ManualBIOTECNOLOGIA-vegetal

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Manual de Biotecnología Vegetal
Segunda edición
Soltero, R., L. Portillo y F. Santacruz-Ruvalcaba 
Departamento de Botánica y Zoología
CUCBA
Universidad de Guadalajara
3
DIRECTORIO
Mtro. Itzcóatl Tonatiuh Bravo Padilla
Rector General de la Universidad de Guadalajara
Dr. Miguel Ángel Navarro Navarro
Vicerrector Ejecutivo
Mtro. José Alfredo Peña Ramos
Secretario General
Dr. Salvador Mena Munguía
Rector del CUCBA
Mtro. Salvador González Luna
Secretario Académico
Mtro. José Rizo Ayala
Secretario Administrativo
Dr. Carlos Beas Zarate
Director de la División de Ciencias Biológicas y Ambientales
Dr. Ramón Rodríguez Macías
Jefe del Departamento de Botánica y Zoología
La presentación y disposición en conjunto de:
Manual de Biotecnología Vegetal
Segunda edición
D. R. © 2013, Universidad de Guadalajara
Av. Juárez 976, Guadalajara, Jal., 44100 México
Primera edición 2006
Segunda edición 2013
Es propiedad de los autores
© Soltero, R., L. Portillo y F. Santacruz-Ruvalcaba 
Ninguna parte de esta obra puede ser reproducida o transmitida, mediante ningún sistema o 
método, electrónico o mecánico (INCLUYENDO EL FOTOCOPIADO, la grabación o cualquier 
sistema de recuperación y almacenamiento de información), sin consentimiento por escrito 
de los autores.
Diseño y edición:
Rafael Soltero
Ilustraciones y fotografías:
Rafael Soltero
Liberato Portillo
Fernando Santacruz Ruvalcaba
ISBN: 978-607-507-286-9
Impreso en México 
Printed in Mexico 
5
PRÓLOGO
Antes que nada, quiero agradecer a mis amigos por darme la posibilidad de presentar esta nueva versión del Manual de Biotecnología Vegetal. Es notable la claridad y sencillez con que se explican todos los métodos y procedimientos, lo que refleja las habilidades y destrezas de los autores para describir cada una de las prácticas. De 
igual manera se refleja la experiencia acumulada durante su enseñanza teórico-práctica y 
la de sus compañeros de trabajo que han aportado conocimientos y enseñanzas para este 
manual.
Se incorporan nuevas técnicas en diferentes aspectos teóricos y prácticos de la Biotecnología 
vegetal, con la intención de que sean utilizadas por alumnos, profesores e investigadores 
interesados en el área. Comprende el conocimiento y las experiencias acumuladas de 
los autores, plasmados en la descripción de técnicas y en diversas herramientas para la 
micropropagacion y regeneración de diversas especies vegetales, así como para explicar 
algunos fenómenos fisiológicos en el control hormonal de las plantas.
Estoy segura que este manual facilitará el aprendizaje de los interesados en el tema y que 
al igual que la primera versión, ésta será un éxito.
Aprovecho la oportunidad para felicitar a los autores por su excelente trabajo.
Dra. Antonia Gutiérrez Mora
Director de la Unidad de Biotecnología Vegetal
Centro de Investigación y Asistencia en Tecnología 
y Diseño del Estado de Jalisco, A.C.
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CONTENIDO PÁGINA
 
 
Reglamento del Laboratorio
de Prácticas de Biotecnología 9 
 
Recomendaciones de seguridad 
en el laboratorio 11
 
PRÁCTICA 1
Preparación de medios de cultivo 17 
PRÁCTICA 2
Desinfección y establecimiento de cultivos asépticos 21 
 
PRÁCTICA 3
Propagación de crisantemo (Chrysanthemum sp.) por cultivo de nudos 25
PRÁCTICA 4
Propagación de cactos por proliferación de brotes axilares 29
PRÁCTICA 5
Organogénesis en tabaco (Nicotiana tabacum L.) 33
FIGURAS
3a, 3b y 3c, correspondientes a las prácticas 3, 4 y 5 37
PRÁCTICA 6
Regeneración por organogénesis de violeta africana 
(Saintpaulia ionantha Wendl) 39
PRÁCTICA 7
Embriogénesis somática en zanahoria (Daucus carota L.) 43 
PRÁCTICA 8
Embriogénesis somática indirecta en Agave tequilana Weber 47
 
FIGURAS
4a, 4b y 4c, correspondientes a las prácticas 6, 7 y 8 51
 
PRÁCTICA 9
Tinción diferencial de embriones somáticos de diversas 
especies vegetales 53
PRÁCTICA 10
Eliminación del transporte polar de auxinas 57
8
CONTENIDO PÁGINA
PRÁCTICA 11
Adaptación de plantas propagadas por cultivo de tejidos 
a condiciones de invernadero 61
FIGURAS 
5a, 5b y 5c, correspondientes a las prácticas 9, 10 y 11 65
Anexos 66
9
REGLAMENTO DEL LABORATORIO
 DE PRÁCTICAS DE BIOTECNOLOGÍA
El seguimiento del presente reglamento tiene como finalidad guardar la seguridad de los usuarios, así como optimizar el uso de los espacios físicos, equipos, material y reactivos del laboratorio.
1. Toda persona, sin excepción, que haga uso del laboratorio deberá acatar el presente 
reglamento.
2. El laboratorio se encuentra destinado a las prácticas de las materias de la Academia 
de Biología Aplicada. 
3. Es obligación de los profesores de este laboratorio dar a conocer el presente 
reglamento a sus alumnos.
4. Los alumnos deberán trabajar bajo la supervisión de un profesor, no permitiéndose 
por consiguiente que alumnos trabajen solos dentro del laboratorio.
5. Para el trabajo de laboratorio, los usuarios deberán portar bata blanca, de lo 
contrario se les negará el acceso a éste.
6. Queda prohibido el consumo y almacenamiento de cualquier tipo de alimento, 
bebidas o material voluminoso por tiempo prolongado, así como material biológico 
contaminante.
7. Estrictamente prohibido fumar y tomar bebidas embriagantes.
8. El uso de equipo deberá ser notificado previamente al responsable del laboratorio. 
Los alumnos deberán leer cuidadosamente las instrucciones de uso que están 
colocadas junto a los equipos y utilizarlos bajo la responsabilidad del profesor.
9. El uso de estufas, hornos o incubadoras no deberá ser por más tiempo del necesario, 
los usuarios deberán registrarse en las hojas de registro anexos a estos equipos.
10. El material de cristalería deberá ser solicitado al responsable del laboratorio y 
deberá ser entregado limpio y seco.
11. En caso de daño o pérdida de material o equipo el alumno deberá reportarlo al 
profesor o al encargado del laboratorio y en caso de romper material deberá 
reponerlo con otro de iguales características.
12. El uso de solventes y reactivos deberá hacerse bajo la supervisión del profesor de la 
materia. Es altamente recomendable usar equipo de protección. Todas las soluciones 
que se preparen deberán ir debidamente rotuladas (concentración, nombre de la 
solución y de la persona que lo preparó, fecha, etcétera) y almacenadas.
13. Queda prohibido dejar material sucio, reactivos y objetos sobre la mesa de trabajo. 
Deberá mantenerse limpia el área de trabajo, limpiando inmediatamente cualquier 
derrame.
10
14. En caso de ser el último en dejar el laboratorio deberá asegurarse de desconectar 
los equipos que no estén en uso y cerrar con llave la puerta de acceso.
15. Cualquier observación de mal uso del laboratorio, anomalía o desperfecto deberá 
ser reportada inmediatamente al profesor responsable.
16. Las llaves de paso para el agua y el gas se encuentran en la parte de abajo de la 
tarja frente a la puerta de acceso al laboratorio.
17. Las violaciones al presente reglamento ocasionará sanciones administrativas, 
desde económicas hasta el impedimento temporal del uso del laboratorio, de 
acuerdo a la reunión efectuada el 18 de diciembre del 2002, por los miembros de 
la Academia de Biología Aplicada. 
11
RECOMENDACIONES DE SEGURIDAD
 EN EL LABORATORIO
Autoclave: Este equipo trabaja a alta presión y en cada proceso de esterilización debe 
cuidarse el nivel del agua y cerrar las manivelas correctamente, por lo que nunca se debe 
sobrecargar. El tiempo de esterilización se cuenta cuando la presión está entre 18 a 22 lb/
in2 (1.2-1.3 kg/cm2) y 121 °C o cuando la válvula de seguridad empieza a desfogar. Una vez 
transcurrido el tiempo de esterilización (15-20 min) y antes de abrir la autoclave, la presión 
debe igualarse a la del ambiente abriendo laválvula de desfogue. Es requisito observar que 
la aguja del manómetro indique 0 lb/plg2 (0 kg/cm2) además de asegurarse que la válvula 
manual haya liberado el vapor acumulado, aun así hay que considerar que al abrir la tapa 
saldrá vapor muy caliente por lo que hay que usar bata y guantes de asbesto.
Campana de flujo laminar: Al trabajar en una campana de flujo laminar se debe considerar que 
existe un mechero con flama constante y un recipiente con alcohol que se usan para flamear 
continuamente el instrumental (pinzas, bisturí, etcétera). Es conveniente observar que ambas 
fuentes (flama y combustible) estén en extremos opuestos dentro de la campana; cuando 
algún instrumento se lleve a esterilizar a la flama, no se debe regresar inmediatamente 
al recipiente con alcohol pues existe el riesgo de encenderlo. Asimismo, el uso de la luz 
ultravioleta no debe activarse mientras se trabaja en este equipo. Si el flujo de aire le produce 
irritación en los ojos, debe usar lentes protectores.
Horno de esterilización por calor seco: El instrumental y cristalería que se introduce en este 
aparato para su esterilización, regularmente está en un contenedor metálico o envuelto en 
papel aluminio, al tomarlo se debe tener precaución de hacerlo una vez frío o con guantes 
de protección para evitar daño por quemaduras, ya que la temperatura que alcanza es de 
hasta 250 °C y el metal y vidrio se enfrían lentamente.
Horno de microondas: El uso de este equipo está destinado principalmente para licuar los 
medios de cultivo. Se debe tener especial cuidado al extraerlos, para lo cual es conveniente 
hacer uso de guantes de asbesto. Asimismo, es recomendable no agitarlos cerca del rostro o 
de otra persona, ya que puede proyectarse el líquido en ebullición y resultar en quemaduras 
en la piel. El tiempo necesario para calentar líquidos puede variar dependiendo de la marca, 
el modelo y el volumen a licuar.
Parrilla de agitación con calentamiento: El principal uso de este equipo está destinado para la 
homogenización de los diversos compuestos de un medio de cultivo. Cuando se requiera el 
uso de temperatura mayor a la del ambiente, se deberán utilizar recipientes de cristal, así 
como evitar tocar la superficie de la parrilla. Para utilizar la barra magnética en recipientes 
de vidrio hágalo deslizándola por las paredes. Mantenga una vigilancia constante sobre la 
agitación y no lo haga a velocidades muy altas.
12
Botiquín, regadera y lavaojos: El laboratorio cuenta con un botiquín de primeros auxilios, 
lavaojos y regadera que se encuentran a la vista. En caso que entre en contacto con sus 
ojos alguna sustancia, utilice el lavaojos solamente con la solución especial que contiene 
la botella plástica. En caso necesario la regadera esta cerca de la entrada del laboratorio 
y siempre funciona, jale fuerte de la cadena metálica y colóquese directamente bajo la 
regadera (cualquier uso indebido de los sistemas de seguridad será sancionado).
13
USO DE EQUIPOS DIVERSOS
Potenciómetro
Este aparato permite conocer el pH de diferentes soluciones, expresa el logaritmo negativo de 
la actividad del ión hidrógeno en escala de 0 a 14 (ácido a alcalino). Se utiliza principalmente 
para ajustar el pH de los medios de cultivo después de agregar todas las sustancias que 
requiere excepto el gelificante y el carbón activado. Es conveniente calibrar el potenciómetro 
con una solución de pH de referencia (4, 7, ó 10) antes de tomar las lecturas para que sean más 
exactas. La lectura de pH puede tardar varios segundos en aparecer estable en la pantalla, 
si una lectura cambia constantemente no se puede considerar correcta. Después de haber 
conocido el pH de la solución es necesario llevarlo al nivel adecuado que generalmente es 
de 5.8 para lo cual se utilizan soluciones ácidas (HCl 0.1 y 1.0 N) o alcalinas (NaOH 0.1 y 1.0 
N) para llevar el pH hasta el nivel deseado, estas soluciones ajustadoras se deben agregar 
gota a gota en el medio en agitación para que se integren rápidamente, aún así el cambio 
en la lectura podría tardar algunos segundos. Después de usar el potenciómetro, lave y 
seque el electrodo y coloque nuevamente su cubierta que siempre debe contener buffer. 
Las soluciones para ajustar el pH pueden ser irritantes al contacto con la piel, los ojos o la 
boca, manéjelas con precaución.
Agitador orbital
Es utilizado para agitar los cultivos de células en suspensión, permitiendo la disolución del 
aire en el medio para mantener oxigenado el cultivo. Antes de colocar o retirar cultivos del 
agitador debe estar apagado, es importante que los matraces o recipientes estén puestos en 
sujetadores o adheridos a la superficie con alguna cinta adhesiva lo suficientemente fuerte 
para evitar que los contenedores se caigan durante la agitación, no utilice velocidades de 
agitación muy altas al menos que sea estrictamente necesario, la mayoría de las células 
vegetales en cultivo requieren entre 100 a 120 rpm. Es conveniente que los matraces que se 
utilicen sean de al menos el doble de capacidad del volumen de medio utilizado. Si necesita 
modificar la velocidad de agitación y hay otros cultivos en el agitador tiene que preguntar 
si esto podría afectarlos.
Balanza analítica
La preparación de reactivos en cultivos de tejidos vegetales requiere del manejo de peso 
de gran precisión, por lo que se requiere el uso de balanzas electrónicas con sensibilidad 
al menos de cuatro decimales de gramo (0.0000 g). La calibración de balanzas deberá ser 
llevada a cabo por el encargado de laboratorio o por el profesor responsable, por ello los 
botones de ajuste no serán manejados por los alumnos. Los únicos botones que serán 
utilizados por los alumnos son los de encendido/apagado y el de tarar. 
Para usar una balanza analítica, quite la cubierta plástica, asegúrese del paso de corriente 
eléctrica, oprima el botón de encendido, permita que se inicie el programa y la pantalla 
indique 0.0000 g. Enseguida abra la vitrina y coloque sobre la platina de la balanza, una 
charola de peso del tamaño adecuado para el volumen del reactivo a pesar. Presione el 
botón de tarar para despreciar el peso de la charola y llevar de nuevo a cero la lectura. 
14
Utilice espátula para el manejo del reactivo, es conveniente depositarlo gradualmente para 
no rebasar el peso buscado y así evitar tener que regresar reactivo manipulado a su depósito 
(lo que nunca es recomendable). Si existe alguna corriente de aire, la lectura del peso no se 
estacionará hasta que cierre la vitrina. Una vez alcanzado el peso deseado oprima el botón 
de apagado y sin hacer presión sobre la platina de la balanza, tome con cuidado la charola 
con el reactivo que ha pesado y cierre la vitrina.
Si durante el proceso de pesado, se observan residuos en la platina de la balanza, luego 
de cortar la corriente eléctrica y con ayuda de una brocha de pelo suave, retírelo sin hacer 
presión.
Al terminar de usar la balanza, limpie cualquier residuo derramado, asegúrese de cubrir 
y desconectarla de la corriente eléctrica mediante el apagado del regulador de voltaje o 
supresor de picos.
Micropipetas
Algunas sustancias como las auxinas y citocininas, deben disolverse en líquido antes de 
utilizarse. Para medir y agregar estas soluciones, se utilizan las micropipetas, ya que permiten 
el manejo de pequeños volúmenes de forma muy precisa dependiendo de la capacidad: de 
1 a 10 μL, de 10 a 100 μL y de 100 a 1000 μL (recuerde que 1 mL equivale a 1000 μL). Al 
presionar el pulsador suavemente se sienten dos topes, el primero es para expeler el aire 
que equivale al volumen a tomar del líquido en medición, el segundo se utiliza para expeler 
el residuo que quedan en las puntas. La parte superior de las micropiopetas presentan 
un botón giratorio con flechas de indicación más o menos volumen, estas se mueven en 
dirección del volumen buscado, el cual se podrá leer en los números de la ventana lateral. 
Nunca debe rebasar los límites mínimo y máximo de lectura de la micropipeta, ya quesi es 
forzado el sistema, éste se desajustará e inclusive se puede desarmar su mecanismo, lo que 
la inutilizará y hará necesario su reparación en taller calificado. Para tomar la solución en 
medición, se utilizan puntas de plástico desechables, mismas que se ajustan perfectamente 
a la parte basal de las micropipetas de acuerdo a su capacidad.
Para usar una micropipeta, tómela cuidadosamente de su empaque, coloque la punta 
correspondiente para el volumen que va a medir, ajuste los microlitros (μL) requeridos 
mediante el botón giratorio, presione hasta sentir el primer tope, introduzca la punta en la 
solución a medir, suelte la presión para permitir la succión, luego de tomada la muestra, 
cuide de no invertir la micropipeta, llévela hasta donde será expulsada la muestra, lo que 
se hará al presionar de nuevo hasta el primer tope, si quedó algún residuo, presione hasta 
el fondo para liberarlo. Cambie de punta cada vez que mida un diferente reactivo. Deposite 
las puntas usadas en un recipiente sin tocarlas con los dedos, de tal manera que no se 
revuelvan con aquellas sin usar.
Al terminar de usar una micropipeta, guárdela en su empaque respectivo. 
Refrigerador
Varios reactivos, sustancias y medios de cultivo se deben conservar en refrigeración, pero 
antes de introducir cualquier material al refrigerador, éste debe ser rotulado con el nombre, 
concentración, fecha de elaboración, etcétera. Es importante conocer a que temperatura 
debe ser conservado, si es menor de 0 °C (congelador) o mayor (refrigerador).
El material dentro del refrigerador debe estar colocado en recipientes libre de suciedad, 
y cualquier medio contaminado es conveniente desalojarlo y llevarlo a la autoclave para 
esterilizarlo.
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El refrigerador debe limpiarse al menos una vez al mes y cuando algún material se haya 
derramado. Para ello debe desconectarse de la corriente eléctrica y usar guantes plásticos 
para evitar el contacto con posibles sustancias peligrosas. 
Microscopios
Para observar las células, tejidos y estructuras morfogénicas vegetales, es necesario 
hacer uso de microscopios, el más utilizado es el de bajos aumentos con enfoque amplio 
(estereoscopio), pero también se usa el microscopio compuesto (con objetivo de inmersión). 
El microscopio de bajos aumentos es muy útil para observar estructuras morfogénicas 
como brotes, raíces y embriones somáticos, en tanto que el microscopio compuesto ayuda 
bastante para observar detalles de tejidos y células individuales.
Para usar el microscopio de bajos aumentos primero se conecta a la corriente eléctrica, 
posteriormente se enciende y se ajustan los oculares a las dimensiones del rostro del 
observador. Las muestras deben ser colocadas siempre sobre una caja de Petri, nunca 
directamente sobre la platina del microscopio. Se enfoca luego de cada cambio de aumento, 
por lo que existen dos botones giratorios, uno para graduar los aumentos y otro el enfoque. 
Cuide de no tocar los objetivos con la muestra, si esto sucede limpie inmediatamente con 
papel y solución limpiadora de microscopios.
Puede cambiar la fuente e intensidad de luz para mejores contrastes, incluso muchas veces 
al modificar el color del fondo de la platina, hace que la muestra tenga mejor resolución 
visual.
El microscopio compuesto es de uso delicado, por lo que debe ser manejado con mayor 
precaución. Luego de encenderlo y ajustar los oculares al rostro del observador, la muestra 
que siempre debe ir en un portaobjetos y con cubreobjetos, se desliza y sujeta sobre la 
platina. De inicio se hace una exploración del campo visual con el objetivo más pequeño 
disponible, generalmente el de diez aumentos (10x), para ello se gira el revólver que contiene 
hasta ubicar el objetivo deseado. El lado derecho del microscopio presenta varios botones 
giratorios, cerca de la platina existen dos que sirven para moverla en ambos sentidos, de 
izquierda a derecha y de atrás hacia adelante; otros dos ajustan el enfoque, el mayor de ellos 
realiza enfoques con amplios movimientos, en tanto que el pequeño los hace de una manera 
más fina. Los avances hacia mayores aumentos (20, 40 ó 100x) se hace de manera gradual, 
luego de ubicar en cada paso el campo visual de interés. El único objetivo de inmersión es 
el de 100x, después de haber ubicado el campo a observar, se coloca una gota de aceite 
de inmersión sobre el portaobjetos de la muestra, se baja con el botón giratorio de enfoque 
fino, hasta que entren en contacto el objetivo de 100x y el aceite de inmersión. Siempre 
se debe cuidar que ningún objetivo toque el cubreobjetos, ya que puede mover la muestra 
debajo de él, e incluso llegar a romper el portaobjetos.
La luz se puede modificar en intensidad y reflexión, para ello haga uso del diafragma y del 
botón regulador, con ello podrá ubicar la mejor resolución visual.
Adaptador de video
Este equipo es de uso delicado y sólo debe hacerlo bajo la supervisión de un profesor, la 
cámara de video está conectada al tubo triocular de un microscopio óptico para observar 
preparaciones planas en portaobjeto con su respectivo cubreobjeto. Es importante revisar 
las conexiones de la cámara de video a la pantalla para que se transfiera la imagen, la 
pantalla debe estar en formato de video para recibir la señal.
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Nota: Todo equipo que necesita energía eléctrica, debe de tomarla a través de un regulador de 
voltaje con clavijas de tres puntas (con descarga a tierra). Después de usar el equipo antes 
de guardarlo debe limpiar cualquier resto de suciedad. Para el caso de los microscopios use 
papel especial para este tipo de aparatos.
MANEJO DE SUSTANCIAS PELIGROSAS
Son pocas las sustancias peligrosas que se manejan en las prácticas de Biotecnología 
vegetal pero no por eso se debe descuidar su manejo. Los reguladores de crecimiento 
sintéticos como el 2,4-D (ácido 2,4-diclorofenoxiacético) y el TDZ (tidiazurón) se consideran 
sustancia peligrosas y nunca deben manejarse sin equipo de protección como mascarilla o 
cubrebocas en el momento de pesarlos y guantes para manejarlos. Nunca se debe permitir 
el contacto con la piel u otras partes del cuerpo, tampoco los medios de cultivo que los 
contengan deben tocarse, a pesar de que se utilizan en concentraciones muy bajas es 
conveniente tener en cuenta el riesgo que representan, ya que pueden ser mutagénicos y 
potencialmente cancerígenos.
El uso del hipoclorito de sodio (blanqueador comercial) debe hacerse con sumo cuidado, 
ya que es una sustancia corrosiva e irritante al contacto con partes sensibles del cuerpo, es 
recomendable usar guantes y cubreboca para su manejo y es obligatorio utilizar perilla de 
extracción si va a ser manejado con pipeta (ninguna sustancia de debe pipetear con la boca).
Las sustancias que se utilizan para ajustar el pH del medio (HCl y NaOH 0.1 ó 1.0 N) pueden 
ser irritantes al contacto con la piel o mucosas, de llegar a ocurrir se debe lavar con agua 
abundante.
Algunas sales minerales también pueden ser irritantes al contacto e inhalación, es conveniente 
leer las etiquetas para tener información sobre su manejo.
Manejo seguro de azul de Evans (práctica 9). Este reactivo viene previamente preparado en 
viales, su manejo debe hacerse mediante pipetas Pasteur con uso de guantes desechables 
y lentes protectores sobre un área cubierta de papel absorbente. El colorante ya usado 
y los materiales (guantes, papel, instrumental, viales, etcétera) que tuvieron contacto con 
el reactivo, deberán ser sumergidos por 10 min en una solución de detergente con cloro 
comercial, para luego desecharse o lavarse de manera convencional.
 
17
PRÁCTICA 1
PREPARACIÓN DE MEDIOS DE CULTIVO
Introducción. El manejo de cualquier organismo dentro del laboratorio implica necesariamente 
su cultivo y en algunos casos su propagación, para lo cual se requiere un medio que 
sustente a la planta, tejido o célula y le proporcione los nutrimentos, agua, vitaminas, 
azúcares, etcétera, indispensables para mantenerlos con vida y realizar diferentes procesosmorfogénicos que son altamente demandantes de energía y nutrientes, además, que son 
mediados por sustancias reguladoras del crecimiento. Normalmente, las plantas absorben 
esos nutrientes del suelo, casi todos como iones; un Ion es un átomo, o grupo de átomos, 
los cuales tienen carga positiva (catión) y carga negativa (anión). En cultivo in vitro, los 
macro y micronutrientes son proveídos por los medios de cultivo preparados con sales, las 
cuales en solución acuosa se disocian en cationes y aniones. De acuerdo a George (1993), 
un medio de cultivo básico está compuesto por macro y micronutrientes, vitaminas, fuentes 
de carbono y un agente gelificante (si el medio es semisólido). Entre los elementos más 
importantes se considera el Nitrógeno (Clarkson y Hanson, 1980), muy importante para el 
desarrollo y mofogénesis en cultivo in vitro; el fósforo porque interviene en los procesos de 
transferencia de energía y producción de ácidos nucleicos y proteínas (George 1993), y el 
potasio como catión principal porque permite el balance de las cargas así como la regulación 
del potencial osmótico de las células. El medio de cultivo más exitoso (MS) es el formulado 
por Murashige y Skoog (1962), del cual se han derivado el resto, al hacer las modificaciones 
de acuerdo a los requerimientos de las especies estudiadas. 
Objetivo. Preparar medios de cultivo que serán utilizados en otras prácticas.
Metodología.
Preparación de concentrado del medio de cultivo MS:
1. Multiplicar las cantidades de los componentes del medio (sales minerales) por 10 para 
obtener concentrado para 10 L de medio.
2. Pesar y disolver cada una de las cantidades (excepto el Na2 EDTA y el FeSO4) en 
aproximadamente 500 mL de agua destilada o desionizada en constante agitación.
3. Disolver por separado el Na2 EDTA y el FeSO4 para obtener la forma quelatada y 
asimilable del hierro.
4. Adicionar el compuesto quelatado al resto de los componentes.
5. Adicionar las vitaminas si éstas son requeridas.
6. Adicionar la sacarosa o azúcar, disolver y aforar a 1 L.
7. Vaciar en diez frascos con 100 mL de concentrado cada uno, que contendrá los 
componentes de 1 L de medio. Mantenerlos en congelación.
18
Preparación del medio de cultivo a partir de concentrado (Figura 1):
1. Descongelar el concentrado en horno de microondas por 1 min.
2. Agregar los reguladores de crecimiento u otros aditivos si los requiere (excepto el agar 
o gelificante).
3. Aforar a 1 L con agua destilada o desionizada.
4. Ajustar el pH de la solución a 5.8 ± 0.03
5. Separar la solución en dos matraces de 1 L de capacidad con 500 ml en cada uno.
6. Agregar el agar u otro gelificante y fundir en horno de microondas por aproximadamente 
5 min (dependiendo del horno) hasta antes de ebullición, el medio debe tornarse 
cristalino.
7. Dejar enfriar por unos minutos y verter aproximadamente 25 mL en cada frasco 
(menos volumen para tubos de ensaye), tapar y poner a esterilizar en autoclave entre 
18 y 22 lb/in2 (1.2-1.3 kg/cm2), 121 ºC durante 15 min.
8. Si el medio se va a verter en cajas de Petri (ya sean de vidrio o de plástico previamente 
esterilizadas) éste se esteriliza en el matraz tapado con papel aluminio y posteriormente 
se vierte en los recipientes en la cámara de flujo laminar.
9. Se deja enfriar de preferencia en la campana de flujo laminar, ya gelificado se puede 
utilizar o refrigerar para su posterior uso.
Nota: es necesario rotular los recipientes para saber el tipo de medio que contienen.
Figura 1. Diagrama de flujo que muestra la secuencia en la preparación del medio de cultivo.
Literatura citada
Clarkson, D. T. y Hanson, J. B. 1980. The mineral nutrition of higher plants. Ann. Rev. Plant 
Physiol. 31: 239-298.
George, E. F. 1993. Plant Propagation by Tissue Cultures. The Technology. Exegetics Ltd. 
(Eds.). Edington, Inglaterra. pp.: 274-243. 
Murashige, T. y Skoog, l. 1962. A revised medium for rapid growth and bio-assays with 
tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 15: 473-497.
 8 
 1,2 y 3 4 5 y 6 7 
pH 5.8
19
RESULTADOS
 
20
CUESTIONARIO
1. Describa con sus propias palabras que es un medio de cultivo:
2. ¿Cuales son los componentes del medio MS y los aditivos que contiene el concentrado?
Nombre del compuesto Fórmula mg/L
Aditivos: Nombre de la mezcla cantidad
Fuente de carbono cantidad
3. ¿Qué relación mantiene el EDTA con la asimilación del Fe?
4. ¿Por qué se debe ajustar el pH del medio?
5. Bibliografía consultada
21
PRÁCTICA 2
DESINFECCIÓN Y ESTABLECIMIENTO DE CULTIVOS ASÉPTICOS
Introducción. El establecimiento del cultivo en forma aséptica es una de las etapas cruciales 
y más difíciles en la micropropagación de plantas, consiste en la desinfección superficial 
(en algunas ocasiones sistémica) del material vegetativo que se pretende establecer in 
vitro. Las plantas provenientes del campo, de vivero o de invernadero están expuestas a 
una gran cantidad y variedad de gérmenes que se encuentran en el aire, suelo o hasta en la 
misma planta, estos microorganismos son capaces de proliferar rápidamente en los medios 
de cultivo, ya que contienen agua, azucares y nutrientes favorables para su desarrollo. 
Al establecer un cultivo se debe evitar la aparición de cualquier microorganismo, ya que 
además de interferir el crecimiento de la planta, liberan toxinas al medio de cultivo que 
pueden llegar a matar a la planta. La calidad de las plantas propagadas se puede ver 
disminuida por el efecto de los contaminantes. Las etapas que son necesarias para una 
efectiva descontaminación dependen de la naturaleza del vegetal y del tipo de explante a 
utilizar (George, 1993). El desinfectante más utilizado es el hipoclorito de sodio o calcio por 
su actividad bactericida y fungicida a un pH entre 6 y 7 (Dychdala, 1977). Utilizar alcohol 
etílico con esos propósitos algunas veces es efectivo (Higuchi y Amaki, 1989), excepto para 
las semillas de cactáceas. También se han utilizado otras soluciones como cloruro de 
mercurio, sin embargo, por su efecto tóxico y daños en el ambiente, no se recomienda a 
pesar del éxito en algunos procesos como desinfectante de semillas de betabel (Powling y 
Hussey, 1981). También se ha utilizado peróxido de hidrógeno o permanganato de potasio.
Objetivo. Conocer los diferentes métodos de desinfección para establecer plantas en 
condiciones de asepsia. 
Metodología. Como se mencionó anteriormente existen diferentes sustancias que pueden 
utilizarse en la desinfección de material vegetativo, como el hipoclorito de calcio, hipoclorito 
de sodio, cloruro de mercurio y otros, de los cuales el más utilizado es el hipoclorito de 
sodio (NaOCl) o blanqueador comercial que generalmente contiene 6 % de cloro activo, el 
cual es muy eficaz y fácil de remover al final del proceso. 
Se utilizan diferentes concentraciones y tiempos de exposición dependiendo del material 
que se va a desinfectar, por ejemplo, las semillas pueden exponerse a concentraciones 
del 50 % v/v de hipoclorito de sodio y agua estéril, hasta por 15 min, en el caso de tejidos 
delicados y frágiles se recomiendan concentraciones de 10 % v/v pero se aumenta el 
tiempo. Es recomendable agregar unas gotas de tween o detergente líquido para romper la 
tensión superficial del agua, esto ayuda en la desinfección de semillas y tejidos rugosos.
Es necesario realizar tres o cuatro enjuagues con agua estéril para remover los residuos del 
desinfectante. El material frágil como las hojas de violeta africana se manejan con cuidado 
ya que pueden ser lastimadas con las pinzas si se presionan con fuerza. Las semillas o 
22
tejidos pequeños se deben colocar en una malla de tela y cerrar con pinzas Kelly para evitar 
que se dispersen en la solución (Figura 2). Todo el proceso anteriormente descrito debe 
hacerse dentro de lacamara de flujo laminar y con las medidas asépicas pertinenetes.
Figura 2. Secuencia en el proceso de desinfección.
Nota: a los 3 ó 4 d de cultivo se observa si los explantes fueron desinfectados exitosamente. Detectar la 
aparición de microorganismos como bacterias y hongos (mohos y levaduras). Si las colonias de bacterias u 
hongos (sin esporular) no tienen contacto con el explante, éste, pueden ser transferido a un nuevo medio. 
Literatura citada
Chalupa, D. 1979. In vitro propagation of some broad-leaved forest trees. Common. Inst. 
Forest. Cechoslov. 11,159-170.
Dychdala, G. R. 1977. Densinfectation, sterilization and preservation. Block S.S. (Ed.). Lea 
and Fchiger, Philadelphia. EUA. pp. 167-195.
George, E. F. 1993. Plant Propagation by tissue cultures. The Technology. Exegetics Ltd 
(Eds.). Edington, Inglaterra. pp: 117-129.
Higuchi, H. y Amaki, W. 1989. Effects of 6-bencylaminopurine on the organogenesis of 
Asplenium nidus L. through in vitro propagation. Scientia Hort.37: 351-359.
Powling, A. y Hussey, G. 1981. Establishment of aseptic cultures of sugar beet. Ann. Rep. 
John Innes Inst. 1980. p. 60.
Alcohol Solución de T res enjuagues con agua Siembra 
96 % NaOCl + humectante d estilada estéril o cultivo 
 
23
RESULTADOS
 
24
CUESTIONARIO
1. ¿Puede ser esterilizado el material vegetal? _______, ¿Por qué?
2. ¿Cómo explica la aparición de contaminantes en: a) dentro del medio de cultivo, 
 b) en la superficie del medio, c) en el explante?
 a)
 b)
 c)
3. ¿Pueden ser eliminados los virus mediante desinfección superficial?____, ¿por qué?
4. ¿A qué se le llama contaminación sistémica y como se elimina?
5. Bibliografía consultada
25
PRÁCTICA 3
PROPAGACIÓN DE CRISANTEMO (Chrysanthemum sp.) 
POR CULTIVO DE NUDOS
Introducción. Cuando se requiere clonar plantas sin correr el riesgo de la aparición de 
variaciones genéticas en el material, se recomienda aplicar métodos en los cuales se utilicen 
yemas meristemáticas vegetativas preexistentes, las cuales se encuentran en los ápices 
de crecimiento y en las axilas de las hojas, estas yemas tienen la capacidad intrínseca de 
desarrollarse en brotes con o sin el estímulo de los reguladores de crecimiento; los brotes 
ya formados deben pasar por una fase de enraizamiento para poder obtener las plantas 
completas que son consideradas como clones genéticamente uniformes. Una de las 
desventajas de este sistema es que, si el material madre está contaminado con virus, los 
clones de nuevas plantas eventualmente también podrían estarlo. No obstante el proceso ha 
sido muy largo desde los primeros intentos por micropropagar brotes de maíz y algodón por 
Robbins (1922), quién los colocó en medio líquido con azúcar y en la oscuridad, los brotes 
desarrollaron raíces. Loo (1945; 1946) presentó las siguientes observaciones: El crecimiento 
depende de la concentración de sacarosa, la cual es más necesaria en condiciones de 
oscuridad. Los explantes pueden crecer en medio con 0.5 % de agar. El desarrollo in vitro 
puede continuar indefinidamente; el cultivo de brotes es una manera de propagar material 
vegetal a gran escala, lo cual es una realidad demostrada con el cultivo de papa (Akita y 
Takayama, 1988), plátano (Mante y Tepper, 1983) o caña de azúcar (Taylor y Dukic, 1993), 
los cuales son los métodos de mayor uso comercial.
Objetivo. Demostrar la capacidad de los meristemos axilares de crisantemo para generar 
plantas con uniformidad genética.
Materiales y métodos. Se utilizarán plantas asépticas de crisantemo previamente establecidas 
in vitro, de las cuales se cortarán fragmentos de tallo (nudos) que contengan una hoja con 
su correspondiente meristemo axilar, serán sembrados cinco nudos por frasco en medio MS 
suplementado con las vitaminas L2 (ver anexos) y MS con 4 g/L de carbón activado.
Nota: Es necesario mantener la polaridad de los explantes, por lo tanto no se debe remover la hoja para saber 
cual es su posición correcta.
Incubación. Se colocan a 27 °C con fotoperiodo de 18 h a 2000 lux de intensidad.
Nota: a los 7 d de cultivo se inicia la formación de estructuras radiculares estimulada por la síntesis de auxinas 
de la hoja. A los 15 d aparece el brote y las raíces se encuentran completamente desarrolladas, en ese momento 
se considera que se tiene la planta completa. A los 30 d de cultivo se puede calcular la tasa e propagación y 
las plantas pueden ser transferidas a condiciones de invernadero o resembradas para multiplicar el material 
hasta tener la cantidad de plantas deseada (Figura 3a, pág. 37). 
Nota: La transferencia de plantas de crisantemo a condiciones de invernadero se presenta en la práctica 
número 11.
26
Literatura citada
Akita, M. y Takayama, M. 1988. Mass production of potato tubers using jar fermentor 
techniques. Acta Hort. 230: 55-61.
Loo, S. W. 1945. Cultivation of excised stem tips of Asparagus in vitro. Am. J. Bot. 32: 13-17.
Loo, S. W. 1946. Further experiments on the culture of the excised Asparagus tips in vitro. 
Am. J. Bot. 33: 156-159.
Mante, S. y Tepper, H. B. 1983. Production of Musa textiliis Nee plants from apical meristem 
slices in vitro. Plan Cell Tiss. Org. Cult. 2: 151-159.
Robbins, W. J. 1922. Cultivation of excised root tips and stems tips under sterile conditions. 
Bot. Gaz. 73: 376-390.
Taylor, P. W. J. y Dukic, S. 1993. Development of an in vitro culture technique for conservation 
of Saccharum officinarum spp. hybrid germoplasma. Plan Cell Tiss. Org. Cult. 34: 217-
222.
27
RESULTADOS
 
28
CUESTIONARIO
1. ¿Cuáles son las dos razones por las que no se removió la hoja de los explantes?
 1)
 2)
2. Calcule la tasa de propagación de crisantemo a 6 meses
3. ¿Se espera variabilidad genética en los clones obtenidos de crisantemo? __________ 
¿por qué?
4. ¿Qué importancia tiene el crisantemo?
5. Bibliografía consultada
29
PRÁCTICA 4
PROPAGACIÓN DE CACTOS POR PROLIFERACIÓN 
DE BROTES AXILARES
Introducción. La dominancia apical es el fenómeno mediante el cual el ápice principal de 
crecimiento suprime el desarrollo de los meristemos axilares, de tal manera que las plantas 
con fuerte dominancia apical no desarrollan ramificaciones lo que dificulta su propagación 
vegetativa. Se ha probado eliminar ese meristemo de crecimiento para incrementar la 
producción de brotes, por ejemplo en rosa (Versan y col., 1982), manzana (Yae y col., 
1987). La dominancia apical es frecuente en las cactáceas, para su micropropagación se 
requiere la adición de citocininas al medio de cultivo, las cuales tienen la capacidad de 
romperla al permitir el desarrollo de brotes múltiples a partir de las areolas que contienen los 
meristemos axilares. Se considera que el cultivo de tejidos en cactos es un método eficiente 
de propagación a gran escala para variedades ornamentales, además de su aplicación en 
la conservación de especies amenazadas. En la mayoría de las especies de cactáceas, la 
rizogénesis se logra de manera espontánea sin reguladores de crecimiento. Este método de 
micropropagacion se ha aplicado con éxito a varias especies como Strombocactus disciformis, 
Turbinicarpus pseudomacrochele (Soltero, 1996), Epithelantha micromeris (Velásquez, 1997) y 
Pelecyphora strobiliformis (Arias, 2002).
Objetivo. Comprobar el efecto de rompimiento de dominancia apical mediante el uso de 
citocininas.
Materiales y métodos. 
-Explantes. Se utilizarán ápices de brote de 2 cm de longitud provenientes de cultivos 
asépticos (Figura 3b, pág. 37).
-Medio de cultivo. Medio MS-C (ver anexos).
-Establecimiento. Los tallos se colocan sobre una caja de Petri estéril, se cortan los ápices 
y éstos se colocan en posición vertical en el medio.
Incubación. Se colocan en el incubador a 27 °C con fotoperiodo de 18 h a 2000 lux de 
intensidad.
Nota: a los 20 d de cultivo se inicia el proceso de formación de nuevos brotes a partir de las areolas en la parte 
basal del tallo.A los 30 d los brotes son evidentes y puede calcularse la tasa de propagación, a los 35 d pueden 
ser separados para su enraizamiento o subcultivados para una producción a gran escala (Figura 3b, pág. 32).
Literatura citada
Arias, A. A. 2002. Micropropagación de Pelecyphora strobiliformis (Wandermann) Fric et 
Cheelle (Cactacea) especie mexicana en peligro de extinción. Tesis de licenciatura. 
Universidad de Guadalajara. pp. 31-39.
Bressan, P. H.; Kim, Y. J., Hyndmann, E., Hasegawa, P. M. y Bressnan R. A. 1982. Factor 
affecting in vitro propagation of Rose. J. Am. Soc. Hort. Sci. 107: 979-990.
30
Soltero, Q. R. 1996. Micropropagación de dos especies de la línea “B” Strombocacti 
(Cactaceae). Tesis de Maestría. Universidad de Guadalajara. pp. 12-18.
Velásquez, E. L. E. 1997. Micropropagación de Epithelantha micromeris (Eng.) Weber ex 
Britton et Rose, var. micromeris, Cactácea. Tesis de licenciatura. Universidad de 
Guadalajara. Pp.: 26-33.
Yae, B. W.; Zimmerman, R. H.; Fordham, I. y Ko, K. C. 1987. Influence of photoperiod, apical 
meristem, and explant orientation on axillary shoot proliferation of apple cultivars in 
vitro. J. Am. Soc. Hort. Sci. 112: 588-592.
31
RESULTADOS
 
32
CUESTIONARIO
1. Describa el fenómeno de dominancia apical
2. ¿Por qué se adicionaron citocininas al medio de cultivo?
3. ¿Se espera variación genética en los clones obtenidos por este método? ¿por qué?
4. Calcule la tasa de propagación a 6 meses de la especie propagada
5. Bibliografía consultada
33
PRÁCTICA 5
ORGANOGÉNESIS EN TABACO (Nicotiana tabacum L.)
Introducción: La organogénesis se refiere a la producción de brotes y raíces que pueden ser 
inducidos a partir de callo (organogénesis indirecta) o sobre el tejido del explante original 
(organogénesis directa) en el que normalmente no se generan tales órganos (Figura 3c, 
pág. 37). En general, para obtener plantas por esta vía se requiere la inducción de brotes, 
el desarrollo y multiplicación de los mismos, así como su enraizamiento y trasplante a 
tierra. Este proceso resulta muy atractivo, al lograr una propagación rápida con pequeñas 
secciones de tejido (Hurtado y Merino, 1987).
La primera indicación de que la organogénesis in vitro se podría regular químicamente, 
fue dada por Skoog (1944), quien encontró que la adición de auxinas al medio servía 
para estimular la formación de la raíz, mientras que la iniciación de los brotes se inhibía, 
para tal efecto se requiere la adición de citocininas en combinación con bajas o nulas 
concentraciones de auxina. 
Es conveniente aclarar que el resultado típico de la relación entre el balance que guardan las 
auxinas y citocininas no siempre es el mismo para todas las especies (George y Sherrington, 
1984), y también se puede presentar una respuesta diferente por efecto del genotipo.
Objetivo: Inducir la respuesta morfogenética de organogénesis en explantes de tabaco 
mediante diferentes dosis de auxina-citocinina.
Metodología: Obtener plántulas asépticas a partir de semillas de tabaco en condiciones in 
vitro de acuerdo a la práctica número 2. Luego de 15 d de la germinación, se toman las 
plántulas con ayuda de pinzas y se colocan en cajas de Petri estériles para cortar con un 
bisturí y obtener los hipocotilos. Los explantes se llevarán a cajas de Petri con medio MS 
(Murashige y Skoog, 1962) suplementado con las vitaminas de Phillips y Collins (1979), 
30 g/L de sacarosa con dos diferentes tratamientos de reguladores de crecimiento: T-3 
que contiene 0.3 mg/L de AIA y T-14 que contiene 1.0 mg/L de AIA y 0.3 mg/L de KIN, 
posteriormente se llevan a cultivo por espacio de 30 d. 
Nota: durante el cultivo se deben registrar todos los cambios, así como la presencia de cualquier órgano (raíz 
o brote aéreo). Registre cuantitativa y cualitativamente los cambios observados. En la figura 3c (pág. 32) se 
aprecian las posibles vías de regeneración por organogénesis.
34
Literatura citada
George, E. F. y Sherrington, P. D. 1984. Plant propagation by tissue culture. (Handbook and 
directory of commercial laboratories). Exegetic Limited, England. 709 p.
Hurtado, D. V. M. y Merino, M. E. 1987. Cultivo de tejidos vegetales. Ed. Trillas, México. p. 151.
Murashige T. y Skoog, F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco 
tissue cultures. Physiol. Plant. 15: 473-479.
Phillips, G. C. y Collins, G. B. 1979. In vitro tissue culture of selected legumes and plant 
regeneration from callus cultures of red clover. Crop. Sci. 19: 59-64.
Skoog, F. 1944. Growth and organ formation in tobacco tissue cultures. Am. J. Bot. 31: 
19-24.
35
RESULTADOS
 
36
CUESTIONARIO
1. ¿Cuál es la razón de haber utilizado hipocotilos de tabaco como explantes?
2. ¿Qué sistema de regeneración se utilizó en esta práctica?
3. ¿En qué zonas de los explantes aparecen los nuevos órganos?, ¿por qué?
4. ¿Por qué en una misma caja de cultivo hubo explantes que sólo formaron raíces, otros 
solamente produjeron brotes y otros generaron ambos órganos, al estar en las mismas 
condiciones de cultivo?
 
5. Bibliografía consultada
 
37
Figura 3a. Procedimiento para obtener los explantes (nudos) y su cultivo.
Figura 3b. Proceso de micropropagación de cactos por proliferación de brotes axilares.
 
 
Figura 3c. Corte de explantes (hipocotilos) y proceso de organogénesis directa en tabaco.
 
 
 Explante Proliferación de brotes Adaptación a invernadero 
39
PRÁCTICA 6
REGENERACIÓN DE VIOLETA AFRICANA 
(Saintpaulia ionantha Wendl.) POR ORGANOGÉNESIS
Introducción. Una de las técnicas utilizadas en la micropropagación masiva de plantas es 
el cultivo de órganos, como pueden ser hojas, tallos, peciolos e incluso partes florales, las 
cuales, al ser transferidos a un medio con las concentraciones y tipo de reguladores de 
crecimiento adecuados, producen nuevos brotes sin ocurrir desdiferenciación del tejido, 
a este método de regeneración se le llama organogénesis directa (Figura 4a, pág. 51). Se 
sabe que los brotes o yemas adventicias se originan mediante divisiones celulares sucesivas 
de tal manera que se forman nuevos primordios meristemáticos que no existían y que 
posteriormente se convertirán en brotes y finalmente en plantas. El origen de los nuevos 
meristemos es generalmente pluricelular, pero se han reportado casos de organogénesis 
de origen unicelular (Arisumi y Frazier, 1968; Pierik y col.,1982). Se han reportado casos 
de variación somaclonal utilizando este método de regeneración en violeta africana como 
la aparición de variegaciones que generalmente son epigenéticas por lo tanto reversibles 
(Pierik, 1990).
Objetivo. Observar los diferentes estados de desarrollo en la formación de brotes adventicios 
producidos en secciones de hoja de violeta africana.
Materiales y métodos.
-Explante: Se utilizarán hojas jóvenes de violeta africana (que no estén dañadas)
-Medio de Cultivo: MS-VA (ver anexos).
-Desinfección de explantes:
 -Lavar las hojas con agua y jabón.
 -Inmersión en alcohol por 5 s.
 -Inmersión en solución de hipoclorito de sodio (blanqueador comercial) al 50 % v/v 
durante 15 min y agitar ocasionalmente.
 -Enjuagar tres veces en agua estéril, durante 3 min en cada enjuague.
Establecimiento del cultivo. Las hojas desinfectadas se colocan sobre una caja de Petri 
estéril, se eliminan los bordes y extremos dañados y se cortan fragmentos de hoja de 
aproximadamente 1.5 x 1.5 cm de preferencia que contengan parte de la nervadura central, 
se siembran de tres a cinco fragmentos por caja con el haz de la hoja hacia arriba.
Incubación. Se colocan en el incubador a 27 °C con fotoperiodo de 18 h con 2000 lux de 
intensidad. 
40
Literatura citada
Arisumi, T. y Frazier, L. C. 1968. Cytological and morphological evidence for the single-cell 
origin of vegetatively propagated shoots in thirteen species of Saintpaulia treated with 
Colchicine. Proc. Am. Soc.Hort. Sci. 93: 679-685.
Pierik, R. L. M.; Steegmans, H. H. M.; Verhaegh, J. A. M. y Wouters, A. N. 1982. Effect of 
cytokinin and cultivar on shoot formation of Gerbera jamesonii in vitro. Neth. J. Agric. 
Sci. 30: 341-346.
Pierik, R. L. M. 1990. Cultivo in vitro de las plantas superiores. Ediciones Mundi-Prensa. 
Madrid España. pp. 227-234.
41
RESULTADOS
 
42
CUESTIONARIO
1. El proceso de organogénesis observado en violeta es: 
 a) directa, b) indirecta ¿por qué?
2. ¿Qué estructura se origina durante el proceso de organogénesis?
3. ¿En qué casos se recomienda aplicar el proceso de organogénesis?
4. ¿Qué condiciones se requieren para que células diferenciadas formen un meristemo?
5. Bibliografía consultada
43
PRÁCTICA 7
EMBRIOGÉNESIS SOMÁTICA EN ZANAHORIA (Daucus carota L.)
Introducción: La embriogénesis somática es un proceso semejante a la generación de 
embriones cigóticos que proceden de la fusión sexual de gametos. La diferencia radica en 
que los embriones somáticos se producen a partir de una célula somática (Haccius, 1978). 
Ambos pasan por similares estados de desarrollo (Goldberg y col., 1994; Dodds y Roberts, 
1982). La embriogénesis somática se debe a la totipotencia celular (Liu y col., 1993), la cual, 
es una característica que teóricamente tienen todas las células vegetales (Carman, 1990) 
para desarrollar nuevos individuos a partir de la planta de origen (George, 1993).
Los embriones somáticos al igual que los brotes adventicios, se pueden obtener directa 
e indirectamente. En la forma indirecta, los embriones son generados en células que 
se localizan en la superficie del callo asociadas con células desorganizadas altamente 
vacuoladas, que no toman parte en la embriogénesis (Evans y Sharp, 1981). Por su parte 
los embriones somáticos directos se producen de células de un tejido diferenciado, sin que 
haya una desorganización previa (callo). 
Estos embriones, no tienen conexión vascular con el tejido de origen (Haccius, 1978); por lo 
tanto se pueden distinguir fácilmente de los brotes y raíces producto de la organogénesis 
(Evans y Sharp, 1981); también se pueden diferenciar de los brotes adventicios por que 
presentan dos polos definidos de crecimiento, uno hacia la raíz y otro hacia el brote 
vegetativo (Tautorus y col., 1991).
El proceso de embriogénesis somática se ha llevado a cabo con éxito en algunas plantas 
como zanahoria (Figura 4b, pág. 51), palma, apio, café y espárrago entre otras (Pierik, 1990), 
actualmente su aplicación es común en diversas especies.
Objetivo: Desarrollar un protocolo para la obtención de embriones somáticos de zanahoria y 
documentar el comportamiento de los explantes durante todo el proceso así como cualquier 
otra manifestación de respuesta morfogénica. 
Metodología: Se establece el cultivo de zanahoria mediante la germinación aséptica de 
semillas, previamente desinfectadas de acuerdo a la práctica número 2 de este manual. Una 
vez desarrolladas las plántulas en medio MS (Murashige y Skoog, 1962) aproximadamente 
dos semanas después de la germinación, se toman trozos de hipocotilo de aproximadamente 
1 cm mediante cortes con bisturí sobre una caja de Petri de vidrio estéril. Estos explantes 
deben ser transferidos al medio de cultivo de inducción formulado con las sales MS, 
suplementado con las vitaminas PC-L2 (Phillips y Collins, 1979), 30 g/L de sacarosa y 1.5 
mg/L de 2,4-D (ácido 2,4-diclorofenoxiacético ), el pH ajustado a 5.8. Los cultivos en cajas 
de Petri desechables se llevan a incubación a 27 °C y fotoperiodo de 16 h. Se deben 
hacer observaciones cada semana para localizar zonas de crecimiento con una aparente 
44
desorganización celular hasta que aparezcan los primeros embriones somáticos, proceso 
que puede tardar hasta 60 d. 
Nota: la práctica No. 9 puede ser desarrollada utilizando embriones somáticos de zanahoria en estado de 
inducción, aproximadamente a los 30 d de cultivo. 
Literatura citada
Carman, H. J. 1990. Embryogenic cells in plant tissue cultures: Occurrence and behavior. In 
Vitro Cell. Dev. Biol. 26: 746-753.
Dodds, J. H. y Roberts, R. W. 1982. Experiments in plant tissue culture. Cambridge University 
Press, Nueva York. p. 282
Evans, D. A. y Sharp, W. R. 1981. Growth and behavior of cell cultures: Embryogenesis and 
organogenesis (pp 45-113). En: Thorpe, T. A. (ed.) Plant tissue culture. Methods and 
applications in agriculture. Academic Press. Chicago. 
George, E. F. 1993. Plant propagation by tissue culture. 2nd. Ed. Exegetics, Londres. p.: 5.
Goldberg, R. B., De Pavia, G. y Yadegari, R. 1994. Plant embryogenesis: Zygote to seed. 
Science 266: 605-614.
Haccius B. 1978. Questions of unicellular origin of non-zygotic embryos in callus cultures. 
Phytomorph. 28: 74-81.
Liu, C.-M., Xu, Z.-H. y Chua, N. H. 1993. Auxin polar transport is essential for the establishment 
of bilateral symmetry during early plant embryogenesis. Plant Cell 5: 621-630.
Murashige, T. y Skoog, F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with 
tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 15: 473-497.
Phililips, G. C. y Collins, G. B. 1979. In vitro tissue culture of selected legumes and plant 
regeneration from callus culture of red clover. Crop Sci. 19: 59-64.
Pierik, R. L. 1990. Cultivo in vitro de las plantas superiores. Ediciones Mundi-Prensa, Madrid, 
España. p.220.
Tautorus, T. E., Fowke, L. C. y Dunstan, D. I. 1991. Somatic embryogenesis in conifers. Can. 
J. Bot. 69: 1873-1899.
45
RESULTADOS
 
46
CUESTIONARIO
1. El proceso de embriogénesis somática observado en zanahoria es vía: 
 a) directa, b) indirecta, ¿por qué?
2. ¿Qué diferencias hay entre un embrión somático y un brote adventicio?
3. ¿Qué utilidad tiene la embriogénesis somática?
4. ¿Cuál es el primer evento en la embriogénesis somática?
5. Bibliografía consultada
47
PRÁCTICA 8
EMBRIOGÉNESIS SOMÁTICA INDIRECTA EN 
Agave tequilana Weber
Introducción: La embriogénesis somática es un proceso morfogénico que necesita ser inducido 
mediante reguladores de crecimiento a partir de explantes previamente seleccionados, los 
cuales posteriormente deben ser trasferidos a un medio de expresión que regularmente 
carece de reguladores de crecimiento, pero adicionado de fuentes de nitrógeno orgánico. 
Este proceso también conocido como embriogénesis asexual (Sharma y Thorpe, 1995), in 
vitro o adventicia (Halperin, 1995; Merkle y col., 1995), induce embriones somáticos, que 
son estructuras parecidas a un embrión sexual denominados embrioides (Rudall, 2007). Un 
embrioide es un nuevo individuo que proviene de una sola célula no sexual (Haccius, 1978), 
presenta las mismas etapas de desarrollo que un embrión cigóticos y un eje con polos de 
crecimiento bien definidos, uno hacia la raíz y otro hacia el brote aéreo (Tautorus y col., 
1991). 
En plantas monocotiledóneas, la embriogénesis somática pasa por los estados globular, 
escutelar y coleoptilar (Quiroz-Figueroa y col., 2006), las dos últimas análogas a los estados 
de corazón y torpedo de las dicotiledóneas.
Los embrioides al igual que los brotes adventicios, se pueden obtener de forma directa 
e indirecta, sin embargo, los embrioides no se clasifican como órganos, porque estas 
estructuras tienen una existencia independiente del cuerpo de la planta o callo de origen 
(Dodds y Roberts, 1985), sin conexión vascular con los tejidos de donde se generó (Haccius, 
1978). 
Es oportuno aclarar que un embrión asexual no proviene del cigoto (fusión de gametos), 
pero puede venir de una célula somática diploide, una célula sexual haploide (masculina 
o femenina), incluso de una célula triploide del endospermo o alguno de los núcleos del 
saco embrionario (Sharma y Thorpe, 1995). La embriogénesis somática tiene aplicación 
en el fitomejoramiento, en la propagación de plantas, en la producción masiva de semillas 
sintéticas (Onishi y col.,1994) y para realizar estudios de morfogénesis y diferenciación 
celular(Acosta-García y Vialle-Calzada, 2004; Quiroz-Figueroa y col., 2006). 
Objetivo. Inducir callo embriogénico a partir de hojas y raíces de plantas de A. tequilana 
establecidas previamente in vitro para generar embriones somáticos.
Metodología. Elaborar un medio de inducción con sales MS-AT (ver anexos) con 8 g/L de 
agar, el cual se colocará en cajas de Petri. Sobre estos medios se colocarán trozos de hojas 
y raíces de plantas de diversos genotipos previamente establecidas in vitro. Cada 7 d se 
hará una evaluación cuantitativa y cualitativa del callo embriogénico en formación (color, 
textura, disposición espacial, etcétera). A los 30 d se pasarán los explantes inducidos a 
48
medio de expresión LOG-AT (Castro-Concha y col.,1990) (ver anexos) con 6 g/L de gelificante 
Phytagel®. Cada 7 d se hará una evaluación cuantitativa de los embrioides obtenidos del 
callo embriogénico, cuyos datos servirán para realizar análisis estadísticos. Conforme los 
embriones somáticos puedan ser removidos, pueden ser transferidos a nuevo medio para 
su posterior germinación o subsiguiente desarrollo hasta plántulas (Figura 4c, pág. 51).
Literatura citada
Acosta-García, G. y J-P. Vialle-Calzada. 2004. A classical arabinogalactan protein is essential 
for the initiation of female gametogenesis in Arabidopsis. Plant Cell 16: 2614-2628. 
Castro-Concha, L., V. M. Loyola-Vargas, J. L. Chan y M. L. Robert. 1990. Glutamate 
dehydrogenase activity in normal and vitrified plants of Agave tequilana Weber propagated 
in vitro. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 22: 147-151.
Dodds, J. H. y R. W. Roberts. 1985. Experiments in plant tissue culure. Cambridge University 
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Haccius, B. 1978. Questions of unicellular origin of non-zygotic embryos in callus cultures. 
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Rudall, P. 2007. Anatomy of flowering plants. An introduction to structure and development. 
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J. Bot. 69: 1873-1899. 
49
RESULTADOS
 
50
Cuestionario
1. ¿Es la embriogénesis somática un proceso de regeneración?, ¿por qué?
2. ¿Qué tipo de mitosis inicia el proceso de embriogénesis somática?
3. ¿Qué características presentó el callo embriogénico vs no embriogénico?
4. ¿Es la embriogénesis somática de origen multicelular?, ¿por qué?
5. Bibliografía consultada
51
Figura 4a. Planta y brotes múltiples de violeta africana generados a partir de fragmento de hoja.
Figura 4c. Proceso de embriogénesis somática en Agave tequilana desde la inducción hasta la germinación.
Figura 4b. Proceso completo de regeneración por embriogénesis somática en zanahoria. 
INDUCCIÓN
Célula competente
PRE-EMBRION
Estado globular
MADURACIÓN
Estado de corazón
MADURACIÓN
Estado corazón-torpedo
GERMINACIÓN
Plántula
MADURACIÓN
Estado de torpedo
53
PRÁCTICA 9
TINCIÓN DIFERENCIAL DE EMBRIONES SOMÁTICOS 
DE DIVERSAS ESPECIES VEGETALES
Introducción: Un proceso morfogénico que se practica cada vez más en el cultivo de tejidos 
vegetales, lo constituye la embriogénesis somática (generación de embriones asexuales), 
pues se ha observado que la producción de embriones no está restringida solamente al 
desarrollo del cigoto (Dodds y Roberts, 1982). Un embrión somático es un nuevo individuo 
que proviene de una célula no sexual (Haccius, 1978), la cual presenta un eje con extremos 
definidos que le confiere una estructura bipolar (Quatrano, 1978). En la embriogénesis 
cigótica, el cigoto se divide de forma transversal para formar al embrión propiamente dicho 
y a una célula basal vacuolada la cual se convertirá en una estructura conocida como 
suspensor (Yeung y Meinke, 1993); este mismo proceso sucede en la embriogénesis somática 
(Haccius, 1978). El suspensor aparte de soportar y fijar a la cabeza embrional, juega un papel 
importante en el continuo desarrollo y crecimiento del propio embrión (Yeung y Meinke, 
1993). 
Sin embargo, al observar las estructuras embriogénicas al microscopio se hace necesario 
realizar algún tipo de contraste por tinción, ya que resultan prácticamente invisibles (García, 
1990), en este sentido la tinción diferencial o contra tinción hace posible revelar diferencias 
en las estructuras bajo el microscopio (Curtis-Patiño, 1986).
Debido a la naturaleza alcalina del suspensor por la presencia de sales en las vacuolas, es 
posible diferenciarlo de la cabeza embrional que tiende a ser ácida por la alta concentración 
de ácidos nucleícos y proteínas (Dodds y Roberts, 1982). 
Objetivo. Teñir grupos de células con estructuras bipolares que resultan transparentes 
al observarse al microscopio óptico, para comprobar la fase inicial de la embriogénesis 
somática.
Metodología. Tomar una muestra muy pequeña del grupo de células a analizar con ayuda 
de una aguja o pinza. La muestra debe tomarse de preferencia de células provenientes de 
callo en medios de inducción y/o expresión o del tejido en inducción directa y se deposita 
en el fondo de un vial.
Agregar una o dos gotas de acetocarmín y dejar en baño María hasta observar un ligero vire.
Lavar la muestra dos veces como se indica a continuación: Se añaden 1.5 mL de agua tibia, 
luego se lleva a centrifugación la muestra de 1,500 a 2,000 rpm, con esto se facilitará retirar 
el exceso de tinte y agua con ayuda de una pipeta Pasteur.
54
Añadir una gota de azul de Evans (contratinción o tinte diferencial) e inmediatamente repetir 
el proceso de lavado como en el caso del acetocarmín.
La muestra se deposita en una caja de Petri y se observa al microscopio estereoscópico para 
ubicar las células teñidas (Figura 5a, pág. 65).
Nota: registre las formas teñidas diferencialmente. Ubique las cabezas embrionales y el área 
de las células suspensoras.
.
Literatura citada
Curtis-Patiño, J. 1986. Microtecnia vegetal. Editorial Trillas, México. p. 106.
Dodds, J. H. y Roberts, R. W. 1982. Experiments in plant tissue culture. Cambridge University 
Press, Nueva York. p. 232.
García, A. V. 1990. Técnicas y procedimientos de citogenética vegetal. 3ra. Edición. Colegio 
de Postgraduados, México. p. 144.
Haccius B. 1978. Questions of unicellular origin of non-zygotic embryos in callus cultures. 
Phytomorph. 28: 74-81.
Quatrano, S. R. 1978. Development of cell polarity. Ann. Rev. Plant. Physiol. 29: 487-510.
Yeung, E. y Meinke, D. W. 1993. Embryogenesis in angiosperms: Development of the suspensor. 
Plant Cell 5: 1371-1381.
55
RESULTADOS
 
56
CUESTIONARIO
1. ¿Porqué las células de la cabeza embrional tienen afinidad al acetocarmín y las 
supensoras al azul de Evans?
2. ¿Qué estados de desarrollo del embrión se encontraron durante la observación al 
microscopio?
3. ¿Qué relación mantiene la coloración adquirida por las células con el tipo de mitosis 
observado?
4. ¿En qué etapa de la embriogénesis somática se da la división asimétrica (cuantal) de la 
célula?
5. Bibliografía consultada
57
PRÁCTICA 10
ELIMINACIÓN DEL TRANSPORTEPOLAR DE AUXINAS
Introducción. El transporte polar de las auxinas es esencial para dar la simetría bilateral en 
las plantas desde la embriogénesis temprana, influenciando en gran medida el proceso 
de aparición de los primordios cotiledonares; una auxina casi siempre es requerida para 
promover el crecimiento inicial del meristemo apical (Figura 5b, pág. 65). Es necesario que 
la auxina endógena (ácido indolácetico- AIA) se presente en la cantidad requerida para la 
producción de diferentes procesos morfogénicos en la planta, como pueden ser: la polaridad 
inicial del cigoto, la aparición de los primordios cotiledonares en el etapa de corazón durante 
la formación de un embrión, la dominancia apical y la formación de raíces, entre otros 
(George y col., 2008). 
Se ha observado que el transporte polar de las auxinas puede ser inhibido por la aplicación 
de compuestos como el ácido transcinámico, el ácido 9-hidroxifluoren-9-carboxílico (HFCA) 
y el ácido 2,3,5-triyodobenzoico (TIBA). Se ha reportado que estos compuestos inhiben la 
dominancia apical y elongación de tallos, produciendo subsecuentemente un incremento 
en la producción de brotes axilares (Van Doorn y col., 2013), incrementan la producción de 
callo (Kaparakis y Anderson, 2003) e inducen a la formación de cotiledones fusionados en 
callos embriogénicos (Liu y col., 1993). Por todos los anteriores efectos en la morfogénesis 
son conocidos estos compuestos como antiauxinas. 
Objetivo. Demostrar el efecto de los inhibidores del transporte de auxinas en las plantas. 
Metodología. Establecer en macetas la propagación de Kalanchoe daigremontiana a partir 
de esquejes de tallo o de los embriones somáticos que se producen en los bordes de las 
hojas. Una vez que las plantas alcanzan una altura de 10-15 cm y poseen de ocho a diez 
hojas, se realiza una descripción de cada una de las plantas: número de hojas, número de 
ramificaciones, altura de la planta, número, forma y tamaño de los embriones y número de 
cotiledones por embrión.
Posteriormente, se preparan las soluciones de ácido triyodobenzoico (TIBA) a concentraciones 
de 0.25, 0.5 y 1.0 mM, disolviendo el reactivo primeramente con etanol al 75 % y enseguida 
aforar con agua desionizada para ajustar la concentración. A cada uno de los tratamientos 
de TIBA se les adiciona unas gotas de surfactante Tween 20®. Se realiza la aplicación a 
cada una de las plantas asperjando con un atomizador el tratamiento respectivo, hasta 
humedecer completamente las hojas y tallos, esta operación de asperjado se recomienda 
repetirla a los 7 d. Es importante dejar un tratamiento control con solamente la aplicación 
de agua. A los 15 d de la primera aplicación y después a cada semana se evalúa el efecto 
del TIBA en cada uno de los tratamientos, volviendo a realizar una descripción de cada una 
de las plantas.
Se recomienda preparar varias plantas para hacer al menos cuatro repeticiones por cada 
uno de los tratamientos. 
58
Literatura citada
George, E. F., M. A. Hall y G. J. De Klerk. 2008. Plant propagation by tissue culture, The 
Background. Vol. 1. Springer. Dordrecht, Netherlands. p. 501.
Kaparakis, G. y P. G. Anderson. 2003. Differential callus type formation by auxins and 
cytokinin in in vitro cultures of pepper (Capsicum annum L.) Plant Biosystems. 137: 
275-280.
Liu, C. M., Z. H. Zu y N. H. Chua. 1993. Polar transport is essential for the establishment of 
bilateral symmetry during early plant embryogenesis. Plant Cell. 5:621-630.
Van Doorn, W. G., I. Dole, F. G. Celikel y H. Harkema. 2013. Opening of Iris flowers is 
regulated by endogenous auxins. Journal of Plant Physiology. 170: 161-164.
59
RESULTADOS
 
60
CUESTIONARIO
1. Definir el concepto de polaridad en las células vegetales.
2. ¿Qué diferencias en las funciones fisiológicas existen entre una citocinina y un 
inhibidor del transporte de auxinas?
3. Al trabajar con embriogénesis somática in vitro, ¿En qué cree que favorecería el proceso 
morfogénico la aplicación de un inhibidor del transporte de auxinas?
4. ¿Qué características importantes posee Kalanchoe daigremontiana para observar el 
efecto regulatorio de estos compuestos?
5. Bibliografía consultada
61
PRÁCTICA 11
ADAPTACIÓN DE PLANTAS PROPAGADAS POR CULTIVO 
DE TEJIDOS A CONDICIONES DE INVERNADERO
Introducción. Las condiciones de cultivo in vitro modifican en cierta medida la fisiología de la 
planta, sobre todo el proceso de fotosíntesis, ya que los azúcares son tomados directamente 
del medio y el proceso fotosintético en la planta se ve disminuido. La disponibilidad de agua 
y nutrientes produce ligeros cambios en la estructura física de los tejidos que se hacen más 
sensibles a la deshidratación, además, las condiciones de asepsia e iluminación artificial hace 
que las plántulas sean más sensibles de lo normal a las condiciones externas o ex vitro. Al 
proceso de adaptación a condiciones de invernadero también se le llama de endurecimiento 
(Conover y Pooler, 1984), un paso crítico en la micropropagación, ya que en algunas especies 
como las orquídeas se considera un proceso difícil, pero en otras es relativamente fácil como 
en las cactáceas. Las plantas enraizadas in vitro, deben tener el desarrollo proporcional en 
ambas partes (Sommer y Caldas, 1981). Las condiciones indispensables para la adaptación 
son humedad ambiental alta y una adecuada temperatura (Zimmerman, 1988). Esta es la 
etapa cuando un sistema de micropropagación o regeneración prueba su eficiencia. 
Objetivo. Practicar la fase de adaptación de plantas de crisantemo a condiciones de 
invernadero.
Materiales y métodos. Se utilizarán plantas de crisantemo previamente propagadas in vitro. 
Las plántulas serán extraídas del medio de cultivo y serán sumergidas en agua tibia (± 40 °C) 
para eliminar los residuos de agar que pueden ocasionar contaminación posterior, después 
se tratan las raíces con polvo enraizador (opcional) y luego se plantan en el sustrato.
- Sustrato: Se utilizará una proporción 1:1 de turba (peat-moss) y agrolita de grano pequeño, 
previamente mezclados y humedecidos. Cuando se utilizan sustratos diferentes como 
arena o tierra de hoja es recomendable esterilizarlos en autoclave antes de usarlos.
- Plantación: En charolas de unicel ó plástico con celdas medianas que serán cubiertas con 
plástico a manera de mini-invernadero (Figura 5c, pág. 65) y colocadas en un lugar fresco 
y sombreado o bajo condiciones de invernadero.
Después de 3 d se debe aplicar riego ligero y se empieza a dar ventilación para evitar el 
ataque de hongos, en esta etapa se recomienda la aplicación de fungicida como medida 
preventiva.
Nota: Es recomendable remover inmediatamente las plantas que no han sobrevivido la etapa 
de adaptación, ya que pueden ser fuente de infección. A los 30 d se considera como tiempo 
suficiente para evaluar el porcentaje de sobrevivencia. Después, las plantas pueden ser 
transferidas a suelo o maceta y ser tratadas en forma convencional. 
.
62
Literatura citada
Conover, C. A y Pooler, T. 1984. Acclimatization of indoor foliage plants. Hort. Rev. 6: 119-
154.
Sommer, E. y Caldas, L. S. 1981. In vitro methods applied to forest trees. Thorpe T.A (eds.). 
pp. 349-358. 
Zimmerman, R. H. 1988. Micropropagation of woody plants: post tissue cultures aspects. 
Acta Hort. 227: 489-499. 
63
RESULTADOS
 
64
CUESTIONARIO
1. ¿Porqué es conveniente esterilizar el sustrato para la adaptación de plantas?
2. ¿Qué papel juega el control de la humedad en la adaptación de vitroplantas?
3. ¿Qué sucedería si no son removidos los restos de agar de las raíces de las 
vitroplantas?
4. ¿Es necesaria la presencia de raíces en las vitroplantas para su adaptación?
5. Bibliografía consultada
65
Figura 5a. Tinción diferencial de callo embriogénico con presencia de células
suspensoras y cabezas embrionales.
Figura 5b. Plantas de Kalanchoe daigremontiana con embriones somáticos 
en el borde de las hojas.
Figura 5c. Plantas de crisantemo en proceso de adaptación,es necesario cubrir la charola con un capelo o 
plástico para evitar la deshidratación, la floración se presenta 3 meses después.
66
ANEXOS 
Medio MS (Murashige y Skoog, 1962) mg/L
Nitrato de amonio (NH4)NO3 ......................................................................1,650
Nitrato de potasio KNO3 ............................................................................... 900
Cloruro de calcio CaCl2 .2H2O .................................................................. 440
Sulfato de magnesio MgSO4 .6H2O ........................................................ 370
Fosfato de potasio KH2PO4 ………………………….……….…................... 170
EDTA sal disódica Na2EDTA ......................................................................... 33.6
Sulfato ferroso FeSO4 .7H2O ...................................................................... 27.8
Sulfato de manganeso MnSO4 .4H2O .................................................... 22.3
Sulfato de zinc ZnSO4.4H2O ......................................................................... 8.6
Ácido bórico H3BO3 .......................................................................................... 6.2 
Yoduro de potasio KI ........................................................................................ 0.83
Molibdato de sodio Na2 MoO4.2H2O ....................................................... 0.25
Sulfato cúprico CuSO4.5H2O ........................................................................ 0.025
Cloruro de cobalto CoCl2.6H2O .................................................................. 0.025
Sacarosa ................................................................................................................. (30 g/L)
Vitaminas L2 (Phillips y Collins, 1979) mg/L
Inositol ..................................................................................................................... 250 
Tiamina .................................................................................................................... 2.0 
Piridoxina ................................................................................................................ 0.5
Medio MS-C para propagación de cactos mg/L
Cinetina ……………………………………………………………............................ 5.0
ANA (ácido naftalenacético) ....................................................................... 0.02
 
Medio MS-VA para propagación de violeta africana mg/L
Cinetina ……………………………………………………………........................... 10
AIA (ácido indolacético) …………………………………………………........ 0.1
67
 
Medio MS-ZAN para embriogénesis somática en zanahoria mg/L
2,4-D (ácido 2,4-diclorofenoxiacético) …………………………………................... 1.5
Medios MS-AT mg/L
 Inducción
2,4-D (2,4-diclorofenoxiacético) ................................................................................... 2.0
BA (6-bencilaminopurina) .................................................................................................. 0.6-0.9 
Expresión
Usar medio MS modificado (LOG)
Hidrolizado de caseína ………………………………….…………………….………… 250
Glutamina ………………………………………………………….…………………………… 500
 Medio LOG-AT
Es un medio MS modificado, el NH4NO3 se reduce a 5 mM. 
Manual de Biotecnología Vegetal
Segunda edición
Departamento de Botánica y Zoología
CUCBA, Universidad de Guadalajara
Se terminó de imprimir en noviembre de 2013
En los talleres de 
AmatEditorial
Madero #616, Col. Centro
Guadalajara, Jal., México
www.amateeditorial.net
La edición consta de 500 ejemplares