Parasitologia Diagnosticos en Perros y Gatos

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Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
Clinical Handbook Series
Nestlé Purina PetCare Company
Checkerboard Square
St. Louis, Missouri
Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
Dwight D. Bowman, MS, PhD
Elizabeth A. Fogarty, BA
Clinical Handbook Series
Publicado por The Gloyd Group. Inc.
Wilmington, Delaware
©2003 por Nestlé Purina PetCare Company
Todos los derechos reservados.
Impreso en Argentina
Nestlé Purina PetCare Company: Checkerboard Square. St. Louis, Missouri, 63188
Primera impresión 2003
Este libro está protegido por las leyes de propiedad intelectual.
ISBN 0-9678005-9-5
Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
Dwight D. Bowman, MS, PhD
Elizabeth A. Fogarty, BA
Clinical Handbook Series
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Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos 5
Contenido
Introducción 7
Parte I
Capítulo 1: Análisis de materia fecal 11
Frotis fecal directo 11
Flotación con sulfato de zinc 12
Métodos de flotación estacionaria 15
Flotación centrífuga de azúcar 17
Análisis de sedimentación 19
Aparato de Baermann 21
Pruebas de antígenos fecales 22
Métodos de cultivo de materia fecal 22
Capítulo 2: Muestras de orina 25
Capítulo 3: Muestras de sangre 27
Preparación húmeda para Microfilarias y Tripanosomas 27
Técnica de Knott 27
Técnicas de membrana 29
Equipos para pruebas de antígenos 29
Frotis de sangre teñida 29
Capítulo 4: Muestras de tejido 31
Raspaje de piel 31
Frotis de piel y aspirados de médula ósea 31
Parte II 
Capítulo 5: Parásitos detectados en las heces — Estudio de casos 35
Capítulo 6: Parásitos detectados en la orina — Estudio de un caso 53
Capítulo 7: Parásitos detectados en la sangre — Estudio de casos 55
Capítulo 8: Parásitos detectados en muestras de tejido— Estudio de casos 63
Parte III
Glosario 75
Lecturas sugeridas 79
Índice de figuras 81
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
Introducción
Los veterinarios en su consultorio hacen
exámenes de rutina de muestras de ma-
teria fecal, orina, sangre y tejidos para
detectar parásitos y diagnosticar parasi-
tosis en perros y gatos. Sin embargo, no
hay un solo método que sea apropiado
para todos los tipos de parásitos. Por
ejemplo, si bien un frotis fecal directo
puede ser el mejor método para detec-
tar los trofozoitos de ciertos flagelados,
con frecuencia este método no tiene la
sensibilidad suficiente para detectar el
extraño huevo de helminto que puede
estar presente. Una muestra de sedimen-
to de orina teñido probablemente no
sea la mejor forma de detectar los hue-
vos de distintos helmintos que pueden
estar presentes en el tracto urinario por-
que existen altas posibilidades de que
los huevos no se adhieran al portaobje-
tos durante el teñido. De manera simi-
lar, el teñido de portaobjetos con mate-
rial de lavado traqueal puede no ser la
mejor forma de determinar si hay larvas
de Metastrongylidae o huevos de Parago-
nimus en la muestra, mientras que el
examen directo del sedimento es más
probable que de resultados positivos.
Cuando se conservan las muestras, la
densidad flotante de los huevos con fre-
cuencia cambia y, por lo tanto, la misma
prueba que funciona bien en heces fres-
cas puede resultar inapropiada en mate-
ria fecal conservada.
Un diagnóstico parasitológico es de gran
ayuda porque por lo general significa
que se puede implementar un tratamien-
to efectivo. Existen productos comercia-
les para el tratamiento de la mayoría de
las parasitosis y la parasitología es, en-
tonces, uno de los campos en el cual las
curas son por lo general directas y sim-
ples. Hay excepciones, como por ejem-
plo las infecciones por Cytauxzoon,
Cryptosporidium o larvas de Mesoces-
toides, pero, la mayoría de las veces, las
parasitosis pueden desaparecer con rela-
tiva facilidad. El diagnóstico correcto
permite administrar a tiempo un pro-
ducto que curará a la mascota de su in-
fección.
Existen dos tipos de exámenes parasito-
lógicos: aquellos que se realizan como
parte de un examen físico de rutina y
aquellos que se realizan porque se sos-
pecha de un agente o tipo de agente es-
pecífico. Cuando se realiza un análisis de
materia fecal como parte de un estudio
físico de rutina, se elige una técnica que
de resultados uniformes y confiables pa-
ra la mayoría de los parásitos más comu-
nes. Se utilizan técnicas especiales
cuando existe la necesidad de buscar
una causa subyacente de una enferme-
dad inesperada o para verificar una sos-
pecha clínica en base a un examen clíni-
co u otros métodos diagnósticos como
las radiografías. Los métodos especiali-
zados, como por ejemplo los cultivos de
sangre y cultivos de piel o las biopsias
de médula ósea para detectar infeccio-
nes causadas por flagelados, a veces los
utilizan los laboratorios especiales. Estas
pruebas no se tratarán en detalle en este
manual porque se asume que la mayoría
de dichas muestras serán entregadas
después de consultar con el laboratorio
que realiza la prueba.
El manual "Parasitología: Diagnósticos
en perros y gatos" está dividido en tres
partes. La Parte I presenta información
básica sobre los diversos métodos dispo-
nibles para los veterinarios clínicos y la-
boratorios para el examen de muestras
de materia fecal, orina, sangre y tejido
para la detección de parásitos. Se descri-
ben los procedimientos paso por paso,
incluso los equipos y reactivos necesa-
7
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
rios, para cada una de las técnicas que
generalmente se utilizan en veterinaria.
Se incluye además, una explicación ge-
neral de los métodos más especializados
que usualmente usan los laboratorios de
diagnóstico centralizados, como se men-
cionó anteriormente. En la Parte II, se
presentan casos de estudio que demues-
tran el uso de las técnicas descriptas en
la Parte I en casos clínicos reales. Cada
estudio de un caso describe las marcas,
la historia clínica, el examen físico, la
evaluación inicial y el supuesto diagnós-
tico y pasa a tratar el plan de diagnósti-
co y el resultado. En la Parte III se pro-
porciona material de referencia, incluso
un glosario de términos utilizados en pa-
rasitología, lecturas sugeridas para mayor
información e índices de figuras y te-
mas.
Este manual ha sido diseñado para pre-
sentar los diversos métodos que se usan
y pueden usarse en el laboratorio clíni-
co. No pretende ser una exhaustiva
compilación de todas la técnicas posi-
bles. Las técnicas presentadas se descri-
ben con detalles suficientes para permi-
tir realizarlas en la mayoría de los labora-
torios. La utilidad de muchas de las téc-
nicas se ilustra con una serie de histo-
rias clínicas que presentan situaciones
en las cuales las diferentes metodologías
podrían ayudar en un diagnóstico. Algu-
nas de las técnicas presentadas no serán
necesariamente el método preferido por
todos los laboratorios o todos los profe-
sores de parasitología. Gran parte de las
controversias entre los parasitólogos so-
bre las diferente técnicas en realidad pa-
recen remitirse a una diferencia en la
preferencia personal y los parásitos de
rutina que un parasitólogo o un técnico
de laboratorio podría buscar en una
cierta área geográfica. Este manual no
es una guía ilustrada de todos los parási-
tos que pueden aparecer en las heces, la
sangre, la orina o los tejidos de los gatos
y perros. Para estos detalles, se remite al
lector a otras fuentes (ver Lecturas Suge-
ridas en la Parte III).
8
Parte I
DESCRIPCIÓN GENERAL
El análisis de la materia fecal en veterinaria se
puede realizar con distintos objetivos. Si el análisis de
materia fecal es parte del control de rutina de la mas-
cota, las pruebas adecuadas para lograr este objetivo
son:
• Frotis fecal directo• Flotación con sulfato de zinc 
• Métodos de flotación estacionaria
• Flotación centrífuga de azúcar
Otros métodos, incluso los análisis de sedimenta-
ción y el aparato de Baermann se pueden utilizar
cuando el análisis de materia fecal se realiza para diag-
nosticar una presunta parasitosis de cierto tipo.
Los diferentes análisis funcionan mejor según cada
situación, independientemente de qué tan bien pudie-
ra funcionar la prueba para el diagnóstico de una in-
fección.Algunos laboratorios prefieren los métodos
estacionarios para los análisis de rutina. Un veterina-
rio, amigo de los autores, realiza un análisis estaciona-
rio de materia fecal al comenzar el exámen clínico de
la mascota ya sea con una muestra suministrada por
el dueño o tomada durante el exámen. La prepara-
ción lleva sólo unos segundos y cuando el análisis es-
tá terminado, en aproximadamente 10 o 15 minutos,
el veterinario está listo para examinar la muestra con
el microscopio delante del dueño. Este veterinario
siente que este método compromete al dueño con el
tratamiento recomendado para la mascota. Conoce
bien su parasitología y reconoce que es posible que
pierda algunos parásitos como parte de su diagnósti-
co: sin embargo, siente que se detectarán parásitos de
rutina como helmintos y coccidios que podrían estar
presentes y no se preocupa por otros parásitos menos
comunes que podrían pasarse por alto en un perro o
gato sano. Otros veterinarios no planean tener los re-
sultados del análisis terminado en el momento de la
visita de la mascota; en cambio, llaman al cliente des-
pués para info rmarle los resultados de la pru e b a . En es-
tos casos, se pueden usar otros métodos analíticos o el
p e rsonal técnico puede usar va rios análisis dife re n t e s .
Muestras frescas versus muestras fijadas
En medicina veterinaria, las muestras de materia
fecal frescas, más que las muestras fijadas, por lo gene-
ral se procesan para exámenes de rutina. En cambio,
en medicina de seres humanos, el peligro de infec-
ción del personal de laboratorio con los agentes pre-
sentes en las muestras ha llevado a fijar la mayoría de
las muestras antes de presentarlas. Los agentes infec-
ciosos, como por ejemplo la hepatitis A y otros pató-
genos como la ameba humana, Entamoeba histolytica,
por lo general no están presentes en las muestras pro-
venientes de caninos y felinos; por esta razón, en la
medicina veterinaria, aún se procesan las muestras sin
el fijador inicial. Una ventaja del exámen de prepara-
ciones frescas es que los organismos viviente con fre-
cuencia se pueden visualizar por su movimiento. La
desventaja es que sin fijador, algunos protozoos se
pueden descomponer si no se examina la muestra rá-
pidamente apenas se la recibe. Los huevos y quistes
en las muestras de materia fecal fijadas con formol no
tienen las mismas características de flotabilidad que
cuando no están fijadas con formol. Así, el uso de mé-
todos de sedimentación es mucho más común en los
laboratorios de medicina de seres humanos que en
los laboratorios veterinarios.
Los métodos de sedimentación, como se los des-
cribe en los textos de parasitología en seres humanos
y luego en este capítulo, son métodos útiles pero tien-
den a requerir más tiempo para el exámen de la
muestra. Por lo tanto, para diagnósticos de rutina con
frecuencia se prefieren los métodos de flotación utili-
zando heces frescas.
Pruebas especializadas
En la actualidad existen métodos que detectan los
antígenos de diferentes parásitos en las heces. Los dos
parásitos que se detectan más comúnmente con este
método son Giardia y Cryptosporidium. Estas prue-
bas han sido desarrolladas para infecciones en seres
humanos y todavía no están comercializadas en forma
directa para muestras de materia fecal de caninos y fe-
linos. Sin embargo, varios laboratorios de diagnóstico
de animales usan estas pruebas de rutina que parecen
proporcionar resultados adecuados según la verifica-
ción interna de los laboratorios que surge de la com-
paración con métodos de diagnóstico más estándares.
Estas pruebas son relativamente costosas y con fre-
cuencia requieren la adquisición de material suficien-
te para analizar muchas muestras. Por estas razones,
con frecuencia se realizan en laboratorios de diagnós-
tico centralizados. De manera similar, los métodos de
rotulación de patógenos con anticuerpos fluorescen-
tes también los usan por lo general los laboratorios
centralizados que tienen microscopios de fluorescen-
cia. Al final de este capítulo se explican en detalle las
pruebas de antígenos fecales.
FROTIS FECAL DIRECTO
El método más rápido para la detección de parasi-
tosis es el frotis fecal salino directo. El término frotis
en realidad no es un nombre muy correcto ya que no
se hacen frotis de las heces. En cambio, una pequeña
cantidad de heces, aproximadamente la que se puede
tomar con el extremo de un aplicador de madera, ape-
nas se humedece en una gota de solución salina en
un portaobjetos (Figura 1.1). En el caso de heces de
perro y gato, hay altas probabilidades de que haya
grandes trozos de granos del alimento seco que hayan
sido ingeridos por la mascota; estos trozos pueden re-
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos 11
Capítulo 1: Análisis de materia fecal
tirarse con el extremo del aplicador. Las heces de pe-
rros y gatos con frecuencia absorben la humedad de
la gota que se colocó en el portaobjetos, por lo tanto
puede ser necesario agregar un poco más de solución
salina. Colocar la gota al aplicador y dejar que se des-
lice sobre el portaobjetos con las heces es una de las
mejores formas de hacerlo.
Por lo general, no hay motivo para hacer estas pre-
paraciones con agua. El objetivo del frotis directo es
visualizar trofozoitos vivos y estas etapas habitualmen-
te se lisarán si la preparación se hace con agua en lu-
gar de solución salina. Por supuesto que si el agua es
el único medio disponible, puede permitirle al clínico
dar un vistazo rápido y detectar altas concentraciones
de huevos o quistes que pueden detectarse en mues-
tras con agua.
Una vez que se ha desparramado el material en el
portaobjetos hasta formar una preparación homogé-
nea y que se han retirado los trozos grandes, se puede
colocar un cubreobjetos sobre la preparación (Figura
1.2). Primero, se debe escanear el portaobjetos con
un objetivo de 10X o 20X (con práctica, todos los pa-
rásitos de los perros y gatos se pueden visualizar con
un objetivo de 10X). Luego, se pueden examinar los
objetos de interés más de cerca con un alto objetivo
seco (40X). El uso de una lente de inmersión en acei-
te sobre preparaciones húmedas por lo general no re-
sulta satisfactorio porque la preparación es demasiado
espesa o porque el material que se encuentra debajo
del portaobjetos se mueve por la presión de la lente
sobre la superficie del cubreobjetos. La observación
con inmersión en aceite es una posibilidad, pero sólo
si se sella primero el portaobjetos con esmalte para
uñas o parafina derretida. En parasitología humana, las
preparaciones con frecuencia se tiñen con yodo, lo
cual hace que los núcleos de los trofozoitos sean más
fáciles de visualizar ya que los gránulos de glucógeno
se tiñen en algunos de los quistes y trofozoitos. En
medicina veterinaria, la mayoría de las especies de
amebas y otros parásitos protozoos importantes en
medicina para seres humanos, por lo general no se
observan, por lo tanto el uso de yodo no es necesario
y tampoco resulta útil.
FLOTACIÓN CON SULFATO DE ZINC
Uno de los mejores medios para observar los quis-
tes de Giardia y diversos huevos de parásitos es con
la flotación con sulfato de zinc. Esta técnica tiene la
ventaja de ser rápida y relativamente fácil de realizar.
Como actualmente se consigue solución de sulfato de
zinc ya preparada, la tarea se hace menos onerosa
porque no hay que trabajaren la preparación de este
reactivo. Una alternativa poco costosa es usar sulfato
de magnesio (sales de Epsom) en lugar de sulfato de
zinc. Las únicas desventajas con las sales de Epsom
son que la solución es un poco más viscosa y que
tiende a cristalizarse un poco más rápido durante la
observación (Figura 1.3).
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos12
Figura 1.1. Los materiales necesarios para realizar un frotis di-
recto son: cubreobjetos de 22 x 22 mm (o de 18 x 18 mm), un
portaobjetos para microscopio, un aplicador, heces y solución
salina. Siempre es mejor hacer la preparación con solución sa-
lina en lugar de agua, de modo que los trofozoitos vivos perma-
necerán viables y móviles.
Figura 1.2. Al preparar el frotis directo, es importante colocar
una pequeña cantidad de solución salina en el portaobjetos y
luego agregar una pequeña cantidad de heces, más o menos
del tamaño del extremo del aplicador, aproximadamente 2
mm2. Luego se mezclan las heces con la solución salina y se
las desparrama hasta formar una mezcla relativamente clara
(A). Si hay sólidos presentes, en especial común cuando se
administra a los animales alimento seco, se pueden apart a r
con cuidado los sólidos a un costado de la gota con el bord e
del cubreobjetos antes de bajar el cubreobjetos sobre la pre-
paración (B).
Cuando se la hace en forma correcta, la centrifuga-
ción de sulfato de zinc puede hacerse rápido. Median-
te el uso de una centrífuga en la que se puedan colo-
car seis tubos a la vez (Figura 1.4), es fácil que una
persona procese y examine alrededor de 60 muestras
por hora con este método. El secreto del análisis rápi-
do es no usar un cubreobjetos durante la fase de ob-
servación del exámen. Una vez que uno se ha toma-
do el trabajo de concentrar los quistes y huevos en un
pequeño círculo de 5 mm, ¿para qué desparramarlos
debajo de un cubreobjetos de 22 X 22 mm? La realiza-
ción de la prueba sin cubreobjetos hace que sea nece-
sario examinar las muestras rápidamente, antes de
que se sequen y antes de que los cristales formados a
medida que el sulfato de zinc sale de la solución ha-
gan que la observación de las muestras resulte imposi-
ble (Figura 1.5). por lo tanto, sólo se puede preparar
la cantidad de muestras que una persona puede leer
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos 13
Figura 1.5. Cuando se traslada el loop al portaobjetos del
microscopio, se lo puede examinar como la simple y pequeña
porción tomada con el loop o debajo de un cubreobjetos. La
observación de una o dos porciones tomadas con el loop tiene
la ventaja de que la muestra no se desparrama debajo de una
superficie más grande como ocurre con el cubreobjetos. La
desventaja de examinar la porción tomada con el loop es que
se puede secar si el examinador tarda demasiado durante la
observación.
Figura 1.4. Al tomar la muestra de la parte superior del tubo de
la centrífuga, se lo debe empujar con cuidado hacia abajo en
forma recta a través de la parte superior del líquido y luego se
debe tirar en forma recta hacia arriba. En ocasiones, el
material que se encuentra en la parte superior del tubo puede
ser tan espeso que se parece más a un barro que a un menisco.
En estos casos, parte del material se puede trasladar del lateral
del loop al portaobjetos. 
Figura 1.3. Ya sea que se use sulfato de zinc o de magnesio, o
nitrato de sodio, siempre es mejor verificar la gravedad
específica con un hidrómetro. El nitrato de sodio se puede
adquirir seco en una cantidad pre-medida para flotaciones
estacionarias. El sulfato de zinc se puede adquirir líquido con
una gravedad específica de 1,18. El sulfato de magnesio
probablemente sea la solución para flotación menos costosa,
pero algunas sales de Epsom (si bien están graduadas para
alimentos y aprobadas para usar como laxante) pueden estar
levemente descoloridas o pueden contener algunos sólidos
cuando están presente en soluciones de gravedad específica
1,2; la elección de otra marca con frecuencia resolverá estos
problemas. (A) Este hidrómetro tiene una escala de 1,000
(gravedad específica del agua) a 1,220. (B) En esta imagen, el
menisco se encuentra en 1,200, entre los números 80 (1,180) y
20 (1,220). Este hidrómetro sería inapropiado para verificar una
solución azucarada pesada.
en una sola sentada. Con seis muestras, se pueden co-
locar tres porciones tomadas con el loop en cada por-
taobjetos, de este modo sólo se necesitan dos por-
taobjetos cada seis muestras. Si se necesita más tiem-
po, se puede colocar en el portaobjetos un loop lleno
de agua o una gota de solución salina antes de agre-
gar el loop del tubo. Si en último caso se necesita un
cubreobjetos, se puede agregar una gota de agua al
material que se encuentra sobre el portaobjetos y lue-
go aplicar un cubreobjetos. El loop funcionará mejor
si se lo pasa por la llama antes de cada uso (Figura
1.6). La llama asegura que no se arrastre nada entre
una muestra y la otra. Mientras se coloca el loop en la
llama, puede observarse una acumulación de sulfato
de zinc y materia fecal en él que formará una costra.
Se puede limpiar el loop sumergiéndolo dos o tres ve-
ces en agua, raspándolo con un aplicador o colocán-
dolo más tiempo sobre la llama. Es importante que el
loop sea de alambre resistente a las llamas y también
que sea lo suficientemente delgado para que funcione
bien. Un loop típico de microbiología para placas de
agar tiene un alambre muy grueso y el orificio del
loop es demasiado pequeño.
Los quistes de Giardia flotarán sobre la superficie del
sulfato de zinc. Con frecuencia, cuando están
presentes en los bordes del material que se encuentra
sobre el portaobjetos, aparecerán de un color rosado
debido a la aberración esférica causada por la
curvatura de la gota sobre el portaobjetos. La
presencia de huevos también será obvia sobre el
portaobjetos.A medida que se seca el portaobjetos,
los quistes colapsan. Un inconveniente del método
con sulfato de zinc es que no detecta los huevos más
pesados. Por lo tanto, es probable que usando este
método no se observen en la muestra los huevos de
tenias taeniid y Diphyllobothrium y Spirometra, la
mayoría de los trematodos y algunos nematodos, por
ejemplo,Trichuris vulpis.
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos14
Figura 1.6. El loop utilizado para tomar una muestra de la parte
superior de un tubo es más fino que el loop típico que se utiliza
en microbiología y tiene un diámetro un poco más grande. Es
importante que el loop sea de alambre resistente a la llama, de
lo contrario se derretirá. La colocación del loop sobre la llama
parece ayudarlo a tomar la muestra del menisco del tubo de la
centrífuga. En ocasiones, el loop acumulará una costra de
material seco producto de los restos de heces y la colocación
sobre la llama que se puede quebrar con cuidado y sacar del
alambre con el extremo de un aplicador.
MATERIALES
•Centrífuga común de mesada con rotor de 
tambor horizontal oscilante y soportes 
para tubos de 13 X 100 mm
• Microscopio binocular compuesto,
debe tener por lo menos objetivos de 
10 X y 40 X y 10 piezas oculares
• Vasos de cartón no encerado o vasos 
similares de 88 a 120 cm3 (3 a 4 onzas)
• Fieltro de doble pliegue 
• Hidrómetro: rango de gravedad específica 
1,000 a 1,300
• Botellas plásticas para lavado 
• Tubos de centrifuga de fondo redondeado 
y de vidri o , de 13 x 100 mm
• Aplicadores de madera
• Portaobjetos para microscopio: de vidrio 
de 7,62 x 2,54 cm (3 x 1 pulgadas)
• Mechero de Bunsen, lámpara de alcohol o 
encendedor de cigarrillos
• Loop de alambre de aproximadamente 
calibre 28 y loop de 4 a 5-mm
• Mezclador Vortex
• Agua de la canilla
REACTIVOS
• Solución de sulfato de zinc, gravedad
específica 1,18 (aproximadamente 33 g de
cristales en 100ml de agua).Verificar la
gravedad específica con un hidrómetro y
ajustarla en caso de ser necesario. El sulfato
de zinc se puede adquirir ya preparado con
una gravedad específica de 1,18.
PROCEDIMIENTO
1. Desmenuzar aproximadamente 1 g de la
muestra de materia fecal en 5 ml de agua en
un vaso de cartón. Esto se puede lograr
mezclando en forma manual con dos
aplicadores. Si se sostienen los aplicadores
con los dedos pulgar e índice, unos ligeros
golpecitos con el dedo anular y mayor sobre
los aplicadores produce una efectiva acción
de mezclado.
2. Filtrar la suspensión de materia fecal a
través de dos capas de gasa y pasarla a un
segundo vaso de cartón, lavando con un
pequeño volumen de agua.
3. Verter el filtrado en el tubo de ensayo.
4. Centrifugar durante 1 minuto a 800g.
5. Decantar el sobrenadante.
6.Agregar aproximadamente 3 ml de
solución de sulfato de zinc y volver a
suspender con los aplicadores y el
mezclador Vortex.
7. Llenar el tubo hasta 1 cm del borde y
volver a centrifugar a aproximadamente
800g durante 1 minuto.
8. Sin sacar el tubo de la centrífuga y con un
loop de alambre recién colocado en la
llama, extraer 1 o 2 loops del centro de la
película de la superficie y colocar en un
portaobjetos con el número de muestra.
9. Examinar con un microscopio compuesto
con magnificaciones de 100X y 400X.
FLOTACIÓN CON SULFATO DE ZINC
MÉTODOS DE FLOTACIÓN 
ESTACIONARIA
La flotación estacionaria es un medio por el cual los
h u evos y quistes de los parásitos pueden apare c e r
flotando en la superficie de un medio líquido. El pro-
ceso es de simple realización y se lo puede arm a r
con materiales del lab o ra t o rio o con la adquisición
de dive rsos kits comerc i a l e s , como por ejemplo Fe-
c a lyzer® (EVSCO Pharmaceuticals) o Ova s s ay® (Syn-
biotics Corpora t i o n ) .Todos estos métodos trab a j a n
s o b re el mismo pri n c i p i o . Los huevos son más pesa-
dos que el ag u a , p e ro la mayor parte de la materia fe-
cal es más pesada que los huevo s . De este modo, s e
m e z clan las heces con una solución que tiene una
densidad flotante superior a los huevos pero infe ri o r
a los otros materiales de las heces. Mediante pru e b a
y error se ha demostrado que una gravedad específi-
ca de 1,2 es aproximadamente la densidad corre c t a
p a ra lograr una buena separación entre los huevos y
los restos en la mu e s t ra de materia fe c a l . Una solu-
ción de material que pesa 1,2 veces el peso de un vo-
lumen igual de agua tiene una gravedad específica de
1 , 2 ; por lo tanto, 10 ml de agua pesan 10 gramos y 10
ml de una solución con una gravedad específica de
1,2 pesa 12 gra m o s .
E n t re los re a c t i vos comunes que se usan en estas pre-
p a raciones están la sal de mesa (NaCl), el sulfato 
de zinc, el sulfato de magnesio y el nitrato de sodio.
El primer medio utilizado de rutina para realizar este
p rocedimiento fue la sal de mesa saturada (solución
s a l i n a ) , que tiene una gravedad específica de aprox i-
madamente 1,2. La separación por lo ge n e ral no es
tan buena como cuando se usa la centri f u g a c i ó n , p e-
ro en ge n e ral es adecuada para obtener una mu e s t ra
bastante limpia. La solución de nitrato de sodio tiene
la desventaja que parece cri s t a l i z a rse levemente más
rápido en el portaobjetos que las otras soluciones. L a
solución de sulfato de magnesio tiene una viscosidad
que es levemente superior a la de las otras tres solu-
ciones y entonces es posible que los huevos floten a
la superficie más lentamente en este material que en
las otras tres soluciones.
L o s métodos en las dive rsas pruebas pre p a ra d a s
(por ejemplo, Fe c a lyzer y Ova s s ay) trabajan sobre el
mismo pri n c i p i o . D i fi e ren del método descripto en
cuanto a que el soporte de la mu e s t ra también fun-
ciona como tamiz. En el método Fe c a ly z e r, el tubo
en el cual se produce la flotación sirve también co-
mo dispositivo de toma de mu e s t ras en el cual el
fondo del accesorio de inserción pro p o rciona un
medio para medir la cantidad de heces que se intro-
duce en el tubo.
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos 15
MATERIALES
•Microscopio binocular compuesto: debe 
tener por lo menos objetivos de 10 X y 40
X y 10 piezas oculares
•Vasos de cartón no encerado o vasos 
similares de 88 a 120 cm3 (3 a 4 onzas)
•Fieltro de doble pliegue 
•Hidrómetro: rango de gravedad específica 
1,000 a 1,300
•Botellas plásticas para lavado 
•Tubos de centrifuga de fondo redondeado 
y de vidrio, de 16 x 100 mm
• Soporte para tubos de ensayo
• Aplicadores de madera
• Portaobjetos para microscopio
• Cubreobjetos de vidrio de 18 x 18 mm
• Mezclador Vortex
REACTIVOS
• Solución de flotación: cloruro de sodio
saturado (solución salina), sulfato de zinc,
gravedad específica 1,18; sulfato de
magnesio, gravedad específica 1,2 o nitrato
de sodio, gravedad específica 1,2.
PROCEDIMIENTO
1. Desmenuzar aproximadamente 1 g de la
muestra de materia fecal en 5 ml de agua en
un vaso de cartón. Esto se puede lograr
mezclando en forma manual con dos
aplicadores. Si se sostienen los aplicadores
con los dedos pulgar e índice, unos ligeros
golpecitos con el dedo anular y mayor sobre
los aplicadores produce una efectiva acción
de mezclado.
2. Filtrar la suspensión de materia fecal a
través de dos capas de gasa y pasarla a un
segundo vaso de cartón, lavando con un
pequeño volumen de solución de flotación.
3. Verter el filtrado en el tubo de ensayo,
colocar el tubo en el soporte.
4. Llenar el tubo con solución de flotación
hasta tener un leve menisco de líquido
moviéndose sobre la superficie.
5. Colocar un cubreobjetos en la parte
superior del tubo.
6. Dejar reposar el tubo con el cubreobjetos
durante 10 o 15 minutos, luego retirar el
cubreobjetos y colocar sobre el portaobjetos
del microscopio
7. Examinar con un microscopio compuesto
con magnificaciones de 100X y 400X.
FLOTACIÓN ESTACIONARIA
Método Fecalyzer
El Fecalyzer es un dispositivo de flotación común-
mente usado en muchas prácticas veterinarias (Figura
1.7). El accesorio de inserción verde tiene una por-
ción en el fondo que el cliente puede insertar en las
heces de la mascota para tomar una cantidad de he-
ces previamente medida. Luego se puede colocar el
accesorio de inserción en el vial blanco con tapa a
presión y se lo lleva a la clínica para examinar. La solu-
ción de flotación, por lo general solución de nitrato
de sodio a una gravedad específica de 1,2, se agrega
en la cámara blanca, se reinserta el accesorio de inser-
ción verde y se mezcla por rotación con la solución
de flotación. Luego se llena el accesorio de inserción
con la solución de modo tal que aparezca un menisco
en la parte superior y se coloca un cubreobjetos de
22 x 22 mm en la superficie del menisco. Después de
aproximadamente 5 o 10 minutos, se retira el cu-
breobjetos y se coloca en un portaobjetos de vidrio
para examinar la muestra. El accesorio de inserción
verde tiene una parte con tejido que evita que las par-
tículas más grandes floten en la superficie e interfie-
ran con el exámen microscópico de la muestra.
Método Ovassay
El dispositivo Ovassay Plus Kit es muy similar al Fe-
calyzer en cuanto a diseño y concepto (Figura 1.8).Al
igual que en el método anterior, se agregan heces a
un accesorio de inserción central y se mezcla con la
solución de flotación, por lo general sulfato de zinc.
Se coloca el filtro en el dispositivo y se crea un menis-
co positivo mediante el agregado de más solución de
flotación. Se agrega un cubreobjetos para microsco-
pio en la parte superior del dispositivo y luego se deja
que flote el material durante aproximadamente 10 mi-
nutos. El accesorio de inserción central tiene una par-
te con tejido que evita que las partículas más grandes
floten contra el cubreobjetos e interfieran conel
exámen microscópico de la muestra.
Al igual que con el Fecalyzer, la flotación estacionaria
tiene la distintiva ventaja de que no requiere una cen-
trífuga para el procesamiento. La desventaja es que el
método no permite la recuperación máxima de hue-
vos y quistes de parásitos de la muestra de materia fe-
cal. Sin embargo, para diagnósticos de rutina, ambos
análisis son útiles y pueden ayudar en la mayoría de
las situaciones clínicas.
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos16
Figura 1.7. El Fecalyzer es un dispositivo de flotación
estacionaria que ha sido desarrollado para la toma y el
procesamiento de muestras de materia fecal. La parte interna
se puede usar para tomar una porción de las heces del tamaño
apropiado mediante la inserción del extremo en las heces.
Luego se puede colocar la muestra en el recipiente exterior y se
la lleva a la clínica. En el momento de examinar la muestra, se
puede agregar medio de flotación y mezclar la muestra girando
el accesorio de inserción dentro del soporte. Luego se llena el
accesorio de inserción con solución de flotación de modo tal
que se forme un menisco positivo. Un tamiz colocado en el
accesorio de inserción evita que las grandes partículas floten
en la superficie. Luego se coloca un cubreobjetos de 22 x 22
mm en la parte superior del tubo y se lo deja reposar de 5 a 10
minutos. Por último, se retira el cubreobjetos y se coloca en un
portaobjetos para microscopio para determinar qué parásitos
han flotado a la superficie.
Figura 1.8. El Ovassay es un dispositivo para recolección y
p rocesamiento de materia fecal que se utiliza para re a l i z a r
una flotación de materia fecal estacionaria. El dispositivo
i n t e rno se puede usar para tomar una muestra del tamaño
a p ropiado clavándolo en las heces. Luego, el accesorio de
i n s e rción se puede colocar en el soporte y llevar a la clínica.
En el momento de procesar la muestra, se puede agre g a r
medio de flotación al tubo y mezclar las heces girando el
accesorio de inserción dentro del soporte. A continuación, se
llena el accesorio de inserción con medio de flotación de
modo tal que se forme un menisco positivo. Se coloca un
c u b reobjetos de 22 x 22 mm sobre el menisco y se lo deja
reposar de 5 a 10 minutos. Por último, se retira el
c u b reobjetos y se lo traslada a un portaobjetos para
m i c roscopio para identificar aquellos parásitos que han
flotado a la superf i c i e
FLOTACIÓN CENTRÍFUGA DE AZÚCAR
Los para s i t ó l o gos ve t e ri n a rios en su mayoría pre fi e-
ren un método de flotación centrífuga a los métodos
e s t a c i o n a ri o s . Cada técnico pre fi e re dife rentes me-
dios de fl o t a c i ó n , p e ro un método que se usa común-
mente es el método de flotación centrífuga de azú-
c a r. Este método tiene la ventaja de que hará que
h u evos más pesados fl o t e n , lo cual no ocurre con los
métodos que emplean dive rsas soluciones salinas
(por ejemplo, s u l fato de mag n e s i o , s u l fato de zinc,
cl o ru ro de sodio o nitrato de sodio). La solución de
azúcar puede funcionar con flotación estacionari a ,
p e ro con frecuencia los huevos y quistes apare c e r á n
d i s t o rsionados por la presión osmótica causada por
el azúcar y la alta viscosidad de la solución re q u i e re
que los huevos permanezcan en la solución dura n t e
un tiempo mayor antes de que logren llegar a la su-
p e r ficie del tubo estacionari o . Este inconveniente ha
sido superado por el uso de centri f u g a c i ó n . La solu-
ción de azúcar tiene la desventaja de que puede
a t raer moscas y cucara ch a s . Cuando se trabaja al aire
l i b re , las moscas se vuelven bastante fru s t rantes ya
que se posan y alimentan sobre los bordes de los cu-
b reobjetos en la mu e s t ra fi n a l . Las cucara chas con
f recuencia están presentes en los lab o ra t o rios donde
se alimentan con los derrames o gotas de restos de
mu e s t ras o con el material que queda en los tubos de
la centrífuga o en las mismas centrífugas.
Pa ra los huevos de parásitos de la mayoría de las es-
p e c i e s , la flotación centrífuga de azúcar es un méto-
do muy fácil de usar y altamente ex i t o s o . Sin embar-
go , los huevos de tre m a t o d o s , como por ejemplo los
de Pa rago n i mus y A l a ri a , con frecuencia colapsarán o
se ab rirán y se saldrá su contenido intern o , lo cual a
veces puede hacer que sean más difíciles de re c o n o-
c e r.
Este método es excelente para la demostración de
oocitos de la especie Cry p t o s p o ri d i u m . Con los mi-
c roscopios que se usan por lo ge n e ral en los consul-
t o rios ve t e ri n a ri o s , la interacción entre las pro p i e d a-
des ópticas de la solución y los oocitos hacen que los
oocitos parezcan pequeños puntos de color rosado a
rojo que flotan en la superficie del azúcar justo deba-
jo del cubre o b j e t o s . Sin embargo , cuando se utilizan
m i c roscopios más sofisticados como los que se usan
p a ra inve s t i g a c i ó n , el color de los oocitos con fre-
cuencia no se observa porque las correcciones de la
ab e rración esférica en las lentes del objetivo corri ge n
la propiedad que hace que los oocitos parezcan ro s a-
d o s .
O t ra ventaja del procedimiento de flotación con azú-
car es que los portaobjetos se pueden examinar du-
rante un tiempo una vez que están pre p a ra d o s . Si se
evita que los portaobjetos se sequen (colocándolos
s o b re una toalla de papel húmeda en una caja de Pe-
t ri) y se los guarda re f ri ge ra d o s , mu chos de estos
h u evos se pueden observar con éxito durante unos
d í a s . Si se colocan los portaobjetos en un org a n i z a d o r
y se los mantiene fríos, i n cluso se los puede mandar
con hielo para obtener ayuda en el diag n ó s t i c o , c o n
f recuencia sin tener pro blemas en ver los parásitos
c o n t e n i d o s . Los oocitos de Cry p t o s p o ridium tienden
a colapsar después de aproximadamente media hora
y desapare c e n ; los quistes de Giardia presentes con
f recuencia aparecerán colapsados y se necesitará ha-
bilidad para identifi c a r l o s , i n cluso en pre p a ra c i o n e s
en nu evos portaobjetos y en las mu e s t ras que se han
dejado por un tiempo, los huevos de anquilostomas
pueden fo rmar embri o n e s , que los hace muy cl a ros y
más difíciles de observa r. Sin embargo , los huevos de
c á s c a ra dura y los oocitos de coccidios se pueden ve r
bastante bien durante va rios días.
La solución utilizada para la flotación es una solución
de azúcar saturada que tiene una gravedad específi c a
de aproximadamente 1,3. La solución de flotación se
l o gra disolviendo azúcar de caña en agua al punto de
s a t u ración (Fi g u ra 1.9).
Con frecuencia se puede acelerar el proceso pro d u-
ciendo la mezcla con calor, se calienta el agua antes
de agregar el azúcar o durante el pro c e s o . Un amigo
por lo ge n e ral hace la solución de azúcar en un her-
vidor doble donde se agrega el azúcar al agua calien-
t e . Si se usa calor, es necesario ve ri ficar la grave d a d
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos 17
Figura 1.9. Cuando se prepara el azúcar para la flotación, por
lo general se necesitan aproximadamente 900 g cada 700 ml
de agua ( aproximadamente 1300 g/l). Será necesario agre g a r
el azúcar lentamente y disolverla revolviendo. Con fre c u e n c i a
se puede entibiar el agua para ayudar en la disolución del
a z ú c a r, pero se la debe enfriar antes de verificar la gravedad
específica con un hidrómetro. A algunos les resulta muy útil
p reparar la solución de azúcar en un hervidor doble igual que
cuando se hace caramelo. Es buena idea cuando el pro d u c t o
se ha enfriado agregar una pequeña cantidad de formol (10
ml/l) para evitar que el moho crezca en el medio.
e s p e c í fica una vez que se dejó enfriar la solución. Si se
calienta la solución durante la pro du c c i ó n , se puede fo r-
mar una gran cantidad de cristales a medida que se en-
fría la solución. Estos pueden quedar en la botella de al-
m a c e n a m i e n t o . Una vez que se preparó la solución,e s
n e c e s a rio agregar un conservante para evitar que cre z c a
moho en el agua con azúcar. G e n e ralmente se usan dos
c o n s e rvantes distintos, fo rmol y fenol (ácido carbox í l i-
c o ) , y se agregan aproximadamente 5 ml de fo rm a l d e h í-
do al 37% o 5 ml de fenol licuado a cada litro . La solu-
ción de azúcar también se puede conservar mediante au-
t o cl ave y conge l a m i e n t o ,p e ro el autocl ave puede causar
la caramelización del azúcar y oscurecer su aspecto. E n
las siguientes fi g u ras se describe el procedimiento de
flotación centrífuga de azúcar (Fi g u ras 1.10–1.13).
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos18
Figura 1.12. Una vez que la centrífuga se detiene por completo, se
puede levantar el cubreobjetos directamente de la parte superior
del tubo.
Figura 1.10. Mezclar las heces en un vaso
pequeño y luego volcarlas sobre una gasa
para eliminar los sólidos antes de revolver y
mezclar con el azúcar. Algunos técnicos
pasan por alto la etapa de tamizado, pero si
esto se hace, los sólidos en la muestra final
pueden hacer que resulte muy difícil de
examinar bajo el microscopio.
Figura 1.11. Una vez que se
decantó el agua del sedimen-
to tamizado y centrifugado, se
debe agregar solución de
azúcar (aproximadamente 3 a
4 ml) y el sedimento debe
quedar suspendido en la so-
lución de azúcar. Es importan-
te que se mezcle bien la
muestra y esto resulta más
fácil si se usan dos aplicado-
res. Se puede usar un mezcla-
dor Vortex si los aplicadores
están insertados en las mues-
tras, pero se puede generar
gran cantidad de burbujas de
aire si no se tiene cuidado.
Figura 1.13. El cubreobjetos se debe colocar
con cuidado sobre un portaobjetos para cap-
turar la menor cantidad de burbujas de aire
que sea posible.
ANÁLISIS DE SEDIMENTACIÓN
La medicina veterinaria usa muy poco los distintos
análisis de sedimentación por las siguientes razones:
Los parásitos más comunes se detectan por lo general
usando los métodos de flotación; habitualmente no
hay necesidad de fijar las muestras extraídas de cani-
nos y felinos (como se dijo anteriormente, esto cam-
bia la permeabilidad de los huevos y quistes y por lo
tanto sus densidades flotantes) y muchos de los tre-
matodos y amebas presentes en la materia fecal de los
seres humanos no están en las muestras provenientes
de perros y gatos. De este modo, los beneficios de la
sedimentación por lo general no superan a las desven-
tajas, que incluyen la mayor cantidad de material que
con frecuencia se debe examinar, la dificultad para
ver diversos protozoos cuando están desparramados
en esta muestra más grande sin la ayuda de la aberra-
ción esférica y la cantidad de pasos extra que requie-
re el procesamiento. Las muestras sí tienen la ventaja
de que se pueden conservar de modo tal que una par-
te o toda la muestra se puede observar otro día, pero
en la mayoría de las clínicas veterinarias, los veterina-
rios simplemente no tienen tiempo para volver más
tarde y re-examinar los portaobjetos.
El procedimiento de sedimentación más básico es el 
simple tamizado de la material fecal en agua o solu-
ción salina seguido de la sedimentación en un tubo
sin centrifugación. Un gran porcentaje de las bacterias
permanecerán en la solución y los huevos más pesa-
dos se irán al fondo del tubo. El problema es que por
lo general hay una gran cantidad de material que que-
da por examinar. Sin embargo, el procedimiento es
mejor que nada y casi no tiene costo de preparación.
Muchos de los huevos son muy pesados en compara-
ción con el agua y por lo tanto con frecuencia se
asentarán en un tiempo relativamente corto.
Un procedimiento que tiene éxito en la medicina pa-
ra seres humanos es el procedimiento de sedimenta-
ción en formol/acetato etílico (Figura 1.14). Este mé-
todo también es útil en la medicina veterinaria por-
que es capaz de encontrar casi todo lo que puede es-
tar presente en una muestra de materia fecal. El pro-
blema, una vez más, es que con frecuencia hay gran
cantidad de material para examinar. El proceso limpia
las muestras que tienen mucha fibra o mucha grasa,
pero por desgracia esto no es tan común en las mues-
tras de perros y gatos. La sedimentación en ácido/ace-
tato etílico es una técnica hermana de la sedimenta-
ción en formol/acetato etílico. En esta técnica, las he-
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos 19
MATERIALES
•Centrífuga común de mesada con rotor 
horizontal y soportes para tubos de 16 X 
100 mm
•Microscopio binocular compuesto: debe 
tener por lo menos objetivos de 10 X y 40
X y 10 piezas oculares
•Vasos de cartón no encerado o vasos 
similares de 88 a 120 cm3 (3 a 4 onzas)
•Fieltro de doble pliegue
•Hidrómetro: rango de gravedad específica 
1,000 a 1,300
•Botellas plásticas para lavado 
•Tubos de centrífuga de fondo redondeado 
y de vidrio, de 16 x 100 mm
•Aplicadores de madera
•Portaobjetos para microscopio
•Cubreobjetos de 18 x 18 mm
•Marcador
•Agua de la canilla
• Agitador magnético
REACTIVOS
• Solución de flotación de azúcar: lentamen-
te agregar alrededor de 1000 g de azúcar pu-
ra granulada a 1000 ml de agua destilada en
un vaso de laboratorio de 4 L sobre un agita-
dor magnético.Verificar la gravedad específi-
ca (debe ser 1,300; esto es básicamente una
solución saturada).Ajustar, en caso de ser ne-
cesario, agregando más agua o más azúcar.
PROCEDIMIENTO
1. Con aplicadores (dos funcionan mejor
que uno) colocar aproximadamente 1 g de
heces en un vaso de cartón.
2. Agregar aproximadamente 8 ml de agua
de la canilla y dispersar las heces en el agua
vigorosamente con los aplicadores. Puede
ser que las heces no se separen rápidamen-
te; de ser así, dejar descansar la muestra du-
rante un corto tiempo para permitir que se
ablande.
3. Tamizar el barro fecal pasándolo por un
fieltro a un segundo vaso de cartón.
4.Verter el barro tamizado del segundo vaso
en el tubo de ensayo de la centrífuga.
5. Centrifugar a 800g durante 1 minuto.
6. Decantar el sobrenadante.
7. Agregar solución de flotación de azúcar a
aproximadamente 1/4 del total y volver a
suspender el pellet vigorosamente con dos
aplicadores.
8. Después de colocar el tubo en la centrífu-
ga, llenarlo con solución de azúcar hasta que
rebalse levemente de modo tal que haya un
leve bulto (menisco) en la película de la su-
perficie por sobre el borde del tubo.
9.Agregar un cubreobjetos a la superficie
del tubo.
10. Ca rgar y balancear la centrífuga (asegura r-
se de balancearla con otro tubo lleno de azú-
c a r ) . C e n t rifugar a 800g durante 10 minu t o s .
11. Ret i rar el cubreobjetos levantándolo de-
re cho de modo tal que una gota se adhiera al
m i s m o . Colocar el cubreobjetos sobre un
p o rtaobjetos y examinar con el micro s c o p i o.
FLOTACIÓN CENTRÍFUGA DE AZÚCAR 
ces frescas se suspenden en una solución ácida, típica-
mente de ácido clorhídrico (elaborado en una propor-
ción de 40 partes de HCl concentrado con 60 partes
de agua). El resto de la técnica es igual que para el
método de sedimentación en formol/acetato etílico.
El método de sedimentación en formol/acetato etílico
tiende a proporcionar una muestra más limpia que la
obtenida con fo rm o l , p e ro no funciona en quistes de
p ro t o z o o s . Sin embargo , algunos técnicos pre fi e re n
usar el método con ácido/acetato etílico para las mu e s-
t ras de materia fecal tomadas de animales salva j e s .
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos20
MATERIALES
•Centrífuga común de mesada con rotor 
horizontal y soportes para tubos de 16 X 
100 mm
•Microscopiobinocular compuesto: debe 
tener por lo menos objetivos de 10 X y 40
X y 10 piezas oculares
•Vasos de cartón no encerado o vasos 
similares de 88 a 120 cm3 (3 a 4 onzas)
•Fieltro de doble pliegue
•Hidrómetro: rango de gravedad específica 
1,000 a 1,300
• Botellas plásticas para lavado 
•Tubos de centrífuga cónicos de vidrio de 
15 ml
•Tapón de goma
•Aplicadores de madera
•Portaobjetos para microscopio
•Cubreobjetos de 18 x 18 mm
REACTIVOS
• Acetato etílico 
• HCl diluido: 40 ml de HCl concentrado
en 60 ml de agua.
PROCEDIMIENTO
1. Con aplicadores (dos funcionan mejor
que uno) colocar aproximadamente 1 g de
heces en un vaso de cartón.
2. Agregar aproximadamente 8 ml de agua
de la canilla y dispersar las heces en el agua
vigorosamente con los aplicadores. Puede
ser que las heces no se separen
rápidamente; de ser así, dejar descansar la
muestra durante un corto tiempo para
permitir que se ablande.
3. Tamizar el barro fecal pasándolo por un
fieltro a un segundo vaso de cartón.
4.Verter el barro tamizado del segundo vaso
en el tubo de ensayo de la centrífuga.
5. Centrifugar a 800g durante 1 minuto.
6. Decantar el sobrenadante.
7. Agregar aproximadamente 8 ml de
solución ácida mezclando con el aplicador.
8. Agregar aproximadamente 5 ml de acetato
etílico, colocar el tapón y agitar
vigorosamente apretando el tapón en su
lugar.
9. Sacar el tapón, cargar y balancear la
centrífuga (asegurarse de balancearla con
otro tubo de peso similar). Centrifugar a
800g durante 10 minutos.
10. Habrá una obstrucción de material en el
lugar de la interfaz ácido/acetato etílico.
Pasar el aplicador alrededor de la pared de
vidrio y hacer decantar el acetato etílico, la
obstrucción y la solución ácida.
11. Examinar el sedimento para detectar la
presencia de huevos.
SEDIMENTACIÓN CON ÁCIDO / ACETATO ETÍLICO
Figura 1.14. Cuando el acetato etílico se mezcla con el agua fecal, el formol o la mezcla
de ácidos y luego se centrifuga, se formará una capa entre el solvente orgánico y la fase
acuosa. Es necesario desalojar esta obstrucción con un aplicador antes de decantar el tu-
bo. Se debe tener cuidado al desalojar el material de las paredes del tubo de modo tal que
no vuelva a caer en el pellet cuando decante. Si el pellet está en alcohol ácido, probable-
mente sea deseable volver a suspenderlo en agua antes de colocarlo en un portaobjetos;
de lo contrario, tiende a no formar un lodo sino que se desparrama rápidamente a los bor-
des del portaobjetos y se sale. 
APARATO DE BAERMANN
A ve c e s , en la medicina ve t e ri n a ria se tienen sospe-
chas de infecciones por nematodos que pro d u c e n
l a rvas en lugar de huevos que pasan a las heces. E n
los perro s , esto ocurre en infecciones con Cre n o s o-
ma vulpis, Fi l a roides hirt h i , Fi l a roides osleri y
S t ro n gyloides sterc o ra l i s . En los gatos,A e l u ro s t ro n gy-
lus ab s t rusus y Stro n gyloides felis (solo se encuentra
en el Pa c í fico Sur) son casi las únicas infe c c i o n e s
que dan como resultado la aparición de larvas en las
h e c e s . Se puede hacer un agregado poco común a
esta lista, p e ro estos son la mayoría de los casos en
los cuales la etapa que pasa a las heces es una larva .
F. h i rthi y F. o s l e ri tienen larvas que tienden a no mo-
ve rse mu ch o ; si cualquiera de estas fueran el age n t e
s o s p e choso de signos pulmonares observa d o s , ex i s-
ten mu chas pro b abilidades de que el uso de un apa-
rato de Baermann no agregará nada al diag n ó s t i c o .
Pa ra estas dos larva s , el mejor medio de encontra r l a s
es con una flotación con sulfato de zinc.
Pa ra las otras especies, el aparato de Baermann (Fi g u-
ra 1.15) aumentará las posibilidades de encontrar las
l a rvas que pueden estar re l a t i vamente desparra m a-
das en toda la mu e s t ra de materia fe c a l . Una vez que
se encontra ron las larva s , h ay que dife renciarlas pero
esto en realidad es una tarea re l a t i vamente fácil.A d e-
m á s , se debe tener cuidado con el tiempo tra n s c u rri-
do desde la toma de la mu e s t ra de las heces utiliza-
das para pre p a rar el aparato porque los huevos de
anquilostoma son capaces de tener cría y confundir
el diag n ó s t i c o . Sin embargo , en su mayo r í a , el méto-
do de Baermann es una técnica útil para ve ri fi c a r
una infección con cualquiera de estas especies de
n e m a t o d o s .
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos 21
MATERIALES
•Microscopio binocular compuesto: debe 
tener por lo menos objetivos de 10 X y 40
X y 10 piezas oculares
•Embudo de 13 a 15 cm (5 o 6 pulgadas) 
de diámetro
•Centrífuga común de mesada con rotor 
horizontal y soportes para tubos de 16 X 
100 mm
•Estante para tubos y soporte para embudo
•Colador de té o filtro soporte equivalente 
•Trozo de tubo de paredes finas de 8 a 10 
cm (3 o 4 pulgadas) de longitud
•Gotero sin el bulbo de goma insertado en 
un extremo del tubo de paredes finas, el 
otro extremo está unido al embudo
•Clamp para el tubo
• Tubos de centrífuga cónicos de vidrio de 
15 ml
•Espátula (baja lenguas)
•Fieltro de doble pliegue
•Portaobjetos para microscopio
•Cubreobjetos
REACTIVOS
• Agua
PROCEDIMIENTO
1. Con la espátula, separar entre 5 y 15 g de
heces y colocarlas en el colador de té (pue-
de resultar más fácil desparramar el material
sobre el fieltro y colocar esto en el colador
o, si no se dispone de un colador, se puede
suspender con un hilo sobre la parte supe-
rior del embudo una bolsita hecha con fiel-
tro)
2. Llenar el embudo con agua de la canilla ti-
bia; mover el tubo y el clamp para eliminar
las burbujas de aire que pudieran estar atra-
padas.
3. Si hay gran cantidad de larvas activas pre-
sentes, como ocurre con frecuencia en el ca-
so de Aelurostrongylus, unas pocas gotas se
pueden examinar después de aproximada-
mente una hora, pero puede ser necesario
dejar reposar la preparación en el aparato de
un día para otro.
4. Llenar el tubo de la centrífuga desde el
fondo abriendo el clamp (¡RECORDAR que
las larvas de Strongyloides de tercera etapa
pueden penetrar en la piel!)
5. C e n t rifugar y examinar con el micro s c o p i o
APARATO DE BAERMANN
Figura 1.15. Este dispositivo consta de un embudo unido a un
tubo de goma por medio de un clamp. La materia fecal se co-
loca sobre un trozo de gasa o un colador de té y se la suspen-
de sobre agua en el embudo. Las larvas salen de las heces y
pasan al agua. Con el tiempo, las larvas se asentarán en el
fondo del tubo y se las podrá recolectar ya sea colocando un
g o t e ro en la punta que gotee a un portaobjetos o centrifugan-
do el contenido en un tubo de centrífuga y examinando el se-
d i m e n t o .
PRUEBAS DE ANTÍGENOS FECALES
En la actualidad, existen pruebas para detectar los an-
tígenos de Cryptosporidium y Giardia cuando están
presentes en muestras de materia fecal. Estas pruebas
tienen la ventaja de eliminar la necesidad de confiar
en la microscopía. Sin embargo, una desventaja impor-
tante es que en la actualidad su uso resulta relativa-
mente costoso. Por lo tanto, cuando se ejecuta un
control positivo y negativo, una sola prueba puede ser
muy costosa. Sin embargo, existen muchas rezones pa-
ra pensar que este tipo de pruebas será cada vez más
común para el diagnóstico de los patógenos relativa-
mente difíciles de encontrar.
Las pruebas actuales se realizan del modo típico para
una placa de ensayo inmuno-absorbente vinculado a
enzimas (ELISA) o para inmuno-ensayos de fase sólida.
Es mucho más probable que los veterinarios realicen
los ensayos de fase sólida (Figura 1.16) porque están
diseñados para usarlos con pacientes individuales. Los
laboratorios de diagnóstico es más probable que utili-
cen las placas de ELISA (Figura 1.17) porque ellos rea-
lizan un batch de muestras de proceso y tienen mu-
chas muestraspara analizar al mismo tiempo.
Los diversos ensayos ProSpecT® (Remel) para Giardia
y Cryptosporidium son ejemplos de estos ensayos.
MÉTODOS DE CULTIVO DE MATERIA FECAL
El único método de cultivo de materia fecal para pro-
tozoarios capaz de ser realizado en la mayoría de los
consultorios veterinarios es el sistema de cultivo re-
cientemente presentado InPouchTM para tricomona-
das (BioMed Diagnostics)(Figura 1.18). Este sistema
tiene pequeños sobres de plástico con medio que
puede ser inoculado con hisopos fecales y los proto-
zoarios se cultivan a temperatura ambiente. Se ha
comprobado que el sobre da muy buenos resultados
en la aislación de tricomonadas provenientes de he-
ces de gatos con diarrea.
El kit usado para la detección de organismos en las
heces de felinos estuvo originalmente diseñado para
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos22
Figura 1.16. Este es un ejemplo de un inmunoensayo de fase
sólida diseñado para usar con una sola muestra (Pro S p e c T ®
G i a rd i a / C ryptosporidium Formato Rápido). La prueba es simi-
lar a las desarrolladas para detectar diversos antígenos y an-
ticuerpos en muestras de sangre o suero. Las heces diluidas
se aplican a la membrana y, luego, después de una serie de
pasos, ocurrirá un cambio colorimétrico en la membrana con
manchas que se oscurecerán si el antígeno está presente en
las heces. Dichas pruebas han sido desarrolladas para detec-
tar los antígenos de Giardia y Cryptosporidium. La foto es gen-
tileza de REMEL Inc
Figura 1.17. Este es un ensayo ELISA que se ha usado de ru t i-
na para detectar antígenos de Cryptosporidium en materia fe-
cal (ProSpecT® Cryptosporidium Ensayo de Microplacas; hay
un ensayo similar pa-
ra Giardia). El costo
de las placas hace
que la prueba sea
muy cara, por lo tanto
sólo se utiliza de ru t i-
na en laboratorios de
diagnóstico centrali-
zados. Por lo general
la muestra se analiza
con una muestra de
c o n t rol positiva y ne-
gativa. Los re s u l t a d o s
se pueden leer vi-
sualmente o mediante el uso de un lector de ELISA. En la pru e-
ba mostrada (A), las cubetas positivas se ponen de color ama-
rillo al finalizar la prueba y las negativas quedan transpare n-
tes. La intensidad del color se puede utilizar como una apro-
ximación para la intensidad de la infección. Las fotos son gen-
tileza de REMEL Inc
la detección de Tritrichomonas foetus en muestras
vaginales de hembras de bovinos y todavía se lo co-
mercializa sólo para este uso. Por suerte, el proceso
funciona bien para las muestras de materia fecal sin
una gran proliferación de bacterias como para que ha-
gan que no se puedan leer las muestras. Una vez que
se ha incubado la muestra en el sobre, se la puede
examinar con un microscopio directamente a través
de la pared del sobre utilizando un dispositivo pro-
porcionado por el fabricante que aplana y desparrama
el sobre para poder examinarlo. Si hay tricomonadas
presentes, se las puede sacar con una pipeta para se-
guir examinándolas con el microscopio o para pasar-
las a otro medio. Este es el primer kit que hace que el
cultivo de muestras de este patógeno sea relativa-
mente fácil de analizar en el consultorio.
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos 23
25
El análisis de muestras de orina para detectar parási-
tos es relativamente fácil en comparación con el análi-
sis de materia fecal. Existen pocos parásitos del tracto
urinario que ocurren comúnmente en los perros y ga-
tos; estos pertenecen a la especie capilaria y son Pear-
sonema plica y P. Feliscati. En general, no se encuen-
tran otros huevos de parásitos en la orina de los pe-
rros y gatos. En raras ocasiones, los perros se infectan
con Dioctophyme renale, el cual produce los huevos
encontrados en la orina. En muy pocos casos, se ha
encontrado que los gatos tengan nemátodos típicos
de vida libre, Pelodera strongyloides, que se multipli-
can dentro de la orina de la vejiga. En las áreas donde
la prevalencia de infección por Dirofilaria immitis es
alta, es posible encontrar microfilarias dentro de la
orina de los perros.
Los sólidos de la orina se deben concentrar mediante
sedimentación centrífuga y el sedimento se debe lavar
con solución salina (Figura 2.1). Luego, el sedimento
se puede examinar en una preparación húmeda para
detectar la presencia de cualquiera de estos estadíos
parásitos.
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
Capítulo 2: Muestras de orina
Figura 2.1 La sedimentación centrífuga simple seguida del
exámen del pellet después de la decantación, por lo general,
p ro p o rcionará la mejor posibilidad de éxito en la
recuperación e identificación de parásitos
27Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
Se puede examinar la sangre para detectar parásitos uti-
lizando va rios métodos cuya elección depende en gra n
medida del objetivo del análisis. Cuando se buscan or-
ganismos vivos como por ejemplo micro fi l a rias o tri p a-
nosomas que se espera que estén vivos y presentes en
n ú m e ros re l a t i vamente import a n t e s , la mejor elección
es colocar una gota de sangre fresca sobre un port a o b-
jetos y examinarla para detectar organismos re p t a n t e s .
En infecciones por Babesia y Cytauxzoon, los estadíos
en la sangre típicamente no se mu even excepto dentro
de las células sanguíneas de las cuales son parásitos.
Por lo tanto, la detección de estos parásitos se logra ha-
bitualmente por el exámen de películas de sangre teñi-
d a s . Estos parásitos se ven mejor cuando se tiñe la san-
gre con una tinción Romanov s ky, como por ejemplo
G i e m s a , si bien con frecuencia se pueden obtener re-
sultados adecuados utilizando los métodos de ru t i n a
p a ra tinción de sangre .
En el caso de infecciones fi l a riales en las cuales se en-
c u e n t ran micro fi l a rias en sangre , se han desarro l l a d o
métodos para concentrar las micro fi l a rias mediante el
lisado de los glóbulos ro j o s . Los dos métodos que utili-
zan esta técnica de rutina son la prueba de Knott y la
técnica de membra n a . El desarrollo de mu chas pru e b a s
in situ de los antígenos y anticuerpos del paciente ha
dado como resultado el exámen de la sangre en mu-
chas ocasiones mediante la aplicación directa de sangre
e n t e ra , plasma o suero a dive rsos dispositivos que lue-
go se examinan a través de dive rsas tecnologías de cap-
t u ra y visualización de antígenos o anticuerpos. E s t o s
va riados kits para detección de antígenos y anticuerpos
p a ra usar con sangre pasan por etapas muy rápidas de
d e s a rro l l o , m e j o ramiento y cambio.
PREPARACIÓN HÚMEDA PARA 
MICROFILARIAS Y TRIPANOSOMAS
La colocación de una pequeña gota de sangre debajo
de un microscopio pro p o rciona un medio rápido para
d i agnosticar infecciones por tripanosomas o nemáto-
dos fi l a rioides si hay estadíos suficientes circulando en
la sangre en el momento del exámen (Fi g u ra 3.1). E n
aquellos lugares del mundo donde el parásito Diro fi l a-
ria immitis es muy común, el exámen de una pre p a ra-
ción húmeda con una pequeña cantidad de sangre so-
b re un cubreobjetos por lo ge n e ral será un método
muy sensible y poco costoso para detectar infe c c i o n e s .
Sin embargo , con la baja prevalencia y la gran cantidad
de perros incluidos en pro gramas preve n t i vos para Di-
ro fi l a ria immitis en gran parte de los Estados Unidos, l a
p re p a ración húmeda con frecuencia no es una técnica
altamente pro d u c t i va . Los tripanosomas solo se en-
c u e n t ran ra ramente en los perros en la mayoría de los
l u g a res del mundo y el Trypanosoma cruzi está con
f recuencia presente en la sangre en niveles muy bajos.
Por lo tanto, el uso de la pre p a ración húmeda para
d i agnosticar estas infecciones con frecuenciatampoco
vale la pena. Sin embargo , es ex t remadamente gra t i fi-
cante cuando se espera encontrar Diro fi l a ria immitis y
el exámen de una gota de sangre revela una gran canti-
dad de larvas reptantes sobre el port a o b j e t o s .
TÉCNICA DE KNOTT
La técnica de Knott es un método utilizado para
examinar una mayor cantidad de sangre para detección
de micro fi l a rias que la cantidad que es posible analizar
con la pre p a ración húmeda (por lo ge n e ra l , 1 ml de
s a n gre para la técnica de Knott comparado con 0,02
ml para la pre p a ración húmeda). La técnica se basa en
el hecho de que las soluciones hipo-osmóticas
causarán la lisis de los glóbulos rojos sin afectar a las
m i c ro fi l a ri a s . La prueba se ha realizado de rutina con
fo rmol al 2% para lisar los glóbulos rojos y fijar las
m i c ro fi l a rias para su posterior exámen (Fi g u ra 3.2). L o s
e rro res típicos que cometen los principiantes son pre-
p a rar el fo rmol al 2% en solución salina en lugar de
agua y usar fo rmol al 10% en lugar de fo rmol al 2% ;
ambos erro res hacen que se fijen los glóbulos rojos en
Capítulo 3: Muestras de sangre
Figura 3.1: La colocación de una pequeña gota de sangre
s o b re un portaobjetos es un método excelente para encontrar
m i c rofilarias si están presentes, cualquiera sea la cantidad.
No hay nada más re c o n f o rtante que preparar los port a o b j e t o s
y ver microfilarias reptantes. También es una forma bastante
buena de distinguir las microfilarias de Dirofilaria immitis
(que se muestran aquí) de las de Dipetalonema re c o n d i t u m ;
éstas últimas son capaces de impulsarse con facilidad en la
s a n g re mientras que las microfilarias de Dirofilaria immitis
tienden sólo a moverse. Un hallazgo aún más interesante es
encontrar algo como un tripanosoma en una de estas
p re p a r a c i o n e s .
lugar de que se lisen, lo cual anula el propósito de 
la pru e b a . Una vez que se han lisado las células, los gló-
bulos blancos y cualquier micro fi l a ria que esté pre s e n-
te se concentran mediante el uso de la centri f u g a c i ó n
( Fi g u ra 3.3).
Por lo ge n e ral en estas mu e s t ra s , las micro fi l a rias están
teñidas con azul de metileno; se agrega una gota al
sedimento (es mejor usar una gota muy pequeña, de lo
c o n t ra rio habrá mu cho precipitado en una mu e s t ra de
color azul muy oscuro) o se pre p a ra fo rmol al 2% con
la tinción diluida.
No siempre es necesario agregar fo rmol o tinción si el
técnico que examina sabe qué es lo que busca en la
p re p a ra c i ó n . Los glóbulos rojos pueden lisarse con
ag u a , el tubo puede centri f u g a rse y el sedimento puede
vo l ver a suspenderse en una pequeña cantidad de solu-
ción salina, lo cual producirá un sedimento que se pue-
de examinar para detectar micro fi l a ri a s . El único pro-
blema es que las micro fi l a rias no se teñirán y apare c e-
rán solo como pequeñas y delgadas líneas ve rm i fo rm e s
con un ex t remo redondeado y el otro muy puntudo
( Fi g u ra 3.4). El diámetro de la micro fi l a ria es casi igual
al de un glóbulo ro j o . Sin embargo , las micro fi l a rias son
más fáciles de identificar cuando se agrega tinción con
azul de metileno (Fi g u ra 3.5).
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos28
Figura 3.2: Se transfiere 1 ml
de sangre, ya sea fresca,
tratada con ácido edético
(EDTA) o con heparina, a 10
ml de formol al 2%, lo cual
hace que se lisen los glóbu-
los rojos. 
Figura 3.3: Una vez que se ha
dejado reposar la muestra
durante 5 a 10 minutos para
permitir que los glóbulos ro-
jos se lisen y para darle tiem-
po a las microfilarias para
que el formol las fije, se cen-
trifuga el tubo para recolec-
tar los glóbulos blancos y las
m i c rofilarias en el sedimento.
Con frecuencia se agrega una
pequeña cantidad de tinción
de metileno al sedimento pa-
ra ayudar en la visualización
de las microfilarias. 
Figura 3.4: El sedimento se puede examinar sin tinción y las mi-
crofilarias se pueden identificar como estructuras delgadas si-
milares a un cabello con colas en punta. De hecho, se puede
realizar el análisis sin usar formol y las microfilarias aún esta-
rán reptando si la preparación se examina rápidamente una vez
que se ha formado el sedimento. Originalmente, esta prueba se
desarrolló para mirar las muestras transcurridos varios días y
hasta semanas después de haber sido tomadas en el campo y
la tinción se agregaba de modo tal que los diversos tipos de mi-
crofilarias que se presentan comúnmente en los seres humanos
pudieran ser distinguidos. 
Figura 3.5: Con la tinción de azul de metileno agregada, los nu-
merosos núcleos dentro de las microfilarias fijadas están teñi-
dos de azul haciendo que sea más fácil identificar las microfi-
larias. Se debe tener cuidado de no agregar demasiada tinción,
de lo contrario la muestra será demasiado oscura para exami-
narla con facilidad.
TÉCNICAS DE MEMBRANA
Otra técnica para examinar sangre y detectar
microfilarias es el uso de un filtro de membrana (Difil-
Test®; EVSCO Pharmaceuticals). Con este método, las
células sanguíneas se lisan de manera muy similar a lo
que ocurre en la prueba de Knott. Luego, en lugar de
que la muestra se concentre utilizando
centrifugación, la sangre lisada es forzada a través de
un filtro de membrana.A continuación, se toma el
filtro y se lo coloca sobre el portaobjetos del
microscopio debajo de un cubreobjetos para
examinarlo. La prueba puede ser muy sensible y
captura todas las microfilarias que se encuentran en
el mililitro de sangre sobre la membrana. Una vez
más, como con la técnica de Knott, las microfilarias se
pueden examinar con o sin tinción.
EQUIPOS PARA PRUEBA DE ANTÍGENOS
Las pruebas de antígenos por lo general son capaces
de discriminar entre infecciones por Dirofilaria
immitis y Dipetalonema reconditum, y esto hace que
la necesidad de diferenciación microscópica de estas
dos microfilarias que viven en la sangre sea menos
importante que hace unos años. Estas pruebas
pueden a veces dar resultados falso-negativos cuando
la carga de helmintos adultos de Dirofilaria immitis es
bastante baja pero también a veces cuando hay un
gran número de microfilarias circulando. Por lo tanto,
en los perros con historias desconocidas, siempre es
mejor realizar las pruebas para detección de
microfilarias y una prueba para detección de
antígenos. Debe recordarse también que alrededor del
20% de los perros con Dirofilaria immitis tienen
infecciones "ocultas", es decir, infecciones sin
microfilarias circulantes. En estos casos y en los
perros que han estado recibiendo tratamientos
preventivos con avermectina, las pruebas para
detección de antígenos son las preferidas para
determinar si un perro tiene una infección por
Dirofilaria immitis.
FROTIS DE SANGRE TEÑIDA
Los frotis de sangre de rutina, teñidos por la mayoría
de los laboratorios, son capaces de revelar la
presencia de parásitos. Estos métodos son los más
confiables para diagnosticar babesiosis o
cytauxzoonosis, sin embargo, se están desarrollando
pruebas de antígenos para babesiosis que es probable
que suplanten al frotis de sangre de rutina con este
propósito. Estas pruebas también funcionarán bien
para la tripanosomiasis, sin embargo, con frecuencia
hay cantidad insuficiente de protozoos lo cual hace
que el diagnóstico sea difícil.
29Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
RASPAJE DE PIEL
Un raspaje de piel para detectar los ácaros de las es-
pecies Sarcoptes scabiei, Notoedres cati, o Demodex
se realiza mejor utilizando un bisturí y una pequeña
cantidad de aceite mineral (Figura 4.1). Para los Sar-
coptes y Notoedres, es necesario raspar bastante pro-
fundo tal vez sacando una pequeña cantidad de san-
gre del lugar donde se realiza el raspaje. Las costras a
veces pueden ser un poco gruesasy puede ser nece-
sario separarlas y romperlas en el portaobjetos me-
diante el uso de finos fórceps o un par de sondas den-
tales de acero inoxidable (Figura 4.2). Una vez que se
separa el material, se puede agregar un cubreobjetos y
examinar la preparación con el microscopio. Con fre-
cuencia los ácaros estarán en movimiento, lo cual ha-
ce que sea relativamente fácil distinguirlos.
El método para examinar el material ceroso de los oí-
dos de animales con sospecha de ácaros de los oídos
es similar. Los adultos de Sarcoptes y Notoedres son
mucho más pequeños que los Otodectes, por lo tanto
es necesario buscar estos parásitos con un poco más
de cuidado.
FROTIS DE PIEL Y ASPIRADOS DE MÉDULA
ÓSEA
La tinción de células de la piel y aspirados de médula
ósea con Diff-Quik que se hace de rutina puede de-
mostrar los estadíos de amastigota de los tripanoso-
mas y Leishmania. La cuidadosa tinción de estas pre-
paraciones con Giemsa u otras tinciones hematológi-
cas mejorará la definición de los parásitos dentro de
la célula huésped en la cual se encuentran.
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos 31
Capítulo 4: Muestras de tejido
Figura 4.1: Los materiales necesarios para realizar un raspaje
de piel son aceite mineral, fórceps, bisturí, portaobjetos para
microscopio y cubreobjetos.
Figura 4.2: Al realizar el raspaje de piel, puede ser necesario
raspar hasta que salga un poco de sangre del lugar donde se
realiza el raspaje. Esto ocurre especialmente cuando se trata
con Sarcoptes scabei que viven a mayor profundidad. La hoja
del bisturí se sumerge en el aceite mineral y luego se lo usa
para raspar la piel. Algunas de las costras pueden ser bastante
duras y esto puede requerir que se las separe con los fórceps
antes de aplicar el cubreobjetos al portaobjetos con el material.
Parte II
Plan diagnóstico
Tomar una muestra de materia fecal para el exámen
simple de detección de huevos de parásitos. Se tomó
una pequeña porción de heces del recto y se realizó
un análisis por flotación estacionaria con nitrato de
sodio.A los 10 minutos, se examinó la muestra y se
encontró que contenía gran cantidad de huevos de T.
Canis.
Diagnóstico: Toxocara canis
Se podrían haber realizado varias otras pruebas que
también habrían recuperado los huevos de T. Canis.
Probablemente una prueba de flotación centrífuga
habría recuperado los huevos en situaciones con ba-
jos recuentos de huevos en las cuales la flotación es-
tacionaria podría haber sido negativa. Por otro lado,
con gran cantidad de huevos presentes, es probable
que un frotis directo de las heces habría sido tan exi-
toso como cualquiera de los métodos de concentra-
ción para revelar la presencia de huevos.
Resultado
Se trató a la cachorra con prazicuantel / embonato de
pirantel / febantel (Drontal® Plus; Bayer) y eliminó
una gran cantidad de parásitos. El tratamiento ante-
rior con embonato de pirantel probablemente había
logrado eliminar la mayoría de los helmintos adultos
presentes en ese momento, pero se esperaba que más
helmintos hubieran migrado y se hubieran desarrolla-
do en el intestino provenientes de sitios recluidos en
el hígado y los pulmones donde habían estado aloja-
dos desde antes del nacimiento de la cachorra. Se
planificó comenzar un tratamiento preventivo de ruti-
na para Dirofilaria immitis que incluía el control de
infecciones por nematelmintos.
Se informó a los dueños que había altas probabilida-
des de que las áreas del patio donde había defecado
la perra estuvieran contaminadas con grandes canti-
dades de huevos de T. Canis. Habían comprado a la ca-
chorrita como compañía para sus hijos, por lo tanto
se advirtió a los dueños sobre la necesidad de tratar
de limpiar todo el lugar ya sea eliminando o tapando
el suelo contaminado o evitando de alguna forma el
acceso al lugar contaminado para reducir las posibili-
dades de transmisión zoonótica.
Descripción. Perra de raza mestiza de dos
meses de vida.
Historia. Adoptada dos semanas antes de un
refugio local, la cachorra había recibido
vacunas iniciales y había sido desparasitada con
embonato de pirantel (Nemex®; Pfizer). La
cachorra había estado alerta y saludable, pero
durante los dos últimos días se había vuelto
letárgica y anoréxica y no se había observado
que defecara durante ese período. Las heces
observadas cerca del ano eran oscuras y
blandas; los dueños no observaron materia
fecal líquida.
Exámen físico. La cachorra estaba deprimida y,
a excepción de esto, su estado físico era bueno.
El recorrido de los intestinos se sentía
engrosado y era marcadamente palpable. Las
membranas mucosas aparecían un poco
pálidas, lo cual sugería una leve anemia.
Evaluación inicial. La historia de esta cachorra y
la presencia del recorrido de los intestinos
engrosado llevaron al clínico a sospechar de
una infección por helmintos adquiridos en el
momento del nacimiento, los que se descartan
más típicamente son ancylostomas (gusanos
con forma de gancho), nematelmintos (gusanos
redondos) o ambos. El recorrido engrosado de
los intestinos sugería infección por
nematelmintos (Toxocara canis) pero la leve
anemia sugería infección por ancylostomas
(Ancylostoma caninum).
Diagnóstico presuntivo. Severa infección por
nemátodos, probablemente nematelmintos.
CASO 1
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos 35
Capítulo 5: Parásitos detectados en las heces - Estudio de casos
Figura 5.1: El huevo de Toxocara canis es un buen huevo para usar como re f e rencia pa-
ra re c o rdar por su tamaño; es apenas más grande que la longitud del eje longitudinal
del Ancylostoma caninum y tiene un diámetro que es casi igual a la longitud del eje
longitudinal de los huevos de Trichuris vulpis y Uncinaria stenocephala. Debajo de un
objetivo de 10X en la mayoría de los microscopios que se usan para diagnóstico, la dis-
tancia a través del campo de visión es de aproximadamente 1,8 a 2 mm, o 1800 a 2000
µm. El huevo de T. Canis tiene un diámetro aproximado de 80 µm (el de T. Cati tiene un
d i á m e t ro levemente menor, alrededor de 70 µm de diámetro), por lo tanto, debajo de
un objetivo de 10X, entrarán entre 22 y 25 huevos de T. Canis en el campo de visión.
Debajo del objetivo de 40X, el campo de visión es de aproximadamente 450 a 500 µm,
por lo tanto solo alrededor de 6 de estos huevos entrarán en una línea a lo largo del
campo de visión. El otro buen marco de re f e rencia son los quistes de Giardia canis o
G. Cati. Estos quistes tienen una longitud aproximada de 10 µm o alrededor de un dé-
cimo del diámetro de un huevo de T. Canis. Por lo tanto, debajo de un objetivo de 40X,
se podrán ver 60 quistes de Giardia alineados a lo largo del campo de visión.
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos36
Plan diagnóstico
Era necesario examinar al perro para detectar una
potencial infección por Dirofilaria immitis antes de
comenzar la terapia preventiva. Como no se conocía
la historia, se realizó un exámen fecal de rutina
utilizando el procedimiento de flotación con azúcar.
También se realizó un hemograma de rutina.
El hemograma dio resultados normales y las pruebas
de Dirofilaria immitis, antígenos y Knott dieron
resultado negativo. El exámen de la materia fecal
reveló huevos de Toxocara canis,Ancylostoma
caninum, Uncinaria stenocephala,Trichuris vulpis y
un huevo redondo con cáscara marrón gruesa y
rugosa que se parecía un poco a T. Canis. El exámen
más detallado de la muestra y la comparación de los
huevos con imágenes de textos y de Internet
revelaron que era un huevo de Baylisascaris
procyonis. Baylisascaris procyonis es un parásito
típico de los mapaches, sin embargo se han
encontrado infecciones con las formas adultas de este
parásito en los perros, en especial en el Medio Oeste
de los Estados Unidos.
Diagnóstico: Baylisascaris