Manual toxi

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UNIVERSIDAD VERACRUZANA
FACULTAD DE BIOANALISIS
Manual de laboratorio Toxicología
Autores Santiago Roque Isela. García Acosta Yaneth
López Meraz María Leonor
Xalapa, Ver.	Agoto 2022
 (
54
)
ÍNDICE
Contenido
Introducción	3
Reglamento para el laboratorio de toxicología	4
Practica # 1. Manejo de animales en el laboratorio de toxicología	6
Practica # 2. Toma de muestras biológicas	15
Practica # 3. Vías de administración	21
Practica # 4. Sinergismo	26
Practica # 5. Validar un método para la determinación de ácido acetil-•salicílico en orina	31
Practica # 6. Determinación de etanol en orina y suero	34
Práctica # 7. Determinación del efecto convulsivante del pentilentetrazol	38
Práctica # 8. Determinación de acetaminofén en una preparación farmacéutica
..........................................................................................................................41
Práctica # 9. Teratogénesis	44
Practica 10 Monitoreo de fármacos	46
Anexo 1. Manejo de RPBI	50
Anexo 2. Manejo de residuos químicos	53
Introducción
En esta guía se proporcionan procedimientos, material y técnicas específicas para el desarrollo de las actividades en el laboratorio y que a su vez que apoyen a la consecución de la competencia establecida en el programa de la experiencia educativa de Toxicología, que se ubica en la estructura curricular de la licenciatura de Química Clínica.
Cada práctica contiene un sustento teórico, el cual permite tener un acercamiento al saber teórico y relacionarlo con el procedimiento a realizar en la práctica, a fin de obtener un resultado satisfactorio que complemente el aprendizaje. Por su parte las prácticas, están fundamentadas en una revisión de artículos o procedimientos permitidos según la normatividad para el uso de animales de laboratorio y los saberes establecidos en el programa de la experiencia de Toxicología. De tal forma que el estudiante se aproxima al proceso tóxico estudiado en las clases teóricas.
Cabe señalar que en la mayoría de estas prácticas se hace uso de animales de laboratorio, por ser un modelo experimental de fácil manipulación con un costo relativamente bajo, y que permiten demostrar los principios fundamentales de la Toxicología.
Por otra parte, existe un apartado en cada práctica que retroalimenta estos procedimientos con preguntas que orienten a indagar información sobre el tema relacionado con la práctica.
Reglamento para el laboratorio de toxicología
Los C.C. catedráticos deberán:
a) Respetar sus horarios de entrada y salida.
b) Permanecer dentro del laboratorio mientras haya alumnos trabajando.
c) Solicitar con anticipación su material de trabajo, por escrito en las hojas especiales que para ello existen, con un mínimo de tiempo de 48 horas hábiles. Las hojas de pedido se les proporcionaran en los laboratorios. El profesor puede entregar al laboratorio su manual de prácticas con todos los requerimientos por equipo, y calendarizar sus prácticas de todo el semestre escolar. En tal caso, no es necesario solicitar su material y reactivos en cada práctica.
d) Enseñar oportunamente a los alumnos el manejo y cuidado del material, reactivos y equipo que utilicen dentro de la práctica.
e) Instruir a los alumnos como desechar los residuos químicos generados en la práctica.
f) Informar debidamente a los alumnos sobre el manejo de residuos peligrosos biológico infecciosos en las prácticas que lo requieran.
g) Supervisar a los alumnos en el manejo del equipo académico.
h) Responsabilizarse del uso y consumo del material solicitado, devolviendo al laboratorio el material no utilizado.
i) Solamente permitir la asistencia a laboratorio a los alumnos que aparezcan en las listas oficiales.
j) No permitir la entrada a personas ajenas al grupo.
k) Apoyar a los laboratorios en la recuperación del material roto por los alumnos.
Los alumnos:
a) Únicamente quienes estén regularizados y aparezcan en las listas oficiales, ejercerán el derecho a realizar las prácticas de laboratorio.
b) Deberán solicitar el material y el equipo mediante un vale debidamente requisitado, con especificaciones de cada pieza al laboratorio donde se realizará la práctica. El alumno que reciba el material entregará su credencial vigente. (que lo acredita como alumno de la facultad) revisando con cuidado el material en presencia del laboratorista que lo atiende, y se hará responsable del mismo. En caso de ruptura o pérdida del material, se conservará en los laboratorios su credencial hasta que el material sea repuesto.
c) Solicitaran el préstamo de equipo académico mediante vale y una credencial vigente por aparato. Esto incluye a los microscopios.
d) Se obligan a entregar limpio el material al término de la práctica.
e) Dejaran limpias las mesas de laboratorio. No deberán dejar ni tirar basura.
f) Depositaran los desechos químicos generados en el recipiente que corresponda, según instrucciones del maestro.
g) Deben conservar las tarjas de los laboratorios libres de toda basura (algodones, papeles o desechos de cualquier clase.)
h) Separaran y/o trataran adecuadamente los residuos biológicos infecciosos para ser depositados ya sea en bolsas o en contenedores rígidos según sea el caso.
i) Al finalizar la práctica depositaran en una bolsa amarilla los animales que sacrifiquen los tejidos u órganos de animales que utilicen. Además, los llevaran al bioterio en donde serán colocados en refrigerador especial para residuos peligrosos biológico infecciosos. La bolsa amarilla será proporcionada por el responsable del laboratorio.
j) Queda prohibido sentarse en las mesas de trabajo. k)
Reglamento del departamento de laboratorios de enseñanza de la unidad de ciencias de la salud. Campus Xalapa.
Manual del laboratorio de toxicología
Práctica # 1. Manejo de animales en el laboratorio de toxicología.
Sustento teórico
Los animales de experimentación en el laboratorio de toxicología son de crucial importancia, ya que ellos nos permiten evaluar efectos tóxicos causados por los diferentes tipos de fármacos y sustancias. Dentro de los modelos de laboratorio utilizados se encuentran peces, moluscos, roedores, entre otros. Estos últimos han sido utilizados en investigaciones desde el siglo XlX y hasta la fecha los más usuales son ratas, ratones, hámster, cobayo, conejo, perros y gatos. (Guerrero, 1996; Cardoso y Mrat 2008; Zúñiga et al. 2001). Sin embargo, se ha tratado de disminuir el uso de animales de experimentación como respuesta a lineamientos internacionales publicados por la organización de cooperación económica y desarrollo OECD, en donde recomiendan reemplazarlos por métodos alternativos como los cultivos celulares in vitro, algas, peces, entre otros. (Bossotto, 2009; Cardoso y Mrat, A. 2008). No obstante, estos métodos alternativos presentan limitaciones y los resultados que ofrecen tienen aplicaciones restringidas, pero son útiles como estudios previos a realizados en roedores.
Por otro lado, se considera que los roedores son utilizados en los laboratorios de investigación o de docencia por la facilidad para el cuidado, aunando a que son dóciles para estudios experimentales, tienen un bajo costo, una reproducción elevada y un tiempo de vida relativamente corto si lo comparamos con el humano (1 años vs 70 años), así como su amplio rango de variabilidad genética y una pureza en su raza que ha permitido el avance en varias áreas médicas (Zúñiga et al. 2001). Si bien es cierto los beneficios que aportan el uso de estos animales, es necesario contemplar aspectos para su cuidado, en México existe normatividad al respecto y se encuentra en la NOM-062-ZOO-1999. Esta norma aplica a los bioterios, y considera la implementación de programas sanitarios para la prevención de enfermedades en los que incluyen la limpieza del lugar, material de alojamiento y la
alimentación, con la finalidad asegurar el bienestar del animal, satisfacer las necesidades de la investigación y reducir o eliminar las variables experimentales.
Existen una amplia variedad de especies de roedores; sin embargo, solosunas cuantas se encuentran en el área de reproducción del bioterio y del laboratorio de Neurotoxicología de esta unidad académica. A continuación, se presentan estas especies.
Ratones adultos Balb/C	Ratones adultos CD1	Rata adulta Wistar
Ratón joven1 y adulto2 CD38
Figura 1. Fotografías de ratas y ratones criados en el bioterio de la facultad deBioanálisis (García Acosta 2009; Santiago Roque 2015).
Estos roedores pertenecen taxonómicamente a una clase, a un suborden, a un género y a variedades como se describe en las siguientes tablas:
	Tabla 1. Clasificación taxonómica de la rata.
	Clase
	Mammalia
	Orden
	Rodentia
	Suborden
	Miomorfa
	Familia:
	Muridae
	Género
	Mus
	Especie
	Norvergicus
Muñoz,2001; Meyers, 2000; Zúñiga et al., 2001.
	Tabla 2. Características de las ratas.
	Variedad
	Característica
	Susceptibilidad
-resistencia
	Uso
	Sprague-
	albina, cabeza
	Resistente	a enfermedades
respiratorias.
	Estudios	de		inmunología, parasitología, microbiología, otología,		inducción	de enfermedades			infecciosas, nutrición, biología molecular, neurología, genética, reproducción,					oncología, quimioterapias,				toxicología, farmacología,						fisiología, pruebas de toxicidad, control de	calidad,	estudios	de metabolismo, la acción de vitaminas y hormonas
	Dawley
	fina y cola larga
	
	
	Wistar
	albina, cabeza
	Resistente a
	
	
	ancha, cola más
	ciertas
	
	
	corta	que	su
	enfermedades
	
	
	cuerpo, de orejas
	respiratorias
	
	
	largas
	
	
	Long Evans
	Más pequeña que
	Más resistente
	
	
o	rata
“capuchona”.
	las albinas, es de
pelo oscuro o negro en algunas
	que las albinas a
enfermedades respiratorias y a
	
	
	partes de la
	epidemias.
	
	
	cabeza y del
	
	
	
	tronco dorsal, ojos
	
	
	
	pigmentados.
	
	
Ochoa, 2008; Guerrero, 1996; Hidalgo, 2007; Cardoso y Mrat, 2008; Zúñiga et
al., 2001.
	Tabla 3. Clasificación taxonómica del ratón
	Reino
	Animalia
	Orden
	Rodentia
	Phyllum
	Chordata
	Suborden
	Miomorfa
	Subphylum
	Craniata
	Familia
	Muridae
	Clase
	Mamalia
	Género
	Mus
	Subclase
	Theria
	Especie
	Musculus
	Infraclase
	Eutheria
	
	
Muñoz, 2001; Myers, 2000; Zúñiga et al., 2001.
	Tabla 4. Características de los ratones.
	Variedad
	Característica
	Uso
	NMRI
	Color: albino
	
Estudios de inmunología, otología, nutrición, gnotobiología, biología molecular, neurología, genética, reproducción, oncología, toxicología, farmacología, fisiología, parasitología, microbiología, producción de biológicos, pruebas de toxicidad; control de calidad, transparentación de tejidos, embriología, estudios del cáncer, virología, enfermedades infecciosas, diagnóstico de enfermedades infecciosas, diagnóstico de enfermedades como la rabia y control de calidad de productos biológicos y farmacéuticos, lesiones de la medula espinal, parálisis.
	
	Excelente capacidad reproductiva, promedios de crías/camada = 9 Peso al nacer
= 1.67g
Peso al destete = 9.9g(H) y 11.88g (M) Peso a las 5 semanas = 24.08g (H) y 25.32g (M)
Baja incidencia de tumores mamarios
hasta las 52 semanas
	
	
Balb/C
	Color: Albino
Período de vida 789 días las hembras y 841 días los machos
Crías destetadas/camada = 6.
Peso al nacer: 1.6g
Peso al destete 10.3g (H) y 10.2g (M) Peso a las 5 semanas: 15.21g (H) y 16.27g (M).
	
	
C57Bl/6
	Color: Negro
Período de vida 789 días las hembras y 841 días los machos
Crías destetadas/camada = 5. Peso al destete 7.8g (H) y 7.2g (M)
Peso a las 5 semanas: 14.3g (H) y
16.1g (M).
	
	
CD1
	Color: Albino
Período de vida 789 días las hembras y 841 días los machos
Crías destetadas/camada = 6.
	
Ochoa, 2008; Guerrero, 1996; Hidalgo, 2007; Cardoso y Mrat, 2008.
Objetivo:
Que el estudiante conozca las técnicas para el manejo de roedores utilizados en el laboratorio a fin de facilitar su manipulación dentro de este.
Descripción de la práctica
El manejo de animales se refiere al control que el alumno ejerce sobre el roedor ya que esto le permite una correcta manipulación del animal para minimizar el estrés ocasionado al roedor y a su vez el alumno adquiere agilidad y rapidez necesaria para el desarrollo de esta práctica, promoviendo con ello el respeto por un organismo vivo.
Con esta propuesta los estudiantes pondrán en práctica las técnicas de sujeción y transporte de ratas y ratón aquí descritas. Para esto contarán con animales proporcionados por el bioterio y con la guía del profesor de la experiencia educativa.
Técnica de manipulación de roedores
Este es un punto crucial para la administración de diferentes sustancias con la finalidad de observar algún efecto farmacológico o tóxico por lo que a continuación se describe dicho procedimiento.
1. Traer con 15 minutos de anticipación los roedores del bioterio. El traslado debe hacerse en la jaula en donde se alojan los animales.
2. Limpiar mesa de trabajo.
3. Solicitan el material a utilizar en el laboratorio.
4. Observar la forma de sujeción del roedor.
5. Una vez inmovilizado el roedor otro compañero marcara el roedor rata y ratón para no confundirlos, esto se puede hacer con un marcador de tinta indeleble
poniendo una línea en la base de cola. Una línea delgada equivale a una unidad y una gruesa a cinco unidades.
6. Para trasladar al roedor de la jaula a la balanza, se puede sujetar de la parte proximal de la cola (base) solo por periodos cortos, depositar con mucho cuidado al roedor en la balanza.
7. Posteriormente se pesa registrando los datos en la siguiente tabla:
	Hoja de control
	Clave
	Talla
	Edad
	Género
	Especie
	Peso
	Observaciones
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
8. En el caso de que se sujete al animal para un proceso de administración de una sustancia, se trasladara a la mesa hasta una superficie rugosa contra la que pueda ejercer resistencia, luego se le toma por la piel de la base del cuello con los dedos índice y anular, se le da la vuelta y se sujeta de la cola entre el dedo meñique y la palma de la mano o entre el cuarto y quinto dedo, en ningún caso se le debe de agarrar por la punta de la cola ya que podría arrancársele la piel de dicho apéndice.
9. Cuando la práctica requiera recolectar heces u orina, es recomendable ocupar cajas metabólicas, las cuales colectan tanto orina como heces fecales. La colección de heces sin contaminarlas se puede hacer usando una copa anal, la cual resulta más efectiva en los machos por la separación de ano genital, ya que la distancia es dos veces mayor que en la hembra.
10. Cuando haya concluido la práctica, debe limpiarse perfectamente con agua y jabón el lugar de trabajo, ya que los roedores por lo general miccionan y defecan como respuesta al estrés originado por la manipulación.
Recomendaciones para el manejo de roedores
· En caso de que la practica requiera intoxicación aguda, es aconsejable no manipular la rata hasta que el equipo o material que vaya a utilizarse este listo. Esto es con el fin de evitar que el animal entre en estrés por un continuo manejo y pueda morder al manipulador, las ratas no suelen ser agresivas si se les maneja con cuidado en caso de que el animal vaya a ser utilizado en una experimentación prolongada se recomienda manipularlo diariamente para que sea un poco más dócil y se acostumbre al manejo, siempre y cuando el diseño experimental lo permita. (Zúñiga et al., 2001; Guerrero, 1996).
· La voz alta, los ruidos extraños o ademanes bruscos, pueden provocar el ataque por mordedura de rata. Por eso debe evitarse (Zúñiga et al. 2001).
· El estrés causado a los animales por el transporte afectara adversamente la fisiología y el estado inmunológico del animal. Una vez que el roedor ha llegado a su destino, si se pretende usar inmediatamente para trabajo de experimentación se recomienda dejar reposar al animal mínimo 48 horas. Después de su llegada. Permitiendo con esto que logre estabilizar sus respuestas inmunes (Guerrero, 1996).
En conclusión, los roedores son fácilmente manejados si se hace correctamente. Todo método de sujeción o inmovilización debe permitir la libre respiración y circulación normal del aire o sangre(Guerrero, 1996; Zúñiga et al., 2001).
Material
· Guantes
· Plumón con tinta indeleble
· Franela
· Balanza con canasta de pesado para roedores.
· Solución para limpiar mesas
Material biológico
· Una rata de laboratorio por alumno
Autoevaluación
1. ¿A qué se refiere el término knockout?
2. ¿Qué aspectos de la NOM-062-ZOO-1999 se aplican en el Bioterio?
3. Cuáles son las practicas utilizadas en el bioterio de la facultad que garantizan el bienestar animal?
Nota:
El reporte de la práctica contendrá:
Portada (datos de la universidad, facultad, Experiencia educativa, nombre y número de la práctica, nombre del estudiante).
Resultados: Describirá los resultados obtenidos.
Discusión: En este aparatado explicara argumentativamente sus resultados, comparando con lo encontrado en la literatura, cuando haga uso de información de otros autores deberá citarlos en formato VANCUVER. Las referencias utilizadas serán de al menos 3 revistas (3 años de antigüedad) y 1 libro.
Referencias: El número mínimo de referencias serán de 4, con la vigencia antes señalada.
Y las respuestas para la retrolaimentación
Desechos de RQ y RPBI
No aplica
Referencias
1. Guerrero, A. O. (1996). Manual para el manejo de animales de laboratorio. Universidad Juárez Autónoma de Tabasco División Académica de Ciencias Biológicas. Villa Hermosa Tabasco, México: Compañía Editorial Impresora y Distribuidora S.A. México.
2. Aluja, A. S. (2002). Animales de laboratorio y la Norma Oficial Mexicana (NOM-062-ZOO-1999). Gaceta Medica de México; 138 (3): 295-298
3. Ochoa, H.Z(2008).Http://www.ucla.edu.ve/dveterin/bioterio/animales.htm. Recuperado el 22 de 09 de 2009.
4. Myers, P. (2000). Animal Diversity Web. recuperado el 3 de octubre de 2009, del sitio web del departamento de museo de zoología de la universidad de Michigan:http://animaldiversity.ummz.umich.edu/site/accounts/information/Rod entia.html.
5. Zúñiga, J. M., Tur, J. A., Milocco, S. M., Piñeiro, G. R. (2001) Ciencia y tecnología en protección y experimentación animal. Madrid: Mc Graw – Hill Interamericana.
6. Bossotto, A. P. (2009, septiembre). Simposio multilateral entre autoridades de monitoreo, autoridades regulatorias y laboratorios de ensayo sobre la implementación de los principios de la OECD de Buenas Prácticas de Laboratorio. Ponencia presentada en el Meeting patrocinado por la OECD, Villa Tuscolana, Roma, Italia.
7. Cardoso, C. & Mrat, A. (2008). Ética en investigación con animales: Una actitud respetuosa del investigador con rigor y calidad científica. Revista latinoamericana de bioética. 8, (2), 46 – 49.
Manual del laboratorio de toxicología
Práctica # 2. Toma de muestras biológicas
Sustento teórico
El uso de modelos de animales para prácticas escolares cuando no se tiene alcance a muestras de individuos intoxicados es muy valioso, debido a que los estudiantes pueden habilitarse en el desarrollo de un método analítico. Sin embargo, esta práctica tiene una aplicación de mayor trascendencia debido a que se podría omitir la toma de muestras y la manipulación del roedor, pero lejos de abandonar esta práctica es ahora una necesidad en nuestro medio, debido a que los estudiantes de la disciplina de bioquímica clínica cada vez más se inmiscuyen al área de investigación biomédica en donde el uso de modelos animales de laboratorio se vuelve una práctica común. Por tanto, generar competencias de este tipo en los estudiantes se hace necesario para que los estudiantes adquieran las destrezas para identificar los sitios anatómicos ideales para la obtención de fluidos biológicos comúnmente analizados. Para este fin, se tomarán en cuenta aspectos éticos y normativos para realizar las actividades que se planean en esta práctica, así como la disminución en la medida de lo posible de roedores. El refinamiento es esencial en las prácticas de esta experiencia educativa, por lo que la analgesia y anestesia es un elemento necesario a cubrir, la administración de fluidos y sustancias y en su caso, la eutanasia, utilizando procedimientos y métodos confiables, que no produzcan pánico en el animal y seguro para el personal involucrado.
La finalidad de usar anestésicos es para generar un estado de inconsciencia en los roedores, pero no se evita el dolor por eso se recomienda la combinación con un analgésico, y así evitar el sufrimiento de los mismos. Estos fármacos varían de acuerdo los distintos grupos. Una práctica común es el uso del pentobarbital sódico; no obstante, solo se logra la sedación por lo que se recomienda el uso de la combinación de ketamina-xilacina para lograr un estado de inconsciencia y analgesia o el uso de otros medicamentos recomendados por Asociación médica veterinaria americana, los cuales se enlistan a continuación:
Tabla 5. Dosis y vís de administración de algunos anestésicos empleados en roedores
	
Taxon
	Barbitúrico
	
Ketamina
	
Uretano
	
Exobarbital
	
Thiamynal
	
	Pentrobarbital
sodico
	Thopental
(pentotal)
	
	
	
	
	
Rata
	25 * IV
40-•‐50 * IP
	20 * IV
40 * IP
	22-•‐44 * IM
	0.75 * IP
	
200 * IP
	40-•‐70 * IV SOL AL 1
%
	Ratón
	35 * IV
40-•‐ 50 * IP
	25 * IV
50 * IP
	22-•‐44 *
IM
	N/A
	200 * IP
	N/A
N/A No aplica
Objetivo
Que el estudiante conozca las técnicas y sitios anatómicos mayormente utilizados para la obtención de muestras biológicas de calidad en ratas Wistar con apego a la normatividad vigente que aplique.
Vena situada en la cola	Cortando la punta de la cola	punción cardiaca*
Seno retro-orbital
Figura 2. Toma de muestra sanguínea. *Esta se utilizará cuando sea la última de las actividades en el experimento o la práctica, nunca dejar que el roedor después de una punción cardiaca se recupere.
Figura 3. Colecta de orina en caja metabólica.
Figura 4. Toma de muestra de exudado vaginal para estudio citológico.
Técnicas para la obtención de muestras
Previa a la obtención de la muestra se deberá analizar el anestésico y analgésico que sea conveniente, tomando en cuenta el dolor que puede provocar la manipulación al roedor así como las alteraciones que puede del método analítico a utilizar.
Obtención de muestras sanguíneas
1. Realice la elección del anestésico y el analgésico que utilizara.
2. Determine la cantidad que administrará de los fármacos elegidos
3. Cargue las jeringas según su cálculo y pida que le supervisen la cantidad que tiene su jeringa antes de administrarla.
4. Prepare todo el material a utilizar, jeringas, antisépticos, tubos de recolección.
Venas laterales de la cola
1. Identifique las venas laterales, se localizan a ambos lados de la línea central de la cola y muy superficialmente de manera que la punción debe hacerse prácticamente paralela a la superficie. Se puede apoyar con una vasodilatación por inmersión de la cola en agua caliente (Temperatura no superior a 43ºC) o utilización de agentes vasodilatadores (como Xilacina o Acepromacina).
2. Si aparece sangre al aspirar, la colocación de la aguja será la adecuada. De todas formas, es fácil comprobar que hemos accedido a la vena ya que, si la aguja ha sido alojada en el lumen de la vena, no se apreciará resistencia al presionar el émbolo de la jeringa de modo que la muestra fluirá sin dificultad en el torrente sanguíneo. Aspirar lentamente hasta obtener un volumen de 0.5 ml como máximo.
3. Una vez inoculada la muestra retirar la aguja y presionar la zona de inyección con un algodón para detener la hemorragia.
Vena submandibular de sangre
1. Para este caso, inicie desde el paso 1 al 4. Aquí requiere una lanceta
2. Identifique la vena submandibular, sujete al roedor de manera tal que pueda exponer el área donde picara.
3. Realice la punción y colecte tanta muestra como sea necesaria. Esta toma requiere tiempo por que el muestreo se hace por goteo.
Figura 5. Vena submandibular (panel izquierdo), punción (panel medio) y colecta de muestra sanguínea (panel derecho).
Seno Retro-orbital
1. Para este caso, inicie desde el paso 1 al 4.
2. Identifique el área orbital del roedor, sujete al roedor de manera tal que pueda exponer el área donde picara.3. Realice la inserción de un capilar que contenga anticoagulante si requiere sangre completa.
Figura 6. Sitio de toma de muestra del seno retro-orbital del roedor (panel izquierdo) y recolección de sangre de esta zona (panel derecho).
Recomendaciones
1. Esperar las instrucciones del profesor para la administración del fármaco y realizarlo bajo supervisión.
2. Calcular la cantidad a administrar según la dosis que se indique la cual debe ser revisada por el profesor, así como la cantidad que carga en su jeringa.
Material
· Vaso de precipitado de 500 ml
· Parrilla de calentamiento
· Contenedor de RPBI
· Jeringas de insulina de 1ml
· Torundas de alcohol
· Balanza granataria con canasta para pesar animales
· Lanceta
· Capilar
Material biológico
· Ratas Wistar adultas con un peso mayor a 300 g
· Ratones Balb/C o CD1 adultos
Reactivos o fármacos:
· Ketamina
· Xilacina
· Sol de hipoclorito de Na al 2%
Evaluación
1. ¿Cuáles son los parámetros que incluyen el perfil de lípidos, examen general de orina, glucosa sanguínea, citología acorde al ciclo hormonal de los roedores?
2. ¿Qué criterios aplican para considerar a una muestra de calidad analítica?
Desechos de RPBI y RQ:
1.- Los residuos químicos generados en el proceso de tinción deberán ser depositados en un recipiente destinado para ello, solicitarlo al auxiliar del laboratorio
2.- La orina obtenida de los roedores, deberá desactivarse con cloro: Por ejemplo: 200 ml de orina + 200 ml de solución de hipoclorito de sodio al 2%.
3.- Los portaobjetos con tinción serán desechados en el contendor de material punzocortante.
Manual del laboratorio de toxicología
Práctica # 3. Vías de administración Sustento teórico
A diferencia de la farmacología en el área de la toxicología no es aplicable el término de vías de administración sino más bien vías de exposición. Sin embargo, cuando se requiere experimentalmente exponer a un organismo a tóxicos como en el caso de los roedores, es aplicable el término de vías de administración. Así, para que una sustancia toxica química genere efectos indeseables en un sistema, es necesario que dicha sustancia o sus metabolitos estén en el organismo y alcancen concentraciones suficientes para llegar al órgano diana. Para ello, se requiere del uso de vías de administración, las cuales se dividen en enteral y parenteral (Armijo, 2003; Watkins, 2005; Winters, 1993). Las principales características de las vías de administración se mencionan en la siguiente tabla.
Tabla 6. Características de las vías de administración.
	Vía de
administraci ón
	Ubicación anatómica
	Ventajas
	Desventajas
	Enteral
	Oral
	De	la	boca al ano.
	Segura, económica y de rápida absorción.
Es la más utilizada de todas las vías entérales, y es la de elección para el tratamiento
ambulatorio.
	La respuesta es variable, depende del estado funcional del tracto gastrointestinal, el pH, la ingestión de alimentos principalmente.
	Sublingual
	Bajo la lengua.
	Esta vía se usa cuando se desea una acción rápida
	Requiere que el animal de experimentación este consciente.
No debe beber agua ni tragar saliva en exceso
hasta que el comprimido desaparezca.
	Rectal
	En el ano.
	Es de acción más rápida que la vía oral
	La	absorción	suele	ser errática.
	Parenteral
	Intravenosa
	Es inyectada directamente en una vena.
	Es muy rápida, útil en emergencias. Permite administrar	gran volumen líquido y titular dosis.
	Mayor riesgo de efectos adversos. Dolorosa.
Poco adecuada para administrar soluciones oleosas
	Intramuscular
	Se inyecta en el	tejido muscular.
	Permite administrar volúmenes moderados,	así como	sustancias oleosas
	Es dolorosa, la absorción tarda un poco, por lo que se pueden formar depósitos de las drogas administradas y se liberan
lentamente en la sangre.
	Intradérmica
	Se	inyecta en la dermis.
	Se usa más para fines diagnósticos que terapéuticos.
	El volumen a administrar debe ser muy pequeño, hasta 0.1ml y la
absorción es lenta.
	Subcutánea
	Debajo de la piel, en el interior del tejido celular subcutáneo.
	Muy		conveniente para preparaciones	de depósito.		Suele ser	más	rápida que						la
intramuscular.
	No	pueden
administrarse grandes volúmenes de líquido. Posible dolor o necrosis por irritación
(Armijo, 2003; Watkins, 2005; Winters, 1993; Guerrero 1996).
Objetivo
Conocer las vías de administración utilizadas en toxicología experimental.
Descripción de la práctica
En esta práctica, el estudiante administrará a las ratas una combinación de Ketamina+ Xilacina a una dosis específica por vía intramuscular (i.m) o subcutánea (s.c), con la finalidad de identificar la vía de administración más eficaz, considerando los saberes para el manejo adecuado de los roedores, así como la aplicación de la normatividad relacionada al uso de animales de experimentación.
Material
· Balanza granataria con canasta para roedores
· Campo abierto
· Dos jeringas de tuberculina de 1 m
· Torundas con alcohol
· Guantes
· Franela
· Marcador
· Calculadora
· Papel higiénico o sanitas.
· Bolsas para desecho
· Algodón
Material biológico
· Tres ratas Wistar con un peso mayor a 300g
Reactivos
· Ketamina
· Xilacina
· Solución fisiológica estéril.
· Solución de limpieza (cloro, pinol y agua).
Técnica
1. Prepara el lugar de trabajo limpiando las mesas, solicitando el material que se encuentra en la lista de material.
2. Verificar que los roedores se encuentren con la marca correspondiente.
3. Nivelar la balanza granataria y verificar que se cuente con el material requerido.
4. Trasladar al roedor de su jaula a la canasta de pesado, cuidando de utilizar las recomendaciones para la manipulación adecuada. Ver figuras
5. Anotar su peso y realizar los cálculos matemáticos para obtener la cantidad a administrar la combinación de ketamina/xilazina.
6. Cargar las jeringas de tuberculina con la cantidad de ketamina/xilazina para cada rata (previa revisión de los cálculos por el profesor). En el caso de la rata control, administrar solución fisiológica estéril considerando una cantidad equivalente a su peso (por cualquiera de las dos vías de administración sugeridas).
7. Administrar a cada rata, la dosis correspondiente por tres vías de administración a elegir.
· Subcutánea
· Muscular
8. Evaluar los efectos de la Ketamina y Xilacina sobre la motricidad en campo abierto (Valenzuela P. 2004) al calcular el número de cuadros que los roedores cruzaron con sus cuatro patas durante 5 min.
subcutánea	intravenosa intraperitoneal oral muscular
Figura 7. Sitios anatómicos (vías) para la administración de fármacos. (Tomado de Falconi et al., 2010).
Autoevaluación
1.-Cuales son los procedimientos utilizados para mantener vivo a un roedor al que s ele requiere mantener vivo y obtener muestras sanguíneas cada 15 dias por tres meses?
Desechos de RPBI y RQ:
1. Eliminar las agujas en el contenedor para material punzocortante.
2. Las heces y el papel que contenga orina de los roedores se desechara en la basura municipal, debido a que no tienen tratamiento de ningún toxico ni agente bilógico.
Referencias
1. Klaassen, C. D., Watkins, J. B. (2005). Casarett y Doull Fundamentos de Toxicologia. 2ª. España. McGraw-Hill Interamericana.
2. Guerrero, A. O. (1996). Manual para el manejo de animales de laboratorio. Universidad Juárez Autónoma de Tabasco División Academica de Ciencias Biológicas. Villa Hermosa Tabasco, México: Compañía Editorial Impresora y Distribuidora S.A. México.
3. Winters, J. C., (1993). Vías de Administración. 3a. Buenos Aires: Médica- Panamericana.
4. Armijo J. A. (2003). Farmacocinética: Absorción, Distribución y Eliminación de los Fármacos. 4a. Barcelona: Masson.
5. Valenzuela P. A; Martínez A. M; Granados R. L; Romero V. M; Barragan M. G., (2004). Efecto de la desnutrición pre y posnatal y la exposición posnatal a vapores de tolueno sobre el desempeño en campo abierto en ratas. Neurociencias; 9(3): 18.
6. Falconi de La Fuente EF., García Magaña L., Marín Reyes O., Padrón López RM., Rivas Acuña MG., Vargas Simón G. 2010. Manual para el manejode animales	confines de	experimentación	y	enseñanza. Universidad Juárez Autónoma de Tabasco, División Académica de Ciencias Biológicas.	México	DF,	consultado	en	Diciembre		de	2015 http://www.archivos.ujat.mx/dacbiol/docencia/lineamientos/manejo_animale s.pdf
Manual del laboratorio de toxicología
Práctica # 4. Sinergismo
Sustento teórico
A la acción combinada de varias sustancias químicas, las cuales producen un efecto total mayor comparado al efecto individual de cada sustancia química se le llama sinergismo. La administración simultánea de diferentes sustancias químicas posee un potencial de interacción entre ellas que podría traducirse en cambios en la intensidad del efecto farmacológico o toxicológico (López et al., 2006).
La sinergia no es más que la cooperación de dos agentes a un mismo fin; la interacción puede definirse como aditiva (o “no interacción”), antagónica o sinérgica. Dos sustancias interaccionan de forma aditiva (en realidad no interaccionan) cuando el efecto conseguido tras la administración de ambos es igual a la suma de los efectos que se conseguirían si se administraran por separado. Cuando el efecto conseguido es menor que el logrado si se administraran las mismas dosis de ambas sustancias por separado, se trata de un caso de antagonismo. Cuando se administran dos sustancias y el efecto alcanzado es significativamente superior al que se conseguiría con la suma de dosis de cada uno de ellos la interacción se define como sinergia (Repetto, 1997).
La interacción entre tóxicos puede darse a dos niveles. Cuando un tóxico aumenta o disminuye la concentración de otro, la interacción se está produciendo a nivel toxicocinético. Una de las causas más frecuentes es porque uno de ellos afecte a la capacidad de metabolizar el otro. Si aumenta la capacidad de metabolización las concentraciones del otro toxico serán menores y, en consecuencia, para conseguir cierto nivel de efecto toxicológico se deberá administrar una dosis mayor o más duradera del tóxico. En otras ocasiones no hay afectación de la concentración de los tóxicos, no se alteran los mecanismos de eliminación, pero sí se observa una duración o intensidad mayor en el efecto toxicológico (o viceversa, menor duración o menor intensidad). A ese nivel se denominan interacciones toxicodinámicas.
La curva de dosis efecto de una sustancia nos hace ver que cuando se
duplica una dosis no se multiplica por dos el efecto, unas veces el efecto es mayor y otras es menor al doble. En la primera fase de la curva se habla de un efecto aditivo, o de potenciación que también aparece cuando se administran simultáneamente o con poca diferencia de tiempo dos sustancias distintas, entonces el efecto aparecido puede ser muy superior a la suma de los efectos propios de las dosis tomadas independientemente. (Espino, et al. 1995; Repetto, 1997; Torres, 2001).
Objetivo
Aplicar los conocimientos teóricos de sinergismo y antagonismo, a través de:
· Observar los efectos sinérgicos entre dos fármacos.
· Comprobar la disminución o aceleración temporal del efecto anestésico de un fármaco.
· Verificar los efectos individuales de dos fármacos.
· Observar cómo influye sobre la hipnosis, la administración simultánea de dos drogas depresoras del sistema nervioso central que actúan en sitios distintos por mecanismos diferentes.
Descripción de la práctica
En esta práctica el estudiante administrará por vía intraperitoneal a las ratas dos sustancias diferentes a fin de observar los efectos antes descritos, con la finalidad de comprender las interacciones entre dos sustancias y puedan extrapolar a un proceso de intoxicación clínico o experimental.
Material
· 4 jeringas de tuberculina de 1cc
· Torundas con alcohol
· Guantes de carnaza
Equipo
· Balanza granataria
· Campo abierto
Material biológico
· Seis ratas Wistar adultas
Reactivos
· Pentobarbital sódico
· Diazepam
· Solución fisiológica estéril
Técnica
1. Traer las ratas al laboratorio con 15 minutos de anticipación.
2. Prepara el lugar de trabajo limpiando las mesas, solicitando el material de necesario.
3. Verificar que los roedores se encuentren con la marca correspondiente.
4. Nivelar la balanza granataria y verificar que se cuente con el material requerido.
5. Trasladar al roedor de su jaula a la canasta de pesado, cuidando de utilizar las recomendaciones para la manipulación adecuada.
6. Pesar cada una de las ratas, anotar su peso y realizar los cálculos matemáticos para obtener administrar 3 mg/kg de pentobarbital sódico y 2 mg/Kg de diazepam.
7. Cargar las jeringas de tuberculina con la cantidad de pentobarbital sódico ó
diazepam para cada rata.
8. n el caso de contar con una rata control, administrar la cantidad equivalente a su peso de solución salina, considerando los cálculos que se hicieron para la administración de las sustancias.
9. Administrar la cantidad correspondiente de diazepam a la rata número uno.
10. Administrar la cantidad correspondiente de pentobarbital sódico a la segunda rata.
11. Administrar las cantidades correspondientes de diazepam y pentobarbital sódico a la tercera rata.
12. Evaluar los efectos del pentobarbital y diazepam sobre la motricidad en campo abierto.
13. Observar el tiempo de sedación de cada rata y anotar que diferencias con respecto a las ratas uno y dos presenta la rata a la que se le administraron las dos sustancias.
14. Anotar las observaciones en la siguiente hoja de registro:
	Resultados
	Numero de rata
	Peso
	Sustancias administrads
	Dosis
	Vía	de administración
	Tiempo de sedación
	Sinergismo Si / No
	Antagonismo
Si / No
	
	
	Pentobarbital
	Diazepam
	1
	2
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
	
Autoevaluación
1. Explica que tipo de conducta presenta el roedor cuando interaccionan las sustancias administradas.
Desechos de RPBI y RQ:
1. Eliminar las agujas en el contenedor para material punzocortante.
2. Las heces y el papel que contenga orina de los roedores se desechara en la basura municipal, debido a que no tienen tratamiento de ningún toxico ni agente bilógico.
Bibliografía
1. Repetto M. (1997). Toxicología fundamental. 3ª. Madrid: Ediciones Díaz de Santos, S. A.
2. Espino, M; Couto, M; Lee, M; Páez, N; Meriño, E. (1995). Efecto sinérgico de penicilina G y Kanamicina en septicemia neonatal por estafilococo. Revista cubana de pediatría; 67(3): 26.
3. López, M; Moreno, R; Moreno,T; Domínguez, M; Bravo, G. (2006). Análisis preclínico (rata) de efectos antinociceptivos de asociación entre tramadol y acetaminofeno. Revista Mexicana de Anestesiología; 29(4): 206.
4. Torres, M. L. (2001). Tratado de anestesia y reanimación. 2ª. Madrid: Arán ediciones, S.A.
Manual del laboratorio de toxicología
Práctica # 5. Validar un método para la determinación de ácido acetil-•‐ salicílico en orina
Sustento teórico
El tránsito de una sustancia en el organismo incluye un conjunto de procesos que tienen lugar desde que se pone en contacto con el organismo hasta que es eliminado, en la mayoría de los casos incluye cuatro fases: absorción, distribución, fijación y excreción a lo largo de los cuales la molécula tóxica experimenta numerosas transformaciones bioquímicas. (Arellano, 2006)
El proceso por el cual los tóxicos atraviesan las membranas del cuerpo y entran al torrente sanguíneo se denomina absorción, la cual se realiza mediante cualquiera de las vías de administración. Una vez en la sangre, el tóxico se distribuye o se desplaza por todo el cuerpo.
La distribución hasta los órganos o tejidos depende fundamentalmente del flujo sanguíneo y de la velocidad de difusión desde el lecho capilar hacia el interior de las células en un determinado órgano o tejido. Durante la fase de distribución las sustancias toxicas abandonan la sangre, penetran en el espacio extracelular y alcanza su lugar o lugares de acción.
Los tóxicos a menudo se concentran en un tejido específico, que puede ser o no el lugar de su acción toxica. A medida que son biotransformados o excretados fuera del cuerpo se van liberando desdelos depósitos. Como consecuencia, la semivida biológica de las sustancias almacenadas puede ser muy larga. En este sentido la vía y la velocidad de excreción dependen en gran medida de las propiedades fisicoquímicas del toxico. El riñón y el hígado, los órganos excretores principales, eliminan eficazmente las sustancias que son muy hidrófilas, como los ácidos y las bases orgánicas. (Repetto,1997; Arellano, 2006; Beltrán, 2004).
Sin embargo, para el caso de las sustancias químicas intensamente lipófilas,
no tienen mecanismos de eliminación eficientes, por ello el tiempo en que se eliminan es muy lento y tras exposiciones repetidas se acumulan en el organismo. Para eliminar estos productos químicos existen procesos como: excreción por la leche materna, excreción por la bilis y excreción hacia el lumen intestinal desde la sangre. Los tóxicos volátiles como los gases y los líquidos volátiles se difunden desde los capilares pulmonares hacia los alvéolos y se exhalan (Watkins, 2005).
En esta práctica usaremos el ácido acetilsalicílico debido a que se absorbe rápidamente por el tracto digestivo, aunque a veces las concentraciones intragástricas y el pH del jugo gástrico afectan su absorción. La aspirina es hidrolizada parcialmente a ácido salicílico durante el primer paso a través del hígado y se distribuye ampliamente por todos los tejidos del organismo. Los salicilatos y sus metabolitos se eliminan principalmente por vía renal, siendo excretada por la orina la mayor parte de la dosis.
El ácido acetilsalicílico es un fármaco que actúa impidiendo la formación de prostaglandinas en el organismo, ya que inhibe a la enzima ciclooxigenasa. Las prostaglandinas se producen en respuesta a una lesión, o a ciertas enfermedades, y provocan inflamación y dolor. El ácido acetilsalicílico reduce la inflamación, la fiebre y el dolor (Tanasescu, 2000; Moreno-Brea, 2005; Jacobelli et al., 1982).
Objetivo
Generar en los estudiantes la competencia para validar un método analítico para demostrar la absorción, biotransformación y eliminación del ácido acetil–salicílico.
Descripción de la práctica
En esta práctica el estudiante aplicará sus saberes teóricos y heurísticos para validar y estandarizar un método analítico, así como determinar el momento adecuado para la toma de muestra y con ello pueda valorar las fases de la absorción, Biotransformación y eliminación de los tóxicos, en este caso con el ácido acetil salicílico. A través de la obtención de fluidos biológicos como orina, sangre de ratas y el análisis fotométrico de los metabolitos del ácido acetilsalicílico
Técnica
Desechos de RPBI y RQ:
1. Eliminar los residuos de cloruro de cobalto en recipientes para RQ orgánicos
2. Eliminar los desechos de la practica en recipientes de RQ orgánicos.
3. Las heces y el papel que contenga orina de los roedores se desechara en la basura municipal, debido a que no tienen tratamiento de ningún toxico ni agente biológico.
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Práctica # 6. Determinación de etanol en orina y sangre
Sustento teórico
Las personas están expuestas al etanol más que a cualquier otro disolvente. El alcohol etílico se utiliza como disolvente en la industria, en muchos productos domésticos y en la industria farmacéutica, así como para preparar bebidas (Klaassen et al., 2005).
Muchos fármacos y compuestos industriales producen lesiones en el hígado. La razón es que el hígado es frente a otros órganos, el principal lugar donde actúan determinados órganos. Los científicos han descubierto mecanismos que permiten a los agentes químicos lesionar a ciertas poblaciones de células hepáticas (Aguilar, 2007).
El etanol al ser ingerido se absorbe totalmente sin alteraciones a través del estómago y el intestino delgado por difusión simple y su presencia puede ser detectada en sangre dentro de los cinco minutos posteriores a su ingestión, difundiendo rápidamente al resto del organismo. El etanol ingerido es metabolizado primordialmente en el hígado; su ingestión exagerada, sobre todo si se realiza con frecuencia, puede producir multitud de alteraciones.
Los efectos tóxicos obvios son menos importantes que las lesiones secundarias al deterioro psicomotor. El etanol se distribuye en el agua corporal hasta cierto grado en el tejido adiposo, se elimina mediante excreción urinaria, exhalación y degradación metabólica. La alcoholemia en un adulto normal disminuye a una velocidad de unos 15 a 20 mg /dl por hora. Así pues, una persona que tenga una alcoholemia de 120mg/dl necesitara entre 6 y 8 horas para alcanzar una concentración despreciable. (Triana, 1996; Méndez, 2004)
Objetivo
Determinar la presencia de etanol en una muestra problema y su concentración en la misma.
Descripción de la práctica
En esta experiencia educativa el alumno tiene que identificar a un sujeto intoxicado con etanol, para luego recolectar su orina y hacer una cuantificación de etanol en la muestra mediante un proceso cualitativo, posteriormente debe hacer un examen cuantitativo de la misma muestra con la finalidad de calcular la concentración de etanol.
Técnica
Método cualitativo
1. Traer la orina al laboratorio con 15 minutos de anticipación.
2. Preparar el lugar de trabajo limpiando las mesas, solicitando el material de cristalería y el biológico.
3. Rotular los tubos y prepararlos de la siguiente forma:
	Tubo
	Etanol
	Agua
destilada
	K2Cr2O7
	1
	Control Positivo
	250 ul
	750 ul
	0.5 ml
	2
	Control Negativo
	---
	1 ml
	0.5 ml
	3
	Problema 1
	1 ml
	---
	0.5 ml
	4
	Problema 2
	1 ml
	---
	0.5 ml
4. Tapar cada tubo con papel aluminio y colocar los tubos en baño maría durante 2 minutos. Se desarrolla un color azul-verdoso en caso positivo.
5. De ser positivas las muestras proceder a conocer la concentración de alcohol que contiene.
Método cuantitativo
1. Analizar el inserto del método enzimático de alcohol deshidrogenasa.
2. Realizar un diagrama de flujo del procedimiento.
3. Entregar con 8 días de anticipación el material a requerir, en un listado en
hoja Word, el cual contendrá, material, equipo y reactivos a ocupar considerando la cantidad necesaria para desarrollar su práctica.
Material
· Micropipeta de 100-1000 ul
· Puntas para micropipeta
· 12 tubos de ensayo de 13 x 100
· 1 gradilla
Equipo
· Baño María
· Cronómetro
Material biológico
· Orina de 6 ratas o de humanos intoxicados con etanol.
Reactivos
· Dicromato de potasio (Pesar 2.5 g de K2Cr2O7 y solubilizarlo en 20 mL de ácido sulfúrico al 50%, aforar a 100 mL con ácido sulfúrico 50%).
· Etanol
· Agua destilada
Kit de alcohol deshidrogenasa
Autoevaluación
1. Explica a qué se debe la presencia de un color verde azul en la prueba presuntiva positiva.
Desecho correcto de RQ
1.- Todos los residuos químicos serán depositados en el contenedor clasificado como orgánicos
Referencias
7. Klaassen, C. D., Watkins, J. B. (2005). Casarett y Doull Fundamentos de Toxicología. 2ª. España. McGraw-Hill Interamericana.
8. Manual del laboratorio de toxicología de la universidad autónoma de México (2001).
9. Aguilar, N; García, C. (2007) Etanol y carcinogénesis cólica experimental. Revista española de enfermedades digestivas. 99(8): 56.
10. Triana, H. M. (1996). Alteraciones metabólicas en el alcoholismo. Revista cubana de alimentación y nutrición. 10 (1): 125.
11. Méndez,	N;	Chávez,	N.	(2004).	Hígado	graso	alcohólico.	Revista investigación clínica. 56(1):72-82.
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Práctica·# 7. Determinación del efecto convulsivante del pentilentetrazol
Sustento teórico
El pentilentetrazol (PTZ) es una sustancia química que se aplica en roedores como un modelo experimental de convulsiones, con la finalidad de identificar fármacos con potencial efecto anticonvulsivante. Su mecanismo de acción radica en su capacidad de antagonizar a los receptores inhibitorios GABAA en el sistema nervioso central (Ramanjaneyulu y Ticku, 1984; Huang et al., 2001).
Objetivo
El alumno conocerá los efectos de un tóxico sobre el sistema nervioso central.
Descripción de la práctica
En estapráctica el alumno identificará un efecto tóxico que ocurre a nivel del sistema nervioso central y que manifiesta con convulsiones.
Material
· Cronómetro
· Sanitas
· 1 caja de alojamiento grande
· 1 bolsa amarilla RPBI
· 2 jeringas de insulina de 1 ml
· Solución para limpiar mesas
· Balanza para roedores
Material Biológico
· Una rata Wistar macho
Reactivos
· Solución de PTZ 10 mg/ml
Técnica
-- Esta práctica será sólo DEMOSTRATIVA --
1. Preparar una solución de PTZ de 10 mg/ml (utilizando como vehículo solución salina).
2. Pesar a la rata a emplear.
3. Determinar el volumen a administrar del tóxico considerando una dosis de 20 mg/kg.
4. Aplicar una dosis del PTZ cada 10 min y evaluar la presentación de cambios conductuales considerando el tiempo al cual se presentaron desde el momento de la inyección del PTZ.
Nota: Las convulsiones presentadas por la rata son: mioclonus, crisis clónicagener alizadas y crisis clónico-tónicas generalizada. Se puede presentar la muerte.
5. En caso de que la rata sobreviva, eutanizarla con pentobarbital (dosis de 120 mg/kg, i.p.) y desechar el cadáver según corresponda a RPBI.
Autoevaluación
1. ¿Qué requisitos son necesarios para que un tóxico genere un efecto en el sistema nervioso central?
2. Investiga la toxicodinamia del PTZ.
3. Menciona dos ejemplos de otros tóxicos que promuevan convulsiones.
Desecho correcto de RQ
1.- Todos los residuos químicos serán depositados en el contenedor clasificado como orgánicos
Referencias
1. Ramanjaneyulu R, Ticku MK. Interactions of pentamethylenetetrazole and tetrazole analogues with the picrotoxinin site of the benzodiazepine-GABA receptor-ionophore complex. Eur J Pharmacol. 1984 98:337-345.
2. Huang RQ, Bell-Horner CL, Dibas MI, Covey DF, Drewe JA, Dillon GH. Pentylenetetrazole-induced inhibition of recombinant gamma-aminobutyric acid type A (GABA(A)) receptors: mechanism and site of action. J Pharmacol Exp Ther 2001 298:986-99
Manual del laboratorio de toxicología
Práctica	#	8.	Determinación	de	acetaminofén	en	una	preparación farmacéutica
Sustento Teórico
El acetaminofen (N-acetil-p-aminofenol), aislado a partir de una preparación farmacéutica se hace reaccionar con ácido nitroso. El acetaminofen se convierte a 2-nitro-4- acetamidofenol que en medio alcalino forma un producto color amarillo cuyo grupo cromóforo posee absorción máxima a 427 nm.
Objetivo
El alumno aplicará los conceptos de derivación química (derivatization), en la formación de complejos orgánicos cromóforos sensibles a la radiación ultravioleta y/o visible.
Material
· 1 tableta de acetaminofén
· 1 mortero
· 1 embudo de vidrio
· 1 espátula
· 1 Papel filtro
· 1 vidrio de reloj
· 1 vaso de precipitado de 50 ml
· 1 matraz de 50 ml
· 5 tubos de ensaye de 13 x 100
Reactivos
· Etanol
· Éter
· Agua destilada
· HCl 6N
· Nitrito de sodio 10%
· NaOH 50%
Equipo
· Campana de flujo laminar
· Espectrómetro UV-VISIBLE
Procedimiento Aislamiento del Analíto
1. Triturar una tableta de un medicamento cuyo principio activo sea el acetaminofen (paracetamol)
2. Disolver el triturado en alcohol etílico absoluto, filtrar y evaporar el filtrado a sequedad. Lavar el evaporado con éter etílico y descartar la fase etérea
3. Pesar 1 mg del extracto sólido y disolverlo en 20 mL de agua destilada. Esta solución se considerará como solución problema.
Análisis Cualitativo
1. Depositar 1 mL de la solución estándar y de la solución problema respectivamente en tubos de ensaye limpios y adicionar 0.5 mL de ácido clorhídrico 6N y 0.5 mL de una solución de nitrito de sodio al 10% a cada uno de ellos (realizar este paso en la campana de extracción). Mezclar por agitación y dejar reposar durante 2 minutos.
Nota: Correr simultáneamente una solución blanco con agua destilada (sin analito) y además una solución testigo, la cual recibirá todos los tratamientos, excepto la adición de nitrito de sodio.
2. Adicionar a cada tubo 0.5 mL de una solución de NaOH al 50%
3. Llevar el volumen final de cada tubo con agua destilada a 6 mL, mezclar y dejar reposar durante 1 minuto
4. Realizar un barrido de cada solución (estándar, problema y testigo), en la región comprendida entre 400 y 500 nm ajustando a 0 de absorbancia con la solución blanco de agua destilada. A continuación se muestra un resumen de las soluciones necesarias para la práctica.
	Soluciones
	
Analito
	
HCl 6N
	Nitrito de sodio
10%
	
NaOH 50%
	estándar
	
Si
	
0.5 mL
	
0.5 mL
	0.5 mL
	problema
	
Si
	
0.5 mL
	
0.5 mL
	0.5mL
	testigo
	
Si
	
0.5 mL
	
---
	0.5 mL
	blanco
	
Si
	
0.5 mL
	
0.5 mL
	0.5 mL
Autoevaluación
1. Indique cuál es el grupo cromóforo en el producto resultante de la reacción del acetaminofén.
2. Indique en que área de la toxicología se podría aplicar esta técnica y justifique por qué.
3. Indique cuáles serán las condiciones de trabajo para realizar un análisis cuantitativo que determine la cantidad de acetaminofeno en un medicamento.
Desecho correcto de RQ
1.- Todos los residuos químicos serán depositados en el contenedor clasificado como orgánicos
Manual del laboratorio de toxicología
Práctica # 9. Teratogénesis
Sustento Teórico
Una consecuencia de la acción de los tóxicos sobre la función celular incluye las modificaciones de la reproducción (ya sea de la célula o del individuo). Esta afectación puede promover mutagénesis, teratogénesis o carcinogénesis. LA teratogénesis es la producción de una malformación congénita no hereditaria detectable al nacimiento. La teratogénesis puede ser consecuencia de la afectación al ADN de las células germinales o somáticas, o bien al ARN o la transcripción para la síntesis de proteínas (Repeto, 2009).
Objetivo
El alumno identificará las malformaciones congénitas que se presentan en preparaciones biológicas de roedores expuestos al teratógeno.
Material
· Preparaciones de roedores con malformaciones congénits y roedores en condiciones normales de desarrollo.
Equipo
· Microscópico estereoscopio
Procedimiento
1. Revisar cuidadosamente bajo el microscopio cada una de las preparaciones.
2. Tomar fotografías de las preparaciones.
3. Identificar las características de cada preparación. Realizar la medición o análisis pertinente para cada característica observada.
4. Realizar una tabla donde se compare la condición control contra aquella que
presentó un efecto teratogénico.
Autoevaluación
1. Indica cuál es la diferencia entre teratogénesis, carcinogénesis y mutagénesis.
2. Menciona tres tóxicos que promuevan teratogénesis, carcinogénesis y mutagénesis.
3. Indica el mecanismo por el cual dichos tóxicos promueven sus efectos teratogénicos, carcinogénicos o mutagénicos.
Desecho correcto de RQ
1.- No se genera residuos
Referencias
1. Repetto M. Y Repetto G (2009). Toxicología fundamental. 4ª. Madrid: Ediciones Díaz de Santos, S. A.
Manual del laboratorio de toxicología
Práctica #10. Biomonitoreo farmacológico
Sustento Teórico
Con la finalidad de dar seguimiento a la terapéutica asignada a los pacientes en el área de la Toxicología clínica se ha desarrollado y aplicado diferentes técnicas analíticas que proporcionan una valoración de cantidad del fármaco o metabolito activo.
Esta valoración puede ser utilizado por el médico para conocer el cumplimiento del paciente en su tratamiento farmacológico, para ajustar la dosis administrada o para evitar efectos secundarios peligrosos cuando el fármaco presenta un margen de seguridad estrecho. Tomando en cuenta que el egresado de QC puede desempeñarse profesionalmente en el área de pruebas especiales en el laboratorio clínico se hace necesario aproximarse a estos procesos analíticos.
Objetivo
El alumno estandarizara un método analítico para monitorear fármacos o metabolitos con estrecho margen de seguridad como la Carbamazepina
Material Procedimiento
El estudiante propondrá un método de análisis, tomando en cuenta el formato de estas prácticas, buscara el método viable para realizarse, entregara las cotizaciones realizadas para solicitar los insumos, los oficios de gestión necesariaspara ser viable dicha propuesta y si es posible realizarla.
Autoevaluación
1. Indica que es un margen de seguridad estrecho?
2. Cuales son los indicadores de calidad utilizados
Desecho correcto de RQ
1.- Todos los residuos químicos serán depositados en el contenedor clasificado como orgánicos
Referencias
1. Repetto M. Y Repetto G (2009). Toxicología fundamental. 4ª. Madrid: Ediciones Díaz de Santos, S. A.
Anexo 1 Manejo de RPBI
La Ley General del Equilibrio Ecológico y la Protección al Ambiente, define como residuos peligrosos a todos aquellos residuos que por sus características corrosivas, reactivas, explosivas, tóxicas, inflamables y biológico-infecciosas, que representan un peligro para el equilibrio ecológico o el ambiente; mismos que serán manejados en términos de la propia ley, su Reglamento y normas oficiales mexicanas que expida la Secretaría de Medio Ambiente y Recursos Naturales previa opinión de diversas dependencias que tengan alguna injerencia en la materia, correspondiéndole a la citada SEMARNAT su regulación y control.
Con fecha de 7 de noviembre de 1995, se publicó en el Diario Oficial de la Federación la Norma Oficial Mexicana NOM-087-ECOL-1995, Que establece los requisitos para la separación, envasado, almacenamiento, recolección, transporte, tratamiento y disposición final de los residuos peligrosos biológico-infecciosos que se generan en ciertos establecimientos.
Se consideran residuos peligrosos biológico-infecciosos los siguientes:
1. La sangre
2. La sangre y los componentes de ésta, sólo en su forma líquida, así como los derivados no comerciales, incluyendo las células progenitoras, hematopoyéticas y las fracciones celulares o acelulares de la sangre resultante (hemoderivados).
3. Los cultivos y cepas de agentes biológico-infecciosos
4. Los cultivos generados en los procedimientos de diagnóstico e investigación, así como los generados en la producción y control de agentes biológico- infecciosos.
5. Utensilios desechables usados para contener, transferir, inocular y mezclar cultivos de agentes biológico-infecciosos.
6. Los patológicos
7. Los tejidos, órganos y partes que se extirpan o remueven durante las necropsias, la cirugía o algún otro tipo de intervención quirúrgica, que no se encuentren en formol.
8. Las muestras biológicas para análisis químico, microbiológico, citológico e histológico, excluyendo orina y excremento.
9. Los cadáveres y partes de animales que fueron inoculados con agentes enteropatógenos en centros de investigación y bioterios.
10. Los residuos no anatómicos
Son residuos no anatómicos los siguientes:
1. Los recipientes desechables que contengan sangre líquida.
2. Los materiales de curación, empapados, saturados, o goteando sangre o cualquiera de los siguientes fluidos corporales: líquido sinovial, líquido pericárdico, líquido pleural, líquido Céfalo-Raquídeo o líquido peritoneal.
3. Los materiales desechables que contengan esputo, secreciones pulmonares y cualquier material usado para contener éstos, de pacientes con sospecha o diagnóstico de tuberculosis o de otra enfermedad infecciosa según sea determinado por la SSA mediante memorándum interno o el Boletín Epidemiológico.
4. Los materiales desechables que estén empapados, saturados o goteando sangre, o secreciones de pacientes con sospecha o diagnóstico de fiebres hemorrágicas, así como otras enfermedades infecciosas emergentes según sea determinado por la SSA mediante memorándum interno o el Boletín Epidemiológico.
5. Materiales absorbentes utilizados en las jaulas de animales que hayan sido expuestos a agentes enteropatógenos.
6. Los objetos punzocortantes.
7. 	Los que han estado en contacto con humanos o animales o sus muestras biológicas durante el diagnóstico y tratamiento, únicamente: tubos capilares, navajas, lancetas, agujas de jeringas desechables, agujas hipodérmicas, de sutura, de acupuntura y para tatuaje, bisturís y estiletes de catéter, excepto
todo material de vidrio roto utilizado en el laboratorio, el cual deberá desinfectar o esterilizar antes de ser dispuesto como residuo municipal.
Clasificación de los establecimientos generadores de residuos peligrosos biológico-infecciosos
Tabla 1
	NIVEL I
	NIVEL II
	NIVEL III
	Unidades hospitalarias de 1 a 5 camas e instituciones de investigación con excepción	de	los señalados en el Nivel
III.
	Unidades hospitalarias de 6 hasta 60 camas;
Laboratorios clínicos y bancos de sangre que realicen análisis de 51 a
200 muestras al día;
	Unidades hospitalarias de más de 60 camas;
Centros de producción e investigación experimental en enfermedades infecciosas;
	
Laboratorios clínicos y bancos de sangre que realicen análisis de 1 a 50 muestras al día.
Unidades hospitalarias psiquiátricas.
Centros de toma de
muestras para análisis clínicos.
	
Bioterios que se dediquen a la investigación con agentes biológico- infecciosos, o
Establecimientos que generen de 25 a 100 kilogramos al mes de RPBI.
	Laboratorios clínicos y bancos de sangre que realicen análisis a más de 200 muestras al día, o
Establecimientos que generen más de 100 kilogramos al mes de RPBI.
Los establecimientos generadores independientes del Nivel I que se encuentren ubicados en un mismo inmueble, podrán contratar los servicios de un
prestador de servicios común, quien será el responsable del manejo de los residuos peligrosos biológico-infecciosos.
Los generadores y prestadores de servicios, además de cumplir con las disposiciones legales aplicables, deben cumplir con las disposiciones correspondientes a las siguientes fases de manejo, según el caso:
· Identificación de los residuos.
· Envasado de los residuos generados.
· Almacenamiento temporal.
· Recolección y transporte externo.
· Tratamiento.
· Disposición final.
Identificación y envasado
En las áreas de generación de los establecimientos generadores, se deberán separar y envasar todos los residuos peligrosos biológico-infecciosos, de acuerdo con sus características físicas y biológicas infecciosas, conforme a la tabla 2. Durante el envasado, los residuos peligrosos biológico-infecciosos no deberán mezclarse con ningún otro tipo de residuos municipales o peligrosos.
Las bolsas deberán ser de polietileno de color rojo traslúcido de calibre mínimo 200 y de color amarillo traslúcido de calibre mínimo 300, impermeables y con un contenido de metales pesados de no más de una parte por millón y libres de cloro, además deberán estar marcadas con el símbolo universal de riesgo biológico y la leyenda Residuos Peligrosos Biológico-Infecciosos.
Las bolsas se llenarán al 80 por ciento (80%) de su capacidad, cerrándose antes de ser transportadas al sitio de almacenamiento temporal y no podrán ser abiertas o vaciadas.
Los recipientes de los residuos peligrosos punzocortantes deberán ser rígidos, de polipropileno color rojo, con un contenido de metales pesados de no más de una parte por millón y libres de cloro, que permitan verificar el volumen ocupado en el mismo, resistentes a fracturas y pérdidas de contenido al caerse, destructibles por métodos físicos, tener separador de agujas y abertura para depósito, con tapa(s) de ensamble seguro y cierre permanente, deberán contar con la leyenda que indique
"RESIDUOS PELIGROSOS PUNZOCORTANTES BIOLOGICO-INFECCIOSOS" y
marcados con el símbolo universal de riesgo biológico.
Tabla 2
	TIPO DE RESIDUOS
	ESTADO FISICO
	ENVASADO
	COLOR
	4.1 Sangre
	Líquidos
	Recipientes
herméticos
	Rojo
	4.2 Cultivos y cepas de
agentes infecciosos
	Sólidos
	Bolsas de polietileno
	Rojo
	4.3 Patológicos
	Sólidos
	Bolsas de polietileno
	Amarillo
	
	Líquidos
	Recipientes
herméticos
	Amarillo
	4.4	Residuos	no anatómicos
	Sólidos
	Bolsas de polietileno
	Rojo
	
	Líquidos
	Recipientes
herméticos
	Rojo
	4.5 Objetos punzocortantes
	Sólidos
	Recipientes	rígidos
polipropileno
	Rojo
Los recipientes de los residuos peligrosos líquidos deben ser rígidos, con tapa hermética de polipropileno color rojo o amarillo, con un contenido de metales pesados de no más de una parte por millón y libres de cloro, resistentea fracturas y pérdidas de contenido al caerse, destructible por métodos físicos, deberá contar con la leyenda que indique “RESIDUOS PELIGROSOS LIQUIDOS BIOLOGICO- INFECCIOSOS” y marcados con el símbolo universal de riesgo biológico (Apéndice Normativo).
En caso de que los residuos líquidos no sean tratados dentro de las instalaciones del establecimiento generador, deberán ser envasados como se indica en la tabla 2.
(NORMA Oficial Mexicana NOM-087-ECOL-SSA1-2002, Protección ambiental - Salud ambiental - Residuos peligrosos biológico-infecciosos - Clasificación y especificaciones de manejo.)
Anexo 2
Manejo de residuos químicos
La Ley General del Equilibrio Ecológico y la Protección al Ambiente (LGEEPA), define como materiales peligrosos a los: Elementos, sustancias, compuestos, residuos o mezclas de ellos que, independientemente de su estado físico, representen un riesgo para el ambiente, la salud o los recursos naturales, por sus características corrosivas, reactivas, explosivas, tóxicas, inflamables y biológico infecciosas (CRETIB). Se conciben los residuos como: Residuos No Peligrosos y Residuos Peligrosos, éstos a su vez tienen un impacto ambiental: Calidad del agua, Calidad del suelo y Calidad del aire.
El tratamiento en el punto de generación, en el laboratorio, de los residuos químicos peligrosos es consistente con el fin de minimizar los riesgos para la salud humana y para el medio ambiente. El tratamiento en el laboratorio reduce o elimina las características que hacen de un residuo químico, un residuo peligroso. Los pasos del tratamiento que están incluidos como parte del procedimiento de laboratorio no necesitan ser autorizados, pero a veces se requiere de la supervisión del especialista en manejo de residuos peligroso
Normalmente se verterán en el desagüe las soluciones acuosas con metanol, etanol y las soluciones diluidas de los siguientes compuestos:
Orgánicos: acetatos (Ca, Na, NH4 + K), almidón, aminoácidos y sus sales, ácido cítrico y sus sales de Na, K, Mg, Ca y NH4, ácido láctico y sus sales de Na, K, Mg, Ca y NH4 , azúcares, ácido acético, glutaraldehído, formaldehído, entre otros. Inorgánicos: carbonatos y bicarbonatos (Na, K), cloruros y bromuros de (Na,
K), carbonatos (Na, K, Mg, Ca, Sr, Ba, NH4 ), fluoruros (Ca), yoduros (Na, K), óxidos (B, Mg, Ca, Al, Si, Fe), silicatos (Na, K, Mg, Ca), sulfatos (Na, K, Mg, Ca y NH4 ), acetatos (Ca, Na, NH4 , K) y clorito de sodio.
La siguiente tabla, muestra los diferentes tipos de residuos químicos generados en un laboratorio y la forma adecuada de almacenamiento y disposición final.
	Residuo
	Tipo de recipiente en el que se debe disponer y etiqueta	de
identificación.
	Disposición y / o desactivación
	Residuos ácidos o básicos
Residuos	líquidos provenientes		de sustancias con carácter ácido o alcalino.
	Almacenar en recipientes plásticos.
	Estos residuos se deben neutralizar con una base o ácido débil según sea el caso, hasta obtener un pH cercano a la neutralidad y verter al alcantarillado si no contiene una sustancia tóxica.
	Solventes
Residuos de solventes como hidrocarburos, alcoholes,	ésteres, cetonas, organoclorados, entre otros.
	Almacenar en recipientes de vidrio, metálicos o de un material apropiado según las características de la sustancia.
	Si es posible se puede destilar y reutilizar en el laboratorio; si no es posible se debe entregar a una	empresa
especializada para que los recupere o lo incinere.
	Residuos	de
compuestos inorgánicos.
Corresponde a residuos de			sustancias			que contengan concentraciones					de aniones	como	nitritos, nitratos, amonio, sulfatos, cloruros, entre otras, con concentraciones elevadas o	que			superen			los parámetros		establecidos por		la		norma		oficial mexicana					NOM-052- ECOL-1993.
	Almacenar en garrafas plásticas.
	Si no es posible hacer un tratamiento	o
desactivación de estos residuos, se deben entregar a una compañía para que los disponga.
No se deben diluir estos residuos con el fin de cumplir la norma.
	Metales pesados
Se hace referencia a cualquier residuo líquidos que contenga metales como mercurio, plomo, cadmio, níquel, cobalto, estaño, bario, cromo, antimonio, vanadio, zinc, plata, selenio, arsénico, entre otros.
	Se deben disponer en envases plásticos.
	Según la naturaleza de cada uno de estos elementos se puede hacer un tratamiento por precipitación o floculación de los metales. Si no se hace un tratamiento previo, se deben entregar a una empresa especializada para que los disponga. Los lodos resultantes de la precipitación se deben desactivar mediante encapsulamiento con cal u otro tratamiento adecuado y	enviarlos	a confinamiento.
Tomado de: LEY GENERAL DEL EQUILIBRIO ECOLÓGICO Y LA PROTECCIÓN
AL AMBIENTE. Nueva Ley publicada en el Diario Oficial de la Federación el 28 de enero de 1988.