Efecto-de-lquidos-ionicos-en-la-hidrolisis-enzimatica-del-bagazo-de-agave

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
PROGRAMA DE MAESTRÍA Y DOCTORADO EN INGENIERÍA 
 QUÍMICA – ALIMENTOS 
 
 
 
 
EFECTO DE LÍQUIDOS IÓNICOS EN LA HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA DEL BAGAZO DE 
AGAVE 
 
 
 
TESIS 
QUE PARA OPTAR POR EL GRADO DE: 
MAESTRO EN INGENIERÍA 
 
 
 
 
 
PRESENTA: 
I. Q. GERARDO FRANCISCO BAUTISTA MÉNDEZ 
 
 
 
 
TUTOR PRINCIPAL 
 
DR. EDUARDO BÁRZANA GARCÍA 
 
FACULTAD DE QUÍMICA 
 
 
 
 
 
 
MÉXICO, D. F. JUNIO 2013  
  
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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JURADO ASIGNADO: 
 
 
 
 
Presidente: Dr. Sergio Huerta Ochoa 
 
Secretario: Dr. Miquel Gimeno Seco 
 
Vocal: Dr. Jorge Aburto Anell 
 
1 er. Suplente: Dra. Marcela Ayala Aceves 
 
2 d o. Suplente: Dr. Modesto Javier Cruz Gómez 
 
 
 
 
 
 
Lugar donde se realizó la tesis: Universidad Nacional Autónoma de México, Ciudad 
Universitaria, Facultad de Química, Conjunto E, Laboratorio 314. 
 
 
 
 
 
 
TUTOR DE TESIS: 
 
Dr. Eduardo Bárzana García 
 
 
 
 
 
 
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FIRMA
 
 
 
 
	
“He llegado a creer que todos mis fracasos y frustraciones pasadas, 
en realidad, estaban sentando las bases para los acuerdos  
que han creado el nuevo nivel de vida que ahora disfruto” 
Anthony	Robbins
AGRADECIMIENTOS	
 
Primero que nada, a mi Alma mater¸ la Universidad Nacional Autónoma de México que me brindó 
todo lo necesario para desarrollarme como profesional dentro y fuera de sus aulas, por comenzar 
a  forjar en mí el carácter necesario para enfrentarme a un mundo  tan competido pero  lleno de 
oportunidades y, sobre todo, porque gracias a  la Universidad pude darme cuenta que el estudiar 
en ella sólo es el principio de una auténtica academia llamada vida. 
 
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT) por el apoyo económico otorgado durante 
los dos años en los que realicé mis estudios de Maestría en la Facultad de Química de la UNAM. 
 
Al  proyecto  BABETHANOL,  encabezado  por  el  Dr.  Eduardo  Bárzana  García  en México,  por  la 
oportunidad que me brindó de desarrollarme como profesional en el área de  investigación y que 
me dio la confianza para aportar mi granito de arena a este tan importante estudio. 
	
AGRADECIMIENTOS	Y	DEDICATORIAS	ESPECIALES	
 
En primer  lugar agradezco a Dios que es quien me acompaña en  todo momento y que por más 
difícil que parezca  la situación, gracias a Él todo resulta como debe ser y en su momento ya que 
eso hace que desarrolle no sólo mis capacidades de crear e idear, sino que cada vez que me siento 
sin  rumbo  fijo  en  cada  toma de decisiones, pone  alguna  situación  enfrente de mí que  tiene  el 
mensaje de que confíe en cada paso que doy. 
 
Agradezco  también a mis padres porque sin ellos y su motivación no estaría en  la cima de cada 
uno de  los  logros que he alcanzado. Cada desvelo, cada  llamada de atención y cada “porra” han 
valido la pena para encontrar el camino que actualmente estoy recorriendo. No importan los retos 
que se presenten, sé que ellos estarán detrás de mí apoyando cada una de mis ocurrencias y que, 
aunque a veces sólo yo entienda dichas  ideas, ellos confían en mí y creo que  la única manera de 
saldar mi cuenta con ellos será transmitiendo sus enseñanzas a mis futuros hijos. 
 
También  le  doy  las  gracias  a  mi  hermano  que  si  bien  él  y  yo  estamos  recorriendo  caminos 
diferentes, siempre hay un punto en el que coincidimos y le agradezco todo lo que me aporta con 
cada una de sus actitudes, por mostrarme a hacerle frente a cada situación de manera certera y 
tener el coraje de que siempre se haga lo correcto. 
 
Sin  lugar a dudas, agradezco también a  la vida por haberme colocado a grandes mentores y que 
marcaron una huella grande durante mi estancia en la universidad. 
 
Muchas  gracias  a  Fernando Álvarez  y  Ricardo Anguiano  que  fueron  las  primeras  personas  que 
conocí en esta Universidad y que gracias a ellos mi adaptación a  la misma  fue más  fácil y muy 
digerible.  Si  bien me  perdí  de  algunos  “festejos”  por  estar  de  “matado”  en  cada materia,  el 
convivir con ustedes me abrió un panorama más allá de las aulas. Gracias Fernando por los ánimos 
que me dabas  cuando  veíamos que  algo  ya no  estaba  saliendo bien  y, principalmente, por  ser 
quien me abrió  la primera oportunidad de entrar al mundo  laboral. Gracias Ricardo por hacerme 
ver que si se van a hacer  las cosas se deben hacer bien y a  la primera, ya sea en el  laboratorio o 
fuera de él; pero sin tomarse  la vida tan en serio, es decir, dejar que todo  fluya y sin presiones. 
Gracias  también a Oscar Altamirano que  también  se  convirtió en un  compañero de batalla a  lo 
largo de mi carrera universitaria y que como máxima enseñanza que me dejó fue mandar siempre 
muy lejos todo lo que no fuera indispensable en esta vida, en todo momento. 
 
Gracias  también  a  Viri,  Selma,  Hermann  e  Isaac  (mejor  conocido  como  el  señor  Blah)  porque 
llegaron  en  un momento  en  el  que  todo  parecía  incierto:  el  final  de  la  licenciatura.  Con  ellos 
aprendí el valor de la amistad y que, así nos dejemos de ver por mucho tiempo por mis múltiples 
compromisos, han sido incondicionales y me han dado las palabras adecuadas en el momento que 
lo necesito. Gracias Viri porque siempre sacas mi  lado más simple y de entre  risa y  risa ya  todo 
fluye muy natural. Gracias Selma porque siempre te apareces en el momento que nunca  lo pido 
pero,  por  alguna  razón,  tienes  el  comentario  que  necesito  escuchar  para  levantarme  y  seguir 
adelante. Gracias Hermann por ser ese amigo paciente que cada vez que tengo alguna ocurrencia 
me vea con cara de “¿y este qué?” pero me acompaña a llevarlas a cabo, sólo para darme cuenta 
que todo es posible. Gracias “señor Blah” porque si algo he aprendido de ti es a ver todo fácil y esa 
manera tan peculiar de hacer “negocios” es tan efectiva que algún día te la aprenderé. 
A quien también le agradezco infinitamente su tiempo y todo lo que hemos vivido desde que nos 
conocimos  en  los primeros  semestres de  la  licenciatura hasta  la  fecha  es  a Ale  Estrada  ya que 
forma  parte  de mis mejores  recuerdos  en  la  Universidad  y  aunque  cada  quien  toma  rumbos 
diferentes  constantemente,  logramos  coincidir  para  crecer  personal  y  profesionalmente, 
aprendiendo uno del otro cada vez que “la vida” considera que debemos encontrarnos. En verdad 
gracias por  todo  lo que me has enseñado con cada una de  tus experiencias,  lo valoro como no 
tienes idea. 
 
Y aunque a las personas no se les valora por el tiempo sino por los momentos que se viven, quiero 
también darte las gracias Celia porque, aunque es poco el tiempo que te conozco, llegaste en una 
etapa  en  la  que  necesitaba  volver  a  confiar  en  cada  paso  que  daba  y  retomar  algo  llamado 
“sueños”  que  son  lo  que  debía  recordar  para  seguir  adelante.  Gracias  por  la  motivación,  tu 
compañía y tus palabras que, sin pedirlas, me diste cuando las necesité; créeme que todo lo vivido 
se  convirtió  en  el  impulso  necesario  para  terminar  esta  etapa  y  continuar  proponiendo más  y 
más… en realidad no hay límite. Gracias por cada ocurrencia, por enseñarme que aunque las cosas 
se pongan difíciles siempre hay que sonreírle a  la vida y seguiradelante; por cada “locura” y por 
recordarme que “hasta yo puedo hacerlo”… realmente es sencillo. Gracias por ser tú. 
 
También  quiero  agradecer  y  dedicar  este  trabajo  a  un  grupo  de  personas  que  realmente 
transformaron mi vida: Ana, Daniel, Citlalli, Carla, Lucio y a todo el equipo de Creadores porque de 
ellos  aprendí  que  literalmente  se  necesita  ser  “irracional”  para  llevar  a  cabo  cualquier meta  y 
sueño. Sin duda gracias a ustedes mi maestría tomó un sentido muy especial en el que ya no sólo 
era  estudiar  por  estudiar,  sino  que  era  por  educarse  y  tomar  las  riendas  de mi  destino.  Sus 
enseñanzas me han dejado una huella imborrable en mi mente, quedándome claro que la vida es 
la  mejor  mentora  que  castiga  “feo”  pero  recompensa  con  creces,  siempre  y  cuando  haya 
constancia  y  disciplina,  las  cuales  fueron  indispensables  para  terminar  esta  etapa.  En  verdad, 
muchas gracias. 
 
Muchas gracias  también a mi querida  Facultad de Química, especialmente a  sus directores, Dr. 
Eduardo Bárzana García y el Dr. Jorge Vázquez Ramos, quienes fueron unos grandes mentores que 
me enseñaron a ser propositivo en cada momento y que si bien a estas alturas me pueden alucinar 
por  cada  apoyo  solicitado para  realizar  algún evento,  curso o  conferencia durante mi etapa en 
Secciones Estudiantiles, realmente me pude dar cuenta que están al servicio de  los estudiantes y 
me motivan a dar siempre lo mejor de mí. Desde luego que esto tampoco hubiera sido posible sin 
el gran apoyo del Lic. Carlos Figueroa Herrera y su Coordinación de Atención a Alumnos (Romarico, 
Karina, Andrea, Roberto, Circe y todos los que se han sumado a este equipo de trabajo) porque me 
dieron  la oportunidad de desarrollar mi  creatividad  y mi  “hiperactividad”  con  cada  evento que 
ellos organizaban. Crearon en mí un  fuerte  sentido de pertenencia  a mi  Facultad  y  tengan por 
seguro que en cualquier momento les regresaré este gran regalo que me dieron. 
 
Desde luego que debo agradecer a todo el Laboratorio 314 del edficio E de la Facultad de Química 
por  todo  lo que me enseñaron durante mi estancia de maestría, que  si bien parecía  “burro en 
cristalería” al desconocer mucho sobre los equipos de laboratorio, me inspiraron mucha confianza 
para  crecer  como  un  “investigador  principiante”.  Gracias  Lidia,  Fercho,  Mary,  Charlie,  Emily, 
Claudia (Chinos), Betito, Miquel, Oscar y, especialmente, a Carmina (Mina) quien literalmente me 
adoptó  como  uno más  de  sus  discípulos, me  llevó  “de  la  mano”  a  conocer  el mundo  de  la 
investigación  y  a  ser  siempre  curioso  para  encontrar  una  explicación  coherente  a  todo,  dando 
como  resultado  este  trabajo  de  tesis;  en  verdad  le  agradezco  el  nunca  haberse  rendido  y  por 
“intensearme” a dar lo mejor de mi en cada experimento y análisis, recordándome a cada rato que 
“los diamantes se hacen bajo presión”. Muchas gracias a todos. 
 
De  la  misma  manera,  quiero  agradecerle  a  la  Lic.  Odette  Murillo  Vázquez  por  brindarme  la 
oportunidad de explorar mi lado proactivo para desarrollar nuevas ideas y estar al servicio de los 
demás  para  su  crecimiento.  Así mismo  a  la  Ing. Magdalena  Saldivar  que  fue  también  de mis 
primeras mentoras que me impulsó siempre a dar un paso anticipado para lograr todo lo que me 
propusiera y siempre innovar. Y por último, pero no menos importante, a Isabel Contreras que con 
cada una de sus acciones me enseñó a dar todo lo mejor de mí sin esperar algo a cambio, mostrar 
siempre el  lado amable de  todo, proponer, resolver y siempre sonreír para dar  la mejor  imagen 
porque, en algún momento, la recompensa llega disfrazada de un “gracias” y hasta de chocolate. 
En verdad  les agradezco a  las tres por darme  las armas necesarias para continuar con mi carrera 
profesional como un ser tenaz y propositivo. 
 
Finalmente, quiero darle  las gracias a mis compañeros de trabajo en Univar México que me han 
dado  lo mejor de  si mismos para mi  crecimiento profesional  y me dan  la  confianza de que,  al 
terminar  esta  etapa  de  la  maestría,  el  camino  por  recorrer  aun  es  mucho  pero  bastante 
interesante. Hay mucho que aprender y estoy seguro que con su experiencia me motivará a seguir 
avanzando  en  firme  y  jamás  aburrirme. Gracias  Ing.  Carlos,  Ing. Alfonso, Oscar, Horacio, David 
Celaya,  Celso,  David  Castro,  Cadmiel,  Iván,  Isela,  Faby,  Paty,  Gaby,  Blanquita,  Rolando,  Oliver, 
Héctor Rangel y Roberto;  sin dudarlo me han enseñado mucho en poco  tiempo. Gracias por  su 
tiempo. 
 
Y en general a todos los que han aportado a mi vida. Siempre hay mucho qué agradecer y a quién 
agradecer. Solamente bastará con  reconocerlo y con eso será suficiente para saber que en esta 
vida lo tenemos todo y que cada decisión que tomemos forjará nuestro carácter y nuestro destino. 
 
 
¡Gracias! 
 
Gerardo Francisco Bautista Méndez 
1 | P á g i n a 
 
ÍNDICE 
ÍNDICE 1 
RESUMEN 3 
INTRODUCCIÓN 4 
ANTECEDENTES 8 
MATERIALES LIGNOCELULÓSICOS 8 
CELULOSA 8 
LIGNINA. 9 
HEMICELULOSA. 10 
PRETRATAMIENTO DE MATERIALES LIGNOCELULÓSICOS. 11 
PRETRATAMIENTOS BIOLÓGICOS. 13 
PRETRATAMIENTOS FÍSICOS. 14 
Pulverización mecánica. 14 
Extrusión. 14 
PRETRATAMIENTOS FISICOQUÍMICOS. 14 
Explosión con vapor 14 
Agua líquida caliente 15 
Explosión de fibras con amonio (AFEX por sus siglas en inglés) 15 
Oxidación húmeda 16 
Explosión con CO2 16 
PRETRATAMIENTOS QUÍMICOS 16 
Pretratamientos alcalinos 16 
Pretratamiento ácido 17 
Ozonólisis 17 
Organosolv 17 
LÍQUIDOS IÓNICOS 20 
ACTIVIDAD ENZIMÁTICA EN LÍQUIDOS IÓNICOS. 22 
HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA 23 
Enzimas involucradas en la hidrólisis de materiales lignocelulósicos. 24 
Reacciones de hidrólisis de celulosa y hemicelulosa. 26 
Hidrólisis enzimática de materiales lignocelulósicos. 26 
OBJETIVOS 28 
HIPÓTESIS 29 
DIAGRAMA DE FLUJO 30 
MATERIALES Y MÉTODOS 32 
2 | P á g i n a 
 
1. CARACTERIZACIÓN DE BAGAZO. CUANTIFICACIÓN DEL CONTENIDO DE CELULOSA Y MINERALES. 32 
2. REACCIÓN DE HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA EN MEDIO ACUOSO. 32 
3. REACCIÓN DE HIDRÓLISIS EN MEDIO ACUOSO CON ENZIMA PRETRATADA EN LÍQUIDO IÓNICO. 32 
4. REACCIÓN DE HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA DE BAGAZO EN MEDIO ACUOSO, PRETRATADO EN LÍQUIDO IÓNICO. 33 
5. REACCIÓN DE HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA EN LÍQUIDOS IÓNICOS. 33 
6. REACCIÓN DE HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA EN UNA MEZCLA DE LÍQUIDO IÓNICO Y MEDIO ACUOSO 34 
7. PRETRATAMIENTO DE BAGAZO CON CUATRO DIFERENTES LÍQUIDOS IÓNICOS. 34 
8. ACTIVIDAD DE LA ENZIMA PRETRATADA EN LÍQUIDO IÓNICO 34 
9. PRUEBA DE SATURACIÓN DE ENZIMA EN LÍQUIDO IÓNICO 35 
10. PRETRATAMIENTO DE BAGAZO DE AGAVE A DIFERENTES TEMPERATURAS. 35 
11. PRETRATAMIENTO DE BAGAZO DE AGAVE A DIFERENTES TIEMPOS. 35 
12. PRETRATAMIENTO DE BAGAZO CAMBIANDO LA RELACIÓN BAGAZO / LÍQUIDO IÓNICO. 36 
13. PRETRATAMIENTO DE BAGAZO DE AGAVE EN EXTRUSOR ADICIONANDO LÍQUIDO IÓNICO. 36 
14. DETERMINACIÓN DE AZÚCARES REDUCTORES 37 
15. DETERMINACIÓN DE CANTIDAD DE PROTEÍNA 37 
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 38 
1. CARACTERIZACIÓN DE BAGAZO. CUANTIFICACIÓN DEL CONTENIDO DE CELULOSA Y MINERALES 38 
2. REACCIÓN DE HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA EN MEDIO ACUOSO. 39 
3. REACCIÓN DE HIDRÓLISIS EN MEDIO ACUOSO CON ENZIMA PRETRATADA EN LÍQUIDO IÓNICO 41 
4. REACCIÓN DE HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA DE BAGAZO EN MEDIO ACUOSO, PRETRATADO EN LÍQUIDO IÓNICO. 44 
5. REACCIÓN DE HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA EN LÍQUIDOS IÓNICOS. 48 
6. REACCIÓN DE HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA EN UNA MEZCLA DE LÍQUIDO IÓNICO Y MEDIO ACUOSO 50 
7. PRETRATAMIENTO DE BAGAZO CON DIFERENTES LÍQUIDOS IÓNICOS 52 
8. ACTIVIDAD DE LA ENZIMA PRETRATADA EN LÍQUIDO IÓNICO. 57 
9. PRUEBA DE SATURACIÓN DE ENZIMA EN LÍQUIDO IÓNICO 61 
10. PRETRATAMIENTO DE BAGAZO DE AGAVE A DIFERENTES TEMPERATURAS 62 
11. PRETRATAMIENTO DE BAGAZO DE AGAVE A DIFERENTES TIEMPOS. 64 
12. PRETRATAMIENTO DE BAGAZO CAMBIANDO LA RELACIÓN BAGAZO / LÍQUIDO IÓNICO. 66 
13. PRETRATAMIENTO DE BAGAZO DE AGAVE EN EXTRUSOR ADICIONANDO LÍQUIDO IÓNICO 69 
CONCLUSIONES72 
PERSPECTIVAS 73 
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 74 
3 | P á g i n a 
 
RESUMEN 
 
La generación de residuos sólidos en la in dustria agroalimentaria en México se ha 
convertido en un problema que puede impactar de manera negativa al medio ambiente si no se le 
encuentra algún aprovechamiento a los mismos. Si bien muchos son utilizados dándoles un valor 
agregado a la misma industria, otros son desperdiciados y pueden generar lixiviados 
contaminando suelos, mantos acuíferos, entre otros. Un caso es la industria tequilera en la que se 
generan dos tipos de desperdicios: las vinazas y el bagazo de agave, los cuales aún no se 
aprovechan al 1 00%. Actualmente, el bagazo se regresa como fertilizante al campo o bien se 
quema para cogenerar electricidad y vapor. 
 
 El bagazo de agave es un material lignocelulósico formado principalmente por lignina, 
celulosa y hemicelulosas. La presencia de estos dos últimos hace que este material se pueda usar 
para la g eneración de bioetanol. Sin embargo, la p roducción de etanol requiere de un 
pretratamiento que permita la hidrólisis previa de celulosa, para la obtención de azúcares y su 
posterior fermentación. El pretratamiento es un paso fundamental que permite romper 
interacciones o disolver lignina que es la barrera principal para acceder a la celulosa. 
 
Aunque existen muchas técnicas de pretratamiento de biomasa, en este trabajo se estudió 
el efecto de líquidos iónicos sobre la estructura del bagazo y sus efectos en la reacción de hidrólisis 
enzimática. Los líquidos iónicos son sales compuestas por cationes orgánicos y aniones 
inorgánicos, su uso se clasifica como tecnología “verde” debido a que presentan ventajas frente a 
disolventes orgánicos convencionales. En este estudio se analizaron los beneficios que éstos 
pueden aportar a un pretratamiento de bagazo. Para determinar las mejores condiciones de 
tiempo y temperatura de pretratamiento de bagazo se empleó el líquido [Bmim]Cl (Cloruro de 1 – 
Butil – 3 – metilimidazolio). Del mismo modo, se llevaron a c abo reacciones de hidrólisis 
enzimática en el seno del líquido iónico como medio de reacción, con la fin alidad de evaluar el 
efecto que tienen sobre la hidrólisis. 
 
Se evaluó también el impacto que tiene un líquido iónico sobre la actividad enzimática de 
las celulasas, previo a la reacción de sacarificación. Las enzimas utilizadas fueron: Acellerase 1500, 
Enmex + Zymefilt, Viscozyme, Celluclast + BG Accelerase, Cellic C Tec 2 (Celulasa – Xilanasa). 
 
Una vez determinadas las mejores condiciones de pretratamiento, se estudió el efecto del 
cambio del anión en el líquido iónico sobre el pretratamiento, se usaron: [Bmim]PF6 
(Hexafluorofosfato de 1 – butil – 3 metilimidazolio), [Bmim]BF4 (Tetrafluoroborato de 1 – butil – 3 
metilimidazolio) y [Emim]OAc (Acetato de 1 etil – 3 metilimidazolio), este último se utilizó por ser 
reportado como uno de los más eficientes en el pretratamiento de materiales lignocelulósicos. 
 
Gracias a ésto, se pudo también conocer el efecto que se tiene al variar la relación entre la 
cantidad de sustrato a pretratar y la cantidad de líquido iónico a utilizar para que, posteriormente, 
se pudiera utilizar este resultado en una prueba en la que se combinó la extrusión con el uso de 
líquidos iónicos y verificar las posibles mejoras en el rendimiento de la reacción de hidrólisis. 
 
 
 
4 | P á g i n a 
 
INTRODUCCIÓN 
 
El tequila es la bebida por excelencia que identifica a México ante el mundo. La producción 
de esta bebida se lleva a cabo principalmente en el estado de Jalisco, localizada en el oeste del 
país. 
 
El tequila se obtiene mediante un proceso de destilación del jugo fermentado, rico en 
azúcares, que se extrae de la planta del agave azul, conocido como Agave tequilana Weber Azul. 
Esta fermentación se lleva a cabo gracias a la inoculación con cepas de Saccharomyces cerevisiae 
o, en algunos casos, este proceso se efectúa de manera espontánea. 
 
Alrededor del mundo existen al menos 200 especies de agave, de las cuales 150 se pueden 
encontrar en México (García - Mendoza 2007). Sin embargo, en nuestro país se cultivan tres clases 
de Agave debido a su alto contenido en azúcares y celulosa, las cuales son: Agave tequilana Weber 
Azul; el Agave fourcroydes; y por último las especies de agave que se utilizan para la producción de 
mezcal. (Núñez et al. 2011) 
 
En el siguiente mapa se pueden apreciar las regiones que cultivan a estas tres especies de 
agave. 
 
Figura 1. Regiones de principal producción de agave en México. (Fuente: Núñez et al. 2011) 
 
El A. tequilana se cultiva principalmente en el estado de Jalisco, en dos regiones donde se 
tienen las condiciones de suelo y clima ideales para su crecimiento, conocidas como regiones de 
Tierras Altas y la re gión tequilera de Amatitán. Las condiciones de temperatura adecuadas para 
poder cultivar las plantas son de un mínimo de 3 °C, un óptimo de 26 °C y un máximo de 47 °C; 
mientras que el suelo debe ser fértil pero no muy profundo, es decir, de 30 a 40 cm (Cedeño 
1995). 
 
Según los datos reportados por Núñez et al. (2011) del Anuario SIAP 2010 (Servicio de 
Información Agroalimentaria y Pesquera) de la S AGARPA, en 2008 el 74% del área total de la 
República Mexicana tenía plantaciones y el 84% del total de la p roducción de A. tequilana en 
México ocurría en Jalisco. La distribución de estas producciones en este estado se pueden 
observar en la figura 2. 
5 | P á g i n a 
 
 
 
Figura 2. Producción (Mg / ha) de Agave tequilana en Jalisco, México en 2008. (Fuente: Núñez et al. 2011) 
 
Tanto el proceso de producción el origen y la calidad del agave influyen fuertemente en el 
producto final. La manufactura del tequila comprende los siguientes pasos: cocción, molienda, 
fermentación y destilación. (Cedeño, 1995) 
 
 La etapa de cocción del agave tiene dos propósitos. El primero, el bajo pH junto con las 
altas temperaturas del proceso ayuda a hidrolizar la inulina y otros componentes de la planta. El 
segundo es que el agave cocido adquiere una consistencia suave que facilita la molienda. 
 
 En la segunda etapa, que es la molienda, el agave cocido es triturado para obtener un jugo 
que es colectado en recipientes de madera para llevarlo posteriormente a los tanques de 
fermentación. En este paso es donde se genera un residuo llamado bagazo, el cual representa 
cerca del 40% del peso total del agave molido, considerando una base seca. 
 
 Antes de la fermentación, el jugo extraído puede ser mezclado con una solución de azúcar 
para que la levadura, dentro del tanque, obtenga una fuente de carbono; esta situación no aplica 
en caso de que se quiera producir tequila 100% de agave, en donde la concentración de azúcar se 
encuentra en el intervalo de 4 – 10% (p/v). Algunas compañías no inoculan una cepa específica de 
S. cerevisiae y prefieren que proceda la fermentación de manera natural. 
 
 Y, por último, en la destilación se lleva a cabo la separación y concentración del alcohol del 
mosto fermentado, en donde se obtiene un destilado que puede incrementar su concentración de 
alcohol del 20 – 30% en volumen. 
 
 Como se describe, el proceso de elaboración del tequila es sencillo. Por otro lado, como 
producto de dos de estas fases, también se generan sus respectivos residuos. La vinaza es el 
residuo líquido que se obtiene después del proceso de la fermentación, la cual contiene materia 
orgánica disuelta no fermentable y que puede pasar a digestores para generar metano. 
Actualmente, las vinazas son aplicadas a suelos, actuando como fertilizantes. 
 
6 | P á g i n a 
 
Y, como se mencionó anteriormente, el bagazo es producto de la molienda de la piña de 
agave. Actualmente, el bagazo se usa como combustible para la generación de electricidad y, hoy 
en día, este residuo es composteado y aplicado a suelos como fertilizante. Una tercera alternativa 
que recientemente se está explorando es ocupar esta fibra en un proceso celulosa – etanol para la 
generaciónde biocombustible. (Núñez et al. 2011) 
 
Para sustentar la tercera alternativa, se tiene el siguiente ejemplo: la masa de la piña de A. 
tequilana varía entre los 20 y 60 kg. Adicionalmente, las hojas de esta especie representan en 
promedio el 29% del total del peso de la planta, cuyo contenido de azúcar es de entre 13 – 16%, 
un contenido de celulosa de aproximadamente 65%, 16% de lignina y 5% de hemicelulosas. 
(Iñiguez-Covarrubias et al. 2001) 
 
Se considera que cerca del 40% del total del peso del agave consumido por la industria 
corresponde a bagazo residual, por lo que se generan importantes volúmenes de éste, 
convirtiéndose en un problema económico y ambiental. (Núñez et al. 2011) 
 
Según el Consejo Regulador del Tequila, por cada 4 – 5 kg de agave se puede producir 1 L 
de tequila, generan de 10 – 12 L de vinaza y 1.5 kg (base húmeda) de bagazo. 
 
De acuerdo a la figura 3, en el año 2011 se consumieron 998.6 miles de toneladas de agave 
para tequila y tequila 100% de agave. Si se considera que de cada agave se obtiene el 40% de 
bagazo, en total se generaron 399.44 miles de toneladas de este desecho, lo cual representa un 
gran impacto ambiental de no tratarse este material. 
 
 
Figura 3. Consumo de agave para tequila y tequila 100% (miles de toneladas). (Fuente: CRT (2009)) 
 
Actualmente, el bagazo es aprovechado de distintas maneras, entre ellas: 
 
∑ Relleno de muebles y colchones. 
∑ Elaboración de ladrillos. 
∑ Quema y desecho (esto impacta a la atmósfera y suelo). 
∑ Compostaje. 
∑ Deslignificación. 
7 | P á g i n a 
 
∑ Elaboración de papel (cuya calidad es pobre). 
∑ Y como alimento para rumiantes. 
 
La mayoría de las ocasiones el bagazo termina por quemarse, lo cual tiene consecuencias 
graves en la atmósfera, favoreciendo el efecto invernadero. Por otro lado, la deslignificación 
representa una gran oportunidad económica ya que gracias a este desecho se puede generar un 
producto de valor agregado, como es el caso de biocombustibles. 
 
 El Consejo Regulador del Tequila (CRT 2009) reporta una composición promedio del 
bagazo distribuida de la siguiente manera: 
 
 
Figura 4. Composición promedio del bagazo de agave azul. (Consejo Regulador del Tequila, 2009) 
 
De acuerdo a lo antes señalado, las cantidades de celulosa y hemicelulosa son de llamar la 
atención ya que, de accesar a e stos componentes, se podrían hidrolizar para posteriormente 
fermentar los azúcares resultantes y, de este modo, obtener biocombustibles. 
 
 El mayor reto que se presenta es la remoción de la lignina. Éste es un biopolímero que 
presenta una estructura molecular compleja y es necesario romper sus enlaces que lo mantienen 
unido para poder acceder a la celulosa y hemicelulosa. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
8 | P á g i n a 
 
ANTECEDENTES 
 
Materiales lignocelulósicos 
 
Los materiales lignocelulósicos son recursos renovables, considerados como fuentes de 
energía que están disponibles de manera inmediata y que, además, anualmente se generan 200 
billones de toneladas a nivel mundial. La conversión biológica de los materiales lignocelulósicos en 
biocombustibles incluye típicamente tres pasos principales: pretratamiento de la b iomasa para 
liberar celulosa y hemicelulosa de su complejo de lignina; la depolimerización de los carbohidratos 
para producir azúcares reductores fermentables; y la fermentación de azúcares a etanol u otros 
productos. (Fu et al. 2010) 
 
La biomasa lignocelulósica proveniente de residuos agrícolas, desechos forestales, de la 
industria del papel y otras cosechas han sido últimamente objeto de intensa investigación debido 
a su gran potencial de uso como materiales para la producción de bioenergía, biocombustibles y 
otros productos como los bioplásticos 
 
El bagazo de agave azul pertenece a una familia de materiales lignocelulósicos y esto se 
debe a la composición que lo caracteriza, principalmente celulosa y lignina. 
 
La compleja y rígida estructura de cualquier material lignocelulósico, como se explicó 
anteriormente, se compone básicamente de tres biopolímeros: celulosa, hemicelulosa y lignina. 
 
Celulosa 
 
La celulosa es un producto de la fotosíntesis principalmente en cultivos agrícolas, árboles y 
otro tipo de vegetación, para después ser descartado como residuo en su gran mayoría. Este 
polímero no agrega valor directamente a ali mentos de los animales pero los microorganismos 
celulolíticos y sus celulasas pueden solubilizar el polímero para generar azúcares. (Bergmeyer 
1988). 
 
La celulosa es la sustancia orgánica más abundante en la naturaleza. Constituye el soporte 
estructural de las plantas superiores y está distribuida en todos los tejidos. Por ejemplo, la madera 
contiene alrededor de un 50% de celulosa. Las fibras más importantes comercialmente, como el 
algodón o el lino, son casi exclusivamente celulosa. La hidrólisis de la celulosa produce celobiosa y, 
en último término, glucosa. Su estructura es una cadena lineal de unidades de glucopiranosa 
unidas entre sí por enlaces b - glicosídicos entre el carbono 1 de una unidad y el grupo hidroxilo 
del carbono 4 de otra unidad. Es decir, consiste en largas cadenas de anillos de seis eslabones en la 
conformación de silla más estable, la cual infiere que los sustituyentes más voluminosos se 
encuentran en las posiciones ecuatoriales. (Figura 5) 
9 | P á g i n a 
 
 
Figura 5. Estructura de la celulosa. 
 
Las cadenas individuales de celulosa están asociadas entre sí formando estructuras 
regulares que poseen ciertas propiedades cristalinas. Entre 100 y 200 moléculas de celulosa, 
aproximadamente, se agrupan formando grandes unidades estructurales. Si bien la n aturaleza 
exacta de las interacciones entre estas moléculas no se ha determinado, al parecer los enlaces por 
puente de hidrógeno entre las cadenas individuales vecinas juegan un papel fundamental en la 
determinación de la fuerza y la rigidez de la celulosa como soporte estructural. 
 
 La celulosa fue el primer biopolímero que se modificó químicamente para obtener nuevos 
materiales de interés comercial. Los grupos hidroxilo de la c elulosa son reactivos y en 
consecuencia, cuando la celulosa se trata con exceso de anhídrido acético en ácido acético con un 
poco de ácido sulfúrico como catalizador estos se acetilan. (Ege 1998) 
 
Modificaciones en la estructura de la celulosa permiten su utilización en una amplia 
variedad de productos comerciales. Estas modificaciones de la celulosa suponen la conversión de 
los grupos hidroxilo en otros grupos funcionales. En el proceso, la molécula de celulosa se degrada 
parcialmente y es mucho más soluble en disolventes orgánicos. En estado soluble se transforma 
en láminas o en hilos finos y, cuando se adicionan otros disolventes para volverla a precipitar, se 
invierte la reacción química inicial, se regenera la celulosa en una nueva forma más útil (Ege 1998), 
entre ellos destaca la hidroximetilpropilcelulosa (HMPC) por su amplia aplicación. 
 
Lignina. 
 
La lignina es un polímero aromático altamente entrecruzado, que actúa como un 
“pegamento” que une a la celulosa y hemicelulosa, impartiendo rigidez y resistencia microbiana a 
la pared celular. (Fu et al. 2010) 
 
La estructura de la lignina está formada por unidades monoméricas con base fenil – 
propano; unidas unas con otras por diferentes tipos de enlaces, incluyendo enlaces alquil – aril, 
alquil – alquil y aril – aril éter (Ver figura 6). El peso molecular de la lignina oscila alrededor de 100 
kDa o más. La proporción relativa de los tres precursores cinamil alcohol incorporados a la lignina, 
por ejemplo, el alcohol p – cumarílico, el alcohol coniferílico y el alcohol sinapílico, varían no sólo 
con las especies de plantas sino que también con los tejidos de las mismas y la localización de la 
lignina dentro de la pared celular de la planta. La lignina se encuentra en altas concentraciones en 
medio de la lamella, pero es más abundante en las paredes secundarias de las plantas vasculares.10 | P á g i n a 
 
Los enlaces hidrolizables en la lignina pueden ser de dos tipos: b – aril éter y a - aril éter. El enlace 
de tipo b – aril éter es el más predominante y el más resistente a la ru ptura. (Kuhad & A. Singh 
2007). 
 
 
Figura 6. Estructura de la lignina. 
 
Hemicelulosa. 
 
La hemicelulosa puede ser convenientemente considerada como una colección miscelánea 
de polisacáridos de relativo bajo peso molecular, asociada particularmente pero no 
exclusivamente con la p ared celular de las plantas. La hemicelulosa, junto con la c elulosa y la 
lignina en cereales, pan, frutas y verduras comprenden una dieta rica en fibra que es conocida en 
el combate de enfermedades, incluyendo al cáncer, que afectan el colon de los humanos. 
(Bergmeyer 1988) 
 
La clasificación de la h emicelulosa está basada convenientemente en su estructura 
química determinada por algunos residuos de azúcar, encontrando estos polisacáridos: D – xilosa, 
D – Manosa, D – galactosa, D – glucosa, L – arabinosa, D – ácido glucurónico y ácido 4 – O – metil – 
D – glucurónico. Estos azúcares tienen lugar como polímeros de unidades de xilosa en D – xilosa, 
de arabinosa en L – arabinosa, de galactosa en D – galactosa y de manosa en D – manosa. La 
mayoría no se encuentran como homopolisacáridos de un solo residuo de azúcar, pero sí como 
heteropolisacáridos de dos o más de los diferentes azúcares mencionados anteriormente. Los 
azúcares adicionales son comúnmente conectados a la principal cadena del polímero en forma de 
ramas cortas (Figura 7), dando por lo tanto estructuras unidas en una variedad amplia de 
diferentes productos. (Bergmeyer 1988) 
 
11 | P á g i n a 
 
 
Figura 7. Estructura de la hemicelulosa. 
 
Pretratamiento de materiales lignocelulósicos. 
 
Debido a que la lignina es el biopolímero que cubre a estos materiales y cuenta con una 
estructura cerrada, es necesario debilitar sus enlaces. Para esto, se han desarrollado una serie de 
tecnologías de pretratamiento para volver eficientes los procesos de producción de bioetanol. 
 
La tarea de hidrolizar lignocelulosa a monosacáridos fermentables vía enzimática es aun 
técnicamente problemático porque la d igestibilidad de celulosa está obstaculizada por factores 
fisicoquímicos, estructurales y de composición. Es por ello que el pretratamiento es un paso 
esencial para obtener azúcares potencialmente fermentables en el paso de la hidrólisis. El objetivo 
del pretratamiento es romper enlaces moleculares de la lignina y disminuir la cristalinidad de la 
celulosa para mejorar la digestibilidad de las enzimas hidrolíticas. (Alvira et al. 2010) 
 
 Por otro lado, el pretratamiento representa uno de los costos de mayor importancia 
dentro de un proceso. De hecho, según lo descrito por Alvira et al. (2010), este paso es el segundo 
más costoso dentro de la conversión de material lignocelulósico a bioetanol basado en la hidrólisis 
enzimática. 
 
Debido a q ue los diferentes materiales lignocelulósicos tienen diferentes características 
fiscoquímicas, es necesario adoptar tecnologías de pretratamiento adecuadas basadas en las 
propiedades de cada materia prima. 
 
La elección de un pretratamiento también se debe basar en términos de la generación de 
compuestos tóxicos, requerimientos energéticos y la demanda de servicios adicionales. 
 
Según lo descrito por Yang & Wyman (2008), existen varias propiedades claves que se 
deben tomar en cuenta para llevar a cabo un proceso de pretratamiento de bajo costo, las cuales 
se describen en las siguientes viñetas: 
 
∑ La necesidad de productos químicos en el pretratamiento y subsecuentes condiciones de 
neutralización y prefermentación debe ser en mínima cantidad y de bajo costo. 
∑ Las tecnologías de pretratamiento requieren de un cierto tamaño de partícula, por lo que 
la molienda de la biomasa se debe tomar en cuenta en los costos y la cantidad de energía 
utilizada. 
∑ La concentración de azúcares, producto de las operaciones de pretratamiento e hidrólisis 
enzimática, debe ser de al menos el 10% para asegurar que las concentraciones de etanol 
serán adecuadas para la recuperación de éste. 
12 | P á g i n a 
 
∑ Los reactores para el pretratamiento deben ser de bajo costo a través de su minimización 
de volumen. El material que se requiere para su construcción debe ser seleccionado con 
mucho cuidado debido a que, se generan ambientes corrosivos y las presiones de 
operación son razonables. 
∑ El líquido hidrolizado, producto del pretratamiento, debe ser fermentable siguiendo los 
pasos de bajo costo y altos rendimientos. Sin embargo, es altamente deseable eliminar 
cualquier condicionante para que se puedan reducir costos y se reduzcan las pérdidas en 
el rendimiento. 
∑ Los productos químicos formados durante el condicionamiento de hidrólisis, en la 
preparación para los pasos subsecuentes biológicos, no deberían presentar desafíos de 
disposición o de tratamiento. 
∑ La celulosa del pretratamiento debe ser altamente digestible con rendimientos mayores al 
90% en menos de 5 y, preferentemente, en menos de 3 días con bajas cargas de celulasa; 
de menos de 10 UPF / g de celulosa. 
∑ La lignina y otros constituyentes deben ser recuperados mediante conversión a productos 
de valor agregado y así simplificar el proceso de descarga. 
∑ La distribución del azúcar recuperada entre el pretratamiento y la subsecuente hidrólisis 
enzimática debe ser compatible con la elección de los organismos que se ocuparán para 
fermentar. 
 
Como se puede observar en la figura 8, la celulosa y hemicelulosa se encuentra cubierta en 
su totalidad por la lignina. 
 
 
Figura 8. Representación aproximada de un fragmento de material lignocelulósico. 
 
El objetivo del pretratamiento es ultimadamente la depolimerización de la lignina, 
quedando así disponibles tanto la celulosa como la hemicelulosa. (Figura 9) (Mosier, C. Wyman, et 
al. 2005) 
13 | P á g i n a 
 
 
Figura 9. Representación aproximada del resultado del material lignocelulósico después del pretratamiento. 
 
Durante las últimas décadas, se han sugerido una extensa variedad de tecnologías de 
pretratamiento y, según Alvira et al. (2010), se pueden clasificar en pretratamientos biológicos, 
físicos, químicos y fisicoquímicos; lo cuales consumen diferentes cantidades de energía. De igual 
manera, se ha estudiado la combinación de estos métodos. 
 
 Para el presente trabajo es muy importante conocer estas tecnologías en cuanto a las 
ventajas y desventajas que ofrecen ante los líquidos iónicos. De esta manera, se podrá definir 
cómo estos últimos podrían representar una opción rentable a un proceso de obtención de 
bioetanol a partir de materiales lignocelulósicos. 
 
Pretratamientos biológicos. 
 
Los pretratamientos biológicos emplean microrganismos, principalmente, hongos de 
pudrición café, blanca y blanda, los cuales degradan a la lignina y a la hemicelulosa, así como una 
pequeña cantidad de celulosa, la cual es más resistente que los otros componentes. 
 
Los resultados de otros estudios más recientes (Kuhar et al. 2008; P. Singh et al. 2008) han 
demostrado que el pretratamiento de paja de trigo por hongos en un tiempo de 10 días, con una 
alta degradación de lignina y baja degradación de celulosa, dio como resultado un incremento en 
la liberación de azúcares fermentables y una reducción en la concentración de inhibidores de la 
fermentación. (Sun & Cheng 2002) 
 
 La desventaja que presenta este pretratamiento es que el tiempo de reacción tiende a 
prolongarse incluso a días para obtener rendimientos altos; lo cual a nivel industrial no figura una 
opción viable de tratamiento de cantidades grandes de material lignocelulósico. 
 
 
14 | P á g i n a 
 
 
Pretratamientos físicos. 
 
Pulverización mecánica. 
 
El objetivo del pretratamiento mecánico es la reducción del tamaño de partícula y de la 
cristalinidad del material lignocelulósico, en beneficio de aumentar la s uperficie específica del 
material yde reducir el grado de polimerización. Esto se puede llevar a cabo mediante una 
combinación de picado, machacado o molienda, dependiendo del tamaño de partícula del 
material (10 – 30 mm después del picado y 0.2 – 2 mm después del machacado o molienda). 
 
 La cantidad de energía requerida para este tipo de pretratamientos es relativamente alta 
dependiendo del tamaño de la partícula final y de las características de la b iomasa. (Hendriks & 
Zeeman 2009). Esta desventaja hace que este tratamiento pueda resultar costoso a nivel industria. 
 
Extrusión. 
 
El proceso de extrusión es un prometedor método de pretratamiento físico en la 
producción de bioetanol. En este proceso, los materiales son sometidos a alt as temperaturas, a 
mezclado y cortado, dando como resultado modificaciones tanto físicas como químicas durante el 
paso del material a través del extrusor. Se cree que la velocidad del tornillo y la temperatura del 
barril son los responsables de romper la e structura del material lignocelulósico, causando 
desfibrilación y reducción en el tamaño de las fibras y, por lo tanto, incrementando la accesibilidad 
a los carbohidratos por parte de las enzimas. (Karunanithy et al. 2008) 
 
 El tema a considerar con este método es que la cantidad de energía a u sar puede 
impactar, de igual manera que en la pulverización mecánica, en los costos de producción. 
 
Pretratamientos fisicoquímicos. 
 
Explosión con vapor 
 
La explosión con vapor es el pretratamiento fisicoquímico más empleado para biomasa 
lignocelulósica. Es un pretratamiento hidrotérmico en el cual la b iomasa está sujeta a vapor 
presurizado por un periodo de tiempo que puede ir desde segundos hasta algunos minutos para 
después, despresurizar de manera súbita. Este pretratamiento combina fuerzas mecánicas y 
efectos químicos debido a la hidrólisis (autohidrólisis) de grupos acetilo que están presentes en la 
hemicelulosa. La autohidrólisis toma lugar cuando las altas temperaturas promueven la formación 
de ácido acético de los grupos acetil; del mismo modo, el agua también actúa como ácido a altas 
temperaturas. Los efectos mecánicos son causados porque la presión es reducida de repente y las 
fibras son separadas. 
15 | P á g i n a 
 
 
 Los factores más importantes que afectan la efectividad de la explosión con vapor son el 
tamaño de partícula, temperatura, tiempo de residencia y el efecto combinado tanto de la 
temperatura y tiempo. 
 
 Las desventajas que presenta esta tecnología es que se produce una degradación parcial 
de hemicelulosa y la generación de algunos compuestos tóxicos como los furfurales, ácidos débiles 
y compuestos fenólicos que podrían afectar los siguientes pasos de hidrólisis y fermentación. Los 
compuestos tóxicos generados y sus cantidades dependen de la materia prima y de la exigencia 
del pretratamiento. Por lo tanto, surge la n ecesidad de usar cepas resistentes en los pasos 
subsecuentes de fermentación. (Liu et al. 2005) 
 
Agua líquida caliente 
 
El método de agua líquida caliente es otro pretratamiento hidrotérmico que no requiere 
de una rápida descompresión y no emplea ni catalizadores o sustancias químicas. La presión es 
aplicada de tal forma que mantiene al agua en estado líquido a elevadas temperaturas (160 – 240 
°C) y provoca alteraciones en la estructura del material lignocelulósico. El objetivo del agua líquida 
caliente es solubilizar principalmente la h emicelulosa, para que de esta manera quede más 
accesible la celulosa y evitar la formación de inhibidores. (Mosier, R. Hendrickson, et al. 2005) 
 
 En general, el pretratamiento en agua líquida caliente representa una opción atractiva en 
cuestiones de costos: no se requiere de algún catalizador y el costo de construcción del reactor es 
bajo debido a que no se utilizan materiales corrosivos durante el proceso. Aunque, por otro lado, 
la demanda de agua en el proceso y el requerimiento energético es más alto que en la tecnología 
de explosión con vapor y aún no se ha logrado desarrollar a una escala comercial. 
 
Explosión de fibras con amonio (AFEX por sus siglas en inglés) 
 
En el proceso AFEX la biomasa es pretratada con anhídro de amonio líquido a 
temperaturas de entre 60 y 100 °C y a al tas presiones por un periodo de tiempo variable. La 
presión es entonces liberada, lo que lleva a una expansión rápida del gas de amonio que causa 
hinchazón y ruptura física de las fibras de biomasa y una decristalización parcial de la celulosa. La 
digestibilidad de la b iomasa se incrementa después del pretratamiento AFEX y, por lo tanto, la 
hidrólisis enzimática tiene rendimientos altos. 
 
 En óptimas condiciones, AFEX puede alcanzar más del 90% de conversión de celulosa y 
hemicelulosa a azúcares fermentables. De hecho, a pesar de que se pueda remover una pequeña 
cantidad de lignina o hemicelulosa en el proceso, la digestión enzimática (incluso con bajas cargas 
de enzima) obtiene altos rendimientos, comparado con otras alternativas de pretratamiento. (C. E. 
Wyman et al. 2005) 
 
 La desventaja con esta tecnología es que el proceso se vuelve costoso por las cantidades 
de amonio líquido que se utilizan. 
 
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Oxidación húmeda 
 
La oxidación húmeda es un pretratamiento oxidativo el cual emplea oxígeno o aire como 
catalizador. Esto permite operar al reactor a temperaturas relativamente bajas y con tiempos de 
reacción cortos. La oxidación se lleva a cabo de 10 – 15 min, a temperaturas de 170 a 200 °C y 
presiones de 10 a 12 bar (Olsson et al. 2005). La adición de oxígeno a temperaturas por arriba de 
170 °C hace que el proceso sea exotérmico, reduciendo la demanda total de oxígeno. Las 
principales reacciones en la oxidación húmeda son la formación de ácidos del proceso hidrolítico y 
las reacciones oxidativas. 
 
 En general, en el pretratamiento de oxidación húmeda se ha alcanzado baja formación de 
inhibidores y una eficiente remoción de lignina. Por otro lado, los costos de oxígeno y catalizador 
son considerados como las principales desventajas de este método. 
 
Explosión con CO2 
 
La explosión con bióxido de carbono es también usada en el pretratamiento de biomasa 
lignocelulósica. El método está basado en la utilización de CO2 como fluído supercrítico, el cual se 
refiere como un fluido comprimido por arriba de su presión y temperatura crítica, en este estado 
presenta características de difusión como un gas y una alta interpenetración en matrices sólidas 
aun teniendo densidades y solvataciones similares a las de un líquido. Las condiciones de 
pretratamiento supercrítico pueden remover efectivamente a la lignina, incrementando la 
digestibilidad del sustrato. 
 
 La operación se realiza a menores temperaturas, comparado con otros métodos, y prevé la 
degradación de monosacáridos, pero en comparación con la explosión con vapor y AFEX, los 
rendimientos obtenidos son bajos. 
 
 Las ventajas que presenta es que no es tóxico, no flamable y es de fácil re-uso. De 
cualquier forma, los esfuerzos actuales por desarrollar este método no garantizan aún una 
viabilidad económica ya que se requieren de equipos capaces de soportar las altas presiones 
necesarias para la efectividad del proceso. (Zheng et al. 1998) 
 
Pretratamientos químicos 
 
Pretratamientos alcalinos 
 
Los pretratamientos alcalinos incrementan la digestibilidad de celulosa y son más efectivos 
para la solubilidad de lignina, exhibiendo una menor solubilidad de celulosa y hemicelulosa que los 
procesos ácidos o hidrotérmicos. El pretratamiento alcalino se puede llevar a cabo a temperatura 
ambiente y a tiempos que pueden ir desde segundos hasta días. 
 
17 | P á g i n a 
 
Entre los pretratamientos alcalinos se encuentran las sustancias como el hidróxido de 
sodio, potasio, calcio y amonio. El NaOH causa hinchazón, incrementando la superficie interna de 
celulosa y disminuyendo el grado de polimerización y cristalinidad. Esta hinchazón provoca una 
ruptura de la estructura de la lignina. (Taherzadeh & Karimi 2008)La desventaja que presenta este tratamiento es la generación de compuestos inhibidores 
para la fermentación. Además de que la materia prima, en este caso los hidróxidos, representan 
un costo alto para la producción. 
 
Pretratamiento ácido 
 
El principal objetivo del pretratamiento ácido es solubilizar la fracción de hemicelulosa de 
la biomasa y hacer a la celulosa más accesible a la s enzimas. Este tipo de pretratamientos se 
pueden llevar a cabo con ácidos concentrados o diluidos. Aunque, por otro lado, si se utilizan 
ácidos concentrados, esto puede ser menos atractivo para la p roducción de etanol debido a la 
formación de compuestos inhibidores. 
 
 El pretratamiento con ácidos diluídos aparentemente es el método más favorable para 
aplicaciones industriales y que ha sido estudiado para el pretratamiento de una gran variedad de 
biomasa lignocelulósica. Este método presenta la v entaja de solubilizar hemicelulosa, 
principalmente xilano, pero también convierte a la hemicelulosa solubilizada en azúcares 
fermentables. De cualquier forma, dependiendo de la temperatura de proceso, algunos 
compuestos de la d egradación de azúcar como el furfural y el hidroximetilfurfural (HMF), y 
compuestos aromáticos resultantes de la degradación de la lignina se pueden detectar, los cuales 
afectan el metabolismo del microrganismo en el paso de la fermentación, representando ésta su 
mayor desventaja. (Saha et al. 2005) 
 
Ozonólisis 
 
El ozono es un poderoso oxidante que demuestra alta eficiencia de deslignificación. El 
pretratamiento es usualmente llevado a cabo a temperatura ambiente y a presiones normales. 
Además de que no lleva a la fo rmación de compuestos inhibidores que puedan afectar a la 
hidrólisis o fermentación. La ozonólisis ha sido aplicada en muchos residuos agrícolas como la paja 
de trigo y la p aja de centeno, incrementando en ambos casos los rendimientos de la hidrólisis 
enzimática. (García-Cubero et al. 2009) 
 
 El reto que representa esta tecnología es que los costos de pretratamiento se elevan 
debido a que las cantidades de ozono que se usan son grandes y, por lo tanto, el costo – beneficio 
se afecta de manera negativa. 
 
Organosolv 
 
Para esta técnica se pueden utilizar numerosas mezclas de solventes orgánicos o acuosas, 
incluyendo metanol, etanol, acetona, etilenglicol y alcohol tetrahidrofurfuril; en función de 
18 | P á g i n a 
 
solubilizar lignina y proveer celulosa tratada que la e nzima pueda hidrolizar fácilmente. La 
principal ventaja de este método es que se puede recuperar relativamente pura la lignina como un 
subproducto. 
 
 La eliminación de los solventes del sistema es necesaria usando extracción y técnicas de 
separación apropiadas. Esto se debe llevar a cabo ya que pueden ser factor de inhibición para las 
enzimas que hidrolizarán a la m ateria y a lo s microorganismos que llevarán a c abo la 
fermentación. El alto precio comercial de los solventes es un factor importante a considerar para 
su aplicación industrial. Por razones económicas, sobre todas las posibilidades de solventes, se 
prefieren los alcoholes con bajo peso molecular y con bajos puntos de ebullición como el etanol y 
metanol. (Sun & Cheng 2002) 
 
Hasta este momento se han descrito las tecnologías que son las más comunes en 
pretratamiento de material lignocelulósico. Los mismos autores Alvira et al. (2010) presentan la 
siguiente tabla a manera de resumen sobre las ventajas y desventajas que tienen estos métodos: 
 
Tabla 1. Ventajas y desventajas con diferentes métodos de pretratamiento con biomasa lignocelulósica 
Método de pretratamiento Ventajas Desventajas 
Biológico ∑ Degrada lignina y 
hemicelulosa. 
∑ Se consumen bajas 
cantidades de energía. 
∑ Baja rapidez de la 
reacción de hidrólisis. 
Molienda ∑ Se reduce la 
cristalinidad de la 
celulosa. 
∑ Altos consumos de 
energía. 
Explosión con vapor ∑ Ocasiona la 
transformación de la 
lignina y la s olubilidad 
de la hemicelulosa. 
∑ Bajos costos de 
operación. 
∑ Altos rendimientos de 
glucosa. 
∑ Se generan 
compuestos tóxicos. 
∑ Parcial degradación de 
hemicelulosa. 
AFEX ∑ Se incrementa el área 
superficial accesible. 
∑ Hay baja formación de 
inhibidores. 
∑ No es eficiente para 
materias primas con 
altos contenidos de 
lignina. 
∑ Altos costos por 
grandes cantidades de 
amonio utilizadas. 
Explosión con CO2 ∑ Se incrementa el área 
superficial accesible. 
∑ Bajos costos de 
operación. 
∑ No implica la 
generación de 
compuestos tóxicos. 
∑ No se afectan ni a la 
lignina ni a la 
hemicelulosa. 
∑ Se requieren muy altas 
presiones de proceso. 
19 | P á g i n a 
 
Oxidación húmeda ∑ Existe una eficiente 
remoción de lignina. 
∑ Hay una baja 
formación de 
inhibidores. 
∑ Se minimiza la 
demanda energética 
(proceso exotérmico) 
∑ Altos costos de 
oxígeno y de 
catalizadores alcalinos. 
Ozonólisis ∑ Se reduce el contenido 
de lignina. 
∑ No implica la 
generación de 
compuestos tóxicos. 
∑ Altos costos por las 
grandes cantidades de 
ozono requerido. 
Organosolv ∑ Se ocasiona la 
hidrólisis de lignina y 
hemicelulosa. 
∑ Los solventes 
utilizados son de alto 
costo. 
Ácido concentrado ∑ Altos rendimientos de 
glucosa. 
∑ Se puede llevar a cabo 
a temperatura 
ambiente. 
∑ Altos costos en los 
ácidos y existe la 
necesidad de 
recuperarlos. 
∑ Existen problemas de 
corrosión en el reactor 
donde se lleva a c abo 
el proceso. 
∑ Se forman compuestos 
inhibidores. 
Ácido diluido ∑ Menos problemas de 
corrosión que con los 
ácidos concentrados. 
∑ Menor formación de 
inhibidores. 
∑ Se generan productos 
de degradación. 
∑ Se producen bajas 
concentraciones de 
azúcar en el fluido de 
salida. 
 
Sin embargo, dentro de los pretratamientos químicos, existe un método que en los últimos 
estudios se le ha considerado como “tecnología verde” debido a que, en comparación con los 
solventes orgánicos, el impacto ambiental se reduce en gran medida. Este método se refiere al 
pretratamiento con líquidos iónicos y la razón por la cual se presentan como una mejor opción que 
los solventes orgánicos es que los primeros presentan una presión de vapor prácticamente nula y 
por lo tanto, no volátiles sin daño al medio ambiente, siempre y cuando se mantenga la premisa 
de re-utilización de los mismos en ciclos de proceso. 
 
 Muchos autores y estudios han tratado este tema, presentando resultados interesantes 
que pueden en un futuro ser tomados en cuenta a nivel industrial. 
 
 En comparación con los métodos biológicos, los líquidos iónicos presentan la ventaja de 
aminorar los tiempos de pretratamiento, lo que hace que tengan una mejor tendencia a ser 
aplicados a nivel industrial. 
20 | P á g i n a 
 
 Si se comparan con los métodos físicos, los líquidos iónicos representan una mejor opción 
en cuestiones energéticas y, por lo tanto, impactando en los costos de tratamiento. Aunque en el 
presente estudio se trabajaron con temperaturas altas, se observó que a temperatura ambiente se 
obtuvieron rendimientos buenos comparados con los obtenidos a temperaturas altas. Esta 
situación energética se presentaría de manera similar con los tratamientos físicoquímicos como la 
explosión con vapor, uso de agua caliente líquida o explosión de fibras con amonio. 
 
 Por otro lado, aunque el tratamiento con líquidos iónicos forma parte de las tecnologías 
químicas, estos representan una gran ventaja contra con los solventes orgánicos o tratamientos 
ácidos y alcalinos ya que los líquidos iónicos no son volátiles como lo que sucedería con el 
tratamiento Organosolv y no se tendrían que construir equipos resistentes a la corrosión como es 
el caso de los tratamientos ácidos y alcalinos, representando con esto un alto costo de operación. 
Además de que las cantidades a usar de líquido iónico serían menores a las que se mencionaron 
en los párrafos anteriores de ácidos, bases o solventes orgánicos. 
 
Líquidos iónicos 
 
El primer proceso industrial que involucró a los líquidos iónicos se anuncióen Marzo de 
2003 y fue hasta este momento que se reconoció como una nueva tecnología química potencial. El 
interés en este nuevo campo se dio en la American Chemical Society (ACS), en su reunión llevada a 
cabo en Nueva York; en donde se realizaron 10 sesiones enfocadas a líquidos iónicos. (Rogers & 
Seddon 2003) 
 
El término “líquidos iónicos” ha reemplazado a la v ieja frase “sales fundidas”, la c ual 
sugería que estos eran medios manipulables a altas temperaturas, corrosivos y viscosos. Los 
líquidos iónicos son frecuentemente incoloros, se presentan en estado líquido y son fáciles de 
manipular. Una de las principales razones por las cuales se han estudiado estos líquidos es porque 
se percibe el beneficio de sustituir a los solventes industriales tradicionales, los cuales la mayoría 
son compuestos orgánicos volátiles. Los líquidos iónicos no son intrínsecamente “verdes” ya que 
algunos son extremadamente tóxicos para la v ida acuática, pero están diseñados para ser 
ambientalmente benignos al poseer bajas presiones de vapor y, por lo tanto, no ser volátiles.. 
(Rogers & Seddon 2003) 
 
 Los líquidos iónicos son sales orgánicas, los cuales son líquidos a temperaturas ambiente. 
En comparación con los solventes tradicionales, los líquidos iónicos están compuestos por iones. 
En la fig ura 10 se pueden observar las estructuras más comunes que se usan en los líquidos 
iónicos. 
 
21 | P á g i n a 
 
NN
R2R1
N N R2R1
N
R1
R2
R3
R4
N
R1 R2
Cationes:
1,3-Dialkyimidazolium (Im) 1,4-Dialkylpyridinium (Py)
Tetraalkylammonium 1,1-Dialkylpyrrolidinium 
Aniones: 
Anión Nombre Abreviatura 
BF4
- Tetrafluoroborato [BF4] 
PF5
- Hexafluorobarato [PF6] 
NO3
- Nitrato [NO3] 
CH3CO2
- Acetato [Ac] 
CF3CO2
- Trifluoroacetato [TFA] 
CH3SO4
- Metilsulfonato [MeSO4] 
CF3SO3
- Trifluorometilsulfonato [TfO] 
(CF3SO2)2N
- Bis[(trifluorometil)sulfonil]amida [Tf2N] 
 
 Figura 10. Estructuras de los líquidos iónicos usados en biocatálisis. (Z. Yang & Pan 2005) 
 
Sus propiedades únicas como la no volatilidad, no flamabilidad y que son térmicamente 
estables, los hacen una alternativa ambientalmente atractiva, a c omparación de los solventes 
orgánicos. Los líquidos iónicos presentan bajos puntos de fusión (< 100 °C) y permanecen en 
estado líquido dentro de un amplio intervalo de temperaturas (< 300 °C). Una de las propiedades 
más especiales de los líquidos iónicos es su alta polaridad y alto poder solvatante. Por esta razón, 
los líquidos iónicos se presentan como un medio de reacción ideal para llevar a cabo reacciones 
químicas y bioquímicas ya que, gracias a esto, tienen la capacidad de disolver una gran variedad de 
diferentes sustancias, incluyendo compuestos orgánicos polares y no polares, inorgánicos y 
poliméricos. (Z. Yang & Pan 2005) 
 
 A pesar de que son altamente polares, la mayoría de los líquidos iónicos son hidrofóbicos y 
la presencia de agua puede afectar a sus propiedades físicas. Sin embargo, la solubilidad en agua 
de los líquidos iónicos varía de manera impredecible. (Seddon et al. 2000) 
 
Comparado con los solventes orgánicos típicos, los líquidos iónicos son mucho más 
viscosos (35 – 500 cP para los líquidos iónicos comúnmente utilizados contra 0.6 cP para tolueno y 
0.9 cP para agua a 25 °C) (Park & Kazlauskas 2003). La viscosidad de un líquido iónico representa 
su tendencia a formar puentes de hidrógeno y a la rigidez de sus interacciones de van der Waals; 
la cual puede disminuir con un aumento en la temperatura o agregando algún solvente orgánico. 
Normalmente, un líquido iónico con largas cadenas de alquilos en el catión y con aniones de gran 
volumen presenta viscosidades grandes (Brennecke & Maginn 2001). 
 
22 | P á g i n a 
 
Una de las ventajas obvias de usar líquidos iónicos sobre el uso de solventes orgánicos 
normales es que las propiedades físicas y químicas de éstos, se pueden modificar gracias a l a 
manipulación de los cationes, aniones y sus sustituyentes. Esto es importante porque permite 
diseñar un líquido iónico para condiciones de reacción específicas, como lo es incrementar la 
solubilidad del sustrato, modificar la s electividad de la e nzima o alterar las velocidades de 
reacción. (Z. Yang & Pan 2005) 
 
Actividad enzimática en líquidos iónicos. 
 
Muchos investigadores han reportado que una variedad de enzimas presentes en líquidos 
iónicos han mostrado actividades catalíticas comparables o incluso más altas que aquellas 
observadas en solventes orgánicos convencionales. La viscosidad del medio de reacción puede 
controlar la actividad enzimática debido a las limitantes observadas por la transferencia de masa. 
(Shöfer et al. 2001) 
 
Las enzimas que muestran actividad catalítica en líquidos iónicos normalmente no se 
disuelven. Sin embargo, aquellas que sí se disuelven regularmente son desactivadas. Por ejemplo, 
[Bmim]PF6 puede disolver hasta 3.2 mg / ml de termolisina y la pérdida de actividad de ésta no se 
demuestra hasta que la c antidad de enzima en el sistema de reacción exceda 3 mg / ml; esta 
desactivación puede ser atribuida a la desnaturalización de la estructura proteíca de la enzima, la 
cual es a veces reversible (van Rantwijk et al. 2003). Esta desnaturalización en el líquido iónico se 
le puede atribuir a la n aturaleza iónica del líquido: su catión o anión puede interactuar con los 
grupos con carga de la enzima, ya sea en el sitio activo o en su periferia, causando cambios en la 
estructura de la enzima. (Lozano et al. 2001) 
 
El rol de los aniones podría ser más crucial en este aspecto: las enzimas están usualmente 
activas en líquidos iónicos que contienen a los aniones BF4
-, PF6
- y (CF3SO2)2N
- pero inactivos en 
aquellos que contienen aniones como NO3
-, CH3CO2
-, CF3CO2
- y CF3SO3
-. Para esto hay dos posibles 
explicaciones. La primera es que los aniones compatibles con la enzima exhiben baja basicidad en 
los enlaces de hidrógeno, lo cual minimiza la interferencia con los enlaces de hidrógeno de una 
enzima. Tomando como ejemplo al PF6, este reparte su carga negativa sobre seis átomos de fluor. 
Segundo, es que los aniones compatibles con la e nzima son poco nucleofílicos y, por lo tanto, 
muestran baja tendencia a cambiar la conformación de la enzima por la interacción con los sitios 
cargados positivamente en la estructura de la enzima. (Z. Yang & Pan 2005) 
 
Los líquidos iónicos se pueden aplicar a reacciones químicas, incluyendo el procesamiento 
de carbohidratos. La habilidad de solvatación de los líquidos iónicos es una característica 
importante ya que puede sustituir a lo s compuestos orgánicos volátiles. Hasta el momento, la 
literatura ha considerado como principal la aplicación de los líquidos iónicos en el tratamiento de 
la celulosa de la biomasa lignocelulósica. (Zakrzewska et al. 2010) 
 
En el año 2002, Swatloski y colaboradores demostraron que los líquidos iónicos que tienen 
como base al i midazolio, son capaces de disolver cantidades considerables de celulosa (hasta 
25%), formando soluciones altamente viscosas (Swatloski et al. 2002). Además sugirieron que una 
alta concentración y actividad del líquido iónico cloruro de 1 – butil – 3 – metilimidazolio 
([Bmim]Cl) es el responsable de romper los puentes de hidrógeno en el polisacárido, 
promoviendo la disolución. Este líquido iónico es capaz de romper la estructura de oligómeros de 
23 | P á g i n a 
 
celulosa (celobiosa, celotriosa y celohexosa). Esta investigación demostró que la interacción entre 
el carbohidrato y el anión de un líquido iónico predomina más que la interacción del carbohidrato 
con el catión. El ion cloruro (Cl-) fue reportado como el que es capaz de formar enlaces con 
hidrógeno más fuertes que el bromuro (Br-), tiocianato (SCN-), hexafluorofosfato (PF6)
- y 
tetrafluoroborato (BF4)
- (Swatloski et al. 2002). De la m isma manera, encontraron que la 
solubilidad de la celulosa decrece conforme la longitud de la cadena alquílica aumenta en el catión 
imidazolio.En cuanto a la extracción de lignina con líquidos iónicos que son afines a este biopolímero, 
se observó que estos pueden disolverla muy bien pero, por otro lado, exhiben una baja afinidad 
hacia la c elulosa. Los líquidos iónicos que contienen iones cloruro son, en contraste, los más 
apropiados para la disolución de celulosa. Por ejemplo, [Bmim]Cl es capaz de disolver celulosa de 
manera completa dentro de 20 minutos. A 80 °C, disuelve incluso celulosas bacterianas de alto 
peso molecular, con un grado de polimerización cerca de los 6,500 sin degradación. (Zakrzewska et 
al. 2010) 
 
Después del pretratamiento con líquido iónico, será necesario recuperar los carbohidratos 
disueltos. La adición de agua, alcohol o acetona resulta en la precipitación de los mismos, lo cual 
reduce la cantidad de desperdicios producidos. Swatloski et al. (2002) descubrieron que incluso un 
1% de agua, disminuye dramáticamente la solubilidad de celulosa en los líquidos iónicos, causando 
la precipitación ésta. El agua es una de las mayores impurezas del líquido iónico y tiene un gran 
impacto ya que modifica la capacidad de solvatación de los líquidos iónicos. 
 
Por otro lado, Binder & Raines (2010) reportaron altos rendimientos en procesos químicos 
para la h idrólisis de biomasa lignocelulósica a monosacáridos. Lo que evaluaron fue la h idrólisis 
ácida de celulosa microcristalina en [Emim]Cl y observaron que la adición gradual de agua (a 
comparación de tenerla presente desde un inicio, como se describió previamente) previene la 
precipitación de polisacáridos durante la h idrólisis y también reduce la p roducción de 5 – 
hidroximetilfurfural. Después de llevarse a cabo este paso, se adicionó un 70% de agua para poder 
precipitar polisacáridos no hidrolizados y lignina, los cuales fueron disueltos en [Emim]Cl fresco y 
sujetos al mismo procedimiento descrito anteriormente. Esta combinación de estrategias hace que 
el rendimiento en el pretratamiento de materiales lignocelulósicos aumente hasta un 70% para 
que, posteriormente, se proceda a la etapa de fermentación. Este método provee una flexibilidad 
para procesos integrados de biomasa lignocelulósica debido a que los líquidos iónicos hacen que 
los polisacáridos sean accesibles de manera inmediata para la hidrólisis química y, en combinación 
con la adición de agua de manera gradual, se prevea la precipitación y formación de inhibidores 
microbianos. 
Hidrólisis enzimática 
 
El grupo más importante de enzimas para llevar a cabo la h idrólisis de celulosa y 
hemicelulosa son las celulasas y, otro grupo más pequeño son las hemicelulasas. 
 
 Una amplia variedad de microrganismos incluyendo a las bacterias, actinomicetos y 
hongos producen celulasas; pero sólo una pequeña cantidad de estos seres producen grandes 
cantidades de estas enzimas. Entre las más estudiadas se encuentran las pertenecientes a las 
bacterias Cellulomonas, Thermobifida (Thermomonospora) y Clostridium. Aunque los sistemas 
enzimáticos de estas bacterias tienen propiedades interesantes, por ejemplo, que son enzimas 
24 | P á g i n a 
 
termoestables con alta actividad específica, hablando de la Thermobifida fusca, las celulasas son 
todavía producidas comercialmente mediante hongos. Los hongos celulolíticos mejor conocidos y 
capaces de usar a la c elulosa como principal fuente de carbón son Sclerotium rolfsii, 
Phanerochaete chrysosporium, Trichoderma reesei (Hypocrea jecorina) y especies de Aspergillus, 
Penicillium y Schizophyllum. (Olsson et al. 2005) 
 
Enzimas involucradas en la hidrólisis de materiales lignocelulósicos (Olsson et 
al. 2005). 
 
Las enzimas involucradas se pueden dividir en tres clases: 
 
∑ Exo – 1, 4 – b – D – glucanasas o celobiohidrolasas (CBH), las cuales cortan unidades de 
celobiosa residuales de la cadena de celulosa. Esta clase también incluye a la menos 
común exo – 1, 4 – b – D – glucanohidrolasas, la cual libera D – glucosa de los residuos de 
la cadena de celulosa. 
∑ Endo – 1, 4 – b – glucanasas (EG). Esta enzima hidroliza los enlaces glucosídicos b – 1, 4 al 
azar en la cadena de celulosa. 
∑ 1, 4 – b – D – glucosidasas, las cuales hidrolizan celobiosa a g lucosa y también corta 
unidades de glucosa de celooligosacáridos. 
 
El sistema hemicelulólitico es más complejo. El sistema involucra, entre otras, endo – 1, 4 
– b – D – xilanasas, las cuales hidrolizan enlaces internos en la cadena de xilano; 1, 4 – b – D – 
xilosidasas, las cuales atacan xilooligosacáridos de residuos no reducidos y libera xilosa; endo – 1, 4 
– b – D – mananasas las cuales cortan enlaces internos; 1, 4 – b – D – manosidasas que cortan 
mano – oligosacáridos a manosa. Los grupos laterales son removidos por un número de enzimas: 
a – galactosidasas, a – L – arabinofuranosidasas, a – glucuronidasas, acetil xilan esterasa y feruloil 
esterasa. (Beg et al. 2001) 
 
La T. reesei produce 2 celobiohidrolasas, al menos 5 endogluconasas y 2 b - glucosidasas. 
Cada una de estas enzimas utilizan diferentes sustratos: celulosa cristalina (CC), celulosa 
microcristalina (MC), celulosa amorfa (AC), carboximetil celulosa (CMC), hidroxietil celulosa (HEC), 
galactomannan (LBG), metillumbeliferil – b – D – glucósido (MUG), p – nitrofenol – b – D – 
glucopiranosido (PNPG), celobiosa (CB) y celotriosa (CT). En la siguiente tabla se describe la 
clasificación y actividad específica que tienen. 
 
Tabla 2. Clasificación y actividad de celulasas de T. reesei 
Nombre de la enzima Actividad sobre los siguientes sustratos 
Endoglucanasa I (EG1) MC, AC, CMC, HEC, xilano 
Endoglucanasa II (EGII) MC, AC, CMC, HEC, LBG 
Endoglucanasa III (EGIII) MC, AC CMC, HEC 
Endoglucanasa IV (EGIV) MC, AC CMC, HEC 
Endoglucanasa V (EGV) MC, AC CMC, HEC 
Celobiohidrolasa I (CBHI) CC, MC, AC 
Celobiohidrolasa II (CBHII) CC, MC, AC, CMC 
b – glucosidasa I (BGI) PNPG, CB, CT 
b – glucosidasa II (BGII) MUG, PNPG, CB,CT 
25 | P á g i n a 
 
Las endoglucanasas y celobiohidrolasas están, con algunas excepciones, organizadas en 
una estructura de dos dominios. El primero consiste en un glicopéptido pequeño para carbono 
terminal, que es capaz de unir a la c elulosa y a la p roteína principal que contiene el sitio activo. 
Muchas endoglucanasas y celobiohidrolasas consisten en un gran centro catalítico y un pequeño 
dominio de unión de celulosa (CBD por sus siglas en inglés). Los dos dominios están conectados 
por una unión normalmente conformada de 34 aminoácidos. La función principal del CBD es por lo 
tanto atraer a la superficie de celulosa hacia el centro catalítico y, de esta manera, incrementar el 
tiempo de contacto entre estos. 
 
 El sitio activo de las celobiohidrolasas está posicionado dentro de un túnel, mientras que el 
centro activo de las endoglucanasas está ubicado en una hendidura más abierta que expone el 
sitio activo al exterior de la enzima. 
 
 Por otro lado, aún sigue siendo un enigma el por qué los microrganismos producen una 
cierta variedad de diferentes enzimas con una aparentemente actividad similar, por ejemplo, las 
dos celobiohidrolasas y las cinco diferentes endoglucanasas producidas por T. reesei. 
 
En estudios de hidrólisis de celulosa, se ha podido observar que la c onversión se eleva 
usando la c ombinación de endoglucanasas con celobiohidrolasas, comparada con la c onversión 
que se produce si sólo se usa una sola enzima. Por ejemplo, en una mezcla 1:1 de CBHI y EGI se 
tuvo como resultado un 23.2% de conversión, comparado con un 6.1% y 7.7% de conversión 
usando CBHI y EGI por separado, respectivamente. Este fenómeno se explica gracias al modelo 
endo – exo que describe la sinergia entre las endoglucanasas y las celobiohidrolasas. (Teeri 1997) 
 
Las endoglucanasas atacan las largas cadenas de celulosa y lleva a cabo cortes al azar, lo 
cual libera celulosas terminales que podrán ser sustrato de las dos celobiohidrolasas. La estructura 
en forma de túnel hace que, una vez que la c elulosa queda unida, las celobiohidrolasas liberan 
exitosamente celobiosay por lo tanto remueve una capa de celulosa, exponiendo una capa 
subyacente de este sustrato para las endoglucanasas. De esta manera, ellas continúan haciendo 
nuevo sustrato disponible para las otras. La celobiosa formada por la acción de las 
celobiohidrolasas es hidrolizada en glucosa por las b - glucosidasas. Por lo tanto, la acción de las b 
– glucosidasas es importante, así como la c elobiosa es un inhibidor mucho más fuerte para las 
celobiohidrolasas que la glucosa. (Holtzapple et al. 1990) 
 
 La teoría tradicional endo – exo aun no es capaz de explicar el por qué la s inergia entre 
una endoglucanasa y una celobiohidrolasa es ligeramente más grande durante la parte inicial de la 
hidrólisis comparada con la última parte. En la fase inicial, el número de residuos libres disponibles 
para las celobiohidrolasas deberían ser abundantes y el efecto de las endoglucanasas produciendo 
más resiudos debería ser despreciable. Después, durante la h idrólisis, el efecto sinérgico de 
producción de nuevos residuos de celulosa gracias a las endoglucanasas debería ser alto, pero no 
hay reportes en la literatura de que esto esté sucediendo de esta manera. 
 
 
 
 
26 | P á g i n a 
 
Reacciones de hidrólisis de celulosa y hemicelulosa (C. Wyman et al. 2005). 
 
Tanto los ácidos como las celulasas catalizan la reacción que tiene como producto a la 
glucosa: 
 
(C6H10O5)n + nH2O ‡ nC6H12O6 (1) 
 
Por lo tanto, cada unidad de glucosa en una cadena larga se combina con una molécula de 
agua, teniendo una masa molecular de 180 unidades, de las cuales 162 unidades son de glucano y 
18 unidades son de agua. Los oligómeros que se forman son gracias a la unión de varias moléculas 
de glucosa que incluso se pueden formar como intermediarios de la r eacción de hidrólisis de 
celulosa y que comúnmente contienen 2 unidades de glucosa (en el caso de la celobiosa) y 3 
unidades para la celotriosa. Las celulasas son enzimas muy específicas que sólo catalizan la adición 
de agua a las cadenas de glucano y la temperatura óptima necesaria de reacción es de 50 °C. Con 
esta reacción enzimática se puede alcanzar un rendimiento de hasta el 100%. Por otro lado, el uso 
de ácidos diluidos (por ejemplo, ácido sulfúrico al 10%) requiere de temperaturas más altas, de 
aproximadamente 220 °C que puede llevar a la d egradación de moléculas de glucosa, originando 
productos como hidroximetil furfural. Los ácidos concentrados (por ejemplo, ácido sulfúrico al 
75%) se pueden usar a temperaturas moderadas para alcanzar rendimientos similares a lo s 
conseguidos con la hidrólisis enzimática. 
 
 La hemicelulosa se puede hidrolizar también mediante la adición de moléculas de agua a 
cadenas individuales liberadas de azúcares que están contenidas en largas moléculas de 
hemicelulosa. La estequiometría para la reacción de las hexosas: galactosa, glucosa y manosa que 
están dentro de las hemicelulosas siguen la misma que la reacción antes presentada en (1). Por 
otro lado, la ad ición de agua a las moléculas de azúcar con cinco carbonos: arabinosa y xilano 
procede de la siguiente manera: 
 
(C5H8O4)n + nH2O ‡ nC5H10O5 (2) 
 
La molécula (C5H8O4)n corresponde a una cadena hecha de n moléculas de arabinosa o 
xilosa (pentosa) y C5H10O5 corresponde a los azúcares de pentosa formados por la h idrólisis de 
hemicelulosa. 
 
Un cocktail de enzimas mejor conocidas como hemicelulasas pueden catalizar la adición de 
agua a la hemicelulosa con alta especificidad a temperaturas moderadas, lo que ayuda a evitar la 
degradación de azúcares y dando lugar a altos rendimientos de conversión. Los ácidos diluidos 
pueden también catalizar la hidrólisis de hemicelulosa a temperaturas cercanas a los 100 – 200 °C, 
pero se pueden formar furfurales y otros productos de la degradación de azúcares. 
 
Hidrólisis enzimática de materiales lignocelulósicos (Olsson et al. 2005). 
 
La hidrólisis de materiales lignocelulósicos a través de la vía enzimática, a nivel comercial, 
confronta una serie de retos. Las celulasas son costosas y, por lo tanto, la carga de enzimas a un 
reactor debe ser minimizada, llevando a in crementar el tiempo necesario para la h idrólisis. Sin 
embargo, el uso de altas concentraciones de sustrato incrementa el problema de los productos 
27 | P á g i n a 
 
inhibitorios, lo cual conlleva a u n bajo desempeño de las enzimas. Cabe señalar que este 
desempeño depende de una serie de factores como la presencia de lignina, temperatura y pH. 
 
 La hidrólisis se lleva a cabo normalmente usando una concentración de sustrato por 
debajo del 10 – 15% en peso seco. El uso de la mezcla completa que se obtiene después del 
pretratamiento del material lignocelulósico puede significar la reducción del desempeño de las 
enzimas como resultado de la formación de productos inhibitorios como azúcares que se forman 
durante el pretratamiento. Por lo tanto, para obtener mejores rendimientos en la re acción de 
hidrólisis, se recomienda lavar el material sólido antes de la reacción, a expensas de que se 
incrementen los costos de operación. 
 
La carga de enzimas requerida para la re acción de hidrólisis depende altamente de la 
operación y la d igestibilidad del sustrato. Según Olsson et al. (2005), en algunos trabajos se han 
reportado cargas de entre 10 y 33 UPF (g celulosa)-1. De manera más real en procesos industriales, 
las cargas de enzima no rebasan los 15 UPF (g celulosa)-1. La acumulación de celobiosa inhibe 
fuertemente la ac tividad de las celobiohidrolasas y la p resencia de suficiente actividad de b - 
glucosidasa para remover la celobiosa formada es de suma importancia. Sin embargo, las altas 
concentraciones de glucosa que se originan en la última parte de la reacción inhiben la actividad 
de la b – glucosidasa, resultando un incremento en la concentración de celobiosa. Este problema 
se puede resolver por dos vías: la primera es el reabastecimiento de enzima y la segunda es por la 
remoción de azúcares generados. Aunque la remoción continua de azúcares se realiza mediante la 
ultrafiltración, muchas veces el proceso se enfoca en realizar la sacarificación y fermentación de 
manera simultánea, evitando la formación de productos que inhiben a las enzimas. La actividad de 
éstas se ve mucho menos afectada con la presencia de etanol. 
 
La cantidad de celulosa convertida durante la hidrólisis enzimática depende obviamente 
de la naturaleza del material lignocelulósico, el pretratamiento, la concentración del sustrato y de 
la carga de enzimas. 
 
 Basado en los datos de la literatura, la conversión de la celulosa mediante una hidrólisis y 
fermentación por separado alcanza de un 70 – 90% usando cargas de enzima por alrededor de 15 
UPF (g celulosa)-1. Por otro lado, llevando a cabo la conversión bajo la operación de sacarificación y 
fermentación simultánea se obtienen conversiones de alrededor de 80 – 90%, pero con cargas de 
enzimas muy por debajo de 15 UPF (g celulosa)-1. 
 
 La presencia de lignina es uno de los mayores obstáculos en la h idrólisis enzimática. Los 
altos contenidos de lignina en un material de este tipo explican las grandes cargas de enzima 
necesarias para tener una hidrólisis eficiente. Las grandes cantidades de celulasas que se unen de 
manera improductiva a la lignina enfatiza la necesidad de un pretratamiento efectivo que remueva 
a este biopolímero. La adición de tensoactivos, como el Tween 20, mejora la rapidez de hidrólisis 
ya que se reduce la unión existente entre la enzima y la lignina, llevando también a que las cargas 
de enzimas se reduzcan. Sin embargo, la reducción de esta carga se debe comparar con el costo 
que implica el uso de detergentes. 
 
 El reciclaje de celulasas aparenta ser una opción para poder reducir los costos de 
operación; entre las estrategias más comúnes se encuentra la u ltrafiltración que remueve 
azúcares y otros compuestos pequeños que puedan inhibir la acción