Evaluación de un protocolo anestésico basado en ketamina y dexmed

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Universidad de La Salle Universidad de La Salle 
Ciencia Unisalle Ciencia Unisalle 
Medicina Veterinaria Facultad de Ciencias Agropecuarias 
2016 
Evaluación de un protocolo anestésico basado en ketamina y Evaluación de un protocolo anestésico basado en ketamina y 
dexmedetomidina en aves psittacidas Ara ararauna del Bioparque dexmedetomidina en aves psittacidas Ara ararauna del Bioparque 
Wakatá Wakatá 
Lisette Reyes González 
Universidad de La Salle, Bogotá 
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I 
 
EVALUACIÓN DE UN PROTOCOLO ANESTÉSICO BASADO EN KETAMINA Y 
DEXMEDETOMIDINA EN AVES PSITTACIDAS (Ara ararauna) DEL BIOPARQUE 
WAKATÁ 
 
 
 
 
 
Trabajo de grado para optar por el título de Médico Veterinario 
 
 
 
 
 
Lisette Reyes González 
Cód. 14082004 
 
 
 
Universidad De la Salle 
Facultad de Ciencias Agropecuarias 
Programa de Medicina Veterinaria 
Bogotá D.C, Colombia 
2016 
II 
 
EVALUACIÓN DE UN PROTOCOLO ANESTÉSICO BASADO EN KETAMINA Y 
DEXMEDETOMIDINA EN AVES PSITTACIDAS (Ara ararauna) DEL BIOPARQUE 
WAKATÁ 
 
 
 
 
Trabajo de grado para optar por el título de Médico Veterinario 
 
 
 
Lisette Reyes González 
Cód. 14082004 
 
Director 
Dr. Leonardo Arias Bernal 
 
 
 
Universidad De la Salle 
Facultad de Ciencias Agropecuarias 
Programa de Medicina Veterinaria 
Bogotá D.C, Colombia 
2016 
III 
 
APROBACIÓN 
 
 
 
DIRECTOR _______________________________________ 
 Dr. LEONARDO ARIAS BERNAL 
 
 
JURADO _______________________________________ 
 Dr. FRANK HARRY SUAREZ SANCHEZ 
 
 
JURADO _______________________________________ 
 Dr. DIEGO SOLER TOVAR 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
IV 
 
DIRECTIVOS 
 
RECTOR Hno. Carlos Gabriel Gómez Restrepo 
 
 
 
VICERRECTOR ACADÉMICO Hno. Carlos Enrique Carvajal Costa 
 
 
 
VICERRECTOR DE PROMOCIÓN Hno. Frank Leonardo Ramos 
Y DESARROLLO HUMANO 
 
 
 
VICERRECTOR ADMINISTRATIVO Dr. Eduardo Ángel Reyes 
 
 
 
VICERRECTOR DE INVESTIGACIÓN Dr. Luis Fernando Ramírez 
Y TRANSFERENCIA 
 
 
 
DECANO DE LA FACULTAD DE Dra. Claudia Aixa Mutis Barreto 
CIENCIAS AGROPECUARIAS 
 
 
 
DIRECTOR PROGRAMA Dr. Fernando Nassar 
MEDICINA VETERINARIA 
 
 
 
 
 
 
 
V 
 
COMPROMISO 
 
Los trabajos de grado no deben contener ideas que sean contrarias a la doctrina católica en 
asuntos de dogma y moral. 
Ni la Universidad, ni el director, ni el jurado calificador son responsables de las ideas expuestas 
por el graduando. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
VI 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
Agradezco al Parque Jaime Duque – Bioparque Wakatá y a mi director Doctor Leonardo Arias 
Bernal por el apoyo constante, por las enseñanzas y por creer en mis capacidades. 
Al Doctor Cesar Augusto Díaz por ayudarme en la realización de este trabajo. 
A mis jurados, Doctor Frank Suarez por ayudarme y guiarme en el trabajo. 
A mis padres, mis hermanos por el apoyo moral y el amor para incondicional, por ayudarme a 
crecer como persona y como profesional. 
A cada una de las personas que aportaron a mi tesis, a mi desarrollo personal y profesional. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
VII 
 
TABLA DE CONTENIDO 
 pág. 
 
RESUMEN XIII 
ABSTRACT XIV 
INTRODUCCIÓN 1 
OBJETIVOS 4 
Objetivo General 4 
Objetivos Específicos 4 
1. MARCO TEORICO 5 
1.1 Antecedentes 5 
1.1.1 Distribución 5 
1.1.2 Hábitos 5 
1.1.3 Aspectos biológicos 6 
1.1.4 Alimentación 6 
1.1.5 Aspectos reproductivos 7 
1.1.6 Frecuencia de trafico 8 
1.1.7 Medidas de conservación 8 
1.2 Anestesia 8 
1.2.1 Evaluación preanestésica 10 
1.2.1.1 Ayuno 10 
1.2.1.2 Premedicación 11 
1.2.1.3 Preparación 12 
VIII 
 
1.2.1.4 Inducción y mantenimiento 12 
1.2.1.5 Recuperación 12 
1.2.2 Dexmedetomidina 13 
1.2.3 Ketamina 15 
1.2.4 Monitoreo anestésico 18 
2. MATERIALES Y METODOS 20 
2.1 Área a experimentar 20 
2.2 Población y muestra 20 
2.3 Materiales 20 
2.3.1 Materiales para la sujeción 20 
2.3.2 Materiales para el monitoreo de anestesia 21 
2.3.3 Materiales para zoometría 21 
2.3.4 Materiales farmacológicos 21 
2.3.5 Materiales de escritorio y oficina 21 
2.4 Variables 22 
2.5 Métodos y procedimientos 22 
2.5.1 Restricción Física 22 
2.5.2 Restricción Química 23 
2.5.2.1 Protocolo 1 23 
2.5.2.2 Protocolo 2 24 
2.5.2.3 Protocolo 3 24 
2.5.2.4 Protocolo 4 24 
IX 
 
2.5.3 Monitoreo 25 
2.5.3.1 Constantes fisiológicas 25 
2.5.3.1.1 Frecuencia Cardiaca 25 
2.5.3.1.2 Frecuencia Respiratoria 25 
2.5.3.1.3 Temperatura 25 
2.5.3.2 Evaluación de reflejos 25 
2.5.3.2.1 Reflejo palpebral 25 
2.5.3.2.3 Tono mandibular 25 
2.5.3.2.4 Relajación muscular 26 
2.6 Análisis estadístico 27 
2.7 Medicamentos de emergencia 27 
3. RESULTADOS 28 
3.1 ESTADISTICA 28 
3.1.1 ESTADISTICA DESCRIPTIVA 28 
3.1.1.1 Frecuencia Cardiaca 28 
3.1.1.1.1 Frecuencia cardiaca por protocolos anestésicos 28 
3.1.1.1.2 Frecuencia cardiaca media por tiempo 29 
3.1.1.2 Frecuencia Respiratoria 30 
3.1.1.2.1 Frecuencia Respiratoria por los diferentes protocolos 30 
3.1.1.2.2 Frecuencia respiratoria media por tiempo 31 
3.1.1.3 Temperatura 32 
3.1.1.3.1 Temperatura por los diferentes protocolos 32 
3.1.1.3.2 Temperatura media por tiempo 33 
X 
 
3.1.1.4 Tiempo 34 
3.1.1.4.1 Efecto inicial 34 
3.1.1.4.2 Inducción 34 
3.1.2 Análisis de varianza 35 
3.1.2.1 Frecuencia cardiaca ANAVA y Prueba Tukey 35 
3.1.2.2 Frecuencia respiratoria ANAVA y prueba de Tukey 35 
3.1.2.3 Temperatura ANAVA y prueba de Tukey 36 
3.1.3 Prueba de Chi cuadrado 37 
3.1.3.1 Tono mandibular 37 
3.1.3.2 Reflejo palpebral 37 
3.1.3.3 Relajación muscular 38 
4. DISCUSIÓN 39 
5. CONCLUSIONES 45 
6. RECOMENDACIONES 47 
7. LISTA DE REFERENCIAS 48 
8. ANEXOS 52 
 
 
 
 
 
 
 
XI 
 
LISTA DE FIGURAS 
 
 pág. 
Figura 1. Distribución Geografía de Ara ararauna5 
Figura 2: Evaluación de constantes fisiológicas, frecuencia cardiaca, 
frecuencia respiratoria y temperatura. 26 
Figura 3. Media por tiempo frecuencia cardiaca. Protocolo 1 – 2 – 3 - 4 30 
Figura 4. Media por tiempo frecuencia respiratoria. Protocolo 1 – 2 – 3 - 4 32 
Figura 5. Media por tiempo temperatura. Protocolo 1 – 2 – 3 - 4 34 
Figura 6: Restricción física, control de miembros inferiores y cabeza. 39 
Figura 7: Evaluación de reflejos, relajación muscular y recuperación. 44 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
XII 
 
LISTA DE TABLAS 
 
 pág. 
Tabla 1. Población de Guacamayas Azules 20 
Tabla 2. Dosis Básica Ketamina – Medetomidina 23 
Tabla 3. Dosis Básica Ketamina – Dexmedetomidina 23 
Tabla 4. Dosis básica, Medicamentos de emergencia 26 
Tabla 5. Frecuencia Cardiaca por los diferentes protocolos 29 
Tabla 6. Frecuencia Respiratoria por los diferentes protocolos 31 
Tabla 7.Temperatura por los diferentes protocolos 33 
Tabla 8. Efecto inicial por los diferentes protocolos 34 
Tabla 9. Tiempo de inducción por los diferentes protocolos 34 
Tabla 10. ANAVA frecuencia cardiaca y prueba de Tukey 35 
Tabla 11. ANAVA frecuencia respiratoria y prueba de Tukey 36 
Tabla 12. ANAVA temperatura a y prueba de Tukey 36 
Tabla 13. Prueba Chi cuadrado para tono mandibular 37 
Tabla 14. Prueba Chi cuadrado para reflejo palpebral 38 
Tabla 15. Prueba Chi cuadrado para relajación muscular 38 
 
 
 
 
 
XIII 
 
RESUMEN 
 
El presente estudio se realizó con el objetivo de evaluar un protocolo anestésico basado en 
ketamina y dexmedetomidina, en Guacamayas (Ara ararauna) del Bioparque Wakatá. En total, 
se incluyó 14 individuos adultos, distribuidos en 4 grupos al azar: Protocolo 1 (ketamina 3 mg/kg 
- dexmedetomidina 0.06 mg/kg), protocolo 2 (ketamina 3 mg/kg - dexmedetomidina 0.07 
mg/kg), protocolo 3 (ketamina 3 mg/kg - dexmedetomidina 0.08 mg/kg) y protocolo 4 (ketamina 
4 mg/kg - dexmedetomidina 0.08 mg/kg). En cada grupo se evaluó el efecto anestésico, sobre la 
frecuencia cardiaca, frecuencia respiratoria, la temperatura y Reflejos (palpebral, tono 
mandibular, relajación muscular), a los 30 minutos se administró el antagonista atipamezol (DB: 
0.3 mg/kg). El análisis estadístico se realizó mediante estadística descriptiva, Anova y prueba de 
tukey de las variables cuantitativas y Chi cuadrado de las variables cualitativas. Se observó que el 
protocolo 4, tuvo rápida inducción, así como estabilidad vascular y respiratoria, que brinda un 
grado anestésico justo para procedimientos cortos, para el manejo de esta especie. 
 
Palabras claves: Ara ararauna, ketamina, dexmedetomidina, anestesia. 
 
 
 
 
 
XIV 
 
ABSTRACT 
 
This study was conducted with the objective of evaluating an anesthetic protocol based on 
ketamine and dexmedetomidine in Macaws (Ara ararauna) in Bioparque Wakatá. 14 adult 
individuals were included, divided into 4 groups randomly. Protocol 1 (ketamine 3 mg / kg - 
dexmedetomidine 0.06 mg / kg), protocol 2 (ketamine 3 mg / kg - dexmedetomidine 0.07 mg / 
kg), protocol 3 (ketamine 3 mg / kg - dexmedetomidine 0.08 mg / kg) and Protocol 4 (ketamine 4 
mg/kg - dexmedetomidine 0.08 mg / kg). In each group was evaluated the anesthetic effect with 
the heart rate, respiratory rate, temperature and reflexes (palpebral, jaw tone, muscle relaxation), 
when 30 minutes pass was administered antagonist atipamezole (0.3 mg /kg). Statistical analysis 
was performed using descriptive statistics, ANOVA and Tukey test for quantitative variables and 
Chi square for qualitative variables. It was observed that protocol 4, had rapid induction, as well 
as vascular and respiratory stability, which provides a fair degree anesthetic for short procedures 
for the management of this species. 
 
Keywords: Ara ararauna, ketamine, dexmedetomidine, anesthetic. 
 
 
 
 
 
1 
 
INTRODUCCIÓN 
 
Después de Brasil, la biodiversidad colombiana es considerada una de las más ricas del 
mundo. En promedio, en Colombia habita una de cada 10 especies de fauna y flora, siendo el país 
con el mayor número de especies de aves. Donegan et al. (2015) afirma “El listado de aves de 
Colombia aumentó nuevamente a 1,921 especies (excluyendo especies exóticas) de las cuales 
1,846 han sido documentadas a través de registros confirmados en el continente” (p. 4). 
Actualmente existe un interés en la conservación de psitácidos debido a que como 
lo menciona Rodríguez & Hernández (2002) citado por Botero & Páez (2010, p. 
97), así como la diversidad y los endemismos son altos en Colombia, las 
amenazas para las aves también son considerables. Entre los grupos con más 
presiones, en Colombia, se encuentra la familia Psittacidae, representada por 53 
especies distribuidas en 17 géneros. Actualmente se reconocen 11 especies bajo 
alguna categoría de amenaza por la Unión Internacional para la Conservación de 
la Naturaleza (UICN), debido a un sin número de causas. Sin duda alguna, la 
pérdida, fragmentación y degradación del hábitat, y la cacería y el saqueo de nidos 
son las mayores presiones sobre sus poblaciones. 
Para los zoológicos, Bioparques, centros de rescate y demás es una responsabilidad, 
ofrecer el bienestar que es fundamental para que todos los animales conserven las características 
propias de su especie. Los médicos veterinarios de fauna silvestre se enfrentan a casos más 
complejos, ya que al contrario de la práctica con pequeños animales y grandes animales, se 
enfrentan a obstáculos de anestesia en la mayoría de los casos y su interés se enfoca en el uso de 
anestésicos que ofrezcan un plano anestésico ideal que no genere efectos adversos. 
2 
 
Años atrás “Wencker (1998) afirma que el uso de anestesia disociativa como 
método de contención química es en la actualidad una práctica habitual y ha sido 
usada efectivamente para inmovilizar una amplia variedad de animales silvestres 
en cautiverio. Entre los fármacos que mayor aceptación han tenido en estas 
especies, debido a su amplio rango de seguridad, sus dosis reducidas, y su fácil 
aplicación intramuscular, se encuentra la Ketamina. Los sedantes son 
administrados de forma rutinaria, como parte de la contención química, ya que 
cuando se utilizan de forma apropiada, proporcionan un estado de calma y 
sedación que permiten reducir el estrés y las dosis necesarias de anestésicos 
generales” citado por (Vinueza, 2012, p. 2). Por otro lado Granholm & Mckusick 
& Westerholm (2007) mencionan que los agonistas alfa-2 adrenérgicos han 
adquirido una especial relevancia debido a sus efectos sedantes, analgésicos y 
anticonvulsivantes. La dexmedetomidina es el miembro de agonistas alfa-2 
adrenérgicos más joven, y se lo considera como un fármaco prometedor, debido a 
la alta afinidad que posee sobre los receptores α2 adrenérgicos, potenciando así 
sus efectos anestésicos. 
Actualmente los conocimientos acerca de la anestesia de animales ha progresado 
notablemente, a pesar de esto, animales de fauna silvestre pocas veces son anestesiados lo que se 
ha considerado como un desafío importante. 
La aparición de nuevos fármacos anestésicos, cada vez más eficaces y seguros, en el 
campo de la medicina humana, obliga a su evaluación en medicina veterinaria, para determinar 
sus efectos y de esta manera poder incluirlos en la terapéutica tradicional, para la confección de 
protocolos anestésicos cada vez más seguros. 
3 
 
El objetivo del presente estudio es evaluar los efectos de administración de ketamina y 
dexmedetomidina, para inmovilizar químicamente Psittacides mantenidos en cautiverio en el 
Bioparque Wakatá y de esta manera disponer de un nuevo protocolo de uso veterinario. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4 
 
OBJETIVO GENERAL 
 
Evaluar los efectos de administración intramuscular de ketamina ydexmedetomidina, sobre las 
frecuencias cardiaca, respiratoria y presentación de reflejos en Psittacides (Ara ararauna) 
mantenidos en cautiverio en el Bioparque Wakatá. 
 
Objetivos Específicos 
 
 Evaluar el efecto del protocolo anestésico ketamina y Dexmedetomidina sobre las variables 
fisiológicas. 
 Establecer si las dosis planteadas en este estudio para Ketamina y Dexmedetomidina son 
efectivas en Ara ararauna. 
 Determinar el nivel y profundidad de anestesia por medio de la valoración de reflejos y el 
tiempo de inducción. 
 
 
 
 
 
 
 
 
5 
 
1. MARCO TEORICO 
 
1.1 Antecedentes 
1.1.1 Distribución 
“El guacamayo es natural de las Américas. Su ubicación comprende Colombia, Panamá, 
Venezuela (al sur del Orinoco), Ecuador (región Amazónica al este), Perú, Bolivia (región 
Amazónica al norte y este), Paraguay y Brasil (Hasta Mato Grosso y Sao Paulo)” (Feliciano, 
2014, p. 31) 
 
Figura 1. Distribución Geografía de Ara ararauna (Birdlife International 2016). 
1.1.2 Hábitos 
Habita en zonas de bosque húmedo – tropical que se inunda todos los años y en 
tierras pantanosas, se le documenta desde el nivel del mar hasta los 700 m.s.n.m, 
es más frecuente a menos de 500 m.s.n.m. Se les observa en las palmeras altas, 
pantanos y a lo largo de los cursos de los ríos, formando parejas y grupos que 
pueden albergar a más de 25 individuos; no salen de los bosques densos durante 
los meses secos, pero durante las estaciones lluviosas se desplazan a considerables 
distancias (CITES,2015). 
 Nativa (residente) 
6 
 
Hay 17 especies de guacamayos que se dividen en 4 géneros. Estos son Ara, Diopsittaca, 
Andorhynchus y Cyanopsittaque se encuentran en las selvas tropicales de América del Sur. 
Muchas de las diferentes especies de guacamayas son consideradas hoy como los animales en 
peligro de extinción. 
Las aves han habitado todas las áreas de cada continente durante miles de años que van 
desde costas, humedales, desiertos, todos los tipos de bosques, llanuras sin árboles, montañas, 
país, tierras de cultivo y hasta las ciudades. Estas áreas de hábitat han permitido a las aves 
adaptarse físicamente a las circunstancias que las rodean. 
1.1.3 Aspectos biológicos 
Longitud de unos 80 cm, de los cuales, la cola supone más o menos la mitad. Peso 
entre 900-1.100 gr. Sexos similares en su aspecto: la frente es de color verde que 
deriva en azul verdoso. El resto de la parte superior del cuerpo muestra un rico 
azul celeste, incluido el anverso de la cola. La garganta es negra. La piel es blanca 
presentando alguna hilera de plumas negras bordeando inferiormente al ojo. Un 
plumaje amarillo anaranjado se extiende desde las coberteras de los oídos hasta 
los laterales del cuello, un reborde verdoso con frecuencia presente donde se une 
con el plumaje negro de la parte inferior de la garganta. Resto de la parte inferior 
del cuerpo, incluidos los muslos pero con exclusión de las coberteras inferiores de 
la cola que son azules, es asimismo amarillo, como el reverso de la cola. Pico 
negro, patas negro grisáceas e iris amarillo claro. Los ejemplares jóvenes se 
pueden distinguir de los adultos por su iris castaño oscuro. En libertad viven 
grupos de 25 – 30 ejemplares (Feliciano, 2014, p. 31). 
1.1.4 Alimentación 
7 
 
El guacamayo es un animal omnívoro y se alimenta de frutos secos y frutas en los árboles 
a lo largo de insectos, huevos y pequeños mamíferos y reptiles. 
El guacamayo tiene una gran y poderoso pico que puede romper las cáscaras de 
nueces y semillas más fácilmente. Al igual que otras especies de loros, los 
guacamayos tienen cuatro dedos en cada pie, con dos dedos de los pies hacia 
adelante y dos mirando hacia atrás. Esta adaptación del pie ayuda a la guacamaya 
para agarrar a la presa y ramas de árbol más fácilmente y permite a la guacamaya 
posarse en los árboles sin deslizarse (Liza, 2006, p. 3). 
1.1.5 Aspectos reproductivos 
Las guacamayas tienen la misma pareja siempre y permanecen juntos de por vida, 
es decir son monógamos, se mantienen entre sí hasta que una de las aves muere. A 
diferencia de otras aves, los guacamayos tienen una tasa reproductiva baja. El 
ciclo de reproducción también puede ser bajo debido a una falta de adecuada 
anidación en sitios y áreas. A la edad de 3-4 años estas aves pueden alcanzar la 
madurez sexual. Estas aves se reproducen cada 1-2 años entre los meses de 
diciembre a mayo. Las caries en los altos árboles que ya fueron hechas por otros 
animales suelen ser donde se encuentra el nido de guacamayo. Cuando estas aves 
anidan normalmente ponen una nidada de 2-4 huevos que son elípticas (46-
36mm). La hembra incuba los huevos durante 24 a 28 días, mientras que el macho 
traería comida para la hembra. Cuando los huevos eclosionan ambos padres tienen 
el deber de alimentar a la joven, pero durante la primera semana después de que 
los huevos son incubados sólo la hembra podría alimentar al joven por el proceso 
de la regurgitación. Después de esto el macho también se alimenta a los jóvenes. 
8 
 
Al final de la temporada de cría de estas aves comienzan a mudar. La muda se 
lleva a cabo durante varios meses. Con el fin de proteger a sus crías ambos padres 
son extremadamente agresivos hacia los intrusos (CITES, 2015). 
1.1.6 Frecuencia de tráfico 
Es una de las aves más traficada y tenida en cautiverio, disminuyendo así sus poblaciones 
naturales. 
Lamentablemente como lo menciona Feliciano (2014) los guacamayos se han 
vuelto muy populares como mascotas, y hay un floreciente mercado negro. Esto 
sólo contribuye a su estado en peligro de extinción. Las disminución de las 
poblaciones se debe también al hecho de que el hábitat natural de la selva tropical 
de la guacamaya está siendo destruido debido a la deforestación, lo que está 
sucediendo en todo América Central y del Sur a un ritmo alarmante. 
1.1.7 Medidas de conservación 
La conservación de hábitats naturales y la restauración de parchas de bosque, pueden 
disminuir a presión antrópica sobre esta especie. Igualmente evitando su venta y compra como 
mascota, disminuirá de igual forma su amenaza. 
 
1.2 anestesia 
Históricamente, la anestesia aviar ha sido un problema lleno de continuos debates y hay 
muchos puntos de vista conflictivos con respecto a los intervalos de dosificación y la elección del 
protocolo anestésico. Al igual que en otras especies animales, la anestesia general en las aves 
pueden llevarse a cabo, ya sea con agentes anestésicos inyectables o inhalables. El objetivo de la 
9 
 
anestesia de un paciente es seleccionar el fármaco más seguro que permite que la cantidad 
mínima de cambios fisiológicos. 
Los principios básicos de evaluación de mamíferos es aplicable al paciente aviar. 
Murrel & Hellebrekers (2005) afirman que numerosos investigadores han utilizado 
diferentes fármacos para la premedicación anestésica entre los cuales se 
encuentran los adrenérgicos α2 agonistas, utilizados principalmente en la clínica 
de pequeños animales por su potente sedación y sus propiedades analgésicas, al 
igual que en grandes animales especialmente en los equinos. Los adrenérgicos α2 
agonistas han sido utilizados en medicina veterinaria desde hace ya varias décadas 
con el objeto de proporcionar, de forma dependiente de la dosis, sedación, 
analgesia y relajación muscular. La xilazina se sintetizó en el año de 1962 en 
Alemania y fue el primer adrenérgico α2 agonista utilizado en la clínica 
veterinaria como sedante y analgésico. Las publicaciones sobre la eficacia de la 
xilazina como coadyuvante anestésico empiezan a aparecer en la década de los 
70’, pero hasta el año de 1981 la acción de la xilazina no fue relacionada con la 
estimulación de los receptores centrales α2 adrenérgicos. 
Los α2 Receptores son receptores de membrana celular obligados a proteínas G , 
que causa efecto clínico por la inhibición de la adenilato ciclasa, la activación 
canalesde K, y la inhibición de Ca2, conductancia que resulta en la 
hiperpolarización de la membrana; otras vías de señalización también están 
implicadas, incluyendo la estimulación de la fosfolipasa A2. Los diversos efectos 
clínicos producido por α2 agonistas, incluye la sedación, analgesia, hipotensión o 
hipertensión y bradicardia, son el resultado de permutaciones de diferentes 
10 
 
proteínas G de acoplamiento para una variedad de mecanismos efectores 
(Pandharipande & Maze, 2006, p.44). 
La introducción de la dexmedetomidina como producto veterinario se ha 
combinado con la retiro de Medetomidina en algunos países (por ejemplo, el 
EE.UU.). Por consiguiente, el uso de la combinación Dexmedetomidina con 
ketamina (DK) se ha incrementado, con tasas de dosis en base a supuestos 
derivados de los pocos estudios en otras especies. Debido a que la 
dexmedetomidina fue identificada como el enantiómero activo de la 
Medetomidina, la dosis de dexmedetomidina administrada es normalmente media 
a la de la Medetomidina; esto es debido a la ausencia de levomedetomidina que 
comprende 50% de la Medetomidina (Burnside & Flecknell & Cameron & 
Thomas, 2013, p. 2). 
La anestesia de aves se considera un procedimiento delicado, que necesita de los 
suficientes conocimientos de la función cardiopulmonar, la farmacocinética y efectos de los 
anestésicos. Debido a que en la práctica ha presentado altas mortalidades. 
1.2.1 Evaluación Anestésica 
Se debe hacer una evaluación por lo menos un día antes y si es posible un examen clínico. 
1.2.1.1 Ayuno. 
El ayuno preanestésico en aves depende del estado de salud, la especie y la edad del ave. 
El ayuno evita la broncoaspiración por regurgitación desde el buche, aumentando 
la eficiencia de la ventilación (Brieva, 2014). Harcourt -Browm & Chitty (2004) 
consideran que existen controversias en cuanto a la longitud de tiempo que un ave 
debe estar en ayunas antes de la inducción anestésica, debido a la alta tasa 
11 
 
metabólica de un ave y el reducido almacenamiento de glucógeno hepático, se 
recomienda que el ayuno debe limitarse a no más de 2 – 3 horas, Sin embargo, 
cuando se trabaja con Cockatiels y aves grandes en buena condición física, la 
eliminación de su comida la noche anterior y su agua 2 - 3 horas antes de la 
procedimiento anestésico no parece tener ningún efecto nocivo (p. 87). 
Sin embargo Brieva (2014) afirma que “en las especies pequeñas (paseriformes, 
periquitos, palomas, colibríes) no se debe hacer un ayuno prequirurgico debido a que poseen 
metabolismo rápido, por ello es riesgoso aplicar el ayuno, ya que puede conducir a hipoglicemia 
y muerte”. 
1.2.1.2 Premedicación. 
Gunkel & Lafortune (2005) mencionan que la restricción de las aves requiere un 
poco de experiencia para garantizar seguridad y menos tensión al ave. La 
Premedicación es raramente utilizada en la medicina aviar para evitar episodios 
repetidos de manipulación. Sin embargo, el uso de Premedicación para la sedación 
puede ser ventajoso en episodios de ansiedad, aves asustadas o excitadas. 
Además, estos fármacos puede disminuir la cantidad de anestésico inhalado 
requerido con la reducción de efectos secundarios cardiovasculares. Las 
benzodiazepinas (midazolam, diazepam) y opioides (butorfanol) se utilizan 
comúnmente para premedicar aves. Parasimpaticolıticos (atropina, glicopirrolato) 
se utilizan sólo en pacientes con antecedentes de bradiarritmias. El uso rutinario 
de parasimpaticolıticos puede resultar en el engrosamiento traqueobronquial 
secreciones y aumento de saliva. Esto puede conducir a un mayor riesgo de 
obstrucción de las vías respiratorias, en particular aves pequeñas. Por esta razón, 
12 
 
el uso rutinario de los anticolinérgicos no se recomienda como premedicación en 
aves. (p. 267) 
1.2.1.3 Preparación. 
Preparar con anticipación el equipo de anestesia y una fuente de calor Calcular las 
dosis de fármacos de emergencia. Las complicaciones más frecuentes en esta fase 
son las arritmias, la bradicardia y la apnea, que llevan a paro respiratorio y a paro 
cardíaco. Estas pueden evitarse disminuyendo el estrés, trabajando en un lugar 
oscuro y tranquilo (Brieva, 2014). 
1.2.1.4 Inducción y mantenimiento. 
El ave debe posicionarse en decúbito lateral, sin impedir la respiración, y 
facilitando el monitoreo. La temperatura debe monitorearse continuamente, ya que 
la hipotermia induce bradicardia e hipotensión, e interfiere con el metabolismo 
normal. El monitoreo cardiorespiratorio sigue los principios del monitoreo en 
mamíferos. Para procedimientos largos se aconseja usar anestesia inhalada, 
mientras que para procedimientos cortos es útil el empleo de anestesia fija 
inyectable. Como mínimo se debe monitorear la frecuencia cardiaca, frecuencia 
respiratoria, y temperatura corporal. Pueden usarse monitores que incluyan ECG y 
Doppler. Los pulso-oxímetros están calibrados para mamíferos, por ello su 
confiabilidad es incierta en aves. Administrar fluidos y proporcionar una fuente de 
calor, principalmente en aves pequeñas. Las áreas principales de pérdida de calor 
son las patas y los sacos aéreos, se debe mantener una fuente externa de calor y 
envolver las patas del ave en una tela que mantenga el calor (Brieva, 2014). 
1.2.1.5 Recuperación. 
13 
 
Es un periodo crítico, por lo que debe monitorearse al ave para evitar depresión 
cardiorespiratoria. Se debe tener en cuenta la posición en decúbito lateral para 
evitar broncoaspiración. 
La recuperación debe hacerse en un lugar tranquilo, cómodo, oscuro y tibio 
(20ªC), como un guacal kennel o una caja, utilizando bolsas de agua tibia para 
facilitar la pronta recuperación de la temperatura corporal normal. Las bolsas no 
deben estar muy calientes porque pueden quemar al ave o inducir hipertermia 
(Brieva, 2014). 
1.2.2 Dexmedetomidina 
Es un agonista extremadamente selectivo del adreno-receptor alfa-2 (1,600 veces 
mayor para el receptor alfa-2 que para el receptor alfa-1), por lo cual posee 
propiedades sedantes, hipnóticas, ansiolíticas, simpaticolíticas y analgésicas; 
presenta una estructura imidazólica común a los agonistas alfa-2 adrenérgicos y 
farmacológicamente constituye la forma activa del dextroenantiómero de la 
medetomidina, un analgésico y sedante utilizado en medicina veterinaria que a su 
vez es producto de la metilación de la etomidina (Carrillo, Pliego, Gallegos & 
Santacruz, 2014). 
Es un agonista alfa- 2 que es dos veces más potente que la medetomidina. En 
humanos y mamíferos ha demostrado ser un fármaco de gran utilidad en primer 
instante por ser el único sedante que no produce depresión respiratoria, se puede 
utilizar en pacientes con insuficiencia renal, es reversible y disminuye la 
concentración de catecolaminas en sangre por lo que disminuye el riesgo de 
eventos isquémicos en periodos de estrés (Pandharipande, 2006). 
14 
 
El uso de la dexmedetomidina se ha incrementado, como lo menciona Lin et al. (2008) la 
dexmetomidina se utiliza no solo como sedante o en combinación con otros fármacos para 
preanestesia, sino como fármaco intraoperatorio en infusión continúa tanto en medicina 
veterinaria como humana. 
La dexmedetomidina (+) -4-[1-(2,3, dimetilfenil) Etil]-1 H-imidazol es el 
adrenérgico α agonista de más reciente aprobación para su uso clínico en perro y 
gatos, posee gran especificidad y selectividad α2/α1, siendo superior a la 
selectividad de fármacos pertenecientes al mismo grupo como los son: clonidina, 
detomidina o xilazina; esta mayor selectividad sobre los receptores α le confieren 
una mayor potencia sedante y analgésica, provocando una menor depresión 
cardiovascular. Estas características hacen de la dexmedetomidina el α2 agonista 
comercial más potente hoy en día (Cabrejo, 2011). 
La respuesta analgésica a la administración de dexmedetomidina parece 
producirse a nivel de la neurona de la raíz dorsal, donde los agonistas alfa 2 
bloqueanla liberación de la sustancia P en la vía nociceptiva. Se considera que 
estos efectos analgésicos aparecen gracias a su mecanismo de acción sobre la 
proteína G inhibitoria sensible a la toxina del pertussis, que incrementa la 
conductancia a través de los canales del potasio (Carrillo et al, 2014, p.31). 
Además Carrillo et al, (2014) Considera que También está mediada por la 
activación de las vías inhibitorias descendentes, gracias al bloqueo de los 
receptores del aspartato y glutamato. De esta forma, se puede atenuar la 
hiperexcitabilidad espinal, lo que ejerce un verdadero efecto preventivo al dolor. 
Dicho de otro modo, su acción analgésica es debida a la inhibición de la liberación 
15 
 
de neurotransmisores excitadores en la médula espinal, donde existe gran número 
de excitadores alfa-2 adrenérgicos p.31. 
En general los α2 agonistas en comparación con otros sedantes, muestran unas 
tasas altas de aclaramiento y una vida media relativamente más cortas. Estudios de 
farmacocinética sobre la dexmedetomidina y levomedetomidina en las especies 
ovina y caprina han determinado que la distribución y eliminación de este tipo de 
medicamentos en la anestesia general es muy rápida (Cabrejo, 2011). 
Cuando se utiliza en forma intramuscular, la concentración plasmática máxima se 
alcanza de 1.6 a 1.7 horas, con una vida media de eliminación de 1.6 a 2.4 horas y 
un aclaramiento plasmático total de 0.7 a 0.9 L/h/kg; volumen aparente de 
distribución de 2.1 a 2.6 L/kg (Carrillo et al, 2014, p.28). 
Adicionalmente Carrillo et al (2014) menciona que “la dexmedetomidina es eliminada 
por vía renal en un 95%, en forma de conjugados metil y glucurónidos y la depuración total de la 
dexmedetomidina en el organismo se calcula en 39 L/h (0.54 L/h/kg)”p.29. 
1.2.3 Ketamina 
La ketamina, un derivado de la fenciclidina originalmente conocido como CI-581, 
se sintetizó en la década de 1960 como un anestésico agente con propiedades 
únicas, incluyendo mínimos efectos negativos sobre el sistema cardiorespiratorio. 
El uso clínico en la anestesia fue reportado por primera vez en 1966 y desde 
entonces la ketamina se ha convertido en un fármaco anestésico estándar 
principalmente utilizado para la inducción en pacientes hemodinámicamente 
inestables o como un complemento para la analgesia o sedación (Gorlin & 
Rosenfeld & Ramakrishna, 2016, p.160). 
16 
 
La Ketamina es un (clorhidrato de 2-(o-clorofenil)-2-(metilamino) ciclohexanona, 
anestésico disociativo de acción ultracorta, derivado de la fenciclidina, único 
antagonista del receptor NMDA utilizado en la práctica clínica. Es un agente 
farmacológico con propiedades anestésicas, sedantes, amnésicas y analgésicas. De 
uso corriente en animales, utilizado principalmente para la inducción y el 
mantenimiento de la anestesia. Es soluble en agua, no es irritante, su inicio de 
acción es rápido tras la inyección intravenosa y proporciona un nivel anestésico 
aceptable. La ketamina también puede tener un efecto anestésico local y se ha 
usado para la anestesia regional intravenosa (Cruz, Giraldo, Fernández & Tovar, 
2009, p.69). 
 La ketamina se utiliza como un medicamento para anestesia en un largo período de 
tiempo en aves. Sin embargo, la ketamina causa una anestesia disociativa y su potencia 
analgésica es insuficiente para diferentes procedimientos. Además, no da como resultado en el 
músculo la relajación y el ave puede llegar a ser muy excitable durante la recuperación. Debido a 
esto Lierz & Korbel (2012), Afirman que “la ketamina no debe ser utilizado como un agente 
anestésico solo, pero puede ser utilizado en combinación con una alfa- 2 - agonista o una 
benzodiacepina” (p.49). 
Cruz et al, (2009) “menciona que las vías comunes de administración de la ketamina han 
sido la intravenosa, intramuscular, oral y rectal, con escasa irritación de los tejidos. La ketamina 
también ha sido administrada por vía epidural para analgesia postoperatoria y para dolor 
intratable” (p.69). 
Navarrete, (2014) destaca ciertas propiedades que considera hacen que la ketamina 
sea una droga de las más versátiles que el anestesiólogo encuentra en su arsenal 
17 
 
terapéutico están son; disminuye la adhesión de leucocitos y plaquetas, bloquea los 
receptores NMDA, reduce la liberación presináptica de glutamato, antagoniza los 
receptores muscarínicos y nicotínicos de la acetilcolina, inhibe la formación de 
factor de crecimiento neural, inhibe la formación de ácido nítrico, disminuye la 
recaptación de catecolaminas, disminuye la activación de los granulocitos y 
suprime la producción de citoquinas proinflamatorias (p.s243). 
Las propiedades analgésicas de la ketamina, y su papel como coadyuvante en 
anestesia y analgesia locorregional, han sido y son ampliamente demostradas por 
varios estudios, mostraron efectos antinociceptivos de ketamina racémica y 
describieron una potencia analgésica suficiente para el tratamiento del dolor por 
inflamación, también observaron en sus estudios que al combinar la ketamina con 
un anestésico local el efecto analgésico era más prolongado (Cruz et al, 2009, p.69). 
Es entonces cuando se conoce que clínicamente “la ketamina produce tanto anestesia 
local como anestesia general y se ha publicado su interacción con los receptores: N-metil-D-
aspartato (NMDA), opioides, monoaminérgicos, muscarínicos, adrenorreceptores alfa2, de los 
canales de potasio y sodio, y los canales voltaje sensibles al calcio” (Cruz et al, 2009, p.69). 
La ketamina se metaboliza en el hígado por enzimas del citocromo microsomal 
P450, principalmente CY3A4. Tres días después de una sola dosis de ketamina, 
sólo el 2,3% se excreta en la orina sin cambios, 1,6% como norketamina, 16,2% 
como dehydronorketamine, y 80% como derivados hidroxilados. Norketamine y 
dehydronorketamine tienen un tercio y 1 / 100 de la potencia de la ketamina, 
respectivamente, y el resto de los metabolitos se cree que es inactivo (Gorlin, 
Rosenfeld & Ramakrishna, 2016, p.163). 
18 
 
Existe una extensa experiencia clínica e investigativa con la ketamina, los estudios 
muestran que bajas dosis de ketamina son más eficaces después de la 
administración epidural que después de la administración IV o IM; minimizando 
así los efectos secundarios dosis dependiente. A pesar de ello, las investigaciones 
que la incluyen en la actualidad son muy numerosas. Sus efectos analgésicos a 
dosis subanestésicas están siendo estudiados intensamente (Cruz et al, 2009, 
p.69). 
Gorlin et al, 2016 afirma que “la ketamina tienen una fase de distribución rápida (vida 
media de distribución de 11 a 16 min). La semivida de eliminación es de 2-3 horas y la 
depuración es 12 a 17 ml / kg / min”(p.163). 
1.2.4 Monitoreo anestésico 
El monitoreo anestésico es de vital importancia, todos los procedimientos necesitan de ser 
supervisados por un veterinario asignado. 
La evaluación manual de la profundidad de la anestesia requiere el seguimiento de: 
La frecuencia respiratoria: el ave debe respirar anestesiado al menos una vez cada 
2-7 segundos. En un plano de la luz La anestesia de la frecuencia respiratoria y el 
carácter puede ser rápida y profunda. Como el plano anestésico se profundiza, la 
respiración se ralentiza y se vuelve menos profunda. Como sólo se produce el 
intercambio de oxígeno. Cuando hay movimiento de aire a través del tracto 
respiratorio, los períodos de apnea pueden resultar en el paro cardíaco mucho 
antes de lo que se observa en perros y gatos (Doneley, 2016 p. 378). 
 La frecuencia cardiaca y el ritmo. Las disminuciones o cambios en las la 
frecuencia cardíaca y el ritmo a menudo se reflejan y puede ser precedida por 
19 
 
cambios en la respiración. Auscultación se debe realizar con frecuencia, si no de 
forma continua. El pulso se detecta generalmente fácilmente. 
El reflejo palpebral (cierre palpebral inducido por la estimulación del canto medial 
ocular) desaparece rápidamentecuando el plano anestésico se profundiza 
(Doneley, 2016 p. 378). 
El reflejo corneal (movimiento de tercer párpado en respuesta a la manipulación 
de la córnea) lento, pero puede permanecer presente incluso en planos quirúrgicos 
de anestesia (Doneley, 2016 p. 378). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
20 
 
2. MATERIALES Y METODOS 
 
2.1 Área a experimentar 
LUGAR: PARQUE JAIME DUQUE - BIOPARQUE WAKATÁ 
DEPARTAMENTO: Cundinamarca 
MUNICIPIO: Tocancipá 
2.2 Población y muestra 
Se toman 14 guacamayas de distintas edades, sexos y tamaños con pesos que oscilaban 
entre 1,00 – 1,4 kg. Todos los animales pertenecen a la colección del Parque Jaime Duque: 
Tabla 1. Población de Guacamayas Azules. 
Población de guacamayas azules del Bioparque Wakatá, seleccionadas para la investigación con su número de 
registro y peso. 
 
2.3 Materiales 
2.3.1 Materiales para la sujeción 
+ Redes de nylon para captura. 
Nombre Común Nombre 
Científico 
Edad Microchip Peso kg 
Guacamaya Azul Ara Ararauna Adulto 982009102039145 1.005 
Guacamaya Azul Ara Ararauna Adulto 977170000058884 1.125 
Guacamaya Azul Ara Ararauna Adulto 977200005509656 0.980 
Guacamaya Azul Ara Ararauna Adulto 977170000058171 1.290 
Guacamaya Azul Ara Ararauna Adulto 977200005509656 1.240 
Guacamaya Azul Ara Ararauna Adulto 977170000056383 1.170 
Guacamaya Azul Ara Ararauna Adulto 977170000058297 1.170 
Guacamaya Azul Ara Ararauna Adulto 977170000056154 1.295 
Guacamaya Azul Ara Ararauna Adulto 977170000057293 1.095 
Guacamaya Azul Ara Ararauna Adulto 977170000059602 1.050 
Guacamaya Azul Ara Ararauna Adulto 977170000051859 1.235 
Guacamaya Azul Ara Ararauna Adulto 977170000056031 1.095 
Guacamaya Azul Ara Ararauna Adulto 977170000059034 1.320 
Guacamaya Azul Ara Ararauna Adulto 977170000058839 1.135 
21 
 
+ Guantes de carnaza. 
+ Guacal para transporte. 
+ Mantas negras. 
+ Guantes quirúrgicos. 
2.3.2 Materiales para el monitoreo de anestesia 
+ Fonendoscopios. 
+ Termómetro digital. 
+ Cronómetro. 
2.3.3 Materiales para zoometría 
+ Scanner AVID. 
+ Báscula digital. 
+ Bolsa negra. 
2.3.4 Materiales farmacológicos 
+ Dexmedetomidina. 
+ Ketamina. 
+ Atipamezol. 
2.3.5 Materiales de escritorio y oficina 
+ Formato de anestesia. 
+ Computador. 
+ Impresora. 
+ Papelería. 
+ Historias clínicas. 
+ Fichas de anestesia. 
22 
 
2.4 Variables 
Se tienen en cuenta variables cuantitativas y cualitativas de cada individuo. 
Como variables cuantitativas se tomaron la frecuencia cardiaca, respiratoria y temperatura 
y los reflejos como variables cualitativas. 
2.5 Métodos y procedimientos 
El presente trabajo se lleva a cabo en el Bioparque Wakatá ubicado en Tocancipá, con la 
población de Psittacidos (Ara Ararauna,) que habitan en los lugares de exhibición. La sujeción se 
realiza durante los meses del año 2015. 
2.5.1 Restricción Física 
Se realiza verificación de todos los materiales necesarios para la sujeción y el 
procedimiento. 
Antes de la administración del pre anestésico o el anestésico, es necesario realizar 
una restricción física del ave, en el caso de los psitaciformes la restricción de la 
cabeza es muy importante para prevenir heridas en las manos. La técnica 
comúnmente utilizada es utilizar una toalla para cubrir la cara, esta deberá ser 
acorde al tamaño del ave, también debe hacerse uso de guantes de carnaza 
(Nevarez, 2005, p.278). 
Para la captura y sujeción de las aves se selecciona dos personas que ingresan a la 
exhibición con gafas, guantes de carnaza, redes de nylon y un trapo negro. 
El personal utiliza redes de nylon para la captura y con la ayuda de guantes de carnaza 
manipula el ave realizando una fijación cuidadosa de las alas y el cuerpo. Su inmovilización se 
realiza con ayuda de guantes de carnaza, se toma el ave dentro de la red se recoge sosteniéndola 
de la cabeza entre los dedos: pulgar, corazón e índice y con la otra mano se toman las miembros 
23 
 
posteriores dejando el dedo índice en medio de ellas y con el dedo corazón y pulgar se rodean las 
patas. 
2.5.2 Restricción Química 
Para la inmovilización se utiliza un protocolo de sujeción química completamente al azar 
a 4 grupos de guacamayas: 
 Ketamina + dexmedetomidina 
 
Tabla 2. Dosis Básica Ketamina – Medetomidina. 
 Dosis Básica 
Ketamina 3 – 7 mg/kg IM 
Medetomidina 0.075 – 0.10 mg/kg IM 
Dosis Básica establecida para aves psitácidas por Longley (2008). 
Tabla 3. Dosis Básica Ketamina – Dexmedetomidina. 
 Concentración Dosis Básica 
Ketamina 50 mg/ml 3 – 5 mg/kg IM 
Dexmedetomidina 0.5 mg/ml 0.05 – 0.08 mg/ kg IM 
 
2.5.2.1 Protocolo 1 (3 mg / kg K - 0,06 mg / kg DXT) 
 Se anestesiaron 3 animales. 
 Administración de ketamina (Ketamina 50, Holliday-Scott S.A, Bs As) DB: 3 mg/kg 
+ Dexmedetomidina (Dexdomitor, orion pharma, Finlandia) DB: 0.06 mg/kg. 
Administración intramuscular (IM) a nivel de los músculos pectorales. 
24 
 
 Administración de atipamezol (Antisedan) DB: 0.3 mg/kg. 
 Administración de Meloxicam (0,2 mg/kg). 
2.5.2.2 Protocolo 2 (3 mg / kg K - 0,07 mg / kg DXT) 
 Se anestesiaron 4 animales. 
 Administración de ketamina (Ketamina 50, Holliday-Scott S.A, Bs As) DB: 3 mg/kg 
+ Dexmedetomidina (Dexdomitor, orion pharma, Finlandia) DB: 0.07 mg/kg. 
Administración intramuscular (IM) a nivel de los músculos pectorales. 
 Administración de atipamezol (Antisedan) DB: 0.3 mg/kg. 
 Administración de Meloxicam (0,2 mg/kg). 
2.5.2.3 Protocolo 3 (3 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) 
 Se anestesiaron 3 animales. 
 Administración de ketamina (Ketamina 50, Holliday-Scott S.A, Bs As) DB: 3 mg/kg 
+ Dexmedetomidina (Dexdomitor, orion pharma, Finlandia) DB: 0.08 mg/kg. 
Administración intramuscular (IM) a nivel de los músculos pectorales. 
 Administración de atipamezol (Antisedan) DB: 0.3 mg/kg. 
 Administración de Meloxicam (0,2 mg/kg). 
2.5.2.4 Protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) 
 Se anestesiaron 4 animales. 
 Administración de ketamina (Ketamina 50, Holliday-Scott S.A, Bs As) DB: 4 mg/kg 
+ Dexmedetomidina (Dexdomitor, orion pharma, Finlandia) DB: 0.08 mg/kg. 
Administración intramuscular (IM) a nivel de los músculos pectorales. 
 Administración de atipamezol (Antisedan) DB: 0.3 mg/kg. 
 Administración de Meloxicam (0,2 mg/kg). 
25 
 
Para la inducción farmacológica se emplea la vía intramuscular (IM), para ello se realiza 
punción a nivel del musculo pectoral con aguja 27G y jeringa de 1 ml, la desinfección de la zona 
se realiza con una gasa impregnada de clorhexidina, la punción del musculo se realiza 
introduciendo la aguja en un ángulo de 45° posteriormente se aspira para verificar que no se 
encuentra en un vaso sanguíneo, una vez verificado esto se deposita la mezcla farmacológica en 
una sola jeringa en el musculo pectoral. En un ambiente en silencio durante la sujeción y 
anestesia. Durante el procedimiento de anestesia se registró el tiempo de administración de los 
fármacos y se procedió a la identificación del animal por la lectura de su chip AVID; al pesaje 
del animal en una balanza digital, con la ayuda de una bolsa negra; se realiza toma de constantes 
fisiológicas cada 5 minutos hasta los 30 minutos se administra el antagonista (atipamezol) y se 
realiza monitoreo hasta la recuperación del animal. 
2.5.3 Monitoreo 
2.5.3.1 Constantes fisiológicas figura 2 
2.5.3.1.1 Frecuencia Cardiaca. 
 Monitoreo con fonendoscopio. 
 Medición cada 5 minutos. 
2.5.3.1.2 Frecuencia Respiratoria. 
 Monitoreo a través de la observación directa del tórax o abdomen, fonendoscopio. 
 Medición cada 5 minutos. 
2.5.3.1.3 Temperatura. 
 Monitoreo con termómetro digital en cloaca. 
 Medición cada 5 minutos 
2.5.3.2 Evaluación de reflejos. 
26 
 
2.5.3.2.1 Reflejo palpebral. 
 Monitoreo con ayuda de un hisopo, estimulando el reflejo en el ojo. 
 Evaluación cada 5 minutos. 
2.5.3.2.3 Tono mandibular. 
 Monitoreo directo tomando la parte mandibulary abriendo el pico. 
 Evaluación cada 5 minutos. 
2.5.3.2.4 Relajación muscular. 
 Monitoreo directo extensión del ala y extensión de miembros. 
 Evaluación cada 5 minutos. 
Se realiza un registro en hoja de anestesia de todos los datos obtenidos durante el 
procedimiento. 
 
Figura 2: Evaluación de constantes fisiológicas, frecuencia cardiaca, frecuencia respiratoria y 
temperatura. 
27 
 
2.6 Análisis estadístico 
 La estadística descriptiva se realizó con las variables cuantitativas con el fin de determinar 
diferencias entre los 4 protocolos. Con el programa Statistix versión 8.0. 
 Regresiones lineales con el programa Excel para las variables cuantitativas de cada protocolo. 
 Se realizó análisis de varianza para las variables cuantitativas y pruebas de tukey con el 
programa Statistix versión 8.0. 
 Para las variables cualitativas se utilizó la prueba de Chi cuadrado con el programa Statistix 
versión 8.0. 
2.7 Medicamentos de emergencia 
Teniendo en cuenta algunos eventos de emergencia como depresiones respiratorias, 
paradas respiratorias, o paradas cardiacas, (Samour, 2010) dispone de algunos medicamentos de 
emergencia como los que se muestran a continuación. 
Tabla 4. Medicamentos de emergencia. 
Medicamento Dosis mg/kg Indicación 
Atropina 0.01- 0.02 Sc/Im Bradicardia (Gunkel, 2005) 
Adrenalina 0.5-1 Arresto cardiaco (Carpenter, 2005) 
Doxapram 5-20 Apneas (Gunkel, 2005) 
Atipamezol 5 x dosis de 
dexmedetomidina 
Reversor de alfa 2 
agonista 
(Carpenter, 2005) 
Dosis Básica medicamentos de emergencia para aves. 
 
 
 
 
28 
 
3. RESULTADOS 
3.1 Estadística 
3.1.1 Estadística descriptiva 
Se obtuvo a partir de las variables cuantitativas utilizadas en el estudio (frecuencia 
cardiaca, frecuencia respiratoria, temperatura). 
3.1.1.1 Frecuencia Cardiaca. 
Rango normal: 120 – 400 Lat / min (Longley, 2008). 
3.1.1.1.1 Frecuencia cardiaca por protocolos anestésicos. 
Teniendo en cuenta la frecuencia cardiaca según cada uno de los protocolos, en promedio, 
tendieron a reducirse. Como se muestra en la tabla 5, La media más baja fue la del protocolo 2 (3 
mg / kg K - 0,07 mg / kg DXT) con 124.61 latidos por minuto. El protocolo 1 (3 mg / kg K - 0,06 
mg / kg DXT) tuvo una media de 139.1 latidos por minuto, El protocolo 3 (3 mg / kg K - 0,08 mg 
/ kg DXT) tuvo una media de 141.10 latidos por minuto y la media más alta fue la del protocolo 
4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) con 144.04 latidos por minuto. El valor mínimo fue el del 
protocolo 2 con 79 latidos por minuto y el valor máximo del protocolo 4 con 195 latidos por 
minuto. El valor que más se repitió (moda) para el protocolo 1 fue de 120 latidos por minuto, 
para el protocolo 2 fue de 100 latidos por minuto, para el protocolo 3 fue de 152 latidos por 
minuto y para el protocolo 4 fue de 160 latidos por minuto. El valor de la variable de posición 
central (mediana) fue para el protocolo 1 de 132 latidos por minuto, para el protocolo 2 de 124 
latidos por minuto, para el protocolo 3 de 141.5 latidos por minuto y el protocolo 4 de 148 latidos 
por minuto. 
 
Tabla 5. Frecuencia Cardiaca por los diferentes protocolos. 
29 
 
Protocolo 1 
3 mg / kg K - 0,06 
mg / kg DXT 
Protocolo 2 
3 mg / kg K - 0,07 
mg / kg DXT 
Protocolo 3 
3 mg / kg K - 0,08 
mg / kg DXT 
Protocolo 4 
4 mg / kg K - 0,08 
mg / kg DXT 
Media 139.1 Media 124.61 Media 141.10 Media 144.04 
Mediana 132 Mediana 124 Mediana 141.5 Mediana 148 
Moda 120 Moda 100 Moda 152 Moda 160 
Mínimo 105 Mínimo 79 Mínimo 107 Mínimo 103 
Máximo 192 Máximo 164 Máximo 165 Máximo 195 
Desviación 
Estándar 
25.996 Desviación 
Estándar 
26.225 Desviación 
Estándar 
16.319 Desviación 
Estándar 
23.245 
 
3.1.1.1.2 Frecuencia cardiaca media por tiempo. 
Se tomaron las medias de cada protocolo por cada tiempo que se midió la frecuencia 
cardiaca desde la administración de los fármacos. 
Como se observa en la figura 3, según las medias el protocolo que más disminuyo a los 5 
minutos fue el protocolo 2 con 128.5 lat/min, a los 10 minutos el protocolo 2 con 119.75 lat/min, 
a los 15 minutos el protocolo 2 con 119.75 lat/min, a los 20 minutos el protocolo 2 con 119.25 
lat/min, a los 25 minutos con 118.25 lat/min y finalmente a los 30 minutos el protocolo 4 con 
122.25 lat/min. 
 
30 
 
 
Figura 3. Media por tiempo frecuencia cardiaca. Protocolo 1 – protocolo 2 – protocolo 3 – protocolo 4. 
3.1.1.2 Frecuencia Respiratoria. 
Rango normal: 8 – 36 Resp /min (Longley, 2008). 
3.1.1.2.1 Frecuencia Respiratoria por los diferentes protocolos. 
Las frecuencias respiratorias en los protocolos como se aprecia en la tabla 6, la media más 
baja fue la del protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) con 25.179 resp/min. El protocolo 1 
(3 mg / kg K - 0,06 mg / kg DXT) tuvo una media de 37.5 resp/min y El protocolo 3 (3 mg / kg K 
- 0,08 mg / kg DXT) tuvo una media de 38.89 resp/min, la media más alta fue la del protocolo 2 
(3 mg / kg K - 0,07 mg / kg DXT) con 40.6 resp/min. El valor mínimo fue el del protocolo 1 con 
6 resp/min y el valor máximo el del protocolo 1 con 96 resp/min. El valor que más se repitió 
(moda) para el protocolo 1 fue de 40 resp/min, para el protocolo 2 fue de 40 resp/min, para el 
protocolo 3 fue de 24 resp/min y el protocolo 4 de 20 resp/min. El valor de la variable de 
posición central (mediana) fue para el protocolo 1 de 37 resp/min, para el protocolo 2 de 40 
resp/min, para el protocolo 3 30 resp/min y el protocolo 4 de 23 resp/min. 
110
120
130
140
150
160
170
180
0 5 10 15 20 25 30
Protocolo 1
Protocolo 2
Protocolo 3
Protocolo 4
31 
 
Tabla 6. Frecuencia Respiratoria por los diferentes protocolos. 
Protocolo 1 
3 mg / kg K - 0,06 
mg / kg DXT 
Protocolo 2 
3 mg / kg K - 0,07 
mg / kg DXT 
Protocolo 3 
3 mg / kg K - 0,08 
mg / kg DXT 
Protocolo 4 
4 mg / kg K - 0,08 
mg / kg DXT 
Media 37.571 Media 40.679 Media 38.895 Media 25.179 
Mediana 37 Mediana 40 Mediana 30 Mediana 23 
Moda 40 Moda 40 Moda 24 Moda 20 
Mínimo 6 Mínimo 12 Mínimo 11 Mínimo 10 
Máximo 96 Máximo 92 Máximo 87 Máximo 48 
Desviación 
Estándar 
25.660 Desviación 
Estándar 
19.332 Desviación 
Estándar 
21.584 Desviación 
Estándar 
9.8997 
 
3.1.1.2.2 Frecuencia respiratoria media por tiempo. 
Se tomaron las medias de cada protocolo por cada tiempo que se midió la frecuencia 
respiratoria desde la administración de los fármacos. 
Como se observa en la figura 4, según las medias el protocolo que más disminuyo a los 5 
minutos fue el protocolo 4 con 29.5 resp/min, a los 10 minutos el protocolo 4 con 27.75 resp/min, 
a los 15 minutos el protocolo 3 con 15.5 resp/min, a los 20 minutos el protocolo 4 con 20.25 
resp/min, a los 25 minutos el protocolo 1 con 21.33 resp/min y finalmente a los 30 minutos el 
protocolo 1 con 19.33 resp/min. 
 
32 
 
 
Figura 4. Media por tiempo frecuencia respiratoria. Protocolo 1 – protocolo 2 – protocolo 3 – protocolo 4. 
3.1.1.3 Temperatura. 
Rango normal: 39 – 42 oC (Longley, 2008). 
3.1.1.3.1 Temperatura por los diferentes protocolos. 
Teniendo en cuenta la temperatura tendió a reducirse como se muestra en la tabla 7.La 
media más baja fue la del protocolo 3 (3 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) con 39.032 grados 
centígrados. El protocolo 1 (3 mg / kg K - 0,06 mg / kg DXT) tuvo una media de 39.279 grados 
centígrados, El protocolo 2 (3 mg / kg K - 0,07 mg / kg DXT) tuvo una media de 39.579 grados 
centígrados y la media más alta fue la del protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) con 
39.918 grados centígrados. El valor mínimo fue el del protocolo 3 con 35.5 grados centígrados y 
el valor máximo fue el del protocolo 4 con 41.9 grados centígrados. El valor que más se repitió 
(moda) para el protocolo 1 fue de 39.1, para el protocolo 2 fue de 39.7 grados centígrados, para el 
protocolo 3 fue de 40.4 grados centígrados y para el protocolo 4 39.7 grados centígrados. El valor 
10
20
3040
50
60
70
80
0 5 10 15 20 25 30
Protocolo 1
Protocolo 2
Protocolo 3
Protocolo 4
33 
 
de la variable de posición central (mediana) fue para el protocolo 1 de 39.2 grados centígrados, 
para el protocolo 2 de 39.7 grados centígrados, para el protocolo 3 39.3 grados centígrados y el 
protocolo 4 de 39.6 grados centígrados. 
Tabla 7. Temperatura por los diferentes protocolos. 
Protocolo 1 
3 mg / kg K - 0,06 
mg / kg DXT 
Protocolo 2 
3 mg / kg K - 0,07 
mg / kg DXT 
Protocolo 3 
3 mg / kg K - 0,08 
mg / kg DXT 
Protocolo 4 
4 mg / kg K - 0,08 
mg / kg DXT 
Media 39.279 Media 39.579 Media 39.032 Media 39.918 
Mediana 39.2 Mediana 39.7 Mediana 39.3 Mediana 39.6 
Moda 39.1 Moda 39.7 Moda 40.4 Moda 39.7 
Mínimo 37.4 Mínimo 37.4 Mínimo 35.5 Mínimo 38.5 
Máximo 40.9 Máximo 41.2 Máximo 40.9 Máximo 41.9 
Desviación 
Estándar 
0.9349 Desviación 
Estándar 
1.1503 Desviación 
Estándar 
1.4099 Desviación 
Estándar 
1.0597 
 
3.1.1.3.2 Temperatura media por tiempo. 
Se tomaron las medias de cada protocolo por cada tiempo que se midió la temperatura 
desde la administración de los fármacos. 
Como se observa en la figura 5, según las medias el protocolo que más disminuyo a los 5 
minutos fue el protocolo 1 con 39.95 grados centígrados, a los 10 minutos el protocolo 3 con 
39.8 grados centígrados, a los 15 minutos el protocolo 1 con 39.3 grados centígrados, a los 20 
minutos el protocolo 3 con 38.4 grados centígrados, a los 25 minutos el protocolo 3 con 38.33 
grados centígrados y finalmente a los 30 minutos el protocolo 3 con 37.4 grados centígrados. 
 
34 
 
 
Figura 5. Media por tiempo temperatura. Protocolo 1 – protocolo 2 – protocolo 3 – protocolo 4. 
3.1.1.4 Tiempo. 
3.1.1.4.1 Efecto inicial. 
Tabla 8. Efecto inicial por los diferentes protocolos. 
Protocolo 1 
3 mg / kg K - 0,06 
mg / kg DXT 
Protocolo 2 
3 mg / kg K - 0,07 
mg / kg DXT 
Protocolo 3 
3 mg / kg K - 0,08 
mg / kg DXT 
Protocolo 4 
4 mg / kg K - 0,08 
mg / kg DXT 
Media 8.3333 Media 6.5 Media 7 Media 4 
Mínimo 6 Mínimo 4 Mínimo 7 Mínimo 3 
Máximo 10 Máximo 9 Máximo 7 Máximo 6 
 
3.1.1.4.2 Inducción. 
Tabla 9. Tiempo de inducción por los diferentes protocolos. 
Protocolo 1 Protocolo 2 Protocolo 3 Protocolo 4 
37
38
39
40
41
0 5 10 15 20 25 30
Protocolo 1
Protocolo 2
Protocolo 3
Protocolo 4
35 
 
3 mg / kg K - 0,06 
mg / kg DXT 
3 mg / kg K - 0,07 
mg / kg DXT 
3 mg / kg K - 0,08 
mg / kg DXT 
4 mg / kg K - 0,08 
mg / kg DXT 
Media 15.3333 Media 14 Media 13.66 Media 7.5 
Mínimo 13 Mínimo 11 Mínimo 12 Mínimo 6 
Máximo 18 Máximo 16 Máximo 15 Máximo 9 
 
3.1.2 Análisis de varianza 
Se usó análisis de varianza para comprobar si había diferencias significativas entre los 
protocolos, con diseños al azar. 
3.1.2.1 Frecuencia cardiaca ANAVA y Prueba Tukey. 
El análisis de varianza al azar de los datos obtenidos de frecuencia cardiaca de los 
protocolos tabla 10, determino que había diferencias significativas entre los protocolos siendo P 
< 0.05. Se realizó una prueba de diferencia mínima significativa honesta de tukey con la que se 
determinó que el protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) presentó valores altos de 
frecuencia cardiaca (media de 144 lat /min). 
Tabla 10. ANAVA frecuencia cardiaca y prueba de Tukey 
Source DF SS MS F P 
PROTOCOLO 3 6108.8 2036.27 3.66 0.0152 
Error 93 51733.3 556.27 
Total 96 
 
PROTOCOLO Mean Homogeneous Groups 
 4 144.04 A 
 3 141.10 AB 
 1 139.10 AB 
 2 124.61 B 
 
Nota: (DF) Grados de libertad, (SS) Suma de cuadrados, (MS) Cuadrados medios, (F) razón F 
Snedecor, (P) Significancia estadística. 
3.1.2.2 Frecuencia respiratoria ANAVA y prueba de Tukey. 
36 
 
El análisis de varianza al azar de los datos obtenidos de frecuencia respiratoria de los 
protocolos tabla 11, determino que había diferencias significativas entre los protocolos siendo P 
< 0.05. Se realizó una prueba de diferencia mínima significativa honesta de tukey con la que se 
determinó que el protocolo 2 (3 mg / kg K - 0,07 mg / kg DXT) presentó valores altos de 
frecuencia respiratoria (media de 40 resp/min). 
Tabla 11. ANAVA frecuencia respiratoria y prueba de Tukey 
Source DF SS MS F P 
PROTOCOLO 3 4029.4 1343.12 3.60 0.0164 
Error 92 34291.1 372.73 
Total 95 
 
PROTOCOLO Mean Homogeneous Groups 
 2 40.679 A 
 3 38.895 AB 
 1 37.571 AB 
 4 25.179 B 
Nota: (DF) Grados de libertad, (SS) Suma de cuadrados, (MS) Cuadrados medios, 
(F) razón F Snedecor, (P) Significancia estadística. 
3.1.2.3 Temperatura ANAVA y prueba de Tukey. 
El análisis de varianza al azar de los datos obtenidos de temperatura de los protocolos 
tabla 12, determino que no había diferencias significativas entre los protocolos siendo P > 0.05. 
Se realizó una prueba de diferencia mínima significativa honesta de Tukey con la que se 
determinó que entre los protocolos no se presentó diferencias significativas. 
Tabla 12. ANAVA temperatura a y prueba de Tukey 
Source DF SS MS F P 
PROTOCOLO 3 10.152 3.38412 2.59 0.0577 
Error 90 117.561 1.30623 
Total 93 
 
PROTOCOLO Mean Homogeneous Groups 
 4 39.918 A 
 2 39.579 A 
 1 39.279 A 
 3 39.032 A 
Nota: (DF) Grados de libertad, (SS) Suma de cuadrados, (MS) Cuadrados medios, 
(F) razón F Snedecor, (P) Significancia estadística. 
37 
 
3.1.3 Prueba de chi cuadrado 
Se realizó prueba de Chi cuadrado a las variables cualitativas para medir las tendencias de 
los reflejos de cada protocolo. 
3.1.3.1 Tono mandibular. 
Como se muestra en la tabla 13, el tono mandibular estuvo ausente 16 veces en el 
protocolo 1, 22 veces en el protocolo 2, 17 veces en el protocolo 3 y 19 veces en el protocolo 4. 
El tono mandibular estuvo disminuido 2 veces en el protocolo 1, 1 veces en el protocolo 2, 1 
veces en el protocolo 3 y 1 veces en el protocolo 4. El tono mandibular estuvo presente 3 veces 
en el protocolo 1, 5 veces en el protocolo 2, 3 veces en el protocolo 3 y 8 veces en el protocolo 4. 
Tabla 13. Prueba Chi cuadrado para tono mandibular. 
 PROTOCOLO 
Tonomand 1 2 3 4 
 +-----------+-----------+-----------+-----------+ 
Ausente Obs | 16 | 22 | 17 | 19 | 74 
 Expected | 15.86 | 21.14 | 15.86 | 21.14 | 
 Cell Chi-Sq | 0.00 | 0.03 | 0.08 | 0.22 | 
 +-----------+-----------+-----------+-----------+ 
Disminuido Obs | 2 | 1 | 1 | 1 | 5 
 Expected | 1.07 | 1.43 | 1.07 | 1.43 | 
 Cell Chi-Sq | 0.80 | 0.13 | 0.00 | 0.13 | 
 +-----------+-----------+-----------+-----------+ 
presente Obs | 3 | 5 | 3 | 8 | 19 
 Expected | 4.07 | 5.43 | 4.07 | 5.43 | 
 Cell Chi-Sq | 0.28 | 0.03 | 0.28 | 1.22 | 
 +-----------+-----------+-----------+-----------+ 
 21 28 21 28 98 
 
3.1.3.2 Reflejo palpebral. 
Como se muestra en la tabla 14, el reflejo palpebral estuvo ausente 14 veces en el 
protocolo 1, 15 veces en el protocolo 2, 15 veces en el protocolo 3 y 18 veces en el protocolo 4. 
El reflejo palpebral estuvo disminuido 0 veces en el protocolo 1, 1 veces en el protocolo 2, 0 
veces en el protocolo 3 y 1 veces en el protocolo 4. El reflejo palpebral estuvo presente 7 veces 
en el protocolo 1, 12 veces en el protocolo 2, 6 veces en el protocolo 3 y 9 veces en el protocolo 
4. 
38 
 
Tabla 14. Prueba Chi cuadrado para reflejopalpebral. 
 PROTOCOLO 
reflpalpe 1 2 3 4 
 +-----------+-----------+-----------+-----------+ 
Ausente Obs | 14 | 15 | 15 | 18 | 62 
 Expected | 13.29 | 17.71 | 13.29 | 17.71 | 
 Cell Chi-Sq | 0.04 | 0.42 | 0.22 | 0.00 | 
 +-----------+-----------+-----------+-----------+ 
Disminuido Obs | 0 | 1 | 0 | 1 | 2 
 Expected | 0.43 | 0.57 | 0.43 | 0.57 | 
 Cell Chi-Sq | 0.43 | 0.32 | 0.43 | 0.32 | 
 +-----------+-----------+-----------+-----------+ 
presente Obs | 7 | 12 | 6 | 9 | 34 
 Expected | 7.29 | 9.71 | 7.29 | 9.71 | 
 Cell Chi-Sq | 0.01 | 0.54 | 0.23 | 0.05 | 
 +-----------+-----------+-----------+-----------+ 
 21 28 21 28 98 
 
3.1.3.3 Relajación muscular. 
Como se muestra en la tabla 15, la relajación muscular estuvo ausente 5 veces en el 
protocolo 1, 8 veces en el protocolo 2, 7 veces en el protocolo 3 y 7 veces en el protocolo 4. La 
relajación muscular estuvo disminuido 2 veces en el protocolo 1, 5 veces en el protocolo 2, 0 
veces en el protocolo 3 y 1 veces en el protocolo 4. La relajación muscular estuvo presente 14 
veces en el protocolo 1, 15 veces en el protocolo 2, 14 veces en el protocolo 3 y 20 veces en el 
protocolo 4. 
Tabla 15. Prueba Chi cuadrado para relajación muscular. 
 PROTOCOLO 
relmusc 1 2 3 4 
 +-----------+-----------+-----------+-----------+ 
Ausente Obs | 5 | 8 | 7 | 7 | 27 
 Expected | 5.79 | 7.71 | 5.79 | 7.71 | 
 Cell Chi-Sq | 0.11 | 0.01 | 0.25 | 0.07 | 
 +-----------+-----------+-----------+-----------+ 
Disminuido Obs | 2 | 5 | 0 | 1 | 8 
 Expected | 1.71 | 2.29 | 1.71 | 2.29 | 
 Cell Chi-Sq | 0.05 | 3.22 | 1.71 | 0.72 | 
 +-----------+-----------+-----------+-----------+ 
presente Obs | 14 | 15 | 14 | 20 | 63 
 Expected | 13.50 | 18.00 | 13.50 | 18.00 | 
 Cell Chi-Sq | 0.02 | 0.50 | 0.02 | 0.22 | 
 +-----------+-----------+-----------+-----------+ 
 21 28 21 28 98 
39 
 
4. DISCUSIÓN 
Actualmente, los estudios de evaluación de protocolos anestésicos reversibles dirigidos a 
contenciones químicas para intervenciones no invasivas o mínimamente invasivas en aves, son 
escasos, existen menos protocolos anestésicos en estas especies que en los mamíferos. Es la 
asociación de fármacos con la intención de evitar los efectos indeseables de un solo agente tanto 
en la anestesia como en la recuperación. El presente, es el primer estudio que evalúa y compara 
directamente cuatro protocolos de contención química Ketamina, dexmedetomidina en aves Ara 
ararauna del Bioparque Wakatá. 
En general, se obtuvo una adecuada inmovilización en la mayoría de los ejemplares 
participantes; se realizó una restricción física apropiada figura 6, las guacamayas fueron 
anestesiadas en una zona aislada, lejos del ruido, con temperatura y luz controladas. 
 
Figura 6: Restricción física, control de miembros inferiores y cabeza. 
 
La reducción de la frecuencia cardíaca en todos los protocolos se evidenció, como se 
observa en la figura 3, todos los protocolos tendieron a disminuir uniformemente, siendo el 
protocolo 3 (3 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) el que presentó la disminución más constante y el 
protocolo 2 (3 mg / kg K - 0,07 mg / kg DXT) el que obtuvo las medias más bajas con 118.25 lat/ 
min al minuto 25, a partir de este momento tendió a recuperarse más rápidamente que los demás 
40 
 
protocolos, lo que se asume como inicio de la recuperación del animal y recuperación de la 
homeostasis. 
El descenso de la frecuencia cardiaca se puede presentar por la administración de 
dexmedetomidina, debido a la combinación de efecto inhibidor sobre los estimuladores del 
sistema parasimpático y efectos simpaticomiméticos en el corazón, la ketamina sola causa un 
aumento de la frecuencia cardíaca y la presión arterial. En cuanto a los α2 agonistas adrenérgicos 
actúan sobre el sistema cardiovascular que causa una disminución estadísticamente significativa 
en la frecuencia cardiaca, el gasto cardiaco, el flujo aórtico, un aumento inicial de la presión 
sanguínea y la resistencia periférica seguido por una disminución de ambos. 
Las acciones cardiovasculares de dexmedetomidina se deben a la estimulación de 
receptores α2 adrenérgicos a nivel medular y cerebral y también periféricos. El 
ascenso inicial de presión arterial tras la administración de dexmedetomidina se 
debería al estímulo de receptores α2 pos sinápticos de localización vascular 
periférica, siendo el descenso de frecuencia cardíaca de origen reflejo por 
estimulación de los barorreceptores, mientras que la reducción subsiguiente de la 
frecuencia cardíaca sería debida a una depresión simpática de origen central, que 
dejaría el tono vagal sin oposición (Mato, Perez, & Otero 2002, p.411). 
 La combinación de ketamina con otro agente α2 agonista adrenérgico se han utilizado 
para muchas especies a través de los años debido a su mecanismo de compensación 
cardiovascular (Bollerhey, Baumgartner & Laacke – Singer, 2010). 
Este protocolo ketamina y Dexmedetomidina indica que la frecuencia cardiaca 
con los fármacos utilizados se puede comportar de manera más uniforme, a pesar 
de que se produzca una disminución de la frecuencia cardiaca. El uso de estos 
41 
 
fármacos sinergistas con el fármaco inductor que en este caso es la ketamina, no 
solo reduce la dosis efectiva de la ketamina, también produce una anestesia 
balanceada reduciendo los efectos secundarios de la ketamina, entre los cuales se 
encuentran la taquicardia (Bryant, 2010, p.265). 
Al realizar el análisis de varianza y la prueba de Tukey tabla 9, se evidenció que el 
protocolo 4 es el que presentaba diferencias significativas con los otros protocolos. Esto debido a 
que este grupo presentó frecuencias cardiacas más altas con respecto a los otros protocolos, 
comprobando que en esta prueba es más evidente el aumento de la frecuencia cardiaca que la 
disminución generada por el protocolo 2 (3 mg / kg K - 0,07 mg / kg DXT). 
La frecuencia respiratoria adquirida en los diferentes protocolos tendió a reducirse como 
se observa en la figura 4, con la media más baja en el protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg 
DXT) esto debido a que la depresión respiratoria en el uso de este tipo de fármacos puede ser 
dosis dependiente. A pesar de esto la frecuencia respiratoria se mantuvo dentro del rango, siendo 
el protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) el que presentó la disminución más constante y 
el protocolo 3 (3 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) el que obtuvo la media más baja con 15.5 resp/ 
min al minuto 15. La disminución de la frecuencia respiratoria en éstos protocolos puede ser un 
efecto la dexmedetomidina que “produce una disminución en la frecuencia respiratoria a través 
de un estado de sueño inducido al actuar sobre el locus coeruleus es decir un bloqueo simpático y 
un aumento del tono parasimpático” (Belleville, Ward & Bloor, 1992). “En teoría la 
dexmedetomidina tiene la propiedad única de producir sedación y anestesia sin depresión 
respiratoria” (Wagner, 2006, p.78), que en éste estudio se produjo en todos los animales. 
42 
 
“La acción depresorade los agonistas α2 adrenérgicos sobre los centros respiratorios 
produce disminución en la frecuencia respiratoria” (Adams, 2001), siendo este efecto marcado en 
caso de emplearse dosis medias a altas del fármaco (Maddison, Page & Church , 2008). 
Al realizar el análisis de varianza tabla 10, se encontraron diferencias significativas en 
todos los protocolos y al realizar la prueba de tukey se evidenció que el protocolo 2 (3 mg / kg K 
- 0,07 mg / kg DXT) es el que presentaba diferencias significativas con los otros protocolos. Esto 
debido a que este grupo presentó frecuencias respiratorias más altas con respecto a los otros 
protocolos, comprobando que en esta prueba es más evidente el aumento de la frecuencia 
respiratoria que la disminución generada por el protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT). 
La temperatura por protocolo no genero diferencias significativas todas las medias se 
mantuvieron dentro del rango en aves de 39 – 42oC, a pesar de que se obtuvieron valores 
mínimos de 35.5 oC en el protocolo 3(3 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT), se controló consiguiendo 
recuperar y mantener la temperatura dentro del rango. “En procedimientos anestésicos hay que 
proporcionar calor durante la anestesia y en el periodo de recuperación, debido a que las aves 
anestesiadas no pueden mantener su temperatura corporal central de forma adecuada” (Samour, 
2010). 
Anestesiar a un ave y colocarla en una mesa de operaciones fría puede producir una caída 
rápida de la temperatura corporal, es por esto que durante el procedimiento se le ofreció a los 
animales trapos que sirvieron como almohadillas y calentadores que les ayudaron a mantener el 
calor, brindándoles un ambiente adecuado que evitara la pérdida del calor, teniendo en cuenta 
también evitar el sobrecalentamiento del ave. 
En cuanto a la evaluación de variables cualitativas se realiza prueba de Chi cuadrado. Los 
reflejos a tener en cuenta fueron tono mandibular, reflejo palpebral y relajación muscular. Se 
43 
 
evaluó la presencia, ausencia y disminución de cada uno por protocolo en donde se evidencia que 
a nivel del reflejo palpebral aparentemente no hay mayor diferencia por protocolo, a pesar de que 
el protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) fue el presentó mayor ausencia del reflejo. El 
tono mandibular estuvo ausente en el protocolo 2 por mayor tiempo pero también fue similar a 
los demás protocolos y finalmente en cuento a la relajación muscular si se generó diferencia por 
protocolo, observando que en el protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) se generó una 
mayor cantidad de veces la presencia de este reflejo lo que indica que los animales estuvieron 
mayor cantidad de tiempo con relajación muscular, esto debido a que este protocolo tiene la dosis 
más alta de los fármacos, siendo esta respuesta dosis dependiente. Según la respuesta obtenida 
por parte de los reflejos se considera que se logró un plano anestésico medio. 
En las aves, los reflejos que pueden vigilarse son los reflejos palpebrales, el 
reflejo corneal, el reflejo de la punción en los dedos y el tirón de alas figura 7. A 
medida que la anestesia del ave es más profunda, los reflejos estándar se hacen 
más lentos y disminuyen en intensidad, y posteriormente desaparecen. Los 
reflejos del dedo y el ala desaparecen cuando el ave entra en un plano medio de 
anestesia. El reflejo corneal generalmente es el último reflejo que desaparece y 
demuestra que el ave está en un plano muy profundo de anestesia. También debe 
evaluarse el tono de la mandíbula; se vuelve menos tenso cuando el ave entra en 
un plano medio de anestesia (Samour, 2010). 
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Figura 7: Evaluación de reflejos, relajación muscular y recuperación. 
Se evaluó el efecto inicial, siendo este el momento en el que animal presentó el primer 
signo de inicio a la inducción anestésica y el tiempo de inducción que es el lapso de tiempo 
medido en minutos a partir de que se administró el fármaco hasta cuando se alcanzó la inducción 
anestésica deseada. Por medio de la estadística descriptiva tabla 8, se evidenció que el efecto 
inicial se obtuvo primero en el protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) a los 3 minutos al 
igual que la inducción anestésica completa que fue a los 6 minutos, esto debido a que en este 
protocolo se administraron las dosis más altas trabajadas en esta investigación, lo que permite 
determinar que si se desea una anestesia con tiempos de inducción rápida esta sería la dosis ideal 
de administración teniendo en cuenta que se obtuvo un plano anestésico deseado con estabilidad 
cardiovascular, respiratoria y ausencia de reflejos. A pesar de que en los otros protocolos también 
se consiguió un plano anestésico bueno su tiempo de inducción no es el ideal ya que fue mucho 
más prolongado como en el caso del protocolo 1 (3 mg / kg K - 0,06 mg / kg DXT) en el que el 
tiempo de inducción anestésica se obtuvo hasta los 13 minutos. 
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5. CONCLUSIONES 
 
Con esta investigación se busca evaluar los efectos de administración intramuscular de 
ketamina con dexmedetomidina, sobre las constantes fisiológicas y la presentación de reflejos. 
Según los resultados obtenidos los protocolos produjeron una anestesia satisfactoria con la 
relajación muscular y la anestesia adecuada para procedimientos clínicos de hasta 30 minutos, 
teniendo en cuenta que este fue el punto máximo en el que se evaluaron los animales, ya que 
posterior a los 30 minutos se le administro el antagonista atipamezol. Se puede considerar que el 
grado anestésico logrado fue medio y profundo que cumple con las propiedades de un protocolo 
anestésico ideal en donde las constantes fisiológicas se mantienen y los reflejos palpebral y 
mandibular se encuentran ausentes con una relajación muscular óptima. 
Comparando los 4 protocolos, los resultados indican que las dosis planteadas en el 
protocolo 1(3 mg / kg K - 0,06 mg / kg DXT) y 2 (3 mg / kg K - 0,07 mg / kg DXT) cada uno 
de ellos producen una anestesia no óptima ya que su tiempo de inducción fue prolongado y el 
inicio de respuesta de los reflejos también fue retardado a partir de los 15 minutos. Mientras que 
el protocolo 4 (4 mg / kg K - 0,08 mg / kg DXT) si produjo una anestesia profunda con 
estabilidad vascular y respiratoria, con tiempo de inducción rápida y ausencia de reflejos que 
permitirían el desarrollo de procedimientos a tiempos de 30 minutos o tal vez más, teniendo en 
cuenta que se usó antagonista a los 30 minutos. 
Ningún fármaco puede considerarse idóneo para todos los eventos anestésicos, ya que 
todos poseen ventajas y desventajas. A pesar de esto, a partir de esta investigación una buena 
alternativa de anestesia es esta combinación de Ketamina y Dexmedetomidina, La 
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dexmedetomidina produce un alto grado de sedación que permite disminuir la dosis efectiva y 
disminuir los efectos secundarios o indeseables de la ketamina. 
El uso de Ketamina y Dexmedetomidina en las dosis mencionadas, producen bajas en los 
registros de las constantes fisiológicas sin que esto represente peligro para la vida ya que se 
mantienen en el rango ideal que no perjudica la vida del paciente. 
Los pacientes sometidos a los 4 protocolos anestésicos durante la investigación no 
presentaron ninguna complicación, estableciéndose un adecuado margen de seguridad para los 
animales del Bioparque. Por lo que pueden ser considerados seguros y eficientes en estas 
especies. 
Es indispensable en cualquier procedimiento que incluya anestesia en aves, mantener la 
temperatura ambiental óptima preferida para la especie, debido a que en el evento anestésico es 
usual que se presente el descenso de la temperatura corporal, en esta investigación fue esencial 
proporcionar un calentamiento suplementario a las aves para reducir al mínimo la perdida de 
calor durante la anestesia y en la recuperación. 
La evaluación a partir del reflejo palpebral, tono mandibular y relajación