978-84-7723-910-9

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ÍNDICEPORTADA
Manual Práctico
de Parasitología Veterinaria
Colección manuales uex - 69
Unidad de Parasitología. Dpto. de Sanidad Animal
Fac. de Veterinaria. Universidad de Extremadura
69
(E.E.E.S.)
ÍNDICE
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ÍNDICEPORTADA
MANUAL PRÁCTICO 
DE PARASITOLOGÍA VETERINARIA
PORTADA ÍNDICE
69
MANUALES UEX
(E.E.E.S.)
Espacio
Europeo
Educación
Superior
ÍNDICEPORTADA
MANUAL PRÁCTICO 
DE PARASITOLOGÍA VETERINARIA
FRANCISCO J. SERRANO AGUILERA (COORD.)
2010
ÍNDICEPORTADA
MANUAL práctico de parasitología veterinaria / Francisco Javier 
 Serrano Aguilera (Coord.). — Cáceres : Universidad de Extremadura, Ser-
vicio de Publicaciones, 2010
120 pp. ; 17 x 24 cm. – (Manuales UEX, ISSN 1135-870-X ; 69)
ISBN 978-84-7723-910-9
1. Parasitología veterinaria. I. Serrano Aguilera, Francisco Javier. II. Tít. 
III. Universidad de Extremadura, Servicio de Publicaciones, ed.
576.89
Edita:
Universidad de Extremadura. Servicio de Publicaciones 
C/ Caldereros, 2 - Planta 2ª. 10071 Cáceres (España) 
Tel. 927 257 041 ; Fax 927 257 046 
E-mail: publicac@unex.es 
http://www.unex.es/publicaciones
ISSN 1135-870-X
ISBN 978-84-7723-910-9
Depósito Legal M-16.788-2010
Impreso en España - Printed in Spain 
Maquetación, fotomecánica e impresión: Dosgraphic, s.l. – 914 786 125
© Los autores.
© Universidad de Extremadura, para esta 1ª edición.
Cualquier forma de reproducción, distribución, comunicación pública o transformación de esta obra sólo 
puede ser realizada con la autorización de sus titulares, salvo excepción prevista por la ley. Diríjase a 
CEDRO (Centro Español de Derechos Reprográficos, www.cedro.org) si necesita fotocopiar o escanear 
algún fragmento de esta obra.
La publicación del presente manual forma parte de las “Acciones para el Desarrollo del Espacio Europeo de 
Educación Superior en la Universidad de Extremadura Curso 2008/09” en el marco de la VI Convocatoria 
de Acciones para la Adaptación de la UEX al Espacio Europeo de Educación Superior (Proyectos Pilotos: 
modalidad A1) del Vicerrectorado de Docencia e Integración Europea y financiada por la Junta de Extrema-
dura, el Ministerio de Educación y Ciencia y la Universidad de Extremadura.
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Dr. Francisco Javier Serrano Aguilera 
Dra. Eva María Frontera Carrión 
Dr. Luis Carlos Gómez Nieto 
Dr. Miguel Ángel Habela Martínez-Estéllez 
Dr. Juan Enrique Pérez Martín 
Dr. David Reina Esojo 
Ldo. Rafael Calero Bernal 
Dr. Jesualdo Carcelén Rodríguez 
Ldo. Javier Fernández Cotrina
Ldo. José Antonio Gamito Santos 
Dra. Virginia Iniesta Orozco 
Ldo. Francisco Javier Pariente Palomino 
Ldo. Isidro Suárez López 
Técnico. Esp. Lab. Manuel Gómez Blázquez 
Técnico Lab. Isabel Monroy Pérez 
Técnico Lab. Victoria Baz Agudo 
Técnico Lab. Pablo Pajares del Sol
AUTORES
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La asignaturas que actualmente imparte nuestro grupo docente tienen un marcado 
carácter experimental y práctico, en el que son imprescindibles la adquisición de diversas 
competencias y destrezas prácticas por parte del alumno, que después deberán aplicar en su 
quehacer profesional.
Sin embargo, estas competencias se basan con frecuencia en un conocimiento, que 
debido a las limitaciones de tiempo, no es posible adquirir previamente a la práctica que 
lo requiere. Esta dificultad, se dificultan aún más nuestra adaptación al Proceso de Bolonia, 
y su filosofía tendente a primar más la adquisición de habilidades que los conocimientos 
exhaustivos, lo que sin duda puede tener efectos positivos, pero también plantea retos docen-
tes importantes.
La dificultad para conjuntar conocimiento y práctica, requiere que los alumnos puedan 
acceder en tiempo real y de forma efectiva, a fuentes de información que puedan que facili-
ten la adquisición de las habilidades y destrezas que en ese momento están desarrollando, y 
que esta misma información le permita valorar la utilidad y alcance de la competencia que 
está adquiriendo. Por ejemplo, adquirir destreza para encontrar un parásito microscópico 
es difícil si no se dispone de una información básica sobre la morfología del parásito que 
va a identificar, y si esto es posible, será una competencia falta de interés y utilidad para el 
 alumno, si carece de la información necesaria para comprender la relevancia y repercusiones 
de ese diagnóstico en su practica profesional.
Una forma de proporcionar esta información adicional a las clases magistrales, cada vez 
más necesaria, la ofrecen sin dudas las llamadas nuevas tecnologías, pero en entornos 
como el laboratorio de prácticas, la consulta veterinaria o las prácticas de campo, no es 
la mejor opción. Una guía o manual de prácticas sigue siendo una fuente de información 
imprescindible e insustituible para el desarrollo de las mismas, especialmente, en asignaturas 
como la Parasitología y las Enfermedades Parasitarias, que requieren un abundante material 
iconográfico.
El manual está diseñado para que sea una fuente de consulta útil para los alumnos de las 
dos asignaturas troncales, antes citadas, así como para la asignatura optativa de Diagnóstico 
y Clínica de las Enfermedades Parasitarias, por la ventaja que supone tener la información 
unificada en materias tan relacionadas, así como por la economía de medios que lleva im- 
plícita. El manual se divide en tres partes principales. La primera está dedicada a la Para-
sitología, de mayor interés para los alumnos de la asignatura del mismo nombre, donde se 
describen los principales grupos taxonómicos de los parásitos y especies más representati- 
vas, con así abundantes fotografías y dibujos esquemáticos que revelen sus características 
morfológicas y biológicas principales. El objetivo principal de este capítulo es que el alumno 
sea capaz de identificar y reconocer la morfología de los principales parásitos, así como 
PRÓLOGO
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 asociarlos a unos hospedadores y vías de contagio concretos. La segunda parte, dedicada a 
las Enfermedades Parasitarias, recoge especialmente la metodología de tomas de muestras 
y técnicas diagnósticas que permitirán al alumno que éste sea capaz diagnosticar correcta-
mente las enfermedades parasitarias. La parte final recoge material iconográfico y anexos de 
interés común para todos los alumnos.
Por último, queremos agradecer al Vicerrectorado de Calidad y Formación Continua por 
su Plan de Adaptación de la UEx al Espacio Europeo de Educación Superior, que ha hecho 
posible la edición de este libro.
Junio de 2009
Unidad de Parasitología
Departamento de Sanidad Animal
Facultad de Veterinaria
Universidad de Extremadura
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ÍNDICE GENERAL
 PRÓLOGO 9
 I. PARASITOLOGÍA 13
Reino protozoa 14
Reino animalia 21
Phylum Plathyhelmintes 21
Phylum Nematoda 31
Phylum Arthropoda 40
 II. TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO 
PARASITOLÓGICO 45
1. Toma de muestras y envío al laboratorio 46
2. Examen coprológico 47
3. Examen de sangre 56
4. Examen de tejido muscular 61
5. Examen de piel 64
6. Examen de vísceras 65
7. Examen de orina y secreciones 67
8. Realización y examen de biopsias 68
9. Diagnóstico inmunológico 70
 III. LÁMINAS DE IDENTIFICACIÓN 75
 IV. LÁMINAS DE LESIONES 81
 ANEXO 1. TAXONOMÍA 89
 ANEXO 2. PRINCIPALES GÉNEROS PARÁSITOS 
SEGÚN HOSPEDADORES 
Y LOCALIZACIONES ORGÁNICAS 103
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I. PARASITOLOGÍA
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REINO PROTOZOA
 SUBREINO BICILIATA
 Phylum Euglenozoa
 Clase Kinetoplastea
 Orden Trypanosomatida
 Familia Trypanosomatidae
 Géneros Trypanosoma y Leishmania
 Morfología en Trypanosomatidae
 1) Nucleo; 2) Kinetoplasto; 3) Flagelo; 4) Membrana ondulante.
 Trypanosoma brucei (tripomastigote). Leishmania infantum (amastigote).
AmastigotePromastigote
Epimastigote Tripomastigote
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MANUAL PRÁCTICO DE PARASITOLOGÍA VETERINARIA
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REINO PROTOZOA
 SUBREINO BICILIATA
 Phylum Myzozoa
 Clase Conoidasida
 Orden Eucoccidiorida
 Suborden Eimeriorina
 Familia Eimeriidae
 Géneros Eimeria, Isospora y Cystoisospora
Dibujo esquemático de los oquistes de Eimeria (A) e Isospora (B) y ciclo evolutivo del género Eimeria.
Dibujo e imagen microscópica de oquistes esporulados de Eimeria sp. y Cystoisospora sp. esporulando.
Opérculo Micropilo
Esporozoito Merozoito
MEROGONIA
GAMETOGONIA
ESPOROGONIA
Ooquiste
Microgameto
Macrogameto
A B
esporocisto
esporozoito
gránulo polar
residuo ooquístico
residuo esporocístico
Cuerpo 
de Stieda
Glóbulo 
refractil
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REINO PROTOZOA
 SUBREINO BICILIATA
 Phylum Myzozoa
 Clase Conoidasida
 Orden Eucoccidiorida
 Suborden Eimeriorina
 Familia Cryptosporidiidae
 Género Cryptosporidium
Ciclo de Cryptosporidium sp.
 Ooquistes de Cryptosporidium sp. (Heine). Ooquistes de Cryptosporidium sp. 
 (Ziehl-Neelsen).
esporozoito
merozoitos I
macrogameto
merozoitos II
meronte IItrofozoito meronte I ooquiste
medio ambiente
microgamentos
microgametocito ooquiste 
esporulado
Infección endógena (autoinfección)
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REINO PROTOZOA
 SUBREINO BICILIATA
 Phylum Myzozoa
 Clase Conoidasida
 Orden Eucoccidiorida
 Suborden Eimeriorina
 Familia Sarcocystidae
 Géneros Sarcocystis y Toxoplasma
 Suborden Adeleorina
 Familia Hepatozoidae
 Géneros Hepatozoon
 Ciclo evolutivo de Sarcocystis miescheriana.
Quiste de Sarcocystis miescheriana (corte 
histológico teñido con hematoxilina-eosina).
Hepatozoon canis (gametocitos).
Hospedador definitivo
Hospedador intermediario
Esporocistos libres
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REINO PROTOZOA
 SUBREINO BICILIATA
 Phylum Myzozoa
 Clase Aconoidasida
 Orden Haemospororida
 Familia Plasmodiidae
 Géneros Plasmodium y Haemoproteus
1 2 3 4
5 6 7 8
Dibujo esquemático de algunas de las formas evolutivas del género Plasmodium en frotis sanguíneos:
• Plasmodium malarie: trofozoito (1), esquizonte (2), esquizoitos y cuerpo residual dentro del eritrocito (3) 
y libres (4), gametocito ♀ (5) y ♂ (6).
• Plasmodium falciparum: gametocito ♀ (7) y ♂ (8).
Haemoproteus columbae (gametocito). Plasmodium sp. (varias formas evolutivas).
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REINO PROTOZOA
 SUBREINO BICILIATA
 Phylum Myzozoa
 Clase Aconoidasida
 Orden Piroplasmorida
 Superfamilia Babesioidea
 Familia Babesiidae
 Género Babesia
 Ciclo biológico de Babesia caballi.
Babesia caballi (piroplasmas).
Gametogonia
intestino
Hospedador invertebrado (garrapata)
Zigoto
Gametos
Gametocitos
Esporocineto
Esporozoito
Esporogonia
Merogonia
Merozoito
Huevo
Larva
Ninfa
Adulto
Intestino
Musculatura
Epidermis
T. Malpigi
Glándulas 
salivares
Hemolinfa
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REINO PROTOZOA
 SUBREINO BICILIATA
 Phylum Myzozoa
 Clase Aconoidasida
 Orden Piroplasmorida
 Superfamilia Babesioidea
 Familia Theileriidae
 Género Theileria
 Ciclo biológico de Theileria annulata.
Theileria annulata (piroplasmas).
Glándulas 
salivares
Gametogonia
esporocineto
Merogonia
Esporogonia
linfocito
cigoto
eritrocito
merozoito
intestino
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REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIA
 Phylum Plathyhelminthes
 Infraphylum Trematoda
 Clase Digenea
 Género Fasciola
Fasciola hepatica. Tinción con carmín acético y dibujo esquemático:
• Aparato de fijación: ventosa oral (vo) ventosa ventral o acetábulo (ac). Aparato digestivo: Boca (rodeada 
por la vo), faringe muscular (no representada), esófago e intestinos ciegos ramificados (líneas negras).
• Aparato reproductor masculino: 2 testículos (te) ramificados, conductos eferentes (ce), conducto defe-
rente  (cd), bolsa del cirro con vesícula seminal interna y cirro rodeado de glándulas prostáticas (ci) y 
poro genital (pg).
• Aparato genital femenino: ovario (ov) ramificado, unido mediante un oviducto al ootipo (oo), rodeado de 
glándulas de Mehlis (gm) al que también desembocan las glándulas vitelógenas (vi) mediante conductos 
vitelógenos o viteloductos (vd) transversales, longitudinales y medios. Del ootipo parte el útero y metra-
termo  (ut), repleto de huevos (h) que desemboca en el poro genital (pg) antes citado.
vo
ac pg
ov
oo ut
h
vd
vi
gm
ce
te
ci
cd
in
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REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIA
 Phylum Plathyhelminthes
 Infraphylum Trematoda
 Clase Digenea
 Género Dicrocoelium
Dicrocoelium dendriticum. Dibujo esquemático y tinción con carmín acético:
Se identifican fácilmente ventosa oral (vo), ventosa ventral o acetábulo (ac), testículos (te) ramificados, bolsa 
del cirro y cirro (ci), poro genital (pg), ovario (ov), ootipo (oo), glándulas vitelógenas (vi) y útero y repleto 
de huevos embrionados en su parte final (detalle). El aparato digestivo consta de boca, rodeada por la 
 ventosa oral (vo), faringe muscular (engrosamiento visible bajo la vo), esófago y dos intestinos ciegos simples 
laterales que llegan hasta el tercio posterior (líneas verde azuladas).
vo
ac
pg
ov
oo
ut
vi
te
ci
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ÍNDICEPORTADA
REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIA
 Phylum Plathyhelminthes
 Infraphylum Trematoda
 Clase Digenea
 Géneros Paramphistomum y Schistosoma
Paramphistomum cervi (dibujo esquemático y tinción con carmín acético).
 Schistosoma bovis (macho).
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REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIA
 Phylum Plathyhelminthes
 Infraphylum Cercomeromorpha
 Clase Cestoidea
 Orden Ciclophyllidea
 Familia Taeniidae
 Subfamilia Taeniinae
 Género Taenia (= Taeniarhynchus, Multiceps, Hydatigera)
A
B
C
Ciclo biológico de Taenia multiceps.
1. Ganchos.
2. Rostelo.
3. Ventosa.
4. Proglotis inmaduros.
5. Canales excretores.
6. Vagina.
7. Ootipo.
8. Ovario.
9. Glándulas vitelógenas.
10. Útero.
11. Cirro.
12. Conducto deferente.
13. Testículos.
14. Poro genital.
15. Huevos.
Dibujo esquemático de Taenia sp.
(A = escólex; B = proglotis maduro; 
C = proglotis grávido).
Coenuro 
cerebralis 
(metacestodo)
Hospedador definitivo
Anillo 
grávido
Hospedador 
intermediario
1
2
3
A
4
115
67
14B
98
1312
15
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C
Huevo
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 Dibujo esquemático del extremo anterior de Taenia sp.
Esquema de las formas larvarias de Taenia (sensu lato):
A) Cisticerco. B) Estrobilocerco. C) Coenuro.
A
Doble corona de ganchos
Forma de puñal árabe
Cuello
Estróbilo 
(proglótides 
inmaduros)
Rostelo
GanchosEscólex
Ventosas
mango
guarda
hoja
B C
{
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ÍNDICEPORTADA
Proglotis grávido de Taenia sp. repleto de huevos.
Escólex de Taenia sp. Proglotis maduros y grávidos de Taenia sp.
Cisticerco Taenia hydatígena (evaginado). Cenuro de Taenia multiceps (detalle).
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ÍNDICEPORTADA
REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIAPhylum Plathyhelminthes
 Infraphylum Cercomeromorpha
 Clase Cestoidea
 Orden Cyclophyllidea
 Familia Taeniidae
 Subfamilia Echinococcinae
 Género Echinococcus
Echinococcus granulosus. Dibujo esquemático y tinción con carmín acético. El último anillo es grávido, 
con un útero sacciforme, a diferencia de otros ténidos.
�
F. serrano © 2008 
A
B
Dibujo esquemático de un metacestodo de Echinococcus granulosus (quiste hidatídico o Echinococcus 
hydatidosus) con dos vesículas hijas, cápsulas prolígeras (A) con protoescólices inviables y viables (B) y 
protoescólices libres, en los que se aprecia una corona, de ganchos con forma de puñal árabe.
A
B
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ÍNDICEPORTADA
REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIA
 Phylum Plathyhelminthes
 Infraphylum Cercomeromorpha
 Clase Cestoidea
 Orden Cyclophyllidea
 Familia Anoplocephalidae
 Género Moniezia
A = Moniezia expansa; B = Moniezia benedeni. Ciclo biológico de Moniezia sp.
Hospedador definitivo
Hospedador intermediario
(ácaro oribátido)
glándulas
interproglotídeas
A
B
Huevo
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ÍNDICEPORTADA
REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIA
 Phylum Plathyhelminthes
 Infraphylum Cercomeromorpha
 Clase Cestoidea
 Orden Cyclophyllidea
 Familia Davaineidae
 Género Davainea
 Género Railletina
 Dibujo esquemático de Davainea proglottina.
 Railletina tetragona (proglotis maduros).
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ÍNDICEPORTADA
REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIA
 Phylum Plathyhelminthes
 Infraphylum Cercomeromorpha
 Clase Cestoidea
 Orden Cyclophyllidea
 Familia Dipylidiidae
 Género Dipylidium
 Ciclo biológico de Dipylidium caninum.
 D. caninum (anillos maduros). D. caninum (anillo grávido).
Hospedador 
definitivo
Ctenocephalides 
canis
(Hospedador intermediario)
Cápsula 
ovígera
Larva
Adulto Huevo
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ÍNDICEPORTADA
REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIA
 Phylum Nematoda
 Clase Chromadorea (~ Secernentea)
 Orden Rhabditida
 Suborden Strongylida
 Superfamilia Strongyloidea
 Familia Strongylidae
 Género Strongylus
 Strongylus vulgaris (A); S. equinus (B); S. edentatus (C) (vista lateral).
 Esquema del extremo posterior de los machos del Suborden Strongylida.
A B C
c. ventroventral
c. lateroventral
c. anterolateral
c. mediolateral
c. posterolateral
c. externodorsal
c. dorsal
espícula
gubernáculo
bolsa copuladora
télamon
cloaca
costillas
corona radiada
cápsula bucal
festones
dientes
surco dorsal de la glándula esofágica
esófago
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ÍNDICEPORTADA
REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIA
 Phylum Nematoda
 Clase Chromadorea (~ Secernentea)
 Orden Rhabditida
 Suborden Strongylida
 Superfamilia Strongyloidea
 Familia Chabertiidae
 Géneros Oesophagostomum y Chabertia
 Oesophagostomum dentatum (extremo anterior).
 Chabertia ovina (extremo anterior).
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ÍNDICEPORTADA
REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIA
 Phylum Nematoda
 Clase Chromadorea (~ Secernentea)
 Suborden Strongylida
 Superfamilia Ancylostomatoidea
 Familia Ancylostomatidae
 Géneros Ancylostoma, Uncinaria y Bunostomum
Ancylostoma sp. (extremo anterior). Uncinaria stenocephala (extremo anterior).
 Bunostomum trigonocephalum (extremo anterior).
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ÍNDICEPORTADA
REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIA
 Phylum Nematoda
 Suborden Strongylida
 Infraorden Trichostrongylina
 Géneros Trichostrongylus, Teladorsagia, Haemonchus y Nematodirus
 Ciclo biológico general de los nematodos gastrointestinales del Suborden Strongylida.
 Trichostrongylus retortaeformis (bolsa copuladora ♂). Ostertagia circumcincta (bolsa copuladora ♂).
 Haemonchus contortus (bolsa copuladora ♂). Nematodirus spathiger (bolsa copuladora ♂).
L3 (filariforme)
L2 (rabditiforme)
L1 (rabditiforme)cutícula 
de la L2
cutícula de la L1 muda
mórula
huevoHospedador
eclosión
muda
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ÍNDICEPORTADA
REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIA
 Phylum Nematoda
 Clase Chromadorea (= Secernentea)
 Suborden Strongylida
 Superfamilia Trichostrongyloidea
 Familia Dictyocaulidae: Género Dictyocaulus
 Ciclo biológico de Dictyocaulus viviparus. Dictyocaulus viviparus (bolsa copuladora ♂).
Ciclo biológico Metastrongylus apri.
Superfamilia Metastrongyloidea
 Familia Metastrongylidae
 Género Metastrongylus
Familia Protostrongylidae
 Géneros Protostrongylus, Muellerius, 
 Neostrongylus y Cystocaulus Ciclo biológico Muellerius capillaris.
Metastrongylus apri (extremo posterior).
L1
L2
L3
Hospedador 
definitivo
Hospedador 
definitivo
Hospedador 
intermediario
Hospedador 
intermediario
Huevo 
larvado
L1
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ÍNDICEPORTADA
REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIA
 Phylum Nematoda
 Orden Ascaridida (= Ascaridomorpha)
Superfamilia Ascaridoidea
 Familia Ascarididae
 Géneros Ascaris, Parascaris, Toxocara y Toxascaris
 Toxocara mystax (extremo anterior). Ascaris suum en intestino delgado de cerdo.
Superfamilia Heterakoidea
 Familia Heterakidae
 Género Heterakis
 Familia Ascaridiidae
 Género Ascaridia
 Heterakis sp. (extremo posterior).
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ÍNDICEPORTADA
REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIA
 Phylum Nematoda
 Orden Oxyurida (= Oxyuridomorpha)
 Familia Oxyuridae
 Géneros Oxyuris, Enterobius, Passalurus y Skrjabinema
 Familia Heteroxynematidae
 Género Aspiculuris
 Aspiculuris tetraptera (extremo posterior ♀). Passarulus ambiguus (extremo anterior).
 Passarulus ambiguus (zona uterina ♀ Passarulus ambiguus (huevo). 
 y extremo posterior ♂).
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ÍNDICEPORTADA
REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIA
 Phylum Nematoda
 Orden Spirurida (= Spiruromorpha)
 Superfamilia Habronematoidea
 Géneros Habronema y Draschia
 Superfamilia Filarioidea
 Géneros Dirofilaria y Onchocerca
 Superfamilia Spiruroidea
 Géneros Gongylonema, Spirocerca y Ascarops
 Dirofilaria immitis (Microfilarias, L1). Gongylonema pulchrum (extremo anterior).
 Ascarops strongylina (extremo anterior). Ascarops strongylina (extremo posterior ♂).
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ÍNDICEPORTADA
REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIA
 Phylum Nematoda
 Clase Enoplea (~ Adenophorea)
 Orden Trichinellida
 Superfamilia Trichinelloidea
 Géneros Trichuris, Capillaria y Trichinella
Trichuris skrjabini (Esófago glandular). Capillaria aerophila (detalle útero ♀).
Ciclo biológico de Trichinella sp.
músculo 
esquelético
Larvas 
emigrantes
epitelio
intestinal
L1 madura
quiste
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ÍNDICEPORTADA
REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIA
 Phylum Arthropoda
 Clase Arachnida
 Subclase Acari
 Superorden Parasitiformes
 Orden Mesostigmata (= Gamasida). Género Dermanyssus
 Orden Metastigmata (= Ixodida)
 Familia Argasidae (Garrapatas blandas)
 Familia Ixodidae (Garrapatas duras)
Hyalomma lusitanicum ♀ y ♂ (Ixodidae) (vista dorsal).
Ornithodoros erraticus (Argasidae) (vistas dorsal y ventral).
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ÍNDICEPORTADA
REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIA
 Phylum Arthropoda
 Clase Arachnida
 Subclase Acari
 Superorden Acariformes
 Orden Astigmata (~ Sarcoptiformes) (Ácaros de la sarna)
 Orden Trombidiformes. Género Demodex (sarna demodécica)
 Sarcoptes scabiei suis. Psoroptes equi cunicui.
 Huevo de Sarcoptes scabiei suis. Demodex canis.
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ÍNDICEPORTADA
REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIA
 Phylum Arthropoda
 Clase Insecta
 Orden Phthiraptera
 Subórdenes Anoplura, Amblycera, Ischnocera
 Orden Hemiptera
 Orden Siphonaptera
 Bovicola (~ Damalinia) caprae (Ischnocera). Haematopinus suis (Anoplura).
 Triatoma infestans (Hemiptera). Ctenocephalides canis (Siphonaptera).
MANUAL PRÁCTICO DE PARASITOLOGÍA VETERINARIA
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ÍNDICEPORTADA
REINO ANIMALIA
 SUBREINO BILATERIA
 Phylum Arthropoda
 Clase Insecta
 Orden Diptera
 Suborden Nematocera
 Suborden Brachycera (Tabanomorpha y Muscomorpha)
Gasterophilus sp. (L3 en estómago de équido). Oestrus ovis (diferentes estadios larvarios).
1. Imago. 2. Larvas 1 en esófago.
3. Larvas 3 en dorso de vacuno. 4. Pupas.
 Fases del ciclo biológico de Hypoderma lineatum.
ÍNDICEPORTADA
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ÍNDICEPORTADA
II. TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO
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ÍNDICEPORTADA
1. TOMA DE MUESTRAS Y ENVÍO AL LABORATORIO
1.1. Heces
Se debe intentar siempre que la recogida de heces se realice directamente del recto del 
animal, para evitar así posibles contaminaciones por nematodos de vida libre que se encuen-
tran en el medio ambiente, dificultando a veces el diagnóstico coprológico. 
Las heces se depositan en un frasco limpio con un algodón húmedo, o bien en bolsas her-
méticamente cerradas y en un ambiente de humedad. Si las heces están secas, no se pueden 
utilizar para diagnóstico, ya que los elementos de diseminación pueden estar deteriorados. Una 
vez realizada esta operación, se recomienda el envío rápido al laboratorio para su procesado. 
Es muy importante que los botes o bolsas estén debidamente etiquetados, completamente 
limpios, herméticamente cerrados y se les incorpore una anamnesis completa de la explota-
ción y/o del animal objeto de estudio. 
1.2. sangre
La sangre debe enviarse entera y/o con anticoagulante, conservándose refrigerada a 4 °C 
hasta su remisión al laboratorio. Al igual que las heces, debe mandarse debidamente identi-
ficada añadiéndose la correspondiente anamnesis. 
En la extracción se debe evitar por todos los medios que los eritrocitos se hemolicen, ya que 
en estos casos se dificulta en gran medida el diagnóstico de algunos parásitos intraeritrocitarios. 
También se puede enviar al laboratorio frotis sanguíneos fijados previamente con metanol 
u otro medio. 
Para diagnósticos serológicos se toma sangre entera y se espera hasta que se forme un coá- 
gulo, extrayéndose el suero sanguíneo y se procede a su congelación. También en los casos 
de sangre con anticoagulante se realiza una centrifugación, extrayéndose el plasma y conge-
lándose hasta el momento de su uso. 
1.3. Vísceras y tejido muscular
Las vísceras deben remitirse debidamente identificadas al laboratorio, refrigeradas y en el 
menor tiempo posible, o bien en frascos con glicerina, creando un ambiente anaerobio que 
evite la putrefacción. En el caso del tejido muscular, la remisión debe hacerse debidamente 
identificada y con la muestra refrigerada. 
1.4. Piel
Primeramente se procede al raspado con bisturí en los bordes de las depilaciones hasta 
que brote un poquito de sangre. El material recogido, incluida la cuchilla de raspado, se 
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ÍNDICEPORTADA
manda al laboratorio en bolsa de plástico, placa de Petri o frasco herméticamente cerrado e 
identificado. Sería conveniente el envío de dos raspados por animal para remitir muestra del 
mismo también al laboratorio de patología infecciosa. 
2. EXAMEN COPROLÓGICO
2.1. examen directo de Heces frescas
 – En un portaobjetos, sobre una gota de suero fisiológico templado (38-40 °C), se coloca una 
pequeña cantidad de heces, a ser posible tomada del centro de la masa fecal. 
 – Se mezclan perfectamente hasta conseguir una capa fina. La extensión debe tener un grado 
de transparencia suficiente para que un texto, colocado debajo del portaobjetos, se pueda 
leer sin dificultad.
 – Se coloca un cubreobjetos y se observa al microscopio. 
 – Para una mejor visualización de protozoos móviles (trofozoitos de Giardia, Chilomastix, etc.) 
o sus quistes, alternativamente se puede poner una gota de lugol en el portaobjetos para 
hacer la extensión con las heces, así como otras técnicas de tinción (hematoxilina-cristal 
violeta, etcétera).
Indicaciones
Esta técnica permite reconocer cualquier elemento de diseminación de los parásitos, pero 
en caso de no observar ninguna forma parasitaria por este método, no debe descartarse la 
posibilidad de una parasitosis, ya que el tamaño de la muestra es tan pequeño que el resul-
tado negativo no es excluyente. Sin embargo, no es sustituible por su sencillez, rapidez y 
fundamentalmente porque algunos parásitos no son evidenciables por otras técnicas, que 
en general son mucho más sensibles, siendo de especial utilidad para la detección de pro-
tozoos móviles.
2.2. métodos de enriquecimiento (cualitatiVos)
2.2.1. Flotación
Este sistema se basa en lograr la concentración de los elementos de diseminación (huevos, 
larvas y quistes) por flotación en un líquido de mayor densidad que ellos. 
La densidad de los elementos de diseminación de los parásitos oscila generalmente entre 
1,05 y 1,10. La densidad de las soluciones empleadas, no debe ser excesivamente alta para 
que no deformen los elementos parasitarios y para que no floten otras partículas sólidas pre-
sentes en las heces. 
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a) Flotación en solución saturada de NaCl
Probablemente sea la solución más empleada y la que ofrece más ventajas. Tiene una 
densidad de 1,18 y se prepara hirviendo una solución en exceso de sal común durante unos 
minutos. Se deja enfriar, se filtra y se ajusta a la densidad indicada. 
Técnica
 – Se mezcla una pequeña cantidad de heces con solución saturada de NaCl en un vial de 
paredes rectas (Fig. 1, dibujo 1, 2 y 3). 
 – Con unas pinzas se disgregan perfectamente las heces (Fig. 1, dibujo 4).
 – A continuación se agrega suficiente solución para que se forme un menisco convexo en la 
superficie del vial (Fig. 1, dibujo 5).
 – Sobre este menisco convexo, se coloca un cubreobjetos con una superficie mínima 
de 18 × 18 mm, teniendo la precaución de evitar que se formen burbujas de aire en la 
superficie del líquido de flotación, o que floten porciones de heces sin disgregar (Fig. 1, 
dibujo 6). Si esto último resulta difícil de evitar, la suspensión de heces se puede realizar 
en otro recipiente y tras filtrarla mediante una doble gasa, se coloca en el vial mediante 
una pipeta Pasteur. 
Figura 1. Secuencia para la realización de la técnica coprológica de flotación.
1 2 3 4 5 6
 – Se esperan 45 minutos y se recoge el cubreobjetos, manteniéndolo en posición horizontal 
para que no se desprenda la gota de solución salina que queda adherida al mismo. Con 
un movimiento suave se coloca sobre un portaobjetos (Fig. 2) y se examina a 40x y 100x 
con el diafragma cerrado. Debe examinarse sin dilación, ya que la solución salina de la 
preparación se cristaliza por completo en pocos minutos.
 – Cuando se dispone de una centrífuga, la suspensión se puede centrifugar a 1.500 rpm 
durante 3 minutos. En los tubos de centrífuga se coloca un cubreobjetos de la misma 
manera que se ha descrito anteriormente.Se recoge el cubreobjetos, se deposita sobre 
un porta y se observa al microscopio. Para la investigación de Giardia, Chilomastix, etc., 
se colorea la preparación con lugol. Este procedimiento, si bien es más rápido, es menos 
preciso que el anterior.
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ÍNDICEPORTADA
Indicaciones
Es la técnica más empleada en cualquier laboratorio de parasitología. Con ella se pueden 
observar la mayoría de los huevos y larvas de nematodos, los ooquistes de coccidios y algu-
nos huevos de cestodos.
Sin embargo, no flotan los huevos de trematodos, los cestodos seudofilideos, ni las larvas 
de nematodos pulmonares, para los que habría que utilizar soluciones de mayor densidad. 
b) Otras soluciones empleadas para métodos de flotación 
Solución al 33% de Sulfato de Zinc (densidad de 1,33), solución al 35% de Sulfato Mag-
nésico (densidad de 1,28), solución de N2O3Na (densidad de 1,360), solución de sacarosa 
(densidad 1,2). Estas soluciones están recomendadas para el diagnóstico de las formas de 
diseminación de mayor densidad, como Fasciola hepática en rumiantes, Metastrongylus en 
cerdos, de Spirocerca lupi en el perro, etcétera. 
2.2.2. Sedimentación
Se trata de concentrar los posibles elementos de diseminación existentes en las heces por 
simple gravedad.
Técnica
 – Se mezclan varios gramos de heces con agua hasta que la disgregación sea completa.
 – Se pasa la suspensión a través de un tamiz (doble gasa) en una copa de 500 cc y se llena 
seguidamente de agua hasta aproximadamente 2,5 cm del borde. 
 – Añadir 2-3 gotas de Azul de Metileno o Verde Malaquita (opcional). Esto teñirá los restos 
vegetales, pero no los elementos de diseminación parasitarios, facilitando en gran medida 
su búsqueda al microscopio óptico. 
 – Se deja reposar 30-40 minutos. 
Figura 2. Colocación del cubre sobre el portaobjetos.
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ÍNDICEPORTADA
 – Quitar el sobrenadante hasta la marca de 100 cc y volver a llenar con agua hasta el mismo 
nivel. 
 – Se repite el procedimiento hasta que el sobrenadante permanezca más o menos transpa-
rente (lo ideal es repetirlo 3 ó 4 veces). 
 – Para terminar este procedimiento, se elimina el sobrenadante y se examina el sedimento al 
microscopio. Para ello, se recogen al menos 9 gotas del sedimento con una pipeta Pasteur, 
las cuales se depositan en un portaobjetos y se les coloca un cubreobjetos, visualizándose 
al microscopio con el diafragma cerrado. También puede examinarse todo el sedimento 
restante a pocos aumentos en una placa de Petri, buscando en el esteromicroscopio (o un 
trichinelloscopio de pantalla) los huevos de Fasciola u otros elementos de diseminación de 
tamaño considerable. 
Indicaciones
Se recomienda el método de sedimentación para el diagnóstico de quistes de amebas y 
ciliados, huevos de trematodos y de cestodos seudofilídeos, ya que por su elevado peso no se 
detectan por las técnicas usuales de flotación, anteriormente mencionadas. 
Esta técnica tiene la ventaja de recuperar todos los huevos de helmintos, larvas de nema-
todos, y quistes de protozoos en condiciones de viabilidad y sin distorsión; no obstante tiene 
el inconveniente de consumir excesivo tiempo y concentrar muy poco las formas parasitarias; 
de tal forma, que es más difícil visualizarlas. 
Los métodos de flotación y sedimentación son técnicas cualitativas de concentración que 
se complementan y se utilizan sistemáticamente ambas para el diagnóstico coprológico. 
2.3. coProcultiVos o incubación de Heces
Se trata de mantener las heces en condiciones adecuadas de humedad, temperatura y 
oxigenación para que los elementos parasitarios evolucionen y alcancen estadios en que la 
identificación resulte más fácil y exacta, simulando las condiciones que se producen en el 
medio ambiente. 
2.3.1. Esporulación de ooquistes de coccidios
Para la identificación correcta de coccidios son necesarios ooquistes esporulados. Para 
que dicho proceso se desarrolle (esporulación-esporogonia) se procede como sigue: 
 – En una placa de Petri, se mezclan las heces que contienen los ooquistes con una solución 
de dicromato potásico al 2%, el cual, además de dar humedad al medio, posee acción 
bactericida y fungicida. 
 – La placa se introduce en una estufa a temperatura adecuada (20-25 °C). 
 – Se ventilará a diario para proporcionar a los ooquistes el oxígeno necesario. 
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ÍNDICEPORTADA
 – Diariamente se podrán examinar por flotación los ooquistes para controlar el desarrollo de 
los esporozoitos. 
2.3.2. Incubación de huevos de Strongylida 
En muchas parasitosis producidas por agentes pertenecientes al Orden Strongylida, el 
estudio de los huevos encontrados en las heces no es suficiente para determinar la familia y/o 
el género de los parásitos implicados, por falta de peculiaridades morfológicas y morfomé-
tricas diferenciadoras. En tales casos, las heces positivas se depositan en un medio que imite 
las condiciones medioambientales naturales, en las que los huevos embrionan (embriogéne-
sis), eclosionan y experimentan una doble muda hasta alcanzar la fase o estadio de larva 3. 
Éstas tienen unas características morfológicas y morfométricas diferenciadoras entre géneros 
y especies. 
Técnica 
 – La muestra de heces de introduce en una placa de Petri y se le adiciona agua templada para 
proporcionarle humedad suficiente.
 – Se lleva a una estufa (20-25 °C) durante 7-10 días. Si no se dispone de estufa, la embrio-
génesis también se producirá, pero dependiendo de la temperatura ambiental. A mayor 
temperatura, menor tiempo y viceversa. 
 – Cada día se controlará la humedad y se ventilará el coprocultivo durante unos minutos. 
 – Una vez transcurrido este tiempo, las heces se colocan en el aparato de Baermann para el 
aislamiento de las larvas y su posterior identificación (ver a continuación). 
2.4. método de Baermann Para el aislamiento de larVas de nematodos en Heces
Se monta el aparato de Baermann. El embudo se llena de agua templada y sobre ésta es 
depositada la muestra (sobre gasas y tamiz), de manera que se produzca un contacto suave 
entre las heces y agua. 
 – Las larvas son muy activas y presentan hidrotropismo positivo, migrando de las heces y 
sedimentándose en el fondo del tubo de goma conectado al embudo. 
 – A partir de 3-6 horas (tiempo máximo necesario 12-24 horas) se depositan sobre un vidrio 
de reloj las primeras gotas del sedimento, examinándose al estereomicroscopio. 
 – Con una pipeta se recogen algunas larvas y se depositan entre porta y cubre, examinándose 
a microscopía óptica. 
 – La muestra objeto de análisis se puede mezclar con una o dos gotas de lugol para fijar y 
colorear las larvas y hacer así más fácil su identificación. 
Si no disponemos de aparato Baermann, el aislamiento de las larvas se puede realizar en 
una copa de sedimentación llena de agua templada sobre la que depositaremos un colador 
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y una gasa. Sobre ésta se deposita la muestra, de tal forma que las larvas migren hasta el 
fondo de la copa. Finalmente, con cuidado se retira el sobrenadante y se recogen las larvas 
del sedimento. 
2.5. examen cuantitatiVo (método de mcmaster)
Sirve para realizar una estimación aproximada de la carga parasitaria, y por tanto se su 
posible significación clínica, a través del número de ooquistes, huevos o larvas por gramo 
de heces. 
La cámara de McMaster consta de dos compartimentos independientes y abiertos lateral-
mente que están cubiertos por un cubreobjetos. 
Cada compartimento tiene una altura de 0,15 cm y en el cubreobjetos tiene trazado un 
cuadrado de 1 cm de lado, dividido en calles para facilitar el contaje. Por tanto, el volumen 
que se examina de cada cámara es de 0,15 cc (volumentotal de 0,3 cc). 
Su procedimiento es como sigue: 
 – Suspender cuidadosamente 2 gramos de heces en solución saturada de NaCl hasta un 
volumen final de 60 ml (aproximadamente 58 ml). 
 – Filtrar la suspensión por una doble gasa, presionando finalmente sobre la malla. De esta 
forma, son eliminadas las partículas más groseras. 
 – Agitar suavemente la suspensión, para homogeneizarla perfectamente, con el objeto de 
distribuir uniformemente los elementos de diseminación. 
 – Inmediatamente, llenar con una pipeta los compartimentos de la cámara de McMaster, 
evitando que se formen burbujas de aire (Fig. 3).
 – Colocar la cámara de McMaster en el microscopio, y dejarla reposar unos 5 minutos para 
que los elementos parasitarios floten y acumulen en la parte superior de la cámara. 
 – Enfocar a 40 aumentos (objetivo 4x) las líneas dibujadas en la parte superior de la cámara 
y centrar el campo en el extremo de la primera calle. Sin mover la cámara, cambiar el 
objetivo de 4x a 10x (100 aumentos) y ajustar el enfoque. No debe intentar enfocar la 
cámara a mayores aumentos, ni intentar enfocar su parte inferior, ya que podría romperla 
con el objetivo del microscopio. Sólo debe realizar ligeras correcciones de enfoque du- 
rante el recuento, tomando únicamente como referencia las líneas de la cámara. No in- 
tente enfocar partículas que vea borrosas cuando las líneas están bien enfocadas, ya que 
eso implica que están en un plano inferior de enfoque (y que por tanto no están en el parte 
superior de la cámara).
 – Realizar el contaje siguiendo las calles o columnas marcadas en ambas cámaras. Como 
la suspensión de heces está en la relación 1 g en 30 cc (2 g en 60 cc), y se examina un 
volumen total de 0,3 cc, este contaje equivale al examen de 0,01 g de heces. Por tanto, 
la cantidad de elementos de diseminación por gramo de heces es la suma del contaje de 
ambos compartimentos multiplicado por 100. 
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ÍNDICEPORTADA
 – Si el número de huevos u ooquistes en cada calle es muy bajo, es conveniente repetir el 
contaje varias veces y obtener la media. Por el contrario si es muy alto y difícil de contar, 
se pueden contar una sola cámara, o sólo algunas calles, extrapolando el resultado a las 
calles restantes, o bien repetir el contaje diluyendo parte de la suspensión sobrante a un 
volumen apropiado según la intensidad de la infestación, y multiplicar el contaje final por 
ese factor de dilución (por ejemplo si diluimos la suspensión a examinar al 1/10, en contaje 
final se deberá multiplicar por 10). 
Con este método, por tanto, el recuento mínimo es de 100 elementos de diseminación 
por gramo de heces. Esta sensibilidad suele ser suficiente en la práctica, dado que los contajes 
inferiores se corresponden a cargas parasitarias muy leves que no suelen tener significación 
clínica. 
Si se requiere una mayor sensibilidad, un simple modificación consiste en duplicar el 
tamaño de la muestra de heces sin modificar el volumen final (4 g de heces en 56 ml de solu-
ción salina) por lo que el contaje de ambas cámaras se debe multiplicar por 50. Una ventaja 
adicional de esta modificación es que la suspensión de heces sobrante se puede emplear 
para rellenar unos viales con una pipeta Pasteur y realizar la técnica de flotación a partir del 
punto indicado en el dibujo 5 de la figura 1. Esto permite simplificar la rutina en el laborato-
rio, al aunar los primeros pasos de ambos métodos y poder realizar simultáneamente ambas 
Figura 3. Cámara McMaster.
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técnicas, con el consiguiente ahorro de tiempo. Además, la flotación realizada de esta forma 
es preferible, ya que se parte siempre de la misma cantidad de heces, y gracias al filtrado se 
evita que algunas heces no se disgregan fácilmente en el vial o queden partículas gruesas que 
floten y dificulten el examen del cubreobjetos. 
Para una mayor sensibilidad se ha descrito (FAO Animal Health Manual) otra modifica-
ción de este método cuantitativo con una sensibilidad de hasta 20 huevos/g heces, con la 
ventaja adicional de que tras la recogida y un procesamiento inicial, las muestras se pueden 
mantener refrigeradas a 4 °C hasta 1 semana sin que se altere el número de huevos en la 
muestra, lo que puede resultar conveniente cuando el número de muestras a procesar es muy 
alto. El procedimiento es como sigue: 
 – Pesar 4 g de heces y añadirle 56 ml de agua.
 – Mezclar adecuadamente con una espátula y dejar reposar 30 minutos para su correcta 
homogeneización.
 – Filtrar la mezcla a través de una gasa a un segundo vaso de precipitado e inmediatamente 
después verter 10 ml de esta solución a un tubo de centrifuga.
 – Centrifugar 7 minutos a 1.200 rpm.
 – Retirar el sobrenadante, teniendo cuidado de no remover el sedimento (en este paso se 
puede interrumpir el proceso, conservando estos tubos con el sedimento en el refrigerador, 
hasta 7 días).
 – Añadir al sedimento 4 ml de una solución de flotación (solución salina sobresatura-
da + glucosa) mezclando cuidadosamente usando una pipeta Pasteur.
 – Finalmente, rellenar la cámara McMaster evitando la formación de burbujas y dejar 
3-5 minutos para permitir la flotación de todos los huevos. Se cuentan el total de huevos 
y el resultado se multiplica por 20. 
2.6. identificación de ooquistes de cryptosporidium sP.
Los ooquistes de Cryptosporidium son difíciles de identificar por su pequeño tamaño 
(próximo a 5 µm), falta de estructuras claramente visibles y su similitud con otros elementos 
normales de las heces, en especial las levaduras. 
Existen varios métodos de tinción aceptables, pero es conveniente que vayan precedidos 
de un método de concentración, dado que pueden eliminarse en concentraciones muy bajas 
en enfermos leves o portadores. No obstante, por su rapidez, la tinción directa de las heces 
puede utilizarse como cuando se trata de comprobar si están implicados en las diarreas neo-
natales o diarreas de animales inmunodeprimidos. 
2.6.1. Tinción por el Método de Heine
 – Depositar una pequeña porción de heces sobre un porta y extender un poco.
 – Teñir con fuchsina básica fenicada durante unos segundos.
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ÍNDICEPORTADA
 – Eliminar el colorante sobrante y dejar secar.
 – Observar a microscopía con objetivo de 40x o de inmersión (100x). 
2.6.2. Tinción por el Método de Kinyoun modificado
 – Realizar una extensión fina de heces en un portaobjetos.
 – Dejar secar.
 – Fijar a la llama durante unos 6 segundos.
 – Fijar con metanol durante 5 minutos. Dejar secar.
 – Teñir con fuchsina básica fenicada durante 10 minutos.
 – Lavar con agua.
 – Decolorar el exceso de fuchsina con alcohol-clorhídrico hasta que la parte más fina de la 
extensión sea transparente (aproximadamente 10 segundos).
 – Lavar con agua para arrastrar el exceso de colorante.
 – Teñir con una solución de verde malaquita al 5% durante 20-30 segundos.
 – Lavar de nuevo con agua.
 – Dejar secar y observar al microscopio óptico con el objetivo de inmersión. 
2.6.3. Tinción por el Método de Ziehl-Neelsen modificado
 – Extensión muy fina de heces en un portaobjetos. Dejar secar.
 – Fijación con metanol o alcohol absoluto durante 5 minutos. Dejar secar.
 – Teñir con fuchsina básica fenicada durante 60 minutos.
 – Lavar con agua.
 – Decolorar con ácido sulfúrico al 2% durante 10-15 segundos con el porta en agitación, o 
con alcohol clorhídrico hasta alcanzar una coloración pálida (de 5 a 10 segundos).
 – Lavar con agua.
 – Tinción de contraste con Verde Malaquita o Azul de Metileno al 5% durante 30 segundos.
 – Lavar, secar y observar al microscopio. 
2.6.4. Tinción con Giemsa
 – Extensión muy fina de heces en un portaobjetos.
 – Dejar secar.
 – Fijación con metanol o alcohol absoluto durante 5 minutos.
 – Dejar secar.
 – Teñir con Giemsa (3 gotas/litro deH2O) durante 25 a 30 minutos.
 – Lavar con agua.
 – Dejar secar. 
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ÍNDICEPORTADA
Preparación de colorantes
 – Fuchsina básica fenicada
Fuchsina básica ............................................................................. 1 g
Alcohol etílico al 95% .................................................................. 10 ml
Mezclar con 5 ml de fenol (fundir los cristales previamente al “baño maría”) en 95 ml de 
agua destilada.
 – Verde malaquita
Verde malaquita ............................................................................ 5 g
Agua destilada ............................................................................... 100 ml
3. EXAMEN DE SANGRE
3.1. técnicas Para el diagnóstico de microfilarias
3.1.1. Examen en fresco
Se deposita una gota de sangre fresca (con anticoagulante) entre porta y cubre, examinán-
dose a microscopía con luz poco intensa. La existencia de microfilarias (larvas 1) es observa-
da por los activos movimientos de éstas entre los elementos formes. 
Es una técnica fácil y que no requiere prácticamente material. Es importante observar 
varias preparaciones debido a la poca cantidad de sangre que es observada. La no obser-
vación de microfilarias no es excluyente, habiendo de recurrir a otros métodos más fiables 
(métodos de concentración). 
3.1.2. Método del tubo microhematocrito
Este método consiste en realizar un hematocrito con la muestra de sangre. Posteriormente 
se observa al microscopio óptico la zona del tubo microhematocrito situada entre los glóbu-
los blancos y plasma, localización donde se sitúan las microfilarias (Fig. 4). 
3.1.3. Método de Knott
Se trata de un método de concentración de microfilarias.
 – Se mezcla 1 ml de sangre con 9 ml de formalina al 2%. 
 – Centrifugación durante 8 minutos a 1.500 rpm. Posteriormente, se desecha el sobrenadante 
y se examina el sedimento al microscopio (adicionar una gota de colorante). 
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3.1.4. Método de filtración
Es también un método de concentración de microfilarias, que consiste en: 
 – Se mezcla, agitando, 1 ml de sangre con 9 ml de formalina al 2% en una jeringa de 
10-12 ml para lisar los eritrocitos. 
 – Se prepara la cámara de filtración, colocando sobre la rejilla metálica del portamem- 
branas una membrana de policarbonato de 5 µm de diámetro de poro (Fig. 5). Sobre esta 
se coloca una arandela y la parte superior de la cámara, que se enrosca sobre el porta-
membranas.
Figura 4. Localización de las microfilarias en el tubo microhematocrito.
x100
Figura 5. Cámara de filtración y membrana de policarbonato.
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 – Se introduce el cono de la jeringa en la parte superior de la cámara de filtración y se inyecta 
despacio la solución lisada a través del filtro (si se atasca no se debe forzar la inyección de 
líquido, sino aspirar un poco, mezclar el lisado restante en un tubo apropiado con 10 ml 
de formalina, agitar nuevamente, y filtrarlo nuevamente, o en una segunda membrana).
 – Enjuagar el filtro lentamente con 10-15 ml de agua para eliminar el exceso de células y 
detritus.
 – Posteriormente, se desenrosca la cámara de filtración y se retira el filtro, colocándolo en un 
portaobjetos manteniendo el material filtrado hacia arriba.
 – Teñir con una o dos gotas de colorante en el centro de la membrana y se coloca un cubre-
objetos de tamaño apropiado sobre el filtro. Es conveniente esperar 30 segundos para 
obtener la máxima tinción.
 – Finalmente, para visualizar las microfilarias teñidas, se observa la membrana al microsco-
pio óptico a 100 aumentos.
 – Si se observan microfilarias, deben diferenciarse por las características morfológicas y 
morfométricas que no se aprecian bien por este método, por lo que deben estudiarse 
mediante tinción en Giemsa o similar, previa concentración por el método de Knott si es 
necesario. Dado que algunas de estas características no son fáciles determinar, y varios 
autores señalan cierto solapamiento de tamaños entre las distintas especies de microfilarias, 
es interesante la tinción diferencial mediante el método de la fosfatasa ácida, ya que éste 
permite obtener una tinción diferencial de esta enzima en cada una de las microfilarias 
comunes en los cánidos. 
3.1.5. Método de la fosfatasa ácida
Reactivos
Reactivo I 
Tampón acetato veronal de Michaelis o solución de Glicina-NaOH 50 mM 
pH = 10. 
Reactivo II (guardar a 4 °C, pues se mantiene estable algunas semanas) 
Naphtol AS-TR-phosphato ............................................................. 0,05 g 
N,N-dimetilformamida .................................................................. 5 ml 
Reactivo III (Disolver en agua, calentándolo. Añadir HCl y enfriar. Guardar a 4 °C) 
Pararosanilina ................................................................................ 1 g 
Agua destilada ............................................................................... 20 ml 
HCl ............................................................................................... 5 ml 
Reactivo IV (A 4 °C o temperatura ambiente) 
NaNO2 .......................................................................................... 4 g 
Agua destilada ............................................................................... 100 ml 
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Reactivo V (Verde Metilo 1%; se mantiene a temperatura ambiente) 
Sol. a) Na2HPO4 ........................................................................... 28,396 g
Agua destilada ............................................................................... 1.000 ml 
Sol. b) ácido cítrico. H2O ............................................................. 21,011 g 
Agua destilada ............................................................................... 1.000 ml 
Sol. de trabajo: a) .......................................................................... 77,1 ml 
 b) .......................................................................... 122,9 ml 
Verde metilo .................................................................................. 2 g 
Sustrato
20 ml de sol I 
50 ml de agua destilada 
4 ml de sol II 
Mezclar 3,2 ml de sol III y IV y añadir a lo anterior (estables a 4 °C más de 6 meses) y 
ajustar a pH 5 con sosa 0,1 N. Hacer justo antes de su uso.
Metodología
 – Se incuban las muestras utilizando el sustrato 1 h a 37 °C o 2 h a 25 °C.
 – Lavar con agua destilada.
 – Contratinción con sol V 2 ó 3 minutos (opcional).
 – Deshidratar con alcohol etílico de 95°.
 – Lavar en xileno y montar. 
Diferenciación de microfilarias
 • Dirofilaria immitis tiene un tamaño medio de 308 × 7 µm (299 × 5-6,5), de movimientos 
no progresivos, que una vez fijadas y teñidas (hematoxilina) aparecen con el cuerpo 
extendido, con un estrecho extremo cefálico de 11,5 µm y un recto extremo caudal de 
28 µm de media. Además, posee estriaciones cuticulares, evidenciables una vez teñidas 
con hematoxilina. Por la técnica histoquímica antes descrita se detecta la presencia de 
actividad de la fosfatasa ácida de forma concreta y marcada en poro anal y poro excretor 
(Fig. 6, dibujo 1).
 • Dirofilaria repens aparece en el método de la fosfatasa ácida con una zona con colora-
ción roja en el poro anal, si bien puede aparecer alguna coloración rojiza en el centro del 
cuerpo y otras zonas (Fig. 6, dibujo 2). 
 • Dipetalonema dracunculoides aparece con este método con una tinción intensa el poro 
anal y una zona superior del cuerpo, así como coloraciones de menor intensidad en otras 
zonas, como el poro excretor, espacio cefálico (Fig. 6, dibujo 3) y es de menor tamaño 
que las microfilarias de D. immitis. 
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 • Las microfilarias de Dipetalonema reconditum son también más pequeñas y con movi-
mientos de progresión rápida a intervalos, con un prominente gancho cefálico y un extre-
mo anterior obtuso. Varios autores señalan solapamiento de tamaño con las de D. immitis, 
lo que hace interesante su tinción con esta técnica para demostrar la actividad de fos- 
fatasa ácida prácticamente por todo el cuerpo (Fig. 6, dibujo 4), en tres o cuatro áreas 
extensas, o sólo en los dos tercios distales, con mayor intensidad en los poros anales y 
excretores. 
3.2. técnicas Para el diagnóstico de Protozoos Hemáticos: frotis de sangre teñidos 
con Giemsa
 – Para realizar el frotis sanguíneo, se deposita una gota de ésta aproximadamente a 2 mm 
del extremo del porta.
 – Se contacta con la gota el extremo de otro porta, dejando que se extienda la sangre a lo 
largo de la superficie de contacto.
 – A continuación, se desliza rápidamente el porta formando un ángulo de 30-45°; con lo 
cual, se logra una extensión fina de sangre.
 – Dejar secar y, a continuación, proceder a la fijación con metanol (durante aproximadamen-
te 5 minutos) y tinción con Giemsa mediante técnicas de tinción hematológicas rápidas 
(Panóptico rápido, Diff-Quick, etcétera).
Figura 6. Tinciones 
histoquímica 
de distintas especies 
de microfilarias por método 
fosfatasa ácida. 
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4. EXAMEN DE TEJIDO MUSCULAR
4.1. triquineloscoPia o tricHinelloscoPia
Esta técnica diagnóstica consiste en una inspección microscópica de tejido muscular para 
la búsqueda de larvas 1 de Trichinella spp. enquistadas. 
El Reglamento 2075/2005 de la Comisión Europea obliga a tomar muestras en cerdos 
domésticos de los pilares del diafragma, concretamente de la zona de transición muscular y 
tendinosa del mismo, debiendo tomar 28 muestras del tamaño de un grano de avena por cada 
pilar del diafragma. Cuando no se disponga de los dos pilares, se pueden tomar 56 muestras 
de diferentes zonas de ese único pilar. Para el caso de jabalíes, las muestras se tomarán de 
cada uno de los pilares del diafragma, en la zona de transición entre la parte muscular y la 
tendinosa y, además, de los maseteros, de los músculos de la parte inferior de la pierna, de 
los músculos intercostales y de los músculos de la lengua, hasta un total de 6 muestras por 
individuo. En estos animales, además del número de trozos de carne de diafragma a examinar 
comentado anteriormente, se analizarán 7 trozos de cada uno de los 4 músculos restantes, 
lo que hacen un total de 84 trozos a examinar. Se debe procurar que los cortes, en todos los 
casos, vayan dirigidos en el sentido de las fibras musculares. Posteriormente, se comprimen 
los trozos de tejido muscular entre las dos placas compresoras y se observa detenidamente 
en el estereomicroscopio, que permita un aumento mínimo de 30 a 40 veces. El examen de 
las muestras deberá ser cuidadoso y durará un mínimo de 6 minutos por trichinelloscopia. 
Además, un veterinario no deberá examinar en el trichinelloscopio más de 840 trozos por 
día. En este Reglamento, se expone que este método debe ser sustituido por otro más fiable 
antes del 31 de diciembre de 2009. 
4.2. digestión artificial (PéPsica) Para el diagnóstico de trichinella sPP.
En la actualidad, el método oficial es la digestión de muestras colectivas con utilización 
de agitador magnético (digestión artificial pépsica). La digestión artificial es, sin duda, un 
método de mayor sensibilidad que la trichinelloscopia. 
La legislación actual en España, según el Reglamento 2075/2005 de la Comisión Europea, 
establece que se deben emplear de 1 a 5 gramos de tejido muscular por cerdo sacrificado, 
según su sistema de producción. En jabalíes, se deben digerir 5 g por animal. Al igual que la 
trichinelloscopia, el músculo de elección son los pilares del diafragma. 
El fundamento de la digestión pépsica es simular el proceso fisiológico al que es some-
tida la carne en el estómago de un animal, y su objetivo es liberar las larvas musculares de 
Trichinella spp. enquistadas en el tejido muscular. Como resultado se obtiene un líquido de 
digestión en el que se encuentran las larvas en suspensión. Este método, acorde con el Regla-
mento 2075/2005, se basa fundamentalmente en una digestión en el agitador magnético, en 
el cuál se coloca un vaso de precipitado con las siguientes proporciones de reactivos (para 
100 g de carne): 
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– Agua a 46-48 °C ......................................................................... 2 l
– Pepsina de 2000 U/g. FIP (1:10.000 NF) .................................... 10 g
– Ácido clorhídrico al 25% ........................................................... 16 ml
Este vaso de precipitado debe permanecer en el agitador magnético unos 30 minutos. 
 Posteriormente, se filtra el líquido de digestión a través de un tamiz colocado sobre un 
 embudo de decantación. Este tamiz debe tener una malla de 180 micrómetros de diámetro 
de poro y un diámetro exterior de 11 cm. Tras otros 30 minutos, se pasan 40 mililitros a un 
nuevo embudo de decantación, de menor tamaño, dejando precipitar 10 minutos. Tras este 
tiempo se retiran 30 mililitros de sobrenadante y los 10 mililitros restantes de sedimento se 
vierten en una placa de Petri junto con 10 mililitros de agua que se utilizan para enjuagar la 
pared de este segundo embudo de decantación. Este filtrado se observa al estereomicroscopio 
con un aumento de 15 a 20 veces. En caso de observar algo sospechoso de confundirse con 
parásitos, deberán aplicarse aumentos superiores, de entre 60 y 100 veces. 
El Reglamento CE 2075/2005 establece unos métodos equivalentes de detección de 
 Trichinella spp. que son: 
1. Método de digestión de muestras colectivas con asistencia mecánica/técnica de sedimen-
tación. 
2. Método de digestión de muestras colectivas con asistencia mecánica técnica de aislamien-
to por filtración.
3. Método de digestión automática para muestras colectivas de hasta 35 g. 
No obstante, no será necesario investigar la presencia de este nematodo en la carne 
de cerdos domésticos que hayan sido sometidas a un tratamiento de congelación regulado 
en el Reglamento 2075/2005, ni que procedan de explotación o región declarada libre de 
 Trichinella spp. 
4.3. digestión artificial (tríPsica) Para el diagnóstico de sarcocystis sPP.
En el diagnóstico de Sarcocystis spp. se sigue el método de Erber (1977) modificado 
a posteriori por nosotros a raíz de la experiencia adquirida a través de un gran número de 
digestiones de musculatura esquelética, corazón e incluso cerebro; ya que, en todas estas 
estructuras pueden albergarse los quistes producidos por este protozoo parásito. 
La técnica se basa en una digestión trípsica muy suave, simulando la digestión que se 
produce en el duodeno de los hospedadores, ya que la tripsina producida en el páncreas se 
vierte al duodeno y no al estómago. De esta forma, los quistes de Sarcocystis spp. quedan 
libres de las fibras musculares o tejidos en los que se alojen, para que puedan ser observados 
al microscopio. 
El material necesario para llevar a cabo la técnica es el siguiente: 
 • Picadora eléctrica. 
 • Báscula digital. 
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 • Recipiente de al menos 500 ml de capacidad con tapadera. 
 • 10 gramos de muestra problema. 
 • 0,13 gramos de tripsina. 
 • 50 ml de PBS. Esta solución tampón debe tener un pH básico o neutro, con lo que debe 
oscilar entre un pH de 7 a 7,2 (ajustar si el pH resultante es diferente). Los componentes 
necesarios son: 
NaCl .............................................................................................. 8,77 g
Na2HPO4.2H2O .............................................................................1,37 g
NaH2PO4.H2O ............................................................................... 0,318 g
H2O destilada ................................................................................ 1.000 ml
 • Agitador orbital.
 • Embudo.
 • Gasa o filtro de 600-700 micrómetros.
 • Tubo de centrífuga de 50 ml con tapadera.
 • Centrífuga.
 • Pipetas Pasteur.
 • Portas y cubres.
 • Microscopio óptico. 
Los pasos a seguir son los siguientes: 
1. El primer paso consiste en preparar la muestra que vamos a digerir, para lo cual, procede-
mos a triturar aproximadamente 10 gramos (pesados con anterioridad en la báscula) del 
tejido muscular o nervioso que queremos someter a estudio. A estos 10 gramos de mues-
tra, le añadimos 0,13 gramos de tripsina y 50 ml de PBS en el recipiente con tapadera, y 
lo homogeneizamos adecuadamente. 
2. Una vez hecho todo lo anterior, en los casos de musculatura esquelética y corazón, se 
procede a incubar la mezcla a 22 °C en agitación suave (100 rpm) durante 8 minutos en 
el agitador orbital (simulando las condiciones de la digestión en el hospedador). En el 
caso del cerebro, se procede a simple agitación manual durante sólo 4 minutos. En caso 
de no disponer de incubador o centrífuga refrigerada, la incubación puede realizarse a 
temperatura ambiente. 
3. Pasados los 8 minutos de digestión, se filtra el contenido de la digestión través de una gasa 
de 600-700 micrómetros (aproximadamente doble gasa) y embudo, pasando el material 
filtrado al tubo de centrífuga de 50 ml con tapadera. Es conveniente presionar la gasa 
una vez filtrado el líquido, para exprimir el jugo e incrementar el número de los posibles 
quistes de Sarcocystis spp.
4. El líquido de digestión resultante del filtrado se centrifuga a 1.000 rpm durante 10 minutos 
a una temperatura baja (entre 1 y 3 °C) para detener la digestión de la muestra ya que los 
quistes son muy lábiles y se rompen con facilidad. Finalmente, se elimina el sobrenadante 
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y se van tomando pequeñas gotas del sedimento con una pipeta Pasteur para observarlas 
(colocadas entre portaobjetos y cubreobjetos) al microscopio óptico. La observación al 
microscopio debemos realizarla con el diafragma cerrado en busca de quistes septados 
completos o zoítos libres.
5. EXAMEN DE PIEL
La identificación de los parásitos existentes en la piel, puede verificarse a simple vista 
tras su recogida con pinzas o simple cepillado (piojos, pulgas, garrapatas, etc.), o bien tener 
que recurrir a exámenes microscópicos después de un procesamiento en el laboratorio de la 
muestra obtenida por el raspado. 
5.1. inVestigación microscóPica Para el diagnóstico de ácaros: rasPado de Piel
Toma de muestra
El raspado debe realizarse de las zonas enfermas o sospechosas de la piel, a ser posible 
de las regiones últimamente atacadas o bien de los límites entre zonas sanas y enfermas. 
Después de cortar con las tijeras el pelo o la lana, conviene eliminar las costras o escaras 
más gruesas y superficiales antes de realizar el raspado. Se raspa con la ayuda de un bisturí, 
haciéndolo profundamente hasta que se produzca una leve hemorragia. Este material se 
recogerá en una placa de Petri u otro recipiente de boca ancha, para asegurarse que nada 
del material raspado se pierda. El material debe tomarse, a ser posible, de distintos lugares y 
en cantidad suficiente. 
Remisión de la muestra
El raspado debe mandarse al laboratorio en la placa de Petri o el recipiente utilizado para 
la recolección, cerrado e identificado adecuadamente, junto con la hoja de bisturí empleada. 
Tratamiento de la muestra: aclarado en KOH al 5-10% 
El raspado se coloca en un vidrio de reloj y se añade potasa para ayudar a la disgrega-
ción y aclarado de las costras y restos de la piel, y así poder visualizar más fácilmente los 
posibles ácaros (huevos, formas larvarias y/o adultas) al estereomicroscopio. Mediante una 
pipeta Pasteur, algunos ejemplares deben trasladarse a un portaobjetos para su observación 
microscópica e identificación morfológica. 
En el caso de posible sarna por Octodectes cynotis (sarna auricular), la muestra se tomará 
con un bastoncillo de algodón de los pabellones auditivos afectados. 
La mayoría de los ácaros de la sarna se diagnostican con la ayuda del estereomicrosco-
pio. No obstante, ante la dificultad que entraña el diagnóstico de la sarna ocasionada por 
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Demodex spp., el material del raspado se aclarará directamente sobre el portaobjetos y se 
observará también al microscopio óptico (con los objetivos de 4x o 10x) para la observación 
de estos ácaros. 
Una vez realizada la mezcla, se calienta a la llama del mechero al mismo tiempo que 
se disgregan y rompen las escaras y costras con la hoja del bisturí. Posteriormente, se observa 
al estereomicroscopio y finalmente se recogen con una pipeta Pasteur una porción de la 
muestra conteniendo ácaros para identificarlos a mayores aumentos al microscopio. 
5.2. miasis 
Para conocer la especie causante de la miasis, se deben recoger las larvas III y enviarlas 
a un laboratorio especializado para su identificación. Para ello debemos extraer las larvas 
con unas pinzas de la herida y meterlas en un recipiente que permita la entrada de aire, ya 
que son aerobias, y enviarlas en condiciones de refrigeración si van a estar expuestas a altas 
temperaturas. 
6. EXAMEN DE VÍSCERAS
Mediante ella pretendemos hallar formas parasitarias adultas, larvarias o elementos de 
diseminación de los parásitos en su localización orgánica. 
6.1. inVestigación de Parásitos intestinales
 – Se procede a la apertura de distintos tramos, tanto del intestino grueso como el delgado. 
Además de esto, se realiza un lavado de la mucosa intestinal filtrándose el contenido y 
recogiéndose en recipientes adecuados.
 – El material anterior se visualiza al estereomicroscopio, y posteriormente se realiza la iden-
tificación del parásito y contaje.
 – Hay casos clínicos en los que es necesario realizar un raspado de la capa mucosa intesti-
nal, e investigar la posible presencia de formas parasitarias al microscopio (Por ejemplo, 
los coccidios). 
6.2. inVestigación de Parásitos en abomaso y estómago de monocaVitarios
 – Se procede a la apertura de la víscera por su curvatura mayor y se observa sobre la mucosa 
la presencia de parásitos adultos o formas larvarias.
 – Posteriormente, se realiza un lavado de dicha mucosa, procediéndose del mismo modo 
que en el apartado 6.1. 
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6.3. inVestigación de Parásitos en Pulmón
 – Se lleva a cabo la apertura del aparato respiratorio, comenzando por tráquea, posterior-
mente bronquios grandes, medianos y bronquiolos, hasta llegar a la parte apical del pul-
món, tratando de evidenciar nematodos broncopulmonares en ese recorrido.
 – Así mismo, se realiza un raspado con un cubreobjetos sobre el parénquima pulmonar y luz 
bronquial, se coloca sobre un portaobjetos y se examina al microscopio para hallar larvas 
de nematodos, fáciles de evidenciar, en caso de positividad, por sus activos movimientos.
 – Para aislar 3 ó 4 larvas de diferentes parásitos pulmonares puede procederse a la digestión 
pépsica del órgano (o parte proporcional del mismo) siguiendo el método descrito en el 
apartado 4.2. 
6.4. inVestigación de Parásitos en Hígado
 – Observación y palpación de la víscera.
 – Recoger con la ayuda de una jeringuilla el líquido biliar, previamente homogeneizado, 
para posteriormente examinar varias gotas de éste al microscopio óptico y poder visualizar 
elementos de diseminación de los parásitos hepáticos.
 – Abrir los canalículos biliares y presionar para que salgan los distintos parásitos.
 – Recogida de los mismos e identificación al microscopio.
 –Al igual que en pulmón se pueden aislar larvas parasitarias en el hígado mediante digestión 
pépsica del órgano.
6.5. inVestigación de Parásitos en corazón
 – Apertura de la víscera según necropsia reglada.
 – Visualización directa de las formas parasitarias adultas y jóvenes de Dirofilaria immitis en 
carnívoros. Además de lo anterior, se realiza una observación de la arteria pulmonar, donde 
también se localiza este nematodo. 
6.6. inVestigación de formas larVarias de la familia taeniidae
Cisticerco
 – Observación directa en su localización habitual (hepatoperitoneo o musculatura). Recogida 
del material sospechoso y visualización al estereomicroscopio. 
Coenuro
 – Apertura de la cavidad craneana y observación de la superficie encefálica. Posteriormente, 
se identifica la forma parásita del mismo modo que en el caso anterior.
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Estos dos parásitos pueden comprimirse e incluirse en un recipiente con formol al 10% 
con el fin de obtener preparaciones permanentes. 
Posteriormente, se incluirían en una cadena de montaje de cestodos (adultos o este tipo 
de formas larvarias), la cual incluye: 
1. Inclusión en alcohol de 70°.
2. Tinción con Carmín acético durante 24 horas (fórmula magistral).
3. Decoloración con alcohol-clorhídrico (hasta que se visualicen adecuadamente las estruc-
turas del parásito).
4. Pases de 5 minutos por una cadena ascendente de alcoholes (70°, 80°, 90°, 90°, alcohol 
absoluto y xileno).
5. Montaje en portaobjetos con bálsamo de Canadá o “Eukitt”.
Quiste hidatídico
 – Observación macroscópica del quiste en los distintos órganos donde es frecuente su pre-
sencia (hígado, pulmón, riñón, corazón).
 – Punción de la membrana quística con la ayuda de una jeringuilla para la extracción del 
líquido hidatídico.
 – Rotura de la membrana quística y raspado de la arenilla hidatídica con un cubreobjetos.
 – Todo el material anteriormente recogido se lleva al microscopio donde: 
 • Si hay existencia de protoescólex es un quiste fértil.
 • Si no hay protoescólex es un quiste infértil.
Finalmente, en el caso de que sea FÉRTIL, la preparación se colorea con una gota de 
violeta de Genciana, y: 
 • Si los protoescólex se tiñen, son no viables. 
 • Si los protoescólex no se tiñen, son viables. 
Las formas larvarias de Taeniidae spp. pueden conservarse en formol al 10% o en alcohol-
formol (10% de formalina al 35%-40% y 90% de alcohol de 70°). Por otra parte, los protoes-
cólex procedentes del quiste hidatídico se conservan en formol al 5%.
7. EXAMEN DE ORINA Y SECRECIONES
7.1. orina
La vejiga urinaria de los carnívoros es asiento del nematodo Capillaria plica, aunque 
más raramente se puede encontrar en los riñones y pelvis renal otro nematodo denominado 
Dioctophyma renale. 
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Los huevos de ambos nematodos parásitos son evidenciables en orina. Para ello, se deja 
sedimentar en una copa de base acuminada (o tubo de ensayo), o bien se realiza una centri-
fugación rápida, observando en ambos casos el sedimento al microscopio óptico, tal y como 
se hace en las técnicas de coprología. 
7.2. secreciones Vaginal, uterina y PrePucial
La obtención de este material biológico está justificado en orden a la búsqueda de distin-
tas especies del género Trichomonas y Trypanosoma equiperdum. 
Las secreciones son obtenidas mediante el lavado con solución fisiológica templada de 
cloruro sódico, o bien mediante cucharilla. El producto resultante conviene mantenerlo a 
refrigeración (no inferior a 5 °C), ya que si se produce la desecación, los protozoos se conser-
van vivos poco tiempo (menos de 24 horas). 
El estudio de las secreciones se lleva a cabo a través del microscopio óptico y mediante 
cultivos. 
7.3. secreción nasal
El estudio de la secreción nasal está indicado en pequeños rumiantes y cánidos que 
presentan un abundante flujo nasal, para la búsqueda de larvas de Oestrus spp. en ovejas y 
cabras, y huevos de Linguatula serrata en perros (este último caso clínico es de muy escasa 
frecuencia). 
El examen se realiza directamente al microscopio, teniendo en ocasiones que mezclar el 
exudado con ácido acético. 
7.4. saliVa
Se toman muestras de saliva en el caso de la evidencia en la mucosa de la boca y faringe 
de palomas y pavos de Trichomonas gallinae. El diagnóstico debe realizarse lo más rápida-
mente posible, ya que se deterioran con prontitud, haciéndose frotis a partir de buche, boca 
y faringe, siendo fácil la investigación por el movimiento vivaz del parásito.
8. REALIZACIÓN Y EXAMEN DE BIOPSIAS
En este apartado estudiamos diferentes técnicas de obtención de muestras sobre el animal 
vivo para el diagnóstico de posibles parasitosis. Va sobre todo encaminado al diagnóstico de 
leishmaniosis canina y de theileriosis (fase linfocítica), ambas de elevada presentación en 
nuestro entorno. Se fundamentan en la obtención de tejido procedente de ganglio linfático, 
médula ósea y piel. 
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8.1. bioPsia ganglionar
En concreto, se trata de una biopsia de aspiración, ya que se obtienen muestras de un 
órgano de consistencia elevada, teniéndose que dislacerar el tejido para obtener una pequeña 
muestra celular. Va encaminada al diagnóstico de las formas viscerales de leishmaniosis y 
fase linfoide de la theileriosis. 
Técnica
 – Los dos posibles ganglios para la toma de muestras más importantes son el poplíteo (en el 
perro situado en la cara flexora de la articulación de la rodilla, muy superficial y sobre 
el músculo gastronemio) y el preescapular sobre la articulación del encuentro.
 – Rasurar la zona de intervención y desinfectar.
 – Fijar el ganglio perfectamente con una mano, intentando que la piel quede bien tensa.
 – La aguja o trocar que se emplee podrá ser de diferentes calibres en función del volumen 
del ganglio, la cual se introduce mediante un acto rápido y se coloca aproximadamente en 
el centro de la masa ganglionar.
 – Dislacerar el tejido mediante movimientos rotacionales y laterales.
 – Conectar la jeringa (estéril y de amplio volumen; de 5 a 10 ml) y aspirar con el émbolo al 
máximo.
 – Por último, sólo queda extraer mediante un movimiento rápido el conjunto aguja-jeringa en 
la que quedará alojada las suficientes células para posteriormente realizar el frotis y tinción 
por métodos hematológicos usuales. 
8.2. bioPsia medular
Se trata de otra biopsia de aspiración, que da mejores resultados para el diagnóstico de la 
leishmaniosis visceral. Las agujas a emplear (trocar) son de tipo Salah. 
Es preciso elegir para la punción un hueso que contenga médula hematopoyética activa 
(roja). Si por error, la punción recae sobre médula grasa (amarilla), la muestra obtenida con-
tará solamente de grasa y algunas gotas de sangre. 
Técnica
 – Colocar al animal en decúbito lateral derecho, con la extremidad izquierda sobre el costi-
llar, para así poder evidenciar el esternón. También puede realizarse sobre la cresta ilíaca.
 – Cortar el pelo, afeitar y desinfectar la zona a intervenir, que suele ser la 2ª-3ª esternebra o la 
cresta ilíaca, la cual se anestesia localmente por infiltración en zonas subcutáneas próximas 
del periostio, el cual es muy sensible.
 – Desinfectar de nuevo la zona e insertar la aguja hasta alcanzar el hueso.
 – Retirar el fijador o mandril, conectar la jeringa y retirar el émbolo bruscamente. Brotará en 
pequeño chorro fragmentos de médula ósea con algo de sangre.
F. J. SERRANO, E. Mª. FRONTERA, L. C. GÓMEZ, M. Á. HABELA, J. E. PÉREZ, D. REINA…
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ÍNDICEPORTADA
8.3. bioPsia de Piel
Va encaminada a la detección de leishmaniosis cutánea, onchocercosis, etcétera. 
Podrá realizarse con bisturí para obtener una pequeña porción de tejido (Onchocercosis) 
o con la punta de una aguja tomando la muestra de la base de