Manual_ABCE_E310120

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Universidad Nacional Autónoma de México 
Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán 
Departamento de Ciencias Biológicas 
Sección de Ciencias de la Salud Humana 
Licenciatura en Bioquímica Diagnóstica 
Clave: 105-39 
Enero, 2017 
Edición 3 
Manual de Prácticas de Laboratorio de 
Análisis Bioquímicos Clínicos 
Especiales 
Clave 1635 
 
Autores 
QFB René Damián Santos 
M en C Gloria Leticia Arellano Martínez 
QFB Ma. De Lourdes Galván Ruiz 
M en C Beatriz Lucía González Maldonado 
QFB Verónica Ruiz Solorio 
QFB Luis Antonio Gordillo Reséndiz 
M en C Heidi Johanna Amezcua Hempel 
Manual de prácticas de laboratorio de Análisis Bioquímicos Clínicos Especiales 
 
 
 
 
Contenido 
 
Alcance i 
Presentación i 
Vinculación de las prácticas de laboratorio con el contenido del 
temario de la asignatura 
 
ii 
Objetivo general de la asignatura iii 
Objetivo del manual iii 
Introducción del manual iv 
Reglamento de laboratorio vi 
Práctica 1. Control de calidad en el laboratorio clínico 1 
Práctica 2. Obtención de valores de referencia 9 
Práctica 3. Espermatobioscopía directa 16 
Práctica 4. Evaluación del líquido cefalorraquídeo 30 
Práctica 5. Diferenciación de exudados y trasudados 40 
Práctica 6. Examen coprológico 47 
Práctica 7. Equilibrio hidroelectrolítico y ácido-base 59 
Práctica 8. Electrolitos del metabolismo mineral 62 
Práctica 9. Determinación de hormonas 67 
Practica 10. Cuantificación de gonadotropina coriónica humana. 70 
Anexo A 74 
Anexo B 75 
 
Manual de prácticas de laboratorio de Análisis Bioquímicos Clínicos Especiales 
 
 
i 
 
 
ALCANCE 
El presente manual debe ser utilizado por los profesores asignados al laboratorio de Análisis Bioquímicos 
Clínicos Especiales, como fuente de información básica, debido a que contiene las actividades a realizar en 
cada una de las prácticas correspondientes a este laboratorio de enseñanza experimental. 
Asimismo, los alumnos inscritos en este laboratorio deben utilizar y consultar este manual, como parte de 
las actividades cotidianas que se evaluarán en su desempeño dentro del laboratorio. 
 
PRESENTACIÓN 
El presente manual consta de las prácticas Control de calidad en el laboratorio clínico, Obtención de valores 
de referencia, Espermatobioscopía directa, Evaluación del líquido cefalorraquídeo, Diferenciación de 
exudados y trasudados, Examen coprológico, Equilibrio hidroelectrolítico, Electrolitos del metabolismo 
mineral, Determinación de hormonas y Cuantificación de gonadotropina coriónica humana. 
Cada una de las prácticas está redactada bajo el siguiente esquema: 
1. la introducción que introduce al estudiante a los conocimientos previos de la práctica; a continuación, 
una serie de preguntas, bajo el rubro información complementaria, que el alumno debe contestar 
después de haber consultado bibliografía actual, para complementar el marco teórico; 
2. el objetivo (u objetivos) indica los conocimientos o habilidades que el estudiante debe adquirir al 
terminar la práctica; 
3. los materiales divididos en biológicos, por equipo, por grupo y reactivos, para que el alumno conozca 
el material que le será entregado para hacer la práctica; 
4. la metodología, donde se describe el fundamento, el significado clínico y la técnica de cada 
determinación a realizar durante la práctica; 
5. la disposición de residuos, basada en la NOM-087-SEMARNAT-2002. 
Para cumplir con los requisitos que indica el Sistema de Gestión de la Calidad Corporativo de la Facultad de 
Estudios Superiores Cuautitlán (SGC-C FESC), el manual debe contener espacios para que el alumno 
escriba los resultados, la discusión, las conclusiones y las referencias que haya consultado. El grupo 
académico de profesores ha observado que es adecuado que el documento se divida en un Manual de 
prácticas, que contiene toda la información indicada en los cinco puntos anteriores y que la información que 
el alumno obtenga sea registrada en un documento llamado Cuaderno de Prácticas, que complementa al 
presente documento. 
Los alumnos de la asignatura reciben la versión electrónica en formato PDF (protegido contra cambios) de 
este Manual; se les indica que están en libertad de manejarlo en este formato o de imprimirlo, según lo 
prefieran. El Cuaderno de prácticas debe imprimirse en hojas de papel bond blanco, dos páginas por hoja 
en negro. 
 
Manual de prácticas de laboratorio de Análisis Bioquímicos Clínicos Especiales 
 
ii 
 
 
 
VINCULACIÓN DE LAS PRÁCTICAS DE LABORATORIO CON EL CONTENIDO DEL 
TEMARIO DE LA ASIGNATURA 
En el siguiente cuadro se indica la vinculación de las prácticas que se desarrollan en la enseñanza 
experimental con el temario correspondiente a esta asignatura. 
 
Unidad (número y 
nombre) 
Práctica con la que se 
vincula 
Contenido que permite la vinculación 
1. Control de calidad 
en el laboratorio 
clínico 
1. Control de calidad 
en el laboratorio 
clínico 
En la teoría se abordan los conceptos básicos del 
control de calidad interno (CCI) del laboratorio clínico; 
en la práctica se elaboran cartas control y se conocen 
los principios para la preparación de sueros control, que 
son dos elementos que forman parte de la etapa 
analítica del CCI. Además, se estudia cómo se ejecutan 
los programas de evaluación externa de la calidad. 
1. Control de calidad en 
el laboratorio clínico 
2. Obtención de 
valores de 
referencia. 
Como parte de la calidad que ofrece cada laboratorio, 
deben obtenerse los valores de referencia 
considerando la población a la que brinda servicio. 
2. Estudio de líquido 
seminal 
3. Espermatobioscopía 
directa 
En la unidad se aborda la anatomía y fisiología y 
patologías relacionadas con el aparato reproductor 
masculino; en el laboratorio se realiza una 
espermatobioscopía directa, estudio con el que se inicia 
la evaluación de la fertilidad del varón. 
3. Estudio de líquido 
cefalorraquídeo 
4. Evaluación del 
líquido 
cefalorraquídeo 
En la teoría se estudia el proceso de formación del 
líquido cefalorraquídeo y se resalta la importancia de su 
evaluación en patologías relacionadas con el encéfalo; 
en el laboratorio se realizan las pruebas físicas, 
químicas y microscópicas de este líquido corporal. 
4. Estudio de los 
líquidos serosos 
5. Diferenciación de 
exudados y 
trasudados 
En la teoría se explica la función de los líquidos serosos, 
se conocen los principales sitios de derrame de estos 
líquidos corporales; en el laboratorio se realizan las 
principales pruebas que permiten identificar el origen 
del derrame. 
Manual de prácticas de laboratorio de Análisis Bioquímicos Clínicos Especiales 
 
iii 
 
5. Estudio de la 
evaluación 
gastrointestinal 
6. Examen coprológico En la unidad se conocen la anatomía, fisiología y 
alteraciones relacionadas con el tracto gastrointestinal; 
en la práctica se realiza el estudio de las heces para 
detectar indicios de alteración (inflamatoria, de 
absorción, de digestión) del sistema digestivo. 
6. Evaluación del 
equilibrio 
hidrolectrolítico 
7. Equilibrio 
hidroelectrolítico y 
ácido-base 
8. Electrolitos del 
metabolismo mineral 
Tanto en la teoría como en la práctica se describe la 
función de los electrolitos; en el laboratorio se realiza la 
cuantificación de iones relacionados con el 
metabolismo mineral y se explica el fundamento de la 
determinación de los electrolitos relacionados con la 
polarización de las membranas biológicas. 
7. Las hormonas y el 
laboratorio 
9. Determinación de 
hormonas 
10. Cuantificación 
de G.C.H. 
En la teoría se abordan la función de las hormonas de 
importancia diagnóstica; en el laboratorio se discuten, 
mediante exposiciones de parte de los alumnos, los 
fundamentos de los métodos de determinación de las 
hormonas, complementando con el estudio de casos 
clínicos de perfiles hormonales, que también dirigen los 
alumnos. 
 
 
OBJETIVO DE LA ASIGNATURAConocer y seleccionar las pruebas especiales del laboratorio clínico en patologías específicas, a través de 
diferentes metodologías para desarrollar un criterio en la técnica de mayor especificidad al menor costo, 
ofreciendo un diagnóstico más exacto y confiable, pero con un alto control de calidad. 
 
 
OBJETIVO DEL MANUAL 
 
Describir las pruebas y las determinaciones a realizar en cada sesión correspondiente al laboratorio de 
Análisis Bioquímicos Clínicos Especiales, así como también sus fundamentos y utilidad clínica, con la 
finalidad de que el alumno tenga información precisa y accesible para desempeñarse satisfactoriamente 
durante el desarrollo de la enseñanza experimental. 
 
Manual de prácticas de laboratorio de Análisis Bioquímicos Clínicos Especiales 
 
iv 
 
 
INTRODUCCIÓN DEL MANUAL 
La asignatura de Análisis Bioquímicos Clínicos Especiales forma parte del plan de estudios de la carrera de 
Licenciado en Bioquímica Diagnóstica, impartida en la Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán, FESC, 
UNAM. 
Se trata de una asignatura primordial en el aprendizaje de los estudiantes de esta carrera, debido a que 
describe en su contenido una serie de pruebas y procedimientos realizados en los laboratorios clínicos como 
pruebas especiales, es decir, aquellas que no forman parte del trabajo de rutina. 
El laboratorio de enseñanza experimental correspondiente a esta asignatura permite que el alumno, además 
de conocer los principios, fundamentos y utilidad clínica de las pruebas especiales de laboratorio clínico en 
patologías específicas, obtenga las habilidades necesarias para llevarlas a cabo de manera correcta, de tal 
manera que en su desempeño profesional pueda aplicarlas oportunamente, apoyando al diagnóstico de los 
pacientes. 
Asimismo, se adentra al estudiante en el proceso de control de calidad en el laboratorio, para que reconozca 
la importancia de realizar adecuadamente los procedimientos con la finalidad de ofrecer un diagnóstico más 
exacto y confiable. 
Para apoyar a las actividades del laboratorio se cuenta con el presente Manual de prácticas, que cumple 
adecuadamente con los requisitos que indica el Sistema de Gestión de Calidad Corporativo de la FESC, 
debido a que la enseñanza experimental en los laboratorios de la FESC está en proceso de certificación 
bajo la norma ISO-9001-2015. 
El presente manual consta de las siguientes prácticas: 
1. Control de calidad en el laboratorio clínico, donde se describe el procedimiento para realizar y 
analizar las cartas control, que se utilizan en el control de calidad interno de laboratorio; asimismo se 
conoce el principio para preparar un suero control, además de los cuidados necesarios en su 
preparación cuando se trate de un suero comercial. Además, se estudia cómo se ejecuta el control 
de calidad externo, a través de la obtención del porcentaje de error y de la puntuación del índice de 
varianza. 
2. Obtención de valores de referencia, en esta práctica se describen las características necesarias de 
la población y dos métodos para la obtención de valores de referencia. 
3. Espermatobioscopía directa, en esta práctica se detalla el estudio del líquido seminal, como prueba 
específica para iniciar la evaluación de la infertilidad masculina; también se da a conocer su 
importancia en el seguimiento post- vasectomía. 
4. Evaluación del líquido cefalorraquídeo, donde se describen los exámenes físico, químico y 
microscópico de esta muestra, además de resaltar la importancia de su estudio. 
5. Diferenciación de exudados y trasudados, que son derrames de líquido seroso, debido a causas 
mecánicas o inflamatorias; la importancia de diferenciar su origen se basa en la finalidad de apoyar 
a un adecuado tratamiento. 
Manual de prácticas de laboratorio de Análisis Bioquímicos Clínicos Especiales 
 
v 
 
6. Examen coprológico, se trata de un estudio de las heces con la finalidad de determinar si el paciente 
presenta alteraciones en el funcionamiento gastrointestinal. 
7. Equilibrio hidroelectrolítico y ácido-base, que se basa en seminarios impartidos por los estudiantes, 
quienes muestran el fundamento del flamómetro y del gasómetro, así como el análisis de casos 
clínicos relacionados con alteraciones electrolíticas. 
8. Electrolitos del metabolismo mineral, donde se estudia el fundamento de la determinación de los 
electrolitos relacionados con el metabolismo mineral, a través de métodos espectrofotométricos. 
9. Determinación de hormonas, la cual se trata de una práctica teórica donde, por medio de 
exposiciones que los alumnos realizan, se explican los fundamentos de los métodos para determinar 
hormonas; también se estudian casos clínicos de los perfiles hormonales más importantes. 
10. Cuantificación de gonadotropina coriónica humana, en la cual se analiza el método de inhibición de 
la hemaglutinación, a través del cual se cuantifica a esta hormona, que cobra importancia en el 
embarazo, aunque también es considerada como marcador tumoral. 
Por lo anteriormente descrito, este manual no solamente pretende ser una fuente de información que sirva 
de guía para la realización de la práctica, sino además una herramienta de trabajo durante las sesiones 
prácticas de este laboratorio. 
 
Manual de prácticas de laboratorio de Análisis Bioquímicos Clínicos Especiales 
 
vi 
 
 
 
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vii 
 
 
 
Manual de prácticas de laboratorio de Análisis Bioquímicos Clínicos Especiales 
 
 
1 
 
PRÁCTICA No 1. 
CONTROL DE CALIDAD EN EL LABORATORIO CLÍNICO” 
 
Luis A. Gordillo R. 
 
1.1 Introducción 
 
El Laboratorio Clínico es el establecimiento público, social y privado, legalmente establecido, 
independiente o ligado a otro establecimiento para la atención médica de pacientes hospitalarios o 
ambulatorios, que tenga como finalidad realizar análisis físicos, químicos o biológico de diversos 
componentes y productos del cuerpo humano, cuyos resultados coadyuvan en el estudio, prevención, 
diagnóstico, resolución y tratamiento de los problemas de salud (NOM-007-SSA3-2011). 
El laboratorio clínico debe garantizar que los resultados de estos análisis sean adecuados para el 
propósito que se aplican, para tal fin, se ejecutan procedimientos que monitorizan la calidad de los resultados 
y permiten aceptar o rechazar las corridas analíticas, de manera que se pueda afirmar el resultado de un 
paciente es confiable (Prada, et al, 2016). 
Debido a lo complejo que resulta mantener la calidad en el laboratorio clínico, los sistemas del control 
de calidad se han dividido en dos: el Control de Calidad Interno (CCI) y la evaluación externa de la calidad 
(EEC). En la NOM-007-SSA3-2011 está indicado que el laboratorio clínico debe ejecutar el CCI en todas las 
áreas de laboratorio, además de participar en al menos un programa de EEC. El CCI se divide en tres etapas: 
preanalítica, analítica y postanalítica, en cada una de ellas existen variables que pueden afectar el resultado 
del proceso que se realice (Tetrault, 2010). 
En la etapa analítica se utilizan las cartas control, también llamadas gráficas de Levey-Jennings, que 
permiten identificar de manera gráfica y estadística los errores cometidos dentro de esta etapa. Se utiliza 
una carta control por cada analito o tipo de análisis que se realiza en el laboratorio (Westgard, Barry, Hunt, 
1981; Tetrault, 2010; Westgard, 2013). 
Para elaborar estas cartas se utiliza un suero o material control, que puede ser comercial o preparado 
en el laboratorio. Este material debe emplearse durante 30 días en las condiciones cotidianas de trabajo, de 
manera que refleje adecuadamente lo que se realiza en la rutina. Los datos obtenidos se tratan 
estadísticamente para elaborar la carta control en la que se graficarán los resultados del suero control 
(Westgard, Barry, Hunt, 1981; Tetrault, 2010). 
Las cartas controlse evalúan aplicando las multirreglas Westgard, que son criterios que están 
basados en métodos estadísticos. La violación de estas reglas debe activar una revisión de los 
procedimientos de la determinación de la prueba, el estado actual de los reactivos y la calibración de los 
equipos, además del rechazo de los resultados obtenidos con las muestras de los pacientes en la 
determinación de la prueba realizada. Las causas que llevaron a la aparición del resultado deberán ser 
Manual de prácticas de laboratorio de Análisis Bioquímicos Clínicos Especiales 
 
2 
 
averiguadas para resolverlas y lograr nuevamente resultados confiables (Westgard, Barry, Hunt, 1981; 
Westgard, 2013). 
 
 
1.2 Actividades previas a la práctica 
- Definir los siguientes conceptos: calidad, control de calidad, sistema de gestión de calidad, control 
de calidad interno (CCI), programa de evaluación externa de la calidad (PEEC). 
- Indicar las diferencias que existen entre normatividad, certificación y acreditación. 
- Identificar las variables que pueden afectar al resultado en cada una de las etapas del CCI. 
- Investigar cuáles son los PEEC que hay en México. 
- Explicar, en un cuadro, las diferencias que existen entre una solución control, una solución blanco y 
una solución patrón. 
 
1.3 Objetivos 
- Conocer el procedimiento para preparar un suero control que se utilice en el área de Química Clínica. 
- Elaborar una carta control de algún analito del área de Química Clínica, utilizando un suero control 
comercial o preparado, según convenga, para poder identificar las variables que afectan al proceso 
realizado a través de su evaluación mediante el uso de las Multirreglas Westgard. 
- Evaluar la calidad entre los grupos de la asignatura, a través de las herramientas estadísticas 
utilizadas en los PEEC. 
 
1.4 Materiales, equipos y reactivos 
Material por equipo 
- 1 gradilla 
- 5 tubos de ensaye 
- 1 ligadura 
- papel para limpiar celdas (que no deje residuos) 
- torundas con alcohol (como mínimo, una por alumno) 
- 1 sistema al vacío (tubo tapón rojo, aguja) por alumno 
 
Material por grupo 
- espectrofotómetro 
- celdas para el espectrofotómetro 
- micropipeta (capacidad mínima 10 μL) 
- matraz Erlenmeyer de 50 mL 
- puntas para micropipeta 
- agitador vórtex 
- baño maría a 37º C 
 
 
Reactivos 
Podrá utilizarse cualquier reactivo de Química Clínica que esté disponible y en cantidad suficiente, se 
prefieren las determinaciones de glucosa, ácido úrico, colesterol y triglicéridos. 
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3 
 
 
1.5 Procedimiento experimental 
1.5.1 Obtención de la muestra biológica 
- Preparar el suero control comercial de acuerdo a las indicaciones del manual de uso (inserto). 
- Para la obtención de la muestra de sangre y separación del suero ver anexo A (solamente si se 
requiere preparar el suero control). 
 
1.5.2 Preparación del suero control en el laboratorio 
Principio. Los sueros control preparados por el propio laboratorio consisten en una mezcla de varios sueros 
remanentes del trabajo del día, pueden necesitarse diariamente sueros de pacientes sanos (control normal) 
o con resultados fuera de valores de referencia (control anormal). Los sueros se guardan y almacenan en 
botellas de plástico en el congelador a <20º C. Deben despreciarse las muestras de los sueros hemolizados, 
ictéricos, lipémicos y contaminados así como también los sueros de pacientes que se conozca o sospeche 
que tengan el virus de la hepatitis C (VHC) o el virus de la inmunodeficiencia humana (VIH). 
 
Técnica 
- Realizar una toma de muestra, con sistema al vacío y tubo de tapón rojo de 7 ml, a un integrante de 
cada equipo del grupo. 
- Obtener el suero y recolectarlo en un matraz Erlenmeyer de 50 mL y homogenizarlo suavemente en 
vórtex (sin formar burbujas). 
- Distribuir a cada integrante de los equipos una porción de la mezcla (aproximadamente 500 μL) para 
que realicen la determinación del analito elegido y se elabore la carta control. 
 
1.5.3 Elaboración de la carta control experimental (gráfico de Levey-Jennings) 
Indicaciones previas. Para realizar la carta control puede utilizarse cualquier analito de Química Clínica; para 
fines de enseñanza experimental, se prefieren aquellos cuya técnica sea colorimétrica de punto final 
(glucosa, ácido úrico, colesterol, triglicéridos) y que estén disponibles en el laboratorio en cantidad suficiente. 
Los reactivos deben utilizarse de acuerdo a las indicaciones del fabricante, siguiendo el manual de uso del 
reactivo (inserto), donde también se pueden consultar los fundamentos de la determinación y el significado 
clínico del analito en cuestión. Ver las recomendaciones del Anexo B. 
 
Técnica 
- Determinar al analito elegido, en el control preparado por el laboratorio o en el control comercial, 
según sea la muestra con la que se cuente, siguiendo las indicaciones del manual de uso de reactivo 
correspondiente. 
Manual de prácticas de laboratorio de Análisis Bioquímicos Clínicos Especiales 
 
4 
 
- Anotar los resultados en el pizarrón. Los profesores elegirán al menos 20 de estos datos para realizar 
los cálculos que se requieren para la elaboración de la carta control. Los demás resultados se 
graficarán en la carta obtenida. 
- Calcular el promedio de los resultados elegidos, posteriormente la desviación estándar y el 
coeficiente de variación de acuerdo a las siguientes fórmulas: 
 
 =
X1+X2+X3+X4…Xn
N
 
 
CV= S / 
 
Estos datos también pueden obtenerse utilizando una calculadora que cuente con aplicaciones de 
estadística o en el programa de Excel de Microsoft, según convenga. La forma de ingresar los datos y 
calcularlos dependerá de la herramienta en cuestión. 
NOTA: el CV puede expresarse en décimas (tal cual se obtiene con la fórmula indicada) o en 
porcentaje, para lo cual el resultado obtenido debe multiplicarse por 100. 
1.5.3.2.4 Calcular los rangos de la carta control, con el promedio y las desviaciones estándar obtenidas, de 
acuerdo a lo siguiente: 
±1S = ( - S) – ( + S) 
±2S = ( - 2S) – ( + 2S) 
±3S = ( - 3S) – ( + 3) 
Donde ( - S) es el límite inferior del rango y ( + S) es el límite superior del rango. Por ejemplo si queremos 
calcular el ±1S y se tiene un = 89 y una S = 12 
±1S = (89 – 12) – (89 + 12) = 77 – 101 
De esta misma manera se calculan los rangos ±2S y ±3S. 
Nota. El símbolo (–) no indica resta, sino el rango que se obtiene. 
 
- Graficar los límites obtenidos como se ilustra en la figura 1.1 (ver página 5). Al momento de graficar 
es necesario resaltar en color verde el ±1S pues este rango nos indica el límite aceptable, el ±2S se 
delimita de color amarillo porque es el límite de alerta y por último el ±3S de color rojo pues nos indica 
que es el límite de acción. 
- Graficar en la carta control los resultados que no se utilizaron en los cálculos o en su defecto, los que 
sean indicados por los profesores. 
 
 
 
 
Manual de prácticas de laboratorio de Análisis Bioquímicos Clínicos Especiales 
 
5 
 
Elaboración de la carta control teórica 
NOTA: esta carta únicamente se elaborará si se cuenta con el suero control comercial 
- Identificar en el manual de uso del suero control comercial utilizado, el rango aceptable del analito 
que se determinó, éste es el límite ±2S. Algunos insertos indican el promedio y la desviación 
estándar. 
- Calcular el promedio, a partir del límite ±2S; ejemplo: si el límite es 240 – 280, el promedio es 
260, es decir el valor medio de este límite. 
- Calcular la desviación estándar, a partir del límite ±2S; de acuerdo con el ejemplo anterior, se 
obtiene la diferencia entre el límite superior y el inferior (280 – 240 = 40), este valor se divide 
entre cuatro (40/4 = 10). El resultado es la desviación estándar (10). 
 
 
Carta control de ___analito___ Mes _______________ nivel del control __________Figura 1.1 Muestra de una carta control (Tomada del archivo del autor) 
 
- Calcular, utilizando el promedio y la desviación estándar teóricos, los límites ±1S y ±3S, además del 
coeficiente de variación. Es recomendable también calcular el límite ±4S. 
- Elaborar la carta control teórica con los límites teóricos calculados, para compararla con la carta 
control experimental e identificar el efecto del coeficiente de variación en cada una de ellas. 
- Analizar las diferencias observadas entre las cartas graficadas. 
 
 
Evaluación de la carta control mediante las Multirreglas Westgard 
- Evaluar las cartas control teórica y experimental mediante el diagrama lógico de aplicación de las 
multirreglas Westgard (figura 1.2). 
X
1DE
-1DE
2DE
-2DE
3DE
1 2 5 6
-3DE
3 4
Día del mes 
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6 
 
- Cuando una corrida está fuera de control, investigar el proceso y corregir el problema, en el siguiente 
orden. 
- Determinar el tipo de error que ocurre con base a la regla violada. Un error aleatorio es detectado 
usualmente por las reglas 1-3S o R-4S, mientras que un error sistemático es fácilmente indicado por 
las reglas 2-2S, 4-1S o 10X. 
- Consultar los manuales de procedimientos para identificar las variables que afectan al proceso para 
el tipo de error indicado por la regla de control que ha sido violada. 
- Inspeccionar el proceso de análisis e identificar las causas del problema. 
 
 
 
Figura 1.2 Diagrama lógico para la aplicación de la técnica de control multirreglas Westgard (Adaptado de 
Westgard, Barry, Hunt, 1981) 
 
 
Parámetros de la evaluación externa de la calidad 
- Calcular el promedio de los resultados de cada equipo, denominado “valor del laboratorio” 
- El valor consenso será el valor promedio del suero control, el cual está indicado por el fabricante. 
- Calcular el porcentaje de error para cada laboratorio, lo que reflejará la exactitud en su trabajo, para 
lo cual debe utilizarse la siguiente fórmula 
 
% 𝐸𝑟𝑟𝑜𝑟 =
𝑉𝑎𝑙𝑜𝑟 𝑑𝑒𝑙 𝑙𝑎𝑏𝑜𝑟𝑎𝑡𝑜𝑟𝑖𝑜 − 𝑣𝑎𝑙𝑜𝑟 𝑐𝑜𝑛𝑠𝑒𝑛𝑠𝑜
𝑣𝑎𝑙𝑜𝑟 𝑐𝑜𝑛𝑠𝑒𝑛𝑠𝑜
∗ 100 
 
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7 
 
El “valor del laboratorio” es el promedio de cada equipo, por lo tanto esta fórmula debe aplicarse con cada 
uno de estos datos, uno a la vez. 
 
- Calcular el porcentaje de puntuación del índice de varianza utilizando la siguiente fórmula 
 
𝑃𝐼𝑉 =
% 𝑒𝑟𝑟𝑜𝑟
𝐶𝑉𝑆
∗ 100 
Donde el porcentaje de error corresponde a un porcentaje aceptable que es característica del analito que 
será evaluado, los cuales dependen del método empleado en el análisis. 
- Analizar el resultado de cada laboratorio ficticio con base en lo indicado en la tabla 1.1 
 
Tabla 1.1 Intervalos de las puntuaciones de los índices de varianza 
PIV Color Calidad 
0 - 100 Verde Calidad satisfactoria 
101 – 200 Amarillo Calidad regular, susceptible a mejora 
201 – 300 Anaranjado Calidad insatisfactoria 
301 – 400 Rojo Mala calidad 
 
 
1.6 Disposición de residuos 
- Las agujas deben depositarse en el contenedor rígido de residuos peligrosos biológico-infecciosos 
(RPBI); su empaque se desecha a la basura municipal. 
- Las torundas, guantes, y los materiales de asepsia y aquellos que se utilicen para limpieza del área 
de trabajo deben desecharse en la basura municipal. 
- En caso de que algún material esté empapado de sangre, depositarlo en la bolsa roja de RPBI. 
- Los tubos que contengan mezclas reactivas sangre y muestra biológica se depositarán en los 
contenedores con cloro dispuestos por el laboratorista para cada fin. 
- Queda estrictamente prohibido tirar envolturas de alimentos o bebidas en el contenedor de basura 
municipal del laboratorio. Estas deberán depositarse en los botes ubicados fuera del laboratorio. 
 
 
1.7 Orientaciones para la elaboración del reporte 
En el cuaderno de prácticas debe elaborarse la carta control experimental y teórica; en cada una de estas 
se graficarán algunos de los resultados (al finalizar la sesión experimental el profesor responsable de la 
práctica indicará los datos a graficar). 
Para analizar las cartas control debe calcularse el coeficiente de variación, para conocer el efecto de la de 
la variabilidad de los datos; posteriormente, los puntos graficados deben evaluarse de acuerdo a las reglas 
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8 
 
Westgard; en caso de que se presente violaciones, indicar si se trató de un error personal o instrumental, 
aleatorio o sistemático; además de seguir el procedimiento para conocer las variables que ocasionaron el 
error. Es importante que se plantee una posible acción correctiva y una preventiva para evitar que vuelva a 
suceder la violación. 
Debe resaltarse la importancia de esta herramienta para el control de calidad interno del laboratorio clínico. 
 
1.8 Referencias 
- NOM-007-SSA3-2011, Para la organización y funcionamiento de los laboratorios clínicos. 
- Prada, E., Blazquez, R., Gutiérrez-Bassini, G., Morancho, J., Jou, J.M., Ramón, F., Ricós, C., Salas, 
A. (2016) Control interno de la calidad vs control externo de la calidad. Laboratorio clínico, 9:54-9 doi 
10.1016/j.labcli.2016.04.0003 
- Westgard, J, Barry, P, Hunt, M (1981) A multi-rule Shewart chart for quality control in clinical 
chemistry. Clin Chem 27(3):493-501 
- Westgard, J. (2013) Prácticas básicas de control de la calidad. Westgard QC Inc, USA 
 
Manual de prácticas de laboratorio de Análisis Bioquímicos Clínicos Especiales 
 
 
9 
 
PRÁCTICA No. 2 
OBTENCIÓN DE VALORES DE REFERENCIA 
 
Beatriz L. González M. 
Luis A. Gordillo R. 
2.1 Introducción 
Los valores de referencia son una herramienta esencial para la interpretación de los resultados de 
laboratorio; la NOM-007-SSA3-2011, en su numeral 4.8, indica que deben estar impresos en los informes 
de resultados, conforme a los métodos utilizados, el género y el grupo de edad al que corresponden. 
Actualmente, se define a los valores de referencia como el resultado analítico obtenido en un 
individuo de referencia, es decir, aquel rango que se obtiene por una observación o medición de un tipo 
particular de magnitud o de un individuo perteneciente a un grupo muestra de referencia; estos valores son 
dependientes de la genética, la raza, los estilos de vida y ambientales, y en ocasiones, hasta la edad; 
además, el método analítico utilizado y el equipo también pueden afectar (Boyd, 2010). 
Los valores de referencia son una guía de los que se podrían considerar pacientes normales, pero el 
hecho de encontrarse fuera de ellos no indica una enfermedad, simplemente que el valor obtenido no está 
dentro del 95% de la población con la que se calcularon. Debido a lo anterior, se dice que no es válido utilizar 
los valores de referencia reportados en los insertos de las casas comerciales, ya que fueron obtenidos, la 
mayoría de las veces, de poblaciones muy diferentes a las usuarias del laboratorio (Ozarda, 2016)). 
El panel de expertos de la Federación Internacional de Química Clínica (IFCC, por sus siglas en 
inglés) desarrolló en 1986, la llamada “teoría de los valores de referencia”, que describe los lineamientos 
para establecerlos, pero hasta la fecha el concepto no es bien comprendido, pues se manejan en forma 
indistinta los conceptos valores de referencia, límites de referencia y límites de decisión clínica (Boyd, 2010). 
Para la obtención de estos valores es necesario buscar una población lo más homogénea posible, 
respecto a las variables que los afectan, y clínicamente sana, establecer los criterios de inclusión y exclusión 
de los individuos, el procedimiento de recolección idóneo de la muestra, el sitio de punción más 
recomendable, las condiciones de almacenamiento y transporte de muestras y el método de análisis óptimo 
de acuerdoa los parámetros del control de calidad (Sikaris, 2014). 
La determinación de valores de referencia implica: obtener datos, ordenarlos, procesarlos 
estadísticamente y obtener conclusiones. Cuando la distribución es simétrica (el 95% de los pacientes es 
aparentemente sana), se emplea estadística paramétrica; si se trata de distribución asimétrica se usa la 
descriptiva, abarcando el percentil 2.5 al 97.5 (Boyd, 2010; Theodorsson, 2015). 
La importancia de la obtención de los valores de referencia no solo radica en hacer una comparación 
adecuada de los resultados del paciente con respecto a la población en la que se ubica, sino que además 
se cumple con la normatividad oficial en México (NOM-007-SSA3-2011) que indica que el informe de 
resultados debe incluir los valores de referencia de cada analito que se determine en el laboratorio. 
Manual de prácticas de laboratorio de Análisis Bioquímicos Clínicos Especiales 
 
10 
 
 
2.2 Actividades previas a la práctica 
- Definir los siguientes conceptos: límites de referencia, límites de decisión clínica, límites de corte; métodos 
estadísticos paramétricos y no paramétricos; normalidad estadística. 
- Explicar cómo afectan las diversas variables (relacionadas con el paciente, el equipo y método a utilizar) 
en la obtención de valores de referencia. 
 
2.3 Objetivos 
- Conocer el procedimiento correspondiente para realizar la obtención de valores de referencia en una 
población homogénea. 
- Obtener los valores de referencia en una población de estudiantes (grupo de Análisis Bioquímicos Clínicos 
Especiales) de algún analito de Química Clínica, según convenga, mediante el método ±2S y el método 
de percentiles, para comparar los resultados obtenidos y determinar cuál es el más adecuado de 
acuerdo a la población estudiada. 
 
2.4 Materiales, equipos y reactivos 
 
Material por equipo 
- 1 gradilla 
- 5 tubos de ensaye 
- 1 ligadura 
- papel para limpiar celdas (que no deje residuos) 
- torundas con alcohol (como mínimo una por alumno) 
- 1 sistema al vacío (tubo tapón rojo de 4 ml, aguja) por alumno 
 
Material por grupo 
- espectrofotómetro 
- celdas para el espectrofotómetro 
- micropipeta (capacidad mínima 10 μL) 
 
- puntas para micropipeta 
- agitador vórtex 
- baño maría a 37º C 
Reactivos 
Podrá utilizarse cualquier reactivo de Química Clínica que esté disponible y en cantidad suficiente, se 
prefieren las determinaciones de glucosa, ácido úrico, colesterol y triglicéridos. 
 
2.5 Procedimiento experimental 
2.5.1 Obtención del material biológico 
Para la obtención de la muestra y separación del suero ver Anexo A. 
Nota. Cada alumno procesará la muestra que obtuvo. 
 
Manual de prácticas de laboratorio de Análisis Bioquímicos Clínicos Especiales 
 
11 
 
2.5.2 Indicaciones previas. Para calcular los valores de referencia en la población estudiada y para fines 
de enseñanza experimental, se prefieren determinar aquellos analitos cuya técnica sea colorimétrica de 
punto final (glucosa, ácido úrico, colesterol, triglicéridos) y que estén disponibles en el laboratorio en 
cantidad suficiente. Por lo tanto, deben verificarse las condiciones de ayuno e interferencia con fármacos, 
de modo que los pacientes cumplan con estas condiciones, así como identificar si es conveniente 
considerar criterios de partición. Los reactivos deben utilizarse de acuerdo a las indicaciones del 
fabricante, siguiendo el manual de uso del reactivo (inserto), donde también se pueden consultar los 
fundamentos de la determinación y el significado clínico del analito en cuestión. Ver las recomendaciones 
del Anexo B. 
Los datos que se obtengan deben compartirse con todos los integrantes del grupo; en ocasiones es 
conveniente considerar los resultados de los demás grupos con la finalidad de que la n sea más grande. 
 
2.5.3 Selección de la población de referencia 
- La población de referencia se define como el conjunto de individuos seleccionados con la finalidad 
de obtener valores de referencia, para seleccionarlos es necesario definir adecuadamente los 
criterios de inclusión y exclusión con la finalidad de que se reduzca la variabilidad biológica. 
Asimismo es importante definir la necesidad de establecer los criterios de participación, en caso de 
que sea necesario establecer subgrupos (ver tabla 1). 
Criterios de inclusión Criterios de exclusión Criterios de 
partición 
Ser clínicamente sanos 
Vivir en una zona geográfica 
delimitada 
Pertenecer a la misma raza o 
etnia 
Seguir las indicaciones de ayuno 
Condiciones patológicas o intervención médica 
reciente 
Uso de drogas o fármacos 
Factores de riesgo 
Edad 
Género 
Estado fisiológico 
 
 
- Además de lo anterior, deben considerarse las características de la muestra; es necesario darle a 
la población de referencia las indicaciones previas de ayuno o dieta, restricción de fármacos, entre 
otras. Una vez obtenida la muestra debe manipularse de manera que no se hemolice. Lo anterior 
con la finalidad de obtener una muestra de calidad analítica. 
- Por otro lado, el procedimiento a realizar debe ser ejecutarse correctamente, de modo que cumpla 
con el control de calidad previamente establecido. 
 
2.5.4 Tratamiento de valores aberrantes 
Con el fin de eliminar valores que no pertenezcan a la serie de datos obtenidos es conveniente evaluar a los 
valores de los extremos, para lo cual se utiliza la prueba de Dixon-Reed. 
Manual de prácticas de laboratorio de Análisis Bioquímicos Clínicos Especiales 
 
12 
 
 
Procedimiento 
- Ordenar los resultados del analito determinado en forma ascendente. 
- Evaluar el primero y el último valor por la fórmula de Dixon-Reed, para determinar estadísticamente 
que pertenecen a la serie de datos: 
D ≤ R/3, 
donde D es la diferencia del valor evaluado menos el valor inmediato (considerándose el valor absoluto) y R 
es la diferencia entre el último y el primer valor. 
- Eliminar el valor evaluado en caso de que no se cumpla la fórmula de Dixon. 
 
2.5.5 Descripción de la muestra de referencia 
La muestra de referencia es un subconjunto de la población de referencia. Es importante verificar que la 
distribución de los datos obtenidos en esta población sea gaussiana, pues el cálculo de valores de 
referencia paramétricos exige este tipo de distribución, en caso contrario deberá optarse por transformar 
los datos para obligarlos a cumplir con la distribución de Gauss o proceder a calcular intervalos de 
referencia no paramétricos. 
 
Procedimiento 
- Una forma sencilla de identificar si la muestra de referencia tiene una distribución gaussiana es 
demostrar que el promedio, la mediana y la moda corresponden al mismo dato. 
- También es posible graficar los datos mediante un histograma, para lo cual se recomienda utilizar 
la siguiente fórmula, con la finalidad de definir el tamaño del intervalo 
 
𝑎𝑚𝑝𝑙𝑖𝑡𝑢𝑑 =
𝑥 𝑚á𝑥𝑖𝑚𝑜 − 𝑥 𝑚í𝑛𝑖𝑚𝑜
1 + (3.321 ∗ 𝑙𝑜𝑔 𝑛)
 
 
Donde x máximo es el límite superior de los datos, x mínimo es el límite inferior y n es el número de datos. 
Considerando este dato es posible graficar el histograma de frecuencias y determinar gráficamente si los 
datos tienen una distribución gaussiana. 
 
- Existen pruebas estadísticas que permiten definir la gaussianidad de los datos, la IFCC recomienda 
determinar los coeficientes de sesgo y de curtosis (test de coeficientes). 
 
 
 
 
 
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13 
 
Coeficiente de sesgo basado en el coeficiente de Person 
 
donde X es el promedio, Md es la mediana y S es la desviación estándar. El coeficiente de Pearson varía 
entre -3 y 3, de modo que: 
o Si As < 0 la distribución será simétrica negativa 
o Si As = 0 la distribución será simétrica (gaussiana) 
o Si As > 0 la distribución será simétrica positiva 
 
Coeficiente de curtosis basado en la medida de Fischer 
 
 
Donde Xi escada uno de los valores, X es la media aritmética, n es el número de datos y 4 es el cúadruplo 
de la desviación estándar poblacional. La medida de Fischer se interpreta de acuerdo con lo siguiente. 
o Si α < 3 la distribución es platicúrtica 
o Si α = 3 la distribución es normal o mesocúrtica 
o Si α > 3 la distribución es leptocúrtica 
NOTA: El resultado del coeficiente de curtosis que da Excel es una medida semejante a α, a este valor debe 
sumarse 3 para que se obtenga la medida de Fischer. 
 
2.5.6 Cálculo de valores de referencia: método 2S 
El método 2S está basado en estadística paramétrica, de modo que la población debe cumplir la condición 
de que tenga una distribución gaussiana. 
Procedimiento 
- Una vez que se ha demostrado que los datos cumplen con una distribución gaussiana, obtener el 
promedio y la desviación estándar. 
- Calcular el rango ±2S, como se obtiene para las cartas control. Este intervalo es el valor de referencia. 
- Es conveniente calcular el coeficiente de variación, que junto con las pruebas de gaussianidad 
permitirán fundamentar si el método es adecuado o no para calcular los valores de referencia en la 
población. 
 
 
 
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14 
 
2.5.7 Cálculo de valores de referencia: método de percentiles 2.5 y 97.5 
El método de percentiles 2.5 y 97.5 está basado en estadística no paramétrica, de modo que es el método 
de elección cuando la distribución no es gaussiana. 
Procedimiento 
- Calcular ((n+1) x 0.025), donde n es el número total de datos. Expresar el resultado sin décimas. 
- Eliminar, al principio y final de la serie, el número obtenido de datos. 
- Los resultados de los extremos son los valores de referencia para esa población. 
 
NOTA: con fines de enseñanza experimental, los valores de referencia deben calcular por ambos métodos, 
sin embargo deben considerarse los resultados de los test de coeficientes en el análisis de los resultados. 
 
2.6 Disposición de residuos 
- Las agujas deben depositarse en el contenedor rígido de residuos peligrosos biológico-infecciosos 
(RPBI); su empaque se desecha a la basura municipal. 
- Las torundas, los guantes, y los materiales de asepsia y aquellos que se utilicen para limpieza del 
área de trabajo deben desecharse en la basura municipal. 
- En caso de que algún material esté empapado de sangre, depositarlo en la bolsa roja de RPBI. 
- Los tubos que contengan mezclas reactivas, sangre y muestra biológica se depositarán en los 
contenedores con cloro dispuestos por el laboratorista para cada fin. 
- Queda estrictamente prohibido tirar envolturas de alimentos o bebidas en el contenedor de basura 
municipal del laboratorio. Estas deberán depositarse en los botes ubicados fuera del laboratorio. 
 
2.7 Orientaciones para la elaboración del reporte 
En el cuaderno de prácticas se realizarán los cálculos pertinentes para obtener los valores de 
referencia con los métodos ±2S y percentiles. 
Considerar cuál de los dos métodos es el más apropiado para obtener los valores de referencia en la 
población utilizada, explicando si se presentaron variables preanalíticas, analíticas y postanalíticas que 
pudieran afectar el proceso. 
Comparar los valores obtenidos con algunos teóricos, indicando la referencia consultada, verificando 
si existe alguna diferencia significativa entre ellos, apoyándose en alguna prueba estadística. 
 
2.8 Referencias 
- NOM-007-SSA3-2011, Para la organización y funcionamiento de los laboratorios clínicos. 
- Boyd, J. (2010) Defining laboratory reference values and decision limits: populations, intervals, and 
interpretations. Asian J Androl 12:83 – 90 
- Ozarda, Y. (2016) Reference intervals: current status, recent developments and future 
considerations. Biochemia Medica 26(1):5 -16 doi: 10.11613/BM.2016.001 
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15 
 
- Sikaris, K. (2014) Physiology and its importance for reference intervals. Clin Biochem Rev 35(1):3 – 
14 
- Thedorsson, E. (2015) Resampling methods in Microsoft Excel for estimating reference intervals. 
Biochemia Medica 25(3):311 – 319 doi: 10.11613/BM.2015.031 
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16 
 
PRÁCTICA No 3. 
“ESPERMATOBIOSCOPÍA DIRECTA” 
 
Beatriz L. González M. 
3.1 Introducción 
 
El semen es una combinación de espermatozoides suspendidos en las secreciones del testículo y 
epidídimo, y las secreciones de la próstata, vesículas seminales y las glándulas bulbouretrales que se 
mezclan con aquella en el momento de la eyaculación. El producto final es un líquido viscoso denominado 
eyaculado (WHO, 2010). 
El estudio del líquido seminal, conocido como espermatobioscopía, espermiograma o 
espermatograma, es el examen diagnóstico más importante y sencillo para iniciar el estudio de la fertilidad 
masculina, es de bajo costo y permite realizar una primera impresión diagnóstica y evaluar los logros de los 
tratamientos médicos y quirúrgicos que se llevan a cabo durante el tratamiento. La espermatobioscopía 
también tiene aplicaciones en problemas legales, como en los casos de violación, y para verificar la eficacia 
de la vasectomía (Omu, 2013; Wang, et al, 2014). 
Existen dos tipos de espermatobioscopía: la directa para la cual se obtiene la muestra por 
masturbación evitando el uso de condón o lubricantes, y la indirecta, también llamada prueba de Sims-
Huhner, cuya muestra es el fluido que se obtiene después de que la pareja mantuvo coito a término. Esta 
última prueba permite evaluar la compatibilidad del líquido seminal con el moco cervical, debido a que 
solamente se evalúa la capacidad del espermatozoide para moverse en la secreción vaginal (WHO, 2010). 
La espermatobioscopía directa se realiza dividiéndola en dos tipos de examen: macroscópico, en el 
que se evalúan el volumen, el pH, licuefacción, viscosidad, olor, color y el examen microscópico, donde se 
determina el número de espermatozoides, motilidad, morfología y vitalidad (WHO, 2010; Omu, 2013; Auger, 
et al 2015; Agarwal, et al, 2016). 
Debe considerarse que las muestras fluctúan en un rango que varía en función de diferencias 
individuales, del tiempo de abstinencia y de detalles finos en la recolección, así como del intervalo 
transcurrido entre la obtención y el procesamiento de la muestra; por lo tanto, estos factores pueden hacer 
variar los resultados. En consecuencia, nunca se deberá establecer un diagnóstico con la evaluación de una 
sola muestra, por lo que se recomienda analizar dos muestras de semen en un lapso no menor y no mayor 
a tres meses para establecer un diagnóstico certero, (WHO, 2010). 
Para que una espermatobioscopia sea interpretada correctamente por el médico es necesario 
indicarle al paciente una información clara y completa acerca de la recolección y manipulación de la muestra 
hasta su entrega al laboratorio; también es fundamental que la muestra sea analizada garantizando un 
procesamiento correcto, por lo cual se recomienda realizar estos exámenes en un laboratorio de andrología 
(WHO, 2010; Esteves, 2016). 
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17 
 
 
3.2 Actividades previas a la práctica 
- Definir los siguientes conceptos: astenozoospermia, poliespermia, oligospermia, teratozoospermia, 
hiperespermia, aneyaculación, eyaculación retrógrada, hematospermia. 
- Explicar cómo se obtiene el factor para calcular el número de espermatozoides/mL 
- Investigar los fundamentos del análisis apoyado por computadora para la evaluación de la 
motilidad, la estimación de la concentración y de la morfometría del semen. 
- Indicar en un cuadro comparativo las diferencias entre la cámara Makler y la de Neubauer. 
- Investigar el fundamento de las tinciones de Shorr y Diff-Quick. 
- Investigar en que consiste la técnica deevaluación de la morfología de los organelos de los 
espermatozoides mótiles (MSOME). 
 
3.3 Objetivos 
- Conocer la importancia que tienen las indicaciones que se le dan al paciente para realizar la 
recolección y el manejo de la muestra para observar el efecto que tienen en los resultados de 
espermatobioscopía. 
- Conocer las pruebas que se realizan al semen mediante la realización de una espermatobioscopía 
directa para poder apoyar a un diagnóstico adecuado. 
 
3.4 Materiales, equipos y reactivos 
Material por equipo 
-1 gradilla 
-1 aplicador de madera 
-1 hemocitómetro con pipeta de leucocitos 
-1 microscopio 
-1 tiras de papel pH 
-2 tubos de ensaye 12x75 
-1 pipeta graduada 
 
Reactivos 
- Tren de tinción de Papanicolau -Reactivo de Dacie (formol 1%, citrato de sodio 3%) 
- Colorante de Wright y buffer de fosfatos (en caso de que no se cuente con el tren de tinción de Papanicolau 
 
3.5 Procedimiento experimental 
Instrucciones para la recolección de la muestra de semen 
- Abstenerse de tener relaciones sexuales y masturbación por un periodo de entre 2 a 7 días. 
- Obtener la muestra vía masturbación sin usar lubricante ni condones de látex ya que pueden 
contener espermicidas. 
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18 
 
- Recolectar la muestra en un contenedor de plástico limpio, estéril y de boca ancha. Es importante 
que se recoja la totalidad del eyaculado. En caso contrario, la muestra debe marcarse “recolección 
incompleta” e indicar cuál fue la fracción no recolectada. 
- A la brevedad o dentro de la primera media hora de recolección de la muestra, llevar el recipiente al 
laboratorio manteniéndolo en un bolsillo que esté cerca del cuerpo, para mantener la temperatura de 
la muestra. 
- Etiquetar el espécimen con: nombre, fecha y hora de recolección. 
 
3.5.2 Aspecto y color 
Significado clínico. El aspecto del líquido seminal es opalescente, el color es grisáceo. La muestra de semen 
debe ser examinada inmediatamente después de su licuefacción o dentro de los 60 minutos, por simple 
observación a temperatura ambiente. Un aumento o disminución de la turbidez en el aspecto del semen 
carecen de importancia clínica excepto cuando es causado por una leucocitosis en procesos inflamatorios. 
Puede parecer menos opaca cuando la concentración de espermatozoides es muy baja, marrón cuando 
contiene eritrocitos, o amarillenta en el caso de un paciente con ictericia o que consume algunas vitaminas. 
 
Técnica 
- Observar la muestra después de la licuefacción, mezclándola suavemente. 
 
3.5.3 Licuefacción 
Significado clínico. La licuefacción total de la muestra a temperatura ambiente se realiza de 15-60 minutos. 
El semen se eyacula líquido, pero al poco tiempo se forma un coágulo, que se rompe entre 10 y 20 minutos 
debido a la acción de enzimas proteolíticas, como la fibrinolisina, posteriormente vuelve a transformarse en 
un líquido viscoso. En algunos casos, la licuefacción no es completa a los 60 minutos, lo que puede provocar 
una inmovilización completa o parcial de los espermatozoides, inhibiendo su movimiento a través del cérvix 
del útero. El retraso de la licuefacción por más de 2 horas sugiere una inflamación de glándulas sexuales 
accesorias o defectos de enzimas de los productos de secreción de las glándulas. El semen con licuefacción 
normal puede contener pequeños gránulos que no licúan, lo que parece no tener significancia clínica. La 
presencia de cadenas de moco puede interferir con el análisis. 
 
Técnica 
- Mezclar cuidadosamente la muestra en el recipiente original, evitando agitarla vigorosamente. 
- Observar que la muestra se licúe dentro del periodo de tiempo mencionado. Es posible que se 
observen grumos e hilos. No debe mezclarse continuamente pues se puede acelerar la licuefacción. 
 
 
 
Manual de prácticas de laboratorio de Análisis Bioquímicos Clínicos Especiales 
 
19 
 
3.5.4 Volumen 
Significado clínico. El volumen normal del eyaculado es de 1.2 a 7.6 mL; el cual se genera principalmente 
por las vesículas seminales y la glándula prostática, con una pequeña cantidad de las glándulas 
bulbouretrales y el epidídimo. Los aumentos de volumen se relacionan a procesos infecciosos-inflamatorios 
de los órganos accesorios; la disminución es característica de obstrucción del conducto eyaculatorio o 
ausencia congénita del conducto deferente. Asimismo, debe considerarse la pérdida de eyaculado durante 
la recolección, la eyaculación parcial retrógrada o la deficiencia de andrógenos. Los volúmenes reducidos 
pueden ocasionar una escasa penetración en el moco cervical por parte de los espermatozoides. 
 
Técnica 
- Medir el volumen del eyaculado usando una pipeta de vidrio después de que la muestra esté 
totalmente licuada. 
 
3.5.5 Viscosidad 
Significado clínico. Se dice que una muestra tiene una buena viscosidad cuando la licuefacción es adecuada. 
La viscosidad (a menudo denominada “consistencia”) puede interferir con la determinación de la motilidad y 
la concentración de espermatozoides y con las pruebas para la detección de anticuerpos unidos a la 
superficie de los espermatozoides. También una viscosidad elevada ha demostrado una invasión excesiva 
del moco cervical en estudios realizados después del coito. 
 
Técnica. 
- Aspirar la muestra en una pipeta de 5 mL y permitir la libre caída de las gotas. Observar la longitud del 
filamento formado. En una muestra normal se observan gotas pequeñas y bien definidas. 
- Como método alternativo, la muestra puede ser evaluada introduciendo una varilla de vidrio o un aplicador 
de madera. La longitud del filamento que se forma no debe exceder los 2 cm de longitud. 
 
3.5.6 pH 
Significado clínico. El pH del líquido seminal es de 7.2 - 8.0. El pH es un reflejo del balance entre el pH de 
las diferentes glándulas accesorias, principalmente de la secreción de vesículas seminales (alcalinas) y 
prostática (ácida). Debe determinarse entre 30 minutos y 1 hora después de la eyaculación, pues la pérdida 
de CO2 puede afectar el pH. Cuando el pH de una muestra es <7.0 y además presenta azoospermia e 
hipospermia, se debe sospechar de una obstrucción de las vías eyaculatorias o ausencia bilateral congénita 
de los vasos deferentes. A valores de pH ácido se produce mortalidad de los espermatozoides (el pH de la 
vagina actúa como espermaticida biológico). Cuando existe un pH ácido y un volumen menor a 2 mL se 
debe sospechar de una agenesia de vesículas seminales y esta se debe comprobar con una titulación de 
fructuosa de semen. Los valores de pH en ciertas regiones geográficas son generalmente iguales o 
Manual de prácticas de laboratorio de Análisis Bioquímicos Clínicos Especiales 
 
20 
 
superiores a 8.0 comparados con valores de 7.2 a 8.0 de otras regiones. Procesos inflamatorios e 
infecciones crónicas pueden estar relacionados con alteraciones en el pH. 
 
Técnica 
- El pH debe medirse dentro de la primera hora posterior a la eyaculación. 
- Distribuir una gota de semen sobre la tira de papel pH. 
- Al cabo de 30 segundos el color de la zona impregnada debe ser uniforme; comparar con la escala 
de colores de la caja para determinar el pH de la muestra. 
 
3.5.7 Agregación y aglutinación 
NOTA: Esta prueba y la de motilidad son subjetivas, por lo que deben realizarse por duplicado por dos 
analistas diferentes y comparar sus resultados. En caso de discordancia es necesaria la participación de un 
tercer analista. 
 
Fundamento. La observación en fresco, bajo el microscopio óptico, de una muestra de semen permite 
evaluar la agregación o aglutinación, la presencia de células redondas (diferentes a los espermatozoides, 
tales como células epiteliales, leucocitos, células germinales inmaduras), la evaluación de la motilidad; 
asimismo permitirá determinar la dilución requerida para el recuento. Es recomendable realizar la 
observación en dospreparaciones diferentes. 
 
Significado clínico. La adherencia de espermatozoides inmóviles a otros o de espermatozoides móviles a 
cadenas de moco, células no espermáticas o detritos celulares es considerada como agregación inespecífica 
y debe ser reportada. La aglutinación específica se refiere a espermatozoides con movilidad limitada 
pegados a otros, cabeza a cabeza, cola a cola o cabeza a cola. No obstante la aglutinación es evidencia 
insuficiente para deducir causas inmunológicas de la infertilidad, aunque sugiere determinar la presencia de 
anticuerpos anti-espermatozoides. La aglutinación severa puede afectar la evaluación de la motilidad y de 
la concentración. 
 
Técnica 
- Colocar una gota de semen licuado sobre un portaobjetos limpio y seco. 
- Cubrir con un cubreobjetos y montar en el microscopio. 
- Enfocar la preparación a 10X y observarla a 40X por lo menos 10 campos. 
- Evaluar el grado de aglutinación con base en los grados indicados a continuación 
 Grado 1, aislado: < 10 espermatozoides por aglutinado, la mayoría están libres 
 Grado 2, moderado: 10 a 50 espermatozoides por aglutinado, se observan espermatozoides libres 
 Grado 3, grande: aglutinados de más de 50 espermatozoides, pocos permanecen libres 
Manual de prácticas de laboratorio de Análisis Bioquímicos Clínicos Especiales 
 
21 
 
 Grado 4, grueso: todos los espermatozoides están aglutinados, y estos están interconectados. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 3.1 Grados de aglutinación 
 
3.5.8 Motilidad 
Significado clínico. La motilidad progresiva debe ser mayor al 32% de los espermatozoides con motilidad; la 
motilidad progresiva y no progresiva (anteriormente conocida como movilidad) debe ser mayor al 40%. Si 
no se cumplen estos criterios la muestra seminal se califica con diagnóstico de astenozoospermia. El 
espermatozoide tiene una estructura flagelar que permite su desplazamiento en el líquido seminal, en la 
cavidad vaginal, útero y trompas uterinas. En la evaluación de la capacidad reproductiva o fértil del 
espermatozoide, la motilidad es un criterio determinante para su normalidad. La motilidad está disminuida 
por infecciones de transmisión sexual, por el varicocele testicular, el frío, muchos días de abstinencia, 
afectaciones mitocondriales de origen congénito o adquirido, sustancias adictivas como el cigarrillo y el 
alcohol. Es una alteración frecuente en varones con infertilidad. Su tratamiento depende de la causa. En 
caso de infecciones (especialmente por Chlamydia) se utilizan antibióticos, cuando hay aumento de la 
 Grados 
 1 2 3 4 
Cabeza – 
cabeza 
 
 
 
 
 
 
Flagelo – 
flagelo 
 
 
 
 
 
 
 
Mezclado 
 
 
 
 
Cabeza - 
flagelo 
 
 
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22 
 
viscosidad del semen se utilizan los mucolíticos, y si hay sospechas de la deficiencia en la cadena 
respiratoria mitocondrial se utilizan vitaminas, aminoácidos, antioxidantes. 
 
Técnica 
- Utilizar la preparación en fresco indicada en el procedimiento de aglutinación y agregación. 
- Evaluar el porcentaje aproximado de la motilidad de acuerdo a las categorías de la OMS: 
Motilidad progresiva (PR, progressive motility): los espermatozoides se mueven activamente, 
sea en forma lineal o en círculos 
Motilidad no progresiva (NP, non-progressive motility): cualquier patrón de movimientos con 
ausencia de progresión 
Inmóvil (IM, immotility): ningún tipo de movimiento 
 
3.5.9 Vitalidad 
Fundamento. El porcentaje de espermatozoides vivos se puede evaluar identificando aquellas células con 
la membrana intacta, mediante exclusión de colorante o por choque hipoosmótico, este último se basa en el 
hecho de que solamente las membranas intactas se hincharán en soluciones hipotónicas. La vitalidad debe 
evaluarse lo más pronto posible, preferiblemente a los 30 minutos después de la emisión, de manera que se 
eviten cambios en la vitalidad por efecto de la disminución de la temperatura. 
 
Significado clínico. El porcentaje de células viables normalmente debe exceder el número de células mótiles, 
siendo el valor de referencia mayor a 58%. La vitalidad se estima para evaluar la integridad de la membrana 
celular, su evaluación es muy importante cuando los espermatozoides presentan una motilidad progresiva 
menor al 40%. 
 
Técnica del choque hipoosmótico 
- Colocar 1 ml de solución hipoosmótica (citrato de sodio + fructosa) a 37º C durante 5 minutos. 
- Agregar 100 μl de la muestra de semen a la solución y mezclar por pipeteo suave. 
- Incubar a 37º C durante 30 minutos. Entonces transferir una alícuota a un portaobjetos y cubrirla con 
un cubreobjetos. 
- Contar 200 espermatozoides, indicando el número de células hinchadas (vivas) y el número de 
células no hinchadas (muertas). Las células hinchadas se identifican por cambios en la forma de las 
células (ver figura 3.2). 
- Calcular el porcentaje de células vivas. 
 
 
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23 
 
 
 Figura 3.2 Representación esquemática de cambios morfológicos en espermatozoides sujetos a estrés hipo-
osmótico. (a) representa a un espermatozoide muerto, (b-g) indica cualquier tipo de hinchazón que puedan observarse 
en los espermatozoides. 
 
Técnica de la exclusión del colorante eosina-nigrosina 
- Colocar en un portaobjetos 15 μl de colorante eosina-nigrosina. 
- Agregar al colorante 15 μl de la muestra de semen y mezclar por pipeteo suave. 
- Esperar 30 segundos e inmediatamente extender con ayuda de un portaobjetos. 
- Realizar un conteo de 200 espermatozoides, señalando el número de células teñidas (muertas) y de 
células no teñidas (vivas) (ver figura 3.3). 
- Calcular el porcentaje de células vivas. 
 
 
 
Figura 3.3 Tinción de nigrosina-eosina. Los espermatozoides vivos no están teñidos, los 
espermatozoides muertos se ven de color rojo 
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3.5.10 Recuento de espermatozoides: método de la cámara de Neubauer 
Fundamento. El líquido de Dacie está compuesto por formol al 1%, que es un espermicida y citrato de sodio 
al 3%, que funciona como anticoagulante, este líquido se utiliza para mantener inmóviles a los 
espermatozoides y evitar la coagulación de la muestra dentro de la cámara de Neubauer, lo que facilita su 
conteo. 
 
Significado clínico. El valor de referencia es > 15 millones/mL o > 39 millones como número total de 
espermatozoides en la muestra. Cuando la cantidad de espermatozoides es inferior a estos valores se 
denomina oligozoospermia; cuando no hay ningún espermatozoide se denomina azoospermia. En estos 
casos, el problema puede ser secretor, es decir, no hay o hay pocos espermatozoides por daño en el 
testículo causado por inflamaciones, infecciones, varicocele y otras causas, o excretor, es decir, se producen 
espermatozoides pero existe una obstrucción de la vía de transporte de espermatozoides desde los 
testículos a la uretra prostática. 
Las oligozoospermias o azoospermias pueden ser de origen congénito o adquirido. Es importante determinar 
en suero el valor de FSH, la cual está relacionada con el número de espermatogonias. Cuando FSH está 
alta, el daño de la espermatogénesis es importante y su pronóstico es reservado; cuando FSH es baja es 
posible estimular la espermatogénesis y se espera un resultado favorable. Si FSH está en valores normales 
y hay azoospermia, hay que sospechar de un proceso obstructivo. 
 
Técnica 
NOTA: En la evaluación de la muestra en fresco debe observarse la densidad espermática; en caso de que 
se observe una gran cantidad de espermatozoides por campo, es recomendable aumentar la 
dilución recomendada en esta técnica o contar una quinta parte de la cuadrícula central. 
- Después de la licuefacción delsemen, se realiza una dilución 1:20 con líquido de Dacie, sea con 
ayuda de micropipetas o con la pipeta de Thoma para leucocitos. 
- Homogenizar la dilución y proceder al llenado de la cámara de Neubauer. 
- Se cuentan 2 cuadros primarios opuestos (aquellos que se utilizan para el conteo de leucocitos, ver 
en la figura 3.4 los cuadros marcados con la letra “L”). El conteo se hace por duplicado y se obtiene 
el promedio de los conteos. 
- Reportar el número de espermatozoides/mL y el número total de espermatozoides en el eyaculado 
de acuedo a las siguientes fórmulas: 
Número (no) de espermatozoides (esp)/mL = no de esp X 100000 
no total de esp en el eyaculado = no de esp/mL X volumen total de la muestra 
 
 
 
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Figura 3.4 Posición de los cuadros primarios para el conteo de 
espermatozoides en la cámara de Neubauer (Adaptado de 
OMS, 2001) 
 
 
 
 
 
3.5.11 Morfología 
La morfología de los espermatozoides puede observarse en una extensión (frotis) sobre un portaobjetos si 
se tiñen con alguna técnica apropiada. En los laboratorios de andrología se utiliza la tinción de Papanicolau 
para realizar esta observación, además de que es la técnica que la OMS recomienda. Existen otros métodos 
de tinción, tales como la tinción de Shorr, la de Diff-Quick y otros derivados de la tinción de Romanowsky, 
sin embargo pueden presentar una tinción de fondo y no tener la misma calidad que la tinción de 
Papanicolau. 
 
3.5.11.1 Fundamentos 
Fundamento de la tinción de Papanicolau. La tinción de Papanicolau es un método de tinción policrómico; 
está compuesto por hematoxilina de Harris (que tiene afinidad por la cromatina, tiñendo el núcleo), EA-50 
(colorante integrado por eosina Y, café Bismarck, verde luz; tiñe el citoplasma de células metabólicamente 
activas y al flagelo) y el naranja G (OG-6, el 6 indica la concentración de ácido fosfotúngstico utilizado para 
acidificar durante su disolución; tiene afinidad por la queratina, penetra rápidamente al citoplasma). Los 
pasos de tinción están entremezclados con soluciones que hidratan, deshidratan y enjuagan las células con 
la finalidad de asegurar la tinción; finalizando con un paso de aclaramiento con xilol que produce 
transparencia celular. El paso final de montaje permite proteger la muestra contra el secado y la oxidación 
(puede omitirse si la muestra no se guardará para observaciones posteriores). 
 
Significado clínico. El porcentaje de formas normales va de 3 a 48%. Las infecciones de transmisión 
sexual, el estrés, las altas temperaturas, el varicocele, los tóxicos ambientales, las drogas de adicción 
(marihuana, ácidos, cocaína etc.), el alcohol, el cigarrillo, antibióticos, agropesticidas, radiaciones han sido 
asociadas con la teratozoospermia. También existen factores genéticos, como los casos de la agenesia 
del acrosoma y la ausencia de brazos de dineína en el flagelo (síndrome del cilio inmóvil), donde hay 
inmovilidad de los espermatozoides. 
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26 
 
 
Técnica de la tinción de Papanicolau 
- Colocar hacia la orilla un portaobjetos limpio y seco una gota pequeña de la muestra del líquido 
seminal. 
- Extender la gota hacia el centro del portaobjetos con un aplicador de madera y secar al aire libre. 
- Fijar el frotis sumergiéndolo durante cinco minutos en etanol al 95%. 
- Las extensiones fijadas se deben teñir de acuerdo al siguiente procedimiento, en cada paso se retira 
el excedente de solución 
Etanol al 80% 30 segundos 
Etanol al 50% 30 segundos 
Agua destilada 30 segundos 
Hematoxilina de Harris 4 minutos exactos 
Agua destilada 30 segundos 
Etanol acidulado 6 inmersiones 
Agua corriente fría 5 minutos 
Etanol al 50% 30 segundos 
Etanol al 80% 30 segundos 
Etanol al 95% Al menos 15 minutos 
Naranja G6 1 minuto 
Etanol al 95% 30 segundos 
Etanol al 95% 30 segundos 
Etanol al 95% 30 segundos 
EA-50 1 minutos 
Etanol al 95% 30 segundos 
Etanol al 95% 30 segundos 
Etanol al 99.5% 
Etanol al 99.5% 
15 segundos 
15 segundos 
NOTA: en caso de que se desee conservar la tinción, es necesario colocarla en una solución de xilol:etanol 
95% durante un minuto y posteriormente en xilol 100% un minuto. Posteriormente montar en resina sintética, 
cubriendo la preparación con un cubreobjetos. 
- Observar al microscopio con objetivo de inmersión. 
- Realizar dos conteos de 200 espermatozoides, clasificándolos en espermatozoides normales, 
anormales de cabeza, anormales de pieza intermedia y anormalidad de flagelo; es importante 
considerar que un mismo espermatozoide puede tener una, dos o tres anormalidades. Los resultados 
se reportan en porcentaje. La figura 3.5 muestra algunas formas anormales de espermatozoides 
humanos. 
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27 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 3.5 Formas anormales del espermatozoide; a, normal, b, cabeza puntiaguda, c, remanente 
citoplasmático, d, cabeza de alfiler, e, macrocefálico, f, microcefálico, g, cabeza estrellada, h, bicefálico, j, 
doble flagelo, k, defecto de pieza intermedia (Tomado de Cannon y Henry, 1991). 
 
Con la tinción de Papanicolau, la cabeza aparece teñida de azul claro en la región acrosomal y azul oscuro 
en la zona postacrosomal. La pieza media puede mostrarse rojiza, mientras que el flagelo puede ser azul o 
rojizo. Las gotas citoplasmáticas, usualmente ubicadas detrás de la cabeza en la pieza media, se tiñen de 
verde. 
 
3.5.12 Índices de defectos múltiples 
Fundamento de la determinación. Morfológicamente, los espermatozoides anormales pueden tener 
múltiples defectos (de cabeza, de pieza intermedia, del flagelo o una combinación de estos). Una detallada 
observación de la incidencia del porcentaje de anormalidades morfológicas puede ser de gran utilidad en 
la evaluación del grado de daño de la espermatogénesis. Los índices de defectos múltiples son: índice de 
anomalías múltiples (MAI), índice de teratozoospermia (TZI) e índice de deformidad del esperma (SDI) se 
derivan de los porcentajes de las anormalidades de cabeza, pieza intermedia y flagelo. 
Significado clínico. Estos índices han sido correlacionados con fertilidad in vivo (MAI y TZI) e in vitro (SDI) y 
pueden ser de utilidad en la evaluación de ciertas condiciones patológicas. Algunos informes sugieren que 
un TZI mayor a 1.6 está asociado con menores tasas de embarazo en parejas infértiles sin tratamiento y 
que un SDI de 1.6 predice el fracaso de la fertilización in vitro. 
 
 Técnica. 
- Cada anormalidad del espermatozoide se registra, incluyendo la presencia de citoplasma residual. 
Para calcularlos considere que 
 A = número de espermatozoides con anormalidades de cabeza 
 B = número de espermatozoides con anormalidades de pieza intermedia 
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28 
 
 C = número de espermatozoides con anormalidades de flagelo 
 D = número de espermatozoides con residuos citoplasmáticos 
E = número total de espermatozoides contados (siempre será 200, pues son los 
espermatozoides que se cuentan en cada recuento) 
F = número de espermatozoides con defectos (este número será igual a la resta de formas 
normales respecto a 200) 
 
- MAI es el promedio de anomalías por espermatozoide anormal. Se incluyen todas las anomalías 
observadas. 
 
MAI = (A+B+C) / F 
 
- TZI es parecido a MAI, pero un máximo de cuatro defectos por espermatozoides anormal son 
considerados. 
 
 TZI = (A+B+C+D) / F 
 
- SDI es el número de defectos dividido por el número total de espermatozoides (normales mas 
anormales) 
 
 SDI = (A+B+C+D) / E 
 
3.6 Disposición de residuos 
- El material utilizado que contenga muestra biológica (pipeta de leucocitos, portaobjetosy 
cubreobjetos) se depositará en los contenedores con cloro dispuestos para cada fin. 
- El sobrante de la muestra biológica contenida en el recipiente recolección, se depositará en la taza 
del baño y se accionará la palanca; el recipiente se puede tirar en el bote de la basura del baño. 
- Los guantes, torundas, papel y demás material desechable contaminados con muestra se 
depositarán en el bote de la basura municipal. 
- Queda estrictamente prohibido tirar envolturas de alimentos o bebidas en el contenedor de basura 
municipal del laboratorio. Estas deberán depositarse fuera del laboratorio. 
 
3.7 Orientaciones para la elaboración del reporte 
En el cuaderno de prácticas se indicarán los cálculos pertinentes y los resultados de cada determinación 
realizada; la discusión debe centrarse en la importancia que tiene la realización de la espematobioscopía en 
el diagnóstico de infertilidad, en la donación de esperma en bancos especializados y como seguimiento a la 
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29 
 
realización de una vasectomía. Además de considerar la importancia de cada una de las fases del control 
de calidad interno en la emisión de resultados confiables. 
Los resultados obtenidos deben analizarse integralmente; en caso de que orienten a problemas de fertilidad 
dar recomendaciones tales como la pertinencia de una nueva evaluación, el uso de otras pruebas para 
corroborar los resultados, entre otras. 
Para las conclusiones haga referencia si los objetivos planteados fueron alcanzados o no, así como sus 
consideraciones sobre el aprendizaje adquirido en su formación profesional. 
 
3.8 Referencias 
- Agarwal, A., Gupta, S., Du Plessis, S., Sharma, R., Esteves, S., Cirenza, C., Eliwa, J., Al-Najjar, W., 
Kumaresan, D., Haroun, N., Philby, S., Sabanegh, E. (2016) Abstinence time and its impacto n basic 
and advanced semen parameters. Urology 94: 102 – 110 
- Auger, J., Jouannet, P., Eustache, F. (2015) Another look at human sperm morphology. Hum Reprod 
31(1):10 - 23 doi: 10.1093/humrep/dev251 
- Esteves, S. (2016) Novel concepts in male factor infertility: clinical and laboratory perspectives J. 
Assist Reprod Genet 33:1319 – 1335 doi: 10.1007/s10815-016-0763-8 
- Omu, A. (2013) Sperm parameters: paradigmatic index of good health and longevity. Med Princ Pract 
22(suppl 1): 30 – 42 doi: 10.1159/000354208 
- WHO (2010) WHO laboratory manual for the examination and processing of human semen. 5th ed. 
WHO Press. Switzerland. 
- Wang, Y., Yang, J., Jia, Y., Xiong, C., Meng, T., Guan, H., Xia, W., Ding, M., Yuchi, M. (2014) 
Variability in the morphologic assessment of human sperm: use of the strict criteria recommended by 
the World Health Organization in 2010. Fertility and Sterility 101 (4) doi j.fertnstert.2013.12.047 
 
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30 
 
PRÁCTICA No 4. 
“EVALUACIÓN DEL LÍQUIDO CEFALORRAQUÍDEO” 
 
Heidi J. Amezcua Hempel 
4.1 Introducción 
El líquido cefalorraquídeo (LCR) se forma principalmente en los plexos coroideos ventriculares 
mediante una combinación de transporte activo y ultrafiltración del plasma. Una vez formado circula en 
sentido ascendente sobre los hemisferios cerebrales, así como en sentido descendente por encima de la 
columna vertebral y las raíces nerviosas (Tortora, Derrickson, 2007). 
Una característica importante de este líquido es el incremento de sodio, cloruro, magnesio y 
glutamina en comparación con el plasma, así mismo se encuentran en menor proporción la glucosa, potasio, 
calcio, colesterol, ácido úrico, hierro, tiroxina y zinc (Seehusen, D., Reeves, M., Fomin, 2003). 
El volumen de LCR en un adulto sano es 90 a 150 ml y de 10 a 60 ml en neonatos, este se forma a 
un ritmo aproximado de 500 ml al día, lo que equivale de cinco a seis veces el volumen total del líquido de 
todo este sistema (Cabrera, 2003). 
Las funciones vitales del LCR son: 
• Amortiguar el encéfalo dentro de la bóveda craneal. Por lo tanto, un golpe en la cabeza 
moviliza en forma simultánea todo el encéfalo, lo que hace que ninguna porción de éste sea 
contorsionada momentáneamente por el golpe. 
• Sirve de transporte para los nutrientes que llegan al cerebro y eliminar los desechos. 
• Fluir entre el cráneo y la médula espinal para compensar los cambios en el volumen de sangre 
intracraneal (la cantidad de sangre dentro del cerebro), manteniendo una presión constante 
(Tortora, Derrickson, 2007). 
La muestra biológica puede obtenerse por medio de punciones realizadas en tres sitios diferentes: 
lumbar, cisternal o ventricular (Smith, Kjeldsverg, 2010). Cabe aclarar que su composición varía 
dependiendo el sitio de punción, en la zona ventricular hay una mayor cantidad de proteínas respecto a la 
zona lumbar (Cabrera, 2003). La punción lumbar es la primera elección en adultos, debe ser realizada por 
personal capacitado debido a los riesgos que corre el paciente, los pasos para realizar esta punción son: 
• Se coloca al paciente acostado lateralmente con la cabeza y las rodillas flexionadas hacia el 
abdomen, con lo que se obtiene una mayor separación de las apófisis espinosas vertebrales 
(son prominencias óseas o proyecciones que surgen de la parte posterior de las láminas de 
las vértebras). 
• Se traza una línea entre ambas crestas ilíacas que pasa, generalmente, entre la tercera y 
cuarta apófisis Se elige el espacio más favorable palpando las apófisis espinosas ya sea por 
encima o por debajo de la línea trazada. Algunos autores refieren que la punción se puede 
llevar a cabo entre la 2 y 3 vértebra lumbar sin que existan complicaciones, aunque se prefiere 
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31 
 
entre la 3 y 4 debido a que esta zona tiene una mayor zona de trabajo. Se desinfecta la piel 
de la región lumbosacra con una solución antiséptica (yodo o alcohol). 
• Inyectar 1-2 ml anestésico local (lidocaína 2 %) en el espacio seleccionado. 
• La aguja se introduce entre ambas apófisis espinosas atravesando el ligamento ínterespinoso 
perpendicularmente a la piel de la línea media. El bisel del trocar se debe disponer en el 
sentido de las fibras musculares. En ese momento se desvía la aguja hacia la cabeza y se 
introduce hasta 5- 6 cm alcanzándose el espacio subaracnoideo. Se nota una ligera 
resistencia cuando se perforan los ligamentos y el saco dural. Se retira el mandril fluyendo 
espontáneamente la muestra. Cuando el ligamento ínterespinoso está fibrosado o es muy 
resistente es necesario practicar la punción a 1 cm de la línea media moviendo a la aguja en 
sentido cefálico y hacia la línea media. 
La punción lumbar se indica ante la sospecha de meningitis, aunque también puede aportar 
información relevante en enfermedades malignas, hemorragias cerebrales, convulsiones, enfermedades 
metabólicas (Smith, Kjeldsverg, 2010). Este tipo de punción está contraindicada en aquellos pacientes que 
presentan síntomas o signos de incremento de la presión intracraneal. En estos casos, existe el riesgo de 
herniación cerebral, al realizar la extracción. También está contraindicada en los niños con inestabilidad 
hemodinámica, coagulopatía o que presenten infección de los tejidos del lugar donde se va a realizar la 
extracción (Cabrera, 2003). 
El estudio del LCR se divide en el examen físico, evaluándose aspecto, color densidad y pH, el 
examen microscópico, donde se determina el número de leucocitos y su cuenta diferencial y el examen 
químico, realizándose la determinación de glucosa, cloro y proteínas de forma cuantitativa y cualitativa 
(Seehusen, D., Reeves, M., Fomin, 2003). 
 
4.2 Actividades previas a la práctica 
- ¿Cuándo se utilizan las diferentes zonas de punción para la obtención de LCR? 
- En una tabla indique la composición bioquímica del LCR, comparándola con la del plasma. 
- ¿Cómo se distingue