos in vivo. Asimismo, recientemente, se desarrollaron ratones 
NOD/SCID con un silenciamiento en el gen de la β2 microglobulina, que además 
de poseer las características de los ratones NOD/SCID también carecen de 
células asesinas naturales (NK), facilitando así la diferenciación a multilinaje de 10 
veces más células de cordón umbilical que las que son requeridas para lograr un 
nivel de implantación similar en ratones NOD/SCID (Kollet O et al., 2000). 
 
22 
1.2.3 Identificación 
1.2.3.1 Marcadores de Superficie. A lo largo del proceso de maduración, las 
CMHs ganan y pierden ciertos marcadores de superficie, que permiten su 
aislamiento e identificación. A pesar del gran número de estudios realizados, aún 
no se ha podido encontrar un único marcador específico de las CMHs, sin 
embargo, el uso de combinaciones de marcadores permite agrupar mezclas de 
células funcionalmente heterogéneas en subgrupos un poco más homogéneos. 
 
 Marcadores de linaje. Debido a que las células hematopoyéticas primitivas 
no expresan marcadores de linaje propios de células más maduras específicas de 
la sangre, la ausencia de marcadores de linaje (lin) permite distinguir células 
inmaduras del resto de células diferenciadas que son más abundantes. La 
selección de células lin- proporciona un enriquecimiento típico de CMHs de 20 a 
500 veces, dependiendo de la combinación de marcadores usados. Algunos 
antígenos de linaje usados son marcadores eritroides como la glicoforina A, 
antígeno leucocitario humano-DR (HLA-DR), TER-119, marcadores linfoides como 
CD45, CD2, CD3, CD4, CD8, CD19, CD20 y mieloides como CD14, CD56 y CD33 
(Wognum AW et al., 2003). 
 
 CD34. Esta sialomucina, fue el primer marcador de diferenciación 
reconocido en las células hematopoyéticas primitivas humanas y se continúa 
usando para aislar progenitores y CMHs para uso clínico (Wognum AW et al., 
2003). Se expresa sobre CMHs y células progenitoras hematopoyéticas así como 
en células endoteliales de pequeños vasos y fibroblastos embriónicos. La 
densidad del antígeno CD34 es mucho más alta en progenitores tempranos, y la 
densidad disminuye progresivamente en células maduras. Las células 
completamente diferenciadas son CD34- (Sutherland DR et al., 1992; Young PE et 
al., 1995). CD34 se expresa aproximadamente en 1-4% de las células nucleadas 
en aspirados de medula ósea humana normal y en <1% de las células nucleadas 
en sangre periférica humana en estado normal (Wognum AW et al., 2003). La 
movilización y/o terapia citotóxica aumenta el nivel de células CD34+ en la sangre 
en >1% y se ha vuelto un buen método para aislar suficientes CMHs para 
transplantes mediante leucoferesis (Körbling M et al., 2001). 
 
Algunas más no todas las isoformas de CD34 podrían estar involucradas en la 
adhesión de CMHs, aunque de forma indirecta a través de la activación de otros 
receptores de adhesión de la superficie celular (Hoffman R et al., Anatomy and 
physiology of hematopoiesis, 2000). No se sabe si las interacciones dependientes 
de CD34 afectan a las CMHs o a las células progenitoras hematopoyéticas pero 
ratones CD34-/- han disminuido el número de progenitores en la medula (Cheng J 
et al., 1996), lo cual indicaría que este antígeno está involucrado en el crecimiento 
de los progenitores. 
 
23 
Células purificadas CD34+ son capaces de reconstituir la hematopoyesis 
multilinaje en ratones NOD/SCID irradiados (Larochelle A et al., 1996) y ha sido 
posible demostrar el potencial de implantación de células humanas CD34+ en 
varios transplantes autólogos y alogénicos (Civin CI et al., 1996; Vogel W et al., 
2000). Sin embargo, la frecuencia de células con actividad de progenitoras es 
<20%, la frecuencia de LTC-ICs es <1% y de CMHs <0.1%, en poblaciones de 
células CD34+ altamente purificadas (>90%) (Wognum AW et al., 2003). 
 
La distinción entre la población de CMHs, células progenitoras y células más 
maduras CD34+, es posible gracias al patrón de expresión de otros marcadores 
como CD38, un antígeno que se puede expresar entre un nivel intermedio y alto 
(>90%) en CMHs CD34+ que incluyen células formadoras de colonia, y se expresa 
aproximadamente en el 60% de LTC-ICs (Wognum AW et al., 2003). Las células 
CD34+CD38+ son más abundantes que las CD34+CD38-, pero se ha comprobado 
que estas últimas pueden reconstituir y mantener la hematopoyesis multilinaje en 
ratones inmunodeficientes después de realizar transplante (Verstegen MMA et al., 
1998). 
 
A pesar de utilizar el CD34 como un marcador de CMHs primitivas, también se 
han detectado células CD34- con potencial linfopoyético en cordón umbilical 
humano y en fuentes hematopoyéticas adultas, capaces de reconstituir la 
hematopoyesis multilinaje en ratones inmunodeficientes y de generar células 
CD34+ in vitro e in vivo. Sin embargo las CD34- son células raras detectables en 
células formadoras de colonia y sus precursores más no en LTC-ICs, por lo tanto 
el fenotipo de CMHs CD34- también se caracteriza por la ausencia de CD38, 
marcadores específicos de linaje y la expresión de CD133 (Wognum AW et al., 
2003; Bhatia M et al., 1998; Zanjani E et al., 1998; Nakamura Y et al., 1999; 
Zanjani ED et al., 2003). Al comparar células CD34-CD38-lin- con células 
CD34+CD38-lin-, solo una pequeña fracción de las primeras (0.2%) expresaba el 
marcador CD133y precisamente esas células fueron capaces de repoblar ratones 
NOD/SCID aunque la frecuencia de las células y el nivel de repoblamiento fue 100 
veces menor que el de las células con fenotipo CD34+CD38-lin- (Gallacher L et al., 
2000). Se sugiere que este bajo nivel de implantación puede deberse a que las 
células CD34- son incapaces de alcanzar la medula ósea después de transplante 
intravenoso, ya que se ha demostrado que la inyección directa de células CD34-lin- 
en la medula ósea de ratones NOD/SCID conlleva a niveles elevados de 
implantación, en comparación con células CD34+ (Wang J et al., 2003). 
 
 CD133. También conocido como AC133 (Yin AH et al., 1997; Miraglia S et 
al., 1997), se expresa en la mayoría más no en todas las células CD34+, 
incluyendo células repobladoras, progenitores inmaduros y progenitores 
monocito/granulocito, pero no en la mayoría de progenitores eritroides (Wognum 
AW et al., 2003). Se cree que representa el homólogo humano de las 
glicoproteínas prominina 5-transmembranal (PROML 1). La función específica y 
los ligandos potenciales de la familia de las promininas aún no han sido 
24 
caracterizados, sin embargo las promininas humanas y de ratón comparten 
asociación de membrana selectiva y perfiles de expresión en tejido similares 
(Bhatia M 2001). Las células CD133+ están presentes en sangre de cordón 
umbilical y en la medula ósea (Pasino M et al., 2000; Matsumoto K et al., 2000). 
Se ha demostrado la presencia de células CD133+CD34-CD38-Lin- en sangre 
periférica de adultos movilizada mediante FEC-G + factor de célula madre, con 
potencial de diferenciación a células CD34+ similar al de células derivadas de 
cordón umbilical (Hess DA et al., 2002). Aunque CD133 representa un importante 
marcador de superficie celular para la identificación de células madre y células 
progenitoras humanas, aún no es claro si el uso de este marcador otorga alguna 
ventaja sobre el uso de CD34 para el aislamiento o la expansión celular de CMHs 
y células progenitoras hematopoyéticas (Bhatia M 2001). 
 
 C-KIT. Conocido también como CD117, corresponde al receptor para el 
factor de célula madre, el cual promueve la proliferación y diferenciación de 
células progenitoras primitivas hematopoyéticas a células progenitoras 
comprometidas (Hoffman R et al., Growth factors, Cytokines, and the Control of 
Hematopoiesis, 2000). C-kit se expresa sobre aproximadamente 2/3 de las células 
CD34+ incluyendo las células progenitoras más comprometidas con linaje, pero 
está ausente de las células sanguíneas maduras circulantes. Sin embargo, el nivel 
de expresión de c-kit sobre células CD34+ a menudo es lo suficientemente alto 
como para permitir su uso en los métodos de aislamiento de células 
hematopoyéticas (Wognum AW et al., 2003). 
 
 CDP1. Fue identificado recientemente (proteína que contiene el dominio 
cub) y tiene un patrón de expresión similar al de CD133 (Conze T et al., 2003). No 
se expresa sobre células sanguíneas maduras y su expresión sobre células 
hematopoyéticas normales está restringido a células CD34+ incluyendo aquellas 
con actividad repobladora NOD/SCID. Al igual que CD34 y CD133, CDCP1 puede 
ser útil para el enriquecimiento de CMHs y células progenitoras pero no para su 
discriminación (Wognum AW et al., 2003). 
 
 KDR. También conocido como receptor del factor de crecimiento vascular-
endotelial-2 (VEGFR-2) o como Flk-1 en ratones. Se expresa aproximadamente en 
0.1-0.5% de las células CD34+ en la medula ósea humana adulta (Wognum AW et 
al., 2003). Se ha encontrado que células CD34+KDR+ son ricas en LTC-ICs así 
como en células repobladoras capaces de implantarse en ratones NOD/SCID, a 
diferencia de células CD34+KDR- que muestran poca habilidad de implantación 
(Hoffman R et al., Growth factors, Cytokines, and the Control of Hematopoiesis, 
2000). La activación de este receptor es importante en el mantenimiento de la 
viabilidad de CMHs aunque no promueve la proliferación celular (Wognum AW et 
al., 2003). 
 
 VEGFR1. Es otro receptor VEGF, se expresa aproximadamente en el 5% 
de las células CD34+ de cordón umbilical e hígado fetal humano y en la mayoría 
25 
de células repobladoras de ratones NOD/SCID. La estimulación de VEGFR1 por 
su ligando promueve el ciclo de CMH (Hattori K et al., 2002). 
 
1.2.3.2 Otras características. Además de la expresión de antígenos de 
superficie, las células primitivas hematopoyéticas también pueden ser identificadas 
por su habilidad de bombear fuera de ellas tinciones fluorescentes mitocondriales 
o de unión al ADN, como Rhodamina-123 (Rho) y Hoechst 33342 (Ho) (Wognum 
AW et al., 2003). Se ha encontrado que la mayoría de CMHs de tejidos adultos de 
humano y de ratón son Rho-/lo (Udomsakdi C et al., 1991; Spangrude GJ 1990), y 
que dicho fenotipo está determinado por la actividad de la glicoproteína-P, un 
transportador ABC que se expresa en la superficie celular (Chaudhary PM et al., 
1991). 
 
Las células de población lateral (SP [del inglés side population]) son una población 
de células Ho-/lo que ha sido designadas así ya que al analizarlas mediante la 
técnica de citometría de flujo, forman una agrupación de eventos característica 
hacia el lado izquierdo inferior de los perfiles de diagrama de puntos de células 
teñidas con Ho (Wognum AW et al., 2003). Este tipo de células ha sido identificado 
en cordón umbilical y medula ósea adulta y en medula ósea de monos (Goodell 
MA et al., 1997). Células SP de médula ósea de ratón pueden diferenciarse a 
cardiomiocitos y células endoteliales después de ser transplantadas (Jackson KA 
et al., 2001), lo cual indicaría que el fenotipo SP también es característico de 
células madre no hematopoyéticas. El fenotipo SP ha sido atribuido a una alta 
expresión de transportadores de membrana responsables también de la 
resistencia a múltiples drogas de las células tumorales, una de estas moléculas 
transportadoras es la ABCG2 (o BCRP1) otro miembro de la familia del gen 
transportador ABC, necesaria para mediar la salida de la tinción Hoechst en las 
células SP (Zhou S et al., 2001; Zhou S et al., 2002), por lo tanto ABCG2 podría 
ser un marcador útil en la identificación y aislamiento de CMHs primitivas. Aunque 
la purificación también podría lograrse aislando células con fenotipo CD34+CD38-
SP+, esta tinción es bastante tóxica para las CMHs, lo cual podría contrarrestar el 
grado de pureza (Wognum AW et al., 2003). 
 
1.2.4 Métodos de Separación y Aislamiento de Células Madre 
Hematopoyéticas. 
 
Debido a la baja frecuencia frecuencia de las CMHs en los tejidos, a que carecen 
de un marcador de superficie único que las identifique, y a que muchas de sus 
propiedades fenotípicas y características físicas son compartidas con otras células 
progenitoras y células maduras es muy difícil separarlas con la pureza suficiente 
para poder utilizarlas para transplantes clínicos o con fines investigativos. Por ello, 
se han desarrollado diferentes métodos para identificar las CMHs ya sea por sus 
26 
características físicas o por su funcionalidad. Estos métodos pueden variar en el 
grado de dificultad, en el tiempo requerido y en la disponibilidad de herramientas 
necesarias para desarrollarlos, y aunque con cada técnica es posible obtener 
CMHs con alto grado de pureza, éstas también pueden ser usadas en 
combinación para obtener mejores resultados. 
 
1.2.4.1 Métodos de selección sin anticuerpos. Las células hematopoyéticas 
varían en tamaño y densidad, y son capaces de moverse a través de un medio al 
aplicarle una fuerza centrífuga de acuerdo a la densidad del medio y al tamaño y 
densidad de la célula. Debido a esto se utiliza la técnica de centrifugar 
suspensiones de células hematopoyéticas en un medio de densidad como percoll 
o mezclas de ficol-hipaque, sin más enriquecimientos, para remover las células 
maduras más densas como los glóbulos rojos y los granulocitos, aunque es 
posible que se presente alguna pérdida (10-30%) de CMHs. Como la mayoría de 
técnicasde purificación de CMHs mediadas por anticuerpos están diseñadas para 
suspensiones de células de baja densidad, es necesario un primer paso de 
separación por densidad (Wognum AW et al., 2003). 
 
Bajo condiciones constantes la mayoría de CMHs permanecen inactivas mientras 
que el resto de células maduras se están dividiendo constantemente, es por ello 
que el uso in vivo o in vitro de drogas citotóxicas, como 5-fluorouracil (5-FU) e 
hidroxiurea, conllevan a la muerte selectiva de células dividiéndose y es posible 
recuperar poblaciones de CMHs antes de usar otro método de selección (Wognum 
AW et al., 2003). 
 
Se ha encontrado que las células hematopoyéticas poseen una resistencia relativa 
a agentes alquilantes como los derivados de la ciclofosfamida (Ej. 4-
hidroxiperoxiciclofosfamida y mafosfamida) (Gordon MY et al., 1985) debido a la 
expresión selectiva de la enzima aldehído deshidrogenasa (ALDH) (Sahovic EA et 
al., 1998; Moreb JS et al., 1995). Con el fin de identificar y aislar células 
hematopoyéticas humanas y de ratón se han usado sustratos fluorescentes para 
ALDH (Storms RW et al., 1999) y la escogencia de células ALDH+ ha llevado a 
encontrar poblaciones enriquecidas de células muy primitivas así como de células 
comprometidas con linaje. También se ha encontrado gran expresión de ALDH en 
células CD34+CD38- y en una pequeña población de células CD34-lin-CD38-, lo 
cual sugiere que la ALDH puede ser útil para aislar CMHs CD34-, aunque se 
necesitan más estudios que lo confirmen (Wognum AW et al., 2003). 
1.2.4.2 Métodos de selección basados en el uso de anticuerpos. Debido a la 
alta especificidad y diversidad de los anticuerpos monoclonales, usándolos en 
combinaciones adecuadas estos son de gran utilidad para separar diferentes 
subgrupos de células. Los anticuerpos se han usado acoplándolos con toxinas 
para eliminar células de forma específica, al igual que con antígenos de superficie 
con el fin de activar la cascada del complemento y lisar así poblaciones celulares. 
27 
También pueden acoplarse a matrices sólidas para permitir la adherencia celular a 
frascos, columnas y partículas magnéticas, así como a fluorocromos para usarlos 
en procedimientos de FACS (del inglés Fluoroescence Activated Cell Sorting). 
Estos métodos de separación basados en FACS presentan grandes ventajas ya 
que pueden generar suspensiones de alta pureza, aunque no son capaces de 
procesar grandes números de células, por lo cual esta tecnología se aplica 
típicamente a suspensiones en las cuales previamente se han removido células 
más maduras y el volumen de la muestra ha sido reducido (Wognum AW et al., 
2003). 
 
La selección de células usando anticuerpos que reconozcan antígenos 
expresados en la membrana celular puede realizarse de dos formas, la selección 
positiva se refiere al uso de anticuerpos específicos de marcadores de superficie 
presentes en las células que se desean aislar. El ejemplo más común es el 
aislamiento de células CD34+ con el fin de seleccionar células humanas 
hematopoyéticas primitivas. Por otro lado, también pueden ser usados anticuerpos 
que reconozcan antígenos que no están presentes en las células deseadas, esto 
se denomina selección negativa. El acoplamiento de anticuerpos a inmunotoxinas 
y a moléculas activadoras del complemento es una técnica de selección negativa, 
mientras que la técnica de FACS puede ser acoplada a selección positiva o 
negativa o de manera simultánea a las dos (Wognum AW et al., 2003). 
 
Para lograr un mayor grado de pureza en la separación de CMHs de una 
suspensión celular se utilizan varios pasos de selección positiva y negativa, 
aunque en la selección negativa es necesario utilizar varios anticuerpos para 
remover diferentes tipos de células no deseadas, mientras que la selección 
positiva puede realizarse con un solo anticuerpo. Sin embargo, en la selección 
positiva es necesario remover las células marcadas con el anticuerpo de la matriz 
de separación. Recientes avances en la separación celular magnética han 
permitido superar esta desventaja mediante el de partículas magnéticas muy 
pequeñas en un sistema que no requiere columna de separación (EasySepTM, 
StemCell Technologies, Inc., Vancouver, BC, Canada) (Thomas TE et al., 1997). 
Entre las ventajas que presenta este método esta el hecho de que las partículas 
magnéticas son muy pequeñas de manera que pueden unirse fácilmente a las 
células marcadas y no requieren ser removidas ya que no interfieren con el 
posterior análisis del cultivo o con la citometría de flujo, además las células 
deseadas quedan adheridas al tubo de separación y el resto de células son 
removidas. Antes del desarrollo de esta nueva técnica, las células marcadas con 
partículas magnéticas de tamaño submicra debían ser separadas magnéticamente 
en una columna con matriz magnetizable, luego de esto se requería un paso extra 
para remover las células purificadas de la columna (Ej. StemSepTM, StemCell 
Technologies, Inc., y MACS, Miltenyi Bistec, Auburn, CA, USA). Una desventaja 
que presentan todos los métodos de selección positiva es que pueden remover 
células más primitivas que no expresen el marcador utilizado, como las CMHs 
28 
CD34-, además, al remover células maduras se pueden estar eliminando 
poblaciones celulares que podrían ser tener importantes funciones accesorias 
necesarias para el asentamiento y la implantación celular (Wognum AW et al., 
2003; Bonnet D et al., 1999; Verstegen MMA et al., 1998). 
 
En los métodos de selección positiva, el marcador más usado es el CD34 y puede 
proporcionar un enriquecimiento de 25 a 100 veces de CMHs y células 
progenitoras (Wognum AW et al., 2003). Actualmente, todos los métodos 
disponibles se basan en principios inmunomagnéticos mediante el uso de 
abundantes micro-gotas (Ej. Dynabeads , Dynal, Oslo, Norway), pequeñas 
nanopartículas con una columna magnética (StemSepTM, MACS), y nanopartículas 
sin columna (EasySepTM). La figura 1.1 es una representación esquemática del 
método de selección inmunomagnético sin columna EasySepTM para el 
enriquecimiento de células CD34+. Los sistemas CliniMACS (Miltenyi Biotec) y 
Isolex (Baxter Healthcar Corp., Deerfield, IL, USA) han sido adaptados para 
llevar a cabo la selección a gran escala de células CD34+ de medula ósea o para 
cultivar células de sangre inmovilizada con el fin de usarlas en transplantes 
clínicos (Wognum AW et al., 2003). 
 
El uso del marcador CD133 para aislar CMHs solamente ofrece un 
enriquecimiento 2 a 5 veces mayor de CMHs que la selección positiva de células 
CD34+, sin embargo, la selección de células CD133+ podría ayudar a retener ese 
extraño grupo de CMHs que son CD34- (Wognum AW et al., 2003). 
 
En los métodos de selección negativa la eliminación de células maduras se realiza 
utilizando un cóctel de anticuerpos específicos para marcadores de linaje, 
mediante el uso de frascos de poliestireno, partículas densas, nanopartículas 
paramagnéticas o glóbulos rojos presentes en la muestra. En la técnica 
RosetteSepTM (figura 1.2), los glóbulos rojos de la muestra se unen 
selectivamente a las células que se desea eliminar a través de complejos de 
anticuerpos tetraméricos formando inmuno-rosetas, las cuales son removidas de 
la muestra por sedimentación en un procedimiento estándar de centrifugación por 
densidad usando Ficoll-PaqueTM. 
 
La selección negativa permite mayor flexibilidad en la selección del tipo de célula 
deseada, al igual que en el grado de enriquecimiento y recuperación de la misma. 
Dependiendo de la combinación y las concentraciones de los anticuerpos usados, 
un cóctel puede ser hecho a la medida con el fin de desechar subgrupos de 
células específicas (Wognum AW et al., 2003). Los marcadores CD38, CD45RA y 
CD71 se expresan en precursores tempranos hematopoyéticos de diferentes 
linajes pero no en CMHs. El uso de estos marcadores permite de 5 a 10 veces 
mayor enriquecimiento de LTC-ICs desechando progenitores mieloides 
CD38+CD45RA+ y progenitoreseritroides CD71-alto (Thomas TE et al., 1997). 
 
 
29 
Figura 1.1 Selección positiva para la separación de células humanas CD34+ usando EasySepTM. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Tomado de: StemCell Technologies. Recuperado el 30 de abril de 2005 en 
www.stemcell.com/technical/bulletins.asp 
 
30 
Figura 1.2 Selección negativa mediante formación de inmuno-rosetas usando RosetteSepTM. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Tomado de: StemCell Technologies. Recuperado el 30 de abril de 2005 en 
www.stemcell.com/technical/bulletins.asp 
 
31 
1.2.4.3 Ensayos funcionales. El objetivo de los ensayos funcionales 
consiste en identificar por separado las diferentes clases de células progenitoras 
hematopoyéticas que son producidas secuencialmente durante el proceso de 
maduración de células madre a células funcionalmente diferenciadas. Sin importar 
si el ensayo es in vivo o in vitro, se deben tener en cuenta dos requisitos 
importantes: uno es la interpretación de los resultados, que solo dependerá de la 
función de las células, y el segundo es evaluar de forma precisa el número y el 
potencial de proliferación de dichas células en ensayos cuantitativos. Todos los 
ensayos miden proliferación celular a través del número de células producidas, y 
potencial de diferenciación estimando el número de linajes diferentes 
representados en la progenie (Coulombel L 2004). 
 
Existen ensayos de células hematopoyéticas in vitro e in vivo. Entre las pruebas in 
vitro se incluyen los ensayos a largo plazo en los cuales células madre logran 
más de 15 divisiones en un periodo que excede las 5 semanas. Una característica 
común en estos ensayos es que los sistemas requieren la presencia de células 
alimentadoras capaces de proveer un sustrato y una fuente de factores 
reguladores con el fin de reconstituir la complejidad del microambiente medular in 
vivo. Inicialmente las células alimentadoras provenían de células mesenquimales 
derivadas de medula ósea y constituían la capa adherente, mientras que las 
células que se deseaba evaluar estaban escondidas en esta capa y proliferaban 
en la fracción no adherente (Dexter TM et al., 1977). Subsecuentemente, se han 
ido introduciendo variaciones en las cuales las células alimentadoras y las células 
progenitoras se cultivan por separado. Las primeras, provienen de líneas celulares 
de estroma derivadas de medula ósea de ratón e inmortalizadas 
espontáneamente, las más utilizadas son MS-5, S17, AFT024, M210B4. Las 
segundas, son células fenotípicamente purificadas de diferentes tejidos humanos y 
adultos, las LTC-ICs más comunes son CD34+CD38bajo/-. Con el fin de evaluar 
proliferación celular se realizan experimentos de diluciones limitantes usando 
estadística de Poisson (Coulombel L 2004). 
 
Los ensayos a corto plazo son otro tipo de pruebas in vitro, en donde las células 
progenitoras comprometidas con linaje logran de 5-10 divisiones en menos de 3 
semanas. En este tipo de ensayos los factores de crecimiento que se requieren ya 
han sido ampliamente caracterizados y la mayoría están disponibles como 
proteínas recombinantes, a diferencia de los ensayos a largo plazo, en los cuales 
se sabe muy poco acerca de la compleja red de células y moléculas accesorias 
necesarias para el crecimiento óptimo de las células madre. Es por esto que, 
mientras los ensayos a corto plazo han sido fácilmente estandarizados, todavía se 
usan múltiples condiciones en los ensayos a largo plazo, por lo cual se debe tener 
precaución al comparar datos obtenidos de diferentes laboratorios, a pesar de que 
los ensayos usados compartan el mismo nombre (Coulombel L 2004). 
 
Los ensayos in vivo se han usado para definir una jerarquía de células 
32 
hematopoyéticas transplantables en ratones y en menor medida en humanos. 
Mediante estos ensayos es posible identificar diferentes tipos de células madre y 
células progenitoras. Dos parámetros importantes son medidos, longevidad y 
multipotencialidad. Mientras que en los ensayos in vitro la longevidad es 
expresada en semanas, para los ensayos in vivo, ésta es medida en meses, 
permitiendo identificar verdaderas células madre en el ratón gracias a su 
funcionalidad, como producir progenie de los linajes linfoide y mieloide. La 
habilidad de las células madre para asentarse en la medula ósea de receptores de 
transplantes era una variable difícil de controlar anteriormente, pero gracias a los 
ensayos in vivo ahora es posible utilizar este criterio para definir las células 
reconstituyentes a largo plazo, capaces de producir células diferenciadas de 
múltiples linajes hematopoyéticos durante meses tanto en medula ósea como en 
órganos linfoides periféricos de ratón (Coulombel L 2004). 
 
La identificación de células progenitoras humanas primitivas se realiza mediante el 
uso de ratones inmunodeficientes. Las cepas SCID (Kamel-Reid S & Dick JE 
198878-80) y NOD/SCID (41,79,81) pueden aceptar transplantes humanos. A 
pesar de su inmunodeficiencia e hipersensibilidad a la radiación ionizante, los 
hospederos inmunodeficientes requieren de radiación moderada (3.5 Gy) para 
permitir así la implantación de células humanas en tejidos de ratones, y la dosis de 
radiación se correlaciona positivamente con la proporción de células humanas 
implantadas (Coulombel L 2004). Además, se ha comprobado que no hay 
necesidad de suplementar a los ratones con citoquinas humanas si se han 
inyectado más de 5000 células (Bonnet D et al., 1999) 
 
Todos estos métodos de selección y purificación pueden ser usados en 
combinación para lograr mejores resultados en la identificación y aislamiento de 
poblaciones biológicamente homogéneas de CMHs, con el fin de alcanzar 
mayores avances en el campo de las investigaciones funcionales y moleculares de 
los mecanismos que regulan la auto-renovación, restricción de linaje, y 
diferenciación, así como en la expansión ex vivo, y en otro tipo de manipulación 
encaminada a promover la recuperación hematopoyética después de terapia 
citoreductiva o transplante.
33 
2. CRECIMIENTO Y AUTO-RENOVACIÓN DE LAS 
CÉLULAS MADRE HEMATOPOYÉTICAS 
 
 
Los procesos de auto-renovación y diferenciación de las células madre 
hematopoyéticas están ampliamente regulados por diferentes factores que 
permiten mantener un balance entre el número de células primitivas capaces de 
mantener la hematopoyesis y el número de células maduras con funciones 
especializadas. Aunque los mecanismos de regulación de auto-renovación no 
están completamente elucidados, se cree que cuando el crecimiento de las células 
hematopoyéticas inmaduras no está siendo controlado de manera adecuada, 
puede llegar a generarse un proceso maligno que conlleve a la producción de 
células tumorales. 
 
El proceso de la hematopoyesis involucra la auto-renovación de células madre, la 
expansión de células progenitoras comprometidas con linaje y la maduración de 
las células a los elementos terminales de la sangre. Una célula madre 
hematopoyética (CMH) puede tener diferentes destinos (Figura 2.1): a través de la 
división asimétrica una sola división puede dar origen a dos células madre 
idénticas, una permanece en estado de quiescencia en fase G0 y la otra prolifera y 
se diferencia en células más maduras. Mediante la división simétrica puede 
producir dos células madre idénticas que permanecerán en fase G0 del ciclo 
celular, o dos células diferenciadas. También puede entrar en apoptosis o puede 
permanecer en estado de quiescencia. Las células madre hematopoyéticas se 
caracterizan porque permanecen en estado de quiescencia durante largos 
períodos de tiempo. Actualmente, es bastante aceptado que el comportamiento de 
una célula es el resultado de interacciones complejas entre redes de trabajo 
genéticas, de señalización y metabólicas. 
 
Las CMHs expresan genes relacionados con linaje, que pueden ser consolidados 
o reprimidos justo antes de la diferenciación (BrunoL et al., 2004), es decir que 
una célula diferenciándose progresa de un programa de expresión génica 
complejo a programas menos complejos (Hoang T, 2004). Además de estos 
factores intrínsecos, las células hematopoyéticas requieren de estimulación 
constante de su entorno para sobrevivir. Estas señales ambientales pueden 
presentarse a través de interacción directa entre células, o a por la acción de 
mediadores solubles. En ausencia de estas señales las células pueden entrar en 
apoptosis. 
 
Se han propuesto dos modelos opuestos que conllevan a la diferenciación de las 
CMHs. El primero es el modelo estocástico, el cual implica que la elección de 
linaje es un proceso intrínseco de la célula que ocurre por el azar. Un número fijo 
34 
de células madre es generado durante la embriogénesis, estas células 
sucesivamente y de forma azarosa empiezan a proliferar y a diferenciarse a 
células maduras y a medida que las células proliferan, empiezan a perder de 
forma progresiva su habilidad de auto-renovarse. El segundo modelo es el 
inductivo, el cual se refiere a la existencia de estímulos externos que dirigen el 
destino celular. En este modelo, un pequeño número de células madre se 
desarrollan durante la embriogénesis y pueden reproducirse y auto-renovarse de 
forma extensa para generar células hijas con el mismo potencial proliferativo y de 
desarrollo que el de las células parentales. Solo una proporción de estas últimas 
células será la que se diferencie y madure (Bellantuono I 2004). 
 
 
Figura 2.1 Posibles destinos de la célula madre hematopoyética. 
 
Tomado de: Attar, E.C., & Scadden, D.T. (2004). Regulation of hematopoietic stem cell growth. Leukemia, 
18, 1760–1768. 
 
 
 
Hasta el momento no hay evidencia definitiva que confirme alguno de los dos 
modelos. Respaldando el primer modelo están experimentos en los cuales 
transplantes en serie de la medula ósea de ratones conllevaron a la pérdida 
progresiva del potencial regenerativo de las células madre (Siminovitch L et al., 
1964). Sin embargo, aún no es claro si la disminución del potencial regenerativo 
es el resultado del procedimiento de transplante, del envejecimiento del ambiente 
35 
en el cual las células se alojan y empiezan el proceso de hematopoyesis, o de un 
descenso en la capacidad regenerativa. 
 
A favor del modelo inductivo se ha mostrado que un solo ratón contiene suficientes 
células madre para re-poblar al menos mil ratones y son posibles como mínimo 
cinco transferencias sucesivas sin que ocurra pérdida aparente de la habilidad de 
re-poblar ratones anémicos W/Ww (Harrison DE 1979). Esto implica que las 
células madre son capaces de producir más células madre. Quienes se oponen al 
modelo estocástico proponen la existencia de un microambiente inductivo en el 
bazo, es decir que las células hematopoyéticas pueden ser re-programadas por su 
ambiente. Por ejemplo, durante el desarrollo fetal la expresión del gen de la 
globina cambia de un programa embrionario que ocurre en los islotes eritrocitarios 
del saco vitelino a un programa adulto cuando la hematopoyesis se establece en 
el hígado fetal y luego en la medula ósea. Se ha encontrado que al inyectar CMHs 
adultas en blastocistos, se expresaban globinas embrionarias derivadas del 
donante en los estados apropiados del desarrollo, y de forma contraria, células 
progenitoras embrionarias y fetales transplantadas a receptores adultos 
expresaban globinas de tipo adulto (Geiger H et al., 1998). 
 
Estos dos modelos podrían unirse en un solo punto de vista, desde el cual se 
considerara al sistema hematopoyético como una población heterogénea de 
células madre que pueden ser diferentes a nivel genético, siendo las más 
inmaduras relativamente resistentes a los estímulos de proliferación y 
diferenciación con respecto a las más maduras, las cuales tienen mayor 
probabilidad de comprometerse con algún linaje. Sin embargo, ninguna de estas 
células tiene suficiente potencial proliferativo para repoblar todo un hospedero al 
que se le han eliminado las células hematopoyéticas y seguir siendo útiles como 
fuente de células repobladoras para diferentes aplicaciones clínicas (Bellantuono I 
2004). 
 
 
2.1 CICLO CELULAR 
 
2.1.1 Introducción 
 
Una célula somática vive y funciona hasta que se divide o muere. Cuando es 
estimulada para dividirse, pasa a través de una serie de transformaciones cíclicas 
que dan origen a dos células hijas idénticas al final de cada ciclo de división 
celular. Este ciclo celular agrupa una serie de criterios bioquímicos y morfológicos, 
y cuando se repite una y otra vez se convierte en una fuente constante de nuevas 
células. El ciclo celular se divide en las fases secuenciales S, G2, M y G1. 
36 
 Fase S. En la fase S ocurre la síntesis de ADN y la célula replica su 
contenido genético. Una célula diploide somática comienza esta fase siendo 2N en 
cuanto a su contenido de ADN y se convierte en 4N al término de esta. La 
duración de la fase S puede variar entre un par de minutos en la división rápida de 
las células embrionarias tempranas, hasta un par de horas en la mayoría de 
células somáticas. Las células en estados de desarrollo tardíos y en organismos 
maduros deben transcribir activamente subgrupos de genes para sobrevivir y 
mantener funciones especializadas. El máximo tiempo requerido por que estas 
células completen la fase S debe permitirles coordinar la replicación del ADN con 
la transcripción y preservar así la información estructural de orden superior la cual 
está influida por la expresión génica que será transmitida a las células de la 
progenie. 
 
 Fase M. La fase M o mitosis es el periodo de división nuclear y celular 
durante el cual los cromosomas duplicados se dividen equitativamente entre las 
dos células de la progenie. Microscópicamente es el período de la condensación 
cromosómica, el rompimiento de la cubierta nuclear, la reorganización del 
citoesqueleto para formar el huso mitótico, la segregación de cromosomas a polos 
opuestos, la re-formación de las cubiertas nucleares (con lo cual se completa la 
división nuclear o cariocinesis), y la separación física de las dos células hijas (con 
la cual se completa la división celular o citocinesis). Una célula entra a fase M con 
contenido de ADN 4N y la finaliza como dos células, cada una con contenido de 
ADN 2N. 
 
 Fases G1 y G2. Inicialmente estas fases fueron consideradas intervalos (en 
inglés “gaps”) entre las fases M y S del ciclo celular. G2 es el período entre S y M 
cuando las células han terminado de replicar su ADN, se preparan para dividirse, y 
su contenido de ADN es 4N. Para la mayoría de células que entran a la fase S, el 
paso a través de G2 es automático, y la duración de esta fase es fija, excepto bajo 
circunstancias inusuales. La duración de G2 puede ser extremadamente corta y 
puede no ser detectada en células embrionarias que se dividen rápidamente. 
 
G1 corresponde al período entre M y S, es el intervalo entre la finalización de un 
ciclo de división y el inicio del siguiente. En la mayoría de los casos su duración es 
variable, puede ser prolongada dependiendo del tipo de célula, y está sujeta a la 
regulación por parte de factores ambientales como la disponibilidad de factores de 
crecimiento y nutrientes. Este es el período de crecimiento celular ya que 
usualmente se requiere cierto incremento en la masa celular antes de iniciar la 
siguiente fase S. Se podría decir que la cantidad de tiempo que una célula gasta 
en G1 es inversamente proporcional a su tasa de proliferación. Cuando no hay 
condiciones adecuadas para la proliferación, las células se detienen en G1, y 
aquellas que están en S, G2 o M usualmente completan el ciclo y se detienen 
cuando llegan a G1. 
 
37 
La fase G1 ha sido subdividida en segmentos y puntos reguladores basados en 
estudios acerca de la respuesta proliferativa de células a la aplicación secuencial 
de diferentes factores de crecimiento, nutrientes e inhibidores metabólicos. El 
punto de