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Físico-Química de Biomoléculas Licenciatura en Biotecnología 
 1 
Práctica 2 
MODELIZACIÓN MOLECULAR Y DISEÑO DE FÁRMACOS 
 
 
1. Objetivo 
 
Estudiar un sitio de reconocimiento de una proteína y las interacciones con un fármaco 
 
2. Fundamento 
 
La modelización molecular en el sentido amplio de la palabra consiste en el estudio de 
la estructura y funciones moleculares con la ayuda de modelos y de computación. Los 
métodos computacionales incluyen numerosas técnicas tales como cálculos de mecánica 
cuántica, dinámica molecular, método de Monte Carlo, pero también relaciones entre 
estructura y actividad (SAR, QSAR), y optimizaciones de geometría basadas en datos 
experimentales de RMN o cristalografía de rayos X. 
La modelización molecular aplicada al estudio de macromoléculas de interés biológico 
suscita un interés creciente en la industria debido a las posibilidades potenciales y reales que 
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ofrece. Limitaremos la discusión a aquellas técnicas que definen un sistema virtual de cierto 
número de moléculas, definen una función de energía de interacción entre estas moléculas o 
subunidades de estas moléculas para obtener a través de la suma de todas las interacciones 
una energía global del sistema. Existen fundamentalmente dos técnicas: la técnica de Monte 
Carlo, que se usa para generar una serie de estados posibles del sistema. Define movimientos 
al azar de una partícula del sistema (p.ej. rotación/traslación de una molécula), calcula la 
función de energía, y considera el movimiento válido si la nueva energía del sistema es más 
baja o si un número aleatorio a generar en este momento es superior a exp(-∆E/kT). La otra 
técnica clásica es la dinámica molecular que genera fuerzas intermoleculares a partir de las 
expresiones de las energías, y realiza simulaciones deterministicas a partir de las ecuaciones 
clásicas de Newton ( �= fam
��
, donde a es la aceleración y f las fuerzas). 
La ventaja principal de estas dos técnicas es que permiten estudiar el comportamiento 
del sistema (modelo) a nivel molecular y que, al poder modificar de forma muy controlada 
ciertos parámetros tales como las fuerzas de ciertas interacciones, permite mejorar la 
comprensión del sistema. Por supuesto, también permite un ahorro en reactivos. Entre los 
inconvenientes cabe destacar que es necesario simplificar mucho los sistemas por lo que es 
fácil que el modelo que se esta estudiando esté muy lejos del sistema real que pretende 
representar y que su comportamiento cuantitativo y cualitativo sea distinto. 
La búsqueda del sitio de unión que se va a llevar a cabo en esta práctica esta 
relacionada con estas técnicas porque se define una función de energía que se detalla más 
adelante en este guión y cada posición relativa de un ligando con un receptor da un valor de 
energía total de interacción del sistema. La búsqueda viene a ser encontrar la posición y/o el 
ligando que da lugar a una energía más baja posible. 
Cuando se trata de desarrollar un fármaco, se estudian las interacciones entre la 
molécula propuesta y el sitio de interacción. Típicamente, se parte de una geometría inicial 
del sitio de interacción que puede haberse determinado por cristalografía de rayos X y se 
coloca el fármaco propuesto al que llamaremos ligando. Las interacciones se determinan 
calculando la energía de la interacción. Esta se obtiene a partir de un campo de fuerzas 
puramente clásico, aunque también es posible un cálculo mecano-cuántico semi-empírico o 
desde los “primeros principios”. 
Estas interacciones deben describirse con un campo de fuerzas muy fiable para 
permitir hacer una previsión relevante. Si se consigue un compuesto cuya interacción sea lo 
suficientemente fuerte como para que a bajas concentraciones de medicamento en el cuerpo, 
se forme el complejo (es decir, que la constante de estabilidad del complejo es 
suficientemente alta para que a concentraciones micromolares de fármaco la mayoría del 
fármaco esté interaccionando con el sitio receptor), es posible que el compuesto pueda servir 
de fármaco. Pero con esto solo se supera el primer paso. Todavía hacen falta muchos ensayos 
a largo plazo para determinar la bioactividad de la droga y su efecto sobre el cuerpo humano. 
Por ejemplo, aunque un compuesto interaccione fuertemente con el receptor, puede ser 
biológicamente inactivo. Una propiedad importante es que sea lo suficientemente lipofílico 
como para poder atravesar la membrana celular, pero no demasiado, ya que se quedaría fijado 
a ella. Por otra parte, puede desactivarse o ser más propenso a fijarse en otros sitios aún (¡hay 
muchos receptores posibles en el cuerpo y muchas vías metabolicas!): para provocar efectos 
inocuos o tóxicos. También es necesario, para ser apto como medicamento, que satisfaga 
otros condicionantes: por ejemplo, que pueda almacenarse (¡en una farmacia!) durante un 
tiempo razonable antes de su uso. 
Una vez que se encuentra un compuesto o varios compuestos adecuados (los 
denominados “lead compounds”), se examinan compuestos de la misma familia, por ejemplo 
aquellos que difieren solo por algún sustituyente, con el fin de encontrar el compuesto óptimo. 
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 En esta práctica nos centraremos en la etapa del reconocimiento molecular. 
Buscaremos los compuestos con mayor energía de interacción con el receptor. 
 
 El sistema que vamos a estudiar es el receptor de la β-tripsina. La β-tripsina es una 
hidrolasa que cataliza, por tanto, la hidrólisis de enlaces peptídicos cuyos grupos carbonilo 
provienen de residuos de arginina o lisina. La benzamidina es un inhibidor competitivo de la 
tripsina dado que es un análogo de la cadena lateral guanidilo de la arginina (Figura 1). La 
benzamidina, al ocupar las cavidades que son los sitios de unión de las moléculas de tripsina, 
resulta ser un inhibidor competitivo para los residuos de arginina de los péptidos. Este 
análogo se fija a la enzima pero no reacciona. 
 Aunque no sea una limitación fundamental para los programas de modelización 
molecular, muchos de ellos (como también el que usamos en esta Práctica) asumen que el 
receptor es rígido y que por tanto la cavidad no se deforma. Por este motivo, usaremos una 
estructura de la proteína cocristalizada con el inhibidor. En el caso de la β-tripsina, se sabe 
que la cavidad es bastante rígida, por lo que este método debe ser aplicable al examen de otros 
compuestos.1 
La estequiometría de la interacción que consideramos es 1:1 y se puede describir mediante la 
siguiente reacción: 
ELsolv ↔Esolv+Lsolv �G=-RT lnKi (1) 
 
Donde Esolv es la enzima solvatada, Lsolv el ligando solvatado y ELsolv el complejo enzima-
ligando solvatado. Observese que esta reacción reversible se ha escrito en el sentido de la 
disociación, aunque vayamos a llamar a su constante de reacción Ki (la “i” es de inhibición). 
Lo que buscamos determinar, a través de distintas posiciones y orientaciones de prueba, es el 
valor más bajo de entalpía libre. Éste nos dará también el valor de la constante de la reacción 
de formación del complejo. Dado que Ki es: 
[ ][ ]
[ ]solv
solvsolv
i
EL
LE
K = , 
Ki se expresa en unidades de concentración (p.ej. mM). La concentración necesaria de 
inhibidor para que la mitad de los sitios enzimáticos estén ocupados es Ki, dado que en este 
caso [Esolv]= [ELsolv]. 
C H
COO
H3N
CH2
CH2
CH2
NH
CH
NH2NH2
C H
COO
H3N
CH2
CH2
CH2
CH2
NH3CH
NH2NH2 
Figura 1: Benzamidina, arginina y lisina. La similitud estructural de benzamidina y arginina 
hace que compitan por los sitios de unión de la arginina. No se representan los H del anillo 
bencénico. 
 
1 N.Ota, C. Stroupe, JMS. Ferreira-da-Silva, S.A. Shah, M. Mares-Guia, AT. Brunger, Proteins 37:641 (1999)Físico-Química de Biomoléculas Licenciatura en Biotecnología 
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La práctica esta enfocada a las posibilidades del programa ArgusLab, aunque lo más 
importante es entender la lógica de la modelización para comprender mejor su alcance y sus 
limitaciones. En efecto, existen innumerables programas para hacer “modelización molecular” 
de muchos tipos, y lo que cuenta, al fin y al cabo, es entender bien como de fiables pueden ser 
unas previsiones con el programa empleado. 
 Aparte de unas funciones muy habituales en los programas de este tipo, tales como, 
por ejemplo, la posibilidad de construir moléculas y de visualizarlas, rotarlas, etc.., el 
programa ArgusLab es capaz de calcular energías y hacer optimizaciones de geometría con 
campos de fuerza y con métodos (cuánticos) semi-empíricos como el método AM1. También 
es capaz de calcular, con los métodos semi-empíricos, energías y poblaciones de orbitales 
moleculares, por lo que permite visualizar densidades electrónicas, orbitales, y calcular 
espectros UV/Vis. 
 Este programa también permite el estudio de sitios de unión, basándose en el siguiente 
principio: se definen el ligando y el receptor, entonces se define una caja lo suficientemente 
grande como para abarcar la cavidad del receptor en la que se produce la unión. Se va a 
definir en esta caja una red de puntos con un espaciado entre puntos a elegir (típicamente 0.4 
Å). Se van a probar entonces los ligandos colocando su centro de gravedad en cada uno de los 
puntos de la red. La energía de la interacción se calcula mediante una función llamada 
“Scoring function” (Puntuación). Se trata de que la energía de interacción sea lo más negativa 
posible, correspondiendo a una interacción fuerte entre ligando y receptor. Para cada punto de 
la red examinado, se permiten pequeñas traslaciones y se van probando orientaciones del 
ligando en búsqueda de la interacción más estable en torno a este punto de red. 
Opcionalmente, se permite al ligando adaptarse hasta cierto punto a la geometría de la cavidad 
mediante deformaciones de tipo torsión (si es un ligando flexible). Si el espaciado de red es 
pequeño, es común observar que las interacciones ligando-receptor son muy parecidas para 
puntos vecinos (misma orientación general del ligando, mismos enlaces de hidrógeno). Se 
dice que estas soluciones forman un “cluster de soluciones”. 
La “puntuación” es el aspecto más importante y más delicado del método. En este 
programa, como en la mayoría de los programas existentes, la Puntuación es una función 
empírica muy similar a los campos de fuerza, parametrizada con moléculas orgánicas y 
biológicas. Es muy rápida de evaluar, permitiendo así probar muchos puntos de red. 
La entalpía libre de la reacción (1) de formación del complejo solvatado se calcula en 
ArgusLab mediante la fórmula empírica (2) 
�Gbind = �Gvdw + �Ghidrofóbico + �GH-bond + �Gdeformación + �G0 (2) 
 
En otros programas, se usan otras fórmulas, pero el principio general suele ser el 
mismo. Esta función depende de la naturaleza y posición de los átomos de la proteína y del 
ligando, se ha diseñado como suma de interacciones de distinta naturaleza física y se le ha 
asignado una forma funcional que puede estar basada en consideraciones teóricas o no. La 
parametrización de un potencial empírico como el de ArgusLab se ha hecho por ajuste no 
lineal de los coeficientes del modelo a una serie de datos conocidos para conjuntos ligando-
proteína. En la ec. (2), se define la entalpía libre como la suma de un término de van der 
Waals y un término de interacción hidrofóbica, de enlace de hidrógeno, de deformación y de 
un valor fijo que se obtiene al efectuar la regresión. 
Se pueden escribir estas interacciones como producto de un factor energético (C) y de 
otro adimensional que tiene en cuenta la geometría y la naturaleza de los átomos: 
 
�Gvdw = CVDW VDW (3) 
�Ghidrofóbico = Chidrofóbico HP (4) 
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 5 
�GH-bond = CH-bond HB (5) 
�Gdeformación = Crotor ROT (6) 
�G0 = Cregresión (7) 
 
El factor adimensional de la ec. (3) se obtiene sumando todas las interacciones ligando 
proteína según la siguiente expresión: 
� ���
> �
�
�
�
�
�
�
�
�
�
	
�
�
�
−�
�
	
�
�
�
+
�
�
�
�
�
�
�
�
�
�
	
�
�
�
−�
�
	
�
�
�
=
ligand
i
ligand
ij ij
ij
ij
ij
protein
j ij
ij
ij
ij
ligand
i r
d
r
d
r
d
r
d
VDW
4
0,
8
0,
4
0,
8
0, 22 (8) 
 
donde dij,0=ri+rj es la suma de los radios de van der Waals de los átomos i y j. Habitualmente, 
la energía potencial de estas fuerzas que existen hasta en gases nobles se expresa con un 
término atractivo en 1/r6 (fuerzas de dispersión, de London, de interacción dipolo inducido-
dipolo inducido, etc..) y un término repulsivo en 1/r12. En ArgusLab, se ha optado por 
parametrizarlo como fuerzas más “blandas” y de mayor alcance. 
 
 La función adimensional correspondiente a las interacciones hidrofóbicas se obtiene 
como: 
��=
proteina
j
ij
ligando
i
dfHP )( , (9) 
donde 
f(dij) = 1.0 si dij < dij,0 + 0.5Å 
= 2/3 (dij,0 + 2 – dij) si dij,0 + 0.5 Å < dij ≤ dij,0 + 2.0 Å 
= 0 si dij > dij,0 + 2.0 Å 
Como se muestra en la fórmula (9), la interacción hidrofóbica se obtiene 
fundamentalmente contando los pares de sitios de interacción ligando-proteína hidrofóbicos 
en contacto. Esta interacción suele ser una de las contribuciones más importantes. 
 
Los puentes de hidrógeno de la ec. (5) se calculan a través de: 
 
 
Figura 2: Notaciones que se usan para calcular la energía de un puente de hidrógeno. 
��=
proteina
j
ij
ligando
i
HBHB (10) 
HBij = f(dij) g(θ1,ij) g(θ2,ij) 
rij distancia entre átomos donante y aceptor 
θ1,ij , θ2,ij ver Figura 
 
Las funciones f y g varían de 1 a 0 de un modo sencillo (lineal por segmentos) 
dependiendo de lo cerca que estén del valor óptimo. Además, no se permite más de un 
determinado número de puentes de hidrógeno por cada aceptor y cada donante. 
 
d θ1 θ2 
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Lo que cuenta es la distancia entre el átomo donante y el aceptor y las orientaciones 
relativas. En la fórmula de la ec. (10), no interviene la posición del hidrógeno. El único papel 
que desempeña el hidrógeno es convertir al átomo electronegativo correspondiente en átomo 
donante. La interacción de puentes de hidrógeno suele ser una de las contribuciones más 
importantes a la energía de interacción en ausencia de enlaces covalentes ligando-receptor. 
 
La ec. (6), que modeliza el coste energético debido a la deformación del ligando, se 
calcula como sigue: 
�=
ligand
i
iROTROT 
ROTi = 0 si el átomo i no esta involucrado en ninguna torsión. 
= 0.5 si el átomo i esta involucrado en 1 torsión. 
= 1.0 si el átomo i esta involucrado en 2 torsiones. 
= 0.5 si el átomo i esta involucrado en más de 2 torsiones. 
 
No se permite la deformación del receptor en ArgusLab. 
 
Finalmente, la ec. (7) es simplemente una constante que posee el mismo valor para 
todos los pares ligando-receptor en todos los casos. Da cuenta, de forma implícita, de la 
pérdida de entropía translacional y rotacional debido al hecho de que ligando y receptor están 
ligados. 
 
3. Procedimiento experimental 
 
Realizaremos esta práctica con el programa ArgusLab que se descargará de la página 
WebCT de la asignatura: 
http://camelot.upo.es:8900/webct/public/home.pl 
Descargar también el programa OpenBabel (Babel) para la última parte de esta 
práctica así como un fichero zip que contiene las coordenadas de varias moléculas. 
Crear una carpeta de trabajo en el Escritorio en la que se ponen todos los ficheros. Esta 
práctica transcurre en varias etapas: 
Caracterizaremos la cavidad y veremos cómo interaccionan benzamidina y β-tripsina 
en la estructura cristalina(estudiaremos los puentes de hidrógeno). Luego, haremos una 
búsqueda del sitio de unión con el programa (docking calculation). Comprobaremos que la 
posición y orientación de la benzamidina en la cavidad es muy parecida a la dada por la 
estructura cristalina. Anotaremos el valor de energía de interacción. 
A continuación, dibujaremos la bencilamina, y haremos una búsqueda del sitio de 
unión. 
Finalmente, haremos una búsqueda automatizada de los sitios de unión de toda una 
base de datos. En lugar de usar una base de datos existente descargable de la red, 
construiremos la nuestra propia a partir de varios compuestos parecidos a la benzamidina. La 
búsqueda, al abarcar solo unos pocos compuestos seleccionados por su similitud con la 
benzamidina, durará entonces pocos minutos en lugar de días. 
 
3.1 Caracterización de la cavidad y de la interacción con el ligando 
 
Estructura de partida: Usaremos la β-tripsina cocristalizada con benzamidina “3PTB” de la 
Protein Database Bank. 
La descargaremos de http://www.rcsb.org/pdb/Welcome.do 
Salvarlo bajo el nombre de 3PTB.ENT en la carpeta de nueva creación. 
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Esta página ofrece además información sobre los ligandos estructuralmente parecidos a la 
benzamidina. A modo de ejemplo, cabe mencionar las estructuras de isoniacida, salicilamida 
y hidroxicarbamida. Estos 3 compuestos también se incluirán en la búsqueda de sitios de 
unión. 
 
Nota: Si no fuera posible acceder a la web externa, esta estructura está también disponible 
como fichero de ejemplo del programa ArgusLab (C:\Archivos de 
Programas\Arguslab\Tutorials\Docking\Beta Trypsin). 
 
Abrir el fichero con la estructura descargada de la base de datos. En la parte izquierda 
de la pantalla tiene que verse una estructura de ficheros que inicialmente sólo muestra “3ptb”. 
Si no fuese visible, hacerlo visible con Tools→Molecule Tree View o pulsando el icono 
. 
Ampliar la vista en árbol (tree view) de 3ptb pulsando sobre la carpeta “3ptb”. Aparecen 
entonces varias carpetas como p.ej. Atoms, Residues y Groups. Ampliar Residues→Misc. 
Aparece 1 BEN y 480 CA que son el ligando benzamidina y un catión de calcio, 
respectivamente. La vista será (salvo por el color de fondo que se ha cambiado usando 
Settings →Colors→Pick color): 
 
Figura 3: Vista del programa ArgusLab. Se representa 3PTB, una estructura compuesta de β-
tripsina, del ligando benzamidina complejado, así como aguas de cristalización y un catión de 
Ca2+. 
 
Ahora hay que definir la benzamidina como ligando y el entorno de la benzamidina como el 
receptor (binding site). El programa puede así calcular la energía de interacción entre el 
ligando y el receptor y se pueden definir varios ligandos en la misma cavidad sin que se 
estorben unos a otros (los ligandos no se “ven” unos a otros). En efecto, el programa 
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considera secuencialmente la interacción ligando-receptor y calcula una energía (o una serie 
de energías cuando se vaya a hacer la búsqueda del sitio de unión idóneo) para cada par 
ligando-receptor. 
Marcar 1 BEN con el botón izquierdo del ratón para seleccionar el ligando. La benzamidina 
se pone de color amarillo. Esconder el receptor de la vista. En el menú Edit →Hide 
Unselected. Solo permanece visible la benzamidina. Centrar la vista en pantalla en torno a 
los elementos seleccionados (en este caso, la molécula de benzamidina). Para ello, View 
→Center Molecule in Window o con el icono . Añadir los hidrógenos mediante el icono 
. Seleccionar con el botón derecho del ratón: Set Render Mode → BallCylinder med 
Con la molécula todavía seleccionada, pulsar de nuevo el botón derecho del ratón en la parte 
de vista en árbol (tree view). Seleccionar la opción 
Make a Ligand Group from this Residue. 
En la carpeta “Groups”, ArgusLab crea un icono llamado “1 BEN” de tipo 
Ligando. 
La vista al término de estas operaciones debería ser la que aparece a continuación: 
 
 
Figura 4: Vista del programa ArgusLab. Se representa la benzamidina. 
 
En este punto (si no se ha hecho ya antes), salvar el fichero en formato nativo (ArgusLab). 
Salvar con regularidad este fichero a lo largo del progreso de la práctica. 
Vamos a renombrar el ligando. Para ello, seleccionar “1 BEN” de la carpeta Groups, pulsar el 
botón derecho del ratón, y seleccionar Modify Group. Introducir el nombre: “Ligando BD por 
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DRX” (BD designará la benzamidina). El tipo de grupo no se debe modificar, debe seguir 
siendo un ligando. 
Vamos a crear ahora otro grupo que es el entorno del ligando previamente definido. 
Pulsar el botón derecho del ratón en el ligando que acabamos de renombrar y seleccionar 
Make a BindingSite Group for this Group. 
Esto crea un binding site formado por todos los residuos que tienen al menos un átomo a una 
distancia no mayor de 3,5 Å de alguno de los átomos del ligando de DRX. No sólo aparecen 
los residuos en la vista gráfica, sino que se pone de manifiesto también en la vista en árbol 
con la creación de un grupo “Ligando BD por DRX bindingsite”. Necesitamos cambiar la 
ampliación de la vista. En Groups, seleccionamos el ligando y su binding site. Usar shift y 
botón izquierdo del ratón o control y botón izquierdo del ratón. Como antes, se usa el botón 
que permite centrar la vista en la pantalla. 
Para hacernos una idea de tamaño y forma de la cavidad, vamos a construir una 
superficie de contorno de la cavidad. Así podremos entender e incluso predecir si un 
determinado ligando podría “caber” en la cavidad (debido a la forma y tamaño del ligando o, 
dicho de otra manera, debido a los impedimentos estéricos). Vamos a definir una caja que 
engloba a la cavidad y a calcular su superficie de contorno. Un modo de hacerlo es a través 
del menú de búsqueda de sitio de unión(¡!). Calculation →Dock a Ligand o bien . Este 
menú que está pensado para poder elegir un ligando y un binding site y definir una caja en la 
que se llevará a cabo la búsqueda del sitio de unión se va a utilizar de momento solamente 
para definir una caja. Donde pone “Binding Site Bounding Box” comprobar que está marcada 
la opción “Display Box”. Pulsar “Calculate Size”, de manera que el programa determine un 
tamaño de caja optimizado a las dimensiones de la cavidad. No necesitamos nada más de 
momento, de modo que salimos del menú con Cancel (anular) o con OK (¡Tener cuidado de 
NO salir con Start!). Sorprendentemente, ArgusLab mantiene activa la caja aún habiéndo 
salido del menú anterior con anular. Seleccionar 
Surfaces →Solvent Accessible Surface 
En este menú se define como “Bounding Box” ya no toda la molécula sino solo “Use 
Displayed Box”. A efectos del espacio ocupado, se deberá excluir, lógicamente, al ligando. 
Seleccionar “Surface Quality” de calidad media y la superficie de un color elegido por el 
usuario. El gris es muy adecuado. Rotar la molécula de manera que se vea asomar el ligando. 
Esta imagen se puede salvar en formato jpeg (File →Export). 
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Podemos borrar la superficie que acabamos de crear: botón derecho del ratón encima de la 
superficie y seleccionar Remove Surface. 
 
Como objetivo siguiente, vamos a visualizar en esta geometría los puentes de 
hidrógeno formados. 
Seleccionar en “Groups” el “ligando BD por DRX”. Pulsar botón derecho del ratón y marcar 
Show Hydrogen Bonds 
Rotar y ampliar adecuadamente para ver en qué sitios la proteína “ancla” al ligando. Observar 
que el programa ignora los átomos de hidrógeno, aunque asume que la estructura está 
adecuadamente provista de hidrógenos. Por eso, los puentes de hidrógeno se indican entre dos 
átomos electronegativos:uno actúa como donante, el otro como receptor del puente de 
hidrógeno. Anotar en la Tabla siguiente los átomos implicados, las distancias de los enlaces 
de hidrógeno y el aminoácido implicado de la proteína. 
Átomo del ligando 
(d=donante, 
a=aceptor) 
Átomo del receptor Distancia Aminoácido 
implicado 
 
 
 
 
 
3.2 Búsqueda del sitio de unión de la benzamidina 
Después de esta etapa de caracterización del sitio de unión obtenido por DRX, se 
procede a probar el campo de fuerzas haciendo una búsqueda del sitio de unión. 
Comprobaremos la validez del resultado comparándolo con la información cristalográfica. 
Seleccionar el “ligando BD por DRX”, sea en la carpeta “Groups” o en la de 
“Residues→Misc”. Copiarlo y pegarlo. Esto se puede hacer por ejemplo con Control-C y 
Control-V. En Residues→Misc aparecerá un nuevo ligando 810 BEN. Definirlo como 
ligando. Para ello, pulsar el botón derecho del ratón, Make a Ligand Group from this 
Residue. En la carpeta “Groups” debería haber aparecido otro ligando llamado 2 BEN. 
Renombrarlo: pulsar el botón derecho del ratón, Modify Group. Darle el nombre de “Ligando 
BD”. 
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 Le vamos a dar un aspecto diferente para que se vea mejor. Una vez seleccionado el 
ligando, pulsar el botón derecho del ratón →Set Render Mode→Cylinder med 
 Ahora lanzamos el cálculo de la búsqueda del sitio de unión. Nota: el ligando no tiene 
por qué estar en la cavidad, no necesitamos moverlo ya que el programa define la caja de 
acuerdo a la geometría del receptor y va probando posiciones. 
Activar el menú de búsqueda con Calculation→Dock a Ligand o pulsando . 
Seleccionar el ligando apropiado (Ligando BD). En el apartado de la caja (Bounding Box), 
pulsar Calculate Size. Cerciorarse de que el algoritmo de búsqueda sea “Argusdock”, el tipo 
de cálculo “Dock” y el Ligando Flexible. Pulsar entonces Start y observar como va probando 
los sitios. Para cada punto posible de la red (es decir, en el que no se llegue a interacciones de 
energía altísimas por “chocar” algún átomo del ligando con el receptor), se muestra 
brevemente el ligando en su posición. 
Inspeccionar las estructuras, que deberían estar relativamente cercanas. Para apreciar 
cuantitativamente los resultados, seleccionar los dos ligandos en Groups con la tecla Control y 
el botón izquierdo del ratón. Ahora, posicionarse en la Carpeta Groups, pulsar el botón 
derecho del ratón y seleccionar Calc RMSD position between two similar Groups. Anotar 
el valor de la desviación típica obtenida que debería encontrarse en torno a 2,5 Å. 
La información que se ha generado durante el cálculo de búsqueda está disponible en 
dos sitios. En la vista en árbol, en “Calculations”, se puede ampliar la información y aparecen 
las distintas posiciones del ligando (“pose”) y el valor de la entalpía libre, ordenados por 
estabilidad decreciente. También se indica el tamaño del “cluster”, posiciones que después de 
minimizar han quedado tan cercanas que son equivalentes. Pulsar el botón derecho del ratón 
en “Pose 2” y seleccionar la opción Display. De manera general, cuando una propiedad en la 
vista en árbol tiene un icono de mechero Bunsen significa que se puede representar 
gráficamente. También es posible examinar la desviación típica. 
 El segundo sitio desde el que se accede a información sobre los cálculos es en el 
fichero de registro (log) que se consulta pulsando el icono . Esto abre el fichero en un 
editor, generalmente el block de notas. Con cada nuevo cálculo se sobrescribe el fichero. 
 
 
 
 
 
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3.3 Búsqueda del sitio de unión de la bencilamina 
 
H2C
NH3
 
Figura 5: Bencilamina. No se representan los H del anillo bencénico. 
 
Vamos a construir la bencilamina y a usarla como ligando. Por supuesto, hay muchas 
maneras de construirla, por ejemplo usando la utilidad de construir moléculas de ArgusLab (el 
ModelBuilder). De todas maneras, se propone aquí otra manera de hacerlo, propia a 
ArgusLab. Dado que la bencilamina es un compuesto relacionado con la benzamidina, se 
puede partir de esta última: 
Posicionarse en el residuo de benzamidina procedente del análisis de difracción de 
rayos X (DRX). Copiarlo con CTRL-C. Abrir un fichero nuevo con File→ New. Empastar la 
benzamidina (CTRL-V). Seleccionar los átomos que sobran y borrarlos (botón derecho del 
ratón, ...). Ahora faltan por completar los hidrógenos usando el icono . Se debería 
comprobar siempre el resultado, en especial: que el número de H adicionados por el programa 
es “razonable”, que las distancias de enlace son realistas, que la naturaleza del enlace es la 
deseada (enlace simple, doble, de resonancia, ...), y que la “carga formal” sea la correcta. Para 
seleccionar los enlaces, marcar la molécula entera. Una vez seleccionada, marcar el enlace. 
Pulsar el botón derecho del ratón y elegir el tipo de enlace deseado o fijar la longitud del 
enlace. Se puede ahora salvar el resultado como fichero bencilamina.pdb en formato pdb con 
Save as. Nota: ArgusLab solo salva lo que esta activo en este momento. Aunque haya varios 
sistemas abiertos y se vean uno debajo de otro en la vista en árbol, ArgusLab solo trabaja con 
un sistema a la vez, aunque se pueda pasar cómodamente de un sistema a otro. 
Regresar al sistema anterior pulsando en él en la vista en árbol y hacer la búsqueda de 
sitio de unión de la bencilamina. ¿Echáis algo de menos? Puede que en la ventana del cálculo 
de búsqueda de sitio de unión no aparezca el ligando que queréis. Será que no lo habéis 
definido como ligando. Regresar a la bencilamina y definirla como ligando. Ahora debería 
estar disponible para cálculos de “docking”. 
 
3.4 Construcción de una base de datos para probar varios ligandos 
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La búsqueda del sitio de unión más estable en los pasos anteriores sólo implicaba 
definir un tamaño de caja lo suficientemente grande. Dado que el tamaño de caja viene 
determinado por la cavidad, es posible calcularlo una única vez y probar con varios ligandos. 
Se podrían probar una serie de ligandos de manera automatizada sin intervención del usuario. 
Este es el principio de la búsqueda que nos proponemos ahora. ArgusLab permite hacer este 
tipo de búsquedas y necesita para ello un fichero de base de datos de formato SDF. Vamos a 
construir este fichero nosotros mismos con unas cuantas estructuras de ligandos. Para esto, 
usaremos el programa OpenBabel. Este programa es un convertidor de formatos de ficheros 
de coordenadas moleculares. También nos permite construir un fichero SDF a partir de varios 
ficheros PDB correspondientes a nuestros ligandos. Utilizaremos las estructuras de varios 
ligandos que se encuentran en la página WebCT. 
Abrir OpenBabel y crear la base de datos (este proceso es bastante intuitivo). Esta base 
de datos deberá contener los compuestos de la Figura 6 y al menos dos compuestos de la 
Figura 7 (se podrá prescindir de examinar la hidroxicarbamida): 
C
NH2NH2
Cl
 
C
NH2NH2
NH2
 
C
NH2NH2
CH3
 
C
NH2NH2
CH2
C
O
C
O O
 
Figura 6: p-cloro-benzamidina, p-amino-benzamidina, p-metil-benzamidina y p-
amidino-fenilpiruvato. 
O
C
NH2 HN OH 
C
NHO
N
NH2 
C
NH2O
OH
 
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Figura 7: Hidroxicarbamida, isoniacida (hidracida del ácido isonicotínico; nombre 
IUPAC: 4-piridina-carbohidracida), salicilamida (IUPAC: 2-hidroxi-benzamida) 
 
Comprobar que Babel crea un fichero SDF de salida y que este fichero contiene 
coordenadas (estas deben aparecer en la ventana derecha de Babel). Tener cuidado de darle un 
nombre de fichero queacabe en “.sdf” o “.SDF”, dado que Babel no le añade 
automaticamente esta extensión al nombre. De carecer de esta extensión, no será posible 
cargar la base de datos en ArgusLab. Una vez que se disponga del fichero SDF que contiene 
los datos estructurales de todos los compuestos, realizar un cálculo de búsqueda de sitio de 
unión de una base de datos. Escoger el tamaño de caja que ArgusLab determine en base a la 
cavidad. El grid puede mantenerse en 0.4 Å. Una vez finalizado el cálculo, consultar los 
resultados en el fichero de texto que transcribe los resultados. Ir completando los resultados 
en la tabla siguiente: 
Compuesto 
Energía de inter-
acción experimental 
(kcal/mol) 
Energía de inter-
acción computada de 
config. más estable 
(kcal/mol) 
Ki,exp en mol/l 
 
benzamidina -6.52 
bencilamina -3.91 
p-cloro-benzamidina -5.82,3 
p-amino-benzamidina -6.93 
p-metil-benzamidina -6.23 
p-amidino-fenilpiruvato +0.354 
salicilamida ? 
hidroxicarbamida ? 
isoniacida ? 
 
 
 
 
 
 
2 F.L. Gervasio, A. Laio, M. Parrinello, J.Amer.Chem.Soc. 127: 2600 (2005) 
3 J.W. Essex, D.L. Severance, J. Tirado-Rives, W.L. Jorgensen, J.Phys.Chem.B 101:9663 (1997) 
4 Base de datos PDB, estructura 1TPP (Marquart et al., Acta Cryst. B 39:480 (1983)) 
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Considerando sólo la estabilidad del complejo de interacción, sin consideraciones de 
lipofilia, etc... ¿Cuál es, según los datos experimentales, el ligando más apropiado para inhibir 
la hidrolasa? ¿Y según los cálculos? ¿Cómo se ajustan los datos experimentales y los 
calculados? Llevar a cabo el análisis de los resultados obtenidos. 
7. Bibliografía 
 
Andrew R. Leach, Molecular Modelling, NJ USA: Kluwer Acad., 1998 
Tamar Schlick, Molecular Modelling and Simulation: an Interdisciplinary Guide, 
Springer, New York, 2002, disponible como libro electrónico