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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
POSGRADO EN CIENCIAS BIOLÓGICAS 
FACULTAD DE MEDICINA 
BIOLOGÍA EXPERIMENTAL 
CARACTERIZACIÓN DE UN ANDAMIO ELECTROHILADO DE POLI(ÁCIDO LÁCTICO-CO-
GLICÓLICO)/GELATINA CON FACTORES DE CRECIMIENTO PARA INGENIERÍA DE 
TEJIDOS DE PIEL 
TESIS 
QUE PARA OPTAR POR EL GRADO DE: 
DOCTORA EN CIENCIAS 
PRESENTA: 
M. EN C. VÁZQUEZ TORRES NADIA ADRIANA
TUTOR PRINCIPAL DE TESIS: DR. ANDRÉS ELIÚ CASTELL RODRÍGUEZ 
FACULTAD DE MEDICINA, UNAM. 
COMITÉ TUTOR: DRA. ANNIE PARDO CEMO 
FACULTAD DE CIENCIAS, UNAM. 
DR. MATHIEU CHRISTIAN ANNE HAUTEFEUILLE 
 FACULTAD DE CIENCIAS, UNAM 
CD. MX., JUNIO, 2019 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
POSGRADO EN CIENCIAS BIOLÓGICAS 
FACULTAD DE MEDICINA 
BIOLOGÍA EXPERIMENTAL 
CARACTERIZACIÓN DE UN ANDAMIO ELECTROHILADO DE POLI(ÁCIDO LÁCTICO-CO-
GLICÓLICO)/GELATINA CON FACTORES DE CRECIMIENTO PARA INGENIERÍA DE 
TEJIDOS DE PIEL 
TESIS 
QUE PARA OPTAR POR EL GRADO DE: 
DOCTORA EN CIENCIAS 
PRESENTA: 
M. EN C. VÁZQUEZ TORRES NADIA ADRIANA
TUTOR PRINCIPAL DE TESIS: DR. ANDRÉS ELIÚ CASTELL RODRÍGUEZ 
FACULTAD DE MEDICINA, UNAM. 
COMITÉ TUTOR: DRA. ANNIE PARDO CEMO 
FACULTAD DE CIENCIAS, UNAM. 
DR. MATHIEU CHRISTIAN ANNE HAUTEFEUILLE 
FACULTAD DE CIENCIAS, UNAM 
CD. MX., JUNIO, 2019 
COORDINACiÓN 
C i enc ias 
OFICIO CPCBI69012019 
Asunto: Oficio de Jurado para Examen de Grado. 
M. en C. Ivonne Ramírez Wence 
Directora General de Administración Escolar, UNAM 
Presente 
Me permito informar a usted que el Subcomité de Biologia Experimental y Biomedicina del Posgrado 
en Ciencias Biológicas, en su sesión ordinaria del dia 29 de abril de 2019. aprobó el siguiente jurado 
para la presentación del examen para obtener el grado de DOCTORA EN CIENCIAS de la alumna 
VÁZQUEZ TORRES NAO lA ADRIANA con número de cuenta 407047468, con la tesis titulada 
" CARACTERIZACiÓN DE UN ANDAMIO ELECTROHILADO DE POLl(ÁCIDO LÁCTICO-CO-
GLlCÓLlCO)IGELATlNA CON FACTORES DE CRECIMIENTO PARA INGENIERíA DE TEJIDOS 
DE PIEL" , real izada bajo la dirección del DR. ANDRÉS ELlÚ CASTELL RODRíGUEZ: 
Presidente: 
Vocal: 
Secretario: 
Suplente: 
Suplente: 
ORA. GERTRUDIS HORTENSIA GONZÁLEZ GÓMEZ 
DRA. MARíA CRISTINA PIÑA BARBA 
DRA. ANNIE PARDO CEMO 
DR. FERNANDO EDGAR KRÓTZSCH GÓMEZ 
DRA. YOLANDA IRASEMA CHIRINO LÓPEZ 
Sin otro particular, me es grato enviarle un cordial saludo. 
ATENTAMENTE 
" POR MI RAZA HABLARÁ EL EspíRITU" 
Cd. Universitaria, Cd. Mx., a 10 de junio de 2019 
DR. ADOLFO GERA O NAVARRO SIGÜENZA 
COORDINADOR DEL PROGRAMA 
COORDINACiÓN 
Unidad de Posgrado • Coordinación del Posgrado en Ciencias Biológicas Edificio D, I ero Piso, Circuito de Posgrados Cd. Universitaria 
Delegación Coyoacán c.P. 04510 Cd. Mx. Te!. 5623 7002 http://pcbio!.posgrado. unam.mx 
AGRADECIMIENTOS INSTITUCIONALES 
Al Posgrado en Ciencias Biológicas, UNAM por la oportunidad que me dio de realizar mis 
estudios de doctorado bajo su programa en los cuales seguí aprendiendo y formándome 
como investigadora. Definitivamente, ser parte de la mejor Universidad de 
Latinoamérica, además de un orgullo, es la posibilidad de tener acceso a un nivel 
académico de excelencia, gozar de infinidad de servicios y alta infraestructura que se 
deben valorar. 
A CONACYT por la beca que me otorgó durante 8 semestres (# 270063). A los apoyos 
PAEP que me permitieron asistir a dos congresos internacionales durante el doctorado. 
A la Coordinación de Innovación y Desarrollo, UNAM por el apoyo otorgado durante la 
participación en el certamen Brain Chile. Al apoyo financiero de los proyectos: PAPIIT- 
DGAPA UNAM IN218315, IN108116 y IA207917 
A mi tutor, el Dr. Andrés E. Castell Rodríguez, que me abrió las puertas de su laboratorio 
desde la licenciatura para que logrará desarrollar todo mi potencial. Por todo lo que me 
ha enseñado, que antes de ser un investigador hay que ser un gran ser humano. Por 
todas esas charlas que tuvimos sobre la vida, por sus consejos, madurez y 
profesionalismo, su paciencia, tiempo, etc, etc. pero sobre todo por siempre creer en 
mí y darme la confianza para hacer posible lo imposible. 
A los miembros del Comité Tutor, por todo el tiempo que dedicaron en mis tutorales y en 
la revisión de tesis. Por la retroalimentación que me brindaron para enriquecer este 
trabajo. También por abrirme las puertas de sus laboratorios y facilitarme sus equipos 
para la realización del proyecto. Por su comprensión y apoyo cuando me robaron mi 
computadora. 
AGRADECIMIENTOS PERSONALES 
“Sentir gratitud y no expresarla es como envolver un regalo y no darlo” 
William Arthur Ward 
Primeramente, a Dios que me ha permitido vivir más de lo que pude imaginar, ha 
cuidado mis pasos y me ha puesto en el lugar y momento correcto. 
A mis padres, porque no hay nadie en la vida que me quiera y apoye como ellos siempre 
lo han hecho. Independientemente de mi edad o de mi lugar de residencia se han hecho 
presentes con un amor y apoyo incondicional. Gracias por todo su esfuerzo para que hoy 
yo esté aquí, siendo lo que yo quise ser y estando donde quise estar. Por dejarme volar 
lejos de casa y confiar en mí y en la gran labor que hicieron como mis padres. 
A mi esposo, por todo su amor, apoyo, paciencia y comprensión que siempre me ha 
tenido. Por reconocer cada uno de mis logros y motivarme a seguir en la lucha. Por 
aquellos momentos adversos que hemos pasado juntos sin que suelte mi mano. 
A mi hermano, por sus consejos y sabiduría cuando se me nubla la mirada. Por todos 
estos años acompañándome sin importar el camino que seguimos. 
A los miembros de mi jurado por el tiempo que dedicaron a leer la tesis y sus valiosos 
comentarios para mejorar este trabajo. 
A los Dres. Alfredo Maciel Cerda y Ricardo Vera Graziano por permitirme fabricar los 
andamios en el laboratorio a su cargo. Por todos los reactivos disponibles que nunca me 
hicieron falta y por su asesoría durante este tiempo. 
Al Dr. Francisco M. Sánchez Arévalo que me adoptó en su laboratorio, brindándome 
todas las facilidades para realizar la caracterización mecánica de mis andamios. Por 
darme las herramientas necesarias para hacer aún mejor las cosas y apoyarme tanto 
en la realización de mi artículo. 
Al Dr. Mathieu Hautefeuille por su apoyo, confianza y todo ese entusiasmo que me ha 
contagiado. Por ser digno representante de una nueva generación de investigadores que 
deja huella en sus estudiantes. 
A todas las personas que conocí en estos 4 años y que de alguna u otra forma aportaron 
algo en este trabajo. En el IIM, a Vladimir Gómez, Abril García Fonseca, Erick Robles 
Hurtado, Eliza Miranda, Josué Barrón, Jorge Benítez, Jonathan López, Alida Orejerena y 
Ma. Eugenia Caballero. En la Facultad de Medicina: Casandra Chaires, Rodrigo 
Ontiveros, Beatriz Hernández, Katia Jarquín, Gabriela Piñón, Miguel Herrera, Raquel 
Guerrero Alquicira, Maritza García y Trinidad Iglesias. 
A todos los que me apoyaron con la realización de alguna técnica. En SEM a Berenit 
Mendoza Garfias, Josué Romero, Omar Novelo, Silvia Antuna. En microscopía confocal 
a Edgar Jímenez. En FTIR a. José Saninger, Selene Islas y José Ocotlán Flores (LUCE ICAT). 
En DSC y TGA a Eriseth Reyes Morales. En indentación a Diego Zamarrón. En RMN a 
Gerardo CedilloValverde 
A Itzel Marisol Garnica Palafox mi compañera de viaje. Por su apoyo en las pruebas 
mecánicas y por vivir conmigo cada aventura fuera de México en los eventos académicos 
a los que asistimos. 
A mi familia, mis sobrinitos, mi cuñada, mi tía Ofe, mis primas: Isabel, Yadira y Yara entre 
otros, por todo su apoyo y sus porras. 
A mis amigas de toda la carrera: Guadalupe, Minerva, Karla R., Paulina, Azalea, Flor, 
Karla P y Ximena. A las amistades que hice en esta etapa: Erick Robles, Alda Malagón, 
Beatriz Vega y Verónica Cortés por todo su apoyo. 
ÍNDICE 
LISTA DE FIGURAS 
LISTA DE TABLAS 
ABREVIATURAS 
RESUMEN .......................................................................................................................................... 1 
ABSTRACT .......................................................................................................................................... 2 
1. INTRODUCCIÓN ......................................................................................................................... 3 
1.1 Heridas cutáneas ......................................................................................................................... 3 
1.2 Ingeniería de tejidos ..................................................................................................................... 7 
1.3 Electrohilado ............................................................................................................................... 9 
1.4 Tipos de polímeros ..................................................................................................................... 11 
1.4.1 Poli ácido láctico-co-glicólico (PLGA) .................................................................................. 12 
1.4.2 Gelatina ............................................................................................................................. 13 
1.5 Factores de crecimiento .............................................................................................................. 16 
1.5.1 Factor de crecimiento de fibroblastos básico (FGFb) ............................................................ 16 
1.6 Antecedentes ......................................................................................................................... 18 
1.7 Relevancia e impacto del proyecto en el área de estudio .................................................. 19 
1.8 Planteamiento del problema ................................................................................................ 20 
1.9 Hipótesis ................................................................................................................................ 20 
2. OBJETIVOS ............................................................................................................................... 20 
2.1 General ............................................................................................................................ 20 
2.2 Particulares ........................................................................................................................... 21 
3 METODOLOGÍA ........................................................................................................................ 21 
3.1 Materiales ................................................................................................................................. 21 
3.2 Fabricación de los andamios mediante electrohilado ..................................................................... 22 
3.3 Caracterización físico-química del andamio .................................................................................. 22 
3.3.1 Morfología de las fibras ........................................................................................................ 22 
3.3.2 Composición química de las fibras mediante FTIR .................................................................. 23 
3.3.3 Pruebas de hinchamiento ..................................................................................................... 23 
3.3.4 Resonancia magnética nuclear ............................................................................................. 24 
3.3.5 Ángulo de contacto .............................................................................................................. 24 
3.3.6 Análisis térmico ................................................................................................................... 25 
3.3.7 Pruebas mecánicas ............................................................................................................. 25 
3.3.8 Degradación in vitro ............................................................................................................. 26 
3.4 Caracterización biológica del andamio ......................................................................................... 27 
3.4.1 Cultivo celular y caracterización de fenotipo de las células troncales mesenquimales (CTMs) ..... 27 
3.4.2 Adhesión celular .................................................................................................................. 28 
3.4.3 Viabilidad y proliferación ...................................................................................................... 28 
3.4.4 Implante subcutáneo de los andamios de PLGA/Ge ................................................................ 29 
3.4.5 Evaluación histológica ......................................................................................................... 30 
3.5 Incorporación de FGFb a las fibras de PLGA/Ge ............................................................................. 31 
3.5.1 Liberación del FGFb in vitro .................................................................................................. 31 
3.5.2 Morfología de las fibras durante la liberación del FGFb ........................................................... 31 
3.6 Análisis estadístico ..................................................................................................................... 32 
4 RESULTADOS ........................................................................................................................... 32 
4.1 Caracterización física y química del andamio ................................................................................ 32 
4.1.1 Morfología de las fibras ........................................................................................................ 32 
4.1.2 Análisis de grupos funcionales por FTIR ................................................................................. 34 
4.1.3 Porcentaje de hinchamiento ................................................................................................. 36 
4.1.4 Ángulo de contacto .............................................................................................................. 39 
4.1.5 Análisis térmico ................................................................................................................... 41 
4.1.6 Pruebas mecánicas ............................................................................................................. 43 
4.1.7 Degradación in vitro ............................................................................................................. 46 
4.3 Caracterización biológica del andamio ......................................................................................... 50 
4.3.1 Cultivo y caracterización del fenotipo de las células troncales mesenquimales (CTM) ................. 50 
4.3.2 Adhesión celular .................................................................................................................. 52 
4.3.3 Viabilidad y proliferación ...................................................................................................... 54 
4.3.4 Evaluación de biocompatibilidad ..........................................................................................56 
4.4 Andamio funcionalizado con factores de crecimiento ..................................................................... 61 
4.4.1 Liberación del FGFb in vitro .................................................................................................. 63 
4.4.2 Morfología de las fibras durante la liberación de los factores .................................... 64 
5 DISCUSIÓN ............................................................................................................................... 65 
 
 
6 CONCLUSIONES ....................................................................................................................... 80 
7 PERSPECTIVAS ........................................................................................................................ 81 
8 LITERATURA CITADA .............................................................................................................. 82 
9 APÉNDICE (ARTÍCULO REQUISITO PARA OBTENCIÓN DE GRADO) ................................... 88 
 
 
LISTA DE FIGURAS 
 
Figura 1. Componentes principales de un equipo de electrohilado. 
Figura 2. Estructura química del PLGA y sus monómeros. 
Figura 3. Estructura de la colágena 
Figura 4. Morfología y distribución de los diámetros de las fibras de los andamios PLGA 
y PLGA/Ge 9:1, 7:3 y 5:5 
Figura 5. Espectro de FTIR de andamios de PLGA. Gelatina, PLGA/Ge y PLGA/Ge 9:1, 7:3 
y 5:5 
Figura 6. Curvas de hinchamiento de los andamios de PLGA y PLGA/Ge 9:1, 7:3 y 5:5. 
Figura 7. Espectro obtenido mediante resonancia magnética nuclear a partir de los 
sobrenadantes en los que estuvieron los andamios de PLGA, Gelatina, PLGA/Ge 9:1, 7:3 
y 5:5. 
Figura 8. Ángulo de contacto evaluados en condiciones secas y húmedas de andamios 
de PLGA, PLGA/Ge 9:1, 7:3 y 5:5. 
Figura 9. Termograma TGA de andamios de PLGA, Gelatina y PLGA/Ge 9:1, 7:3 y 5:5. 
Figura 10. Termograma DSC de andamios de PLGA, Gelatina y PLGA/Ge 9:1, 7:3 y 5:5 
Figura 11. Respuesta mecánica de los andamios de PLGA y PLGA/Ge bajo tensión 
uniaxial en condiciones secas y húmedas 
Figura 12. Morfología de las fibras durante la degradación de andamios de andamios 
PLGA y PLGA/Ge 9:1, 7:3 y 5:5 
Figura 13. Gráfica de pérdida de peso y cambio del pH durante la prueba de degradación 
de andamios de PLGA, PLGA/Ge 9:1, 7:3 y 5:5 durante 4 semanas. 
Figura 14. Aislamiento y cultivo de las células troncales mesenquimales 
Figura 15. Fenotipo de las células troncales mesenquimales (CTM) evaluado por 
citometría de flujo 
Figura 16. Inmunocitoquímicas contra SSEA4 en células troncales mesenquimales y 
fibroblastos. 
 
 
Figura 17. Observación por SEM de células troncales mesenquimales sobre andamios 
de PLGA, PLGA/Ge 9:1, 7:3 y 5:5 a 3 días de cultivo. 
Figura 18. Análisis de viabilidad de células troncales mesenquimales a los 3 días de 
cultivo sembradas sobre andamios de PLGA, Gelatina y PLGA/Ge 9:1, 7:3 y 5:5. 
Figura 19. Ensayo de proliferación celular en andamios de PLGA, Gelatina y PLGA/Ge 
9:1, 7:3 y 5:5 a los días 1, 3 y 5 de cultivo. 
Figura 20. Implante subdérmico de los andamios de PLGA/Ge 9:1, 7:3 y 5:5 sin células 
en ratas Wistar. 
Figura 21. Cortes histológicos de los controles en pruebas de biocompatibilidad en de 
rata. Tinción H&E. 
Figura 22. Cortes histológicos de implantes subdérmicos de andamios de PLGA/Ge 
acelulares en ratas Wistar. A) PLGA/Ge 9:1, 7:3 y 5:5 a 1, 4, 8 y 12 semanas pos-
implante. 
Figura 23. Dispositivo fabricado artesanalmente para la fabricación de fibras coaxiales. 
Figura 24. Aguja comercial para la fabricación de fibras coaxiales. 
Figura 25. Morfología de las fibras de andamios de PLGA/Ge 7:3 funcionalizados con 
FGFb después de estar sumergidas en PBS a 37ºC. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
LISTA DE TABLAS 
 
Tabla 1. Andamios electrohilados fabricados con PLGA/Gelatina. 
Tabla 2. Comportamiento mecánico de andamios de PLGA y PLGA/Ge en condiciones 
secas. 
Tabla 3. Comportamiento mecánico de andamios de PLGA y PLGA/Ge en condiciones 
húmedas. 
Tabla 4. Comportamiento mecánico de andamios de PLGA y PLGA/Ge mediante 
indentación. 
Tabla 5. Concentraciones de FGFb en sobrenadantes de andamio de PLGA/Ge 7:3 a 
6,24 y 192 horas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ABREVIATURAS 
OPS: Organización Panamericana de la Salud 
OMS: Organización Mundial de la Salud 
EMC: Matriz extracelular 
ADN: Ácido desoxirribonucleico 
ARN: Ácido ribonucleico 
PLGA: Poli(ácido láctico-co-glicólico) 
PLA: Poli(ácido láctico) 
PGA: Poli(ácido glicólico) 
FDA: Administración de Alimentos y Medicamentos 
RGD: arginina-glicina-ácido aspártico 
EGF: Factor de crecimiento epidérmico 
FGFb: Factor de crecimiento de fibroblastos básico 
Línea L929: línea de fibroblastos murinos L929 
HFIP: Hexafluorisopropanol 
DMEM/F12: Medio de cultivo de Eagle modificado por Dulbecco y medio de Ham´s 
F12 
FBS: Suero fetal bovino 
EDTA: ácido etilendiaminotetraacético 
FTIR: Espectroscopia Infrarrojo con Transformada de Fourier 
1H-RMN: Resonancia magnética nuclear de protón 
PBS: Solución amortiguadora de fosfatos 
TMS: Tetrametilsilano 
Ws: Peso seco 
 Wh: Peso húmedo 
TGA: Análisis termogravimétrico 
DSC: Calorimetría diferencial de barrido 
Wi: Peso inicial 
 
 
 Wf: Peso final 
CTM: Células troncales mesenquimales 
CD: Grupo de diferenciación 
SEM: Microscopía electrónica de barrido 
TEM: Microscopía de electrónica de transmisión 
H&E: Hematoxilina/eosina 
ELISA: Ensayo por inmunoabsorción ligado a enzimas 
ANOVA: Análisis de varianza 
Tg: Temperatura de transición vítrea 
SSEA4: Antígeno de estado embrionario específico 
αSMA: alfa Actina de musculo liso 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1 
 
RESUMEN 
Las heridas crónicas, tales como: úlceras vasculares, por presión, por pie diabético, y 
causadas quemaduras, son un problema de salud pública a nivel mundial y su 
tratamiento es complicado y prolongado. Así, por medio de ingeniería de tejidos se han 
construido sustitutos cutáneos y dispositivos médicos que se han enfocado en reparar 
este tipo de lesiones. En el presente estudio, se demostró que la combinación de 
polímeros naturales y sintéticos, como el poli(ácido láctico-co-glicólico) (PLGA) y la 
gelatina (Ge) fue adecuada para la fabricación de andamios para reparación de heridas 
cutáneas. El objetivo de este trabajo fue evaluar la influencia de diferentes proporciones 
de PLGA/gelatina (9:1, 7:3 y 5:5 v/v) en las propiedades físicas, químicas y biológicas 
de andamios electrohilados para cubiertas cutáneas. Los andamios de PLGA/Ge 
tuvieron fibras orientadas al azar con superficies lisas y exhibieron distancias entre 
fibras menores a 10 µm. Los andamios PLGA/Ge 7:3 y 5:5 mostraron una mayor tasa 
de hinchamiento, hidrofilicidad y degradación que los de PLGA sólo y PLGA/Ge 9:1. Los 
módulos de Young de los andamios fueron: 72 ±10, 48 ±6, 58 ±6 and 6 ±1 MPa para 
PLGA, 9:1, 7:3 y 5:5 (v/v) PLGA/Ge respectivamente. Las células troncales 
mesenquimales (CTM) sembradas en los andamios de PLGA/Ge fueron viables y las 
células se adhirieron a las fibras en los diferentes días de evaluación. La tasa de 
proliferación fue significativa en las células sembradas sobre el andamio PLGA/Ge 7:3. 
durante 1,3 y 5 días de cultivo. Los análisis de biocompatibilidad mostraron que todos los 
andamios sin células que se implantados subdérmicamente produjeron inflamación, de 
acuerdo con la presencia de neutrófilos y células de Langhans en la primera semana pos-
-implante, sin embargo, los andamios de PLGA/Ge 7:3 y 5:5 fueron degradados 
completamente sin reacción inflamatoria en la cuarta semana después del implante. En 
contraste, los andamios de PLGA/Ge 9:1 persistieron debajo de la piel por más de cuatro 
semanas, pero en la semana 8 ya no se observaron restos de este tipo de andamio. En 
conclusión, los andamios de PLGA/Ge con la proporción 7:3 mostraron las propiedades 
físicas(morfología de fibra, hinchamiento, hidrofilicidad, módulo elástico y degradación), 
químicas (composición) y biológicas (citocompatibilidad y biocompatibilidad) adecuadas 
para su funcionalización con FGFb y su potencial aplicación en tratamientos de heridas 
crónicas y quemaduras. 
2 
ABSTRACT 
Chronic wounds, such as diabetic foot ulcers, venous leg ulcers, pressure ulcers and 
burns, are a global health problem, and their treatments are difficult and long lasting. 
The development of medical devices through tissue engineering has being conducted to 
heal this type of wounds. In this work it has been demonstrated that the combination of 
natural and synthetic polymers such as poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) and gelatin 
(Ge) were useful to construct scaffolds for wound healing. The aim of this work was to 
evaluate the influence of different PLGA/Gelatin ratios (9:1, 7:3 and 5:5 (v/v)) on the 
physical, chemical and biological properties of electrospun scaffolds for wound dressing. 
These PLGA/Ge scaffolds presented randomly-oriented fibers with smooth surfaces and 
exhibited distances between fibers of less than 10 µm. The 7:3 and 5:5 scaffolds showed 
higher swelling, hydrophilicity and degradation rates than pure PLGA and 9:1(v/v) 
PLGA/Ge scaffolds. The Young's moduli of scaffolds were 72 ±10, 48 ±6, 58 ±6 and 6 
±1 MPa for pure PLGA, 9:1, 7:3 and 5:5 (v/v) PLGA/Ge ratios, respectively. The 
mesenchymal stem cells (MSCs) seeded on all PLGA/Ge scaffolds were viable, and the 
cells were attached to the fibers at different evaluation times. The most significant 
proliferation rate was observed in the 7:3 PLGA/Ge scaffolds. Biocompatibility tests 
showed that all the scaffolds without cells implanted subdermically produced 
inflammation at the first week post implantation according to the presence of neutrophils 
and Langhans cells, however, only 7:3 and 5:5 (v/v) PLGA/Ge scaffolds were degraded 
completely and there was no inflammatory reaction at the fourth week after 
implantation. In contrast, 9:1 PLGA/Ge scaffolds persisted in the tissue for more than 
four weeks; nevertheless, at the eighth week no traces were found. In conclusion, the 
scaffolds with the 7:3 PLGA/Ge ratio showed suitable physical (fiber morphology, 
swelling, hydrophilicity, elastic moduli and degradation rate), chemical (composition) and 
biological (cytocompatibility and biocompatibility) properties to functionalization with 
bFGF and its potential application in the treatment of chronic wounds and burns. 
3 
 
1. INTRODUCCIÓN 
1.1 Heridas cutáneas 
La piel es el órgano más grande del cuerpo humano con una superficie de 
aproximadamente 2 m2 y un peso de 3.5-5 kg [1, 2]. Desempeña funciones de protección, 
regulación de temperatura, recepción de estímulos y secreción de diferentes moléculas, 
entre otras. La piel está constituida por tres capas: 1) Epidermis que es la capa más 
superficial y está compuesta principalmente por queratinocitos que a su vez forman 
cinco estratos (córneo, lúcido, granuloso, espinoso y basal). 2) Dermis, la capa 
intermedia cuyo componente celular mayoritario son los fibroblastos que residen en una 
red de fibras de colágena y elastina. La dermis está divida en dos regiones: papilar y 
reticular. 3) Hipodermis es la capa más profunda y antecede al músculo, está formada 
por adipocitos. Sin embargo, cuando la piel sufre una lesión, su estructura y 
funcionalidad se ven comprometidas de acuerdo con la profundidad y extensión de la 
misma lo que puede poner en riesgo la vida [3]. 
Existen diferentes tipos de heridas crónicas, por su etiología pueden ser: vasculares, 
diabéticas, por presión y las provocadas por quemaduras las cuales afectan en algunos 
casos, grandes extensiones de piel [4]. 
Las heridas vasculares son lesiones con pérdida de piel producidas por alteraciones en 
la circulación, ya sea venosa, arterial o linfática, que afecta las extremidades inferiores, 
principalmente el tercio distal de la pierna. Son lesiones crónicas, exudativas y 
dolorosas. Pueden subdividirse en: úlceras venosas originadas por insuficiencia venosa 
y úlceras arteriales causadas por arteriosclerosis e insuficiencia arterial [5]. 
4 
Heridas por pie diabético son ocasionadas por una disfunción de los nervios periféricos 
en pacientes con diabetes. Este tipo de úlceras son el resultado de la combinación de 
angiopatía, neuropatía e isquemia que provocan úlceras que pueden terminar en 
amputación [6]. 
Las heridas por presión, decúbito o escaras son úlceras de origen isquémico localizadas 
en la piel y el tejido subyacente con pérdida cutánea, que se producen por presión 
prolongada o fricción entre dos planos duros, uno que pertenece al paciente y otro 
externo a él. El desarrollo de la herida se da por la oclusión vascular por la presión 
externa y el daño endotelial a nivel de la microcirculación [7] 
Las quemaduras son lesiones de la piel producidas por el contacto directo con fuego, 
líquidos, gases, sustancias químicas, electricidad o radiación. Las quemaduras pueden 
clasificarse de acuerdo con su profundidad (primero, segundo y tercer grado), extensión 
y agente causal. 
En general, las heridas crónicas afectan directamente la calidad de vida de las personas, 
en los órdenes social, emocional y laboral e implican una estadía más prolongada en el 
hospital, así como mayor consumo de recursos médicos y económicos. 
Las heridas crónicas han incrementado significativamente su incidencia en todo el 
mundo. De acuerdo a las estadísticas, en el año 2017, el 1-2% de la población mundial 
habría sufrido una herida crónica durante su vida [8]. En países desarrollados, la 
incidencia de este tipo de herida está en el rango de 2-6% mientras en países en 
desarrollo, la incidencia aumentó significativamente del 12 a 41% [9, 10]. 
5 
 
Dentro de las heridas vasculares, las úlceras venosas son las más frecuentes con el 
85% del total de este tipo de heridas crónicas. Afectan aproximadamente el 2% de la 
población mundial. Aparecen con mayor frecuencia en las mujeres, siendo la relación 
1:3 con respecto a varones y la incidencia se incrementa a partir de los 65 años [5]. 
En el año 2011, la OPS y la OMS estimaron que, tan sólo en el continente americano, 
había aproximadamente 62.8 millones de personas con diabetes y que dicho número 
podría incrementarse en 25 a 40 millones para el año 2030. Asimismo, se ha calculado 
que aproximadamente el 25% de los pacientes diabéticos desarrollará una úlcera 
cutánea durante la evolución de la enfermedad, y de ellos, el 85% será sometido a la 
amputación del miembro debido a complicaciones derivadas de las úlceras, 
incrementando de 2-4 veces la mortalidad del paciente [11]. 
Por otro lado, en México, cada año, 120,000 personas padecen de algún tipo de 
quemadura; siendo necesario un autoinjerto o alguna cubierta que induzca la curación 
del tejido en el 15% de los casos. Así, aproximadamente 18,000 personas por año 
necesitan atención altamente especializada, entre ellas la de una cubierta cutánea que 
permita la curación de la lesión en la piel [12]. 
Para el tratamiento de heridas crónicas se recomienda una adecuada técnica de 
limpieza que comprende la aplicación de un fluido, no tóxico para la herida, capaz de 
remover del lecho de la lesión el tejido necrótico, el exudado, los cuerpos extraños, 
incluyendo los restos del vendaje anterior, para crear un ambiente óptimo para la 
cicatrización, sin provocar daños al tejido sano. Además de un exhaustivo 
desbridamiento, es decir, limpieza mecánica donde el tejido necrótico es eliminado 
hasta que sólo quede del tejido sano. Las heridas mantenidas en ambiente húmedo 
6 
 
cicatrizan de tres a cinco veces más rápido y con menor dolor que las lesiones sometidas 
a un ambiente seco. Las condiciones secas de la herida provocan dolor debido a la 
exposición de las terminaciones nerviosas libres. Para el tratamientotópico, se prescribe 
el uso de coberturas o apósitos, capaces de absorber el exudado y crear un ambiente 
propicio para el desarrollo del proceso de cicatrización, es decir, garantizar un ambiente 
oclusivo con baja concentración de microorganismos y con humedad y temperatura 
fisiológica, reduciendo, así, el tiempo de cicatrización. La cobertura debe ser fácil de 
cambiar, no causar reacción alérgica y actuar como una membrana semipermeable que 
proteja de infecciones [13]. 
Para los pacientes con quemaduras, el tratamiento de elección es el injerto autólogo 
para el cual se pueden requerir varios procesos quirúrgicos con el consiguiente riesgo 
de morbi-mortalidad para el paciente, además de las lesiones que se provocan en el 
área donadora. Por otro lado, es necesario considerar que los pacientes con 
quemaduras extensas no tienen la disponibilidad de regiones donadoras sanas para que 
se realice un autotransplante. Otras opciones son los aloinjertos o xenoinjertos que se 
han utilizado como tratamientos para heridas crónicas, sin embargo, el riesgo de 
transmisión de infecciones o el rechazo inmunológico siempre está latente [14]. 
Por lo anterior y con el propósito de coadyuvar en el tratamiento de este tipo de heridas 
cutáneas, se han desarrollado diferentes sustitutos cutáneos. Considerando las 
características de las heridas cutáneas, los sustitutos de piel creados en un laboratorio 
deben contar con algunas prestancias como: fácil manejo y aplicación a la herida, 
proteger de infecciones, evitar pérdida de fluidos y temperatura, presentar propiedades 
físicas y mecánicas adecuadas, una degradación controlada capaz de soportar la 
7 
 
reconstrucción del nuevo tejido, ser estéril, no tóxico, no antigénico y una vez colocado 
en el hospedero no deberá causar cicatrices, ni dolor facilitando la angiogénesis [15, 
16]. 
1.2 Ingeniería de tejidos 
La ingeniería de tejidos es el área multidisciplinaria que aplica los principios y métodos 
de la ingeniería y las ciencias de la salud hacia el entendimiento de la relación 
estructura-función en tejidos mamíferos normales y patológicos y el desarrollo de 
sustitutos biológicos que permitan restaurar, mantener o mejorar la función del tejido u 
órgano [17]. La medicina regenerativa se ha definido como «un campo interdisciplinario 
emergente de investigación y aplicaciones clínicas centrado en la reparación, 
reemplazo o regeneración de células, tejidos u órganos para restaurar una función 
dañada por cualquier causa, incluyendo defectos congénitos, trauma y envejecimiento» 
[18]. Sin embargo, los términos ingeniería de tejidos y medicina regenerativa han llegado 
a ser intercambiables debido a que tienen el mismo objetivo. 
La ingeniería de tejidos combina a) células, b) moléculas biológicamente activas y c) 
andamios o matrices tridimensionales para crear tejidos funcionales. En cuanto a las 
células, éstas deben proliferar y ser viables en condiciones de cultivo ya que constituyen 
parte fundamental para la generación ex vivo de tejidos que reemplazarán a los 
dañados. Pueden ser utilizadas líneas celulares o bien, células de cultivos primarios 
provenientes del mismo paciente (autólogas) o de otro (heterólogas), En el segundo 
caso, deberá contemplarse problemas por antigenicidad o algún tipo infección. Por ello, 
se ha considerado como una opción alternativa, el empleo de células troncales [19]. En 
8 
 
relación a las moléculas biológicamente activas, se refiere principalmente a factores de 
crecimiento que deben inducir la proliferación y/o diferenciación celular dentro del 
nuevo tejido mediante señalizaciones intracelulares que inhiben o inducen funciones 
celulares específicas [20]. Por último, los andamios serán fabricados con biomateriales 
que tengan una estructura y composición que permitan la formación de un tejido 
tridimensional similar al del tejido que desee regenerarse, permitiendo la viabilidad y 
proliferación de las células incluidas en su interior o sobre su superficie. 
1.2.1 Andamios 
Un andamio o matriz de sostén puede ser definida como una estructura artificial capaz 
de mantener la formación de tejido, actuando como un sustrato que permita a su vez la 
viabilidad, proliferación, adhesión y migración celular. Un andamio ideal deberá tener 
características parecidas a las de la matriz extracelular (MEC) con relación a su 
composición, estructura y función. Los andamios con gran porosidad e interconectividad 
incrementan la superficie disponible para la adhesión celular facilitando la distribución 
de las células, así como un adecuado intercambio de nutrimentos y productos del 
metabolismo [21]. Por otra parte, los andamios deben poseer una fuerza mecánica 
adecuada, biodegradabilidad y productos de degradación no tóxicos, pero sobre todo, 
excelente biocompatibilidad, no induciendo efectos adversos en el tejido circundante 
[22] 
El desarrollo de un andamio ideal para la reparación de tejidos dañados que tenga todos 
los requisitos ya mencionados se ha convertido en uno de los objetivos principales en 
ingeniería de tejidos. En este sentido, se han utilizado diferentes técnicas para fabricar 
9 
 
una estructura tridimensional con un alto grado de porosidad e interconectividad con 
apropiada geometría y tamaño de poro [23]. 
Existen gran variedad de técnicas para fabricar andamios con diferentes arquitecturas, 
sin embargo, por sus características y de acuerdo con la aplicación de liberación de 
factores de crecimiento, una de las más utilizadas es el electrohilado. 
1.3 Electrohilado 
La técnica de electrohilado consiste en someter soluciones de poliméricas a campos 
eléctricos intensos, de manera que las cargas se acumulan promoviendo la formación 
de una gota en la punta del capilar, a medida que la intensidad del campo eléctrico se 
incrementa, la gota se alarga para crear una forma cónica conocida como cono de 
Taylor. La fuerza del campo eléctrico supera las fuerzas de la tensión superficial en la 
solución de polímero cargado y es así como un chorro de solución de polímero es 
expulsado desde la punta del capilar hasta el plato colector. Durante su recorrido, el 
disolvente se evapora y finalmente las fibras se solidifican a su llegada al plato colector. 
Luego de ser extraídas del plato colector es recomendable mantener las fibras en vacío 
para eliminar el disolvente remanente [24]. 
Un equipo de electrohilado (Fig.1) consta de un capilar (aguja) a través del cual será 
expulsada la solución polimérica, una bomba de inyección que dispensa la solución 
polimérica a cierta velocidad y una fuente de alto voltaje que posee dos electrodos los 
cuales deben conectarse uno al lugar de salida de la solución y otro directamente al 
plato colector (lámina de metal conductor o rodillo) donde se depositarán las fibras tras 
la evaporación del disolvente [25]. Con relación al disolvente, es recomendable que éste 
10 
 
solubilice completamente al polímero, presente una alta conductividad, constante 
dieléctrica y sea volátil [24]. 
 
Figura 1. Componentes principales de un equipo de electrohilado. 
 
La técnica de electrohilado es versátil ya que se pueden modificar varios aspectos, entre 
ellos la orientación de las fibras (ordenadas o al azar) y el tipo de polímero (natural y/o 
sintético) con lo que se mejoran las propiedades mecánicas y biológicas 
respectivamente. Además de lo anterior, se pueden fabricar multicapas de fibras de 
diferentes polímeros o combinaciones para ampliar las aplicaciones, inclusive elaborar 
fibras compuestas de una fibra corteza y una fibra núcleo como las fibras coaxiales que 
son muy utilizadas en la liberación de moléculas tales como: factores de crecimiento y 
fármacos [26]. 
Algunas ventajas del electrohilado son: técnica de fácil uso, bajo costo, con escalabilidad 
y adaptabilidad, permite la fabricación de fibras de escala nanométrica hasta 
micrométrica semejando la estructurade la MEC, alta superficie de contacto, porosidad 
y tamaño de poro regulable. Además, las fibras obtenidas por este método pueden servir 
para encapsulación de fármacos y para andamios en ingeniería de tejidos [27]. 
Jeringa con 
 solución polimérica
Bomba de alto voltajeBomba de inyección
(+)(-)
Colector
fijo 
Fibras 
electrohiladas
Cámara aislada 
11 
 
1.3.1 Factores que intervienen en el electrohilado 
Existen diversos parámetros que influyen en propiedades y características de las fibras 
obtenidas por medio de electrohilado. Se han clasificado en tres categorías [28]. 
§ Parámetros de electrohilado: voltaje, diámetro de la aguja, velocidad de flujo 
tipo del colector y distancia aguja-colector. 
§ Parámetros de la solución: concentración, peso molecular del polímero, 
viscosidad, conductividad y tensión superficial. 
§ Parámetros ambientales: humedad, temperatura y electricidad estática. 
1.4 Tipos de polímeros 
Hasta la fecha, se han electrohilado infinidad de polímeros, sin embargo, polímeros 
sintéticos y naturales por sí solos no pueden cumplir con todos lo necesario que un 
andamio requiere. 
Los polímeros sintéticos cuentan con una afinidad celular pobre debido a su baja 
hidrofilicidad y falta de sitios de reconocimiento, pero tienen la ventaja de presentar 
mejores propiedades fisicoquímicas y mecánicas, tales como fuerza de tensión, 
módulos elásticos y tasa de degradación. Además, son flexibles con relación a su 
síntesis y modificaciones posteriores [29]. 
Los polímeros naturales son biomateriales biodegradables y biocompatibles, con 
propiedades bioactivas que facilitan la interacción con las células. No obstante, tienen 
la limitante de presentar propiedades mecánicas deficientes [30]. Los polímeros 
naturales pueden ser clasificados como: a) proteínas (seda, colágena, gelatina, 
fibrinógeno, elastina, queratina, actina o miosina, entre otros); b) polisacáridos 
12 
 
(celulosa, amilosa, dextrán, quitosán, y glucosaminoglicanos) y c) polinucleótidos (ADN 
y ARN)[23]. 
Así, es recomendable preparar andamios que contengan ambos tipos de polímeros para 
mejorar las propiedades de estos. Con relación al presente trabajo fabricamos andamios 
electrohilados con los polímeros poli(ácido láctico-co-glicólico) y gelatina. 
1.4.1 Poli ácido láctico-co-glicólico (PLGA) 
El PLGA es un copolímero constituido de poli (ácido láctico, PLA) y poli(ácido glicólico, 
PGA). Pertenece a la familia de poliéster alifáticos lineales al igual que el PLA y PGA. 
 
Figura 2. Estructura química de copolímero PLGA y sus monómeros (PLA y PGA), donde n es el número de 
unidades de PLA y m el número de unidades de PGA. Nótese el grupo metil extra entre PLA y PGA. 
El PGA es usado ampliamente debido a relativa naturaleza hidrofilicidad, su rápida 
degradación en soluciones acuosa que provoca que pierda su integridad mecánica entre 
2 -4 semanas. Por otro lado, el PLA con su grupo metil extra (Fig. 2), con respecto al PGA, 
lo hace más hidrofóbico reduciendo su afinidad por el agua retardando su hidrólisis. El 
PLA es altamente cristalino, se degrada lentamente tanto in vitro como in vivo, 
manteniendo su integridad mecánica hasta por varios meses [21]. Para obtener índices 
de degradación intermedios entre el PLA y el PGA así como optimizar sus propiedades, 
se han sintetizado PLGA en diferentes proporciones de acuerdo con las necesidades que 
se requiera. Así, existe PLGA 50:50, 65:35, 75:25, 85:15, 90:10. 
PLA PGA PLGA
13 
 
Las propiedades físicas del PLGA dependen de varios factores, incluyendo: el peso 
molecular, la composición, forma y temperatura de almacenaje. El PLGA presenta 
buenas propiedades mecánicas [31]. Su fuerza mecánica se ve afectada por el peso 
molecular y el índice de polidispersión. Con respecto a la degradación de PLGA, ésta no 
se lleva a cabo por la acción de enzimas, sino por la hidrólisis química de enlaces éster. 
Los productos de la degradación del PLGA son el PLA y el PGA. El PLA se incorpora al 
ciclo de Krebs y es metabolizado y eliminado como C02 y H2O. Mientras que el PGA es 
excretado a través del hígado o entra también al ciclo de Krebs y eventualmente se 
elimina también C02 y H2O Altos contenidos de PGA propician un mayor índice de 
degradación, así la proporción PLA/PGA 50:50 que presenta la más rápida degradación 
[32]. 
Debido a la biocompatibilidad y biodegradabilidad del PLGA, es de los pocos polímeros 
sintéticos aprobados por la FDA para su uso en humanos. Entre sus principales 
aplicaciones están ser utilizado como acarreador de liberación de fármacos y andamio 
para ingeniería de tejidos. También se han realizado estudios utilizándo al PLGA como 
vehículo de liberación para proteínas, DNA y RNA. 
1.4.2 Gelatina 
La gelatina es el producto de la desnaturalización de la colágena, que es principal 
componente de la matriz extracelular en el cuerpo [30]. Esta proteína tiene cuatro 
grupos de aminoácidos predominantemente, donde de cada 1000 residuos, 330 son 
glicina, 132 son prolina, 112 son alanina, 93 hidroxiprolina y el restante son otros 
aminoácidos. La configuración (Glicina-X-Y) es responsable de la estructura triple hélice 
14 
 
de la colágena (Fig.3), en donde X representa un aminoácido que generalmente es lisina, 
arginina, metionina y valina y Y frecuentemente es prolina o hidroxiprolina [33]. 
 
Figura 3. Estructura de la colágena. A) Vista transversal donde se muestran las 3 cadenas alfa y su 
composición G-X-Y (G=Glicina, X= lisina,arginina o metionina y Y=prolina o hidroxiprolina). B) Triple 
hélice. (Imagen modificada [34]) 
La gelatina se obtiene por la desnaturalización de la hélice colágenica simple liberando 
cadenas sencillas mediante calor. Así, existen dos tipos de gelatina dependiendo del 
pretratamiento que se le dé a la colágena antes del proceso de extracción. La gelatina 
tipo A es obtenida de un tratamiento ácido de la colágena que afecta escasamente los 
grupos amida y la gelatina tipo B se obtiene por un tratamiento alcalino de la colágena 
que desnaturaliza a los grupos amida de la asparagina y glutamina hidrolizándolos en 
grupos carboxilo y convirtiendo esos residuos en aspartato y glutamato. Ambos tipos de 
gelatina difieren principalmente en su composición de aminoácidos, patrón de 
polipéptidos, turbidez y propiedades espumosas [35, 36]. 
cadena A
cadena Bcadena B
15 
 
Generalmente, la gelatina se obtiene de diferentes fuentes animales, las más usadas 
son de origen porcino o bovino e incluso pueden provenir de pescado. La composición 
de aminoácidos varía de acuerdo a su fuente de procedencia, La gelatina de piel y hueso 
de cerdo no contiene cisteína, mientras que la de piel de pescado tiene menos contenido 
de glicina en comparación con la de mamíferos [37]. 
La gelatina tiene como características: ser biocompatible, biodegradable, no 
inmunogénica (en contraste con la colágena), barata y presenta regiones que incluyen 
a las secuencias de arginina-glicina-ácido aspártico (RGD) que permiten la adhesión y 
migración celular además de tener algunas propiedades hemostáticas que facilitan la 
cicatrización [38, 39]. 
Con relación a sus propiedades físicas, la gelatina es muy fácil de manipular debido a 
su punto isoeléctrico que permite el cambio de carga negativa a positiva en 
determinados ambientes fisiológicos o durante su fabricación. Además, la gelatina es 
susceptible a la mayoría de las proteasas, sin embargo no son capaces de romperla en 
péptidos menores a 20 aminoácidos [37] Entre algunas de las desventajas de la gelatina 
se encuentra su alta solubilidad en agua y su rápida degradación cuando está en 
contacto con ella [40]. Sin embargo, lo anterior se puede compensar tanto con el 
entrecruzamiento químico, como por la mezcla física con otros polímeros, brindándole 
estabilidad [41, 42]. 
Tanto la colágena como la gelatina han sido empleadas para la fabricación de andamios 
debidoa que mejoran de manera importante la infiltración, adhesión y proliferación 
celular [43-46]. Adicionalmente, en andamios electrohilados, la gelatina presenta 
16 
 
ventajas sobre la colágena ya que ésta no se desnaturaliza con el campo eléctrico 
aplicado durante el procedimiento [47]. 
Es necesario hacer notar, la gelatina es uno de los polímeros naturales más empleados 
también para la liberación de biomoléculas, tales como fármacos, proteínas y factores 
de crecimiento. Con la adición de factores de crecimiento y otras citocinas los andamios 
pueden ser funcionalizados confiriéndoles propiedades para inducir cambios biológicos 
como proliferación y/o diferenciación celulares lo que es de mucho interés para su 
aplicación clínica. 
1.5 Factores de crecimiento 
Las estrategias para mejorar el proceso de cicatrización de una herida mediante 
ingeniería de tejidos, han incorporado factores de crecimiento a los andamios 
desarrollados. Factores de crecimiento juegan una función fundamental en la 
modulación del comportamiento celular durante la cicatrización. Varias cubiertas 
cutáneas que contiene factores han sido usadas para acelerar la cicatrización, en 
particular, EGF y FGF son elementos clave en la promoción de la reparación de la piel 
[48]. 
 
1.5.1 Factor de crecimiento de fibroblastos básico (FGFb) 
El FGFb es una glucoproteína de aproximadamente 17 Kd en su forma recombinante. 
Es un potente mitógeno que induce la proliferación de fibroblastos, queratinocitos, 
células endoteliales y melanocitos. Promueve la angiogénesis, regula negativamente la 
transcripción de ARNm de colágena y tropoeleastina en fibroblastos de ligamento 
17 
periodontal y positivamente, la síntesis de ácido hialurónico en fibroblastos dérmicos in 
vitro [49]. 
Debido sus características mitogénicas y angiogénicas, el FGFb puede inducir la 
remodelación tisular, cicatrización, neovascularización, regula la síntesis y depósito de 
varios componente de la matriz extracelular [50]. El FGFb inhibe eficientemente la 
diferenciación terminal a miofibroblastos, los cuales son fundamentales para el cierre 
de las heridas y en situaciones patológicas como cicatrices hipertróficas. Esto ha sido 
confirmado por un decremento significativo de células positivas a alfa actina de músculo 
liso (αSMA) en cultivos celulares dérmicos suplementados con FGFb. 
El FGFb también potencia el reclutamiento leucocitario a los sitios de inflamación en la 
piel y mejora los resultados en la cicatrización dérmica cuando es aplicado 
directamente, ya sea por un sistema de liberación dirigido con péptidos o por la 
liberación a partir de un andamio [51]. 
El empleo de FGFb en la práctica clínica, acelera el cierre de heridas de cualquier origen, 
como las úlceras por presión, úlceras vasculares, úlceras diabéticas y quemaduras. Si 
se aplica inmediatamente después del desbridamiento de úlceras o quemaduras de 
segundo grado, la calidad de la cicatriz es mejorada considerablemente. Incluso en el 
tratamiento de heridas crónicas y de difícil abordaje, hay un uso apropiado de constructo 
dérmico combinado con células [52]. El FGFb es recomendado para su uso diario, sin 
embargo, un desbridamiento profundo y una hemostasia suficiente antes de la 
aplicación del FGFb es fundamental para un tratamiento exitoso. 
18 
1.6 Antecedentes 
La fabricación de andamios poliméricos encaminados hacia la aplicación de lesiones 
cutáneas ha sido basta. Se han desarrollado matrices tanto sintéticas como naturales y 
combinaciones de 2 o hasta 3 polímeros de origen diverso. En la siguiente tabla, se 
muestran los trabajos realizados empleando la técnica de electrohilado y combinando 
PLGA con gelatina. 
Tabla 1. Andamios electrohilados fabricados con PLGA/Gelatina 
Composición del 
andamio 
Molécula asociada Caracterización Referencia 
PLGA-Gelatina Ninguno Física 
Biológica in 
vitro 
Regeneración 
de hueso 
Osteoblastos 
Meng et al. 2010 
[30] 
PLGA-Gelatina Fenbufeno 
(antiinflamatorio) 
Física y 
química de las 
fibras 
Meng et al. 2011 
[53] 
PLGA-Gelatina Cefradina 
(antibiótico) 
Células L929 
(Fibroblastos 
ratón) 
Hu et al. 2012 
[54] 
PLGA-Gelatina Ninguno Física 
Biológica in 
vitro e in vivo 
Células IEC-18 
Aplicación en 
stent intestinal 
Son et al 2013 
[55] 
PLGA-Gelatina Ninguno Biológica in 
vitro 
Fibroblastos 
humanos 
Irani et al.2013 
[31] 
PLGA-Gelatina EFG Biológica in 
vitro e in vivo 
Norouzi et al. 
2014 [38]. 
19 
Es de notar que, a pesar de que hay numerosos estudios acerca de la combinación de 
PLGA y gelatina, solo hay un estudio reportado en la literatura que se enfoca en la 
aplicación en piel y que además contiene un factor de crecimiento. Sin embargo, 
también es necesario resaltar que el constructo reportado es un andamio híbrido en 
donde fueron electrohiladas por separado, fibras de PLGA con EGF y fibras de gelatina 
[38]. Por otro lado, también es necesario considerar que sólo hay un estudio que 
compara adhesión, morfología, viabilidad y proliferación de la línea celular L929 
(fibroblastos de ratón) en andamios electrohilados de PLGA, gelatina y la combinación 
de ambos en una única proporción 1:1 PLGA/Ge.[31]. 
1.7 Relevancia e impacto del proyecto en el área de estudio 
En nuestro país, hay una alta incidencia de lesiones de piel. Las quemaduras son 
consideradas un problema de salud pública. Por otro lado, la diabetes es una de las 
principales enfermedades en México y puede agravarse con la presencia de úlceras en 
extremidades inferiores. Además, hay otro tipo de lesiones como las úlceras vasculares 
de origen venoso y úlceras de decúbito que se caracterizan por su frecuencia y dificultad 
para cicatrizar. 
Así, si bien es cierto que se han fabricado diferentes tipos de andamios como sustitutos 
cutáneos, no hay ninguno que incluya en su estructura factores de crecimiento que 
potencien su efecto biológico y repercutan directamente en la eficiencia y disminución 
del tiempo de entrega para el paciente en el tratamiento de lesiones cutáneas de diversa 
índole. 
20 
1.8 Planteamiento del problema 
En la actualidad, los andamios desarrollados para ingeniería de tejidos de piel tienen 
algunas limitaciones, entre ellas, el bajo de índice de prendimiento después de ser 
injertados, una baja disponibilidad en centros hospitalarios, un costo alto y un elevado 
tiempo de entrega para que puedan ser colocados en los pacientes. Por otro lado, a 
pesar de que se han fabricado andamios de PLGA/Gelatina, a la fecha no se ha 
construido alguno que contenga factores de crecimiento que puedan ser liberados de 
manera consistente con el objeto de inducir un proceso reparador en la piel después de 
que esta ha sido lesionada. Además, tampoco se ha analizado el efecto en las 
propiedades físicas, químicas y biológicas y de diferentes proporciones de PLGA y 
gelatina en la construcción de andamios. 
1.9 Hipótesis 
Si en un andamio de PLGA/Gelatina construido mediante electrohilado se aumenta la 
proporción de gelatina, entonces las propiedades del andamio se incrementarán con 
relación a la hidrofilicidad, degradabilidad, hinchamiento, elasticidad, 
citocompatibilidad y biocompatibilidad, lo que permitirá establecer la proporción 
adecuada para ser funcionalizados con el factor de crecimiento FGFb. 
2. OBJETIVOS
2.1 General 
• Caracterizar física, química y biológicamente andamios electrohilados con
PLGA/gelatina a las proporciones 9:1, 7:3 y 5:5 y establecer el más adecuado para ser
funcionalizado con FGFb
21 
2.2 Particulares 
• Construcción andamios de PLGA/Ge a diferentes proporciones (9:1, 7:3 y 5:5)
mediante la técnica de electrohilado.
• Analizar la influencia de la gelatina en las propiedades físicas, químicas y
biológicas de los andamios de PLGA/Ge.
• Caracterizar los andamios de PLGA/Ge a diferentes proporciones con relación a
sus propiedades física y químicas
• Evaluar las propiedadesbiológicas de los andamios a diferentes proporciones en
pruebas in vitro (citocompatibilidad) e in vivo (biocompatibilidad)
• Determinar la liberación de FGFb incorporado a los andamios de PLGA/Ge.
3 METODOLOGÍA 
3.1 Materiales 
Poli (ácido láctico co-glicólico) (PLGA) terminación ácida, con rango de peso molecular 
38000-54000g/mol y una proporción 50:50 de lactida: glicolida (No. Cat. 719900). 
Gelatina tipo B de origen bovino en polvo (No.Cat. G9391). 1,1,1,3,3,3-Hexafluoro-2-
propanol (HFIP) (No. Cat. 105228) todos, adquiridos en Sigma Aldrich (St. Louis, MO, 
EUA) para la fabricación de las fibras. Medio de cultivo Dulbecco’s Modified Eagle´s/ 
Ham’s Nutrient Mixture F12 (DMEM /F12) (No. Cat. P0095), suero bovino fetal (FBS) 
(No. Cat. S16509 y antibiótico-antimicótico (No. Cat. L0010) fueron obtenidos de 
BioWest. Adicionalmente, tripsina polvo (No. Cat. 27250018) (Gibco) y EDTA (Marca 
Merck, No. Cat 324503) fueron usados para la disgregación celular. Finalmente, Kit de 
Viabilidad/Citotoxicidad LIVE/DEAD para células de mamífero (No. Cat. L3224) y 
Reactivo para viabilidad celular Presto Blue (No. Cat. A13261) ambos de Thermo Fisher 
22 
Scientific. El factor de crecimiento epidérmico (EGF) fue adquirido en Sigma Aldrich (No. 
Cat. E9644) y el factor de crecimiento de fibroblastos (FGF) en R&D systems (233-FB-
025). 
3.2 Fabricación de los andamios mediante electrohilado 
La solución de PLGA (18% p/v) y la de gelatina (10% p/v) fueron preparadas con HFIP y 
fueron disueltas con ayuda de un agitador magnético. Ambas soluciones fueron 
mezcladas en diferentes proporciones PLGA/Ge (9:1, 7:3 y 5:5 v/v) con agitadores 
magnéticos por 24 horas. Las soluciones fueron cargadas en jeringa de plástico de 5 ml 
con una aguja 21G. Las condiciones de electrohilado para los andamios de PLGA, 9:1 y 
5:5 PLGA/Ge fueron: velocidad de flujo 0.3ml/hr, distancia aguja colector 10cm y 
diferencia de potencial aplicado 10 kV; mientras que para los andamios 7:3 PLGA/Ge 
fueron 1 ml/hr, 20 cm y 10 kv, respectivamente. 
3.3 Caracterización físico-química del andamio 
3.3.1 Morfología de las fibras 
La morfología de las fibras de los andamios de PLGA y PLGA/Ge fueron analizadas por 
un microscopio electrónico de barrido (JEOL modelo JSM-7600F) con una aceleración 
de 20 kV. Todas las muestras fueron recubiertas con oro usando el ionizador JEOL JFC 
1100. El diámetro de las fibras y la distancia entre fibras fueron analizadas usando el 
programa Image J. Doscientas fibras de PLGA y PLGA/Ge en las diferentes proporciones 
fueron seleccionadas al azar de una serie de imágenes en la misma magnificación para 
medir los diámetros. Tres diferentes imágenes en la magnificación de 1000x para cada 
tipo de material fueron usados para estimar la distancia entre fibras en el primer plano. 
23 
Las mediciones incluyeron 100 diferentes campos al azar en cada imagen para obtener 
la distancia entre fibras promedio. 
3.3.2 Composición química de las fibras mediante FTIR 
Las características químicas de los andamios de PLGA y PLGA/Ge fueron analizados 
usando Espectroscopia Infrarrojo con transformada de Fourier (FTIR) mediante el 
espectrofotómetro Thermo Nicolet NEXUS 670 FTIR en el LUCE, ICAT, UNAM. Los 
espectros fueron obtenidos en el rango de 500-4000 cm-1 con una resolución de 4 cm-
1 y un promedio de 32 escaneos. 
3.3.3 Pruebas de hinchamiento 
La capacidad de absorción del agua de los andamios fue determinada por el porcentaje 
de hinchamiento. Los diferentes andamios de PLGA y PLGA/Ge fueron cortados en 
círculos con un diámetro de 0.7 cm y pesados en seco para determinar su peso inicial 
antes de ser hidratados. Posteriormente, cada muestra fue colocada en tubos de 
microcentrifuga (Eppendorf®) con 1 ml de PBS (pH=7.4) y se mantuvieron a 37°C por 
12 días. Los andamios mojados fueron sacados de los tubos en las primeras horas y 
durante cada uno de los días de evaluación retirando el exceso de PBS con papel filtro 
y después fueron pesados. El porcentaje de hinchamiento fue calculado a la siguiente 
ecuación: 
ℎ𝑖𝑛𝑐ℎ𝑎𝑚𝑖𝑒𝑛𝑡𝑜	(%) = /01/2
/2
∗ 100 (1) 
donde Ws es el peso inicial (condición seca) y Wh es el peso en húmedo de la muestra a 
determinado tiempo de evaluación. Cada experimento se repitió tres veces. 
24 
3.3.4 Resonancia magnética nuclear 
Los andamios de PLGA, Gelatina, PLGA/Ge (9:1, 7:3, 5:5) se sumergieron en PBS por 
tres horas. Los sobrenadantes obtenidos a este tiempo, fueron analizados por 
resonancia magnética nuclear de protón (1H-RMN) a 400 MHz en un equipo Bruker 
Avance III y Tetrametilsilano (TMS) como referencia. Quinientos microlitros de cada 
sobrenadante fue mezclado con 1 ml mL de agua deuterada (D2O). Se realizó el análisis 
para conocer si existía gelatina disuelta en el sobrenadante ya que no se realiza ningún 
anclaje químico (injerto o enlace) entre el PLGA y la Gelatina. 
3.3.5 Ángulo de contacto 
La hidrofilicidad de los andamios fue determinada por las mediciones de ángulo de 
contacto que se realizaron con un goniómetro Rame Hart-Inc (Modelo 100-07-00). Una 
gota de agua ionizada (0.5 µl) fue depositada en la superficie de cada uno de los 
andamios de PLGA/Ge y PLGA. La adquisición de imágenes inició 1 segundo antes de 
que la gota fuera dispensada asegurando la captura de la imagen justo en el momento 
en que tiene contacto con los andamios. Los ángulos de contacto fueron determinados 
con el programa Image J. Las mediciones se realizaron 5 veces por cada andamio en 
condiciones secas (sin humectación previa) y húmedas. Para esta última condición, los 
andamios fueron inmersos en PBS hasta el equilibrio obtenido en las pruebas de 
hinchamiento (72 horas para las fibras de PLGA y PLGA/Ge 9:1 y 144 horas para fibras 
PLGA/Ge 7:3 y 5:5) y posteriormente se depositaron las gotas. 
25 
3.3.6 Análisis térmico 
La estabilidad térmica de los andamios de PLGA/Ge en sus diferentes proporciones fue 
determinada por la pérdida de masa mediante Análisis Termogravimétrico (TGA, por sus 
siglas en ingles) y por la determinación de la temperatura de fusión, transición vítrea y 
cristalización por la técnica de calorimetría diferencial de barrido (DSC, por sus siglas en 
inglés). Para realizar ambos análisis, las muestras fueron secadas, en un desecador con 
bomba de vacío (Marca Vacuubrand, modelo RZ 2.5) durante toda una noche. El análisis 
de TGA se realizó en un equipo TGA Q5000 (Marca TA Instruments, modelo V3.17 Build 
265) y el de DSC en un equipo DSC Q200 (Marca TA Instruments, modelo V24.11 Build
124) Cada una de las muestras se colocó en una charola de aluminio para DSC y de
platino para TGA. Para TGA, la rampa de calentamiento fue de 25°C a 600°C con una 
rapidez de calentamiento de 10°C/min bajo una atmósfera de nitrógeno. Para DSC, se 
hicieron 2 ciclos de 25°C a 250°C y regresando a 25°C con una velocidad de 
calentamiento de 20 °C/min bajo una atmósfera de nitrógeno. Los resultados obtenidos 
de ambos análisis fueron procesados en el programa TA Universal Analysis. 
3.3.7 Pruebas mecánicas 
Las propiedades mecánicas de los andamios de PLGA/Ge fueron determinados por un 
probador uniaxial diseñado de acuerdo con protocolos previamente reportados [56, 57] 
Los diferentes andamios de PLGA y PLGA/Ge fueron cortados en tiras de 1x3 cm para 
hacer las pruebas de tensión. El grosor de cada de uno de los andamios fueron medidos 
en tres puntos diferentes de la muestra usando un micrómetro Mitutoyo (Modelo MDC-
1-SXF) para obtener el grosor promedio. Cada una de las tiras fue colocada entre dos
mordazas y la prueba se realizó a una velocidad de 0.16 mm/s para obtener los valores 
de fuerza y desplazamiento. Para cada proporción PLGA/Ge del andamio, se utilizaron 
26 
5 muestras de cada una y fueron evaluadas bajo condiciones secas y húmedas. Las 
muestras húmedas se mantuvieron inmersas en PBS hasta el día en que alcanzaban su 
equilibrio de hinchamiento determinadoen las pruebas de hinchamiento antes descrito. 
Las curvas de esfuerzo- deformación fueron determinados con los datos adquiridos de 
la prueba mientras que el módulo de Young fue calculado por un modelo lineal cuadrado 
y el promedio de los módulos de Young fueron obtenidos para cada andamio. 
Para conocer el Módulo de Young de manera más puntual, a nivel de fibras se realizaron 
pruebas de indentación con el microindentador FT-MTA02 (Marca Femto Tools). Las 
mediciones se realizaron con una punta esférica de 50 µm de diámetro con una 
sensibilidad de 0.5 µN, todos los datos se analizaron con el modelo de Hertz 
considerando el módulo de Young de la punta (vidrio) mucho mayor al del material. 
3.3.8 Degradación in vitro 
La degradación de los andamios fue calculada por el método de porcentaje de pérdida 
de peso [58]. Los andamios fueron seccionados en círculos de 0.7 cm de diámetro y 
después fueron pesados en una balanza analítica (Marca Ohaus, modelo Explorer) en 
condiciones secas para obtener el peso inicial (Wi). Los andamios de PLGA y PLGA/Ge 
se colocaron en una placa de 48 pozos (Marca Jet Biofil, No. Cat. TCP 11048) y se 
esterilizaron con UV/ozono descrito en secciones anteriores. Posteriormente, se 
adicionó 2 ml de PBS en cada uno de los pozos y se incubaron a 37°C durante diferentes 
tiempos (1, 2, 3 y 4 semanas). Como medio de degradación fue usado PBS pH=7.4. 
Cada semana, las muestras fueron lavadas con agua desionizada y secadas en vacío 
por 24 horas para posteriormente obtener los pesos finales (Wf) en cada uno de los 
27 
 
tiempos de evaluación. El porcentaje de pérdida de peso fue calculado por triplicado 
usando la siguiente ecuación: 
𝑃é𝑟𝑑𝑖𝑑𝑎	𝑑𝑒	𝑝𝑒𝑠𝑜	(%) = /<1/=
/=
∗ 100 (2) 
El medio de degradación fue recolectado de cada uno de los pozos cada semana y se 
midió el pH usando un potenciómetro (Marca Corning, modelo 7). 
 
3.4 Caracterización biológica del andamio 
3.4.1 Cultivo celular y caracterización de fenotipo de las células troncales mesenquimales (CTMs) 
Las células troncales mesenquimales (CTMs) fueron aisladas de la gelatina de Wharton 
de cordón umbilical humano. Los cordones umbilicales provinieron de donadoras con 
firma previa de consentimiento informado pertenecientes al Hospital General en 
Tláhuac. Los cordones fueron seccionados en fragmentos de 5 cm de longitud y los 
restos de sangre y los vasos sanguíneos fueron retirados de las biopsias. 
Posteriormente, el tejido fue seccionado en piezas de 1 cm2 para ser cultivado en medio 
DMEM-F12 suplementado con 10% de suero fetal bovino (SBF) y un 1% de antibiótico-
antimicótico en una incubadora a 37o C y 5% de CO2 hasta pase 3. Los explantes fueron 
recambiados de medio de cultivo cada tercer día hasta la segunda semana, donde el 
tejido fue removido. Las CTMs fueron cultivadas hasta alcanzar 80% de confluencia para 
ser separadas de las botellas de cultivo con una solución de 0.05% Tripsina / 0.02% 
EDTA. 
28 
Para evidenciar el fenotipo de las células recién aisladas y confirmar que eran troncales 
mesenquimales, se realizaron tinciones con los anticuerpos: anti-CD73, anti-CD105 y 
anti CD45, todos acoplados a Cy5 (BD Biosciences, San Diego, CA) [59]. Las muestras 
fueron analizadas por citometría de flujo en un equipo FACS Calibur (BD Biosciences) y 
analizadas con el software FlowJo. 
Previo a la siembra de los andamios de PLGA/Ge, éstos fueron esterilizados mediante 
radiación UV/ozono (UV Ozone ProCleanerTM, Bioforce Nanosciences) durante 10 
minutos en cada lado del andamio. Las células mesenquimales fueron sembradas en 
andamios circulares de 0.7 cm de diámetro a una densidad de 26 000 células/cm2 y se 
cultivaron en placas de 48 pozos por 1, 3 y 5 días para las pruebas biológicas in vitro. 
3.4.2 Adhesión celular 
La adhesión celular fue observada mediante Microscopía Electrónica de Barrido (SEM, 
por sus siglas en inglés) con el equipo JEOL (Modelo JSM-7600F). Los andamios de 
PLGA/Ge sembrados con las CTMs a los 3 días de cultivo fueron fijados con 
glutaraldehído al 2.5% durante 1 hora. Posteriormente, las muestras fueron 
deshidratadas con una serie de soluciones de alcoholes en una gradación creciente (20, 
40, 60, 80, 90 y 100 v/v) por 10 minutos para cada concentración. Finalmente, las 
muestras fueron recubiertas con oro durante 90 segundos con un ionizador JEOL (Fine 
coat ion sputter JFC-1100). 
3.4.3 Viabilidad y proliferación 
La viabilidad y la proliferación de las CTMs fueron evaluados con el Kit de viabilidad y 
citotoxicidad LIVE/DEAD para células de mamífero (Thermo Fisher Scientific, No. Cat. 
L3224) y el reactivo Presto Blue (Thermo Fisher Scientific, No. Cat. A13261) 
29 
 
respectivamente. Los andamios sembrados que se habían mantenido en cultivo fueron 
lavados con PBS para retirar restos de medio de cultivo. 
Para analizar la viabilidad celular, las muestras fueron incubadas con calceína AM y 
homodímero de etidio (Kit LIVE/DEAD) por una hora. Las células vivas fueron teñidas de 
color verde con la calceína mientras que en las muertas sus núcleos fueron marcados 
por el homodímero de etidio en color rojo. Después de la incubación, nuevamente se 
hicieron lavados de PBS para retirar residuos de los reactivos y después los andamios 
fueron analizados bajo un microscopio de fluorescencia (Nikon, Eclipse 80i). El número 
total de células (vivas y muertas) fue contabilizado con el programa Image J. El índice de 
viabilidad fue calculado de acuerdo con la ecuación:	 
í𝑛𝑑𝑖𝑐𝑒	𝑑𝑒	𝑣𝑖𝑎𝑏𝑖𝑙𝑖𝑑𝑎𝑑	 =
𝑐é𝑙𝑢𝑙𝑎𝑠	𝑣𝑖𝑣𝑎𝑠
𝑐é𝑙𝑢𝑙𝑎𝑠	𝑣𝑖𝑣𝑎𝑠	 + 𝑐é𝑙𝑢𝑙𝑎𝑠	𝑚𝑢𝑒𝑟𝑡𝑎𝑠																																		(3)												 
Los ensayos de proliferación se realizaron incubando los andamios sembrados con 
Presto Blue por 1 hora y posteriormente los sobrenadantes fueron colocados en una 
placa de 96 pozos en donde se leyeron las absorbancias en un espectrofotómetro 
(Thermo Multiskan Ascent Type 3549). 
Para ambos ensayos, se consideraron controles positivos a las células cultivados 
directamente en las placas de cultivo y como controles negativos los andamios sin 
células. Cada experimento se realizó por triplicado. 
3.4.4 Implante subcutáneo de los andamios de PLGA/Ge 
Para evaluar la biocompatibilidad de los andamios se realizó el análisis de implantes 
subcutáneos en ratas Wistar. El protocolo de investigación fue aprobado por la Comisión 
de Ética e Investigación de la Facultad de Medicina, UNAM (Proyecto 125/2017). Todos 
30 
los animales fueron manejados de acuerdo con la Norma Oficial Mexicana NOM 062-
200-199. Las ratas fueron anestesiadas con Zoletil (Tiletamina- Zolaccpam) para ser
intervenidas. Para identificar a los animales de cada grupo, fueron etiquetadas en la 
cola. El dorso de las ratas fue rasurado y se les realizó un proceso de asepsia y 
antisepsia. Los implantes de los diferentes andamios sin células se realizaron 
subdérmicamente en 12 ratas Wistar (machos, 300 gramos y edad 2.5 meses). Las 
ratas fueron organizadas en 4 grupos (n=3) de acuerdo con el momento de evaluación 
pos-implante: 1, 4, 8 y 12 semanas. Cada grupo a su vez, estuvo constituido por a) un 
“sham” en donde sólo se le hizo una incisión al animal e inmediatamente se suturó, b) 
implante de una astilla, c) implante andamio PLGA/Ge 9:1, d) implante andamio 
PLGA/Ge 7:3, e) implante andamio PLGA/Ge 5:5. Después se suturaron con hilos de 
ácido poliglicólico (Atramat 4-0) y se mantuvieron en un ambiente cálido mientras el 
efecto de la anestesia pasaba. Las ratas fueron monitoreadas hasta el día de su 
sacrificio en las instalaciones del bioterio del departamento. de Biología Celular y Tisular 
de la Facultad de Medicina, UNAM. Cada tercer día, las ratas eran rasuradas en la zona 
de implante con la finalidad de tener bien identificada la lesión. Los animales se 
sacrificaron con una sobredosis de pentobarbital. 
3.4.5 Evaluación histológica 
Despuésdel implante de los andamios de PLGA/Ge se tomaron biopsias a la semana 1, 
4, 8 y 12 semanas. El área de piel en donde se colocaron los implantes fue fijada en 
formol amortiguado al 4% por una semana, deshidratada en alcoholes y posteriormente 
se incluyó en parafina para cortes histológicos y tinción hemotoxilina-eosina(H&E). 
31 
3.5 Incorporación de FGFb a las fibras de PLGA/Ge 
Para la funcionalización de los andamios con factores de crecimiento únicamente se 
consideró el andamio de PLGA/Ge 7:3 por los resultados obtenidos en la caracterización 
física, química y biológica. Se adicionó 2 µg de FGF por mililitro de solución polimérica y 
se mantuvo en agitación por 30 minutos. Inmediatamente se electrohiló a 1 ml/hr, 20 
cm y 10 kV 
3.5.1 Liberación del FGFb in vitro 
Los andamios de PLGA/gelatina con FGFb fueron sumergidos en PBS y mantenidos en 
incubación a 37°C por varios días. Los sobrenadantes de los mismos, fueron 
recolectados a las 6, 24 y 192 horas para ser congelados hasta su evaluación mediante 
ELISA. Se utilizó el Kit estándar ABTS ELISA FGF humano (900-K08) Prepotech. Las 
placas de 96 pozos fueron incubadas toda la noche con el anticuerpo de captura. Al 
siguiente día, se realizaron lavados para retirar el anticuerpo y se bloqueó por una hora. 
Se realizó la curva de calibración con el estándar de FGFb y se adicionaron las muestras 
de los sobrenadantes provenientes de los andamios con FGF en dilución 1:10 y 1:200. 
Posteriormente se incubó el anticuerpo de detección por 2 horas y al término el complejo 
avidina- HRP. Finalmente se reveló la placa multipozos con sustrato ABTS y se analizó 
con el lector de placas Sinergy H1 (Bioteck) a 405 nm con una corrección a 600nm. 
3.5.2 Morfología de las fibras durante la liberación del FGFb 
Los andamios 7:3 funcionalizados con FGFb sometidos a incubación con PBS para hacer 
el monitoreo de la liberación del factor de crecimiento en los sobrenadantes, fueron 
evaluados por microscopía electrónica de barrido a los 2,4, 8 y 16 días con el propósito 
32 
 
de analizar cambios en la morfología de las fibras. Las muestras para SEM fueron 
preparadas de la misma forma que se describió en la sección 3.3.1 
3.6 Análisis estadístico 
Los datos obtenidos fueron presentados en promedios y sus desviaciones estándar. 
Cada experimento fue llevado a cabo por triplicado, excepto las pruebas mecánicas y 
ángulo de contacto en donde se realizaron 5 veces. Los datos fueron analizados por un 
ANOVA de dos vías y una comparación múltiple de Tukey. Las diferencias fueron 
consideradas estadísticamente significativas cuando P ≤0.05. 
4 RESULTADOS 
4.1 Caracterización física y química del andamio 
4.1.1 Morfología de las fibras 
Los andamios de PLGA y de PLGA/Ge preparados en tres diferentes proporciones 
(9:1,7:3 y 5:5 v/v) presentaron fibras con superficie lisa y ausencia de bulbos (Fig. 2A-
D). Todas las muestras contenían una serie de fibras depositadas al azar que formaban 
una red interconectada. El promedio de diámetro de fibra de los andamios de PLGA, 
PLGA/Ge 9:1, PLGA/Ge 7:3 y PLGA/Ge 5:5 fueron: 2.1 ± 0.4, 0.5 ± 0.2, 1.7 ±0.7 y 1.3 
± 0.5 µm, respectivamente. El diámetro de las fibras disminuyó con la adición de la 
gelatina a los andamios de PLGA, excepto para el andamio PLGA/Ge 7.3 (Fig. 4C). 
33 
Figura 4. Fotomicrografías de la morfología y gráficas de la distribución de los diámetros de las fibras de 
los andamios A) PLGA, B) PLGA/Ge 9:1, C) PLGA/Ge 7:3 y D) PLGA/Ge 5:5 (v/v). 
 0.438 µm
D
20 µm
1.26 ± 0.528 µm
PLGA/Ge (5:5)
C
20 µm
1.679 ± 0.673 µm
PLGA/Ge (7:3)
B
20 µm
0.514 ± 0.166 µm
PLGA/Ge (9:1)
A
20 µm
2.064 ± 
PLGA
34 
Las fibras de PLGA/Ge 7:3 presentaron diámetros mayores con respecto a las de la 
proporción 5:5. Lo anterior se opuso al concepto de que entre más gelatina presente 
mayor es el diámetro. En este caso, las condiciones de electrohilado para las fibras de 
proporción 7:3, fueron diferentes a las utilizadas para fabricar el resto de los andamios. 
La velocidad de flujo y la distancia entre la aguja y el colector fueron distintas en el 
andamio PLGA/Ge 7:3 para evitar la aparición de bulbos en las fibras. 
La distancia interfibrilar de todos los andamios fue aparentemente insuficiente (<10µm) 
para permitir la migración de las células dentro de la red de fibras. Las distancias 
promedio interfibrilares para cada andamio fueron: 8.9 ± 2.4 µm para PLGA, 3.1 ± 0.1 
µm para PLGA/Ge (9:1), 6.3 ± 0.1 µm para PLGA/Ge (7:3) and 6.8 ± 0.2 µm para 
PLGA/Ge (5:5). 
4.1.2 Análisis de grupos funcionales por FTIR 
El análisis FTIR en biomateriales fue empleado para determinar los grupos funcionales 
químicos más importantes presentes en los andamios de PLGA/Ge y además conocer si 
la combinación PLGA/Ge había sido meramente una mezcla física o se había formado 
algún enlace químico entre estos polímeros. Algunos grupos funcionales tales como CH3, 
-OH, -COOH, and -NH2 son necesarios para una respuesta biológica adecuada,
biocompatibilidad y biodegradabilidad de los andamios [14, 60]. Los espectros FTIR de 
los andamios con las diferentes proporciones de PLGA/Ge son mostrados en la Fig. 5. 
Las principales bandas fueron numeradas para su identificación. 
35 
Figura 5. Espectro de FTIR de andamios de PLGA, Gelatina, PLGA/Ge 9.1, 7.3 y 5:5. Las principales 
bandas de PLGA se numeran del 1-4 y las de la gelatina del 5-6. 
Los andamios de PLGA/Ge mostraron bandas a 1752 cm-1 (1) asignada a la vibración 
de estiramiento del enlace C=O, 1452 cm-1 (2) para el grupo metilo, 1182 cm-1 (3) es 
atribuido vibración de estiramiento del grupo éter C-O-C y 1130 cm-1 (4) es asociado al 
enlace C-O [61]. Además, otras bandas en 1650 cm-1 (5) asignadas a amida I resultado 
de las vibraciones de estiramiento C-O de los enlaces peptídicos y 1532 cm-1 (6) 
corresponden a amida II producida por la combinación N-H y la vibración de estiramiento 
C-N [62]. El espectro del PLGA no muestra ninguna banda en la región de 1530-1660
(amida I y II) debido a que esos grupos funcionales son característicos de las proteínas, 
como lo es la gelatina. 
1
2
3
4
5 6
36 
Los andamios que fueron preparados en 3 diferentes proporciones de PLGA/Ge 
presentaron bandas representativas del PLGA y gelatina. Sin embargo, las bandas de la 
amida I y II incrementaron conforme era mayor la cantidad de gelatina en el andamio. 
4.1.3 Porcentaje de hinchamiento 
Las modificaciones físicas de los polímeros en los andamios al estar en contacto con 
medios acuosos resultan importantes para la ingeniería de tejidos. La capacidad de 
absorción de agua de los andamios de PLGA/Ge fue analizada a través del porcentaje 
de hinchamiento. La figura 6 muestra el hinchamiento de los andamios en PBS en 
términos de porcentaje de absorción de agua en función del tiempo. Los andamios de 
PLGA tuvieron la menor capacidad de hinchamiento debido a que estas fibras exhibieron 
un porcentaje máximo de hinchamiento (94.5%) hasta las 3 horas. El porcentaje de 
hinchamiento de los andamios de PLGA disminuyó a un 52% hasta su equilibro a las 72 
horas. La hidrofilicidad tuvo una influencia proporcional en la capacidad de 
hinchamiento, de manera que mientras más hidrofílico es un material, es mayor su 
hinchamiento. 
37 
Figura 6. Curvas de hinchamiento obtenidas a partir de la inmersión en PBS de los andamios de PLGA, 
PLGA/Ge 9:1, 7:3 y 5:5. durante 250 horas. El equilibrio de hinchamiento es indicado con círculos 
punteados, para andamios de PLGA y PLGA/Ge 9:1 fue alcanzado a las 72 horas y para PLGA/Ge 7:3 y 
5:5 fue a las 144 horas. 
Los andamios de PLGA/Ge 9:1 presentaron un porcentaje de hinchamiento de 130% 
durante los primeros 15 minutos y alcanzaron su capacidad máxima de absorción a la 
media hora con 136%. Sin embargo, su fase de equilibrio fue alcanzada a las 72 horas, 
al igual que los andamios de únicamente PLGA en donde su peso se estabilizó.