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SÍNTESIS DE POLÍMEROS DE CAPROLACTONA 
MEDIANTE POLIMERIZACIÓN POR 
APERTURA DE ANILLO ENZIMÁTICO 
IMPLEMENTANDO LIPASAS COMO PROCESO 
BIOCATALÍTICO CON ENFOQUE EN QUÍMICA 
VERDE. 
 
 
 
 
 
NÉSTOR CAMILO POSADA RUBIANO 
 
 
 
 
 
 
 
Universidad Nacional de Colombia 
Facultad de Ciencias, Departamento de Química. 
Bogotá, D.C, Colombia 
2021 
 
SÍNTESIS DE POLÍMEROS DE CAPROLACTONA MEDIANTE 
POLIMERIZACIÓN POR APERTURA DE ANILLO 
ENZIMÁTICO IMPLEMENTANDO LIPASAS COMO PROCESO 
BIOCATALÍTICO CON ENFOQUE EN QUÍMICA VERDE. 
 
 
 
 
NESTOR CAMILO POSADA RUBIANO 
 
 
 
Tesis presentada como requisito para optar al título de: 
Magister en Ciencias-Químicas 
 
 
 
 
Director (a): 
LEÓN DARÍO PÉREZ PÉREZ 
Dr. Ciencias Químicas 
 
 
 
 
 
Línea de Investigación: 
Síntesis de polímeros 
Grupo de Investigación: 
Macromoléculas 
 
 
 
 
Universidad Nacional de Colombia 
Facultad de Ciencias, Departamento de Química 
Bogotá D.C, Colombia 
2021
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Te canto de química, 
de tubos de ensayo y de hedor; 
De los que queman, y de los que no queman, 
y de los que obstruyen los sumideros; 
Oh hidrógeno y oxígeno, 
El agua que hacen, 
Y peróxido de hidrógeno 
Inestable - No agitar; 
De ecuaciones químicas 
De valencia y otras alegrías: 
¿Cómo son sus matemáticas? 
Oh, chicas y chicos de cara brillante 
 
Philosophical Chemistry in the Scottish Enlightenment 
Chapter 3 (p- 39) 
At the University Press. Edinburg, Scotland-1975 
 
 
 
 
Agradecimientos 
 
Agradezco a mis familiares y novia por su apoyo incondicional, a mi hermano por ser 
un ejemplo de disciplina y a mi tía por ser mi modelo a seguir como profesional y 
persona, pues ella me enseñó a trabajar con ahínco y calidad. 
 
A la universidad Nacional de Colombia y al grupo de investigación en Macromoléculas 
junto al Doctor León Darío Pérez Pérez, por su calidad humana y extenso conocimiento 
que permitió el desarrollo de esta investigación. 
 
Por último, ofrezco un agradecimiento a las personas que me acompañaron en el proceso 
y quienes en sus voces de aliento encontré un apoyo y un constante recordatorio a la 
excelencia. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Resumen 
SÍNTESIS DE POLÍMEROS DE CAPROLACTONA MEDIANTE 
POLIMERIZACIÓN POR APERTURA DE ANILLO ENZIMÁTICO 
IMPLEMENTANDO LIPASAS COMO PROCESO BIOCATALÍTICO CON 
ENFOQUE EN QUÍMICA VERDE. 
 
Esta investigación está basada en la síntesis de policaprolactona (PCL) y copolímeros de 
la misma, mediante la polimerización por apertura de anillo incorporando enzimas de 
tipo lipasa como catalizadores. 
 
En principio la síntesis de PCL se ha centrado en la acción de catalizadores químicos y 
altas demandas experimentales, que se contraponen a la salud ambiental y humana, 
haciendo evidente que se requieren alternativas que favorezcan la síntesis del poliéster y 
sus copolímeros, además del cuidado ambiental. Es por ello que se reconoce que la 
polimerización enzimática por apertura de anillo (eROP) empleando lipasas junto 
condiciones “suaves” de reacción, constituye la síntesis de copolímeros funcionalizados 
de PCL como un proceso amigable con el medio ambiente. 
 
La eROP a la fecha, aborda aspectos como los tipos de enzimas y su origen, además de 
los efectos de las condiciones experimentales (solvente, temperatura, iniciadores, etc.) 
sobre las propiedades del polímero y la estabilidad de las lipasas; es necesario recalcar 
que dichas exploraciones se centran en polímeros lineales y telequélicos, mientras que 
se demandan estructuras más versátiles y funcionales, siendo este un campo menos 
abordado por la polimerización enzimática. 
 
Inicialmente se comparó la actividad enzimática sobre la eROP de la caprolactona (ℇ-
CL) a partir de dos lipasas con diferente origen y disposición, siendo la primera la lipasa 
Candida antartica tipo B (CALB) (N-435) y la segunda la lipasa pancreática porcina 
(PPL). Ambas enzimas en la eROP permitieron la apertura del anillo de ℇ-CL, la PPL 
evidenció una conversión del 26% y la formación de especies ácidas y oligómeros de 
tipo dímero y trímero en más de 36 horas de reacción, mientras que la conversión del 
 
 
 
 
100% del monómero fue generado por la N-435 en 4 horas de reacción, con una PCL de 
alto peso molecular (Mn: 14,1 kDa). En este sentido, la N-435 demostró control de la 
polimerización y una mejor eficiencia frente la PPL, concordando con la mayor actividad 
demostrada en la hidrolisis de tri y monoglicéridos. Igualmente, la N-435 en micrografías 
SEM, exhibe que el soporte de la enzima se ve afectado mecánicamente y puede influir 
en la reutilización del catalizador. 
 
Posteriormente, las condiciones de reacción “suaves” que permitieron la síntesis de PCL 
con la N-435 y con altos rendimientos en su peso molecular y grados de conversión, 
fueron establecidas bajo comparación de variaciones en la temperatura, solventes y 
concentraciones con el catalizador. Se estipuló que la reacción a 70ºC, en tolueno y con 
una concentración del 10% de N-435 respecto el monómero, permiten el 100% de 
conversión de la ℇ-CL, buenas propiedades en la PCL y menores exigencias energéticas 
respecto los catalizadores químicos. Igualmente se señalan los efectos que tiene la 
variación de la temperatura, solventes y concentraciones, sobre el rendimiento de la 
reacción, hallando entre estas, alta polidispersión (Ð), disminución de los pesos 
moleculares y las conversiones. 
 
Con el compendio de las condiciones de reacción “suaves” y la alta actividad de la N-
435, se obtuvo el copolímero α-azido-ε-caprolactona-co-caprolactona (Poli (α-N3-CL-
co-CL)) a dos diferentes pesos moleculares (Mn: 14,7 y 9,5 kDa) y un 100% de 
conversión, demostrando el control de la N-435 sobre la polimerización. Este copolímero 
exhibió un comportamiento térmico diferente a la PCL pura, pues la presencia de grupos 
azida en la cadena de polímero, disminuye las temperaturas de fusión y por ende la 
cristalización. A causa de este efecto se estima que los cristales del copolímero son de 
menor tamaño y diferente forma, además del aumento en los dominios amorfos en el 
polímero, donde se centra la biodegradación del material. 
 
Por otro lado, mediante las reacciones de cicloadición (clic), se logró la conjugación de 
biomoléculas como el colesterol, ácido linoleico y oleico con el copolímero obtenido. 
Estas biomoléculas fueron adecuadas con grupos alquino para permitir la reacción con 
los grupos pendientes azido del copolímero; cada biomolécula requirió de halogenación 
y amidación. Los productos obtenidos fueron caracterizados por FTIR y RMN-1H 
constatando la presencia de la biomolécula y el copolímero. 
 
 
 
Finalmente bajó la técnica de nanoprecipitación se sintetizaron partículas cargadas de 
curcumina (curcuminoides), encontrando que estas poseen un tamaño entre 160 y 450nm 
y una estabilidad electrostática en solución, además de una concentración entre 10-30% 
de curcumina. También, se enuncian los efectos de la interacción entre el copolímero, 
las biomoléculas y la curcumina, proponiendo un modelo esférico injertado para estas 
preparaciones, que mostraron actividad antibacteriana en microorganismos Gram 
negativos y positivos. 
 
Palabras clave: eROP, copolímero, policaprolactona, Lipasas, N-435, biomoléculas, 
Curcumina. 
 
 
 
 
 
 
 
Abstract 
 
SYNTHESIS OF CAPROLACTONE POLYMERS BY ENZYMATIC RING-OPENING 
POLYMERIZATION IMPLEMENTING LIPASES AS A BIOCATALYTIC PROCESS 
WITH A FOCUS ON GREEN CHEMISTRY 
 
This research is based on the synthesis of polycaprolactone (PCL) and copolymers 
thereof, by means of ring-opening polymerization incorporating lipase-type enzymes as 
catalysts. 
 
In principle, the synthesis of PCL has been focused on the action of chemical catalysts 
and high experimental demands, whichare opposed to environmental and human health, 
making it evident that alternatives that favor the synthesis of polyester and its 
copolymers, in addition to environmental care, are required. That is why it is recognized 
that the enzymatic ring-opening polymerization (eROP) using lipases together with 
"mild" reaction conditions, constitutes the synthesis of functionalized copolymers of 
PCL as an environmentally friendly process. 
 
To date, eROP addresses aspects such as the types of enzymes and their origin, as well 
as the effects of experimental conditions (solvent, temperature, initiators, etc.) on 
polymer properties and lipase stability; it is necessary to emphasize that these 
explorations are focused on linear and telechelic polymers, while more versatile and 
functional structures are in demand, this being a field less addressed by enzymatic 
polymerization. 
 
Initially, the enzymatic activity on eROP of caprolactone (ℇ -CL) from two lipases with 
different origin and disposition were compared, the first being Candida antarctica type 
B lipase (CALB) (N-435) and the second porcine pancreatic lipase (PPL). Both enzymes 
in eROP allowed the opening of the ℇ-CL ring, PPL evidenced a 26% conversion and 
the formation of acidic species and dimer and trimer type oligomers in more than 36 
hours of reaction, while 100% conversion of the monomer was generated by N-435 in 4 
hours of reaction, with a high molecular weight PCL (Mn: 14.1 kDa). In this sense, N-
435 showed control of polymerization and better efficiency versus PPL, agreeing with 
 
 
the higher activity demonstrated in the hydrolysis of tri- and monoglycerides. Likewise, 
N-435 in SEM micrographs, exhibits that the enzyme support is mechanically affected 
and can influence the reusability of the catalyst. 
 
Subsequently, the "mild" reaction conditions that allowed the synthesis of PCL with N-
435 and with high yields in its molecular weight and degrees of conversion, were 
established under comparison of variations in temperature, solvents and concentrations 
with the catalyst. It was stipulated that the reaction at 70ºC, in toluene and with a 10% 
concentration of N-435 with respect to the monomer, allow 100% conversion of ℇ-CL, 
good properties in PCL and lower energy requirements with respect to chemical 
catalysts. The effects that the variation of temperature, solvents and concentrations have 
on the reaction performance are also pointed out, finding among these, high 
polydispersion (Ð), decrease of molecular weights and conversions. 
 
With the compendium of the "mild" reaction conditions and the high activity of N-435, 
the copolymer α-azido-ε-caprolactone-co-caprolactone (Poly (α-N3-CL-co-CL)) was 
obtained at two different molecular weights (Mn: 14.7 and 9.5 kDa) and 100% 
conversion, demonstrating the control of N-435 on polymerization. This copolymer 
exhibited a different thermal behavior than pure PCL, since the presence of azide groups 
in the polymer chain decreases the melting temperatures and therefore the crystallization. 
Because of this effect, it is estimated that the crystals of the copolymer are smaller in 
size and different in shape, in addition to the increase in the amorphous domains in the 
polymer, where the biodegradation of the material is centered. 
 
On the other hand, by means of cycloaddition reactions (click), the conjugation of 
biomolecules such as cholesterol, linoleic and oleic acid with the obtained copolymer 
was achieved. These biomolecules were fit with alkyne groups to allow reaction with the 
outstanding azido groups of the copolymer; each biomolecule required halogenation and 
aminolysis. The obtained products were characterized by FTIR and 1H-NMR confirming 
the presence of the biomolecule and the copolymer. 
 
Finally, using the nanoprecipitation technique, curcumin charged particles 
(curcuminoids) were synthesized, finding that they have a size between 160 and 450 nm 
and an electrostatic stability in solution, in addition to a concentration between 10-30% 
of curcumin. Also, the effects of the interaction between the copolymer, biomolecules 
 
 
 
 
and curcumin are enunciated, proposing a spherical grafted model for these preparations, 
which showed antibacterial activity in Gram negative and positive microorganisms. 
 
Keywords: eROP, copolymer, polycaprolactone, Lipases, N-435, biomolecules, 
Curcumin. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Contenido 
 
Lista de figuras ______________________________________________________ XV 
Lista de tablas _____________________________________________________ XVIII 
Lista de Símbolos y abreviaturas _______________________________________ XIX 
Introducción __________________________________________________________ 1 
Hipótesis _____________________________________________________________ 3 
Objetivos _____________________________________________________________ 3 
General ____________________________________________________________ 3 
Específicos _________________________________________________________ 3 
Capítulo 1. Marco conceptual ____________________________________________ 4 
1.1 La Policaprolactona (PCL): Propiedades y usos _________________ 4 
1.2 Rutas de síntesis de PCL: características y límites ________________ 7 
1.2.1 Policondensación ____________________________________________ 8 
1.2.2 Apertura de anillo ___________________________________________ 9 
1.2.3 Ventajas y desventajas de los mecanismos de polimerización ________ 11 
1.3 La biocatálisis en torno a la Química verde y la eROP ___________ 14 
1.3.1 Las enzimas como catalizadores en polimerización ________________ 15 
1.3.2 Las Lipasas y el mecanismo eROP de la PCL _____________________ 16 
Capítulo 2. Metodología ________________________________________________ 26 
2.1 Caracterización enzimática (hidrólisis y eROP) (Etapa I) ________ 27 
2.1.1 Materiales y métodos ________________________________________ 27 
2.2 Copolímeros de policaprolactona mediante eROP (Etapa II) ______ 30 
2.3 Caracterización de las reacciones y productos __________________ 31 
2.4 Funcionalización, caracterización y aplicación del copolímero Poli (α-
N3-CL-co-CL) /Curcumina __________________________________________ 32 
Capítulo 3. Resultados y Análisis ________________________________________ 35 
3.1 Caracterización enzimática (hidrólisis y eROP) (Etapa I) ________ 35 
3.1.1 Actividades enzimáticas en dos sustratos ________________________ 35 
3.1.2 Síntesis de PCL con PPL y N-435 ______________________________ 39 
• Caracterización de productos sintetizados ___________________________ 39 
• Caracterización de la reacción de polimerización _____________________ 42 
• Caracterización del catalizador enzimático __________________________ 49 
• Evaluación de parámetros de síntesis _______________________________ 54 
 
 
 
 
3.2 Copolímeros de policaprolactona mediante eROP (Etapa II) ______ 64 
3.2.1 Síntesis enzimática de Poli (α-N3-CL-co-CL) _____________________ 64 
• Caracterización térmica del copolímero _____________________________ 68 
3.2.2 Funcionalización, caracterización y aplicación del copolímero Poli (α-
N3-CL-co-CL) /Curcumina __________________________________________ 71 
• Síntesis de biomoléculas _________________________________________ 72 
• Injerción de biomoléculas en el copolímero __________________________ 72 
• Propiedades Poliméricas de las conjugaciones ________________________ 75 
• Nanopartículas de Curcumina _____________________________________ 76 
• Efecto antibacteriano de las Nanopartículas __________________________ 80 
Conclusiones y recomendaciones ________________________________________ 82 
3.3 Conclusiones ______________________________________________ 82 
3.4 Recomendaciones __________________________________________ 83 
Anexos _____________________________________________________________84 
Bibliografía__________________________________________________________ 93 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Lista de figuras 
Figura 1-1. Rutas de síntesis de la PCL a partir de diferentes monómeros. (a) Policaprolactona. 
(b) Ácido 6-hidroxicaproico. (c) Ɛ-caprolactona (Ɛ -CL). (d) del 2-metileno-2,3-dioxepano 
(MDO). Adaptado de (Guarino et al., 2017)............................................................................... 4 
Figura 1-2. Síntesis de monómeros para polimerización. (a). Ruta de Acinetobacter sp. (b). 
Reacción de Baeyer-Villiger. Adaptada de (Cao, 2016; Labet & Thielemans, 2009; Sisson et al., 
2013) .......................................................................................................................................... 8 
Figura 1-3. Policondensación de α-hidroxiácidos. Adaptada de (R.J; Young & P.A; Lovell, 
2001) .......................................................................................................................................... 9 
Figura 1-4. ROP de ℇ-CL por coordinación-inserción con compuesto de estaño. Adaptada de 
(Labet & Thielemans, 2009) .................................................................................................... 11 
Figura 1-5. Transesterificaciones (a) intermolecular e (b) intramolecular en la ROP de la PCL. 
Adaptada de (Labet & Thielemans, 2009; R.J; Young & P.A; Lovell, 2001)........................... 13 
Figura 1-6. CALB 4K6G. (a). Centro activo conformado por Ser105, His224 y Asp187 más 
sustrato (S) y (b) Canal activo protegido por lid, (rojo) Hidrófobo, (azul) Hidrofílico. Modelado 
a partir de datos de la RCSB PDB. (Autor, 2021) .................................................................... 17 
Figura 1-7. Síntesis de PCL mediante eROP con Lipasas. Adaptado de (Knani et al., 1998).. 18 
Figura 1-8. Mecanismo de eROP- Iniciación y propagación. Adaptada de (Palmans & Heise, 
2010). ....................................................................................................................................... 18 
Figura 1-9. Mecanismo de eROP- Etapa de Acilación. Adaptada de (Almeida et al., 2019) ... 19 
Figura 1-10. Mecanismo de eROP- Etapa de Desacilación. Adaptada de (Almeida et al., 2019; 
Labet & Thielemans, 2009) ...................................................................................................... 19 
Figura 2-1. Etapa I. caracterización enzimática (Hidrólisis y eROP). ..................................... 26 
Figura 2-2. Etapa II. Síntesis de copolímeros de Policaprolactona mediante eROP. ............... 26 
Figura 3-1. Hidrolisis de sustratos S1 (aceite de oliva, triglicéridos) y S2 (Tween 80) catalizada 
con las lipasas PPL y N-435 ..................................................................................................... 36 
Figura 3-2. Comportamiento de las enzimas (PPL y N-435) con los sustratos S1 y S2. a) 
Actividad en aceite de oliva mostrando acumulación. b) Actividad en Tween 80 con formación 
micelar de ácido graso libre. (O-S1: Aceite de oliva, I: interfaz, P: Productos, L: Lipasa, W: agua, 
S2: Tween 80). ......................................................................................................................... 38 
Figura 3-3. Productos de eROP de la ℇ-CL a diferentes tiempos (h) con (a) N-435 y (b) PPL.
 ................................................................................................................................................. 39 
Figura 3-4. Catalizador de la eROP antes y después de la reacción (a) N-435 y (b) PPL. ....... 39 
Figura 3-5. Moléculas de (a) ácido 6-Hidroxicaproico y (b) cadena de policaprolactona y 
Espectros infrarrojos de productos de eROP con a) PPL (--) y N-435 (--). .............................. 40 
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Figura 3-6. Caracterización de productos de la eROP a 5h. a) RMN-1H a 5h de N-435 (---) y 
PPL (---). b) especies de la eROP. ............................................................................................ 41 
Figura 3-7. Comparación de señales de HMQC de a) producto N-435 y b) ciclo oligómeros 
reportados por (Piotrowska et al., 2016). .................................................................................. 42 
Figura 3-8. Comportamiento de oligómeros y ácidos en la eROP de a) N-435 y b) PPL respecto 
el tiempo de reacción. (■) conversión de monómero, (■) Porcentaje de ácido y (■) porcentaje de 
oligómeros. .............................................................................................................................. 43 
Figura 3-9. Molécula de PCL, unidad repetitiva de ℇ-CL más la cadena lateral. ..................... 44 
Figura 3-10. Comportamiento de a) peso molecular Mn, b) Número de cadenas, en función del 
porcentaje de conversión y tiempo de reacción de la N-435. Inicio del efecto de degradación 
(→). .......................................................................................................................................... 45 
Figura 3-11. Comportamiento del Peso molecular respecto cromatogramas GPC de la reacción 
de N-435 con ℇ-CL a 15min, 30min, 1 h, 5h, 15h y 24h. M: monómero, O: oligómeros, P: 
polímero, Pd: Polímero degradado ........................................................................................... 46 
Figura 3-12. Comportamiento cinético de la N-435 caracterizado por a) linealidad entre Mn/%C, 
b) Gráfico Ln [Mo]/[Mt] versus t. ............................................................................................ 47 
Figura 3-13. Comportamiento cinético ʋ/ [ℇ-CL] de a) la N-435 y b) la ruta de eROP bajo el 
modelo Michaelis-Menten........................................................................................................ 47 
Figura 3-14. Comportamiento cinético ʋ/ [ℇ-CL] de a) la PPL ............................................... 48 
Figura 3-15. Distribución del peso molecular y conversión de monómero en ciclos de síntesis 
de PCL con N-435.................................................................................................................... 50 
Figura 3-16. Enzima N-435 posterior a 5 horas de reacción con a) 150rpm y b) 500rpm. ...... 51 
Figura 3-17. Micrografías SEM de N-435 sin reaccionar y con medidas de diámetro entre 300 y 
500 µm. .................................................................................................................................... 51 
Figura 3-18. Micrografías SEM de N-435 a) durante la reacción a 150rpm y 70ºC y b) posterior 
a reacción y con daños físicos. Continuación de Micrografías SEM de N-435 b) posterior a 
reacción y con cambios morfológicos. ..................................................................................... 52 
Figura 3-19. Esferas blancas, traslucidas y partículas amorfas de N-435 posterior a la eROP en 
tolueno y 70ºC. ......................................................................................................................... 52 
Figura 3-20. Espectros infrarrojos del catalizador N-435 en estado inicial y posterior a las 5h 
de reaccióncon apariencia traslucida. ...................................................................................... 53 
Figura 3-21. Conformación de CALB estado abierto y cerrado. “Lid” conformada por sección 
hidrófoba (■) e hidrofilica (■) y centro catalítico (■) tomada de (Brockman, 2013). ............... 56 
Figura 3-22. Perfiles cromatográficos de PCL a diferentes temperaturas de reacción 50, 70 y 
90ºC. ........................................................................................................................................ 58 
Figura 3-23. Conversión de la ℇ-CL con N-435 en función del tiempo, a diferentes temperaturas.
 ................................................................................................................................................. 59 
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Figura 3-24. Características poliméricas y de síntesis de la PCL a diferentes concentraciones de 
CALB (N-435). a) Mn y b) conversión en función del tiempo.................................................. 62 
Figura 3-25. Número de cadenas (Nc) en función del tiempo a diferentes concentraciones de 
CALB (N-435). ........................................................................................................................ 63 
Figura 3-26. Caracterización de a) copolímero de Poli (α-N3-CL-co-CL) por b) FTIR y c) RMN-
1H ............................................................................................................................................. 65 
Figura 3-27. RMN-13C de a) PCL) y b) Poli (α-N3-CL-co-CL). .............................................. 66 
Figura 3-28. Distribuciones del peso de los copolímeros Poli (α-N3-CL-co-CL) de la S1 y S2
 ................................................................................................................................................. 68 
Figura 3-29. Comportamiento térmico de los polímeros de a) PCL y b) Poli (α-N3-CL-co-CL). 
(▬) Enfriamiento, (▬), (- - -) 1er y 2do calentamiento. .......................................................... 69 
Figura 3-30. Modelo de cristalización y fuerzas de interacción de las cadenas de a) PCL y b) 
Poli (α-N3-CL-co-CL). ............................................................................................................. 69 
Figura 3-31. Ruta de síntesis de copolímeros injertados con biomoléculas. Modificación de 
ácidos grasos y reacción tipo clic. ............................................................................................ 72 
Figura 3-32. Espectro FTIR de Poli (CL-co-(Col-CL)) ........................................................... 73 
Figura 3-33. RMN-1H de Poli (CL-co-(Ole,CL)) .................................................................... 74 
Figura 3-34. Distribuciones de peso de copolímeros conjugados por vía clic. ........................ 75 
Figura 3-35. Cromatograma de Poli (CL-co-(Lin,CL)), a) sin dializar y con degradación de la 
cadena y b) posterior a la diálisis. ............................................................................................ 76 
Figura 3-36. Distribuciones del tamaño de nanopartículas. ..................................................... 78 
Figura 3-37. Nanopartícula tipo esfera de a) copolímero con injertos de b) curcuminoides como 
curcumina, demetoxicurcumina y bisdemetoxicurcumina. ....................................................... 79 
Figura 3-38. a) Eficiencias de encapsulación y b) perfil cromatográfico de curcuminoides y 
curcumina................................................................................................................................. 80 
Figura 3-39. Antibiogramas de Escherichia coli (E.C) y Staphylococcus aureus (S.a) con NPs 
cargadas de curcuminoides (curcumina). ................................................................................. 81 
 
 
 
 
 
 
Lista de tablas 
Tabla 1-1. Aplicaciones de copolímeros de PCL, adaptada de (mondal et al., 2016; 
woodruff & hutmacher, 2010) ......................................................................................... 6 
Tabla 1-2. Tipos de polimerización tipo ROP, mecanismos e iniciadores, adaptada de 
(endo, 2009; odian, 2004) .............................................................................................. 10 
Tabla 1-3. Ventajas y desventajas de los mecanismos de síntesis de PCL, adaptada de 
(cama et al., 2017; jérôme & lecomte, 2008; young & p.a; lovell, 2001) ..................... 11 
Tabla 1-4. Química verde y biocatálisis, adaptada de (sheldon & woodley, 2018). ..... 14 
Tabla 1-5. Tipos de enzimas, función biocatalítica y enzimas aplicadas a polímeros, 
adaptada de (loos, 2011). ............................................................................................... 15 
Tabla 1-6. Reportes de polimerización enzimática de diferentes lactonas. .................. 22 
Tabla 2-1. Parámetros de reacción de la eROP y sus variaciones. ............................... 30 
Tabla 3-1. Actividad enzimática de la PPL y N-435 frente dos sustratos (S1 y S2). ... 36 
Tabla 3-2. Resultados de síntesis con N-435, efecto solvente. ..................................... 55 
Tabla 3-3. Resultados de síntesis con N-435, efecto de la temperatura........................ 58 
Tabla 3-4. Resultados de síntesis con N-435, efecto de la relación tol: ℇ-Cl. .............. 61 
Tabla 3-5. Resultados de la síntesis de poli (α-N3-CL-co-CL) con N-435, en dos 
reacciones. ...................................................................................................................... 67 
Tabla 3-6. Parámetros térmicos determinados durante las etapas de enfriamiento y 
calentamiento del homo y copolímero. .......................................................................... 68 
Tabla 3-7. Rendimientos de síntesis de cicloadiciones. ................................................ 75 
Tabla 3-8. Características de nanopartículas en cuanto tamaño, dispersión y carga 
superficial. ...................................................................................................................... 77 
Tabla 3-9. Eficiencia de encapsulación y carga de curcumina y curcuminoides. ......... 79 
Tabla 3-10. Zonas de inhibición de las NPs a 500µg/ml frente a bacterias G+ y G-. .. 80 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Lista de Símbolos y abreviaturas 
 
Símbolos 
 
Símbolo Término Unidad SI Definición 
Mn Peso molecular promedio en número. Da, kDa Mn / 𝑀𝑛
̅̅ ̅̅ 
Mw Peso molecular promedio en peso. Da, kDa Mn / 𝑀𝑤
̅̅ ̅̅̅ 
Ð Polidispersión del polímero. Ð 
 
 
Abreviaturas 
 
Abreviatura Término 
eROP Polimerización enzimática por apertura de anillo. 
ℇ-CL Épsilon Caprolactona. 
PCL Policaprolactona. 
CALB (N-435) Lipasa de Candida antártica tipo B (Novozyme-435) 
PPL Lipasa pancreatica porcina. 
αN3-CL Alfa azido caprolactona. 
Poli (α-N3-CL-co-CL) Poli alfa azido, caprolactona-co- caprolactona. 
Poli (CL-co-(Col-CL)) Poli alfa colesteril, caprolactona-co- caprolactona. 
Poli (CL-co-(Ole,CL)) Poli alfa oleil, caprolactona-co- caprolactona. 
Poli (CL-co-(Lin,CL)) Poli alfa linoleil, caprolactona-co- caprolactona. 
NPs Nanopartículas. 
RMN 1H y 13C Resonancia magnética nuclear protónica y carbono 13. 
GPC Cromatografía de permeación de gel. 
DSC Calorimetría diferencial de barrido. 
DLS Dispersión dinámica de luz. 
SEM Microscopia de barrido electrónico. 
FTIR Espectroscopia infrarroja con transformada de Fourier. 
 
 
1 
 
Introducción 
En la actualidad los polímeros con características de biodegradabilidad y 
biocompatibilidad, representan una oportunidad para explorar un gran número de 
materiales. La policaprolactona (PCL) es un polímero que cumple con dichas 
características, lo que permite su uso en campos como la biomedicina, industria textil y 
de alimentos, farmacia, automovilista,etc. (Domb et al., 1997). Un valor agregado de 
este polímero radica en que su síntesis es factible por varios métodos, en especial el que 
incorpora catalizadores de tipo enzimático como estrategia amigable con el medio 
ambiente (Palmans & Heise, 2010). 
Las enzimas son herramientas naturales que los seres vivos implementan en su 
metabolismo, igualmente sus múltiples usos han permitido incorporarlas como potentes 
catalizadores en diferentes campos, entre estos los polímeros. 
 
Las lipasas son un tipo de enzimas recientemente implementadas en la síntesis de 
poliésteres por poseer alta actividad catalítica y permitir reacciones más amigables con 
el ambiente (Kobayashi et al., 2019). Estas enzimas corresponden al grupo estearasas 
tipo triacil-hidrolasas, que actúan sobre el grupo funcional éster (Illanes, 2008; Palmans 
& Heise, 2010). A la fecha se ha determinado que las lipasas provenientes de 
Pseudomonas cepacia (PS), Candida Antarctica Lipase B (CALB) , Pseudomonas 
fluorescens (PF) y Porcine Pancreatic Lipase (PPL) catalizan la polimerización de 
monómeros cíclicos tales como la ε-caprolactona para obtener poliésteres como la 
policaprolactona (PCL) (Yang et al., 2011). 
Igualmente, varias investigaciones y autores reconocen que la incorporación de lipasas 
a los procesos de polimerización de la PCL, conlleva a explorar múltiples factores que 
influyen en los mecanismos de síntesis de este polímero, principalmente la apertura de 
anillo lactónico (ROP). Por un lado, la ROP debe permitir la obtención del polímero con 
propiedades deseadas y con alta eficiencia de conversión, además de anexar lo 
concerniente a los efectos de la temperatura, solventes y concentraciones que puedan 
afectar el producto, la estabilidad y actividad de las lipasas. 
Un rasgo que resaltar es que, aunque la PCL es un excelente poliéster que se puede 
sintetizar por catálisis enzimática con las lipasas, este aun presenta las limitaciones de 
 
2 
 
alta hidrofobicidad y baja actividad con moléculas biológicas. A causa de estas 
limitaciones, la copolimerización o polimerización de monómeros funcionalizados, 
surgen como una estrategia que mejora las cualidades de la PCL, sin embargo, la síntesis 
con lipasa de estructuras variables o funcionalizadas no ha sido explorada ampliamente 
y con ello sus aspectos experimentales y químicos que hagan viable su uso. 
Es por lo anterior que resulta factible esta investigación, donde se exploran las lipasas 
como catalizadores en la ruptura del anillo caprolactónico para facilitar la obtención de 
policaprolactona y copolímeros funcionales, conjunto a sus propiedades y la 
dependencia de la actividad del catalizador y las condiciones de reacción. 
 
Para la elaboración de esta investigación se emplearon dos Lipasas con diferente origen 
y disposición como lo son la Candida antartica tipo B (CALB) (N-435) y la lipasa 
pancreática porcina (PPL). Posterior a la elección de una lipasa bajo aspectos de 
actividad y eficiencia tanto hidrolítica y polimérica, se determinaron las condiciones 
experimentales y efectos que favorecen la síntesis PCL y posteriormente la del 
copolímero funcional de α-azido-ε-caprolactona-co-caprolactona (Poli (α-N3-CL-co-
CL)). 
Este copolímero así mismo fue direccionado hacia la nanomedicina al ser modificado 
por biomoléculas mediante aproximaciones sintéticas que involucran procesos de 
halogenación, amidación y finalmente la conjugación por reacciones de tipo clic. Este 
tipo de copolímeros contribuyen a mejorar la interacción e injerción de activos naturales 
como los son los curcumoides, altamente reconocidos como agentes biológicos, gracias 
a las nanoestructuras altamente empleadas en tratamientos médicos. 
 
Es por lo anterior que la síntesis de copolímeros con catalizadores biotecnológicos como 
las lipasas, hace de estos materiales y la exploración experimental, una alternativa 
promisoria para la síntesis amigable y eficiente de polímeros biocompatibles y altamente 
biodegradables. Adicionalmente, representan un progreso para el desarrollo de 
transporte de activos de baja hidrosolubilidad como la curcumina, al aumentar la 
biodisponibilidad mediante nanopartículas estables, eficientes y de liberación 
controlada. 
 
 
3 
 
Hipótesis 
La polimerización enzimática por apertura de anillo (eROP) empleando lipasas, 
condiciones “suaves” de reacción y monómeros funcionalizados de caprolactona, es una 
estrategia directa y controlada de síntesis de copolímeros funcionalizados de 
policaprolactona, de alto peso molecular, bajo índice de dispersión y características 
fisicoquímicas definidas. Este proceso de polimerización se constituye como amigable 
con el medio ambiente donde prevalece la biodegradación del copolímero sintetizado y 
la baja toxicidad del mismo. 
 
Objetivos 
General 
 
Establecer las condiciones experimentales que favorezcan la síntesis de PCL y su 
copolímero empleando eROP, como proceso amigable para el medio ambiente. 
Específicos 
 
Comparar la actividad enzimática sobre la eROP de la ℇ-CL a partir de dos lipasas con 
diferente origen y disposición. 
Evaluar las condiciones de reacción “suaves” que permitan la síntesis de PCL con altos 
rendimientos en su peso molecular y grados de conversión. 
Obtener el copolímero α-azido-ε-caprolactona-co-caprolactona (Poli (α-N3-CL-co-CL)) 
mediante eROP, implementando las condiciones de reacción obtenidas en la síntesis de 
PCL de mayor eficiencia. 
 
4 
 
Capítulo 1. Marco conceptual 
1.1 La Policaprolactona (PCL): Propiedades y usos 
Los polímeros se pueden obtener de forma natural o sintética, los primeros producidos 
en procesos biológicos y llamados biopolímeros y los segundos por reacción química 
llamados sintéticos (Herrera Kao, 2014). Los polímeros obtenidos por reacción química 
orgánica se pueden clasificar según su estructura y composición, por sus propiedades 
térmicas y morfológicas y por un tercer aspecto como lo es el mecanismo o ruta de su 
síntesis (Odian, 2004). 
Un polímero que se puede obtener de forma sintética y ha sido ampliamente estudiado 
es la policaprolactona (PCL), este es sintético del tipo poliéster alifático saturado que 
consta de la repetición “n” de cinco grupos metilenos apolares y un grupo éster 
relativamente polar como se ve en la Figura 1-1 (a). La PCL es semi-cristalina 
termoplástica y flexible debido a su baja temperatura de fusión (Tm: 60°C), lo cual 
permite que pueda ser procesada a bajas temperaturas. 
 
 
Figura 1-1. Rutas de síntesis de la PCL a partir de diferentes monómeros. (a) Policaprolactona. 
(b) Ácido 6-hidroxicaproico. (c) Ɛ-caprolactona (Ɛ -CL). (d) del 2-metileno-2,3-dioxepano 
(MDO). Adaptado de (Guarino et al., 2017). 
 
La PCL puede ser sintetizada bajo diferentes rutas y monómeros de partida. La Figura 
1-1 muestra las diferentes rutas sintéticas a través de las cuales se puede producir. En 
esta Figura, la ruta b corresponde a la condensación del ácido 6-hidroxicaproico, 
 
5 
 
mientras c corresponde a la polimerización por apertura de anillo (ROP) de la Ɛ-
caprolactona (ℇ-CL), ya sea por reacciones aniónicas, catiónicas, por coordinación-
inserción y enzimáticas. Por otro lado, la ruta d corresponde a la ROP por medio de 
radicales del 2-metileno-2,3-dioxepano (MDO) (Guarino et al., 2017; Labet & 
Thielemans, 2009; Sisson et al., 2013). Adicionalmente, la PCL obtenida vía ROP, 
debido a que su producción se da como una transformación empleando productos 
naturales, podría clasificarse como un biopolímero sintético (Herrera Kao, 2014). 
 
La biodegradabilidad de la PCL es lo que la hace más atractiva, pues en comparación 
con otros polímeros plásticos convencionales, la presencia del grupo éster hace 
hidrolizable la cadena de polímero teniendo en cuenta que le toma degradarse entre 2 a 
4 años, mientras que en otros polímeros se estima que se degradan entre 6 meses a50años 
de forma natural u oxidativa- fotolítica (Labet & Thielemans, 2009; Webb et al., 2013; 
Woodruff & Hutmacher, 2010). La velocidad de biodegradación de la PCL depende del 
ambiente a la que es sometida, pues estudios con bacterias y bajo acción enzimática de 
hongos demuestran la total degradación por la acción de estearasas, mientras que en el 
cuerpo humano es más lenta debido a la hidrólisis del enlace éster en ausencia de enzimas 
(Sisson et al., 2013). 
Otras estrategias estudiadas para la degradación de la PCL incluyen oxidación de grupos 
funcionales terminales alcohol a hidroperóxidos en presencia de aire (120ºC), como 
también la pirólisis de enlaces éster a aproximadamente 420° ocasionando su 
depolimerización (Bartnikowski et al., 2019), e igualmente la degradación in vitro en 
ambientes ácidos y básicos (Hernández et al., 2013). 
El uso de la PCL como biomaterial en aplicaciones biomédicas, se debe a sus 
propiedades termo-mecánicas, su biodegradabilidad y versatilidad en su síntesis, 
haciendo posible que la ε-CL pueda telomerizarse y copolimerizarse en bloque o al azar 
generando macromoléculas con diversas arquitecturas (Sisson et al., 2013). En la 
ingeniería de tejidos, la PCL se utiliza para la fabricación de “Scaffolds” y se ha 
encontrado que fomenta la proliferación celular en la regeneración de tejidos óseos, 
cartílagos, tendones, nervios, vasos sanguíneos, entre otros. Otras incursiones incluyen 
apósitos, suturas y como matriz para la liberación controlada de fármacos como lo es el 
 
6 
 
caso de los dispositivos anticonceptivos que se implantan a nivel subcutáneo (Domb et 
al., 1997; Woodruff & Hutmacher, 2010). 
En otros sectores de la industria, la PCL se emplea para la producción textil, también se 
encuentra en películas para empaques de alimentos por su alta elasticidad e 
hidrofobicidad, se ha reportado en mezclas con Poliácido láctico, Polióxido de etileno y 
Poliácido glicólico, además de diferentes polisacáridos naturales puesto que actúa como 
plastificante y aditivo (Guarino et al., 2017). En la Tabla 1-1 se presentan algunos 
dispositivos e investigaciones sobre la PCL, sus métodos de procesado y la aplicación. 
Tabla 1-1. Aplicaciones de copolímeros de PCL, adaptada de (Mondal et al., 2016; Woodruff & 
Hutmacher, 2010) 
PRODUCTOS 
Unidad polimérica Método de Procesado Producto Tiempo de 
degradación 
Aplicación 
 
PCL 
-Extrusión. 
-Moldeo 
inyección. 
-Electrohilado. 
-Solvent-casting. 
Capronor 
Ethicon 
> 24 meses 
-Sutura dental y 
corporal 
-Transporte de 
medicamentos 
como 
anticonceptivos 
 
 
PLA-PCL (65:35) 
 
-Recubrimiento 
por inmersión en 
Cloroformo. 
Neurolac 
Polyganics 
B.V. 
Groningen 
 
24 meses 
-Regeneración 
de nervios 
 
 
 
PMMA/PCL 
-Composito 
Resinol 
TM 
Minner 
2000 
Shipper 6 
… 
-Cemento para 
cirugía oral 
(llenado de 
raíces) 
PU/PCL 
-Composito 
Artelon 
Sportmesh 
TM 
Artelon 
Spacer 
Arthro 
-- 
-Refuerzo 
tejidos y 
tendones. 
-Espaciador en 
osteoartritis 
 
 
 
INVESTIGACIONES 
Unidad polimérica Aplicación 
 
Implementan micelas del monometoxi 
poli(etilenglicol)-b-(Caprolactona) cargadas de 
 
7 
 
MPEG-PCL Paclitaxel y curcumina como agente contra el 
cáncer de colon, encontrando que el sistema 
disminuye el crecimiento de tumores. 
 
CAM-PCL-P 
Se realizaron nano partículas de policaprolactona 
y pluronic, cargadas con cloranfenicol para 
combatir el Staphylococcus aureus resistente a la 
meticilina (MRSA). Encontraron que las NPs 
mejoran la eliminación del MRSA a 
comparación del tratamiento solo con 
cloranfenicol. 
 
 
PCLEEP 
Se prepararon fibras de Poli (caprolactona-co-etíl 
etileno fosfato) como transporte de siRNA/TOK 
para mejorar una entrega controlada y 
eliminación de genes. 
 
Las anteriores investigaciones, demuestran que el espectro de aplicación de la PCL es 
amplio y que la interacción con biomoléculas hidrófilas es posible mediante la 
funcionalización, la cual consiste en la modificación de la cadena del polímero en sus 
extremos o esqueletos. Adicionalmente se observa que tras la copolimerización de la 
PCL puede incrementarse su biocompatibilidad e interacción con las biomoléculas, al 
igual que su capacidad de transporte. 
1.2 Rutas de síntesis de PCL: características y límites 
 
Las propiedades de la PCL dependen de su peso molecular, su distribución y de su 
arquitectura y pueden ser controladas a través de la copolimerización de la ε-CL con 
otros monómeros que le confieran la funcionalidad deseada. Por tanto, la ruta empleada 
para su síntesis y parámetros tales como medio de reacción, temperatura y la naturaleza 
y cantidad de catalizador empleado, son parámetros críticos en su obtención. 
 La PCL se puede producir principalmente por dos mecanismos, el primero por 
policondensación y el segundo por polimerización por apertura de anillo que se da por 
la acción de catalizadores y/o iniciadores (Odian, 2004). Cada ruta de síntesis parte de 
un monómero específico; en la condensación se emplea el ácido 6-hidroxicaproico, 
mientras que la apertura de anillo se da sobre la ℇ-CL, ambos monómeros, se obtienen 
 
8 
 
del proceso oxidativo del microorganismo Acinetobacter sp, donde el ciclohexanol es 
convertido en ciclohexanona con alcohol deshidrogenasa (ADH) y posteriormente 
conversión a los monómeros, mediante la ciclohexanona monoxygenasa (CHMO) 
(Figura 1-2 (a)) (Labet & Thielemans, 2009). 
 
 
 
 
 
 
Figura 1-2. Síntesis de monómeros para polimerización. (a). Ruta de Acinetobacter sp. (b). 
Reacción de Baeyer-Villiger. Adaptada de (Cao, 2016; Labet & Thielemans, 2009; Sisson et al., 
2013) 
 
Por otra parte, si se sigue la ruta b de la misma Figura, la ciclohexanona puede ser 
oxidada en su anillo con ácido peracético para generar ℇ-CL mediante la reacción de 
Baeyer-Villiger, pero sin producir el ácido y de forma más económica (Sisson et al., 
2013). 
1.2.1 Policondensación 
 
 La policondensación es la primera forma de generar oligómeros de PCL, esta consiste 
en que el ácido 6-hidróxicaproico es sometido a calentamiento y alto vacío para eliminar 
el agua y favorecer el equilibrio hacia la formación del polímero (Billmeyer Jr, 1984; 
R.J; Young & P.A; Lovell, 2001). La polimerización como se ve en la Figura 1-3, se da 
gracias a que una molécula de hidroxiácido mediante el grupo alcohol, que actúa como 
nucleófilo, reacciona con otra molécula por la parte carboxílica y activada con protones 
de catalizador (Gabirondo et al., 2020). De esta manera la cadena del ácido 
hidroxicaproico crece por los extremos, además de liberar agua y protones que actúan 
como catalizador. 
OH 
O O 
O 
O 
HO 
OH Alcohol 
deshidrogenasa 
Ciclohexanona 
monoxygenasa 
a 
OH 
O O 
O O O 
H 
O 
Alcohol 
deshidrogenasa 
b 
 
9 
 
 
 
Figura 1-3. Policondensación de α-hidroxiácidos. Adaptada de (R.J; Young & P.A; Lovell, 
2001) 
 
Aunque este mecanismo ha sido abandonado principalmente por sus bajos rendimientos 
y otras desventajas que se detallan más adelante, en la última década se han podido 
incorporar enzimas como catalizadores para mejorar el rendimiento, en especial con la 
enzima Candida Antarctica tipo Lipasa B (CALB) (Guarino et al., 2017). 
1.2.2 Apertura de anillo 
 
El ROP o polimerización por apertura de anillo se basa en hacer reaccionar un monómero 
cíclico con diferentes iniciadores o catalizadores que permitan la apertura del anillo y se 
genere una propagación de la cadena polimérica. La ROP se genera sobre los monómeros 
con dobles enlaces C=C y C=O especialmente, además dependiendo de los sistemas de 
reacción estas pueden ser de tipo aniónica, catiónica, de monómero activado, 
coordinación-inserción y enzimático (Odian, 2004; Sanda & Endo, 2001). 
Tal como se evidencia en el reporte de Labet & Thielemans (2009), el gran número de 
iniciadores,solventes, concentraciones, tiempos de reacción, conversiones e índices de 
dispersión hacen que se pueda sintetizar PCL con diferentes propiedades; es por ello que 
nos centraremos en el mecanismo de coordinación-inserción (aniónico) pues es el más 
usado y que permite generar PCL con precisión; de igual manera las otras rutas son 
enunciadas en la Tabla 1-2 conjunto a sus mecanismos de reacción e iniciadores más 
usados. 
 
 
10 
 
Tabla 1-2. Tipos de polimerización tipo ROP, mecanismos e iniciadores, adaptada de (Endo, 
2009; Odian, 2004) 
TIPO DE ROP MECANISMO 
Aniónico 
La especie aniónica 
formada ataca el 
carbono carbonilo de 
la ℇ-CL, el cual se 
abre por el enlace acil-
oxígeno generando un 
alcóxido que se 
propaga. 
 
Iniciadores: M+B-, Na, K, NaOH, KOH, NaNH2, LiOCH3, NaOEt, 
LinBu, NaH, Na⁺C₁₀H₈⁻ 
Catiónico 
La especie catiónica 
generada por el R+ 
cedido del iniciador, 
sufre una reacción con 
el oxígeno del 
carbonilo de la ℇ-CL, 
mediante una 
sustitución 
nucleofílica 
bimolecular SN2. 
 
Iniciadores: R+ A-, H2SO4, HClO4. BF3, AlCl3, SnCl4 con co-
catalizador CF3SO3H, Ph3C+PF6
-, CH3CO+SbF6
-. 
Monómero 
activado 
Se genera el 
monómero activado 
(MA) de la ℇ-CL por 
activación 
electrofílica o 
nucleofílica, después 
se da el ataque 
nucleofílico del MA al 
extremo de la cadena 
del polímero. 
 
Iniciadores: H+ Ácidos BrØnsted, Ácidos Lewis LA y donadores 
de enlaces de H y nucleófilos. 
 
El mecanismo de coordinación-inserción se considera como una polimerización pseudo 
aniónica debido a que procede de igual manera que una AROP, implementando un 
alcóxido, pero en este caso de metales con capacidad de coordinación como el Sn y Al. 
Este tipo de mecanismo es importante debido a que evita el “back-biting” o 
transesterificaciones en las moléculas del polímero (Sisson et al., 2013; Stridsberg et al., 
2014). 
La polimerización de la ε-CL se da a entre 120 a 150ºC en atmósfera inerte, allí se 
incorpora a la reacción el 2-etil hexanoato de estaño que reacciona con un alcohol que 
actúa como iniciador (Labet & Thielemans, 2009). En el mecanismo, el (alcóxido) (R1-
Sn-OR) generado actúa sobre el carbono del acil-oxígeno, mientras el estaño coordina el 
oxígeno del doble enlace (Stridsberg et al., 2014). Una vez se da el reordenamiento de 
electrones, el monómero abierto y coordinado con el estaño, continua su propagación 
sobre otra molécula de lactona, actuando de nuevo como agente de inserción. Al terminar 
 
11 
 
la reacción se hidroliza el enlace con el estaño terminando la cadena con el grupo 
hidroxilo; este mecanismo se esquematiza en la Figura 1-4. 
 
 
Figura 1-4. ROP de ε-CL por coordinación-inserción con compuesto de estaño. Adaptada de 
(Labet & Thielemans, 2009) 
 
Aunque este mecanismo es efectivo para preparar PCL de diferentes pesos moleculares 
y dispersiones estrechas, depende del tiempo de reacción y el iniciador que se use y su 
concentración. Según Stridsberg y colaboradores (2014), los tiempos de polimerización 
dependen de la actividad del metal coordinado y unido a la cadena en propagación por 
medio del enlace alcóxido, esta es decreciente de esta manera: Bu2Sn(OR)2 
>Bu3SnOR>Ti(OR)4 >Zn(OR)2 >Al(OR)3. 
1.2.3 Ventajas y desventajas de los mecanismos de polimerización 
 
Los mecanismos mostrados corresponden a las estrategias más comunes para sintetizar 
PCL, la selección del método a emplear dependerá de la aplicación deseada teniendo en 
cuenta y por ende el peso molecular, la arquitectura molecular requerida, además factores 
como los tiempos de producción, purificación y la pureza del producto. Las dos rutas de 
síntesis descritas, condensación y ROP, se comparan en la Tabla 1-3 en cuanto a las 
ventajas y desventajas que presentan. 
Tabla 1-3. Ventajas y desventajas de los mecanismos de síntesis de PCL, Adaptada de (Cama et 
al., 2017; Jérôme & Lecomte, 2008; Young & P.A; Lovell, 2001) 
MECANISMO VENTAJAS DESVENTAJAS 
Policondensación 
• Permite producir PCL 
telequélica. 
• Incorpora hidroxiácidos 
de procedencia biológica. 
• No incorpora solventes ni 
catalizadores, se puede 
• Se requieren temperaturas cercanas a los 
180°C y alto vacío para eliminar 
subproductos como etanol y agua. 
• Se generan bajos pesos moleculares y 
altos índices de polidispersión. 
 
12 
 
realizar la síntesis en 
masa. 
• Se puede mejorar las 
propiedades poliméricas 
con enzimas del tipo 
esteraras. 
• Se consideran amigables 
con el medio ambiente y 
de baja toxicidad. 
• Los productos son difíciles de purificar, 
poseen oligómeros de bajo peso 
molecular. 
• Toman bastante tiempo. 
• Los monómeros deben ser de alta pureza 
además de requerir alta precisión de la 
estequiometría. 
• No se puede controlar la polimerización 
ni la estereoregularidad. 
ROP (Aniónico, 
catiónico y de 
coordinación) 
• Poseen condiciones de 
reacción moderadas. 
• Genera polímeros con 
altos pesos moléculas y 
baja polidispersión en 
bajos periodos de tiempo. 
• Permite el control de la 
polimerización. 
• Se consideran selectivas. 
• Las síntesis se pueden 
llevar a cabo en masa, 
solución, emulsión o 
dispersión. 
• Permiten que existan 
reacciones vivientes, es 
decir sin terminación. 
• No requiere eliminar 
subproductos o beneficiar 
equilibrios. 
 
• Las síntesis requieren de un iniciador o 
un catalizador para mejorar la velocidad 
de reacción. Los catalizadores tienen 
diferente actividad química dependiendo 
su componente. 
• Existen efectos de contra-ion con los 
solventes (ROP aniónica). 
• Son reacciones susceptibles al efecto del 
CO2, H2O y O2. 
• Se deben hacer en atmósferas inertes de 
N2 y Ar. 
• Son costosas y algunas requieren alto 
vacío. 
• Los productos deben ser purificados de 
metales y solventes. 
• Existen subproductos de reacción. 
• Periodos extensos de reacción o baja 
concentración de monómero permite 
transesterificación intra e intermolecular. 
• No se consideran en su totalidad 
amigables con el medio ambiente. 
 
Un fenómeno a resaltar y poco deseado en las reacciones de la ε-CL, es la presencia de 
especies cíclicas generadas por la transferencia de cadena intermolecular “intrachange” 
e intramolecular “back-biting”, presentándose en mayor medida en las reacciones 
catiónicas que en las aniónicas y de coordinación. De acuerdo con la Figura 1-5, el efecto 
intra se da cuando un hidroxilo lateral reacciona con el metal de la misma cadena, 
dejando el éster expuesto para generar ciclo ésteres (b), por el otro lado cuando en la 
propagación se intercambia tanto el metal y el hidroxilo de dos cadenas diferentes, se 
genera el fenómeno a nivel intermolecular (a). 
 
 
 
 
13 
 
 
 
 
 
 
Figura 1-5. Transesterificaciones (a) intermolecular e (b) intramolecular en la ROP de la PCL. 
Adaptada de (Labet & Thielemans, 2009; R.J; Young & P.A; Lovell, 2001). 
 
Otro aspecto a tener en cuenta en las reacciones tipo ROP, es cuando la polimerización 
se da en un monómero substituido, donde el tipo y la posición del sustituyente en el anillo 
en las lactonas cambian la configuración del carbón asimétrico –CHR-, implicando 
efectos inductivos e impedimentos estéricos (R.J; Young & P.A; Lovell, 2001). 
Es evidente que cualquier mecanismo para sintetizar PCL y sus copolímeros requiere 
control cuidadoso de los parámetros de reacción tales como medio, temperatura, tiempo 
y pureza de los reactivos añadidos, los cuales repercuten en propiedades tales como el 
grado de polimerización y por ende Mn, también el peso molecular promedio en peso 
(Mw) y el índice de dispersión (Ð). Así mismo, la conversión de monómeros y el 
rendimiento del proceso de polimerización también pueden ser controlados. Por otra 
parte, resulta importante tener en cuenta otros aspectos anexos a la polimerización, como 
la baja toxicidad de los reactivos, la amigabilidadcon el medio ambiente y los 
rendimientos energéticos. 
Teniendo en cuenta que las rutas sintéticas descritas anteriormente incluyen el uso de 
catalizadores y solventes potencialmente tóxicos y/o lesivos al medio ambiente, se hace 
necesario la implementación de estrategias que permitan su síntesis y la de sus 
copolímeros, de manera controlada superando las limitaciones mencionadas. El 
desarrollo de enzimas como biocatalizadores permite producir polímeros y derivados 
con el mismo control y calidad que los mecanismos ya mencionados, además de 
encontrarse en un entorno de Química verde. 
 
 
 
 
 
a) 
b) 
 
14 
 
1.3 La biocatálisis en torno a la Química verde y la eROP 
 
La biocatálisis tal como lo define Arroyo y colaboradores (2014), es el proceso en el cual 
se incorporan agentes biológicos o derivados (células o enzimas) para catalizar 
reacciones y generar compuestos específicos. La biocatálisis al día de hoy se aplica en 
campos como la farmacia, medicina analítica, alimentos y químicos y tiene un rol 
importante en la interdisciplinaridad de las ciencias como la microbiología, enzimología, 
bioquímica, química orgánica, entre otros (Bommarius & Riebel, 2005). 
Los biocatalizadores son sistemas llamativos debido a que su funcionamiento ha sido 
optimizado evolutivamente, logrando obtener el máximo rendimiento en los procesos 
bioquímicos en los que intervienen, además de ser producidos por fuentes renovables y 
aportar al cuidado del ambiente. Se asume que los biocatalizadores específicamente 
realizan conversiones afectando positivamente la magnitud de la barrera de energía, la 
cual se debe superar para que una sustancia se convierta químicamente en otra (Illanes, 
2008). 
En este punto se puede observar que la biocatálisis se enmarcada en la química verde, 
donde los principios de prevención de la contaminación son cumplidos a groso modo por 
la implementación de enzimas, estos principios se resumen la Tabla 1-4 y se comparan 
entre ambos enfoques. 
Tabla 1-4. Química verde y biocatálisis, Adaptada de (Sheldon & Woodley, 2018). 
PRINCIPIO DE QUÍMICA VERDE. BIOCATÁLISIS 
Prevención de residuos. Reduce significativamente los residuos. 
Economía atómica. Permite la reutilización de catalizadores. 
Síntesis menos peligrosas. Síntesis generalmente menos toxicas. 
Diseño para productos seguros. No requieren productos procesados. 
Solventes y auxiliares seguros. Usualmente realizado en agua y solventes recuperables. 
Eficiencia energética. Condiciones suaves y eficiencia energética. 
Materias primas renovables. Las enzimas son renovables. 
Evitar derivatización. Evita protección y desprotección de grupos químicos. 
Catálisis. Las enzimas catalizan la reacción. 
Diseños para degradación. Producto a veces no es degradable. 
Análisis en tiempo real. Permite el trazado del producto y su calidad. 
Procesos inherentemente más seguros. Se generan a condiciones medias y más seguros. 
 
15 
 
 
Igualmente, se logra exaltar el potencial químico con la incorporación de enzimas, 
debido a la especificidad por diferentes monómeros en condiciones experimentales 
diferentes, siendo el caso de la síntesis de materiales poliméricos como los poliésteres y 
policarbonatos, todos bajo el método denominado Polimerización enzimática por 
apertura de anillo (eROP). 
1.3.1 Las enzimas como catalizadores en polimerización 
Una enzima es una proteína que actúa como catalizador de una reacción biológica 
(Mcmurry, 2008), tienen funciones específicas y no afectan el equilibrio de una reacción, 
únicamente la acelera al abatir la energía de activación de la reacción. 
Una enzima (Ezn) tiene actividad catalítica cuando el sustrato (S) se adhiere en al menos 
tres puntos específicos (centro activo), la enzima reúne las moléculas reactantes 
(aumentando la concentración en un área localizada), les proporciona los sitios ácido o 
base para la catálisis en etapas específicas generando un complejo enzimático (Ezn-S). 
Este proceso es esquematizado como Ezn + S→ Ezn-S→ P+Ezn y depende de factores 
como la concentración del sustrato y de la enzima, la temperatura, el pH y los agentes 
inhibidores que pueden aumentar o disminuir la velocidad de las reacciones. 
Las enzimas se agrupan en seis clases de acuerdo con el tipo de reacción que catalizan, 
estas son de tipo hidrolasas, isomerasas, ligasas, liasas, las oxidoreductasas y 
transferasas. Al presente, se sabe que 4 de los 6 grupos mencionados son aplicados en 
polimerizaciones; algunas de estas enzimas y polímeros son listados en la Tabla 1-5. 
Tabla 1-5. Tipos de enzimas, función biocatalítica y enzimas aplicadas a polímeros, adaptada de 
(Loos, 2011). 
Nº 
Grupo 
TIPO DE 
ENZIMA 
FUNCIÓN 
BIOCATALÍTICA 
ENZIMA 
IMPLEMENTADA 
POLÍMERO 
SINTETIZADO 
I Oxidoreductasas 
Oxidación o 
reducción. 
Peroxidasa, Lacasa 
Polianilina 
Polifenoles 
Poliestireno 
Polimetil metacrilato 
II Transferasas 
Transferir un grupo 
de una molécula a 
otra. 
PHA sintasa 
Hialuron sintasa 
Fosforilasa 
Poliéster hialurónico 
Amilosa 
 
16 
 
 
Una de las enzimas más implementada en las polimerizaciones son las Lipasas, pues 
debido a su acción hidrolítica sobre enlaces del tipo éster y de su centro activo que 
adiciona moléculas nucleofílicas a las cadenas, permite ser implementada en reacciones 
de poliésteres, policarbonatos, poliamidas y sus copolímeros, entro estos, los más 
investigados por este mecanismo son la PCL y el PLA, en su mayoría provenientes de 
lactonas. 
1.3.2 Las Lipasas y el mecanismo eROP de la PCL 
Las lipasas son enzimas clasificadas por la EC (enzyme commission) bajo el código EC 
3.1.1.3, que corresponde al grupo estearasas (3.1) del subgrupo carboxil éster hidrolasa 
(3.1.1) como triacil acilhidrolasas (3.1.1.3) (Illanes, 2008). Las lipasas provienen en gran 
medida de microrganismos (Bacillus sp., B. subtilis, Pseudomonas aeruginosa, 
Staphylococcus caseolyticus, Penicillium, Rhizopus, Aspergillus, Candida rugosa, C. 
tropicalis, C. antarctica, C. cylindracea, etc.) (Singh et al., 2019), plantas (Heliantus 
annuus , Brassica napus , Jatropha curcas , Lupinus luteus, etc.) (Barros et al., 2010) y 
animales (Pancreática bovina y porcina), pues su potencial catalítico se atribuye a la 
hidrólisis de triglicéridos en la interfaz lípido-agua. Estas enzimas se consideran 
quimioselectivas porque actúan directamente sobre el grupo funcional éster, generando 
como productos un alcohol y un ácido carboxílico (Palmans & Heise, 2010). 
Aunque la actividad de las lipasas se estudia desde 1898, los reportes sobre su 
implementación en la síntesis de polímeros data de 1980, donde un estudio realizado por 
Okumura y colaboradores (1983) sobre la hidrólisis del aceite de castor con lipasas de 
III Hidrolasas Hidrólisis con H2O. 
Lipasa 
Celulasa 
Hialuronidasa 
Papaína 
Poliésteres 
Celulosa 
Glucosaminoglicanos 
Oligopéptidos 
IV Liasas 
Escisión de enlaces 
no hidrolíticos. 
___ ___ 
V Isomerasas 
Arreglos 
intramoleculares. 
___ ___ 
VI Ligasas 
Formación de enlaces 
que requieren 
trifosfato.. 
Cianoficina sintetasa Cianoficina 
 
17 
 
Geotrichum candidum, encontraron que se producían dímeros y trímeros del ácido 
ricinoleico, mientras que en 1985 se producía el primer polímero a partir del Ácido 10-
hidroxidecanoico catalizado por lipasa de Pseudomonas fluorescens (Villavicencio et al., 
2019). 
A la fecha se reconocen que las lipasas provenientes de Pseudomonas cepacia (PS), 
Candida Antarctica Lipase B (CALB) , Pseudomonas fluorescens (PF) y Porcine 
Pancreatic Lipase (PPL) catalizan polimerizaciones de poliésteres como la PCL 
(Champagne et al., 2016; Kobayashi et al., 2019; Yang et al., 2011). 
La Candida Antarctica Lipase B (CALB) es la enzima con el mayor número de reportes 
en la polimerización de la ℇ-CL, pues es una enzima estable y eficiente en términos 
cinéticos, su actividad radica en suestructura, que, aunque se reconoce que las 
actividades dependen de la fuente y las condiciones de catálisis, su centro activo es 
invariante. 
La CALB al igual que todas las lipasas, posee una estructura tipo α/β hidrolasa, es decir 
una α hélice está conectada con un giro a una hoja β, este giro es denominado codo 
nucleofílico. Junto a este codo otros dos espacios de la estructura conforman el centro 
activo tricatalítico debido a los residuos de Histidina (His), Aspartato (Asp) y Serina 
(Ser) que se muestran en la Figura 1-6 (a). El residuo de His se ubica espacialmente en 
un lado del residuo de Ser, mientras que en el lado opuesto se puede estabilizar una carga 
negativa en un espacio llamado oxianión mediante una serie de interacciones de enlaces 
de hidrógeno con la treonina (Thr) y la glutamina (Gln) (Almeida et al., 2019). Esta 
concavidad de carácter hidrófobo en la misma Figura 1-6 (b), está protegida mediante el 
plegamiento de la α-hélice, la cual expone dependiendo el medio de reacción una serie 
de péptidos afines. Este tipo de capa protectora es conocida como Lid. 
 
 
 
 
Figura 1-6. CALB 4K6G. (a). Centro activo conformado por Ser105, His224 y Asp187 más 
sustrato (S) y (b) Canal activo protegido por lid, (rojo) Hidrófobo, (azul) Hidrofílico. Modelado 
a partir de datos de la RCSB PDB. (Autor, 2021) 
 
 
 
 
 
 
18 
 
La lid actúa como una puerta que determina la actividad de la enzima en los diferentes 
medios; para la CALB y algunas Lipasas la lid posee un carácter anfifílico, cuando la 
enzima está cerrada (inactiva), el lado hidrófilo está hacia el solvente mientras la parte 
hidrofóbica protege el centro activo. Por otro lado, cuando el sistema presenta una 
interfaz anfifílica, la enzima cambia su conformación a abierta (activa) y la cara 
hidrofóbica es expuesta al solvente y permite la entrada del sustrato al centro activo 
donde se da la reacción (Khan et al., 2017). 
La estructura adaptada por la CALB es la que permite su especificidad y demuestra el 
potencial para la síntesis de PCL a partir de la ℇ-CL como sustrato. La eROP de la 
caprolactona se lleva a cabo en medios solventes orgánicos como el tolueno y otros 
solventes de baja polaridad (Mallakpour & Rafiee, 2012), a una temperatura entre los 45 
y 60 ºC dependiendo la enzima y su presentación. La reacción se resume en la siguiente 
figura: 
 
 
 
Figura 1-7. Síntesis de PCL mediante eROP con Lipasas. Adaptado de (Knani et al., 1998) 
Se debe tener en cuenta que, esta polimerización se da en dos etapas, la primera de 
iniciación donde la molécula de ℇ-CL es convertida en ácido 6-hidróxicaproico por la 
presencia de agua como único nucleófilo, tal como se muestra en la Figura 1-8. En una 
segunda etapa se presenta la propagación, donde el hidroxiácido participa como 
nucleófilo permitiendo el crecimiento de la cadena al generar dímeros, trímeros y así 
consecutivamente. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 1-8. Mecanismo de eROP- Iniciación y propagación. Adaptada de (Palmans & Heise, 
2010). 
 
19 
 
El mecanismo señalado, permite observar la acción de la Lipasa con los dos sustratos, 
esta acción se divide en dos etapas: la acilación y la desacilación. La acilación inicia 
con la formación del tetraedro intermedio (Int-1) entre la ℇ-CL debido al ataque 
nucleofílico de Ser sobre el grupo carbonilo (Figueiredo et al., 2019). En este intermedio, 
la carga negativa generada por el oxígeno del carbonilo se estabiliza mediante la 
interacción por puentes de hidrógeno con el orificio del oxianión (OA), mientras que la 
carga positiva en His se estabiliza con Asp. Posteriormente, tiene lugar la transferencia 
de protones de His al sustrato alquil oxígeno y la parte hidroxilada del sustrato se libera 
de la enzima (Almeida et al., 2019). Como resultado, se forma un intermedio de 
monómero acil-enzima (EAM) unido covalentemente al final de la etapa de acilación de 
la Figura 1-9. 
Figura 1-9. Mecanismo de eROP- Etapa de Acilación. Adaptada de (Almeida et al., 2019) 
 
Luego, en la etapa de desacilación, el primer EAM mediante un nucleófilo entrante que 
generalmente es agua, un alcohol o una amina, forma un segundo intermedio tetraédrico 
(Int-2) por el ataque sobre el grupo carbonilo acilo-enzima, estabilizando su estructura 
con el OA y la interacción His-Asp mencionada (Elsässer et al., 2013). Luego, el protón 
adquirido por la His, se transfiere al oxígeno de la Ser mientras se restaura el enlace 
carbonilo del sustrato unido. Como resultado, la enzima es libre y restaurada después de 
la liberación de la cadena de PCL en crecimiento, tal como se observa en la siguiente 
Figura. 
Figura 1-10. Mecanismo de eROP- Etapa de Desacilación. Adaptada de (Almeida et al., 2019; 
Labet & Thielemans, 2009) 
 
 
20 
 
A la fecha, esta vía enzimática de las Lipasas permite la síntesis de la PCL de dos 
maneras, la primera es la policondensación de moléculas telequélicas y la segunda, la 
acción de ruptura de anillo (ROP) de cicloésteres (ℇ-CL). Siendo la segunda la de mayor 
elección. 
Por un lado la condensación de tipo AB y AA-BB de moléculas telequélicas como los 
hidroxiácidos, no es conveniente pues se considera que el método no permite el control 
de la polimerización (Gabirondo et al., 2020), en el caso de la condensación del ácido 6-
hidroxicaproico, no se logra generar PCL con altos pesos moleculares y poco dispersos 
(Guarino et al., 2017). 
Además, las investigaciones que reportan la síntesis de copolímeros de PCL son pocos 
debido a las exigencias en la pureza y precisión estequiométrica en los monómeros (Lu 
et al., 2019). Por ejemplo, Habeych y colaboradores (2011), demostraron que un exceso 
de monómero en la reacción entre ácido succínico y 1,4-butanediol con lipasas crudas, 
generan una alta dispersión debido a las transesterificaciones, llegando obtener 
cicloésteres de hasta 8 carbonos. 
En el segundo mecanismo denominado polimerización por apertura de anillo enzimático 
(eROP) y descrito en la sección anterior, ha sido empleado y evaluado a partir de los 
efectos catalíticos de las lipasas sobre algunas lactonas, además de centrarse actualmente 
en dos aspectos como lo son las condiciones óptimas de reacción y la eficiencia en la 
síntesis de copolímeros funcionalizados. 
Algunas de las primeras investigaciones sobre eROP, describen las propiedades 
enzimáticas de las lipasas en la acción sobre la ℇ-CL. En un principio MacDonald y otros 
(1995), al igual que Kobayashi y colaboradores (1998), analizaron que el origen y 
disposición de las lipasas influye en la catálisis y eficiencia de la PCL. Por un lado, 
encontraron que la lipasa del tipo pancreática porcina cruda (PPL) puede generar PCL 
con Mn de 300 y 1600 Da con un grado de conversión del 33-100%, mientras que en una 
segunda investigación con Lipasas inmovilizadas (CC, PC, RJ), hallaron que estas son 
más eficientes que las libres (PF, PPL) y se debe tener en cuenta el tamaño del anillo de 
la lactona. 
Igualmente, ambos trabajos afirman que el tipo de iniciador usado en la reacción de 
eROP tiene efectos sobre la conversión y el peso molecular, siendo así que el control del 
 
21 
 
agua como iniciador en la polimerización de ℇ-CL permite mayores pesos moleculares 
(4200-7600 Da) a comparación del butanol y la butanolamina con Mn de 1900 y 1200 
Da respectivamente (Henderson et al., 1996). 
Aspectos como la concentración enzimática también han sido estudiados, encontrando 
que la cantidad de enzima o una actividad bastante alta, genera a una reacción más rápida. 
Las concentraciones más comunes en la eROP de PCL, se encuentran entre 0,4 al 10% 
en masa de Lipasa (CALB) en reacción, donde el Mn tiende a aumentar, mientras que la 
dispersión y el porcentaje de conversión disminuyen debido al aumento en el tiempo de 
reacción (Deng & Gross, 1999; Strandman et al., 2013; Uyama et al., 1997), siendo este 
uncuarto aspecto importante en la eROP. 
Otros aspectos de las reacciones que se estudiaron a inicio del siglo, se basan en la 
estabilidad que presentan las lipasas gracias a su estructura, pues esta permite una alta 
actividad catalítica en diferentes solventes que favorecen la conversión de la ℇ-CL. Es 
así que la selección del solvente de reacción es un aspecto importante en la eROP con 
lipasas. 
En el 2000, Kumar y colaboradores usando la lipasa de Candida antartica Tipo B 
encontraron que los solventes polares (acetonitrilo, dioxano, THF, Cloroformo) no 
permiten mayor porcentaje de conversión al 30% sobre la ℇ-CL, mientras solventes con 
menos polaridad (butileter, isopropileter, tolueno) generan entre el 60-90% de 
conversión con Mn de 15000 Da como máximo en el tolueno. Este mismo trabajo 
seleccionando el Tolueno como solvente de reacción, se determinó que la relación del 
solvente con el monómero tiene un efecto de máximo en las proporciones de 1:2 y 1:2.5 
con 82% de conversión, además un aumento de la relación (1:3,4,5,10) tiende a generar 
la disminución de la conversión entre el 80 y 26%, consecuente con la disminución de 
pesos moleculares de 17500 a 5000 Da (Ajay Kumar & Gross, 2000). 
De manera similar al solvente, la temperatura también tiene un impacto en los pesos 
moleculares de los polímeros en la eROP. Es válido aclarar que cada enzima tiene su 
temperatura óptima de catálisis y en algunos casos no superan los 100ºC debido a su 
desnaturalización, aunque estas polimerizaciones son llevadas a temperaturas entre 60 y 
80 ºC idealmente. Por ejemplo, Kumar y colaboradores (2003), detallan este efecto de la 
temperatura en reacción de CALB, donde el peso molecular aumenta con el siguiente 
orden de temperaturas de reacción: 90 <100 <105=85 <70= 80 <60 °C, siendo así que 
 
22 
 
entre 60 y 70°C la enzima genera mayores pesos moleculares, concordando con 
Ozsagiroglu y colaboradores (2012), quienes logran pesos moleculares y conversiones 
más altas en tiempos más cortos a 60 y 80 °C (10606 -10436 Da) que a 40 °C (7028 Da) 
en la síntesis de PCL en n-hexano y éter diisopropílico. 
Así mismo, la actividad catalítica in vitro de las lipasas provenientes de organismos 
genéticamente modificados (GMO) es considerada en los trabajos de Mei y 
colaboradores (2003), quien con la Novozyme-435 (Candida antartica tipo b 
recombinada en Pseudomonas flourescence) generan en 180min a 60°C en tolueno una 
PCL con un Mn de 20000 Da, y de forma similar Johnson y colaboradores (2011) 
optimizan el proceso generando en 50min de experimento una PCL de Mn 228000 Da 
con un grado de conversión del 93%; afianzando así que las enzimas inmovilizadas y 
genéticamente modificadas permiten perfeccionamientos en las polimerizaciones en 
solventes orgánicos bajo condiciones de reacción leve y con alta selectividad (Kobayashi 
et al., 2019). 
Como se puede inferir, mediante la eROP se ha conseguido polimerizar PCL y otros 
poliésteres implementando lipasas de diferentes orígenes y formas de estabilización, 
además, algunos trabajos enunciados en la Tabla 1-6 demuestran el avance en el 
conocimiento de factores que afectan la eROP tales como el tipo de monómero y sus 
grupos pendientes, la concentración y relación monómero: enzima: solvente en 
diferentes condiciones de reacción como la temperatura, atmósferas y reactivos 
secundarios. 
Tabla 1-6. Reportes de polimerización enzimática de diferentes lactonas. 
MONÓME
RO/POLÍ
MERO 
 PARÁMETROS DE 
REACCIÓN 
TIPO DE LIPASA 
CARACTERISTICAS DEL 
POLIMERO 
(Mn/conversión) 
REFERENCIA 
ℇ-CL/PCL 
n-Hexano/metanol a 
40ºC de 600 horas 
Porcina pancreática 1125-4000 Da/ 96% (Knani, 1993) 
ℇ-CL/PCL 
Heptano/ Butanol a 
65ºC de 96 horas 
Porcina pancreática 710-2300 Da /100% 
(Macdonald et 
al., 1995) 
β-BL/PBL 
 γ-BL/PBL 
 ε-CL/PCL 
n-Hexano o isooctano a 
69ºC. 
Porcina pancreática 
Pseudomonas cepacia 
PBL 932-888 Da 
PPL 874-2323 Da 
PCL 1442-1364 Da 
(Nobes et al., 
1996) 
ε-CL/PCL 
 δ-
VL/PVL 
Isooctano a 45ºC por 10 
días 
Pseudomonas Cepacia 
Pseudomonus 
fluorescens 
ε-CL 740-2100 Da/100% 
 δ-VL 670-3200 Da/97% 
(Kobayashi et 
al., 1998) 
 
23 
 
 
El resumen de las investigaciones de la tabla anterior, demuestra los parámetros para 
generar PCL comúnmente alifática biodegradable y biocompatible, pero aun 
presentando una alta hidrofobicidad y baja interacción con biomoléculas hidrosolubles, 
haciendo sus propiedades limitadas en el campo biomédico. 
Bajo la premisa anterior, se ha centrado el interés en desarrollar por vías enzimáticas 
copolímeros de PCL que permitan configurar con precisión las propiedades, 
particularmente la reactividad química, con el fin de acoplar fármacos y biomoléculas 
como sistemas de administración focalizada, transporte intercelular, biocompatibilidad 
y aún más para mejorar el control de la biodegradación y promover la adherencia (Jérôme 
& Lecomte, 2008; Lu et al., 2019). Para dar ejemplo de lo anterior, algunas 
investigaciones toman copolímeros de PCL sintetizados con lipasas y evalúan su 
Rhizopus delerner 
Rhizopus juponicus 
Porcina pancreática 
ε-CL/PCL 
Tolueno, isooctano, 
butiléter a 70ºC por 400 
minutos 
Novozyme-435, CALB 18000 Da / 90% 
(Ajay Kumar & 
Gross, 2000) 
ε-CL/PCL 
Tolueno a 60ºC por 400 
minutos 
Novozyme-435, CALB 20000 Da / 97% 
(Mei et al., 
2003) 
ε-CL/PCL 
4-MeCL 
4-EtCL 
4-PrCL 
En masa a 45ºC por 24 
horas y 72 horas 
CALB libre 
ε-CL 4100 Da / 95% 
4-MeCL 6200 Da/ 65% 
4-EtCL 4100 Da/ 57% 
4-PrCL 1700 Da/ 21% 
(J. W. Peeters et 
al., 2005) 
ε-CL/PCL 
En masa a 90ºC, 6 horas 
con 50 W. Microondas 
Novozyme-435 20624 Da/ 100% 
(Matos et al., 
2011) 
ε-CL/PCL 
 ω-
DL/PDL 
Tolueno a 70ºC por 50 
horas 
Humicola insolens 
cutinase 
Novozyme-435, CALB 
ε-CL 29400 Da / 100% 
 ω-PDL 43100 Da/ 80% 
(Hunsen et al., 
2008) 
δ-VL/ 
PVL 
Tolueno, ciclohexano y 
hexano a 70ºC por 100 
horas 
Archaeoglobus fulgidus 2225 Da/ 100% 
(Cao et al., 
2012) 
ε-CL/PCL 
 ω-
DL/PDL 
Tolueno y Hexano a 
70ºC a 10 horas 
Novozyme-435, CALB 
25523 Da / 93% 
26630 Da/ 78 % 
(Poojari et al., 
2013) 
ε-CL/PCL 
 
Tolueno a 70ºC por 4 
horas 
Novozyme-435, CALB 35000 Da/ 100% 
(Herrera Kao, 
2014) 
ε-CL/PCL 
 
Tolueno/ H2O a 50ºC 
por 4 horas 
Novozyme-435, CALB 630-940 Da/ 16-75% 
(Engel et al., 
2016a) 
 
24 
 
potencial biomédico; tal es el caso de los copolímero en tribloque anfifílico de PCL-b-
PEG-b-PCL sintetizado con Novozym-435, hallando que estos copolímeros con 
diferentes Mn (11.9,18.9, 19 KDa) tienen valores de CMC más bajos a 1,42x10-3 g/L, lo 
que evidencia una aparente estabilidad de las micelas y permite su uso en soluciones 
acuosas muy diluidas, como los fluidos corporales (Huang et al., 2015). 
En una segunda investigación, la Lipasa Novozym-435 permite la copolimerización de 
ℇ-CL y 3-((2-hidroxietil) tio) propanoato de metilo (MHETP) en P(TE-co-CL) con Mn 
entre 26-96 KDa, siendo este un poli β-tioéster que es hidrolizado en condiciones ácidas 
suaves (pH ~ 5,5) a una velocidad muy lenta, lo que lo hace ideal en el control de la 
liberación de fármacos de forma selectiva en las células tumorales, que tienen un entorno 
más ácido que las células normales (Wu et al., 2015). 
Otros copolímeros sensibles al pH también se evaluaron por parte de Chen y 
colaboradores (2017), donde la Novozym-435 al 10% permitió la síntesis del copolímero 
(PEG2K-PCMD)) (8100-9400 Da)), que posteriormente demostró actividad antitumoral 
(docetaxel) en entornos con cambios de pH. La investigación demuestra además que las 
lipasas inmovilizadas recombinadas pueden polimerizar hasta cuatro monómeros y con 
diferentes grupos funcionales en la cadena, haciendo notar que la copolimerización de 
ℇ-Cl, dimetil 3,3'-ditiodipropionato (DTDT), N-metildietanolamina (MDEA) y Meo-
PEG-OH en difenil éter a 80ºC, es posible