Técnicas para el diagnóstico de endoparásitos de importancia vete

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Universidad de La Salle Universidad de La Salle 
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Veterinaria y zootecnia Catálogo General 
4-23-2013 
Técnicas para el diagnóstico de endoparásitos de importancia Técnicas para el diagnóstico de endoparásitos de importancia 
veterinaria veterinaria 
Efraín Vicente Benavides Ortiz 
Universidad de La Salle, Bogotá, efbenavides@unisalle.edu.co 
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veterinaria" (2013). Veterinaria y zootecnia. 11. 
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Técnicas para el diagnóstico 
de endoparásitos 
de importancia veterinaria
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Técnicas para el diagnóstico 
de endoparásitos 
de importancia veterinaria
Efraín Benavides Ortiz
2014
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ISBN: 978-958-8572-84-0
© Primera edición: Bogotá, abril del 2013
Primera reimpresión: Bogotá, noviembre del 2014
Oficina de Publicaciones
Cra. 5 N.° 59A-44
Teléfono: 3 48 80 00 exts.: 1224-1227
Fax: 2 17 08 85
publicaciones@lasalle.edu.co
Dirección
Carlos Enrique Carvajal Costa, Fsc.
Vicerrector Académico
Dirección editorial
Guillermo Alberto González Triana
Coordinación editorial
Marcela Garzón Gualteros
Corrección de estilo
María Elvira Mejía
Diagramación
Precolombi EU-David Reyes
Carátula
Giovanny Pinzón
Las imágenes de la portada ilustran al protozoario flagelado Giardia canis en una muestra copro-
lógica de un paciente canino. La imagen superior izquierda muestra el organismo teñido con lugol 
y la margen inferior derecha es una coloración de Giemsa, donde se notan con mayor detalle los 
flagelos y los nucléolos que semejan ojos.
La mayoría de las fotografías de este manual son originales de su autor. En caso contrario se brinda 
el crédito correspondiente.
Impresión
Xpress Estudio Gráfico y Digital S. A.
Benavides Ortiz, Efraín
Técnicas para el diagnóstico de endoparásitos de importancia veterinaria / Efraín Benavides Ortiz. 
-- Bogotá: Universidad de la Salle, 2013.
179 p.; 14 x 21 cm.
Incluye referencias bibliográficas.
ISBN:v 978-958-8572-84-0 
1. Veterinaria 2. Ganado vacuno - Enfermedades - Diagnóstico 3. Parasitología veterinaria 4. Parásitos 
del ganado I. Tít. 
636.089 cd 21 ed.
A1387733
CEP-Banco de la República-Biblioteca Luis Ángel Arango
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Contenido
Agradecimientos 15
Prefacio 17
Introducción 19
Recolección y procesamiento de muestras fecales 
para parasitología veterinaria 25
Obtención y transporte de la muestra 26
Procesamiento 28
Técnicas de análisis coproparasitario 31
Examen de frotis fecal directo 35
Preparación de una suspensión patrón de heces 37
Flotación cualitativa y cuantitativa 40
Técnica de McMaster para el recuento de huevos 
de parásitos en la materia fecal 43
Prueba de sedimentación fecal para el diagnóstico 
de huevos de trematodos 48
Técnica de flotación, centrifugación diferencial 
para Fasciola hepatica 53
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efraín benavides ortiz6
Prueba modificada de Baermann para la búsqueda 
de larvas de parásitos en la materia fecal 54
Extracción de larvas de parásitos pulmonares 
(mini-Baermann) 57
Separación de larvas de parásitos pulmonares 
del bovino, a partir de la solución patrón de heces 59
El cultivo de larvas de nematodos gastrointestinales 61
Técnicas adicionales auxiliares para la detección 
de parásitos en animales domésticos y silvestres 67
Técnica de la cinta adhesiva para el diagnóstico 
de Oxyuriosis en equinos o prueba de Graham 67
Técnica de formol-éter para el diagnóstico 
de protozoos 70
Técnicas para el diagnóstico de criptosporidiosis 73
Coloración de Giemsa para el diagnóstico 
de criptosporidiosis 74
Coloración modificada de Ziehl Neelsen para 
el diagnóstico de criptosporidiosis 75
Esporulación de ooquistes de coccidias para identificación 77
Criterios de interpretación de recuentos de huevos 
de parásitos en heces de diversas especies animales 79
La diferenciación de larvas de helmintos de bovinos 
y equinos que surgen en el cultivo de materia fecal 
a partir de huevos tipo Strongylo 89
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contenido 7
Clave para identificación de larvas obtenidas 
del cultivo de heces de rumiantes 90
La identificación de larvas procedentes del cultivo 
larvario de equinos 92
Galería de huevos de parásitos que se pueden encontrar 
en diversas especies animales 95
Materiales y reactivos utilizados en las pruebas 105
Diversos tipos de soluciones utilizadas para 
la flotación 106
Solución de Dennis (solución de detergente 
para sedimentación) 108
Coloración de Giemsa para diagnóstico de 
criptosporidiosis 108
Reactivos para la prueba de Ziehl Neelsen modificada 
para diagnóstico de criptosporidiosis 109
Bibliografía 111
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Lista de figuras
Figura 1. Materiales utilizados en el laboratorio 
para el desarrollo de la mayoría de pruebas 
para el examen coprológico de diversas especies 
animales 34
Figura 2. Microscopio y estereoscopio utilizados en las pruebas 
para el diagnóstico de endoparásitos 34
Figura 3. Pasos en la preparación de un frotis fecal directo 36
Figura 4. Examen sistemático de la laminilla conteniendo 
la muestra en el examen coproparasitario a un 
aumento de 10X 37
Figura 5. Descripción del procedimiento para la preparación 
de la suspensión patrón de heces para el examen 
coprológico de cualquier especie animal, 
con énfasis en herbívoros 39
Figura 6. Pasos en la preparación de una suspensión patrón 
de heces 40
Figura 7. Prueba de flotación 42
Figura 8. Cámara de McMaster para el recuento de huevos 
de parásitos 44
Figura 9. Pasos en la ejecución de la técnica de McMaster 46
Figura 10. Recuento de huevos de parásitos en las celdas 
de la cámara de McMaster 46
Figura 11. Cámara de Whitlock, McMaster para recuento 
cuantitativo de la excreción de huevos de parásitos 48
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efraín benavides ortiz10
Figura 12. Pasos en el desarrollo de la prueba 
de sedimentación 50
Figura 13. Resultado de una prueba de sedimentación 
positiva para el hallazgo de huevos 
de Fasciola hepatica 51
Figura 14. Diagnóstico de infección por Fasciola hepatica 
con la prueba de sedimentación 51
Figura 15. Huevo del trematodo Fasciola hepatica utilizando 
una solución débil de azul de metileno 
como contraste 52
Figura 16. Ooquiste de Buxtonella sulcata en las heces 
de un rumiante obtenido por el método 
de sedimentación (40X) 52
Figura 17. Aparato de Baermann 56
Figura 18. Larva de parásito pulmonar en heces frescas 
de pequeños rumiantes,extraída mediante 
la prueba de Baermann 56
Figura 19. Montaje de la técnica de mini-Baermann 
para el diagnóstico de parásitos pulmonares 
usando tubos de ensayo de 15 ml 58
Figura 20. Pasos en el desarrollo del cultivo larvario 
en el laboratorio 63
Figura 21. Larvas parasíticas de nematodos gastrointestinales 
de rumiantes y estructuras que permiten 
su clasificación 64
Figura 22. Características que permiten la diferenciación 
del tipo de nematodos que ocurren en los equinos 
a partir del cultivo larvario 65
Figura 23. Larva de Haemonchus spp. procedente 
de un cultivo larvario de rumiante 65
Figura 24. Identificación de larvas de nematodos de equinos 
que se observan en el cultivo larvario, con base 
en la relación cuerpo:cola y las células intestinales 66
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lista de figuras 11
Figura 25. Pasos en la preparación de los bajalenguas 
para la prueba de Graham 69
Figura 26. Imágenes Oxyuris equi 69
Figura 27. Morfología característica de los huevos 
de Oxyuris equi obtenida mediante la técnica 
de la cinta engomada 70
Figura 28. Trofozoito del protozoario Giardia canis 
en una muestra coprológica de canino 
teñida con lugol 40X 71
Figura 29. Trofozoito (A) y ooquiste (B) de Giardia canis 
en una muestra concentrada por el método 
de formol-éter y teñida con Giemsa 72
Figura 30. Ooquistes de Cryptosporidium parvum teñidos 
con una modificación de la coloración ácido 
alcohol resistente 76
Figura 31. Ooquiste no esporulado del protozoario 
Eimeria spp. 78
Figura 32. Huevo de nematodo de la familia Trichostrongylidae 
en las heces de un rumiante 82
Figura 33. Elipses de las dimensiones de huevos 
de nematodos del orden Strongylida de parásitos 
gastrointestinales que ocurren en la oveja 
en Escocia y que se excretan en la materia fecal 83
Figura 34. Diversos tipos de ooquiste no esporulado 
del protozoario Eimeria spp., que es factible hallar 
en la materia fecal de rumiantes 86
Figura 35. Clave dicotómica para la identificación las larvas 
de nematodos gastrointestinales del orden 
Strongylida 91
Figura 36. Larva de un nematodo de vida libre que 
se encuentra en el cultivo larvario cuando 
la muestra se recolecta del suelo 91
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efraín benavides ortiz12
Figura 37. Larva de Strongyloides papillosus aobtenida 
en un cultivo larvario de bovinos 92
Figura 38. Larva de un nematodo de la subfamilia 
Cyathostominae obtenida en un cultivo 
larvario de equinos 94
Figura 39. Huevos encontrados en una flotación de materia 
fecal de un ternero 96
Figura 40. Huevo con doble opérculo de Trichuris ovis, 
hallado en una prueba de sedimentación 96
Figura 41. Huevos elipsoidales morulados, correspondientes 
a la familia Trichostrongylidae en rumiantes 97
Figura 42. Muestra de un ternero en la región 
de la Macarena, Meta 97
Figura 43. Huevo (oncosfera) de Moniezia benedeni 
de los bovinos 99
Figura 44. Huevos de la tenia del equino Anoplocephala 
perfoliata 99
Figura 45. Huevo de forma triangular de la tenia 
de los equinos Anoplocephala perfoliata 100
Figura 46. Huevos de Ascaris suum (izquierda) 
y del acantocéfalo Macracanthorhynchus 
hirudinaceus hallados en las heces de un porcino 100
Figura 47. Huevos de Nematodirus spp. de los ovinos de forma 
romboide y mórulas grandes, acompañados de huevos 
de Strongyloides papillosus 101
Figura 48. Materia fecal de ovino 102
Figura 49. Flotación cuantitativa obtenida a partir 
de una muestra de materia fecal de ovino 
examinada a 100X 102
Figura 50. Huevos de helmintos que es posible encontrar 
en las heces de caninos y felinos 103
Figura 51. Diferenciación de huevos de ascárido que ocurren en el 
canino con base en su morfología 104
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Lista de tablas
Tabla 1. Ventajas y limitaciones de algunas técnicas 
utilizadas para la detección de parásitos 
en las heces de animales domésticos 32
Tabla 2. Modelo sugerido de formato para la organización 
y presentación de resultados cuantitativos 
en el examen de materia fecal de rumiantes 
en búsqueda de parásitos internos 84
Tabla 3. Formato para la organización y presentación 
de resultados cuantitativos 
en el examen coprológico de équidos 85
Tabla 4. Características para diferenciación de huevos 
de nematodos del orden Strongylida que 
ocurren en el caballo 93
Tabla 5. Características útiles para diferenciar larvas (L3) 
de nematodos del orden Strongylida que ocurren 
en el equino, con énfasis en los Strongilos 94
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Agradecimientos
Siempre recordaré con agrado mis primeros años de entrena-
miento en el laboratorio de parasitología veterinaria del Labo-
ratorio de Investigaciones Médicas Veterinarias (limv), Instituto 
Agropecuario (ica), bajo la tutela del doctor Guillermo Mateus 
Valles (q.e.p.d.) y los compañeros del Programa de Parasitología 
Veterinaria del ica: Otoniel Vizcaíno Gerdts, Gustavo López 
Valencia, Danilo Parra Gil y Carlos Villar Cleves. Un reconoci-
miento especial a los colegas y amigos por ese apoyo en la for-
mación y el aprendizaje conjunto en el ámbito de la parasitología 
veterinaria. 
También deseo agradecer a las directivas de la Universidad 
de La Salle, al decano de la Facultad de Ciencias Agropecuarias, 
Dr. Luis Carlos Villamil, y al director del programa de Medicina 
Veterinaria, Dr. Juan Fernando Vela, por el apoyo y palabras de 
aliento para sacar adelante esta iniciativa.
Finalmente, un gran sentimiento de gratitud amistad y ca-
maradería con Aquilino Rincón Sánchez y José Antonio Ávila 
Velásquez, auxiliares del laboratorio de Parasitología Veterinaria 
de la Facultad de Ciencias Agropecuarias de la Universidad de La 
Salle, quienes me han colaborado en hacer realidad el desarrollo 
de estas técnicas en nuestra facultad.
Efraín BEnavidEs Ortiz
2013
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Prefacio
En la actualidad, las enfermedades parasitarias de las diferentes 
especies animales constituyen una seria limitante en el proceso 
de desarrollo animal, así como en los sistemas de producción. 
Las condiciones climáticas, la temperatura, la humedad y la 
presencia de flora y fauna se convierten en condiciones ideales 
para el desarrollo parasitario; aunque en el mercado se dispone 
de sustancias químicas para su control, no se logra la disminu-
ción del problema por cuanto se carece de métodos sencillos y 
modernos para el correcto diagnóstico, identificación, estudio 
de poblaciones parasitarias, su bioecología y ciclos biológicos.
Los ganaderos invierten elevadas sumas de dinero en el 
control parasitario en aplicaciones desde un día de nacidos los 
animales sin conocimiento de los parásitos existentes y con el 
perjuicio de ir seleccionando los genes resistentes.
Por otra parte, el calentamiento global también está influ-
yendo en la aparición de parásitos tanto internos como externos, 
sobre todo en altitudes que antes les eran impropias; por lo tanto, 
un buen diagnóstico de los parásitos debe contribuir a que se 
controle de manera efectiva; sin embargo, esto solo se logra con 
pruebas sencillas y a la vez eficaces, utilizadas en los laborato-
rios de diagnóstico, en facultades de Medicina Veterinaria y en 
el ejercicio particular.
Desde 1979 solo se contaba con el Manual de técnicas de 
parasitología y entomología veterinaria del Instituto Colombiano 
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efraín benavides ortiz18
Agropecuario (ica), editado por los médicos veterinarios Parra 
y Vizcaíno. La presente publicación es la culminación del com-
promiso con la docencia, la investigación yla transferencia 
tecnológica, hecho por el médico veterinario Efraín Benavides 
Ortiz, doctorado en Epidemiología Veterinaria con toda una 
vida dedicada a la investigación y a la docencia. En el libro se 
recogen metodologías con las cuales será posible estandarizar 
esos procesos en las diferentes facultades de Medicina Veterina-
ria y en los laboratorios de diagnóstico, con el fin de lograr una 
formación homogénea de estudiantes y profesionales de campo. 
Las diversas imágenes serán la mayor ayuda en el diagnóstico 
parasitológico. Estas son elaboración propia del autor.
GustavO lópEz valEncia
Médico Veterinario, MSc. Parasitólogo 
Instituto Colombiano de Medicina Tropical
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Introducción
La parasitología es la ciencia que estudia los parásitos; organis-
mos que viven dentro o sobre otros organismos vivos, obtenien-
do de ellos nutrientes sin brindar compensación a cambio. De 
cualquier forma se entiende que el asunto se trata de la convi-
vencia entre diversos organismos animales, en la que existe un 
componente coevolutivo, por lo cual se habla de diversos niveles 
de esa asociación y se describe la ocurrencia de comensalismo, 
mutualismo, simbiosis, foresis y parasitismo propiamente di-
cho, lo cual, por lo general, ha implicado que el parásito viva a 
costa del animal del que obtiene su sustento. Sin embargo, en la 
naturaleza, la convivencia tiende a llegar a niveles de equilibrio 
por lo que no necesariamente el parasitismo es perjudicial para 
el animal con el que convive. En consecuencia, se ha sugerido 
(Soulsby, 1982) que se debe entender el concepto de parasitis-
mo como una relación en la cual un organismo (el parásito) es 
dependiente metabólicamente en mayor o menor extensión de 
otro organismo (el huésped). En términos biológicos se consi-
dera que un parásito está más adaptado a su huésped, cuando le 
produce menor daño (Botero y Restrepo, 1999).
En términos amplios, las definiciones de parasito y parasi-
tismo abarcan todas las asociaciones biológicas entre organis-
mos vivos, también pueden involucrar a organismos patógenos 
de distintos niveles del árbol de la vida, virus, bacterias, hon-
gos, etc., pero, por costumbre, en las ciencias médicas y en las 
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efraín benavides ortiz20
 veterinarias generalmente se ha restringido el término parásito 
solamente para organismos eucariotas y metazoarios, es decir, 
los protozoarios, helmintos y artrópodos (Soulsby, 1982; Botero 
y Restrepo, 1999).
Aunque existen diversas formas de clasificar los organismos 
parásitos, generalmente estos se catalogan de acuerdo con su ubi-
cación, es decir, pueden ser parásitos externos o ectoparásitos y 
parásitos internos o endoparásitos. Mientras los artrópodos, en 
su mayoría, actúan como ectoparásitos, los endoparásitos están 
representados por los protozoarios, organismos eucariotas uni-
celulares microscópicos y por los helmintos, organismos meta-
zoarios que están actualmente agrupados en tres filos del reino 
animal: Acantocephala, Platyhelmintes y Nematoda (Soulsby, 
1992; Bowman, 2009). 
Los ciclos de vida de estos organismos son diversos y com-
plejos. En la evolución conjunta se han embebido en las cadenas 
alimenticias y hábitos de los huéspedes e incluyen componentes 
parasíticos dentro del animal y de vida libre en el ecosistema; sin 
embargo, su entrada y salida del organismo parasitado ocurre a 
través del sistema digestivo —con excepción de los organismos 
que son transmitidos por la picadura de un vector artrópodo 
o los que penetran activamente a través de la piel—. Entonces, 
en las materias fecales de las diversas especies animales se pueden 
encontrar huevos, larvas, trofozoítos, ooquistes y ocasionalmen-
te parásitos adultos de endoparásitos que habitan en el tracto 
digestivo y en el sistema biliar, pero también de los parásitos 
pulmonares y del sistema nervioso y circulatorio (Sloss, 1970; 
Thienpont, Rochette y Vanparijs, 1979). Esto brinda la oportuni-
dad de utilizar las heces como punto importante de partida para 
el diagnóstico e investigación parasitológica; la descripción de 
estas técnicas es un componente central de este manual, el cual 
se acompaña de imágenes ilustrativas.
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introducción 21
La primera experiencia del autor de este manual con las téc-
nicas parasitológicas requeridas para el examen coprológico fue 
en el Laboratorio de Investigaciones Médicas Veterinarias (limv) 
del Instituto Colombiano Agropecuario (ica), a inicios de la dé-
cada del ochenta. En este laboratorio estaban en curso diversas 
investigaciones sobre la epidemiología de parásitos en rumian-
tes (Rivera, Parra, García y Aycardi, 1983) y se procesaban las 
muestras que llegaban al centro de diagnóstico de Bogotá. Las 
técnicas allí utilizadas eran las recopiladas a partir del texto de 
Parra y Vizcaíno (1979), el cual es una referencia imprescindible 
para el parasitólogo veterinario en Colombia. Esas técnicas se 
estandarizaron en Colombia en el marco de proyectos de coo-
peración internacional, particularmente, gracias a los convenios 
del ica con Texas A&M y el convenio colombo-inglés.
Posteriormente en el Centro de Medicina Veterinaria Tropi-
cal (ctvm), de la Universidad de Edimburgo, en el marco de la 
maestría en Ciencia Veterinaria Tropical se volvieron a retomar 
estas técnicas en el curso de helmintología aplicada (Sewell, 
Hammond y Wright, 1983). En esta ocasión fue interesante estu-
diar diversas modificaciones de las técnicas, principalmente para 
permitir su aplicabilidad bajo diversas y adversas condiciones 
en el trópico, con énfasis especial en las condiciones de los ser-
vicios veterinarios de las excolonias británicas en Asia y África, 
donde los problemas parasitarios son de primera importancia 
en animales domésticos y silvestres. Las técnicas desarrolladas en 
el ctvm son concordantes con aquellas recomendadas por el 
Central Veterinary Laboratory en Gran Bretaña (maff, 1977) 
y que han sido publicadas en el Manual de investigación veteri-
naria (Davies, 1990); ahora bien, estas técnicas son ligeramente 
diferentes de las desarrolladas en Norteamérica, pero conservan 
similares principios (Sloss, 1970). En este caso, las técnicas tien-
den a adquirir formatos para ser comercializadas, adquiriendo 
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efraín benavides ortiz22
nombres específicos y desarrollando variaciones comerciales 
para ser aplicadas en finca o consultorio.
Desde los centros de diagnóstico veterinario del ica, don-
de actué como coordinador de la red a inicios de la década del 
noventa, fue posible constatar que existía una gran diversidad 
de protocolos de prueba para el diagnóstico de parásitos inter-
nos de animales. Mientras unos centros proferían resultados 
de forma cuantitativa (huevos por gramo: hpg), otros solo 
indicaban la presencia o la ausencia de huevos de parásitos y 
otros lo hacían en forma semicuantitativa utilizando cruces 
(+, ++, -) para indicar la intensidad de presencia de huevos o 
larvas de parásitos en una muestra. Este deficiente método de 
diagnóstico sigue siendo la forma principal de entregar los re-
sultados de análisis coprológicos en el territorio colombiano. 
Se sabe que un certero diagnóstico cuantitativo es requerido en 
diversas especies animales, principalmente en herbívoros (Sloss, 
1970; maff, 1977; Thienpont et ál., 1979).
De esa deficiencia surge la primera motivación para la pre-
paración de este texto, ya que se requiere estandarizar métodos 
de diagnóstico en los laboratorios de parasitología veterinaria, de 
forma que los resultados de esos análisis ayuden a racionalizar el 
uso intenso, muchas veces innecesario, de antihelmínticos que se 
realiza en el campo colombiano. La necesidad de un diagnóstico 
certero es reafirmada por la aparición y la confirmación dela 
presencia de poblaciones de endoparásitos resistentes a diversos 
grupos de antihelmínticos en varias especies animales, pero con 
énfasis en pequeños rumiantes y en equinos, en diversas regio-
nes del globo: Taylor y Hunt (1989), Kaplan, Klei, Lyons, et ál. 
(2004); en Sudamérica: Waller, Echevarria, Eddi, Maciel, Nari 
y Hansen (1995), Almeida, García, Torgerson y Amarante (2010); y 
en el país: Márquez, Jiménez, García y Garzón (2008), Barragán 
y Benavides (2011).
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introducción 23
La elaboración de este manual se retomó como parte de ac-
tividades académicas en el programa de Medicina Veterinaria, 
de la Facultad de Ciencias Agropecuarias de la Universidad de 
La Salle, en la que se tiene a cargo la cátedra de parasitología 
veterinaria desde el 2004. Con la presente publicación se quiere 
brindar una base textual y de imágenes que faciliten la formación 
del estudiante de Medicina Veterinaria y ciencias relacionadas; 
asimismo, se quiere iniciar el diálogo necesario que se requiere 
para que en el territorio nacional exista una homologación de 
procesos y estandarización de técnicas en nuestros laboratorios 
veterinarios, de forma que se llegue a protocolos unificados y 
criterios claros de interpretación de resultados. Por otra parte, 
fuera de los textos básicos de parasitología veterinaria que se 
han tenido como base para el afinamiento de estas técnicas y 
que se describieron en párrafos precedentes, se han consultado 
diversas fuentes de información en Internet y se ha tratado de 
poner información para los estudiantes en estos medios, ya que 
actualmente se ha sugerido el amplio uso de tecnologías de la 
información y la comunicación (tic) para la enseñanza de la 
parasitología veterinaria (Vercruysse y Eckert, 2002). Las prin-
cipales fuentes consultadas en la Web incluyen el proyecto cal 
Diagnostics of Veterinary Endoparasitic Infections, de la Univer-
sidad de Pennsylvania (Nolan, 2004) y la Guía del Royal Vete-
rinary Collegue (rvc)/faO: Diagnostic Veterinary Parasitology. 
Las técnicas se han adaptado bajo nuestras condiciones y las que 
aquí se recomiendan han sido seleccionadas por su robustez, su 
aplicación sencilla y por la capacidad de reproducción de los 
resultados, además de tener como premisa el uso de materiales 
de fácil consecución en cualquier lugar de nuestra geografía.
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Recolección y procesamiento 
de muestras fecales para 
parasitología veterinaria
En el presente capítulo se describen de forma resumida varias 
de las técnicas que se utilizan para demostrar la presencia de 
huevos, quistes, trofozoítos o larvas de parásitos en las heces de 
animales domésticos, silvestres o en el hombre. Las técnicas se 
han seleccionado de acuerdo con su capacidad de ejecución ba-
jo condiciones de practicidad y robustez; se comparan diversas 
fuentes y textos sobre el particular, pero también se tiene como 
premisa de base la experiencia del autor. Para el estudiante in-
teresado en el tema se sugiere consultar la sección de técnicas 
que casi todo texto de parasitología posee. Adicionalmente, se 
cuenta con dos fuentes de internet: 
•	 La guía interactiva de diagnóstico parasitológico veterinario 
del rvc/faO (Gibonns et ál., 2005): http://www.rvc.ac.uk/
review/Parasitology/Index/Index.htm
•	 La página del proyecto cal, de la universidad de Pennsylva-
nia, para diagnóstico de endoparasitos: http://cal.vet.upenn.
edu/projects/dxendopar/index.html
Mientras la primera fuente enfatiza en el tema de los parásitos de 
especies de interés productivo, principalmente rumiantes, la se-
gunda página posee interesante información relacionada con los 
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parásitos de caninos y felinos. Las técnicas difieren ligeramente 
entre las diversas fuentes de información, pero los principios 
generales de uso y de interpretación son los mismos.
Antes de proceder a describir cada una de las técnicas es 
importante tener en cuenta algunas recomendaciones generales 
sobre recolección, mantenimiento durante el transporte y prin-
cipios básicos para el procesamiento de las muestras.
Obtención y transporte de la muestra
Estas recomendaciones generales están dirigidas a asegurar que 
la muestra que se procesa en el laboratorio llegue en un estado 
no deteriorado que permita la certera identificación del parásito 
que afecta al animal (Sloss, 1970; maff, 1977; Thienpont et ál., 
1979; Parra y Vizcaíno, 1979): 
•	 Idealmente, las heces se deben procesar lo más rápido po-
sible luego de salir del animal. La muestra es mucho más 
representativa si se asegura la recolección directamente del 
recto de los animales.
•	 En el caso de animales indómitos o cuando se trabaja con 
fauna silvestre, la sujeción del animal se dificulta y se requie-
re trabajar con muestras recolectadas del suelo. Ante estas 
situaciones se debe asegurar que la muestra se recolecta lo 
más rápido posible luego de la deposición, ojalá observando 
al animal a la distancia y luego recolectando la muestra, pues 
es posible que nematodos de vida libre (no parasitarios) la 
contaminen, lo que entorpece el diagnóstico.
•	 Las muestras se deben poner en un recipiente hermético o 
en una bolsa plástica sellada, para evitar que se desequen. La 
base de la conservación es asegurar que en el recipiente quede 
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la menor cantidad de aire posible. Es necesario no olvidar, 
identificar adecuadamente la muestra.
•	 Si el proceso de las muestras no se puede realizar inme-
diatamente, entonces se debe asegurar que las muestras se 
procesan adecuadamente para evitar su deterioro. Se sugiere 
utilizar uno de estos dos procesos:
 – Refrigerar las muestras, lo cual puede asegurar el mante-
nimiento de estas hasta por cinco días (pero se debe evitar 
su congelación). Para que este método de conservación 
tenga éxito se requiere extraer la mayor cantidad de aire 
posible del recipiente. Este proceso no se recomienda 
cuando se requiere el examen de larvas vivas mediante 
la técnica de Baermann.
 – Fijar la muestra usando formol al 10%, añadiendo fijador 
a las heces a una proporción de 3:1 (volumen muestra: vo-
lumen fijador) y mezclando bien. Si se quiere examinar la 
muestra para quistes de protozoos es mejor usar formol al 
5% en solución salina. Las fijación de muestras en formol 
permite la conservación prácticamente indefinida y es 
muy usada en el estudio de parásitos de especies silvestres, 
pero se debe tener en cuenta que inhabilita procesos que 
requieren parásitos vivos (Baermann, cultivo larvario).
•	 Si el animal ha sido tratado con antidiarreicos que contie-
nen caolin o bismuto, aceite mineral o material de contraste 
para radiografía (bario), lo mismo que algunos antibióticos; 
todos estos materiales flotan y hacen difícil o imposible el 
hallazgo de parásitos. En estos casos, el examen coprológico 
se debe repetir cinco o diez días después luego de suspender 
el tratamiento.
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Procesamiento
Los procesos de análisis de muestras se realizan en laborato-
rios de parasitología veterinaria o en laboratorios clínicos ve-
terinarios, bien de investigación, docencia o servicio. En cada 
laboratorio es importante verificar los procesos de catálogo y 
manejo de información, además de tener en cuenta las debidas 
consideraciones de bioseguridad, entendiendo que algunos de 
los parásitos de animales domésticos o silvestres pueden tener 
potencial zoonótico.
Afortunadamente, ese potencial zoonótico difiere según la 
especie animal que se trabaje y es importante que el laboratorista 
conozca las peculiaridades del ciclo devida de los organismos 
que espera encontrar durante el examen (Soulsby, 1983; Botero 
y Restrepo, 1999), para así tomar las precauciones necesarias. 
Se puede afirmar que el riesgo zoonótico es menor cuando se 
trabaja con muestras fecales de rumiantes y equinos, mientras 
es alto cuando se trabaja con muestras de cánidos y félidos, pero 
también de la especie porcina.
•	 Primero, examine las heces para examinar la presencia de 
sangre o cualquier material anormal; luego examine el inte-
rior del material para evidenciar la presencia de segmentos 
de tenias (los que se mueven y se tratan de alejar de la masa 
fecal) o de parásitos enteros.
•	 Existen diversas técnicas que se han diseñado para aumentar 
la probabilidad de recobrar las larvas o huevos de parásitos 
presentes en la muestra. Cada tipo de prueba posee sus mé-
ritos y limitaciones y se debe tratar de usar la prueba que sea 
más apropiada para el tipo de parásito que se quiera encon-
trar. En esta consideración se debe tener en cuenta la especie 
animal con la que se trabaja.
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•	 Para su adecuada ejecución se debe asegurar seguir paso a 
paso los procesos descritos para cada una de las técnicas. 
Algunos estudiantes y profesionales buscan tomar atajos para 
disminuir la labor y el tiempo requerido en los procesos de 
laboratorio; esto generalmente lleva a resultados desastrosos, 
pues los resultados poseen bajo nivel de confiabilidad. 
•	 La repetición de un análisis coprológico de un animal o gru-
po de animales, en particular, se sugiere bajo las siguientes 
situaciones:
 – Los signos clínicos sugieren parasitismo, pero el examen 
resulta negativo. Repita la prueba en dos o tres días. Re-
pita el examen hasta por tres veces en un periodo de siete 
a diez días. Si en este caso no se encuentran parásitos, lo 
más probable es que el animal no esté infectado y que el 
problema tenga otra causa.
 – Cuando la muestra se recolecta muy rápido después de 
tratamiento parasitológico específico, el tiempo de espera 
debe ser superior a las dos semanas. El tema de evalua-
ción de la presencia de resistencia a los antihelmínticos 
se explica en un protocolo específico (Coles, Jackson, 
Pomroy et ál., 2006).
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	Técnicas para el diagnóstico de endoparásitos de importancia veterinaria
	Recommended Citation
	tmp.1665500042.pdf.t3pYU