Livro de patologia

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GUÍA TÉCNICA
PATOLOGÍA E INMUNOLOGÍA
DE CAMARONES PENAEIDOS
PROGRAMA CYTED
ÁREA DE AGROALIMENTACIÓN
RED II-D: Red Vannamei
Editores:
Vielka Morales Q. 
Jorge Cuéllar-Anjel
Autores:
María José Almanza Abud
Margherita Anna Barracco
Jorge Cuéllar-Anjel
Donald V. Lightner
 Emiko Shinozaki Mendes 
Alitiene Moura Lemos Pereira
María Soledad Morales Covarrubias
Carlos Pantoja
Luciane María Perazzolo 
Rafael Diego Rosa
Agnés Saborio Coze
Tereza Cristina Vasconcelos Gesteira
Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos
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La presentación y disposición en conjunto de:
GUÍA TÉCNICA - PATOLOGÍA E INMUNOLOGÍA DE 
CAMARONES PENAEIDOS
son propiedad de los editores. Ninguna parte de esta obra 
puede ser reproducida o transmitida, mediante ningún 
sistema o método, electrónico o mecánico (incluyendo 
fotocopiado, la grabación o cualquier sistema de recuperación 
y almacenamiento de información), sin consentimiento por 
escrito de los editores.
Derechos reservados:
© 2008 Vielka Morales Q. y Jorge Cuéllar-Anjel
(507) 6671-8936
(507) 6616-0756
email: vielkamorales2003@yahoo.com
email: jocuan@gmail.com
Panamá
Primera edición en español
Hecho en Panamá
ISBN: 978-9962-661-02-3
Esta obra se citará de la siguiente manera:
Todo el libro:
Morales, V. y J. Cuéllar-Anjel (eds.). 2008. Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones 
Penaeidos. Programa CYTED Red II-D Vannamei, Panamá, Rep. de Panamá. 270 pp.
Ejemplo para citar un capítulo:
Pantoja, C. y D.V. Lightner. 2008. Enfermedades virales pp. 55-114. En: Morales, V. y J. Cuéllar-
Anjel (eds.). 2008. Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos. Programa 
CYTED Red II-D Vannamei, Panamá, Rep. de Panamá. 270 pp.
Diseño e impresión:
New Concept Publications, Inc.
(507) 226-7694
Panamá
Daniel Ho - Fotografías de portada, contraportada, páginas 1, 55, 117, 135, 159, 169, 225, 243 y 254
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AGRADECIMIENTOS
Los editores agradecen la colaboración de Reinaldo Morales y Hugo Pérez 
Athanasiadis, por la traducción preliminar del portugués al español, de varios capítulos 
del libro, así como a Roberto Chamorro (Licencia de intérprete público autorizado del 
Ministerio de Gobierno y Justicia de Panamá, Resolución Nº 28, de 8 de marzo de 1984) 
por la revisión y perfeccionamiento de los documentos traducidos.
De igual manera por la revisión y aportes de la Dra. Patricia Del Portillo (Métodos 
Moleculares), Dra. Margherita Barracco (Parámetros Inmunológicos), Dr. Carlos Pantoja 
y Kenneth W. Hasson (Parásitos en Camarones), Ing. Roberto Chamorro y Dra. María del 
Pilar Moyano (Métodos de Diagnósticos) y Oscar Olivares (glosario y correcciones de 
texto).
Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos
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IN MEMORIAM
ELPIDIO BELTRAME, el hombre incansable y luchador por la camaronicultura en 
la región, hoy no se encuentra con nosotros, no obstante, su recuerdo permanecerá por 
siempre en el corazón de todos los que tuvimos la suerte de trabajar a su lado.
El Grupo Técnico Asesor (GTA) de la Red Vannamei del CYTED y los autores de esta 
Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos, deseamos dedicarla 
a nuestro amigo, hermano y compañero, ELPIDIO. El fue uno de nuestros pilares en el 
GTA de la Red Vannamei, con aportes de grandes ideas y colaboración desinteresada para 
el buen manejo y beneficio de la actividad camaronera no sólo en Brasil, su país natal, 
sino también en el resto de los países iberoamericanos que conforman esta importante 
familia CYTED.
Gracias por tu contribución a una actividad que seguirá dando respuestas en la 
generación de empleos y divisas a diferentes países de iberoamerica.
v
PRÓLOGO
La camaronicultura tiene sus inicios en la década del ‘60 incrementándose 
rápidamente en la del ‘70, surgiendo como una de las fuentes de mayores ingresos de 
divisas por sus elevadas producciones. En la actualidad y según estudios de la FAO, aún 
existen 18 países de América Latina que se dedican a la actividad específicamente con 
especies del género Penaeus (también llamado Litopenaeus).
Para la década del ‘90, la reducción en el número de fincas de cultivo, se debió 
a enfermedades que se reportaron desde la aparición del Taura en los años 93-94 y 
el Síndrome de la Mancha blanca en los años 98-99, afectando grandemente las 
producciones y dando como resultado el cierre de muchas empresas, pérdidas de 
empleos y por ende de ingresos.
La industria ha tenido que ir implementando innovaciones tecnológicas y 
mejoramiento en el manejo de los cultivos de camarón, observándose una lenta 
recuperación en sus producciones y en la productividad.
Sin embargo, con la expansión territorial de esta actividad y el desarrollo de técnicas 
de diagnóstico de enfermedades, han sido identificados nuevos agentes patógenos. Es 
por ello que nos sentimos complacidos que un grupo de científicos, preocupados por la 
situación actual en los temas de enfermedades, haya querido compartir sus conocimientos 
y experiencias de muchos años, a través de esta importante Guía Técnica de Patología e 
Inmunología de Camarones Penaeidos, diseñada para productores, técnicos, estudiantes 
y cualquier otro entusiasta interesado en contar con un texto de apoyo que le signifique 
una herramienta útil y práctica en su actividad diaria.
Como regente de un sector que vela por el desarrollo de las actividades acuícolas 
en la República de Panamá, nos sentimos honrados de poder expresar la importancia de 
esta Guía que consideramos un aporte significativo para el sector de la camaronicultura 
en Iberoamérica. 
GUILLERMO A. SALAZAR N.
Ministro de Desarrollo Agropecuario
Panamá, 2008
Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos
vi
vii
INTRODUCCIÓN
El Programa Iberoamericano de Ciencia y Tecnología para el Desarrollo (CYTED) 
es un programa internacional multilateral de cooperación científica y tecnológica de 
ámbito iberoamericano y carácter horizontal.
En el marco del CYTED, hay una serie de acciones dentro de las cuales se encuentran 
las Redes Temáticas, que son asociaciones de grupos de I+D pertenecientes a entidades 
públicas o privadas de al menos seis países miembros del Programa y cuyas actividades 
científicas o tecnológicas están relacionadas con el tema de la red.
En este caso en particular, la Red denominada FORO PARA LA GESTIÓN DE 
CONOCIMIENTOS Y TRANSFERENCIA DE TECNOLOGÍAS SOBRE EL CULTIVO DE 
PENAEUS VANNAMEI: RED VANNAMEI, realizó una serie de actividades en beneficio 
de la industria camaronera de los países iberoamericanos que se dedican a la actividad.
Entre los objetivos logrados por la Red, están las siguientes: constitución de un foro 
regional de convergencia para los grupos de investigación, productores y sector estatal; 
fomento de la investigación interdisciplinaria que coadyuva al desarrollo tecnológico 
en temas relativos al L. vannamei; la promoción en el intercambio de información 
científica y técnica con miras a favorecer la innovación y fomentar la sustentabilidad; 
el establecimiento de un sistema de información electrónico de divulgación periódica, 
el cual facilitó la transferencia de conocimientos; organización de actividades de 
capacitación para beneficio del personal científico y técnico vinculado a las actividades 
de investigación; la ayuda a la consolidación de grupos de investigación y desarrollo, lo 
mismo que la interacción con los diferentes grupos, a través de redes o foros nacionales 
para el análisis integral de la camaronicultura y, propiciar la movilidad de los científicos 
y miembros del sector productivo, quienes participaron en las actividades que coordinó 
la red.
Entre los temas de mayor énfasis durante el desarrollo de las actividades de la 
red, están los relacionados con la genética,buenas prácticas de manejo y, patología e 
inmunología de los camarones, resultados que se ven reflejados en la hoja electrónica de 
la red: www.mida.gob.pa/CYTEDVANNAMEI.
Como última actividad de la red, estuvo la realización de un curso teórico-práctico 
internacional sobre la patología e inmunología del camarón L. vannamei, donde 
participaron científicos de reconocida trayectoria en estos campos. Como producto final 
para el cierre de la red, los facilitadotes del curso acordaron contribuir con el desarrollo 
de cada capítulo a ellos asignados para la publicación de esta guía, la cual servirá de 
herramienta básica para estudiantes, empresas y entidades estatales que se dedican a la 
camaronicultura. Este compromiso desinteresado de parte de cada uno de ellos, es uno 
de los mejores aportes que quedará plasmado en las acciones que vienen desarrollándose 
a través del CYTED y a quienes les agradecemos por haber depositado su confianza para 
la coordinación de la Red Vannamei. A los autores, amigos y compañeros les extendemos 
un cordial agradecimiento por toda su colaboración.
VIELKA MORALES Q.
Coordinadora Red Vannamei
Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos
viii
ix
ÍNDICE DE CONTENIDO
Prólogo v
Introducción vii
Reseñas de los editores y autores xi
Capítulo 1 Métodos de Diagnóstico de Enfermedades en Camarones Marinos de 
Cultivo (Jorge Cuéllar-Anjel)
1
1.1 Anamnesis 2
1.2 Examen clínico 2
1.3 Microscopía Directa 5
1.4 Montajes en Fresco (María Soledad Morales-Covarrubias) 8
1.5 Bacteriología 18
1.6 Histología 22
1.7 Pruebas con anticuerpos 29
1.8 Métodos moleculares 31
1.9 Parámetros inmunológicos 39
1.10 Microscopía electrónica de transmisión 45
1.11 Bioensayos 47
1.12 Referencias bibliográficas 52
Capítulo 2 Enfermedades Virales (Carlos R. Pantoja y Donald V. Lightner) 55
2.1 Principales enfermedades y métodos de diagnóstico 58
2.2 Virus de la necrosis hipodérmica y hematopoiética infecciosa (Infectious 
hypodermic and hematopietic necrosis virus, IHHNV)
62
2.3 Virus del Síndrome de la Mancha Blanca (White spot syndrome virus, 
WSSV)
70
2.4 Virus del Síndrome de Taura (Taura syndrome virus, TSV) 79
2.5 Virus del síndrome de la cabeza amarilla (Yellow head syndrome virus, 
YHV)
87
2.6 Virus de la mionecrosis infecciosa (Infectious myonecrosis virus, IMNV) 92
2.7 Mionecrosis infecciosa viral (IMNV) y sus implicaciones en los
cultivos de camarones brasileños (Alitiene Moura Lemos Pereira,
Emiko Shinozaki Mendes, Tereza Cristina Vasconcelos Gesteira)
96
2.8 Penaeus vannamei nodavirus (PvNV) 104
2.9 Referencias bibliográficas 106
Capítulo 3 Enfermedades Bacterianas (María Soledad Morales-Covarrubias) 117
3.1 Vibriosis sistémica 120
3.2 Erosión bacteriana del caparazón 122
3.3 Síndrome de Zoea II 124
Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos
x
3.4 Enfermedad de luminiscencia 126
3.5 (NHP-B) Necrosis del hepatopáncreas bacteriana 126
3.6 Bacterias filamentosas (Leucothrix mucor) 130
3.7 Spiroplasma penaei (Carlos R. Pantoja y Donald V. Lightner) 131
3.8 Referencias bibliográficas 134
Capítulo 4 Enfermedades por Parásitos (Jorge Cuéllar-Anjel) 135
4.1 Gregarinas 137
4.2 Microsporidios 142
4.3 Haplosporidios 147
4.4 Epicomensales 148
4.5 Metazoarios 154
4.6 Referencias bibliográficas 156
Capítulo 5 Enfermedades causadas por hongos (Carlos R. Pantoja y Donald Lightner) 159
5.1 Micosis 161
5.2 Fusariosis 164
5.3 Referencias bibliográficas 167
Capítulo 6 Inmunología del Camarón (Margherita Anna Barracco, Luciane María 
Perazzolo y Rafael Diego Rosa)
169
6.1 Sistema Inmune de los Crustáceos 172
6.2 Inmunoestimulantes 202
6.3 Parametros hemato-inmunológicos como indicadores de salud 204
6.4 Conclusiones y Perspectivas 209
6.5 Referencias bibliográficas 211
Capítulo 7 Buenas Prácticas De Manejo En La Camaronicultura (Agnés Saborío Coze 
y María José Almanza)
225
7.1 Código de Conducta para una camaronicultura responsable 229
7.2 Objetivos de un Código de conducta 229
7.3 Buenas Prácticas de Manejo 230
7.4 Características de las Buenas Prácticas de Manejo 230
7.5 Buenas Prácticas de Manejo en Laboratorios de larvas 231
7.6 Buenas Prácticas de Manejo en granjas camaroneras 231
7.7 Buenas Prácticas de Manejo en plantas procesadoras 241
7.8 Referencias bibliográficas 242
Glosario 243
xi
RESEÑAS DE LOS EDITORES
VIELKA MORALES Q.
Coordinadora Red Vannamei-CYTED
vielkamorales2003@yahoo.com
Licenciada en Biología. Experiencia de 14 años en el tema de larvicultura, maduración, 
zooplancton y fitoplancton en laboratorio de camarones. Responsable del diseño y construcción 
de la Estación de Maricultura del Pacífico, Puerto Vacamonte en Panamá. Desde 1996 coordinadora 
técnica de la Organización del Sector Pesquero y Acuícola de Centroamérica. Consultora 
para FAO y PRADEPESCA-UE. Cuenta con 19 publicaciones (11 en temas de camarones). Ha 
participado en otras redes del CYTED relacionada a camarones y moluscos. 
JORGE CUÉLLAR-ANJEL
Director del Departamento de Patología e Investigación
Camaronera de Coclé S.A. (CAMACO) 
Aguadulce, Coclé, República de Panamá
jocuan@usa.net
Médico Veterinario, Máster en Microbiología. Experiencia de 18 años en las áreas de cultivo 
de camarón marino Litopenaeus vannamei; diseño y montaje de laboratorios de patología de 
camarones (microbiología, histopatología y biología molecular); docencia universitaria en 
pregrados y postgrados así como investigación aplicada en Producción, Patología, Inmunología 
y Nutrición de camarones penaeidos; manejo sanitario de cultivos de camarón (larvicultura, 
engorde y maduración) mediante clínica y pruebas de campo y de laboratorio (montajes en fresco, 
microbiología, histopatología y biología molecular); conferencista en Congresos Internacionales; 
miembro del Grupo Ad hoc de la OIE en crustáceos para las Américas. Ha tenido desempeño 
laboral en Ecuador, Colombia y Panamá. 
RESEÑA DE LOS AUTORES
MARÍA SOLEDAD MORALES COVARRUBIAS
Centro de Investigaciones en Alimentación y Desarrollo, A.C.
Unidad Mazatlán en Acuicultura y Manejo Ambiental
México, 
marisol@ciad.mx
Maestría y Doctorado en Patología de crustáceos, Licenciatura en Biología Pesquera 
Investigadora en el área de acuicultura y manejo ambiental del CIAD. Sus principales trabajos 
de investigación están enfocados a histopatología, virología y fisiología de crustáceos; imparte 
cursos en sanidad acuícola y colabora en un programa de transferencia tecnológica, capacitación 
y consultoría en histopatología de crustáceos, con diferentes países de América Latina.
JORGE CUÉLLAR-ANJEL 
Director del Departamento de Patología e Investigación
Camaronera de Coclé S.A. (CAMACO) 
Aguadulce, Coclé, República de Panamá
jocuan@usa.net
La reseña de este autor ha sido citada previamente en “Reseña de los Editores”
Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos
xii
AGNÉS SABORIO COZE
Universidad Centroamericana (UCA)
Centro de Investigación de Ecosistemas Acuáticos 
Managua, Nicaragua.
cideauca@gmail.com
Maestría en Acuicultura, Licenciatura en Ecología y Recursos Naturales. Certificadora de 
la Global Alliance Aquaculture para plantas de proceso, granjas de acuicultura y laboratorios. 
Cultivos marinos y de agua dulce, Nutrición de peces, calidad de agua. Planificación y desarrollo 
de áreas costeras. Investigación de tensiones ambientales en cuencas hidrográficas. Investigadora 
en temas relacionados a la zonas costeras. Elaboración y gestión de proyectos acuícolas. 
Asistencia Técnica, capacitación y extensión a comunidades costeras. Docente universitaria. 
Consultora. Relaciones de trabajo con cooperantes de USA, JICA, UE, Universidades y Centros 
de Investigación como Universidadde Rhode Island, Universidad de Florida, Universidad de 
Hawai, Universidad de Puerto Rico entre otras, Organizaciones sin fines de lucro Internacionales 
como ACRA, GVC, OIKOS entre otras, las Naciones Unidas (FAO) y el Banco de Desarrollo 
Interamericano. Coordinadora de Redes Internacionales. Directora de Acuicultura. Directora de 
Centro de Investigación.
MARÍA JOSÉ ALMANZA ABUD
Centro de Investigación de Ecosistemas Acuáticos
Universidad Centroamericana (UCA)
Managua, Nicaragua
almanzaabud@gmail.com
Máster en Ciencias Ambientales, Licenciada en Ecología y Recursos Naturales, curso de 
Postgrado en Sistema de Información Geográfica aplicada a los Recursos Naturales. Coordinador 
técnico del Proyecto SUCCESS, financiado por USAID a través del Centro de Recursos Costeros 
de la Universidad Rhode Island y Centro de Recursos Costeros y Acuacultura del Pacífico de 
la Universidad Hawai Hilo. Responsable del área de Físico-química de agua del Laboratorio 
CIDEA. Coordinador del área de Sistema de Información Geográfica. Coordinador del área de 
divulgación y Coordinador de Investigaciones del CIDEA.
CARLOS PANTOJA
Departamento de Ciencias Veterinarias y Microbiología
Universidad de Arizona
Tucson, Estados Unidos
cpantoja@u.arizona.edu
Ingeniero Bioquímico en Explotación de Recursos Acuáticos (Tec de Monterrey, Campus 
Guaymas, México). Maestría en Acuacultura (Tec de Monterrey, Campus Guaymas, México). 
Doctorado en Patobiología (The University of Arizona). Actualmente es profesor investigador 
asociado en el laboratorio de patología acuícola de la Universidad de Arizona. Principales 
áreas de trabajo son patología morfológica, caracterización de nuevas enfermedades y agentes 
infecciosos de camarones peneidos, desarrollo de métodos de detección de agentes infecciosos y 
diagnóstico de enfermedades. Provee servicios de consultoría a la industria camaronícola en el 
área de patología y da entrenamiento técnico en el área de diagnóstico de enfermedades a través 
de talleres en la Universidad de Arizona o en el extranjero.
xiii
DONALD V. LIGHTNER
Departamento de Ciencias Veterinarias y Microbiología
Universidad de Arizona
Tucson, Estados Unidos
dvl@u.arizona.edu
PhD en Patología y Biología Pesquera, Maestría en Biología Pesquera y su Licenciatura en 
Biología Pesquera. Su experiencia está dirigida a la patología y enfermedades de los cultivos 
de crustáceos y peces, enfermedades de invertebrados, marinos y de agua dulce, enfermedades 
infecciosas, virología, histología, microscopio electrónico, desarrollo de métodos de diagnósticos, 
nutrición de animales acuáticos y toxicología acuática. Provee servicios de consultoría a la industria 
camaronicola en el área de patología y da entrenamiento técnico en el área de diagnóstico de 
enfermedades a través de talleres en la Universidad de Arizona o en el extranjero.
MARGHERITA ANNA BARRACCO
Universidad Federal de Santa Catarina (UFSC), 
Departamento de Biología Celular, Embriología y Genética (BEG), 
Laboratorio de Inmunología Aplicada à la Acuicultura (LIAA), 
Florianópolis, SC, Brasil 
barracco@mbox1.ufsc.br
Doctorado en Inmunologia de Invertebrados y Licenciatura en Ciencias Biológicas. Profesora 
Titular de Biología Celular, con participación en los programas de Postgrado en Acuicultura y 
Biotecnología. Investigadora en el área de inmunología de crustáceos y moluscos de interés para 
la acuicultura, con implicaciones en la sanidad y en el monitoreo ambiental. Sus principales 
trabajos de investigación están enfocados en el estudio de la respuesta inmunológica a infecciones, 
el desarrollo de parámetros hemato-inmunológicos para el monitoreo de condiciones de salud y 
el efecto de sustancias inmunoestimulantes en invertebrados acuáticos, con énfasis en camarones 
y bivalvos marinos. 
LUCIANE MARÍA PERAZZOLO 
Universidad Federal de Santa Catarina (UFSC), 
Departamento de Biología Celular, Embriología y Genética (BEG), 
Laboratorio de Inmunología Aplicada à la Acuicultura (LIAA), 
Florianópolis, SC, Brasil 
luciane@ccb.ufsc.br
Maestría en Inmulogía de Crustáceos y Doctorado en Vitelogénesis de Peces. Profesora 
Asociada de Biología Celular, con participación en el programa de Postgrado en Acuicultura. 
Investigadora en el área de inmunologia de crustáceos de interés para la acuicultura, con 
implicaciones en la sanidad. Sus principales trabajos de investigación están enfocados en el 
estudio de la respuesta inmunológica a las infecciones, caracterización bioquímica y molecular de 
proteínas inmunes efectoras y/o reguladoras, el desarrollo de parámetros hemato-inmunológicos 
para el monitoreo de las condiciones de salud y el efecto de sustancias inmunoestimulantes en 
camarones. 
Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos
xiv
RAFAEL DIEGO ROSA
Universidad Federal de Santa Catarina (UFSC), 
Departamento de Biología Celular, Embriología y Genética (BEG), 
Laboratorio de Inmunología Aplicada a la Acuicultura (LIAA), 
Florianópolis, SC, Brasil 
rddr@gmail.com
Maestría en Biotecnología aplicada a la acuicultura y Licenciatura en Ciencias Biológicas. 
Sus principales trabajos de investigación están enfocados en la inmunología de crustáceos y 
moluscos bivalvos, en especial en los péptidos antimicrobianos producidos por estos animales.
ALITIENE MOURA LEMOS PEREIRA
Embrapa Meio-Norte, 
Parnaíba, PI, Brasil, 
alitiene@cpamn.embrapa.br
Tecnóloga en Acuicultura, con Maestría y Doctorado en Acuicultura. Investigadora de 
la Empresa Brasileña de Investigación Agropecuaria (Embrapa). Coordinadora del Núcleo de 
Investigación en Pesca y Acuicultura da Embrapa Meio-Norte. Responsable por el Laboratorio 
de Patología de Organismos Acuáticos (LAPOAq). Participa de La Red de Investigación en 
Camaronicultura del Nordeste (RECARCINE), grupo enfermedades. Responsable por proyectos en 
patología, diagnóstico y monitoreo sanitario de camarones cultivados. 
EMIKO SHINOZAKI MENDES
Universidade Fed. Rural de Pernambuco, 
Recife, PE, Brasil
esmendes@dmv.ufrpe.br
Médica Veterinaria, con Maestría en Ciencia y Tecnología de Alimentos, Doctorado en 
enfermedades tropicales. Profesor Asociado del Departamento de Medicina Veterinária, y en 
los programas de pós-grado en Veterinária y de los Recursos Pesqueros y Acuicultura, ambos 
de la Universidad Federal Rural de Pernambuco. Responsable por el Laboratorio de la Salud 
de los Animales Acuáticos (LASAq) y Coordinadora actual de la Red de la Investigación en 
Camaronicultura del Nordeste (RECARCINE), grupo enfermedades, actuando principalmente en 
el área de la microbiología.
TEREZA CRISTINA VASCONCELOS GESTEIRA
Universidade Fed. do Ceará, 
LABOMAR, CE, Brasil
cgesteira@labomar.ufc.br
 Bióloga con maestría en Zoología por la Universidad Federal de Rio de Janeiro y PhD 
en Biología por la Universidad de New Brunswick – Canadá. Trabaja en el área de histología 
y en histopatología de camarones peneídos. Realiza investigaciones en el área de patologías 
de crustáceos marinos. Es responsable por la cátedra de Patología de Organismos Marinos y 
Estuarinos y directora de postgrado a nivel de maestría en el Curso de Ciencias Marinas Tropicales. 
Es miembro activo de la World Aquaculture Society (WAS) del Consejo Regional de Biología y de 
la Asociación Brasileña de Patología de Organismos Acuáticos (ABRAPOA).Participa de la “Red 
de Camarones Marinos del Nordeste” – RECARCINE, subred Enfermedades.
Capítulo 1
Métodos de Diagnóstico de Enfermedades en 
Camarones Marinos de Cultivo
Capítulo 1
Métodos de Diagnóstico de Enfermedades en Camarones 
Marinos de Cultivo
Jorge Cuéllar-Anjel
Director del Departamento de Patología e Investigación
Camaronera de Coclé S.A. (CAMACO)
Coclé, Panamá
Introducción 
Con base en las principales técnicas utilizadas en la actualidad para determinar 
enfermedades en camarones, la siguientelista presenta los pasos básicos y métodos 
que sirven como herramienta para realizar diagnósticos y detectar agentes etiológicos 
en estos crustáceos de gran importancia comercial en la economía mundial. Aunque 
algunos de estos procedimientos pueden ser realizados por los mismos productores en 
los laboratorios de maduración y/o larvicultura o en las fincas camaroneras, la mayoría 
deben ser hechos por profesionales en sanidad acuícola o por Médicos Veterinarios 
especialistas. Se debe recordar siempre que el diagnóstico no consiste en una prueba de 
laboratorio como tal, sino en la interpretación que hace el especialista con base en sus 
conocimientos y en la información recopilada de las pruebas de campo y de laboratorio. 
Las citas bibliográficas utilizadas para la preparación de una parte de este Capítulo, no 
serán mencionadas a lo largo del texto para facilitar la lectura de los diferentes temas. A 
cambio, serán incluidas al final del Capítulo en las “Referencias bibliográficas”.
Pasos para el diagnóstico:
• Anamnesis (información histórica del caso, datos relacionados con el evento)
• Examen clínico
• Microscopía (análisis con microscopio de luz directa, contraste de fase o campo 
oscuro, con montajes en fresco de tejidos teñidos o sin coloraciones, barridos o 
montajes en fresco de tiras fecales)
• Bacteriología (de tejidos de camarones o de sustratos relacionados como agua, 
sedimento y otros organismos acuáticos)
• Histología de especímenes fijados
• Pruebas basadas en anticuerpos para la detección de patógenos utilizando 
anticuerpos policlonales (PAbs por sus siglas en inglés) o anticuerpos monoclonales 
(MAbs por sus siglas en inglés)
• Métodos moleculares
- Sondas de ADN en pruebas de hibridación dot blot directamente con muestras 
frescas de tejido o con ADN extraído
- Sondas de ADN o de ARN en pruebas de hibridación in situ con cortes 
histológicos de tejidos fijados
Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos
2
- PCR, RT-PCR y PCR en tiempo real para pruebas directas con muestras de tejido 
fresco o con ADN o ARN extraído
• Parámetros inmunológicos (hemogramas y medición de perfiles inmunes)
• Microscopía electrónica de barrido o de transmisión
• Bioensayos con portadores sospechosos o subclínicos, utilizando hospederos 
altamente susceptibles (estadios del animal o especies) como indicadores de la 
presencia del patógeno
1.1 Anamnesis
En la medida de lo posible, el técnico en sanidad responsable de realizar el 
diagnóstico de una enfermedad en una población de camarones, debe incluir una visita 
a la instalación afectada (maduración, larvicultura o finca de engorde). 
Durante esta visita, el técnico debe recopilar la información histórica previa a 
la aparición del brote de la enfermedad. Esto puede incluir cambios en parámetros 
ambientales o fisicoquímicos, tránsito inusual de personas o equipos por las 
instalaciones, presencia de animales foráneos al sistema como perros, aves, roedores o 
vacas, alteraciones en el régimen y tipo/calidad del alimento suministrado, cambios en 
los procedimientos o tipos de fertilizantes, uso de productos químicos o biológicos en 
el cultivo afectado, existencia de brotes similares con anterioridad en dicha empresa o 
en otras conocidas y, toda aquella información pasada o presente relacionada directa o 
indirectamente con la población en cuestión. 
Debe llevarse un registro de esta información obtenida en la empresa, para estudios 
de correlación con los hallazgos obtenidos en el examen clínico y en las pruebas de 
laboratorio complementarias que se harán luego de la visita de campo.
1.2 Examen clínico
Cuando se trate de un brote de una enfermedad, durante la visita a las instalaciones 
deben evaluarse las unidades de producción (tanques o estanques) que presenten 
problemas. Se deben realizar capturas de camarones in situ y hacer una revisión individual 
de animales, para formarse una idea aproximada de la proporción del problema: qué 
tanta población está afectada (prevalencia en %), grado de severidad de las afecciones 
observadas en los organismos enfermos y qué tipo de enfermedad puede estar causando 
el brote. 
El examen clínico debe incluir un recorrido manual y visual muy cuidadoso de 
los camarones que sean revisados, los cuales no deben ser capturados al azar, sino 
seleccionados por presentar alguna manifestación de enfermedad. Con base en los 
hallazgos de esta valoración clínica, es factible en algunos casos hacer un diagnóstico 
presuntivo, el cual se debe confirmar con pruebas complementarias de laboratorio.
El número de animales que se debe tomar para realizar un estudio sobre la etiología 
de enfermedades, está afectado por la habilidad de reconocer camarones enfermos 
en exámenes generales, la naturaleza del problema presente y por la experiencia del 
profesional especialista en sanidad acuícola. Cuando se eligen camarones que presenten 
signos clínicos, 5 a 10 por población examinados individualmente, serán suficientes.
La captura o colección de camarones para realizar un examen que busca determinar 
la presencia de enfermedad, debe realizarse procurando el mínimo de estrés durante la 
manipulación de los animales.
Jorge Cuéllar-Anjel Métodos de Diagnóstico de Enfermedades en Camarones Marinos de Cultivo
3
Si el examen clínico debe ser realizado en un lugar diferente al de la captura y los 
camarones deben ser transportados hacia otra parte, la movilización debe hacerse en 
recipientes con agua del mismo estanque, limpia (sin lodo ni trozos de vegetales), con 
adecuada aireación y teniendo una densidad baja (para evitar el estrés). Si los camarones 
van a permanecer un período de tiempo en el recipiente antes de ser examinados, deben 
tener buena aireación y, en lo posible, se debe bajar la temperatura a 25-27ºC mediante 
la adición de bolsas con hielo (selladas).
En estudios de camarones presumiblemente enfermos, se deben seleccionar 
animales moribundos, descoloridos, con comportamiento anormal o que presenten 
otras anormalidades macroscópicas con las cuales se sospeche de una enfermedad. Las 
principales observaciones que se deben realizar en camarones enfermos durante una 
valoración clínica, son las siguientes:
• Color del animal
• Tamaño del cuerpo comparado con el resto de la población (“enanismo”)
• Expansión de cromatóforos
• Deformidades en rostro, abdomen o apéndices
• Flexión del músculo abdominal (calambre)
• Color de las branquias (amarillas, marrón o negras)
• Color de los apéndices (pereiópodos, pleópodos y urópodos)
• Color de las antenas
• Edema (presencia anormal de líquido) en apéndices u otras partes del cuerpo
• Transparencia de los músculos del abdomen y del cefalotórax
• Repleción intestinal (porcentaje del intestino que se encuentra lleno)
• Textura del exoesqueleto (duro o blando)
• Tono del músculo abdominal (firme o flácido)
• Presencia de moco sobre la cutícula (resbaloso o áspero al tacto)
• Manchas, laceraciones, heridas, zonas oscuras u opacas, astillas clavadas
• Color del esófago y estómago (anaranjado sugiere canibalismo o mortalidad) 
En cuanto a manifestaciones de enfermedad en condiciones naturales en los tanques 
o estanques, las siguientes son observaciones frecuentes en camarones enfermos: 
• Nado errático
• Letargia y debilidad
• Pérdida del reflejo de huida (permiten ser capturados sin ejercer resistencia)
• Vulnerabilidad a predadores (aves)
• Nado superficial (“barbeo”)
• Susceptibilidad a la hipoxia
• Disminución en la alimentación
Cuando se realicen muestreos aleatorios intencionales para estimar la prevalencia 
de una enfermedad en una población, los camarones deben ser tomados al azar (no 
escogidos). El tamaño de la muestra para estudios de enfermedades en camarones, 
será revisado en detalle más adelante (Capítulo 2 “Enfermedades virales”) por Carlos 
Pantoja.Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos
4
 MÉTODO DE EXAMEN CLÍNICO
Figura 1.1 Captura de camarones en un estanque 
de cultivo mediante el uso de una atarraya, para 
ser sometidos a un examen clínico.
Figura 1.2 Muestra de camarones P. vannamei 
sanos, enfermos y muertos observados en un 
recipiente de fondo blanco, después de su 
captura en un estanque de cultivo. Se observan 
algunos camarones muertos sin apéndices 
(pereiópodos o pleópodos), debido a que han 
sido canibalizados por otros camarones.
Figura 1.3 Camarones P. vannamei que 
están siendo observados luego de haber sido 
capturados en un estanque de cultivo, durante 
un procedimiento de examen clínico. En el 
caso de estos 5 camarones, no se observan 
manifestaciones clínicas de enfermedad.
Jorge Cuéllar-Anjel Métodos de Diagnóstico de Enfermedades en Camarones Marinos de Cultivo
5
1.3 Microscopía Directa (Análisis en fresco)
Esta técnica está basada en la observación bajo el microscopio de tejidos o 
partes de camarones afectados, con el fin de establecer en la medida de lo posible, un 
diagnóstico presuntivo. Las partes más comúnmente examinadas bajo el microscopio, 
son: hepatopáncreas, branquias, contenido intestinal (heces), músculo esquelético y 
contenido gástrico.
Para una evaluación sanitaria con microscopía directa, deben examinarse las 
muestras lo más pronto posible después del muestreo y después de la preparación del 
montaje en un portaobjetos. Se deben utilizar organismos vivos siempre que sea posible, 
o usar muertos frescos que han sido mantenidos en frío (refrigerados o enhielados), o 
especímenes fijados en formalina 10% tamponada, cuando no sea posible trabajar con 
camarones vivos. Si se puede contar con un laboratorio de campo adecuado, debe usarse 
para procesar y examinar las muestras lo más cerca del sitio de muestreo.
Una aplicación importante del método de microscopía, es el examen del contenido 
gástrico en camarones. Para ello, deben ser sacrificados al menos 10 animales capturados 
al azar en una población determinada (estanque o tanque). Se extrae cuidadosamente el 
estómago luego de hacer una disección del mismo utilizando tijeras y pinzas pequeñas. 
Se realiza una incisión por la línea media con las tijeras y se extrae el equivalente a una 
gota de contenido gástrico. Se ubica sobre una lámina portaobjetos y se añade una gota 
de solución salina. Se coloca luego una lámina cubreobjetos y se hace presión con la 
pinza cuidadosamente, con el fin de separar los componentes gástricos.
Se observa luego la muestra bajo el microscopio utilizando los objetivos de 4X 
y 10X, registrando la proporción estimada de alimento artificial (pellets), microalgas, 
zooplancton, sedimento y otros componentes que se observen. Se promedian los 
porcentajes estimados en los 10 camarones para cada una de estas observaciones y se 
obtienen los valores para dicha población. Este método permite conocer factores que estén 
afectando el crecimiento, así como realizar correctivos en la dieta de los animales. 
Los detalles relacionados con la técnica de montajes en fresco, son estudiados más 
adelante (en este mismo Capítulo) por María Soledad Morales (Montajes en Fresco).
 
Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos
6
MÉTODO DE MICROSCOPÍA
(Montajes en fresco)
Figura 1.4 Camarones P. vannamei bajo 
observación durante un examen clínico. Nótese 
la presencia de una zona oscura en la parte 
media del cefalotórax y superior de las branquias 
(flechas). La opacidad generalizada del músculo 
abdominal puede deberse al tiempo que han 
estado fuera del agua (estrés por hipoxia). No 
se observan manifestaciones adicionales de 
enfermedad.
Figura 1.5 Camarón juvenil P. vannamei en el 
cual se está levantando la cutícula posterior 
del cefalotórax, para extraer muestras del 
hepatopáncreas, las branquias y heces del 
intestino medio, a partir de las cuales se va a 
preparar un montaje en fresco.
Figura 1.6 Preparación de un montaje en fresco 
de un camarón P. vannamei en donde ya se 
han colocado bajo el cubreobjetos muestras de 
hepatopáncreas (izquierda) y branquias (centro). 
Las heces están siendo extraídas del intestino 
medio con la ayuda del borde de unas tijeras.
Jorge Cuéllar-Anjel Métodos de Diagnóstico de Enfermedades en Camarones Marinos de Cultivo
7
MÉTODOS DE MICROSCOPÍA
(Montajes en fresco)
Figura 1.7 Muestra de hepatopáncreas de un 
camarón subadulto P. vannamei preparada 
mediante un montaje en fresco. Se observa 
gran cantidad de vacuolas lipídicas (reservas de 
grasa) de colores amarillo y gris y con tamaños 
variados (todas normales). En el centro hay un 
proceso de melanización (color marrón) de un 
túbulo del hepatopáncreas, el cual está rodeado 
por varias capas de hemocitos (“halo” blanco 
alrededor del túbulo melanizado) y presenta 
una forma alargada siendo más ancho hacia la 
izquierda. Sin tinción. Amplificación 100X.
Figura 1.8 Muestra de branquias de un juvenil 
P. vannamei preparada mediante un montaje 
en fresco. Se observan 2 lamelas branquiales 
bifurcadas en su extremo (superior), las cuales 
presentan melanización de origen tóxico. Sin 
tinción. Amplificación 100X.
Figura 1.9 Montaje en fresco preparado a partir de 
una muestra de heces de un camarón subadulto 
P. vannamei. Se observan dos trofozoitos de 
gregarina Nematopsis sp., uno de ellos con el 
extremo posterior bifurcado. Estos protozoarios 
están formados por 3 células (arriba) y por 2 
células (centro), respectivamente. Se puede 
diferenciar la célula anterior (protomerito) y 
la célula posterior (deutomerito). Sin tinción. 
Amplificación 200X.
Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos
8
MÉTODO DE MICROSCOPÍA DIRECTA
 
1.4 Montajes en fresco (María Soledad Morales-Covarrubias)
Introducción
El diagnóstico implica un entendimiento de la causa y, si es posible, un 
conocimiento de los factores contribuyentes significativos que influyan en la aparición 
de la enfermedad.
Con el diagnóstico aumenta la probabilidad de un control efectivo cuando se 
determina la causa exacta y se relaciona con sus factores contribuyentes efectivos. Sin 
embargo, debemos aceptar que el conocimiento de la salud y la enfermedad varía en 
diferentes animales acuáticos, incluidos los camarones y que en las granjas camaroneras 
y laboratorios aparecen nuevas enfermedades. Por tanto, en una situación particular, la 
precisión esperada y la calidad de un diagnóstico pueden ser directamente afectadas por 
el conocimiento disponible respecto a enfermedades de camarones, por el entrenamiento 
y experiencia de la persona encargada de realizar el diagnóstico, así como por las 
prácticas de manejo en los sistemas de cultivo. 
Uno de los objetivos principales en el diagnóstico de una enfermedad de un animal 
en producción, es la determinación de la causa (etiología). La identificación de los agentes 
etiológicos de la enfermedad se realiza (o debería realizarse) mediante la aplicación de 
métodos científicos de investigación. La observación de muestras de órganos y tejidos 
de camarones (para buscar bacterias, hongos, protozoarios, metazoarios e inclusiones 
de rickettsias y virus) a través de microscopía de luz e histopatología (respuesta del 
hospedero-patología), son métodos comúnmente empleados para establecer los agentes 
etiológicos, los cuales conllevan a determinar la causa de enfermedades en camarones. 
Los agentes patógenos se encuentran en el ambiente en forma natural y el medio 
acuático no es la excepción. Muchos de ellos son oportunistas; es decir que mientras 
los camarones se encuentren sanos y las condiciones de los parámetros de cultivo no 
se alteren, los patógenos no atacan. Este es un dato muy importante, pues el hecho de 
tener patógenos presentes en una granja o laboratoriono significa precisamente que los 
Figura 1.10. Montaje en fresco preparado a 
partir de heces de una postlarva (pl-10) de P. 
vannamei, en la que se observan trofozoitos de 
la gregarina Paraophioidina sp. (probablemente 
P. scolecoides). Cada trofozoito está compuesto 
por una única célula con el núcleo visible. Este 
parásito tiene la particularidad de formar grupos 
en los cuales varios organismos se adhieren a 
uno. Sin tinción. Amplificación: 100X. Foto: 
Cuéllar-Anjel et al., 1998.
Jorge Cuéllar-Anjel Métodos de Diagnóstico de Enfermedades en Camarones Marinos de Cultivo
9
organismos se encuentren enfermos. La gravedad dependerá del nivel de incidencia, de 
la prevalencia, tipo de patógeno, de su virulencia, de su patogenicidad, de la especie 
cultivada, de la genética de la misma (ciclo cerrado o silvestres) y el nivel de estrés de los 
camarones al momento de estar expuestos al patógeno. 
El estrés es determinado por calidad del agua, tipo de alimentación, variación drástica 
en los parámetros como oxígeno disuelto, temperatura, salinidad, pH, etc., así como por 
las prácticas de manejo principalmente. El escenario anterior se complica con el traslado 
de organismos vivos, que se realiza de manera frecuente entre zonas y aún entre países. 
Esto ha propiciado la introducción y propagación de agentes patógenos exóticos a lugares 
donde no existían y que en algunos casos se diseminan a las poblaciones silvestres.
Análisis en fresco
El análisis en fresco, es la técnica que se utiliza para monitorear el estado de salud de 
los organismos y realizar diagnósticos presuntivos en laboratorio y campo. Consiste en la 
disección del camarón en todos sus estadios, para observar las alteraciones y patógenos 
que presenten sus órganos y tejidos. La capacitación para este tipo de análisis consta de 
un corto entrenamiento básico que profesionales (biólogos, ingenieros en acuicultura, 
médicos veterinarios etc.) pueden recibir en una granja o laboratorio.
Para realizar el diagnóstico del estado de salud de una población se requiere de la 
selección y toma adecuada de la muestra, la cual es elegida de acuerdo al estado de salud 
de los organismos o a la sospecha de alguna enfermedad. La intensidad del muestreo 
(número de muestreos en el tiempo hasta la cosecha) dependerá de la necesidad de la 
información, de la historia de la granja, del origen de los organismos y de la densidad de 
organismos sembrados en el cultivo. Por lo tanto para una buena selección se tiene que 
tomar en cuenta lo siguiente: 
Muestreo aleatorio. Cuando solamente se quiere determinar el estado de salud o para 
buscar la prevalencia de patógenos, se toman los organismos y estanques al azar, lo cual 
debe realizarse de cuatro áreas diferentes del estanque (Figura 1.11). 
El tamaño mínimo de muestra o submuestra debe garantizar un 95% de confianza 
que de existir una infección, ésta se incluirá en la muestra y para la prevalencia su 
muestreo dependerá de la prevalencia estimada del patógeno y del nivel de confianza 
elegido (Tabla 1). Los camarones seleccionados se depositan en contenedores con 
aireación, procurando crearles el menor estrés posible y se trasladan de inmediato al 
laboratorio para su posterior análisis. 
Muestreo no aleatorio. Muestra que contiene solamente organismos enfermos. Este tipo de 
muestreo se realiza cuando se tiene la sospecha de la presencia en el estanque, de alguna 
enfermedad o síndrome. Se seleccionan por lo menos 10 organismos que presenten 
señales clínicas tales como: decoloración, melanización y necrosis en la cutícula, así 
como anorexia (falta de apetito), letargia (reducción de la actividad normal), coloración 
rojiza de los pleópodos y telson o cualquier otra alteración que se observe en ellos. Los 
organismos con estas características generalmente se encuentran en la compuerta de 
salida de los estanques (Figura 1.12).
Las muestras deben procesarse inmediatamente, de acuerdo al procedimiento o 
procedimientos que se hayan elegido para la detección del agente causal de la enfermedad. 
Los organismos deben ser enviados vivos a los laboratorios de diagnóstico. 
Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos
10
 Tabla 1. Selección del tamaño de muestra y cálculo del porcentaje de prevalencia de un patógeno 
en una población determinada (Tomada de Lightner, 1996 y modificada de Amos, 1985).
Tamaño de 
la población
Tamaño de la muestra necesaria para obtener el porcentaje de prevalencia** 
2% 5% 10% 20% 30% 40% 50%
50 50 35 20 10 7 5 2
100 75 45 23 11 9 7 6
250 110 50 25 10 9 8 7
500 130 55 26 10 9 8 7
1,000 140 55 27 10 9 9 8
1,500 140 55 27 10 9 9 8
2,000 145 60 27 10 9 9 8
4,000 145 60 27 10 9 9 8
10,000 145 60 27 10 9 9 8
>/= 10,000 150 60 30 10 9 9 8
* *Prevalencia= Número de individuos de una especie de hospedero infectada con una especie particular de parásito/número de 
hospederos examinados (Margolis et al., 1982)
Figura 1.11. Estanque de cultivo de camarón 
donde se observan las cuatro áreas diferentes 
para la toma de organismos en muestreo al 
azar.
Figura 1.12. Estanque de cultivo de camarón 
donde se observa la compuerta de salida para la 
toma de organismos en muestreo no aleatorio.
Jorge Cuéllar-Anjel Métodos de Diagnóstico de Enfermedades en Camarones Marinos de Cultivo
11
Para la realización del análisis en fresco, se requiere contar con espacio limpio en 
donde se tenga el siguiente material: 
Microscopio compuesto con objetivos de 4, 20, 40, 60 y 100 X
Portaobjetos
Cubreobjetos
Bisturí
Navajas de disección
Pinzas de disección
Tijeras finas de disección
Tabla de disección
Cajas de petri
Pizetas
Guantes
Agua de mar estéril o filtrada
Resina
Jeringas desechables de varias medidas (1 mL, 3 mL y 5 mL)
Hematoxilina
Eosina Y
Solución de Davidson (AFA, Alcohol-Formaldehído-Ácido acético)
Solución de Davidson modificada (AFA, Alcohol-Formaldehído-Ácido clorhídrico)
Etanol absoluto
Etanol al 70%
Xileno
Contenedores para muestras
Hoja de reporte
Manuales
Desarrollo de la técnica:
Los organismos se miden y pesan para obtener el peso y tamaño promedio.
• Se analiza tanto la superficie del organismo para detectar deformaciones en el rostro 
y en el sexto segmento abdominal, como cutícula delgada (o suave), epicomensales, 
decoloración, coloración rojiza, melanización, ampollas y necrosis de cutícula 
(Figura 1.13); pleópodos, pereiópodos y antenas. 
• Se selecciona una pequeña porción de cada tejido u órgano (Figura 1.14). Las 
porciones se colocan individualmente en portaobjetos limpios (no mezclar porciones), 
se les adiciona unas gotas de agua de mar estéril y se pone el cubreobjetos; debe 
procurarse que en la muestra no se formen burbujas que puedan interferir (para ello 
hay que realizar una leve presión sobre el cubreobjetos con la pinza de disección). 
Las muestras que se tomarán son:
Branquias: con las tijeras finas se elimina el exoesqueleto que cubre las branquias. 
Se toma una pequeña porción y se coloca en el portaobjetos para buscar: cambios 
en la coloración de los filamentos branquiales (como melanización, necrosis, áreas 
blanquecinas bien definidas), presencia de protozoarios (Zoothamnium sp (Figura 1.15), 
Epistylis sp, Acineta, Ascophris, Bodo sp), bacterias filamentosas (Leucothrix mucor y 
Flexibacter sp), detritus del fondo de los estanques, restos de microalgas, hongos, 
bacterias, melanizaciones y deformaciones. Para detectar cuerpos de inclusión viral en 
las branquias por improntas, es necesario fijarlas en solución de Davidson modificada 
(AFA, Alcohol-Formaldehído-Ácido clorhídrico), si van a ser procesadas de manera 
Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos12
inmediata; si este no es el caso, pueden fijarse en la solución de Davidson (AFA, Alcohol-
Formaldehído-Ácido acético), que se utiliza para fijar organismos para histología. 
Hepatopáncreas: se elimina todo el exoesqueleto del cefalotórax para descubrir el 
hepatopáncreas (Figura 1.16) y el estómago. Se observa la coloración, el tamaño 
del hepatopáncreas para decidir si hay atrofia (reducción de tamaño) o hipertrofia 
(aumento de tamaño) del órgano. Con unas pinzas, se retira la membrana que cubre 
Figura 1.14. Pequeña porción de hepatopáncreas 
lista para ser analizada.
Figura 1.13. Camarón con melanización multifocal.
Figura 1.15 Muestra de branquias donde 
se aprecian las formas bien definidas de 
Zoothamnium sp.
Jorge Cuéllar-Anjel Métodos de Diagnóstico de Enfermedades en Camarones Marinos de Cultivo
13
el hepatopáncreas y con un bisturí se parte por la mitad para observar la coloración 
del fluido, textura, melanización y necrosis tubular. Se toma una pequeña muestra y 
se coloca en un portaobjetos para buscar: Baculovirus penaei, Monodon baculovirus, 
gregarinas (trofozoitos y sicigias), bacterias, deformación tubular, nódulos hemocíticos, 
melanización y necrosis de los túbulos (Figura 1.17). 
También debe observarse la cantidad de lípidos presentes, desprendimiento de 
células del epitelio de los túbulos del hepatopáncreas y acumulación dentro de vacuolas 
citoplasmáticas de los hepatocitos de una sustancia de color verde oscuro “bolitas 
negras”. Para la realización de improntas e histología, es necesario fijar los órganos y/o 
tejidos del organismo seleccionado en el fijador adecuado para el diagnóstico elegido.
Intestino: el abdomen, se separa del cefalotórax, del telson y de los urópodos para 
facilitar la extracción del intestino. Por la parte posterior se localiza el intestino (que 
puede o no contener hilo fecal); con ayuda de una pinza fina, se extrae con cuidado y se 
coloca en el portaobjetos, procurando extenderlo. Luego se vierten unas gotas de agua 
de mar y se presiona ligeramente al depositar el cubreobjetos (Figura 1.18). Al observar 
la muestra en el microscopio, se buscarán: gregarinas con sus diferentes estadios (Figura 
1.19), distribución y porcentaje de adherencia en el intestino, inflamación, nemátodos, 
cuerpos de oclusión de Baculovirus penaei y Monodon baculovirus. 
Músculo y gónadas: se toma una pequeña muestra de músculo y de las gónadas 
(especialmente, aquel tejido que muestre opacidad de tipo lechoso). Se coloca en un 
portaobjetos y se presiona para facilitar la búsqueda de microsporidios (Figura 1.20), si 
estos órganos y tejidos fueron parasitados se deben observar masas de esporas de tamaño 
y forma uniformes. 
Las muestras ya preparadas se analizan en el microscopio, iniciando con el objetivo 
de menor aumento y finalizando con el de mayor. Debido a su rápida descomposición, la 
primera muestra que se analiza es la del hepatopáncreas; después se estudia la muestra 
de branquias, posteriormente el intestino y por último la muestra de músculo y gónadas. 
En la hoja de reporte (Tabla 2), se anota todo lo que se observa con cada objetivo. Luego 
se calcula el porcentaje de prevalencia y se determina el grado de severidad (Tablas 
3, 4, 5 y 6) que presenten los organismos de la muestra analizada. Se finaliza con el 
diagnóstico y el reporte final.
Figura 1.16. Organismo con hepatopán-
creas expuesto para tomar pequeña porción 
para su análisis.
Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos
14
Figura 1.19. Muestra en fresco de intestino medio, donde 
se aprecian las sicigias de gregarinas de 2, 3, y 4 divisiones 
adheridas al epitelio y en el lumen del intestino.
Figura 1.20. Muestra en fresco de músculo donde se 
observan las cápsulas de Ameson nelsoni.
Figura 1.17. Muestra en fresco de hepatopáncreas con 
melanización y necrosis de las células y de los túbulos.
Figura 1.18. Muestra en fresco de intestino.
Jorge Cuéllar-Anjel Métodos de Diagnóstico de Enfermedades en Camarones Marinos de Cultivo
15
Tabla 2. Formato de reporte para el análisis en fresco.
No ________________________ Fecha._____________________________________________
Procedecia. ____________________________________________________________________
Especie.________________________________________________________________________
Estanque No. _______________ Tamaño de la muestra. ______________________________ 
No. de muertos. _____________ No. de examinados. ________________________________
Estado de vida.______________ Peso promedio. __________ Tamaño promedio. ________
CARACTERÍSTICAS EXTERNAS OBSERVACIONES
CARACTERÍSTICAS
INTERNAS
OBSERVACIONES
Actividad de los camarones HEPATOPÁNCREAS
Contenido del intestino Atrofia
Presencia de heces en forma de 
cadena o discontinua
coloración
Presencia de epibiontes, bacte-
rias y hongos en el camarón
Presencia de los virus: BP 
y MBV.
Deformidades en el rostrum, 
antenas abdomen, telson, 
urópodos y pleópodos
Deformación de los túbulos
Apéndices rotos Color del fluido.
Melanización (color café claro)
Presencia de gregarinas en 
todos sus estadíos
Coloración anormal Túbulos melanizados
Características de la cutícula
Presencia de masa de bac-
terias y cantidad de lípidos
BRANQUIAS INTESTINO
Coloración
Presencia de gregarinas en 
todos sus estadíos.
Presencia de epibiontes
Masas melanizadas de 
hemocitos
Nódulos de bacterias en las 
lámelas branquiales
Cuerpos de oclusión de BP
Micosis (hifas, conidios) MÚSCULO
Cuerpos de inclusión de WSSV Textura
Materia orgánica Color
Presencia de melanización y 
necrosis
Microsporidios
Síndrome del 
encalambramiento
Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos
16
Tabla 3. Guía general para dar un valor numérico cualitativo de grado de severidad 
a la infección, infestación y síndrome (Lightner, 1996).
GRADO DE SEVERIDAD SIGNOS CLÍNICOS
0
No presentan signos de infección por el agente patógeno, parásito 
o epicomensal. No presentan lesiones características de sín-
dromes.
1
Presencia muy baja del patógeno, parásito o epicomensal. En 
aquellos donde se tiene un número estándar permitido, éste se 
encuentra justo arriba del límite normal. Se observan muy pocas 
lesiones características del síndrome.
2
Se observa la presencia baja y moderada del patógeno, parásito o 
epicomensal. Se observan lesiones ligeras o moderadas, car-
acterísticas del síndrome. Incremento en la mortalidad si no se 
aplica tratamiento (cuando existe tratamiento).
3
Se observa la presencia moderada del patógeno, parásito o epico-
mensal. Se observan lesiones moderadas a severas, características 
del síndrome. Potencialmente letal si no se aplica tratamiento 
(cuando existe tratamiento).
4
Se observa gran cantidad del patógeno, parásito o epicomensal. 
Se observan severas lesiones características del síndrome. Muy 
letal con altas mortalidades.
Tabla 4. Guía para dar un valor numérico cualitativo de grado de severidad a la 
deformación tubular en hepatopáncreas con análisis en fresco (Morales-Covarrubias, 
2004).
GRADO DE SEVERIDAD SIGNOS CLÍNICOS
0
No presentan signos de deformación tubular (0). No presentan 
lesiones características de síndromes.
1
Presencia muy baja de deformación tubular (1-5/campo/organ-
ismo). Se observan muy poco desprendimiento celular.
2
Se observa la presencia moderada de deformación tubular (6-10/
campo/organismo). Presencia de hemocitos y formación de nódu-
los hemocíticos. Se observa mortalidad si no se aplica tratamiento.
3
Se observa la presencia alta de deformación tubular (11-20/
campo/organismo). Se observan lesiones moderadas a severas, 
como melanización, desprendimiento celular, atrofia tubular y 
formación de nódulos hemocíticos. Potencialmenteletal si no se 
aplica tratamiento.
4
Se observa gran cantidad de túbulos deformes (mas de 20/campo/
organismo). Se observan severas lesiones como melanización, 
necrosis, atrofia tubular, túbulos vacíos, formación de nódulos 
hemolíticos y presencia de granulomas. Muy letal con altas mor-
talidades.
Jorge Cuéllar-Anjel Métodos de Diagnóstico de Enfermedades en Camarones Marinos de Cultivo
17
 Tabla 5. Guía para dar un valor numérico cualitativo de grado de severidad a la 
infestación por gregarinas utilizando análisis en fresco.
GRADO DE SEVERIDAD SIGNOS CLÍNICOS
0
No presentan signos de infección por el parásito (0). No presen-
tan lesiones causadas por el parasitismo.
1
Presencia muy baja del parásito (1-15/intestino/organismo). Se 
observan muy pocas lesiones causadas por el parasitismo como 
infiltración hemocítica.
2
Se observa la presencia moderada del parásito (16-50/intestino/or-
ganismo). Se observa un incremento en las lesiones causadas por 
el parasitismo como infiltración hemocítica y formación de nódu-
los hemocítico Se observa mortalidad si no se aplica tratamiento.
3
Se observa la presencia alta del parásito (51-100/intestino/organ-
ismo). Se observan lesiones moderadas a severas causadas por 
el parasitismo, como infiltración hemocítica y áreas multifocales 
mecanizadas y formación de nódulos hemocíticos. Potencial-
mente letal si no se aplica tratamiento.
4
Se observa gran cantidad del parásito (mas de 100/intestino/organ-
ismo). Se observan severas lesiones causadas por el parasitismo 
como infiltración hemocítica, melanización multifocal y necrosis. 
Muy letal con altas mortalidades.
Tabla 6. Guía para dar un valor numérico cualitativo de grado de severidad a la 
infestación por epicomensales en lamelas branquiales.
GRADO DE SEVERIDAD SIGNOS CLÍNICOS
0
No presentan signos de infección por protozoario (0). No presen-
tan lesiones causadas por epicomensales.
1
Presencia muy baja de protozoarios (1-5/lámela/organismo). Se 
observan muy pocas lesiones causadas por los epicomensales, 
como infiltración hemocítica.
2
Se observa la presencia moderada de protozoarios (6-10/lámela/
organismo). Se observa un incremento en las lesiones causadas 
por los epicomensales, como infiltración hemocítica y formación 
de n’odulos hemocíticos. Se observa mortalidad si no se toman las 
medidas de corrección.
3
Se observa la presencia alta de protozoarios (10-20/lámela/organ-
ismo). Se observan lesiones moderadas a severas causadas por los 
epicomensales, como infiltración hemocítica y áreas multifocales 
mecanizadas y formación de nódulos hemocíticos. Potencial-
mente letal si no se toman medidas de corrección
4
Se observa gran cantidad del parásito (mas de 20). Se observan 
severas lesiones causadas por los epicomensales, como infil-
tración hemocítica, melanización multifocal y necrosis. Muy letal 
con altas mortalidades.
Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos
18
1.5 Bacteriología 
Objetivo. El objetivo de la bacteriología en camarones, es cuantificar la cantidad y el 
tipo de las bacterias presentes en la hemolinfa, otros tejidos o larvas y postlarvas, así 
como en agua para / de cultivo.
Descripción. La bacteriología es un conjunto de métodos que se utiliza como apoyo en 
el diagnóstico de enfermedades en camarones, cuando se sospecha que la causa de la 
enfermedad está relacionada con presencia de bacterias patógenas en el agua de cultivo 
o dentro del organismo de los animales. Consiste en la siembra de muestras en diferentes 
medios de cultivo, para determinar si hay crecimiento o no de bacterias potencialmente 
patógenas.
Metodología. Después de definir qué poblaciones afectadas se van a examinar, se debe 
determinar el tipo de muestreo con base en el objetivo del estudio. El tamaño de muestra 
dependerá de si la captura es aleatoria o, de si se escogen sólo animales enfermos para 
la evaluación (ver el Capítulo 2 “Enfermedades virales” para más detalles sobre técnicas 
de muestreo). Los camarones que se van a someter a pruebas de bacteriología, deben 
estar siempre vivos; no debe realizarse ninguna prueba bacteriológica con camarones 
muertos, debido a que los resultados estarán sesgados por los cambios autolíticos (post-
mortem), con los cuales se alteran las poblaciones bacterianas presentes en los tejidos, 
así como su crecimiento. 
Antes de iniciar cualquier procedimiento bacteriológico, se deben tener previamente 
esterilizados todos estos elementos. El material de vidrio se envuelve en papel kraft y se 
esteriliza por la técnica de calor seco mediante un horno a una temperatura de 180oC 
durante un lapso de dos horas. El agua destilada y los medios líquidos de cultivo como 
el agua peptonada deben ser esterilizados por vapor húmedo mediante un autoclave a 
15 libras de presión (121°C) durante quince minutos. Las asas de platino se esterilizan 
directamente por calor seco mediante la llama del mechero. El momento en el cual el 
asa se encuentra estéril sucede cuando ésta se torna de un color rojo incandescente. El 
colador con ojo de malla fino se debe desinfectar dejándolo inmerso en una solución de 
hipoclorito de sodio concentrado por 5 minutos. Posteriormente se lava con agua estéril 
hasta que desaparezca el olor producido por el hipoclorito. 
La toma de muestra para análisis bacteriológico tanto de agua de transporte de 
nauplios como de los mismos nauplios, se debe realizar, si es posible, en el momento 
de recibir los animales y directamente en las bolsas o cajas de transporte. La toma de 
muestra de agua en tanques de larvicultura, se debe realizar al menos en 2 puntos: la 
entrada del tanque y en el centro del mismo.
En el caso de larvas o postlarvas, se debe tomar una cantidad conocida o estimada 
(lo más confiable posible) de animales, con el fin de emitir los resultados en función de 
unidades formadoras de colonia (UFC) por animal o por gramo de larvas¬/postlarvas. 
La muestra debe ser lavada con agua de mar estéril utilizando una malla fina o un 
colador pequeño de cocina, previamente desinfectado con yodo, formalina o etanol 
70%. Las muestras deben ser luego maceradas en un recipiente esterilizado y agregando 
una cantidad conocida (en mL) de agua de mar estéril o solución salina estéril para la 
dilución del macerado. 
En el caso de camarones juveniles, subadultos o reproductores, se recomienda 
desinfectar el área de punción (seno cardíaco –dorsal– o seno hemolinfático –ventral–) 
con trozos de algodón impregnado con etanol 70%. Con una aguja de insulina (1 mL) 
nueva y estéril que tenga aguja hipodérmica (muy delgada), se extraen al menos 100 μL 
Jorge Cuéllar-Anjel Métodos de Diagnóstico de Enfermedades en Camarones Marinos de Cultivo
19
de hemolinfa. Es importante que si las posibilidades del laboratorio lo permiten, se utilice 
algún anticoagulante (ej.: citrato de sodio 10% en relación 1:1), cuyo volumen dentro 
de la jeringa se debe considerar antes de emitir los resultados de los conteos bacterianos 
en UFC. 
Tanto en el caso de macerado de larvas/postlarvas, hemolinfa de camarones mayores 
(anticoagulada o no) o agua de cuerpos de agua en estudio, se deben sembrar 100 
μL en un medio sólido para el aislamiento de bacterias (cultivo primario). Esta siembra 
puede hacerse en agar TCBS (tiosulfato citrato bilis sal sacarosa), el cual es un medio 
selectivo principalmente para bacterias marinas de la familia Vibrionaceae (género 
Vibrio), aunque también crecen especies bacterianas de los géneros Pseudomonas, 
Plesiomonas, Aeromonas, Flavobacterium y enterobacterias, entre otras. Para cultivos 
primarios existen medios no selectivos en los cuales crecen “bacterias totales” (la mayor 
parte de las bacterias presentes en agua o en los camarones), tales como TSA (agar 
tripticasa soya) y Agar Marino.
Una vez se inoculanlos 100 μL de muestra sobre el agar elegido y en condiciones 
asépticas (ambiente estéril con mecheros y/o en una cámara de flujo laminar), se 
extiende circularmente mediante el uso de un asa de Drigalski (varilla de vidrio tipo 
“stick de hockey”). De esta manera, se obtiene una distribución homogénea del inóculo. 
Seguidamente se invierte la caja de Petri y se incuba de esta manera a una temperatura 
de 30oC por 24-48 horas. Para determinar la morfología de las bacterias que han crecido, 
se realiza un extendido de una colonia representativa sobre una lámina portaobjetos, 
habiéndola diluido antes en solución salina estéril hasta obtener un grado de 0.5 en la 
escala de McFarland. Luego se deja secar y se colorea con tinción de Gram. Las bacterias 
del género Vibrio se observarán como bacilos Gram negativos bipolares. 
En caso de que haya crecimiento de bacterias, se deben contar las colonias para lo 
cual existen métodos de observación directa (a trasluz) o utilizando un equipo especial 
para conteo de colonias. Los valores se dan en UFC; en el caso de larvas o postlarvas 
será UFC/g o por cada “X” número de animales. En el caso de hemolinfa o de agua, el 
resultado se da en UFC/mL. 
Si las bacterias aisladas sugieren ser la causa de una enfermedad en los camarones 
(bacteriosis), se realizan pruebas de sensibilidad a antibióticos (antibiogramas), para 
establecer qué productos antibacterianos comerciales son capaces de eliminar dichas 
bacterias aisladas. Una vez determinado el antibiótico más efectivo, se puede realizar 
una prueba para medir la concentración mínima inhibitoria (MIC) de dicho antibiótico, 
capaz de matar la mayor parte de las bacterias. El resultado del MIC será utilizado como 
referencia para la medicación de la población afectada de camarones.
 
Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos
20
MÉTODO DE BACTERIOLOGÍA
 
 
 
Figura 1.21 Cabina de flujo laminar, 
utilizada durante la siembra de mues-
tras de camarones, agua o sedimento 
en medios de cultivo, para evitar la 
contaminación con bacterias presentes 
en el ambiente. En su parte superior, la 
cabina posee un sistema que filtra el 
aire que ingresa al área de trabajo. Es-
tos equipos están dotados con entradas 
de agua, gas y sistemas de vacío, así 
como luz blanca y luz ultravioleta.
Figura 1.22 Autoclave horizontal 
utilizado para esterilizar elementos, 
materiales y reactivos que se utilizan 
en bacteriología. Funciona con alta 
presión producida por vapor de agua, 
lo que eleva la temperatura a 121ºC, a 
la cual se exponen los materiales por 
15 minutos. 
Jorge Cuéllar-Anjel Métodos de Diagnóstico de Enfermedades en Camarones Marinos de Cultivo
21
MÉTODO DE BACTERIOLOGÍA
Figura 1.23 Siembra (inoculación) de hemolinfa 
anticoagulada de un camarón P. vannamei en 
agar TCBS. Se está utilizando un mechero de 
alcohol cerca del medio de cultivo, para procurar 
tener un ambiente estéril alrededor de la zona 
de siembra. El inóculo de 100 μL aplicado con 
una micropipeta graduada volumétricamente, 
será esparcido por todo el medio utilizando una 
barra metálica especial para tal fin.
Figura 1.24 Plato Petri con agar TCBS en 
el cual se observa crecimiento de bacterias 
Sucrosa positiva (colonias amarillas). La 
muestra pertenece a hemolinfa de un camarón 
P. vannamei y fue incubada durante 24 horas a 
30ºC. El amarillo del medio (y no verde que es 
el original del agar TCBS) se debe al cambio de 
pH producido por el uso de la Sucrosa por parte 
de las bacterias predominantes. 
Figura 1.25 Contador de colonias con pantalla 
digital, utilizado para la cuantificación de las 
colonias en los platos Petri donde se presentan 
crecimientos bacterianos. Cada colonia procede 
de una bacteria, la cual constituye una unidad 
formadora de colonia (UFC). 
Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos
22
1.6 Histología 
Objetivo. La histología es la rama del saber científico que se ocupa del estudio de 
los rasgos morfológicos de los tejidos, por medio de instrumentos amplificantes. La 
histopatología es entonces la ciencia que estudia las modificaciones patológicas de las 
células y tejidos. En camarones, es una herramienta de diagnóstico que permite identificar 
cambios a nivel celular en cortes de tejidos que han sido sometidos a procesos físicos 
y tinciones rutinarias o especiales. Esta técnica permite detectar factores de mortalidad, 
bajo crecimiento, alteraciones de comportamiento y otros aspectos durante el cultivo 
en laboratorios de larvicultura, fincas de engorde e instalaciones de maduración de 
reproductores.
Descripción. La histopatología permite identificar en la mayoría de los casos, la etiología 
de la enfermedad de la población de camarones bajo estudio; se logra generalmente 
hacer el diagnóstico de todas las enfermedades virales reportadas en camarones (por 
ejemplo las causadas por IHHNV, TSV, WSSV, HPV, YHV, BP, IMNV y PvNV), necrosis 
hepatopancreática (NHP), bacteriosis crónicas, gregarinas, protozoarios epicomensales, 
nemátodos, enteritis hemocítica y necrosis muscular idiopática, entre otras enfermedades. 
Para esto, se requiere que las láminas histológicas sean perfectamente preparadas y 
examinadas bajo el microscopio por el ojo de un patólogo entrenado.
La autolisis es un proceso post-mortem que se presenta en los crustáceos 
extremadamente rápido y que consiste en la ruptura celular, salida de enzimas y 
componentes celulares, pérdida de la arquitectura de los tejidos y destrucción de los 
órganos. Por esta razón, los camarones deben morir por efecto de la inyección del fijador 
y por la inmersión en el mismo, el cual debe ofrecer una rápida penetración en los 
tejidos. El hepatopáncreas es el órgano más susceptible a la autolisis. Durante la fijación, 
la solución debe penetrar el órgano rápidamente o los cambios post-mortem conducirán 
a la pérdida de estructuras tisulares, eliminando zonas de tejido importantes para el 
diagnóstico. 
Si existe interés en estudiar problemas de morfología externa en camarones como 
es el caso de deformidades en post-larvas o presencia de epibiontes (epicomensales) 
adheridos a las branquias, también se obtienen buenos resultados si los animales son 
fijados vivos por inmersión en una solución de formalina al 10%.
Metodología. El fijador de Davidson (Humason, 1979) es el más utilizado y sugerido 
para los procedimientos de rutina, cuando se van a preparar muestras de camarones 
para análisis histopatológico. Además de ofrecer buen nivel de detalle en el núcleo de 
las células, el ácido acético del fijador descalcifica la cutícula, evitándose así pasos 
adicionales de descalcificación del exoesqueleto durante el proceso histológico. La 
preparación del fijador de Davidson debe realizarse con base en la siguiente fórmula:
Para 1 litro de fijador de Davidson:
Etanol 95%: 330 mL
Formaldehído 39%: 220 mL
Ácido acético glacial: 115 mL
Agua (corriente): 335 mL
Jorge Cuéllar-Anjel Métodos de Diagnóstico de Enfermedades en Camarones Marinos de Cultivo
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Para la realización de un estudio histológico en camarones, se requiere de un 
proceso sistemático que incluye fijación, deshidratación, inclusión en parafina, corte 
de segmentos ultradelgados (3 micras de espesor) y tinción. Cada etapa de éstas tiene 
sus propios pasos y tiempos cuya finalidad es preservar el tejido lo más intacto posible y 
obtener láminas de óptima calidad, las cuales permitan nitidez óptica en la organización 
celular de los tejidos, cuando sean estudiados bajo el microscopio.
Fijación. Corresponde a la preservación de los tejidos en las mismas condiciones 
estructurales y morfológicas del momento de la muerte del camarón, lo cual como ya se 
mencionó, debe ser a causa de la inyección del fijador (Davidson). Los camarones deben 
ser fijados vivos o moribundos,nunca muertos. La fijación pretende desnaturalizar los 
componentes proteicos de las células. Durante la fijación, se debe inyectar abundante 
fijador de Davidson en el hepatopáncreas, resto del cefalotórax y en el músculo. Luego, 
el camarón se debe sumergir en el mismo fijador en relación 1:10 (10 veces el volumen 
del fijador respecto al de la muestra). En el caso de pls, se deben sumergir directamente en 
el fijador. Camarones con más de 12 g se deben someter a un corte lateral y longitudinal 
de la cutícula para facilitar el ingreso del fijador. El tiempo óptimo de fijación depende 
del tamaño del camarón, requiriéndose 12-24 horas para postlarvas y juveniles, 48 horas 
para pre-adultos y 72 horas para reproductores. Luego de estos tiempos, el fijador debe 
ser sustituido completamente por etanol 70%, el cual deberá reemplazarse a los 15 días 
si los camarones aún no han sido procesados. 
Deshidratación e inclusión en parafina. Consiste en eliminar la mayor parte del agua 
tisular y reemplazara con parafina líquida. Se realiza con un equipo automático y 
programable llamado “procesador de tejidos”. Durante el proceso, los tejidos pasan por 
12 recipientes estando 1 hora en cada uno, los cuales contienen etanol 70% (2), etanol 
80% (2), etanol 95% (2), etanol 100% (2), aclarante (2) (Xilol o “Hemo-De”) y finalmente 
parafina líquida a temperatura controlada (2). 
Bloqueo. Terminada la inclusión en parafina, los tejidos son ubicados en moldes (metálicos 
o plásticos) para formar un bloque el cual al enfriarse se solidifica, conteniendo el tejido 
en su interior. En la actualidad, existen “unidades de bloqueo” que consisten en equipos 
que manejan simultáneamente superficies con varias temperaturas diferentes, las cuales 
permiten tener parafina líquida, superficies de trabajo calientes y planchas con escarcha 
(hielo pulverizado) para el enfriamiento final de la parafina al terminar de hacerse el 
bloque. Los moldes plásticos disponibles para bloqueo, permiten además servir como 
base para el montaje de los tejidos en la unidad de corte (micrótomo). 
Corte. Esta es la parte del proceso histológico en la cual se utiliza un equipo altamente 
especializado llamado “micrótomo”, nombre dado debido a que permite realizar cortes 
de tejido con un espesor de 1 a 15 micras. Luego de ajustar el grosor deseado en este 
equipo, se realizan los cortes mediante giros de una manivela y cada vez que se le da 
una vuelta, el bloque de parafina avanza la cantidad de micras programada, hacia una 
cuchilla con un filo y calidad especial para histotecnia.
Recuperación del corte. Las tiras de parafina que contienen el tejido cortado, son 
puestas sobre un equipo llamado “baño de recuperación de tejidos”, el cual contiene 
agua moderadamente caliente con temperatura controlada (40-50ºC aprox.), la cual 
puede contener una pequeña concentración de gelatina neutra. Las tiras se expanden 
al entrar en contacto con el agua caliente y así se elige la que presente una estructura 
más completa del tejido en cuestión. Separada de los segmentos no deseados mediante 
el uso de un pincel delgado, la porción seleccionada es recuperada con una lámina 
Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos
24
portaobjetos, en la cual quedará adherida de manera permanente y sobre la cual se hará 
la tinción final. 
Tinción. En camarones, el método de tinción más frecuente es el de Hematoxilina de 
Mayer-Bennett y Floxina/Eosina (H&E). Esta tinción involucra las siguientes soluciones y 
reactivos: Hemo De, etanol, agua destilada, hematoxilina, agua corriente, Floxina/Eosina 
y medio de montaje. Una vez teñidas las láminas histológicas, se sellan utilizando una 
gota de medio de montaje sobre el tejido y un cubreobjetos para proteger la muestra 
permanentemente. Los tiempos para cada paso pueden ser consultados en Lightner, 
1996.
Los colorantes (o tinciones) son sustancias químicas complejas, a menudo de 
comportamiento variable. Pueden ser de uso general para teñir tanto núcleo como 
citoplasma, o más específicos respecto a algún componente particular. Son sales neutras 
con radicales tanto ácidos como básicos. El colorante es básico cuando la propiedad de 
tinción está en el radical básico y las estructuras que tiñe se denominan Basófilas. Las 
estructuras basófilas son químicamente ácidas; tal es el caso de los ácidos nucleicos del 
núcleo (ADN) y los componentes ácidos del citoplasma (ARN). El colorante es ácido 
cuando la propiedad de tinción está en el radical ácido de la sal neutra; tal es el caso 
del citoplasma y en este caso las estructuras teñidas con colorante ácido son llamadas 
Acidófilas. 
La tinción H&E marca y define bien el núcleo, el citoplasma y la membrana celular 
por afinidad de electrones, resultando en la coloración azul oscuro del núcleo y la pared 
de las membranas por efecto de la hematoxilina y, el citoplasma de color rosado por 
efecto de la eosina. Los tejidos se tiñen para aumentar el contraste natural y hacer más 
evidentes los diversos componentes celulares, tisulares y material extrínseco. Además de 
ver la célula individualmente, la tinción H&E permite observar en conjunto las células de 
los órganos o tejidos, ofreciendo una buena diferenciación. 
Existen otras tinciones especiales que resaltan ciertas partes de los tejidos u organelos 
celulares, como el ácido periódico de Shiff (PAS) que resalta de rojo magenta el citoplasma 
de las células que contienen carbohidratos (músculo). Para teñir hongos de negro, se 
utiliza la tinción de Groccott ya que contienen sales de plata. Aunque las tinciones para 
hongos suelen tener sales de plata, también se utilizan para detectar bacterias como 
espiroquetas (Levaditi) y bacilos ácido-alcohol resistentes (Zihel-Neelsen). Otras tinciones 
para camarones incluyen la de Gram (bacterias), Brown & Brenn (rickettsias), Steiner 
& Steiner (espiroquetas y rickettsias), Giemsa (bacterias), Wright (rickettsias), Pinkerton 
(rickettsias), Kinyoun (bacterias ácido-alcohol resistentes), McManus´PAS (glicógeno y 
hongos), Feulgen (ADN) y Tricromo de Masson (contrastes especiales).
Montaje. El exceso de colorante después de la tinción se elimina con agua o alcohol y 
se deshidrata el corte con alcoholes a concentraciones crecientes, pasando después de 
alcohol absoluto a una solución de agente aclarante. Posteriormente, se coloca una gota 
de bálsamo de Canadá (medio de montaje) y se cubre con el cubreobjetos dejándose 
secar. El corte obtenido, generalmente de no más de 3 micras de espesor, estará listo para 
ser observado a través de un microscopio óptico.
Lectura e interpretación. Una adecuada interpretación de un corte observado al 
microscopio óptico, depende de factores como el plano del corte, la tinción utilizada y 
la interpretación funcional. Respecto al plano, es fundamental reconstruir la estructura 
tridimensional de células, tejidos y órganos a partir de cortes bidimensionales. La 
tinción es también fundamental ya que debe ser elegida correctamente con base en 
las estructuras microscópicas que queremos estudiar. En cuanto a la interpretación 
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MÉTODO DE HISTOLOGÍA
Figura 1.26 Fijación de un camarón juvenil P. 
vannamei. La solución que se está inyectando 
al animal aún vivo, es Davidson - AFA. Nótese 
el cambio de color del hepatopáncreas que pasó 
de amarillo (normal) a anaranjado, por efecto 
del fijador luego de haber sido inyectado. Se 
observa el uso indispensable de guantes para la 
manipulación de esta solución fijadora.
Figura 1.27 Cabina para extracción de gases, 
utilizada para la manipulación de muestras que 
han sido fijadas para procesamiento histológico. 
Se observa un vidrio de seguridad en el frente, 
a través del cual se pueden ver las muestras 
que se manipulan y el cual protege la cara