SELECCION_Y_CULTIVO_DE_ALGAS_VERDES_OLEO

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UNIVERSIDAD CENTROAMERICANA 
さJO“É “IMEÓN CAÑA“ざ 
 
 
 
 
SELECCIÓN Y CULTIVO DE ALGAS VERDES OLEO-PRODUCTORAS 
COMO FUENTE DE MATERIA PRIMA PARA PROCESOS DE 
BIODIESEL 
 
TRABAJO DE GRADUACIÓN PREPARADO PARA LA 
FACULTAD DE INGENIERÍA Y ARQUITECTURA 
 
PARA OPTAR AL GRADO DE 
INGENIERA(O) QUÍMICO 
 
POR: 
GABRIELA MARÍA AVELAR BONILLA 
FÁTIMA ELENA CARDOZA ZALDÍVAR 
RAFAEL ERNESTO OLIVARES MELÉNDEZ 
 
OCTUBRE 2012 
ANTIGUO CUSCATLÁN, EL SALVADOR, C.A. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RECTOR 
ANDREU OLIVA DE LA ESPERANZA, S.J. 
 
 
SECRETARIA GENERAL 
CELINA PÉREZ RIVERA 
 
 
DECANO DE LA FACULTAD DE INGENIERÍA Y ARQUITECTURA 
CARLOS GONZALO CAÑAS GUTIÉRREZ 
 
 
COORDINADORA DE LA CARRERA DE INGENIERÍA QUÍMICA 
MARÍA DOLORES ROVIRA QUEZADA 
 
 
DIRECTOR DEL TRABAJO 
LEONEL ERNESTO HERNÁNDEZ 
 
 
LECTOR 
CARLOS GONZALO CAÑAS GUTIERREZ 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
Agradecemos a Dios porque en su gran amor nos permitió esta increíble experiencia de 
estudiar Ingeniería Química que ahora concluye en el trabajo de graduación. 
Además por su apoyo desinteresado en la presente investigación agradecemos a: 
 Ing. Leonel Hernández, director del trabajo de graduación. 
 Ing. Carlos Cañas, segundo lector del trabajo de graduación. 
 Lic. Carmen Elena Menjívar, encargada del laboratorio de Análisis Instrumental. 
 Lic. Rodolfo Menjívar, director de la Escuela de bilogía de la Universidad Nacional de El 
Salvador. 
 Marcela Puro, estudiante de Licenciatura en Biología de la Universidad Nacional de El 
Salvador. 
 Lic. Aracely Artiga, encargada del laboratorio de Servicios de Química Agrícola. 
 Lic. Frida Monzón. 
 Sr. Ismael Recinos. 
 Josué David Valdez. 
 Jaqueline López. 
 
 
DEDICATORIA 
A mis padres Luis Fernando y Emma Dinorah por su apoyo incondicional, su ejemplo 
inspirador, sus valores, sus consejos y sobre todo por su amor. 
A mis hermanos Luis, Emma y Gustavo por escucharme, aconsejarme y animarme durante 
el transcurso de mi carrera. 
A mis tíos y primos por motivarme y aconsejarme oportunamente. 
A mis amigos y amigas incondicionales quiénes me ayudaron, animaron y aconsejaron 
siempre que lo necesité; en especial a Rafael y Fátima sin quiénes no habría sido posible 
realizar este trabajo de graduación y con quiénes compartí momentos inolvidables. 
A todos los maestros que contribuyeron en cada etapa de mi formación académica. 
Gabriela María Avelar Bonilla 
 
 
DEDICATORIA 
さUﾐos Iueﾐtaﾐ Ioﾐ sus Iarros de guerra y otros Iueﾐtaﾐ Ioﾐ sus IaHallos; pero ﾐosotros 
contamos con el Señor nuestro Dios. A ellos se les doblan las rodillas, y caen, pero 
nosotros seguimos firﾏes y eﾐ pie.ざ 
Salmo 20: 7-8 
Marcando el final de una etapa tan importante, quiero dedicar este logro, en primer lugar 
a Dios porque sin Él nada en mi vida sería posible, por darme fuerza cuando las cosas no 
fueron fáciles, por guiarme en cada paso y por poner ángeles en mi camino que estuvieron 
a cada momento conmigo cuando más lo necesite. 
A mis abuelitas mama Nena y mama Gaby que con ternura supieron apoyarme y llenarme 
de mucho amor. 
A mis padres Alex y Gladys que con grandes sacrificios me apoyaron en todo y me 
animaron a seguir siempre hacia adelante a pesar de los obstáculos. 
A mi hermana Alexia que siempre me sacó una sonrisa, y con su cariño y admiración 
incondicionales me impulsaron a dar siempre lo mejor de mí. 
A Gaby y a Rafa mis compañeros de trabajos y aventuras, que siempre me supieron 
comprender y dar una mano amiga. 
A mis amigos de mi grupo de la comunidad quienes siempre me tuvieron en sus oraciones. 
Y a los compañeros de universidad, con los que tuve la oportunidad de trabajar en grupo, 
con los que disfrutamos buenos momentos y risas, quienes gratamente me brindaron su 
amistad. 
Fátima Elena Cardoza Zaldívar
 
 
DEDICATORIA 
A Dios quien ha caminado conmigo todo este trayecto y ha sido la fuente e inspiración de 
este trabajo, 
A la Virgen María por enseñarme a caminar en la sabiduría, 
A mis padres, Marlon y Rosario, quienes fueron mis primeros educadores y por su apoyo y 
esfuerzo formaron gran parte de lo que soy, 
A mis padrinos y tíos por apoyarme cuando más lo necesitaba, 
A mis amigos por los buenos momentos que vivimos haciendo este trabajo, y 
A vos R.C. fuente de mi inspiración. 
 
No rain, no rainbow. 
Rafael Ernesto Olivares Meléndez 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
i 
RESUMEN 
Las microalgas y cianobacterias pueden definirse como un conjunto heterogéneo de 
microorganismos fotosintéticos, unicelulares, procariontes y eucariontes, que utilizan la 
luz como fuente de energía para fijar el dióxido de carbono. 
Se desarrollan en ecosistemas muy diversos tales como aguas marinas, dulces, salobres, 
residuales o en el suelo, bajo un amplio rango de temperaturas, pH y disponibilidad de 
nutrientes; se les considera responsables de la producción del 50% del oxígeno y de la 
fijación del 50% del carbono en el planeta. Existen muchas variedades de especies y 
pueden clasificarse de acuerdo a parámetros como pigmentación, ciclo de vida, 
morfología y estructura celular. 
En cuanto a la biosíntesis de ácidos grasos triglicéridos en las algas puede decirse que es 
similar a las plantas superiores. Por lo general, los lípidos comprendidos en las microalgas 
constituyen del 20 al 50% de su peso seco, las especies que producen más de un 30% se 
deﾐoﾏiﾐaﾐ けoleagiﾐosasげ. 
Los principales estímulos químicos para la producción de lípidos son la deficiencia de 
nutrientes (nitrógeno, fósforo, azufre y silicio), la salinidad (para el caso de algas que 
crecen en medios salobres) y el pH del medio de cultivo; los físicos son la temperatura y la 
intensidad luminosa. Además de estos factores, la fase de crecimiento y la edad de cultivo 
también afectan el contenido y composición de los ácidos grasos, observándose un mayor 
contenido de lípidos en la fase estacionaria con respecto a la fase logarítmica. 
El proceso de producción de biodiesel a partir de microalgas consta de 4 etapas 
fundamentales: Cultivo de microalgas, recuperación de la biomasa, extracción de lípidos y 
transesterificación. 
Una especie de microalga se denomina apta como materia prima para procesos de 
biodiesel cuando su tasa de crecimiento es rápida, tiene un contenido alto de lípidos, 
capacidad de adaptación a distintas condiciones, tolerancia a contaminantes, esfuerzos 
cortantes y alta fijación de CO2. 
 
ii 
En El Salvador se encuentran diferentes tipos de microalgas, sin embargo no existe un 
estudio donde se les clasifique de acuerdo a su contenido de aceite. De las que se han 
identificado y podrían ser viables como materia prima para la producción de biodiesel son 
de la clase de las diatomeas las especies Nitzchia y Navícula; y de la clase de cianofíceas 
las especies Microcystis sp. y Oscillatoria sp. 
Los sistemas empleados en la producción de biomasa microalgal se dividen en dos tipos: 
Abiertos (estanques artificiales, estanques tipo circuito, entre otros), Cerrados 
(Fotobiorreactores tubulares, columnas de burbujeo, entre otros). Para diseñar un 
fotobiorreactor se deben tomar en cuenta diversos aspectos para obtener buenos 
rendimientos, sin costos muy elevados. Los aspectos más importantes a tomar en cuenta 
son: Saturación y dilución de la luz, atenuación y reducción de la trayectoria de la luz, 
fluctuación de la luz en el cultivo, suplemento de CO2 y aireación, y mezclado del cultivo. 
Otra fase importante en el proceso de producción es la extracción del aceite. Las técnicas 
son varias y pueden clasificarse en métodos mecánicos, químicos o una combinación de 
ambos. Pero se fundamentan en el rompimiento de las paredes celulares de las microalgas 
y la obtención de sus componentes con mayor selectividad por los lípidos. 
El estudio experimental realizado demuestra quelas especies de microalgas obtenidas del 
lago de Suchitlán se acomodan y se desarrollan adecuadamente en las condiciones del 
laboratorio. 
Cuando se utiliza el fertilizante de sulfato de amonio la velocidad de crecimiento de 
microalgas obtenida es mayor; sin embargo, duplicar la cantidad de fertilizante no genera 
un incremento proporcional en la velocidad de crecimiento de las microalgas. 
La velocidad de crecimiento de microalgas depende del pH, de la concentración de 
oxígeno disuelto y de la temperatura; también se demostró que la agitación mecánica es 
favorable a la velocidad de crecimiento de microalgas, permite una mejor distribución de 
la luz solar y una uniforme disolución del fertilizante. Por lo que es necesario efectuar 
ensayos de cultivo manteniendo constantes los parámetros de pH y temperatura, con el 
 
iii 
fin de determinar qué condiciones producen una mayor velocidad de crecimiento en el 
cultivo. 
Se compararon dos métodos de extracción de aceite, y se determinó que el método de 
ultrasonido asistido por solvente químico es una alternativa más eficaz y rentable que el 
método Goldfish. 
El tener un exceso de nutrientes en el medio de cultivo y la coexistencia de varias 
especies de microalgas tiene como consecuencia que el rendimiento de aceite obtenido a 
partir de la biomasa microalgal sea bajo. Se recomienda determinar el contenido de 
lípidos de las especies cultivadas. Realizar pruebas de cultivo con distintas 
concentraciones del fertilizante de sulfato de amonio, además monitorear cómo varía la 
concentración de éste en el tiempo y determinar la tasa de consumo de fertilizante. 
Para finalizar, se recomienda la construcción de un Fotobiorreactor tubular que mantenga 
un pH básico en el medio, cultivar una sola especie en él con agitación mecánica constante 
y burbujeo de CO2, manteniendo una temperatura entre los 24-26 ºC. Realizando pruebas 
a lo largo de todo el año, para saber cuál es la época propicia para un mejor cultivo. 
 
iv 
 
 
 
 
 
 
ÍNDICE 
‘E“UMEN …………………………………………………………………………………………………………………………i 
ÍNDICE DE TABLAS .......................................................................................................................ix 
ÍNDICE DE FIGURAS .....................................................................................................................xi 
SIGLAS ......................................................................................................................................... xv 
ABREVIATURAS ......................................................................................................................... xvii 
SIMBOLOGÍA .............................................................................................................................. xix 
CAPÍTULO 1. INTRODUCCIÓN ..................................................................................................... 1 
1.1 Antecedentes ............................................................................................................... 1 
1.2 Definición y justificación del problema ...................................................................... 3 
1.3 Objetivo general ........................................................................................................... 4 
1.4 Objetivos específicos ................................................................................................... 4 
1.5 Alcances ........................................................................................................................ 4 
CAPÍTULO 2. MICROBIOLOGÍA DE LAS MICROALGAS ............................................................... 5 
2.1 Tipos de algas ............................................................................................................... 5 
2.2 Síntesis de lípidos ......................................................................................................... 7 
2.3 Nutrientes y condiciones inciden en la obtención de lípidos ................................... 8 
CAPÍTULO 3. DESCRIPCIÓN DE ESPECIES DE MICROALGAS UTILIZADAS COMO MATERIA 
PRIMA PARA LA PRODUCCIÓN DE BIOCOMBUSTIBLES .......................................................... 11 
CAPÍTULO 4. CULTIVO DE MICROALGAS .................................................................................. 23 
4.1 Producción de microalgas. ........................................................................................ 23 
4.2 Sistemas abiertos. ...................................................................................................... 24 
4.3 Sistemas cerrados ...................................................................................................... 25 
4.3.1 Fotobiorreactor tubular. .................................................................................... 25 
 
 
4.3.2 Fotobiorreactor de placa. .................................................................................. 26 
4.3.3 Fotobiorreactor de Columna de Burbujas ........................................................ 27 
4.4 Ventajas y desventajas de los sistemas empleados en la producción de biomasa 
microalgal. ............................................................................................................................. 27 
4.5 Técnicas de cultivo. .................................................................................................... 29 
4.6 Criterios de Selección para la Forma de Cultivo ...................................................... 33 
4.6.1 Especie vrs Conglomerado................................................................................. 33 
4.6.2 Modelo de Fotobiorreactor ............................................................................... 34 
4.7 Diseño del Fotobiorreactor Semi Continuo ............................................................. 34 
CAPÍTULO 5. TECNOLOGÍAS DE OBTENCIÓN DE ACEITE A PARTIR DE MICROALGAS .......... 39 
5.1 Tipos de extracción .................................................................................................... 39 
5.1.1 Extracción con solvente químico....................................................................... 39 
5.1.2 Extracción asistida por microondas. ................................................................. 40 
5.1.3 Extracción mediante ultrasonido. ..................................................................... 41 
5.1.4 Extracción mediante fluidos supercríticos. ...................................................... 41 
5.1.5 Shock osmótico. ................................................................................................. 41 
5.1.6 Destrucción mecánica. ....................................................................................... 41 
CAPÍTULO 6. METODOLOGÍA.................................................................................................... 43 
6.1 Muestreo. ................................................................................................................... 43 
6.2 Cultivo de microalgas en el laboratorio. .................................................................. 45 
6.3 Medición del crecimiento de la biomasa microalgal y monitoreo de distintos 
parámetros en el cultivo....................................................................................................... 48 
6.4 Extracción de aceite. .................................................................................................. 51 
6.4.1 Método de extracción de grasas por medio de ultrasonido ........................... 51 
 
 
6.4.2 Método de extracción de grasas por etapas múltiples mediante el equipo 
Goldfish 55 
6.5 Identificación de especies de microalgas en el cultivo. .......................................... 59 
CAPÍTULO 7. ANALÍSIS E INTERPRETACIÓN DE RESULTADOS ................................................ 61 
7.1 Cultivo de microalgasen cubetas. ............................................................................ 61 
7.1.1 Turbidez primera semana .................................................................................. 61 
7.1.2 Turbidez segunda y tercera semana. ................................................................ 62 
7.1.3 Cuantificación de biomasa durante segunda y tercera semana ..................... 63 
7.2 Cultivo de algas en beakers. ...................................................................................... 65 
7.2.1 Turbidez durante la primera semana................................................................ 65 
7.2.2 Turbidez durante la segunda y tercera semana ............................................... 66 
7.3 pH, oxígeno disuelto y temperatura en cubetas ..................................................... 67 
7.4 pH, oxígeno disuelto y temperatura en beakers ..................................................... 71 
7.5 Extracción de aceite por método de ultrasonido. ................................................... 76 
7.6 Extracción de aceite por método de extracción de grasas por etapas múltiples, 
equipo Goldfish ..................................................................................................................... 76 
7.7 Identificación de especies de microalgas en el cultivo............................................ 77 
CAPÍTULO 8. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ............................................................ 79 
8.1 Conclusiones ............................................................................................................... 79 
8.2 Recomendaciones. ..................................................................................................... 80 
GLOSARIO................................................................................................................................... 83 
REFERENCIAS ............................................................................................................................. 87 
 
 
 
 
ANEXOS 
ANEXO A. Datos Obtenidos de los Ensayos Experimentales. 
ANEXO B. Cálculos. 
ANEXO C. Descripción del Equipo Utilizado. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ix 
 
ÍNDICE DE TABLAS 
Tabla 2.1. Clasificación de las microalgas .................................................................................. 6 
Tabla 3.1. Contenido de lípidos de distintas especies de microalgas .................................... 20 
Tabla 7.1. Turbidez durante la primera semana de cultivo en NTU. ..................................... 61 
Tabla 7.2. Turbidez durante la segunda y tercera semana de cultivo en NTU. .................... 62 
Tabla 7.3. Concentración de microalgas durante la segunda y tercera semana de cultivo . 63 
Tabla 7.4. Turbidez en beakers durante la primera semana en NTU. ................................... 65 
Tabla 7.5. Turbidez en beakers durante la segunda y tercera semana en NTU. .................. 66 
Tabla 7.6. pH, oxígeno disuelto y temperatura en cubetas durante la segunda y tercera 
semana de cultivo. .................................................................................................................... 67 
Tabla 7.7. pH,oxígeno disuelto y temperatura en los beakers durante la segunda y tercera 
semana de cultivo. .................................................................................................................... 71 
Tabla 7.8 Datos de extracción de aceite con el método de ultrasonido. .............................. 76 
Tabla 7.9 Datos de extracción de aceite con el método de etapas múltiples mediante el 
equipo Goldfish ......................................................................................................................... 76 
 
Tabla A. 1 Datos de turbidez en cubetas y beakers durante la primera semana de cultivo
 ................................................................................................................................................ ..A-1 
Tabla A. 2. Datos de turbidez obtenidos en cubetas y beakers durante la segunda y tercera 
semana de cultivo. ...................................................................................................................A-1 
Tabla A. 3. Pesos de filtros obtenidos durante el ensayo de cuantificación de biomasa. ..A-2 
Tabla A. 4. Valores de pH obtenidos a lo largo del período de cultivo en beakers y cubetas.
 ...................................................................................................................................................A-3 
Tabla A. 5. Concentraciones de oxígeno disuelto en cubetas y beakers..............................A-3 
Tabla A. 6. Datos de temperatura en cubetas y beakers. .....................................................A-4 
Tabla A. 7. Peso de erlenmeyers obtenidos en ensayos de extracción de grasa. ...............A-5 
Tabla A. 8. Pesos de cápsulas obtenidos en ensayos de extracción de grasa......................A-5 
Tabla A. 9. Pesos de beakers obtenidos en ensayo de extracción de grasas. ......................A-6 
 
x 
 
Tabla A. 10. Pesos de biomasa seca en gramos, sometida a proceso de extracción de 
grasas. ....................................................................................................................................... A-6 
 
Tabla B. 1. Concentración de microalgas en cubeta 1, calculada a partir de datos 
experimentales. ........................................................................................................................ B-2 
Tabla B. 2. Concentración de microalgas en cubeta 2, calculada a partir de datos 
experimentales. ........................................................................................................................ B-3 
Tabla B. 3. Porcentajes de contenido de grasa, calculados a partir de datos experimentales 
del método de extracción de grasas con ultrasonido. .......................................................... B-5 
Tabla B. 4. Porcentajes de contenido de grasa, calculados a partir de datos experimentales 
del método de extracción de grasa por etapas múltiples mediante el equipo Goldfish. ... B-7 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
xi 
 
ÍNDICE DE FIGURAS 
Figura 3.1 Fotos de las microalgas Chlorella vulgaris y Chlorella minutissima. [Loera-
Quezada y Olguín, 2010: p.99] ................................................................................................. 12 
Figura 3.2 Foto de Spirulina platensis. [Algae Resoruce Database, 2012] ............................ 13 
Figura 3.3 Foto de la microalga Nannocloropsis sp. [Loera-Quezada y Olguín, 2010: p.99] 14 
Figura 3.4 Foto de microalga Neochloris oleabundans. [UTEX, 2012] ................................... 15 
Figura 3.5 Foto de Dunaliella salina y Dunaliella tertiolecta. [Loera-Quezada y Olguín, 
2010: p.99] ................................................................................................................................. 16 
Figura 3.6 Foto de Botryococcus braunii. [Loera-Quezada & Olguín, 2010: p.99]................ 17 
Figura 3.7 Fotos de otras especies de microalgas: A) Monodos Subterraneus, B) 
Nannochloris sp., C) Scenedesmus obliquus, D) Nitzchia sp. [Loera-Quezada y Olguín, 2010: 
p.99], E) Scenedesmus dimorphus, F) Phaeodactylum tricornutum, G) Euglena Gracilis, H) 
Prymnesium parvum, I) Tetraselmis, J) Pleurochrysis carterae [Sieg, 2008: p. 26-27] ......... 19 
Figura 4.1 Esquema del proceso de producción de biodiesel a partir de microalgas. 
[Adaptado de: Garibay et al., 2009: p.52] ............................................................................... 23 
Figura 4.2 Sistemas para producción de microalgas. (A) Sistema tipo circuito (B) 
Fotobiorreactor tubular. Las flechas indican la dirección de flujo del agua [Garibay et al., 
2009: p.53]. ................................................................................................................................24 
Figura 4.3 Fotobiorreactor con arreglo horizontal de tubos en paralelo [Brennana y 
Owende, 2010: p.562]. ............................................................................................................. 26 
Figura 4.4 Distintos tipos de fotobiorreactores: Fotobiorreactor de placa (A) y 
fotobiorreactor de columna de burbujas (B) [Clemens, 2009: p.168]. ................................. 27 
Figura 4.5 Diferentes tipos de fotobiorreactores: A) arreglo en forma de cerca, B) arreglo 
helicoidal [Chisti, 2007: p.298]. ................................................................................................ 32 
Figura 4.6. Esquema de diseño del fotobiorreactor propuesto. ............................................ 36 
Figura 5.1. Obtención de aceite de las microalgas [Kriscenski, 2007]. .................................. 39 
Figura 6.1 Embalse Cerrón Grande [Google Earth, 2012] ...................................................... 43 
Figura 6.2 Puntos de Muestreo [Google Earth, 2012] ............................................................ 44 
Figura 6.3 Cultivo microalgal en cubetas con aireación constante [Elaboración propia]. ... 46 
file:///C:/Users/Usuario/Documents/tesis/SELECCIÓN%20Y%20CULTIVO%20DE%20ALGAS%20VERDES%20OLEO-PRODUCTORAS%20COMO%20FUENTE%20DE%20MATERIA%20PRIMA%20PARA%20PROCESOS%20DE%20BIODIESEL%20(4).docx%23_Toc335598678
 
xii 
 
Figura 6.4 Cultivo microalgal en beakers con agitación constante [Elaboración propia]. ... 47 
Figura 6.5 Turbidímetro utilizado en la medición de turbidez del cultivo microalgal 
[Elaboración propia]. ................................................................................................................ 49 
Figura 6.6 Sistema para la filtración de las muestras de cultivo microalgal [Elaboración 
propia]. ....................................................................................................................................... 49 
Figura 6.7 Estufa utilizada para el Secado de filtros y muestras de cultivo [Elaboración 
propia]. ....................................................................................................................................... 50 
Figura 6.8 Medidor de oxígeno disuelto y temperatura [Elaboración propia]. .................... 51 
Figura 6.9 Medición de pH [Elaboración propia]. ................................................................... 51 
Figura 6.10 Formación de microburbujas (derecha) y su rompimiento (izquierda), 
adaptado de [Branson, 2012]. .................................................................................................. 53 
Figura 6.11 Botellas de DBO con algas en el limpiador ultrasónico [Elaboración propia]. .. 53 
Figura 6.12 Embudo al que se agregó solución de NaCl para romper la emulsión 
[Elaboración propia]. ................................................................................................................ 54 
Figura 6.13 Centrifugadora cargada con los tubos para precipitados (izquierda) y la 
separación de las fases (derecha) [Elaboración propia]. ........................................................ 54 
Figura 6.14 Embudo de separación con las dos fases formadas [Elaboración propia]. ....... 55 
Figura 6.15 Muestras colocadas en equipo Goldfish para extracción de grasa [Elaboración 
propia]. ....................................................................................................................................... 58 
Figura 6.16 Beakers conteniendo grasa extraída [Elaboración propia]. ............................... 58 
Figura 7.1. Crecimiento de microalgas en cubetas. Primera semana [Elaboración propia].61 
Figura 7.2. Crecimiento de microalgas en cubetas. Segunda y tercera semana [Elaboración 
propia]. ....................................................................................................................................... 62 
Figura 7.3. Cuantificación de biomasa en cubetas. Segunda y tercera semana [Elaboración 
propia]. ....................................................................................................................................... 64 
Figura 7.4. Crecimiento de microalgas en beakers. Primera semana [Elaboración propia].65 
Figura 7.5. Crecimiento de microalgas en beakers. Segunda y tercera semana [Elaboración 
propia]. ....................................................................................................................................... 66 
 
xiii 
 
Figura 7.6. PH, oxígeno disuelto y temperatura en cubeta 1. Segunda y tercera semana 
[Elaboración propia].................................................................................................................. 68 
Figura 7.7. PH, oxígeno disuelto y temperatura en cubeta 2. Segunda y tercera semana 
[Elaboración propia].................................................................................................................. 70 
Figura 7.8. PH, oxígeno disuelto y temperatura en beaker 1. Segunda y tercera semana 
[Elaboración propia].................................................................................................................. 72 
Figura 7.9. PH, oxígeno disuelto y temperatura en beaker 2. Segunda y tercera semana 
[Elaboración propia].................................................................................................................. 74 
Figura 7.10 Fotografía de la cianofita Microcystis sp [Elaboración propia]. ......................... 77 
Figura 7.11 Fotografía de la cianofita Oscillatoria sp [Elaboración propia]. ......................... 77 
Figura 7.12 Fotografía de la Nitzschia sp [Elaboración propia].............................................. 78 
 
Figura C. 1. Balanza electrónica modelo ER-180A A&D [Elaboración propia]. .................... C-1 
Figura C. 2. pHmetro Benchtop Orion*3-star plus [Elaboración propia]. ............................ C-1 
Figura C. 3. Medidor de oxígeno disuelto Hach sensION 8 [Elaboración propia]. .............. C-2 
Figura C. 4. Centrifugadora modelo size 2K International equipment company [Elaboración 
propia]. ...................................................................................................................................... C-2 
Figura C. 5. Estufa modelo SW 11TA [Elaboración propia]. .................................................. C-3 
Figura C. 6. Bomba para pecera modelo ELITE 799 [Elaboración propia]. ........................... C-3 
Figura C. 7. Bomba para pecera modelo Elite 801 [Elaboración propia]. ............................ C-3 
Figura C. 8. Turbidímetro 2020 LaMotte [Elaboración propia]. ............................................ C-4 
Figura C. 9. Microscopio compuesto modelo BA-210 Motic [Elaboración propia]. ............ C-4 
Figura C. 10. Equipo ultrasónico limpiador de cristalería modelo 8510 Branson 
[Elaboración propia]................................................................................................................. C-5 
Figura C. 11. Equipo para extracción de grasas Goldfish 3600100 Labconco [Elaboración 
propia]. ...................................................................................................................................... C-5 
 
xiv 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
xv 
 
SIGLAS 
 
CENIT : Consorcios Estratégicos Nacionales de Investigación Técnica 
CONICET : Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas 
DOE : Department of Energy (Departamento de Energía) 
EUA : Estados Unidos de América 
NREL : National Renewable Energy Lab (Laboratorio Nacional de Energías Renovables) 
PIIBE : Proyecto de Innovación para el Impulso del Biodiesel en España 
SFE : Supercritical Fluid Extraction (Extracción con fluidos supercríticos) 
SOP : Standard Operating Procedures (Procedimientos de Operación Estándar) 
SWE : Subcritical Water Extraction (Extracción con agua subcrítica) 
UTN : Universidad Tecnológia Nacionalxvi 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
xvii 
 
ABREVIATURAS 
 
m.s.n.m. : metros sobre el nivel del mar 
p. : página 
rxpm : revoluciones por minuto 
sp. : hace referencia a una especie concreta pero cuyo epíteto específico es desconocido, 
o carece de importancia 
vrs : versus 
 
 
 
 
xviii 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
xix 
 
SIMBOLOGÍA 
 
%Cg : porcentaje de contenido de grasa de la muestra. 
ATP : adenosine triphosphate (trifosfato de adenosina) 
Ba : peso del beaker conteniendo aceite en gramos. 
Bt : peso del beaker tarado en gramos. 
C1 : peso de cápsula conteniendo biomasa seca de la primera separación en gramos. 
C2 : peso de cápsula conteniendo biomasa seca de la segunda separación en gramos. 
Cb : masa de cápsula conteniendo biomasa seca en gramos. 
CM : concentración de microalgas mg/ml 
CO2 : dióxido de carbono 
-CoA : coenzima a 
Ct : masa de cápsula de porcelana tarada en gramos. 
Ct1 : peso de cápsula tarada utilizada en la primera separación en gramos. 
Ct2 : peso de cápsula tarada utilizada en la segunda separación en gramos. 
DBO : demanda biológica de oxígeno 
Ea : peso del erlenmeyer conteniendo grasa en gramos. 
Et : peso del erlenmeyer tarado a las condiciones de operación en gramos. 
N : nitrógeno 
NaCl : cloruro de sodio 
NOX : óxidos de nitrógeno 
O2 : oxígeno 
P : fósforo 
Pf : peso del papel filtro seco en gramos. 
Pf+m : peso del papel filtro con microalgas en gramos. 
Pm : peso de biomasa seca en gramos. 
Re : número de reynolds 
SOX : óxidos de azufre 
TAG : triacilglicéridos 
 
xx 
 
v/v : concentración volumen/volumen 
V : volumen de cada muestra (50 ml) 
α y β : se refiere a la posición de los enlaces en la molécula 
 
1 
 
CAPÍTULO 1. INTRODUCCIÓN 
1.1 Antecedentes 
En El Salvador no se cuenta con investigaciones previas acerca del análisis de las especies 
de microalgas en el país que puedan servir como fuente de aceite para producir biodiesel. 
En el ámbito internacional a partir de 1975 [Garibay et al., 2009: p.42], las microalgas 
fueron reconocidas como fuente de bioenergía en países como Estados Unidos, Japón y 
Australia, donde se desarrollaron programas de investigación tales como: 
 
 El proyecto auspiciado por el Departamento de Energía(DOE, Department of Energy) 
de los Estados Unidos de América(EUA) con más de 25 millones de dólares, y el 
Programa de Especies Acuáticas del Laboratorio Nacional de Energía Renovable (NREL, 
National Renewable Energy Lab) con una duración de 18 años (1978-1996) [Garibay et 
al., 2009: p.42], los cuales proporcionaron grandes aportes en áreas de aislamiento, 
caracterización, fisiología, bioquímica, ingeniería genética de las microalgas y 
escalamiento de cultivos en sistemas eficientes. 
 
 El programa subvencionado por el gobierno japonés (1990-2000), el cual estuvo 
dirigido al estudio de la fijación de dióxido de carbono (CO2) y a la optimización del 
crecimiento microalgal [Garibay et al., 2009: p.43]. 
 
Dichos programas fueron suspendidos ya que la generación de energía por este medio no 
era competitiva con los precios del combustible fósil; sin embargo, debido a la 
problemática energética que se enfrenta actualmente, la generación de biocombustible a 
partir de microalgas se está convirtiendo en una opción viable. 
 
Actualmente se llevan a cabo numerosos proyectos de investigación en diferentes países 
del mundo como: 
 
 
2 
 
 España, donde el Instituto Vasco de Investigación y Desarrollo Agrario, Neiker-
Tecnalia, ha puesto en marcha el proyecto Energreen para desarrollar el cultivo de 
microalgas. La duración estimada de este proyecto es de dos años y tiene un 
presupuesto de un millón de euros [El País, 2012]. 
 Argentina, donde la Universidad Tecnológia Nacional (UTN), sede Mar de Plata, lleva a 
cabo el proyecto: Cultivo masivo de microalgas marinas como materia prima para la 
producción de biodiesel. El equipo que integra el proyecto está compuesto por 
investigadores científicos de la UTN, del Consejo Nacional de Investigaciones 
Científicas y Técnicas (CONICET) y técnicos de apoyo de la carrera de Tecnicatura en 
Acuicultura y Procesamiento Pesquero, de la UTN Mar del Plata [UTN, 2012]. 
 
Así mismo, a nivel industrial son numerosos los emprendimientos alrededor del mundo 
para mejorar la producción de aceite de microalgas, por ejemplo: 
 
 La empresa Algatech, que desde 1999 cultiva en el desierto de Negev-Israel, la 
microalga Haematococcus pluvialis de la cual extrae un poderoso agente antioxidante 
natural, la astaxantina utilizado en productos farmacéuticos y cosméticos; en la 
actualidad está volcando su experiencia en un proyecto destinado al cultivo de 
microalgas con alto porcentaje de aceite [DげAﾐdrea, ヲヰヰΑ]. 
 GreenFuel Technologies Corporation en Estados Unidos [DげAﾐdrea, ヲヰヰΑ]. 
 BioKing en Holanda-Canadá. [DげAﾐdrea, ヲヰヰΑ]. 
 Repsol en España, quienes participaron en el desarrollo del Proyecto CENIT PIIBE 
(Proyecto de Innovación para el Impulso del Biodiesel en España) [Repsol, 2012]. 
 
 
 
 
 
 
 
3 
 
1.2 Definición y justificación del problema 
La crisis energética mundial que se enfrenta actualmente, plantea nuevas oportunidades 
de potenciar el desarrollo de tecnologías más eficientes y amigables con el medio 
ambiente, así como nuevas fuentes de materia prima para la obtención de bioenergía. 
Actualmente uno de los ámbitos más estudiados es el de obtención de aceite a partir de 
plantas para producir biodiésel; sin embargo, se ha cuestionado su sostenibilidad porque 
se argumenta que compite con la producción mundial de alimentos y que los 
rendimientos de aceite por hectárea no permiten que el costo final de combustible 
generado sea competitivo con los precios de los combustibles fósiles [Loera-Quezada y 
Holguín, 2010: p. 93]. 
Es por ello que, en busca de nuevas materias primas, se encontró como opción viable el 
cultivo de microalgas, determinando que tienen un rendimiento mayor de aceite por 
hectárea, no compiten con la producción mundial de alimentos y son de rápido 
crecimiento [Chisti, 2008: p 126]. 
Ya que no existen en El Salvador estudios acerca de las especies de microalgas, su 
composición y su cultivo, la presente investigación busca iniciar el análisis de la factibilidad 
del cultivo de microalgas oleaginosas como fuente de aceite para la producción de 
biodiésel en la nación, ya que siendo este un país pequeño cumple con las condiciones 
para el desarrollo de la tecnología; puesto que por su posición geográfica se recibe una 
alta radiación solar durante la mayor parte del año, además de contar con tierras no altas 
para el cultivo que pueden aprovecharse con la construcción de biorreactores. 
 
 
 
 
 
4 
 
1.3 Objetivo general 
Contribuir a la diversificación de fuentes de biomasa que puedan usarse como materias 
primas con fines energéticos. 
1.4 Objetivos específicos 
 Identificar y seleccionar especies de algas verdes de fácil reproducción bajo 
condiciones controladas. 
 Identificar las variables de control del crecimiento de las algas verdes 
 Realizar ensayos para determinar el contenido de aceite en la biomasa de algas 
verdes. 
 Diseñar un modelo básico de Fotobiorreactor con materiales fáciles de adquirir. 
 
1.5 Alcances 
Se realizó un muestreo de microalgas en el lago Suchitlán, las cuales fueron cultivadas 
durante un mes en el laboratorio a pequeña escala, monitoreando durante todo el 
período de cultivo su crecimiento y los distintos parámetros que influyen en su desarrollo. 
Se identificaron por medio del microscopio las especies de microalgas en el cultivo y se 
realizaron ensayos de extracción de aceite por medio de dos métodos diferentes. 
 
Mediante los ensayos experimentales fue posible determinar las especies de microalgas 
existentes en el cultivo, los nutrientes que favorecen su crecimiento, el ciclo de 
crecimiento,como afectan la temperatura, pH y oxígeno disuelto su desarrollo, la 
efectividad de los métodos de extracción utilizados y el contenido de aceite de dichas 
especies bajo las condiciones del cultivo. 
 
Con la información reunida fue posible diseñar un fotobiorreactor que facilite un cultivo 
óptimo de microalgas, la limitante del tiempo no permitió que se construyera y se 
realizarán ensayos de cultivo en él. 
 
5 
 
CAPÍTULO 2. MICROBIOLOGÍA DE LAS MICROALGAS 
Las microalgas y cianobacterias son un conjunto heterogéneo de microorganismos 
fotosintéticos, unicelulares, procariontes y eucariontes, que utilizan la luz como fuente de 
energía para fijar el dióxido de carbono. Estos microorganismos cuyo tamaño varía del 
micrón a la centena de micrones, se localizan en hábitats diversos tales como aguas 
marinas, dulces, salobres, residuales o en el suelo, bajo un amplio rango de temperaturas, 
pH y disponibilidad de nutrientes; se les considera responsables de la producción del 50% 
del oxígeno y de la fijación del 50% del carbono en el planeta [Garibay, A., et al., 2009: p. 
42]. 
La mayor parte de las algas se encuentran en las aguas oceánicas, su localización depende 
de la disponibilidad de nutrientes, de las longitudes de onda de la luz y de las superficies 
sobre las cuales crecen. 
Como algunos vegetales terrestres, en ciertas circunstancias, el carbono es absorbido en 
forma de lípidos (principalmente triglicéridos), lo que permite considerar utilizar estos 
microorganismos para producir biocombustibles [Hu, et al., 2008: p. 621]. 
2.1 Tipos de algas 
Su biodiversidad es enorme y pueden clasificarse de acuerdo a parámetros como 
pigmentación, ciclo de vida, morfología y estructura celular. En la Tabla 2.1 se describen 
algunos tipos de algas [Garibay, A., et al., 2009: p. 43]: 
 
6 
 
Tabla 2.1. Clasificación de las microalgas 
Clase Características 
Clorophyta 
(algas verdes) 
División conformada por una gran cantidad de especies, en particular 
por las que proliferan en ambientes dulceacuícolas. Pueden existir ya 
sea como células individuales o colonias. Su principal reserva de 
carbono es el almidón, sin embargo pueden almacenar lípidos bajo 
determinadas condiciones. En esta división destaca la clase 
Prasinophyceae, caracterizada por incluir especies que forman parte 
del けpiIo-plaﾐItoﾐげ. 
Bacillariophyta 
(diatomeas) 
Las diatomeas predominan en aguas oceánicas, no obstante también 
se les puede encontrar en aguas dulces y residuales. Se caracterizan 
por contener silicio en sus paredes celulares. Almacenan carbono de 
maneras diversas, ya sea como aceites o como crisolaminarina 
(polímero glucídico). 
Heterokontophyta 
División constituida por una gran diversidad de clases dentro de las 
cuales destaca la Crysophyceae (algas doradas), conformada por 
especies similares a las diatomeas en términos de composición 
bioquímica y contenido de pigmentos. Las algas doradas se distinguen 
por los complejos pigmentos que las conforman, los cuales les 
proporcionan tonalidades amarillas, cafés o naranjas. Las especies de 
este grupo son principalmente de agua dulce. Sus reservas de 
carbono son los lípidos y los carbohidratos. Asimismo, otras clases 
relevantes de esta división son: Phaeophyceae (algas cafés), 
Xantophyceae (algas verde-amarillas), Eustigmatophyceae (forma 
parte del けpiIo-plaﾐItoﾐげ), eﾐtre otras. 
Cianobacteria 
Las cianobacterias son microorganismos procariotes cuya estructura y 
organización son similares a las de las bacterias. Las cianobacterias 
desempeñan un papel relevante en la fijación del nitrógeno 
atmosférico. 
 
7 
 
Otras divisiones Rhodophyta (algas rojas), Dinophyta (dinoflagelados). 
Fuente: [Garibay, A., et al., 2009: p. 43] 
2.2 Síntesis de lípidos 
En la biosíntesis de ácidos grasos triglicéridos el metabolismo lipídico de las algas es 
similar a las plantas superiores, como consecuencia de las homologías de secuencia y la 
similitud de algunas características bioquímicas de origen vegetal y algal [Garibay, A., et 
al., 2009: p. 49]. 
En el cloroplasto ocurre la síntesis de ácidos grasos cuando moléculas complejas se 
obtienen de moléculas simples. El paso inicial consiste en la carboxilación de acetil -CoA 
dependiente de ATP para su conversión en malonil-CoA, esta reacción es catalizada por la 
acetil-CoA carboxilasa y es considerada el paso limitante del proceso, ya que compromete 
el flujo de acetil-CoA hacia la biosíntesis de lípidos, donde las unidades de acetil-CoA 
probablemente derivan del piruvato proveniente de la glucólisis. La reacción anterior es 
seguida por ciclos de adición descarboxilativa de malonil-CoA a unidades acilo y β-
reducción, catalizados por el sistema ácido graso sintetasa, hasta producir moléculas de 
16C y 18C saturadas. Los ácidos palmítico y oleico son los precursores de las moléculas 
poliinsaturadas, a su vez producidas mediante mecanismos de desaturación aerobia y 
elongación. Por su parte, se sugiere que la biosíntesis de triglicéridos sucede en el citosol y 
en el retículo endoplasmático esencialmente a través de la catálisis por acil-transferasas 
del traslado secuencial de ácidos grasos a las posiciones 1, 2 y 3 del glicerol-3-fosfato, 
donde antes de la última transferencia, se requiere de la defosforilación del ácido 
fosfatídico previamente formado [Garibay, A., et al., 2009: p. 49]. 
Contenido lipídico de las microalgas 
El Departamento de Energía de Estados Uﾐidos fiﾐaﾐIió de ヱΓΑΒ a ヱΓΓヶ el さPrograﾏa de 
espeIies aIuátiIasざ para desarrollar IoﾏHustiHles reﾐovaHles a partir de algas. El oHjetivo 
principal del programa fue la producción de biodiésel a partir de algas con alto contenido 
de aceite. Aislaron más de 3000 especies, aunque finalmente no se hizo ninguna 
recomendación en cuanto a la mejor especie [Garibay, A.,et al., 2009: p. 45]. 
 
8 
 
Determinar el contenido oleaginoso de las microalgas es un reto, ya que este varía como 
consecuencia a diferentes condiciones de cultivo; el crecimiento en ambientes 
desfavorables o en situaciones de estrés frecuentemente incrementa la fracción lipídica 
pero hace que disminuya la productividad lipídica del cultivo. Por lo general, los lípidos 
comprendidos en las microalgas constituyen del 20 al 50% de su peso seco, las especies 
que producen más de un 30% se deﾐoﾏiﾐaﾐ けoleagiﾐosasげ [Garibay, A., et al., 2009: p. 46]. 
2.3 Nutrientes y condiciones inciden en la obtención de lípidos 
Dependiendo de la especie, las microalgas sintetizan varios tipos de lípidos. Sin embargo, 
solo los lípidos neutrales son adecuados para la producción de biodiésel y de éstos los 
triacilglicéridos. 
Cuando las microalgas se someten a condiciones de estrés impuestas por estímulos 
ambientales químicos y físicos, solos o en combinación, ocurre síntesis y gran acumulación 
de triglicéridos, acompañada por considerables alteraciones en la composición de lípidos y 
ácidos grasos. Los principales estímulos químicos son la deficiencia de nutrientes 
(nitrógeno, fósforo, azufre y silicio), la salinidad y el pH del medio de cultivo; los físicos son 
la temperatura y la intensidad luminosa. Además de estos factores, la fase de crecimiento 
y la edad de cultivo también afectan el contenido y composición de los ácidos grasos, 
observándose un mayor contenido de lípidos en la fase estacionaria con respecto a la fase 
logarítmica [Loera-Quezada y Olguín, 2010: p. 101]. 
Con respecto a los nutrientes, la deficiencia de nitrógeno es el factor que más afecta el 
metabolismo de los lípidos, induciendo el aumento de la fracción lipídica. Con respecto a 
la temperatura, se ha observado en muchas algas y cianobacterias que el aumento de la 
temperatura es directamente proporcional a la saturación de ácidos grasos, es decir, la 
cantidad de ácidos grasos insaturados aumenta cuando desciende la temperatura y 
viceversa, cuando aumenta la temperatura aumentarán los ácidosgrasos saturados. Con 
relación al efecto de la intensidad luminosa, ésta influye notablemente en la composición 
química en general, el contenido de pigmentos y en la actividad fotosintética. 
 
9 
 
Generalmente, una intensidad luminosa baja induce la formación de lípidos polares 
(fosfolípidos y glucolípidos), los cuales están funcional y estructuralmente asociados a las 
membranas celulares [Hu, et al., 2008: p. 634]. En contraste, las altas intensidades 
luminosas influyen en la disminución del contenido total de lípidos polares con el 
concomitante incremento de la cantidad de lípidos de almacenamiento, principalmente 
triglicéridos [Loera-Quezada y Olguín, 2010: p. 101]. 
En cultivos controlados en el laboratorio de las especies Microcystis ichthyobable y 
Anabaena aphanizomeniodes [Sabour, et al., 2009: p. 340] se encontró que la 
concentración de fósforo produce efectos importantes en el crecimiento de las 
microalgas. Con altas concentraciones del nutriente las cepas crecieron mejor que cuando 
hubo deficiencia. En cuanto a la relación nitrógeno-fósforo, se encontraron diferencias 
entre las especies. Disminuye el crecimiento a razones bajas N:P (<5) para M. 
ichthyobable, y para ambas especies en razones muy altas (>30). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
10 
 
 
 
11 
 
CAPÍTULO 3. DESCRIPCIÓN DE ESPECIES DE MICROALGAS UTILIZADAS 
COMO MATERIA PRIMA PARA LA PRODUCCIÓN DE BIOCOMBUSTIBLES 
Existen numerosas especies de microalgas pero no todas cumplen con las características 
necesarias para poder ser utilizadas como materia prima en los procesos de producción de 
biodiesel. 
Una especie de microalga apta como materia prima para procesos de biodiesel debe tener 
una tasa de crecimiento rápida, contenido alto de lípidos, capacidad de adaptación de 
distintas condiciones, tolerancia a contaminantes, esfuerzos cortantes y alta fijación de 
CO2 [Harrison y Griffiths, 2009: p.494]: 
 Tasa de crecimiento rápida: Lo cual presenta una ventaja si existen especies 
competitivas en el medio de cultivo, reduce el área de cultivo y permite obtener en 
menor tiempo la biomasa requerida para extraer aceite. 
 Contenido alto de lípidos: Para obtener una relación aceite/biomasa grande y hacer 
rentable el proceso; debe existir un equilibrio adecuado entre tasa de crecimiento y 
contenido de lípidos, porque generalmente los procesos metabólicos para generar un 
mayor contenido de aceite conllevan una tasa de crecimiento menor. 
 Capacidad de crecimiento en distintas condiciones de cultivo: Que sean capaces de 
crecer a lo largo de todas las estaciones del año y que no necesiten un control de 
condiciones ambientales exhaustivo. 
 Consumo de CO2 y tolerancia a distintas concentraciones de CO2 en el cultivo: Buen 
potencial para la fijación del CO2. 
 Tolerancia a esfuerzos cortantes: Posibilita el uso de diferentes tipos de bombas y 
mezcladores. 
 Tolerancia a contaminantes: Potencial de crecimiento en agua contaminada y 
expuesta a gases de chimenea con alto contenido de CO2, NOX y SOX. 
 
12 
 
Existen muchas especies con alto contenido de aceite, sin embargo no se han realizado 
estudios suficientes de la gran mayoría para determinar si son adecuadas para su uso en 
procesos de biodiesel. 
Algunas especies que han sido más utilizadas y estudiadas para la producción de biodiesel 
son: 
Microalga Chorella: Es una alga verde unicelular, de forma esférica, globular o elipsoidal, 
con un tamaño de célula que varía entre 2-10µm. Se puede encontrar en agua dulce y 
salada, tienen un contenido estimado de 20% de grasa, 45% de proteína, 20% de 
carbohidratos y 10% de vitaminas y minerales [Phukan et al., 2011: p.3308]. 
De las diferentes especies se recomienda el uso de 5 como materia prima para biodiesel: 
Chlorella protothecoides, Chlorella vulgaris (ver figura 3.1), Chlorella emersonii y Chlorella 
sorokiniana, las cuales son especies de agua dulce y se recomienda la especie marina 
Chlorella minutissima (ver figura 3.1) [Phukan et al., 2011: p.3308]. 
 
 
Figura 3.1 Fotos de las microalgas Chlorella vulgaris y Chlorella minutissima. [Loera-Quezada y 
Olguín, 2010: p.99] 
 
De acuerdo a lo presentado en la tabla 3.1, es beneficioso cultivar microalgas chlorella en 
condiciones de deficiencia de nitrógeno para obtener un mayor contenido de lípidos. 
Microalga Spirulina: Es una cianobacteria multicelular, filamentosa y de color verde 
azulado, que se encuentra naturalmente y en grandes cantidades en lagos alcalinos de 
México y África, también se ha encontrado en pantanos, agua de mar y agua dulce [Orio, 
 
13 
 
1983: p.553]; hay dos especies de Spirulina que han sido ampliamente investigadas 
Spirulina maxima y Spirulina platensis (ver figura 3.2); tanto por sus usos alimenticios 
debido a su alto contenido nutricional, como por su alto contenido de aceite que la hace 
adecuada como materia prima en procesos de biodiesel [Barrocal et al., 2010:p.581]. 
 
 
Figura 3.2 Foto de Spirulina platensis. [Algae Resoruce Database, 2012] 
 
El diámetro de las células varía de 1-3 µm en las especies pequeñas y de 3-12µm en las 
especies grandes de Spirulina, para el caso de S. maxima varía de 4-6µm y en el caso de S. 
platensis de 6-8µm [Orio, 1983: p.558]. 
Spirulina tiene una temperatura máxima de crecimiento de 35 °C y no crece a una 
temperatura menor de 18°C [Jimenez et al., 2003: p.332]; un pH de 8-11 permite un 
crecimiento óptimo, así mismo el agregar glucosa al medio de cultivo aumenta la tasa de 
crecimiento de biomasa y rendimiento celular [Orio, 1983: p.563]. 
Para un mayor crecimiento se recomienda aumentar la concentración de nitrógeno en el 
medio hasta una concentración de 120 milimolar mM; lo cual tiene también un efecto en 
el contenido de lípidos, para el caso de Spirulina platensis (ver tabla 3.1) [Orio, 1983: 
p.563]. 
 
 
14 
 
Nannochloropsis sp.: Es una microalga marina unicelular, oleaginosa que pertenece a la 
clase Eustimatoficea (ver figura 3.3); crece rápido, generalmente duplicando su masa en 
un día; esta especie es considerada una de las más adecuadas para servir de materia 
prima en procesos de biodiesel, ya que tiene la habilidad de almacenar triacilgliceroles 
(TAG), en condiciones de estrés y deficiencia de nutrientes (nitrógeno y fósforo 
generalmente) [Pal et al., 2011: p.1429]. 
 
 
Figura 3.3 Foto de la microalga Nannocloropsis sp. [Loera-Quezada y Olguín, 2010: p.99] 
 
Una de las mejores propuestas para su cultivo es hacerlo en dos fases: una donde haya 
suficientes nutrientes y se dé un crecimiento rápido de la biomasa, y luego, en la segunda 
fase, hay una deficiencia de nutrientes para que se incremente el contenido de lípidos de 
las microalgas. Con esta técnica de cultivo se ha logrado incrementar el crecimiento de la 
biomasa hasta en un 60% [Bondioli et al., 2012: p.568], asímismo el contenido de lípidos 
es mayor que si se cultivara en una sola fase. 
Otro factor a tomar en cuenta al cultivar esta especie es la salinidad, puesto que es una 
alga marina; para aumentar la formación de TAG en un medio con suficientes nutrientes 
se debe aumentar la salinidad e intensidad de la luz; en cambio, en condiciones de 
deficiencia de nitrógeno, al aumentar la salinidad e intensidad de luz, la producción de 
lípidos en las microalgas se ve afectada negativamente [Pal et al., 2011: p.1429]. 
 
15 
 
Sin embargo, al mantener el nivel de salinidad y generar condiciones de deficiencia de 
nutrientes si aumenta el contenido de lípidos (ver tabla 3.1). 
Neochloris oleabundans: Es una microalga verde unicelular que pertenece a la clase de las 
clorofíceas (ver figura 3.4), crece en agua dulce y es considerada una especie adecuada 
como materia prima para obtener biodiesel por dos motivos: su alto contenido de aceite 
17.5%-54% base seca [Popovich et al., 2012: p.287] y porque de sus lípidos totales, un 
80% son triglicéridosaproximadamente [Li et al., 2008: p.230]. 
 
 
Figura 3.4 Foto de microalga Neochloris oleabundans. [UTEX, 2012] 
 
Al igual que otras especies, Neochloris oleabundans tiene una mayor tasa de crecimiento 
en condiciones de cultivo sin estrés (alto contenido de nutrientes (nitrógeno) y 
suplementación de CO2); sin embargo, su contenido de lípidos aumenta en condiciones de 
deficiencia de nutrientes y sin suplementación de CO2, alcanzando un porcentaje de 
lípidos hasta del 56% en un período de cultivo de 6 días con niveles de nitrógeno bajos 
[Gouveia et al., 2009: p.821]. 
Dunaliella: Es una microalga marina verde, unicelular, que pertenece a la clase de las 
clorofíceas; sus células tienen forma ovoidea, esférica o elipsoidal, su tamaño varía de 5-
25µm de largo y 3-13µm de ancho. Las especies más estudiadas y utilizadas son: 
Dunaliella salina, Dunaliella tertiolecta (ver figura 3.5), Dunaliella primolecta, Dunaliella 
 
16 
 
viridis, Dunaliella bioculata, Dunaliella acidophyla, Dunaliella parva y Dunaliella media 
[Tafreshi y Shariati, 2008: p.14]. 
 
 
Figura 3.5 Foto de Dunaliella salina y Dunaliella tertiolecta. [Loera-Quezada y Olguín, 2010: p.99] 
 
Esta especie ha sido comercializada desde hace mucho tiempo debido a su alto contenido 
de pigﾏeﾐtos y Iaroteﾐos Ioﾏo α y β Iaroteﾐos; adeﾏás Hajos Iiertas IoﾐdiIioﾐes 
pueden alcanzar un contenido de lípidos del 60% (Lakaniemi et al., 2012], lo que la hace 
atractiva como materia prima para procesos de biodiesel. 
Es un organismo eucariota que tolera un rango muy amplio de concentraciones salinas en 
el medio de cultivo, la especie Dunaliella acidophyla puede sobrevivir en niveles de pH 
muy bajos (0-1) y D. salina tolera altas concentraciones de luz [Tafreshi y Shariati, 2008: 
p.15]. 
Respecto a los métodos de cultivo para aumentar el contenido de lípidos en las 
microalgas, en algunas especies es recomendable una deficiencia de nutrientes en el 
medio, pero para otras especies resulta contraproducente (ver tabla 3.1). 
Botryococcus braunii: Es una microalga verde, que forma colonias, crece en agua dulce y 
se encuentra comúnmente en lagos y estanques; tiene un tamaño de célula de 15-20µm y 
una forma de ovalo (ver figura 3.6) [Sieg, 2008: p.25]. Se caracteriza por su habilidad para 
sintetizar y almacenar lípidos que contienen hidrocarburos, esteroles, triacilgliceroles y 
 
17 
 
éter lípidos; su contenido de lípidos totales es de alrededor de 60% base seca [Metzger y 
Largeau, 2005: p.488]. 
 
 
Figura 3.6 Foto de Botryococcus braunii. [Loera-Quezada & Olguín, 2010: p.99] 
 
Para obtener una tasa de crecimiento alta y altos contenidos de lípidos el cultivo debe 
realizarse con las siguientes condiciones [Sieg, 2008: p.25]: 
 Intensidad de luz: 30-60 W/m2 
 Temperatura promedio de 23 °C 
 Salinidad de 8.8% m/v 
 Ciclos de 12 horas luz y 12 horas de oscuridad 
 
Otras especies utilizadas como materia prima para producir biodiesel (ver figura 3.7): 
 Nannochloris sp.: Es una microalga marina unicelular, que pertenece a la familia 
 Coccomyxaceae [Seambiotic, 2008]. 
 Nitzchia sp.: Especie perteneciente a las diatomeas, con tamaño de células pequeño y 
que tienden a agruparse [AYMA, 2012]. 
 
18 
 
 Phaeodactylum tricornutum: Microalga diatomea que crece tanto en agua fresca como 
en ambientes marinos [Oilgae, 2012]. 
 Pleurochrysis carterae: Es un microorganismo cocolitóforo unicelular, que tiene un 
contenido de lípidos que varía de 30-50% [Sieg, 2008: p.26]. 
 Prymnesium parvum: Microalga unicelular, flagelada de forma oval, que pertenece a la 
clase de las prymnesioficeas, es conocida por su toxicidad y ser dañina para los peces 
[New Mexico State University, 2010]. 
 Scenedesmus dimorphus: Especie de microalga unicelular que crece en agua dulce, 
perteneciente a la clase de las clorofíceas; tiene una contenido de lípidos que varía 
entre 16-40%, dependiendo de las condiciones de cultivo y necesita constante 
agitación para crecer [Sieg, 2008: p.27]. 
 Euglena Gracilis: Pertenece al género euglena, caracterizado por microorganismos 
protistas unicelulares y flagelados; se encuentra en ambientes de agua dulce [Fairfax 
county public schools, 2012]. 
 Tetraselmis: Es una microalga verde, de ambiente marino; puede llegar a tener un alto 
contenido de lípidos, bajo las condiciones adecuadas puede alcanzar hasta un 45% 
[Sieg, 2008: p.27]. 
 Scenedesmus obliquus: Microalga verde, unicelular, perteneciente a la clase de las 
clorofíceas [Oilgae, 2012]. 
 Monodus Subterraneus: Es una microalga que crece en ambientes de agua dulce, se 
caracteriza por producir ácido eicosapentaenoico y ácidos grasos insaturados omega-3 
[Oilgae, 2012]. 
 
 
19 
 
 
Figura 3.7 Fotos de otras especies de microalgas: A) Monodos Subterraneus, B) Nannochloris sp., C) 
Scenedesmus obliquus, D) Nitzchia sp. [Loera-Quezada y Olguín, 2010: p.99], E) Scenedesmus 
dimorphus, F) Phaeodactylum tricornutum, G) Euglena Gracilis, H) Prymnesium parvum, I) 
Tetraselmis, J) Pleurochrysis carterae [Sieg, 2008: p. 26-27] 
 
 
 
 
 
 
 
20 
 
 
Tabla 3.1. Contenido de lípidos de distintas especies de microalgas 
Especie Medio1 % NS2 % ND3 
Chlorella emersonii F 29 63 
Chlorella minutissima M 31 57 
Chlorella protothecoides F 13 23 
Chlorella sorokiniana F 18 18 
Chlorella vulgaris F 25 42 
Spirulina máxima S 7 
Spirulina platensis S 13 10 
Nannochloropsis sp. M 31 41 
Dunaliella primolecta S 23 14 
Dunaliella salina S 19 10 
Dunaliella tertiolecta S 15 18 
Nannochloris sp. M/F 28 30 
Nitzchia sp. M 28 46 
Phaeodactylum tricornutum M 21 26 
Prymnesium parvum M 30 
Scenedesmus dimorphus F 26 
Euglena Gracilis F 20 35 
Tetraselmis M 17 26 
Scenedesmus obliquus F 21 42 
 
1 Respecto al medio de cultivo: F es agua fresca, M agua de mar y S medio salino. 
2 Contenido de lípidos base seca en condiciones de nutrientes suficientes. 
3 Contenido de lípidos base seca en condiciones de deficiencia de nutrientes. 
Adaptado de: [Harrison y Griffiths, 2009: p.497] 
 
 
21 
 
En El Salvador se encuentran diferentes tipos de microalgas; sin embargo, no existe un 
estudio donde se hayan identificado la mayoría, y las que se han identificado y podrían ser 
viables como materia prima para la producción de biodiesel, son de la clase de las 
diatomeas, las especies Nitzchia y Navícula que se encuentran en varios ríos de nuestro 
país, y de la clase de cianofíceas, las especies Microcystis sp. y Oscillatoria sp. [Rivas, et 
al., 2010: p.28]. 
La especie Navícula tiene un contenido de lípidos de aproximadamente 30%; la especie 
Oscillatoria sp. entre 7-13% base seca [Harrison & Griffiths, 2009: p.498] y la especie 
Microcystis tiene un contenido de lípidos de 28% base seca [Da Rós et al., 2012]. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
22 
 
 
 
 
 
23 
 
CAPÍTULO 4. CULTIVO DE MICROALGAS 
4.1 Producción de microalgas. 
El proceso de producción de biodiesel a partir de microalgas (ver figura 4.1) consta de 4 
etapas fundamentales: Cultivo de microalgas, recuperación de la biomasa, extracción de 
lípidos y transesterificación. 
Producción de 
biomasa 
microalgal
Recuperación 
de biomasa
Extracción de 
biomasa
Aceite de algas
Luz
CO2
Agua + Nutrientes
Agua + Nutrientes
Biodiesel
 
Figura 4.1 Esquema del proceso de producción de biodiesel a partir de microalgas. [Adaptado de: 
Garibay et al., 2009: p.52] 
En la etapa del cultivo, una mezcla de agua y nutrientes (que son el alimento de las 
microalgas) ingresa al sistema, también es necesario añadir CO2 y que el sistema reciba 
luz solar o artificial para generar un ambiente propicio donde crezcan las microalgas. 
La biomasa producida es separada del agua y los nutrientes residuales son recirculados 
hacia la etapa inicial de producción de biomasa. De la biomasa extraída se obtiene el 
aceite de algas mediante diferentes técnicas de extracción. Se puedenutilizar métodos 
físicos como el prensado y se puede realizar la extracción por medio de solventes 
orgánicos como el hexano. 
A partir del aceite de algas obtenido se obtiene el biodiesel, luego de que se ha llevado a 
cabo el proceso de transesterificación; donde los triglicéridos del aceite de algas 
reaccionan con metanol, produciendo metil esteres de los ácidos grasos, obteniendo 
glicerol y biodiesel. 
 
 
24 
 
Los sistemas empleados en la producción de biomasa microalgal se dividen en dos tipos 
[Garibay, et al., 2009: p.52]: 
 Abiertos: Lagos, lagunas, estanques artificiales, de superficie inclinada y estanques tipo 
circuito. 
 Cerrados: Fotobiorreactores tubulares (vertical, horizontal, helicoidal, conformación 
α), paneles planos y columnas de burbujeo. 
 
 
Figura 4.2 Sistemas para producción de microalgas. (A) Sistema tipo circuito (B) Fotobiorreactor 
tubular. Las flechas indican la dirección de flujo del agua [Garibay et al., 2009: p.53]. 
 
4.2 Sistemas abiertos. 
En el caso de los sistemas abiertos, el más utilizado es el estanque tipo circuito; el cual 
consiste en circuitos de 15 a 30 cm de profundidad; se mantiene una agitación constante 
mediante un mezclador de paletas (ver figura 4.2 A), para prevenir la sedimentación del 
cultivo [Garibay et al., 2009: p.53]. Los estanques tipo circuito son construidos 
generalmente de concreto o tierra compactada, tienen diversas formas y pueden ser 
forrados con plástico blanco para aprovechar más la luz solar [Chisti, 2007: p.297]. 
Durante el día el cultivo es alimentado continuamente en el punto donde inicia el flujo y el 
conglomerado microalgal es recolectado al finalizar el circuito de circulación. La aireación 
en estos sistemas es proporcionada por la agitación mecánica [Chisti, 2007: p.297]. 
 
25 
 
En los estanques tipo circuito cualquier enfriamiento se logra sólo por evaporación, la 
temperatura fluctúa de acuerdo al ciclo diurno y estacional. La perdida de agua por 
evaporación en estos sistemas puede ser significativa. [Chisti, 2007: p.298] 
Las producciones y productividades biomásicas factibles en estos sistemas son bajas, 
próximas a 1 g/L y a 10-25 g/m2/d, respectivamente. [Garibay et al., 2009: p.53] 
 
4.3 Sistemas cerrados 
4.3.1 Fotobiorreactor tubular. 
Un fotobiorreactor tubular es un sistema de producción microalgal dónde la producción 
de microalgas crece dramáticamente con un aumento de la concentración de CO2 en el 
ambiente acuoso. [Doshi, 2006: p.16] 
Un fotobiorreactor tubular consiste en una serie de tubos transparentes colocados de 
forma paralela en diferentes arreglos (vertical, horizontal, helicoidal, en forma de cerca, 
etc.) hechos de vidrio o plástico (ver figura 4.2 B); la luz solar es capturada en este arreglo 
tubular, los tubos colectores de luz solar tienen un diámetro de 0.1 m o menos [Chisti, 
2007: p.298] , ya que si el diámetro es muy grande la luz no logra penetrar lo suficiente en 
el denso conglomerado de cultivo microalgal, afectando la producción de biomasa en el 
fotobiorreactor. El conglomerado microalgal circula desde un reservorio hasta el colector 
solar (arreglo de tubos) y luego regresa nuevamente al reservorio. El medio de cultivo es 
agitado constantemente, generalmente por una bomba y se suministra CO2 por burbujeo 
dentro de los tubos de vidrio o plástico. 
 
26 
 
 
Figura 4.3 Fotobiorreactor con arreglo horizontal de tubos en paralelo [Brennana y Owende, 2010: 
p.562]. 
Los tubos se colocan siempre en una orientación de norte a sur, para maximizar la captura 
de luz solar; un arreglo típico es el de la figura 4.3, con los tubos colocados 
horizontalmente sobre el piso y de forma paralela entre ellos, con un sistema de aireación 
que permite la salida de oxígeno del sistema y la entrada de CO2; en el diseño y operación 
de un fotobiorreactor tubular deben tomarse en cuenta diversos factores, tales como: La 
luz, el pH, los nutrientes, la temperatura, la salinidad y la razón CO2/O2. 
4.3.2 Fotobiorreactor de placa. 
Un biorreactor de placa consiste en una serie de paneles o placas interconectadas 
dispuestas vertical u horizontalmente en cajas rectangulares (ver figura 4.4 A); esas 
conexiones se utilizan para realizar el proceso de llenado y vaciado, el suministro (CO2) y la 
adición de nutrientes. La introducción del CO2 se produce por la parte inferior del arreglo 
de placas, para asegurarse de que tenga suficiente tiempo para interactuar con las 
microalgas en el seno del líquido del reactor [Acuña, 2011: p.2]. 
 
27 
 
4.3.3 Fotobiorreactor de Columna de Burbujas 
Consiste en la columna vertical cilíndrica, hecha de material transparente, que permite la 
introducción de gas por la parte inferior de la columna (ver figura 4.4 B), en condición de 
flujo turbulento (Re>3000), para un óptimo intercambio de gases [Acuña, 2011: p.3]. 
Este tipo de biorreactores se construyen con un diámetro máximo de 30 cm (el rango es: 
20 cm a 30 cm) con el fin de garantizar el suministro necesario de energía luminosa, ya sea 
de una fuente natural (luz solar) o de una artificial (luz eléctrica) [Acuña, 2011: p.3]. 
 
Figura 4.4 Distintos tipos de fotobiorreactores: Fotobiorreactor de placa (A) y fotobiorreactor de 
columna de burbujas (B) [Clemens, 2009: p.168]. 
 
4.4 Ventajas y desventajas de los sistemas empleados en la producción de biomasa 
microalgal. 
Los sistemas abiertos tienen la ventaja de tener bajos costos de inversión; sin embargo, 
tienen numerosas desventajas tales como: Baja productividad de biomasa microalgal, 
como pérdidas de agua por evaporación, transferencia limitada de CO2 al cultivo por su 
baja concentración en el aire (0.035% v/v) y su difusión hacia la atmosfera, control 
limitado de las condiciones de cultivo, alta susceptibilidad de contaminación, 
requerimiento de superficies extensas, amplios periodos de producción (6 a 8 semanas), 
producciones reducidas de biomasa y penetración limitada de la luz [Garibay et al., 2009: 
p.54]. 
 
28 
 
Los fotobiorreactores tubulares, presentan la desventaja de tener un costo mayor de 
inversión; sin embargo, presentan diversas ventajas como: pérdidas mínimas de CO2, 
riesgo reducido de contaminación, control y reproducibilidad de las condiciones de 
cultivo, ahorro de agua y nutrientes, menores requerimientos de superficie, flexibilidad de 
diseño, cortos periodos de producción (2 a 4 semanas) y productividades 
considerablemente superiores (5 a 13 veces) [Garibay et al., 2009: p.54]. 
Las principales ventajas de los fotobiorreactores de placa son [Oilgae, 2012]: una 
superficie de iluminación grande, las microalgas no se ven sometidas a esfuerzos cortantes 
evitando así posibles daños a las células, es un sistema relativamente barato, fácil de 
limpiar, permite obtener productividades altas de biomasa microalgal, es un sistema que 
puede enfriarse fácilmente y presenta una baja acumulación de oxígeno. 
Pero también tiene desventajas que deben tomarse en cuenta como [Oilgae, 2012]: la 
temperatura es difícil de controlar, existe un alto grado acumulación del conglomerado 
microalgal en la pared (ya que no hay agitación), lo que obstaculiza la penetración de la 
luz en el cultivo. 
Los fotobiorreactores de columna de burbujas tienen diversas ventajas [Oilgae, 2012]: son 
sistemas compactos y fáciles de operar, tienen productividades de biomasa microalgal 
altas, similares a las de los fotobiorreactores tubulares; así también, permiten un buen 
grado de mezclado en el flujo con un bajo esfuerzo cortante sobre las células microalgales, 
son sistemas con bajo consumo de energía y fáciles de enfriar, además presentan niveles 
de foto-inhibición y foto-oxidación bajos. 
Las desventajas de sistemas como este son que presentan una superficie de iluminación 
pequeña, puesto que hay una zona oscura considerable en el centro de la columna, se 
necesita de materiales sofisticadospara su construcción y por lo tanto los costos para 
modelos más grandes pueden ser elevados [Oilgae, 2012]. 
 
 
29 
 
4.5 Técnicas de cultivo. 
Se deben tomar en cuenta diversos aspectos a la hora de diseñar un fotobiorreactor para 
obtener un cultivo adecuado de las microalgas y obtener buenos rendimientos, sin costos 
muy elevados. 
Los aspectos más importantes a tomar en cuenta son [Clemens, 2009: p.166-169]: 
Saturación y dilución de la luz, atenuación y reducción de la trayectoria de la luz, 
fluctuación de la luz en el cultivo, suplemento de CO2 y aireación, y mezclado del cultivo. 
 Saturación y dilución de la luz: La mayoría de especies de microalgas crecen en 
ambientes cuya intensidad de luz solar no es muy alta, por lo tanto una alta intensidad 
de luz, puede traer resultados contraproducentes y la luz en exceso se desperdicia 
como fluorescencia y calor; en el caso de muchas especies de microalgas se observa un 
incremento lineal de la tasa de crecimiento con el aumento de la intensidad de luz 
hasta llegar a un punto de saturación de luz, donde ya no se observa un aumento en la 
tasa de crecimiento. Este valor corresponde a un 10% aproximadamente de la luz solar 
durante el día [Clemens, 2009: p.167]. Por lo tanto la configuración del fotobiorreactor 
debe ser tal que la luz solar recibida por el colector de luz, se extienda a un área mayor 
del reactor, donde crecen las microalgas, permitiendo así que el cultivo reciba sólo una 
fracción de la intensidad de luz solar. Por ello se recomienda el uso de 
fotobiorreactores con superficies grandes, como placas planas, placas alveolares o 
placas alineadas perpendicularmente al ángulo de incidencia de la luz. En otras 
palabras el biorreactor colocado de esta manera aprovechara más eficientemente la 
radiación recibida que al colocarlo de manera que reciba toda la radiación 
directamente, éste funcionaría bien de una u otra forma, pero sería mejor si su 
configuración es la recomendada [Clemens, 2009: p.166]. 
 Atenuación y reducción de la trayectoria de la luz: La distribución de la intensidad de 
luz dentro del fotobiorreactor depende de la geometría de este y de la atenuación de 
la luz causada por las células del conglomerado microalgal. Mientras la trayectoria de 
la luz sea mayor que el grosor de la capa de conglomerado microalgal se obtienen 
 
30 
 
tasas de crecimiento exponenciales, al alcanzar niveles mayores de concentración de 
biomasa microalgal sólo se obtendrá un crecimiento lineal; por lo que es necesario 
proporcionar un buen mezclado del cultivo para que haya una distribución de luz 
adecuada; también se recomienda que el grosor del Fotobiorreactor sea lo más 
pequeño posible para obtener células microalgales de alta densidad, que facilitan el 
mezclado y el procesamiento posterior de la biomasa microalgal. Debido a esto, un 
diseño óptimo de un fotobiorreactor debe tener una razón de superficie/volumen alta 
[Clemens, 2009: p.166]. 
 Fluctuación de la luz en el cultivo: El mezclado y las turbulencias que existen dentro 
del fotobiorreactor provocan que las células microalgales se muevan de zonas muy 
iluminadas a zonas oscuras; es decir, que cada célula está expuesta a ciclos de 
luz/oscuridad; dichos ciclos tienen un efecto en el crecimiento del conglomerado 
microalgal. Esta es otra de las razones por las que el mezclado dentro del cultivo es tan 
importante. Se ha demostrado que tiempos de mezclado para generar ciclos de 
luz/oscuridad menores de 1Hz deben ser evitados y ciclos entre 1 Hz y 1 kHz son 
bastante útiles [Clemens, 2009: p.168]. 
 Suplemento de CO2 y aireación: Una de las principales tareas del fotobiorreactor es 
alimentar a las células microalgales con dióxido de carbono, para que se lleve a cabo la 
fotosíntesis y remover el oxígeno producido del medio, la demanda de CO2 se calcula 
de acuerdo al contenido de carbono de la biomasa; por medio de la estequiometria, 
de acuerdo a esto la demanda de CO2 generalmente es de 1.85 g CO2/g biomasa o 
puede ser mayor [Clemens, 2009: p.168]. 
 
Para asegurar que las células puedan captar el CO2 en el ambiente de cultivo, se 
necesita de una presión parcial entre 0.1-0.2 kPa, en la fase líquida [Clemens, 2009: 
p.168]. Asimismo, los niveles de oxígeno generados por la fotosíntesis en el 
fotobiorreactor deben controlarse, para que en la relación CO2/O2, la proporción de 
oxígeno sea mínima, evitando así procesos de foto respiración y daño foto-oxidativo a 
 
31 
 
las células de microalgas; el valor máximo tolerable de oxígeno disuelto no debe 
exceder al 400% del valor de saturación del aire [Chisti, 2007: p.299]. 
 Mezclado del cultivo: El mezclado es un aspecto muy importante ya que mejora la 
distribución de luz dentro del fotobiorreactor y evita que haya sedimentación del 
conglomerado microalgal; el mezclado generalmente se realiza por bombeo o 
burbujeo, dependiendo del tipo de fotobiorreactor; sin embargo, debe tenerse 
cuidado al utilizar estas técnicas ya que pueden dañar las células microalgales debido 
al esfuerzo cortante. Se recomienda el uso de bombas centrífugas, bombas 
peristálticas y bombas de aire a presión [Chisti, 2007: p.299]. 
 
En los fotobiorreactores, debe tomarse en cuenta que durante la noche la alimentación y 
aireación son suspendidos, pero el cultivo debe ser mezclado continuamente para evitar la 
sedimentación de la biomasa. Se puede llegar a consumir hasta un 25% [Chisti, 2008: 
p.128] de la biomasa producida durante la noche, para el mantenimiento de las células 
hasta el amanecer; el alcance de esta pérdida nocturna depende de las condiciones bajo 
las cuales la biomasa creció, tales como temperatura y radiación solar recibida durante el 
día. 
El rango de temperatura óptima para el crecimiento de muchas microalgas es 20°C-30°C 
[Chisti, 2008: p.128] una temperatura del fotobiorreactor fuera de dicho rango, puede 
causar daño en las células o la muerte de las microalgas. Dependiendo de las condiciones 
ambientales del lugar puede ser necesario un sistema de enfriamiento, para controlar la 
temperatura durante el día; para tal fin pueden utilizarse intercambiadores de calor en las 
distintas zonas del fotobiorreactor. Durante la noche el fotobiorreactor puede 
mantenerse a una temperatura un poco más baja que la temperatura óptima de 
crecimiento, disminuyendo así la pérdida de biomasa nocturna [Chisti, 2008: p.129]. 
En el caso de los fotobiorreactores de placa, el suplemento de CO2 y el mezclado se realiza 
por medio de burbujeo de aire enriquecido con CO2, la misma técnica se utiliza en los 
fotobiorreactores de columna de burbujas; dicha técnica permite evitar la sedimentación 
 
32 
 
y acumulación de oxígeno, sin embargo no está claro si este técnica de mezclado permite 
obtener los beneficios de rápidos ciclo de luz/oscuridad [Clemens, 2009: p.170]. 
En el caso de los fotobiorreactores tubulares, existen distintos tipos de configuraciones y 
patrones de flujo (ver figura 4.5); por ejemplo, para aumentar el número de tubos que 
pueden ser acomodados en un área determinada se utiliza un arreglo de tubos similar a 
una cerca. Otro tipo de arreglo es el de tipo helicoidal, en el cual los tubos hechos de 
plástico flexible son enrollados alrededor de una estructura de soporte (de forma 
cilíndrica), este tipo de fotobiorreactor es adecuado para la producción de volúmenes 
pequeños de conglomerado microalgal [Chisti, 2007: p.299]. 
 
 
Figura 4.5 Diferentes tipos de fotobiorreactores: A) arreglo en forma de cerca, B) arreglo helicoidal 
[Chisti, 2007: p.298]. 
 
El piso bajo el colector solar, generalmente se pinta de blanco o es cubierto con capas 
blancas de plástico para aumentar la reflectancia de la luz solar; se puede utilizar luz 
artificial en el cultivo, sin embargo esto elevaría los costos [Chisti, 2008: p.128]. 
 
33 
 
La intensidad de luz incidente en el fotobiorreactor debe moderarse,