Efecto-de-Buddleja-cordata-Tepozan-sobre-el-factor-nuclear-NFkB-y-el-receptor-activado-por-proliferadores-peroxisomales-PPARy-en-la-nefropata-diabetica

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE 
MÉXICO 
 
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES 
IZTACALA 
 
 
 
 
EFECTO DE Buddleja cordata (TEPOZÁN) SOBRE EL 
FACTOR NUCLEAR (NFκB) Y EL RECEPTOR ACTIVADO 
POR PROLIFERADORES PEROXISOMALES (PPARγ) EN 
LA NEFROPATÍA DIABÉTICA 
 
 
 
 
 
 
 
T E S I S 
 
 
 QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE BIÓLOGA 
 
 P R E S E N T A 
 
ADRIANA MIRANDA OCAÑA 
 
 
 
 
 
DIRECTORA DE TESIS 
DRA. BEATRIZ VÁZQUEZ CRUZ 
 
 
LOS REYES IZTACALA, TLALNEPANTLA, ESTADO DE MÉXICO 2018 
 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
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reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
 
En dos palabras puedo resumir cuanto he aprendido acerca de la vida… 
¡Sigue adelante! 
 
Robert Frost 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
 
Hoy me permito brindar toda mi admiración y reconocimiento a aquellas personas 
que estuvieron pendiente de mí, mientras yo me embarcaba en este viaje llamado 
BIOLOGÍA. 
 
Primero quiero agradecer a mis padres Elvira Ocaña y Juan Miranda por todo el 
apoyo que me brindaron. Siempre serán un gran ejemplo de tenacidad e inteligencia 
para mí. Gracias por dejarme zarpar e izar las velas de mi propio barco para navegar 
a un rumbo desconocido. 
 
A mis hermanas Faby y Aby por ser la brújula en mi camino de regreso a casa. 
Llenas de consejos alegraron mis días tristes o estresados. Gracias por creer en mí 
todo el tiempo y ayudarme a impulsar el vuelo cuando mis alas estaban cansadas. 
 
Agradezco también a la Dra. Bety y al M. en C. David, que con su sabiduría, 
paciencia y grandes consejos, me ayudaron a crecer personal y profesionalmente. 
Fue un honor trabajar en el laboratorio de Farmacología de la UIICSE. 
 
A mis sinodales la Dra. Rocio, al Dr. Maximiliano y al Dr. Martín por haber dedicado 
su tiempo a revisar este trabajo. Por sus aportes, sugerencias y comentarios que 
contribuyeron en el término del mismo. 
 
Al Biólogo Manuel, quien en su momento me apoyó a realizar parte de este trabajo 
mientras yo salía a trabajar. Gracias por tus consejos y por tan buenos deseos para 
mi futuro. 
 
A mis amigos Peter, Dany y Sami, ya que sin ellos yo hubiera tropezado y hasta 
abandonado este barco antes de lo esperado. A mi compañero y amigo de 
laboratorio Omar, por rescatarme de las tormentas y uno que otro chubasco ocurrido 
durante este año. A todos ustedes porque de no haberse cruzado en mi rumbo, todo 
este viaje no hubiera sido tan divertido como lo fue. 
 
Por último, pero no menos importante, doy gracias a la Facultad de Estudios 
Superiores Iztacala en especial a la carrera de Biología por abrirme las puertas del 
conocimiento. 
 
Pero mi más grande reconocimiento es para la máxima casa de estudios, 
Universidad Nacional Autónoma de México, por darme una segunda oportunidad 
para disfrutar de esta gran experiencia educativa. 
 
 
 
 
 
 
ÍNDICE GENERAL 
RESUMEN………………………………………………………………………………... 1 
1. INTRODUCCIÓN……………………………………………………………………… 3 
 1.1Diabetes Mellitus (DM)…………………………….….…………………...…... 3 
 1.2 Clasificación…………………………………………..……………..…………. 4 
 1.2.1 Diabetes Mellitus Tipo 1………………………..……………..…………. 4 
 1.2.2 Diabetes Mellitus Tipo 2…………………………………………….…… 4 
 1.2.3 Diabetes Gestacional...…………………………..……………...….…… 4 
 1.3 Complicaciones de la Diabetes Mellitus……………….…..………..………. 5 
 1.4 Nefropatía Diabética (ND)..……………………………..…………..…...…… 6 
 1.4.1 Estadios de la ND….....…………………………………………….……. 8 
 1.5 Mecanismos involucrados en el desarrollo de la ND………………….....….9 
 1.5.1 Vía del sorbitol………………………………………………...…..... 10 
 1.5.2 Vías de las hexosaminas…………………….….…..……….....… 11 
 1.5.3 Vía de las proteínas Cinasa C (PKC)…………………………..… 11 
 1.5.4 Productos finales de glucosilación avanzada………..…............ 12 
 1.5.5 Sistema Renina Angiotensina (SRA)………….……….…........... 13 
 1.5.6 Estrés oxidativo…………………………………………….……….. 14 
1.5.6.1 Especies reactivas y radicales libres……………….….….… 14 
1.5.6.2 Antioxidantes………………………….…………………….…. 15 
 1.6 ND y proceso inflamatorio..……………………………………………...…. 18 
 1.6.1 Factor nuclear kappa B (NFκB).…..………………………….…….. 19 
1.6.2 Receptores activados por proliferadores peroxisomales 
(PPARs)………………….…………………………………………….…….. 21 
 1.7 Buddleja cordata..…………………………………………………….……... 23 
 1.7.1 Características botánicas……………………..…………….……… 23 
 1.7.2 Distribución geográfica……….………………...…………….……. 24 
 1.7.3 Composición química……………………………...………....……. 25 
2. ANTECEDENTES……..……………………………………………...…….……….. 26 
3. JUSTIFICACIÓN.….……………………………………………………….………... 27 
4. HIPÓTESIS……………………………………………………………………………. 27 
5. OBJETIVO GENERAL……………………………………………………………….. 28 
 5.1 Objetivos particulares…………………………………………………….…. 28 
6. MATERIAL Y MÉTODOS………………………………………….……………….... 29 
 6.1 Material biológico…………………………………………………...……..… 29 
 6.1.1 Material vegetal………………………………………………………... 29 
 6.1.1.1 Preparación del extracto metanólico de B. cordata (EMBC).. 29 
6.1.1.2 Cuantificación de fenoles totales en el EMBC…….……….… 30 
6.1.1.3 Determinación de la capacidad antioxidante del EMBC.….… 30 
 6.1.2 Experimentos in vivo…………....………………...…….….………… 30 
6.2 Inducción a DM………………………………..……………….….…………. 31 
6.3 Determinación de hipertrofia renal………………………….….………..… 33 
 6.3.1 Relación peso renal/peso corporal…………………………………...33 
 6.3.2 Cociente proteínas/ DNA……………………………..…………..….. 33 
6.4 Determinación de la función renal………………….……..…………………34 
 6.4.1 Proteinuria……………………………………..………………………..34 
 6.4.2 Depuración de creatinina…………………..………….………………34 
6.5 Determinación del NFκB y PPARγ………..……...………………………....35 
6.6 Western Blot (Electroforesis y Transferencia)……….………………….....36 
6.7 Análisis estadístico……………………………...…………………………....37 
7. RESULTADOS……………………………………..……………………………….….38 
7.1 Identificación de Buddleja cordata y obtención del EMBC…………….…38 
 7.1.1 Fenoles totales y actividad antioxidante “in vitro” de EMBC…...38 
7.2 Modelo de DM…..………………………..….……………………………..…39 
7.3 Efecto del EMBC sobre la DM…………….…….………………………...…41 
7.4 Efecto del EMBC sobre la hipertrofia renal……………….……………......45 
7.5 Efecto del EMBC sobre la función renal……………….………………..….47 
7.6 Efecto del EMBC sobre la expresión del NFκB.……...…………….…...….49 
7.7 Efecto del EMBC sobre la expresión del PPARγ..………..………..………52 
8. DISCUSIÓN…...………………………………………………………………………..53 
9. CONCLUSIÓN……...………………………………………………………………….61 
10. REFERENCIAS……………………………………………….……………………...62 
11. APÉNDICES……………………………………………………………………..……72 
 
ÍNDICE DE TABLAS 
 
Tabla 1. Clasificación de la DM…………………………………………………….……...5 
Tabla 2. Estadios de la ND según Mogensen 1985……………………………………..9 
Tabla 3. Clasificación y abreviaturas de los radicales libres y especies reactivas….15 
Tabla 4. Clasificación de los diferentes antioxidantes…………………………………16 
Tabla 5. Acciones y mecanismos de diversas sustancias antioxidantes…………….17 
Tabla 6. Grupos experimentales y tratamientos………………………………………. 31 
Tabla 7. Efecto de la estreptozotocina (STZ) sobre la concentración de glucosa 
sanguínea, duranteseis semanas….……………………………………….…………..40 
Tabla 5. Efecto de la STZ sobre los síntomas clínicos de la DM………………………40 
 
ÍNDICE DE FIGURAS 
 
Figura 1. Mapa de incidencia de diabetes en el mundo…………………………………3 
Figura 2. Mecanismos en el desarrollo de la ND…………….………..………………..10 
Figura 3. Papel del NFκB en la progresión de la ND…………………………………. 19 
Figura 4. Regulación y activación del NFκB…………………………….…………….. 20 
Figura 5. Mecanismo de transcripción génica de los PPARs………….….……….… 21 
Figura 6. B. cordata……….…………………………………...……………………….... 23 
Figura 7. Imágenes de B.cordata………...…………………………………………….. 24 
Figura 8. Distribución Geográfica de B. cordata………..…………………….……….. 25 
Figura 9. Procedimiento de extracción con Soxhlet…………….……………..……... 29 
Figura 10. Curva patrón de ácido gálico obtenida con la prueba Folin-Ciocalteu…...38 
Figura 11. Efecto antioxidante del EMBC in vitro……………………………………….39 
Figura 12. Efecto del EMBC sobre la concentración de glucosa sanguínea durante 
seis semanas…………………………………………………………………………..….41 
Figura 13. Efecto del EMBC sobre el consumo de alimento…..………………….......42 
Figura 14. Efecto del EMBC sobre el consumo de agua en 24h………………………43 
Figura 15. Efecto del EMBC sobre la excreción de orina colectada en 24h….………44 
Figura 16. Efecto del EMBC sobre el peso corporal (P.C.)……………………………45 
Figura 17. Efecto del EMBC sobre la relación peso renal (mg) entre el peso corporal 
(g)…………………………………………………………………………………………...46 
Figura 18. Efecto del EMBC sobre el cociente proteínas/DNA en corteza renal..…..46 
Figura 19. Efecto del EMBC sobre la excreción de proteínas en orina……………. 47 
Figura 20. Efecto de EMBC sobre la depuración de creatinina…………….………. 48 
Figura 21. Efecto de EMBC en la expresión del NF-κB en núcleo en corteza 
renal………………………………………………………………………………………...49 
Figura 22. Efecto de EMBC en la expresión de NF-κB en citoplasma en corteza 
renal…………………………………………………………………………………….…. 50 
Figura 23. Expresión de NF-κB en citoplasma (C) y núcleo (N) en riñón de ratas con 
distintos tratamientos………………………………………………………………....…. 51 
Figura 24. Expresión de PPARγ en riñón de ratas diabéticas con diferentes 
tratamientos…………………………………………………………………………..…... 52 
 
 
 
 
 
 
 
 
ABREVIATURAS 
 
AGEs Productos de Glucosilación Avanzada 
Ang I Angiotensina I 
Ang II Angiotensina II 
AR Aldosa reductasa 
bFGF Factor de crecimiento de fibroblastos 
Cap Captopril 
CAT Catalasa 
CTGF Factor de crecimiento de tejido conectivo 
DAG Diacilglicerol 
DM Diabetes Mellitus DM 
DM1 Diabetes Mellitus Tipo 1 
DM2 Diabetes Mellitus Tipo 2 
DM-Cap Grupo tratado con Captopril 
DM-Vit E Grupo tratado con Vitamina E 
DM-EMBC Grupo tratado con extracto metanólico de B.cordata 
EAG Equivalentes de ácido gálico 
ECA Enzima convertidora de angiotensina 
EDTA Ácido etilendiaminotetraacético 
EMBC Extracto metanólico de Buddleja cordata 
EOx Estrés oxidativo 
ER Especies reactivas 
ERO Especies reactivas de oxígeno 
FG Filtrado glomerular 
GC Grupo Control 
G-DM Grupo de ratas diabéticas 
GR Glutatión reductasa 
HCl Ácido clorhídrico 
HFG Hiperfiltración glomerular 
ICAM-1 Moléculas de adhesión intercelular 1 
IκB Proteína inhibidora de NFκB 
IL Interleucina 
IR Insuficiencia renal 
MB Membrana basal 
NaCl Cloruro de sodio 
NADH Nicotinamida adenina dinucleótido reducido 
NADPH Nicotinamida adenina dinucleótido fosfato reducido 
ND Nefropatía Diabética 
NFκB Factor nuclear kappa B 
NOS Óxido Nítrico sintetasa 
MBG Membrana basal glomerular 
OMS Organización Mundial de la Salud 
PA Presión arterial 
PAI-1 Inhibidor del activador del plasminógeno-1 
PDGF Factor de crecimiento derivado de plaquetas 
PKC Proteína Cinasa C 
PPARs Receptor Activado por Proliferadores Peroxisomales 
RAGE Receptores de productos de glucosilación avanzada 
RL Radicales libres 
RIS Especies reactivas de hierro 
RCS Especies reactivas de cobre 
RNS Especies reactivas de nitrógeno 
ROS Especies reactivas de oxígeno 
SDH Sorbitol deshidrogenasa 
SDS Dodecil Sulfato de Sodio 
SRA Sistema Renina Angiotensina 
STZ Estreptozotocina 
TEMED Tetrametiletilendiamina 
TNFα Factor de necrosis tumoral alfa 
TGFβ-1 Factor de crecimiento transformante beta 1 
TNFα Factor de necrosis tumoral alfa 
UIICSE Unidad de Investigación Interdisciplinaria en Ciencias de la Salud y la 
Educación 
VCAM -1 Molécula de adhesión celular vascular 1 
1 
 
RESUMEN 
 
 
La nefropatía diabética (ND) es una complicación de la diabetes mellitus (DM) y la 
primera causa de insuficiencia renal terminal. Los mecanismos fisiopatológicos de 
la ND no son del todo conocidos pero se sabe que intervienen factores 
hemodinámicos, metabólicos y genéticos, los cuales desencadenan una reacción 
inflamatoria que llevan a la ND. El proceso inflamatorio es una respuesta del 
organismo a un estímulo nocivo como el estrés oxidativo (EOx) generado por la 
hiperglucemia y en él está involucrada la activación del factor nuclear kappa B 
(NFκB), por su parte los receptores activados por proliferadores peroxisomales 
(PPARs) son activados por ligandos y ejercer un efecto antiinflamatorio al interferir 
con la regulación transcripcional de NFκB. Es por ello que se recomienda el 
consumo de productos naturales que actúen como ligandos de PPARs o como 
antioxidantes que eviten el EOx y la activación de NFκB. Buddleja cordata 
(Tepozán) es un árbol que posee compuestos fenólicos con capacidad antioxidante. 
Objetivo: Evaluar el efecto de Buddleja cordata (Tepozán) sobre la expresión de 
citocinas proinflamatorias en la nefropatía diabética. Método: Se obtuvo el extracto 
metanólico de las hojas de B. cordata (EMBC). Se utilizaron 30 ratas macho Wistar, 
separadas en seis grupos, durante seis semanas. Cinco grupos fueron inducidos a 
DM con estreptozotocina (STZ) y a las 48 h se inició el tratamiento con captopril 
(Cap) (25 mg/kg), vitamina E (250 mg/kg), y EMBC 50 y 100 mg/kg, vía oral. Cada 
tercer semana se cuantificó la glucosa y el peso. A la sexta semana se midió la 
ingesta de alimento, agua y excreción de orina. El último día los organismos fueron 
anestesiados, se tomaron muestras de sangre y se extrajeron los riñones. El índice 
de masa renal se determinó mediante la relación peso del riñón / peso corporal y la 
hipertrofia con el cociente de proteínas/DNA. La función renal se evaluó a través de 
la proteinuria y la depuración de creatinina. Se determinó la expresión del NFκB (en 
núcleo y citoplasma) y PPARγ, en corteza renal, por Western Blot. Finalmente se 
analizaron los datos por medio de ANOVA y se compararon las medias mediante 
los métodos de Tukey y Dunnet. Resultados: El EMBC tuvo un rendimiento de 
37.43%. En la cuantificación de fenoles totales presentó 210 mg EAG/g. La CA50 
2 
 
del extracto frente al radical DPPH fue de 25.1 ± 0.1 g/mL. Se desarrolló un modelo 
de DM con STZ, ya que los niveles de glucosa del grupo DM fue significativamente 
mayor (500.8 mg/dL ± 14.2) al GC (100.8 mg/dL ± 2.6). Los síntomas como la 
polifagia, poliuria y polidipsia así como la pérdida de peso fueron evidentes en los 
grupos DM inducidos con STZ durante las seis semanas. El EMBC no presentó 
efecto contra la hipertrofia renal. Los grupos Cap, Vit E y ambas dosis de EMBC 
tuvieron un efecto nefroprotector, ya que disminuyeron la proteinuria (60%, 44% 
31% y 40%, respectivamente) comparadas con G-DM. Los grupos Cap, Vit E y 
EMBC 100 mg/kg aumentaron significativamente la depuración de creatinina. La 
expresión de NFκB en el núcleo aumentó significativamente en el G-DM (1.134 01 
± 0.1 u.a.) en comparación con el GC (0.614 ± 0.01 u.a.) mientras que los grupos 
tratados con EMBC 50 y 100 mg/kg disminuyeron dicha expresión (0.704 ± 0.2, 
0.291 ± 0.04 u.a.) en comparación con el G-DM. Respecto a la expresión de NFκB 
en citoplasma, el G-DM (0.29 ± 0.03 u.a) disminuyó su expresión en comparacióncon el GC (0.82 ± 0.1 u.a.). Mientras que los grupos Cap, Vit E, EMBC 50 mg/kg 
(0.782 ± 0.1 u.a.) y EMBC 100 mg/kg (0.745 ± 0.1 u.a) aumentaron la expresión en 
comparación con el G-DM. El extracto metanólico de B. cordata no tuvo efecto sobre 
la expresión de PPARγ. Conclusión: El EMBC tiene compuestos que retardan el 
daño renal, ya que disminuye la proteinuria, aumenta la depuración de creatinina y 
evita las translocación de NFκB al núcleo. Se sugiere que los compuestos 
responsables de estos efectos son los fenoles los cuales presentaron capacidad 
antioxidante in vitro. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3 
 
1. INTRODUCCIÓN 
 
1.1Diabetes mellitus (DM) 
La diabetes mellitus (DM) es una enfermedad crónica degenerativa con grados 
variables de disposición hereditaria. La DM se caracteriza por hiperglucemia crónica 
debido a la deficiencia en la secreción de insulina o resistencia de las células del 
tejido adiposo y muscular a la acción de esta hormona (Reinauer et al., 2005). 
Incluso causa alteraciones en el metabolismo de carbohidratos, lípidos y proteínas 
(Rosado-Pérez y Mendoza-Núñez, 2007), 
 
Figura 1. Mapa de incidencia de diabetes en el mundo. Tomado del Atlas de la Diabetes de la 
IDF (2015). 
4 
 
1.2 Clasificación de la DM 
En 2015, la Federación Internacional de Diabetes (IDF por sus siglas en inglés) 
clasificó esta enfermedad en: DM tipo 1 (DM1), DM tipo 2 (DM2) y Diabetes 
gestacional. No obstante también incluyó otros tipos de diabetes menos comunes. 
 
1.2.1 Diabetes mellitus tipo 1 
La DM1, también conocida como diabetes insulinodependiente o juvenil, es 
causada por una destrucción autoinmunitaria de las células β pancreáticas 
encargadas de la secreción de insulina. La falta de insulina reduce la eficacia en el 
transporte de glucosa hacía células del tejido adiposo, muscular y cardiaco. Además 
aumenta la producción de glucosa en el hígado (Warram y Krolewski, 2005). 
 
1.2.2 Diabetes mellitus tipo 2 
La DM2, conocida anteriormente como no insulinodependiente, se presenta con 
mayor frecuencia en la población adulta, no obstante en la actualidad hay más casos 
de niños y adolescentes que presentan este tipo de diabetes. La DM2 es causada 
por la resistencia de los tejidos periféricos (tejido muscular y adiposo) a la acción de 
la insulina y por deficiencia relativa de la hormona. De tal forma que tanto la 
resistencia, como la deficiencia de insulina producen hiperglucemia (Kumar et al., 
2010) 
 
1.2.3 Diabetes gestacional 
La DM gestacional se caracteriza por hiperglucemia en el transcurso del 
embarazo; ésta puede desaparecer al término del embarazo o persistir como 
intolerancia a la glucosa o diabetes clínica. A una mujer que se le detecta DM 
gestacional corre un mayor riesgo de desarrollar diabetes gestacional en otros 
embarazos, así como DM2 a lo largo de su vida. Por su parte los neonatos de 
madres con DM gestacional tienen una mayor probabilidad de desarrollar DM2 en 
su adolescencia o juventud (IDF, 2015). 
 
 
5 
 
 
 
CLASIFICACIÓN DE LA DIABETES MELLITUS 
Organización Mundial de la Salud (OMS) 
 
 
I. DIABETES MELLITUS TIPO 1 (DM1) 
 
a) Autoinmune 
b) Idiopática 
 
II. DIABETES MELLITUS TIPO 2 (DM2) 
 
 
III. DIABETES GESTACIONAL 
 
 
IV. OTROS TIPOS ESPECÍFICOS DE DIABETES 
 
Defectos genéticos de la función de las células β pancreáticas 
Defectos genéticos del páncreas exocrino 
Endocrinopatías: acromegalia, hipotiroidismo, síndrome de Cushing etc. 
Diabetes inducida por fármacos o productos químicos: glucocorticoides, hormona tiroidea, 
agonistas beta adrenérgicos, tiacidas, interferón, etc. 
Infecciones: rubeola congénita, citomegalovirus, etc 
Formas infrecuentes de diabetes 
Otros síndromes genéticos a veces asociados a diabetes: síndrome de Down, porfiria, etc 
 
1.3 Complicaciones de la diabetes mellitus 
Las complicaciones de la DM pueden ser agudas o crónicas (Mediavilla Bravo., 
2001). Una complicación aguda puede surgir rápidamente como es el caso de la 
cetoacidosis, acidosis láctica o coma hiperosmolar. Por su parte, una complicación 
crónica se desarrolla a largo plazo debido a la hiperglucemia constante y a otros 
factores de riesgo cardiovascular como son la hipertensión arterial, dislipidemia y 
tabaquismo que determinan la aparición de dichas complicaciones (Díaz-Flores 
et al., 2004). 
 
La hiperglucemia causa alteraciones estructurales y funcionales en los vasos 
sanguíneos, las cuales pueden ser microvasculares y macrovasculares: las 
primeras, producen retinopatía que concluyen en ceguera; nefropatía que termina 
Tabla 1. Clasificación de la DM (Reinauer et al., 2005). 
6 
 
en insuficiencia renal así como lesiones en los nervios periféricos que ocasionan 
impotencia sexual y pie diabético (Zorrilla-García y Fernández-Argones, 1999). Por 
su parte, las complicaciones macrovasculares producen enfermedades 
cardiovasculares, como los ataques cardiacos, accidentes cerebrovasculares e 
insuficiencia circulatoria en las extremidades inferiores (Díaz-Flores et al., 2004). 
 
1.4 Nefropatía Diabética 
La nefropatía diabética (ND) es una complicación vascular crónica, en la que se 
afecta la microcirculación renal originando una serie de alteraciones funcionales y 
estructurales principalmente a nivel glomerular (Breyer, 1992). Este padecimiento 
afecta a alrededor del 15 al 25% de los pacientes con DM1 y de un 30 a un 40% de 
los pacientes con DM2, además es la causa principal de insuficiencia renal terminal 
(Mediavilla, 2001). 
 
Se desconocen los mecanismos en la fisiopatología de la ND pero se tiene certeza 
de la intervención de factores hemodinámicos, metabólicos y genéticos que 
confluyen para iniciar los cambios funcionales y estructurales a nivel renal (Torres y 
Zacarías, 2002). 
 
Las primeras alteraciones, sin manifestación clínica, que presentan un paciente con 
ND son la hipertrofia e hiperfiltración glomerular. La hipertrofia renal es el aumento 
del tamaño de las células renales debido a la síntesis de más componentes 
estructurales de las mismas. Al haber una afectación progresiva del riñón, el número 
de nefronas disminuye, por lo que las que quedan se ven sometidas a una 
sobrecarga en sus funciones y aumentan de tamaño para compensarlo. La 
hipertrofia renal se puede inducir por las acciones coordinadas de los sensores 
mecánicos (aumento de la carga de trabajo) como los factores de crecimiento 
transformante beta (TGF- β), el factor de crecimiento parecido a la insulina (IGF-1), 
el factor de crecimiento fibroblástico y los agentes vasoactivos como la endotelina 
1 y angiotensina II (Cusumano, 2003). 
 
7 
 
Por su parte la hiperfiltración glomerular (HFG) es un fenómeno hemodinámico 
complejo que se caracteriza por aumentar la filtración a más de 150 mL/min de 
plasma, ya que normalmente solo se filtran de 80 a 120 mL/min (Torres y Zacarías, 
2002). La HFG se presenta en un 25 a 75% de los pacientes con DM1 y en 63% de 
los pacientes con DM2 (Mascheroni, 2014). 
 
Otro cambio es el engrosamiento de la membrana basal glomerular (MBG), cuya 
función principal es actuar como barrera para las proteínas que penetran el 
ultrafiltrado. Su engrosamiento se debe a los depósitos de fibrina y otros agregados 
que estimularán la formación de matriz mesangial, lo que hace que la membrana 
sea más permeable a proteínas y otras macromoléculas (Torres y Zacarías, 2002). 
 
Las alteraciones antes descritas no presentan ningún síntoma clínico por lo que es 
difícil detectar la ND, no obstante una manifestación clínica es la microalbuminuria, 
la cual consiste en la excreción urinaria de albúmina entre 30-300 mg/min. El factor 
clave de su origen se relaciona con alteraciones en la síntesis de la matriz 
glomerular extracelular, es decir mesangio y membrana basal. Estos cambios son 
secundarios a una disminución de las síntesis de proteoglicanos que originan una 
pérdida de la carga negativa en lamembrana y, en consecuencia, escape de 
proteínas principalmente albúmina (Torres y Zacarías, 2002). 
 
Si la enfermedad sigue su curso debido a un mal control de la hiperglucemia crónica 
y la presión arterial, se hace presente la macroalbuminuria o proteinuria que es la 
excreción urinaria de proteínas mayor de 200 mg/min, que equivale a 0.5 g de 
proteína/día. Si la proteinuria persistente señala el deterioro progresivo de la función 
renal (Cusumano, 2003). 
 
Por último, se observa glomeruloesclerosis y enfermedad renal terminal, la cual se 
clasifica en dos: difusa y nodular. La primera se caracteriza por el engrosamiento 
difuso de la pared capilar y del mesangio. Este tipo de lesión se generaliza a todo 
el glomérulo y luego a todo el riñón. Por su parte la glomeruloesclerosis nodular es 
8 
 
la más típica en la ND, en ella el glomérulo puede estar normal o aumentado y en 
el centro de los lóbulos periféricos se aprecian nódulos aislados o múltiples. 
Finalmente, cada uno de estos eventos generan daño renal permanente o 
insuficiencia renal terminal (Torres y Zacarías, 2002). 
 
1.4.1 Estadios de la ND 
Una de las clasificaciones que se utilizan para explicar el progreso de la ND es 
la propuesta por Mogensen y Schmitz (1988), el cual la divide en cinco estadios 
(Tabla 2): 
 
Estadio I: Se caracteriza porque la ND se desarrolla de forma asintomática. Se 
presenta hipertrofia renal e hiperfiltración glomerular (HFG) que son reversibles con 
el control de la hiperglucemia, además de que no hay evidencia de cambios 
estructurales. 
 
Estadio II: Hay engrosamiento de la MBG y la expansión del mesangio. No presenta 
síntomas clínicos y es reversible con el control de la HFG y la hiperglucemia. 
 
Estadio III: Presencia de microalbuminuria persistente (30 a 300 mg/día), HFG 
conservada, por lo que un paciente con estos síntomas se le detecta una nefropatía 
incipiente que puede ser reversible si se tiene un control de la hiperglucemia, de la 
presión arterial y del metabolismo. 
 
Estadio IV: La ND sigue progresando y se presentan síntomas como la proteinuria 
persistente y creciente (más de 300 mg/día), hipertensión intraglomerular y 
sistémica, disminución del filtrado glomerular (FG) y engrosamiento de la MBG. Un 
paciente con estos síntomas tendrá una nefropatía diabética establecida y, a 
diferencia de los estadios anteriores, no es reversible. 
 
9 
 
Estadio V: La ND se caracteriza por la caída del FG, hipertensión, proteinuria en 
rangos nefróticos (mayor a 3.5 g en 24 h) y deterioro progresivo de la función renal 
hasta la insuficiencia renal terminal (IR) (Torres y Zacarías, 2002). 
 
Tabla 2. Estadios de la ND según Mogensen (Mogensen y Schmitz,1988). 
Estadio Característica Estimado de 
Filtrado 
Glomerular 
Albuminuria Presión 
arterial 
Estadio 1 
Presente al 
momento del 
diagnóstico de 
DM 
Hiperfiltración 
glomerular 
Incrementada en DM 
1 y 2 
Puede estar 
presente en forma 
episódica y 
reversible con 
control glucémico. 
DM1: normal 
DM2: normal o 
incrementada 
Estadio 2 
Primeros 5 años 
Engrosamiento de 
la membrana basal 
y expansión del 
mesangio 
Normal Puede estar 
presente en forma 
episódica y 
reversible con 
control glucémico 
DM1: normal 
DM2: normal o 
incrementada 
Estadio 3 
6 a 15 años 
Microalbuminuria Normal o disminuido 
en relación a su basal 
30 a 300 mg/día DM1: 
incrementada 
DM2: normal o 
incrementada 
Estadio 4 
15 a 25 años 
Macroalbuminuria Normal o disminuido y 
en descenso 
progresivo 
>300 
mg/día 
Hipertensión 
Estadio 5 
25 a 30 años 
Insuficiencia renal 
terminal 
0 a 10 mL/min Disminuyendo Hipertensión 
 
1.5 Mecanismos involucrados en el desarrollo de la ND 
La DM activa vías metabólicas que generan incremento en la concentración de 
radicales libres (RL) y aumento en la concentración de metabolitos, tales como, 
fructosa, sorbitol y las triosas fosfatos, estos últimos pueden provocar productos de 
glucosilación avanzada, así como un incremento en la síntesis de diacilglicerol, los 
cuales activan a la proteína cinasa C (Pérez-Gallardo et al., 2009). 
10 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1.5.1 Vía del sorbitol 
Existen distintas vías metabólicas en las que participa la glucosa intracelular 
dependiendo de los requerimientos de la célula, sin embargo, la ruta preferencial 
es la vía del sorbitol o vía de los polioles. 
 
En dicha vía, la glucosa es transformada por la acción de la aldosa reductasa (AR) 
y la sorbitol deshidrogenasa (SDH), en sorbitol y éste a su vez en fructosa. La AR 
se activa debido a la hiperglucemia y requiere de la nicotinamida adenina 
dinucleótido fosfato reducido (NADPH) como coenzima. Por su parte, la enzima 
SDH cataliza la oxidación del sorbitol en fructosa y da paso a la formación de 
nicotinamida adenina dinucleótido reducido (NADH). 
 
Figura 2. Mecanismos en el desarrollo de la ND ( modificado de Mora-Fernández et al., 2008). 
 
11 
 
Un incremento en la vía del sorbitol conlleva a desórdenes en la hemodinámica renal 
y se ha encontrado una relación directa entre los componentes de esta vía y la 
microalbuminuria (Triana, 2001). Además, el incremento intracelular de sorbitol y la 
fructosa genera el descenso en la concentración de NADPH, lo que afecta la 
actividad de las enzimas antioxidantes como la catalasa (CAT) y la glutatión 
reductasa (GR) promoviendo EOx (Díaz-Flores et al., 2004). 
 
1.5.2 Vía de las hexosaminas 
La elevación de las concentraciones intracelulares de glucosa modifica la vía de 
las hexosaminas. La fructosa intracelular, metabolito de la vía del sorbitol, se 
convierte en fructosa-6-fosfato por acción de una hexoquinasa específica, y ésta se 
une a un grupo amino procedente de la glutamina (reacción irreversible catalizada 
por la enzima fructosa-6-fosfato aminotransferasa), formándose así la glucosamina-
6-fosfato. Después de una serie de reacciones, la glucosamina-6-fosfato se 
transforma en UDP-N-acetilglucosamina y en UDP-N-acetilgalactosamina, las 
cuales son utilizadas en la formación de glucoproteínas y proteoglicanos (Al-Dallen 
et al., 2004). 
 
La activación de esta vía ha sido relacionada con la estimulación de la expresión de 
genes como el factor de crecimiento transformante beta-1 (TGFβ1) y el inhibidor del 
activador del plasminógeno-1 (PAI-1), además de la aparición de resistencia a la 
insulina. En la ND, esta vía produce una variación en la transcripción proteica que 
se refleja en una alteración en la proliferación de las células mesangiales y 
endoteliales (Triana, 2001). 
 
1.5.3 Vía de la proteína cinasa C (PKC) 
La proteína cinasa C, (PKC) perteneciente a la familia de las serina-treonina 
cinasas, participa en la fosforilación de las proteínas encargadas de la transducción 
de señales intracelulares y en la regulación de las funciones vasculares (Díaz-Flores 
et al., 2004). La hiperglucemia estimula la liberación del diacilglicerol (DAG), el cual 
es un activador natural de la PKC. La activación de PKC, estimula los genes que 
12 
 
expresan las proteínas de la matriz mesangial lo que contribuye al acúmulo de 
matriz mesangial, así como del gen que expresa al factor transformante de 
crecimiento beta-1 (TGFβ1) lo que produce la hipertrofia renal y disminución de la 
luz de los capilares capilares glomerulares, que posteriormente producirá 
disminución de la filtración glomerular y aumento de la presión intraglomerular. Por 
otro lado, la activación de PKC aumenta la síntesis de prostaglandina E2 (PGE2) y 
prostaciclina (PGI2) sustancias vasodilatadoras involucradas en la hiperfiltración 
glomerular (Behl et al., 2008). 
 
1.5.4 Productos finales de glucosilación avanzada 
Los productos finales de glucosilación avanzada, se forman por la unión no 
enzimática de la glucosa con las proteínas, son conocidos como AGE o AGEs (por 
sus siglas en inglés), la primera reacciónse conoce como reacción de Maillard y 
ésta se da entre el grupo carbonilo de la glucosa y el grupo amino libre de una 
proteína que lleva a la formación de una base de Schiff, enseguida por medio de un 
reordenamiento intramolecular lento se transforman en compuestos más estables 
llamados productos de Amadori (Díaz-Flores et al., 2004). Los productos de 
Amadori, a través de otras reacciones irreversibles (oxidación, deshidratación y 
degradación) originan los AGEs, que son compuestos altamente estables. Además 
de la reacción de Maillard, otras vías pueden originar los AGE como, por ejemplo, 
la autooxidación de la glucosa y la peroxidación de los lípidos que originan derivados 
dicarbonílicos a partir de un incremento del estrés oxidativo (Hegab et al., 2012). 
 
Algunos de los efectos de los AGEs son debidos a su interacción con sus receptores 
específicos (RAGE). Los RAGEs son receptores multi-ligandos que median muchos 
de los efectos de los AGEs y son expresados en varios tejidos a nivel de la superficie 
celular de células endoteliales, fagocitos mononucleares, monocitos, macrófagos, 
hepatocitos, microglia, células de músculo liso, astrocitos, ciertas neuronas, células 
mesangiales y podocitos, entre otras. Bajo condiciones normales la expresión de 
los RAGEs es baja, mientras que en condiciones patológicas, como la diabetes, su 
expresión es mayor, coincidente con un mayor nivel de AGEs (Hegab et al., 2012). 
13 
 
 
Al unirse los AGEs con sus receptores desencadenan diversos efectos con la 
subsiguiente generación de especies reactivas de oxigeno (ERO), los AGEs activan 
factores de transcripción como el factor nuclear kappa B (NFκB), así como la 
activación de diversos péptidos y proteínas, incluyendo factores de crecimiento, 
citocinas, proteínas de matriz extracelular y el inhibidor del activador del 
plasminógeno (PAI-1). En los macrófagos inducen la producción de la interleucina -
1 (IL-1) y el factor de necrosis tumoral alfa (TNF- alfa). En los glomérulos inducen 
aumento de la síntesis del colágeno IV (Sugimoto et al., 2008). 
 
1.5.5 Sistema Renina Angiotensina (SRA) 
El sistema renina angiotensina (SRA) a través de su molécula efectora, la 
angiotensina II (Ang II) controla la presión arterial (PA) y el balance hidroelectrolítico. 
Sin embargo, también está implicado en la fisiopatología de la ND. La Ang II, tiene 
un potente efecto vasoconstrictor sobre las arteriolas eferentes, produciendo un 
aumento de la presión capilar glomerular y por ende hiperfiltración fenómeno 
relevante en la progresión de la ND (Luño, 2005). 
 
La Ang II estimula la síntesis de factores de crecimiento como TGF-β1, el factor de 
crecimiento derivado de las plaquetas (PDGF), el factor de crecimiento del tejido 
conectivo (CTGF) y el factor de crecimiento de fibroblastos (bFGF). También 
estimula la síntesis de fibronectina, laminina, colágenos I y IV en la matriz 
extracelular, promoviendo la fibrosis glomerular (Luño, 2005). 
 
Otro papel que se le ha atribuido a la Ang II es de actuar como una citocina que 
induce el crecimiento celular, la inflamación y la fibrosis. Ya que estimula la 
activación del factor nuclear kappa B (NFκB), que está presente prácticamente en 
todo tipo de células y juega un papel crucial en el proceso inflamatorio y en la 
apoptosis. Finalmente, la Ang II estimula la producción de la hormona retenedora 
de sodio, la aldosterona que además ejerce efectos deletéreos y profibróticos 
renales (Meza et al., 2017). 
14 
 
 
1.5.6 Estrés oxidativo 
La hiperglucemia aumenta la producción de especies reactivas de oxígeno y 
radicales libres, lo que genera estrés oxidativo (EOx), el EOx juega un papel 
relevante en la fisiopatología de la ND (Cuerda et al., 2011). En condiciones 
normales, el organismo mantiene un equilibrio entre la producción de pro-oxidantes 
que se generan en el metabolismo celular y los sistemas de defensa antioxidantes 
(Dorado et al., 2003). 
 
El EOx se define como el desequilibrio bioquímico debido a la producción excesiva 
de especies reactivas (ER) y radicales libres (RL), que no puede ser contrarrestado 
por los sistemas antioxidantes del organismo, causando daño y muerte celular 
(Ramos Ibarra et al., 2006). El EOx puede ser reversible o irreversible dependiendo 
de factores como: el tiempo que dure el estrés, la efectividad de las defensas 
antioxidantes, la edad del organismo y el estado nutricional (Dorado et al., 2003). 
 
 
1.5.6.1 Especies reactivas y radicales libres 
Las especies reactivas (ER) son moléculas oxidantes que se transforman 
fácilmente en radicales libres, lo que les confiere la característica de ser compuestos 
muy dañinos para las células. Entre ellas se considera a las especies reactivas de 
oxígeno (ROS), de hierro (RIS),de cobre (RCS) y de nitrógeno (RNS) (Viada et al., 
2017). 
 
Los radicales libres (RL) son átomos o moléculas con un electrón no apareado en 
su último orbital, característica que los vuelve altamente inestables, reactivos y 
capaces de dañar a otras moléculas. Aunque un RL tiene una vida media corta, 
cada que reacciona con otro átomo o molécula puede generar nuevas formas con 
diferente nivel de estabilidad y toxicidad (Tabla 3). 
15 
 
Tabla 3. Clasificación y abreviaturas de los radicales libres y especies 
reactivas (Fernández et al., 2011). 
 
 
En condiciones normales, los RL se producen durante el metabolismo, la respiración 
celular, la fagocitosis, la respuesta a la exposición a agentes exógenos (rayos UV, 
contaminación ambiental, humo de tabaco, ejercicio excesivo, etc.) o simplemente 
por la acción enzimática de las NADPH oxidasas que producen el anión superóxido 
(Rosado-Pérez y Mendoza-Núñez, 2007). 
 
Los RL y las ERO son nocivas cuando se producen en grandes cantidades, dañando 
la fisiología de las células al oxidar a los lípidos de la membrana, a los carbohidratos, 
proteínas y al ADN, lo que induce la muerte celular. Así, el EOx está asociado al 
desarrollo y progresión de la ND (Rosado-Pérez y Mendoza-Núñez, 2007). 
 
1.5.6.2 Antioxidantes 
Fisiológicamente existe un equilibrio entre la generación y degradación de RL y 
ER, para ello el organismo dispone de antioxidantes como sistema de defensa 
capaz de eliminarlos (Cuerda et al., 2011). Un antioxidante se define como aquella 
sustancia que se encuentra en bajas concentraciones con respecto a la 
concentración del substrato oxidable (biomolécula), y tiene la capacidad de retardar 
o evitar su oxidación a través de diversos mecanismos, por ejemplo: 
 
16 
 
1. Disminuyendo la concentración de oxidantes. 
2. Evitando la iniciación de la reacción en cadena, al “barrer” (cubrir o detener una 
reactividad química muy alta) los primeros RL que se forman. 
3. Uniéndose a iones metálicos para evitar la formación de ERO. 
4. Transformando los peróxidos en productos menos reactivos. 
5. Deteniendo la propagación y el aumento de RL. 
 
Los antioxidantes se pueden clasificar en primarios y secundarios (Tabla 4). Los 
primarios previenen la formación de RL y actúan en la captura de compuestos que 
propician su transformación en radicales más dañinos. Mientras que los 
antioxidantes secundarios actúan una vez formado el radical, evitan su propagación 
al ceder electrones y convertirse así mismos en un radical menos reactivo y más 
fácil de eliminar, entre estos están los endógenos y exógenos (Cuerda et al., 2011). 
 
Tabla 4. Clasificación de los antioxidantes (Rosado-Pérez y Mendoza-Núñez, 
2007). 
ANTIOXIDANTES 
PRIMARIOS 
ANTIOXIDANTES 
SECUNDARIOS 
Enzimas Proteínas Vitamina C 
 
Vitamina E 
 
Vitamina A y carotenos 
 
Bilirrubinas 
 
Albúmina 
 
Melatonina 
 
Estrógenos 
 
Superóxido dismutasa 
(SOD) 
 
Glutatión peroxidasa 
(GPx) 
 
Catalasa (CAT) 
Transferrina 
 
Ceruloplasmina 
 
Albúmina 
 
Metalotioneínas 
 
Los antioxidantes endógenos son aquellos producidos por el organismo y entreéstos se incluyen los sistemas enzimáticos como el sistema citocromo-oxidasa, la 
superóxido dismutasa, las glutatión peroxidasas, la glutatión reductasa, la catalasa, 
las fosfolipasas y la poliADPribosa sintetasa. 
17 
 
Los antioxidantes exógenos son aquellos que se consumen a través de los 
alimentos, tales como: las cerezas, tomate fresas o uvas con polifenoles y 
flavonoides; el brócoli, espárragos, espinacas o nueces con glutatión; la carne, el 
huevo y la leche con taurina; la naranja, pomelo, brócoli y tomate con vitamina C y 
aceites vegetales, zanahoria, almendra y avellana con vitamina E y carotenoides 
(Dorado et al., 2003). 
 
Tabla 5. Acciones y mecanismos de diversas sustancias antioxidantes 
(Rodrigo et al., 2007) 
 
ANTIOXIDANTES ACCIÓN 
No enzimático (de origen dietético) 
 
Vitamina A (β-caroteno) 
Vitamina C (ácido ascórbico) 
 
Vitamina E (α-tocoferol) 
 
Cu, Zn, Mn, Se 
Otros carotenoides (licopeno) 
 
Fitoquímicos (resveratrol, catequinas, 
quercetinas, ácidos fenólicos y otros) 
Protección contra la oxidación de lípidos y ADN 
Inhibición de las ERO (agente reductor). Estimula el 
poder antioxidante de la vitamina E y selenio. 
Protección contra los daños causados por la LDL-ox. 
Protección contra la peroxidación de los ácidos grasos 
insaturados de la membrana celular y de las LDL. 
Convierte O2 y H2O2 en formas menos reactivas. 
Cofactores de las enzimas antioxidantes SOD-Cu/Zn, 
SOD-Mn y GSH-Pox. 
Protección contra la oxidación de lípidos, LDL, 
proteínas y ADN. Secuestro e inactivación de radicales 
libres. 
Protección contra la oxidación de lípidos y ADN 
Enzimáticos 
 
SOD 
 
Cat 
GSH-Pox 
SOD-Cu/Zn (citosol), SOD-Mn (mitocondria), Catálisis 
de la conversión de O2- en H2O2 
Catálisis de la conversión de H2O2 en O2- y H2O 
Catálisis de la reducción de H2O2 a H2O 
ADN= Ácido Desoxiribonucleico; Cat= Catalasa; CSH-Pox= Glutatión Peroxidasa; Cu= Cobre; 
ERO= Especies Reactivas de Oxígeno; H2O2= Peróxido de Hidrógeno; LDL= Lipoproteínas de Baja 
Densidad; LDL-ox= Lipoproteínas de Baja Densidad Oxidada; Mn= Manganeso; O2-= Radical 
Superóxido; Se= Selenio; SOD= Superóxido Dismutasa; Zn= Zinc 
18 
 
1.6 ND y proceso inflamatorio 
La interacción entre los factores metabólicos, hemodinámicos y genéticos genera 
la activación de moléculas como el factor nuclear NFκB que posteriormente activa 
otras moléculas como las citocinas, entre ellas el factor de necrosis tumoral alfa 
(TNF-α) e interleucinas que llevan al proceso inflamatorio, el cual termina siendo el 
principal efector del daño renal (Navarro, 2003). 
 
El proceso inflamatorio es una respuesta del organismo ante un estímulo nocivo e 
involucra a los sistemas nervioso, vascular e inmunológico del organismo. En este 
proceso participan las células endoteliales del tejido dañado o próximo a la lesión, 
leucocitos, cuya actividad es coordinada y regulada por citocinas y otros mediadores 
que son liberados por células del sistema inmunitario y por sustancias producidas 
por los sistemas enzimáticos del plasma (Punchard et al., 2004). 
 
Entre las citocinas que participa en la progresión de la ND esta la interleucina 1 (IL-
1), la cual estimula la síntesis de proteínas y colágeno, en las células mesangiales, 
lo que genera un engrosamiento de la membrana basal y la expansión del 
mesangio, la interleucina 6 (IL-6) se expresa en las células glomerulares e 
intersticiales (Navarro, 2003). 
 
Otro factor involucrado en el proceso inflamatorio es el factor de necrosis tumoral 
alfa (TNFα), el cual se ha encontrado en concentraciones séricas elevadas en 
pacientes con ND. Este factor se ha relacionado con el desarrollo de la hipertrofia 
renal y con la estimulación de otros mediadores inflamatorios. También se ha 
señalado que la unión de los AGEs a sus receptores estimula la liberación de 
factores de crecimiento, síntesis de proteasas, de óxido nítrico (NO) y la liberación 
del TNFα así como la sobrerregulación del factor nuclear kappa B (NFκB) (Navarro, 
2003). 
 
La hiperglucemia estimula la producción de la Ang II a través de la activación del 
SRA local, estimula la síntesis de citocinas y se ha asociado con la sobreexpresión 
19 
 
del NFκB (Leyva-Jiménez et al., 2009). Por lo que la Ang II tiene una importante 
participación en el componente inflamatorio de la lesión renal. 
 
1.6.1 Factor nuclear kappa B (NFκB) 
El NFκB se ha propuesto como el punto de unión entre el estrés oxidativo y la 
inflamación, ya que tiene un papel central en la expresión de muchos genes clave 
en la respuesta inflamatoria que predisponen al desarrollo de la nefropatía diabética 
(Figura 3.) (Williams y Nadler, 2007). 
 
 
 
 
 
Figura 3. Papel del NFκB en la progresión de la ND (modificado de Marín, Álvarez-
Navascués, y Fernández-Vega, 2008). 
20 
 
El NFκB pertenece a la familia de factores de transcripción que reconocen 
secuencias específicas de ADN. Dicho factor está conformado por dos subunidades 
p50 y p65 y se encuentra en el citoplasma celular de forma inactiva unido a una 
proteína inhibidora IκB. La traslocación de NFκB al núcleo es debido a la 
fosforilación, ubiquitinación y degradación en el proteosoma de la proteína 
inhibidora IκB (Sanz et al., 2010). 
 
La mayoría de los agentes que activan la traslocación del NFκB son modulados por 
las ERO, por lo que este factor es extremadamente sensible al EOx (Figura 4). En 
el núcleo, el factor se une a secuencias específicas del ADN y regula la transcripción 
de citocinas proinflamatorias (IL-1β, la IL-6, IL-2 y el TNF-α), quimiocinas (IL-8), 
moléculas de adhesión (ICAM-1, VCAM) y enzimas como la óxido nítrico sintasa 
(NOS) inducible y la ciclooxigenasa (Bierhaus et al., 2001). 
 
 
 
Figura 4. Regulación y activación del NFκB (López-Bojorquez, 2004) 
21 
 
1.6.2 Receptores activados por proliferadores peroxisomales (PPARs) 
Los PPARs son factores de transcripción activados por ligandos específicos 
(naturales o sintéticos) y pertenecen a la familia de receptores nucleares. Regulan 
la expresión de genes involucrados en el metabolismo de los lípidos y de la glucosa, 
formando así una conexión directa entre las señales extracelulares y la expresión 
de genes. Existen tres subtipos de PPARs: los PPARα, PPARβ/δ y PPARγ, cuya 
expresión es tejido-específica (Carvajal et al., 2007). 
 
La activación de los receptores PPARs, por diversos ligandos, permite su 
participación en la diferenciación celular, en la homeostasis y el metabolismo de la 
glucosa además de su actividad anti-inflamatoria (Figura 5.) (Kota et al., 2005). 
 
Figura 5. Mecanismo de transcripción génica de los PPARs. Los PPARs inactivos están unidos a 
un complejo represor. Una vez que hay unión de un ligando, éstos se heterodimerizan con los RXR y 
se unen a elementos de respuesta a PPAR (PPRE) iniciando la transcripción de dicho gen (Kota et al., 
2005). 
 
22 
 
El estudio de la actividad antiinflamatoria de los PPARs ha demostrado que los 
receptores actúan directamente sobre los genes que codifican para las proteínas 
pro-inflamatorias. Para reprimir la transcripción de dichos genes, los PPARs se unen 
a ciertos factores represores de vías de transcripción como la de NFκB. Al inhibir 
estas vías de la inflamación, los PPARs pueden reprimir la expresión de los 
mediadores de la inflamación inducidos por un estímulo inflamatorio extracelular 
(Moraes et al., 2011). 
 
El PPARγ se expresa principalmente en el tejido adiposo y controla la diferenciación 
de adipocitos y la esterificación de ácidos grasos en los adipocitos maduros. Sin 
embargo, también puede expresarse en otros tejidos como hígado, músculo 
esquelético y riñones. En los riñones, se expresa en la médula renal, 
específicamente se ha reportado la expresión del PPARγ en cultivos de glomérulos 
y células mesangiales de conejo y rata (Guan y Breyer, 2001). 
 
Durante el proceso inflamatorio,el PPARγ regula dicha respuesta, especialmente 
en macrófagos, por medio de la interferencia del factor de transcripción NFκB. 
Incluso el PPARγ, actúa a nivel de regiones promotoras de genes responsables de 
la inflamación, inhibiendo su transcripción y manteniendo estos genes en un estado 
suprimido. Los PPARs inhiben la expresión de genes involucrados en la respuesta 
inflamatoria en macrófagos, inhibiendo vías de señalización del NFκB. Este 
mecanismo controla el estado inflamatorio, previniendo así el desarrollo de la ND 
(Stienstra et al., 2007). 
 
 
 
 
 
 
 
 
23 
 
1.7 Buddleja cordata 
 
1.7.1 Características botánicas 
Buddleja cordata H.B.K. comúnmente llamada “Tepozán”, es una especie 
perteneciente a la familia de las Scrophulariaceae (Figura 6). Es un árbol o arbusto 
de 2 a 15 m de alto; su tronco llega a medir 10 a 45 cm de diámetro en la base; su 
corteza rugosa es de color café a negruzca; las hojas son de color claro en el haz y 
presenta pubescencia (formada de tricomas) que le brinda el color blanco en el 
envés, mientras que sus flores son amarillas y aromáticas (Norman, 2000). 
 
 Figura 6. B. cordata a: Rama con inflorescencias. b: Flores (Romero Rangel et al., 2003). 
24 
 
Dependiendo de la zona en la que se ubique se le conoce como: marrubio, tepozán, 
tepuza, lengua de toro, sallolisca, tepozán grande, tezompanctle, topozán, 
xompantle, zompantle (Ocampo-Acosta, 2004). 
 
1.7.2 Distribución geográfica 
El género Buddleja está ampliamente distribuido en el mundo y comprende 
alrededor de 100 especies arbóreas y arbustivas. En México existen 
aproximadamente 15 especies con algunos representantes de amplia distribución 
(Figura 8.) (Norman, 2000). 
 
B. cordata es una especie que se adapta a una gran variedad de hábitats, sobre 
todo en bosques, parcelas de cultivo, matorrales y ambientes ruderales (Ocampo-
Acosta, 2004). Además es una especie de crecimiento rápido e incluso es muy 
resistente a la contaminación (Martínez y Chacalo, 1994). 
Figura 7. Imágenes de B. cordata. Nombre común: Tepozán 
25 
 
1.7.3 Composición química 
B. cordata se ha empleado en la medicina tradicional para tratar diversas 
enfermedades, ya que se le atribuyen propiedades bactericidas, diuréticas y 
antisépticas. Por ejemplo, ha sido empleado en el tratamiento de la cirrosis hepática, 
ayuda a sanar zonas afectadas por tumores y úlceras (Adedapo et al., 2009). 
 
Muchas de estas propiedades se deben a la presencia de compuestos fenólicos 
(sesquiterpenos, flavonoides, feniletanoides y fenilpropanoides) en hojas, corteza y 
raíz, que le brindan propiedades antioxidantes (Acevedo et al., 2000). En particular, 
los ácidos hidroxicinámicos y linarina, presentes en la planta, han mostrado 
propiedades diuréticas y anti-amebiáticas (Martínez-Vázquez et al., 1996), mientras 
que al verbascósido (acteósido) se le atribuyen propiedades antimicrobianas, 
citotóxicas, analgésicas e hipotensoras (Ávila et al., 1999). 
 
SIMBOLOGÍA 
 B. cordata (Ubicación) 
 
Figura 8. Distribución Geográfica de B. cordata (Romero Rangel et al., 2003). 
 
26 
 
2. ANTECEDENTES 
Las primeras investigaciones sobre B. cordata permitieron conocer sus 
propiedades medicinales ya que es utilizada en comunidades indígenas para el 
tratamiento de lesiones en la piel, fiebre, afecciones renales y del estómago, 
diabetes, hemorragia nasal, calambres e hidropesía (Aguilar et al., 1994). 
En la década de los 90’s se analizaron los compuestos químicos presentes en B. 
cordata y se mostró la presencia de compuestos fenólicos como: ácidos 
hidroxicinámicos y flavonoides como la linarina (Martínez-Vázquez et al., 1996; 
1998). 
Ávila y col. (2005) analizaron el efecto fotoprotector del extracto metanólico de B. 
scordioides y los compuestos aislados como el verbascósido, la linarina y acetato 
de linarina. Los resultados mostraron que el verbascósido y acetato de linarina 
tenían la mayor fotoprotección y al comparar ambos, el verbascósido mostró mayor 
protección a la radiación solar. 
Backhouse y col. (2008) validaron el efecto antiinflamatorio, analgésico y sus 
propiedades antioxidantes, in vivo e in vitro, de los extractos de B. globosa 
preparados con hexano, diclorometano y metanol. Los resultados mostraron que 
el extracto metanólico administrado por vía oral tenía efecto antiinflamatorio y 
analgésico, incluso se identificó al verbascósido como el principal componente del 
extracto metanólico. 
Ya que se conocía que el extracto metanólico de plantas del género Buddleja tenía 
propiedades antioxidantes in vitro e in vivo. Pérez-Barrón y col. (2014) evaluaron el 
efecto neuroprotector del extracto metanólico de B. cordata en el modelo de 
Parkinson en ratas. Dicho estudio mostró el efecto antioxidante y neuroprotector del 
extracto metanólico de B. cordata, atribuyendo dicho efecto a compuestos como los 
fenilpropanoides. 
En ese mismo año, Ávila y col. (2014) demostraron la presencia de verbascósido y 
linarina en el extracto metanólico de B. cordata. Así mismo, mostraron su capacidad 
fotoprotectora en el daño cutáneo inducido por luz UVB en ratones SKH-1 a nivel 
macroscópico e histológico. 
 
27 
 
3. JUSTIFICACIÓN 
En la actualidad la DM es un problema de salud mundial debido a su alta 
prevalencia e incidencia. En 2015, la Federación Internacional de Diabetes (IDF) 
reportó 415 millones de personas diabéticas en el mundo, y se calculó que para el 
2040 la cifra aumentará a 642 millones de personas con DM. México ocupa el sexto 
lugar mundial con pacientes diabéticos entre 20 a 79 años de edad con un total de 
13 millones, de los cuales solo el 25% lleva un control médico adecuado (IDF, 2015). 
La DM produce complicaciones crónicas como la ND, la cual es la primera causa de 
enfermedad renal terminal y muerte. Dicha complicación disminuye la calidad de 
vida de los pacientes diabéticos, generando altos costos en el sector salud. 
Se ha descrito que la principal causa del daño renal es la hiperglucemia, la cual 
produce EOx por la disminución de antioxidantes endógenos. El aumento de ERO 
y RL que activan factores de transcripción que codifican para la producción de 
citocinas proinflamatorias, las cuales inician un proceso inflamatorio, lo que causa 
el daño renal (Martínez, 2008). 
Es por ello que una de las indicaciones para el paciente diabético, no solo debe ser 
control de la glucemia sino también una dieta rica en compuestos antioxidantes. 
Una de las alternativas para obtención de dichos compuestos, es el uso de plantas 
medicinales, como es el caso de B. cordata, la cual es una planta que ha mostrado 
tener efectos terapéuticos atribuibles a la presencia de compuestos fenólicos, los 
cuales tienen capacidad antioxidante. Sin embargo no existe información sobre el 
efecto que puede tener B. cordata sobre la ND, ni el mecanismo de acción 
relacionado con la capacidad antioxidante y antiinflamatoria. 
 
4. HIPÓTESIS 
El extracto metanólico de Buddleja cordata será capaz de disminuir la 
translocación del factor nuclear kappa B (NFκB) a través, de la acción de sus 
compuestos antioxidantes o como ligando natural del receptor activado por 
proliferadores peroxisomales (PPARγ), el cual, interfiere en la regulación 
transcripcional del factor nuclear kappa B. 
 
28 
 
5. OBJETIVO GENERAL 
Evaluar el efecto de Buddleja cordata (Tepozán) sobre el factor nuclear kappa B 
(NFκB) y el receptor activado por proliferadores peroxisomales (PPARγ) en la 
nefropatía diabética, en un modelo de DM en ratas Wistar. 
 
 
5.1 Objetivos particulares 
 
 Cuantificar los fenoles totales en el extracto metanólico de Buddleja cordata 
(EMBC). 
 
 Determinar la capacidad antioxidante in vitro del extracto metanólico de B. 
cordata. 
 
 
 Estudiar el efecto protector del EMBC contra la hipertrofia renal mediante la 
relación (peso renal/peso corporal) y el cociente de proteínas/DNA,en un modelo 
de DM en ratas Wistar. 
 
 Determinar el efecto del EMBC sobre la función renal, a través de la proteinuria 
y la depuración de creatinina, en un modelo de DM en ratas Wistar. 
 
 
 Examinar la acción del EMBC sobre la translocación del factor nuclear kappa B 
(NFκB) del citoplasma al núcleo en corteza renal, en un modelo de DM en ratas 
Wistar. 
 
 Analizar el efecto del EMBC en la expresión del receptor activado por 
proliferadores peroxisomales (PPARγ) en corteza renal, en un modelo de DM en 
ratas Wistar. 
 
 
29 
 
6. MATERIAL Y MÉTODOS 
 
6.1 Material biológico 
 
 6.1.1 Material Vegetal 
Se colectaron las partes aéreas de B. cordata en el año 2016, previo a este 
trabajo, en el Pedregal de San Ángel dentro del campus de Ciudad Universitaria. Un 
ejemplar fue llevado al Herbario Izta en la Facultad de Estudios Superiores Iztacala 
para su identificación. 
 
6.1.1.1 Preparación del extracto metanólico de B. cordata 
Las hojas de B. cordata se secaron a temperatura ambiente durante dos 
semanas, se pulverizaron y se extrajo con metanol en el equipo Soxhlet (Figura 9). 
 
 
 
 
 
 
 
 
Se colocaron aproximadamente 20 g de hojas en un cartucho de papel filtro que se 
situó en la cámara de extracción, luego se colocaron 300 mL del solvente, en un 
matraz bola de fondo plano. En este caso se utilizaron dos tipos de solventes, 
primero hexano, para extraer la parte lipídica que no era necesaria en este 
experimento y después se repitió el proceso con metanol (Caldas, 2012). 
Figura 9. A) Procedimiento de extracción con Soxhlet (Caldas, 2012), B) Obtención del EMBC. 
 
A B 
30 
 
El matraz fue puesto en una parrilla para calentar el solvente y promover su 
evaporación, los gases llegaron al refrigerante y se condensaron hasta caer sobre 
la muestra. Al alcanzar la parte superior del sifón, el solvente con los compuestos 
extraídos, retornó al matraz de ebullición. Este proceso se repitió hasta que se 
completó la extracción. El solvente se recuperó por medio de destilación a presión 
reducida, en un rotavapor a una temperatura de 55ºC. 
 
6.1.1.2 Cuantificación de fenoles totales en el EMBC 
La cuantificación de fenoles totales presentes en el EMBC se realizó por método 
de Folín-Ciocalteu (Singleton et al., 1965) y ácido gálico como estándar de 
referencia. El reactivo de Folin-Ciocalteu de coloración amarilla se tornó azul en 
presencia de los fenoles. La intensidad del color azul se midió en el 
espectrofotómetro (T80-UV-VIS Spectrophotometer PG-Instruments) a 760 nm y los 
resultados se expresaron en miligramos equivalentes de ácido gálico por gramo de 
extracto (mEAG/g) (Apéndice 1). 
 
6.1.1.3 Determinación de la capacidad antioxidante del EMBC 
La actividad antioxidante se determinó por el método modificado del DPPH 
(Murillo, 2006). El método DPPH consiste en una reacción de óxido reducido, en la 
que el radical 2,2-difenil-picril-hidracilo es reducido por la transferencia de 
electrones de un compuesto o sustancia antioxidante. La reacción consiste en el 
desvanecimiento del color violeta intenso, característico de DPPH, hasta la 
formación de un tono amarillo claro. La reacción se midió en un espectrofotómetro 
(Multiskan™ FC Microplate Photometer - Thermo Fisher Scientific) a 515 nm y los 
resultados se reportaron como la capacidad media para reducir el radical DPPH 
(CA50) (Apéndice 2). 
 
6.1.2 Experimentos in vivo 
Se utilizaron 30 ratas macho de la cepa Wistar con un peso corporal (P.C.) de 
280 a 300 g. Los organismos se obtuvieron del Bioterio de la Facultad de Estudios 
Superiores Iztacala, UNAM y se mantuvieron en condiciones controladas 
31 
 
(temperatura y ciclos de 12 h luz/oscuridad), en el Laboratorio de Farmacología de 
la Unidad de Investigación Interdisciplinaria en Ciencias de la Salud y la Educación 
(UIICSE) durante seis semanas, con agua y alimento ad libitum. 
 
6.2 Inducción de la DM 
Para evaluar el efecto del extracto EMBC se utilizaron seis grupos 
experimentales con cinco organismos, cada uno, elegidos al azar (Tabla 6). Los 
primeros dos grupos se dividieron en un grupo control de ratas normoglucémicas y 
un grupo control de ratas diabéticas. El resto de grupos se formó con organismos 
diabéticos y se les administraron tratamientos con captopril, vitamina E y EMBC 
administrados por vía oral, diariamente a través de una cánula gastroesofágica 
(Tabla 6). 
 
Tabla 6. Grupos experimentales y tratamientos 
GRUPO TRATAMIENTO 
Control Vehículo (Buffer de citratos, pH 4.5) 
Diabetes (STZ 65 mg/kg) Ninguno (Testigo) 
Diabetes Captopril (25mg/kg) P.C. 
Diabetes Vitamina E (250 mg/kg) P.C. 
Diabetes EMBC (50 mg/kg) P. C. 
Diabetes EMBC (100 mg/kg) P.C. 
 
Los animales fueron sometidos a un ayuno de 8 h y posteriormente se les midió la 
glucemia mediante punción de la vena caudal, de la cual se obtuvo una gota de 
sangre que se colocó en una tira reactiva (marca ACCU-CHEK Active) y ésta a su 
vez en un glucómetro (ACCU-CHEK Active, Roche). Después cada organismo fue 
32 
 
pesado para calcular los mg de STZ para cada rata, la cual se disolvió en un buffer 
de citratos 100 mM, pH 4.5 y se administró una dosis de 65 mg/kg de peso, vía 
intraperitoneal (i.p). Al grupo control solo se le administro un volumen equivalente 
del buffer de citratos para verificar que no causara ninguna alteración. 
 
A las 48 horas de la administración de STZ, los animales fueron puestos 
nuevamente en ayuno por 8 h para medir la glucemia. Se consideró el día uno de 
DM, si los niveles de glucemia eran igual o mayor a los 200 mg/dL. Habiendo 
comprobado los niveles de glucosa elevados, se determinó que los organismos eran 
diabéticos y se iniciaron los tratamientos, vía oral, con captopril 25 mg/kg, vitamina 
E 250 mg/kg, EMBC 50 mg/kg y 100 mg/kg además de la administración subcutánea 
de dos unidades de insulina de acción intermedia NP, dosis utilizada en 
experimentos previos (Insulex N). 
 
La cuantificación de glucemia y del peso corporal se realizó cada tercera semana. 
Un día antes de finalizar la sexta semana, las ratas, fueron colocadas en jaulas 
metabólicas para medir el volumen de orina, volumen de agua consumida y el peso 
del alimento ingerido en 24 horas. 
 
A la sexta semana, las ratas se anestesiaron con pentobarbital sódico (45 mg/kg). 
Posteriormente, cada organismo fue colocado en una tabla de disección y se les 
realizó una laparotomía (incisión en la región abdominal) y se obtuvieron muestras 
de sangre de la aorta abdominal y fueron colocadas en un tubo con anticoagulante 
(citrato de sodio 3.2%). Las muestras fueron centrifugadas a 3500 rpm durante 15 
min, para la obtención del plasma, al cual se le colocó 2 mg de Timol para evitar su 
contaminación y se almacenaron a 4° C. 
 
Se extrajeron ambos riñones, los cuales fueron colocados en PBS (pH 7.4, en frío). 
El riñón derecho fue descapsulado y pesado en la balanza analítica, en seguida se 
separaron la médula y la corteza, las cuales se almacenaron en ultra congelación a 
33 
 
-80°C. El riñón izquierdo también fue descapsulado y dividido en tres porciones que 
fueron colocadas en p-formaldehido al 4% para posteriores estudios histológicos. 
 
6.3 Determinación de la hipertrofia renal 
 
6.3.1 Relación peso renal/ peso corporal 
Para determinar la presencia de hipertrofia renal se obtuvo el riñón derecho, el 
cual fue descapsulado y pesado. Luego se obtuvo el cociente del peso renal, en 
miligramos, y del peso corporal, en gramos. 
 
6.3.2 Cociente proteínas/ DNA 
Se utilizó el método de TRIZOL para el aislamiento de DNA. Para ello se 
homogeneizaron 100 mg de corteza renal en 1 mL de TRIZOL Reagent C (Invitrogen 
15596026). Después las muestras se incubaron a temperatura ambiente durante 5 
min y se agregaron 0.2 mL de cloroformo, se agitó por 15 s y se incubó durante 3 
min a temperatura ambiente. 
 
Posteriormente, secentrifugó a 12000 x g por 15 min a 4°C, se removió la fase 
acuosa y se precipitó el DNA por adición de 0.3 mL de etanol (100%), se mezcló por 
inversión y se incubó 3 min a temperatura ambiente, se centrifugó a 2000 x g por 5 
min a 4°C y se removió el sobrenadante. 
 
La pastilla de DNA fue lavada con citrato de sodio 0.1 M en etanol al 10%, tres 
veces, durante 30 min, con agitación continua; se centrifugó durante 5 min a 2000 
x g a 4°C entre cada lavado. Posteriormente, se resuspendió la pastilla en 1.5 mL 
de etanol al 75% por 15 min, se centrifugó a 2000 g x durante 5 min a 4°C, se 
removió el sobrenadante y se agregaron 400 µL de NaOH 8 mM y se resuspendió 
nuevamente y se centrifugó a 2000 x g durante 5 min a 4°C, se separó el 
sobrenadante y se leyó la absorbancia a 260 y 280 nm en el espectrofotómetro 
Ultrospec 3300 pro (Amersham Biosciences). 
 
34 
 
6.4 Determinación de la función renal 
 
6.4.1 Proteinuria 
La cuantificación de las proteínas en orina se realizó con el método modificado 
de Bradford (1976). Se colocaron 5 µL de orina de cada uno de los organismo y 155 
µL de PBS, en seguida se agregaron 40 µL de reactivo de Bradford, se mezclaron 
y se leyó la absorbancia a 595 nm en un lector de placa de ELISA (Thermo 
Labsystems Multiskan Ascent). La curva estandar se realizó con albúmina sérica de 
bovino (BSA) (0-10 µg) (Apéndice 1). La concentración de proteínas de las muestras 
se determinó por interpolación de las lecturas de las muestras en la curva estándar. 
 
6.4.2 Depuración de creatinina 
Se realizó la cuantificación de creatinina en plasma y orina con el método cinético 
colorimétrico de tiempo fijo. En la cuantificación de creatinina en orina es necesario 
diluir las muestras del grupo control 1:10 En los pozos de una placa de ELISA se 
colocaron alícuotas de 15 µL de las diluciones de las muestras de orina, se 
agregaron 150 µL de solución de picrato alcalino y se dejó en agitación por 10 min 
a temperatura ambiente, transcurrido el tiempo se leyó la absorbancia a 490- 500 
nm, posteriormente se agregaron 5 µL de ácido acético/ácido sulfúrico, se incubó 
por 10 min y se leyó la absorbancia a 490 - 500 nm (Apéndice 2) (Creatinine urinary 
Colorimetric 500701). 
 
Para la cuantificación de creatinina en plasma se tomó una alícuota de 15 µL de 
muestra y se depositó en los respectivos pozos de una placa de ELISA, se 
agregaron 100 µL de buffer de reacción, 100 µL de color reactivo (ácido pícrico) y 
transcurrido un minuto se leyó la absorbancia a 490- 500 nm, enseguida se incubó 
por siete minutos a temperatura ambiente y se volvió a leer la absorbancia a 490- 
500 nm. Las absorbancias de las muestras experimentales se interpolaron en las 
respectivas curvas estándar (Apéndice 3) (Creatinine serum Colorimetric 700460). 
 
 
35 
 
6.5 Determinación del NFκB y PPARγ 
La determinación del NFκB en el citoplasma y en el núcleo se hizo mediante la 
técnica molecular de Western blot, utilizando un anticuerpo primario monoclonal de 
ratón (Santa Cruz Biotechnology) para el factor de transcripción nuclear (NFκB p65) 
(Martínez, 2008). 
 
Para la determinación de NFκB se colocaron 100 mg de corteza renal en 1 mL de 
Buffer Hipotónico (Apéndice 4) en tubos Eppendorf, luego se homogeneizó el tejido 
con un homogeneizador (IKA T10 basic Ultra-Turrax) a 4°C a una velocidad de 
15,000 rpm, en tres repeticiones de 10 s cada una. Posteriormente las muestras se 
reposaron en frío por 30 minutos para luego centrifugarlas en la microcentrifuga 
(Eppendorf 5418) a 10,000 rpm por 10 min a 4°C. 
 
Se utilizó el sobrenadante, que correspondía a la fracción citoplasmática, con el cual 
se hicieron tres alícuotas de 200 µL; una se utilizó para la cuantificación de 
proteínas por el método modificado de Bradford (Apéndice 1), y a las otras dos 
alícuotas se les adicionaron 20 µL de buffer Laemli con β-mercaptoetanol al 10%, 
se agitaron y posteriormente se hirvieron en una placa térmica por 10 min para 
desnaturalizar las proteínas y se almacenaron a -80°C hasta su uso. 
 
La pastilla se utilizó para la determinación de la expresión del NFκB en núcleo, la 
cual se resuspendió en 500 µL de Buffer Nuclear de Lisis (Apéndice 4) por repipeteo. 
Posteriormente, las muestras se agitaron en Vortex vigorosamente y se incubaron 
durante 30 minutos a 4°C en una plataforma con rotación. Otra vez se agitaron 
vigorosamente para luego ser colocadas en la microcentrífuga a 14,000 rpm por 10 
minutos a 4°C. Finalmente, con el sobrenadante o fracción nuclear se hicieron tres 
alícuotas de 200 µL. La primera alícuota se utilizó para la cuantificación de proteínas 
y a las otras dos se les adicionaron 20 µL de buffer Laemli con β-mercaptoetanol al 
10%, se agitaron, posteriormente se hirvieron en una placa térmica por 10 min para 
desnaturalizar las proteínas y se almacenaron a -80°C hasta su uso. 
 
36 
 
Para la determinación de la expresión del PPARγ se utilizó un anticuerpo 
monoclonal de ratón para PPARγ de la marca Santa Cruz Biotechnology. Para ello 
se hicieron homogeneizados, de la misma forma que para la determinación de la 
expresión de NFκB, pero en este caso el tejido se homogeneizó en un Buffer de 
Lisis (Apéndice 8). 
 
6.6 Western Blot (electroforesis y transferencia) 
Se determinó la concentración de proteínas y luego se llevó a cabo la separación 
de las proteínas por SDS-PAGE (Apéndice 6) (Martínez, 2008). Esta técnica fue 
similar tanto para la determinación de NFκB y PPARγ. 
 
Para ello se prepararon geles de poliacrilamida al 10 % y una vez gelificados se 
colocaron en la cámara de electroforesis (BioRad Mini-PROTEAN Tetra System) y 
se llenó con el Buffer de Corrida (Apéndice 7), se colocó una guía de inyección de 
muestras, para llenar los pozos, el primero con 5 µL de proteínas marcadoras de 
peso molecular (Biorad) y los demás con las muestras hervidas anteriormente 
(colocando el volumen correspondiente a 50 µg de proteína), se conectó la cámara 
de electroforesis a una fuente de poder Power PacTM HC BioRad y se corrió la 
electroforesis a 88 voltios por 120 min. 
 
Una vez terminada la electroforesis, se realizó una transferencia semi-seca, 
empleando una membrana (Amersham HybondTM-P GE Healthcare) de di-fluoruro 
de polivinidieno (PVDF). Para este procedimiento se lavaron las membranas con 
metanol absoluto por 5 min, y posteriormente en agua destilada; se sumergieron en 
solución de transferencia fría junto con los papeles filtro. Las membranas, el gel y 
los papeles se colocaron en forma de sándwich en la cámara de transferencia por 
60 min, a 18 voltios. 
 
Finalizada la transferencia, los geles se desecharon y las membranas se bloquearon 
con leche descremada al 5% en TBS-Tween 0.1% (Apéndice 7) durante 2 h a 
temperatura ambiente con agitación constante. 
37 
 
Después se incubaron con el anticuerpo primario (anticuerpo monoclonal de ratón 
para el NFκBp65 o PPARγ) durante 15 h a 4°C a una dilución 1:1000. En seguida, 
las membranas fueron enjuagadas tres veces con TBS-Tween 0.1% a intervalos de 
5 min, con agitación constante. Finalmente se incubaron con el anticuerpo 
secundario (IgG policlonal cabra-anticonejo) para NFκB p65 o PPARγ según sea el 
caso y β-Actina durante 2 h a temperatura ambiente a una dilución 1:1000, 
transcurrido el tiempo se volvieron a enjuagar con TBS-Tween 0.1% tres veces con 
agitación constante. 
 
La última fase es el revelado, el cual se realizó en un cuarto obscuro. Se colocó 
luminol (Immuno Cruz, Santa Cruz Biotecnology) sobre las membranas y luego se 
colocaron en un hyppercassette junto con una película (Amersham Hyperfilm TM-
ECL GE Healthcare) encima de cada membrana, se cerró el cassette por 5 min, 
posteriormente se sacó la película y se sumergió en la solución reveladora Kodak 
durante 3 min, se enjuagó con agua desionizada y se sumergió en solución fijadora 
Kodak por 1 min; nuevamente se enjuagóy se dejó secar, después se comparó con 
el marcador de peso molecular para identificar la proteína de interés. La película 
con bandas se escaneó para obtener el área de píxeles por banda mediante el 
programa MultiGauge 2.2. Los resultados se reportaron como unidades arbitrarias, 
para ello se realizó el cociente entre la densitometría de NFκBp65, PPARγ y de la 
β-Actina. 
 
6.7 Análisis estadístico 
Con los datos obtenidos se calculó la media aritmética y el error estándar de la 
media (±EEM) además se realizó un análisis de varianza de un factor (ANOVA), con 
un nivel de confianza de 95%. Finalmente se compararon las medias de cada 
tratamiento con el grupo control, empleando el método de Tukey y Dunnet. 
 
 
 
 
38 
 
7. RESULTADOS 
 
7. 1 Identificación de Buddleja cordata y obtención del EMBC 
El ejemplar llevado al Herbario Izta en la Facultad de Estudios Superiores Iztacala 
fue identificado como B. cordata Kunth por la M. en C. Edith López Villafranco. Este 
ejemplar fue registrado con el número 2524IZTA para su resguardo en la colección 
institucional. El rendimiento del EMBC fue de 37.43% correspondiente a 37.4 g de 
EMBC. 
 
7.1.1 Fenoles totales y actividad antioxidante “in vitro” del EMBC 
La cuantificación de los fenoles totales del EMBC por el método Folin-Ciocalteu dio 
como resultado 210 mg EAG/g (Figura 10). 
 Figura 10. Curva patrón de ácido gálico obtenida con la prueba Folin-Ciocalteu. 
39 
 
Respecto a la actividad antioxidante, el EMBC mostró capacidad reductora del 
radical DPPH. El máximo efecto de reducción se observó en la concentración de 
92.57 ± 0.3 µg/mL de EMBC, ya que tuvo una reducción del 80% (Figura 11). 
 
Con el análisis de regresión lineal se determinó que la capacidad antioxidante media 
(CA50) del EMBC es de 25.1± 0.1 g/mL, lo que indica una menor actividad reductora 
sobre el DPPH, comparada con la quercetina, ya que la CA50 de ésta fue de 7.09 
µg/mL. 
 
 
 
7.2 Modelo de DM 
Antes de la administración de STZ, todos los grupos experimentales presentaron 
un estado normo glucémico (ver tabla 7). 
 
y = 1.6469x
R² = 0.9658
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70
%
 d
e 
R
ed
uc
ci
ón
 d
e 
D
PP
H
Concentración de EMBC (μg/mL)
CA50
Figura 11. Efecto antioxidante del EMBC in vitro. Valores promedio de absorbancia ± EEM, 
n=3, p <0.05 
40 
 
A las 48 h después de la administración de STZ, el grupo de ratas diabéticas (G-
DM) presentó un aumento significativo en la glucosa (500.8 ±14.2 mg/dL) respecto 
al grupo control (GC) (100.8 ± 2.6 mg/dL). Este aumento en el G-DM representa 
cinco veces más la concentración de glucosa en comparación con el GC. Durante 
las seis semanas que duró el experimento, la concentración de glucosa sanguínea 
en el grupo de ratas diabéticas se mantuvo en esos valores (495.8 mg/dL), mientras 
que el grupo control inyectado con el buffer de citratos no presentó cambios 
significativos en los niveles de glucosa sanguínea (Tabla 7). 
 
Tabla 7. Efecto de la estreptozotocina (STZ) sobre la concentración de 
glucosa sanguínea, durante seis semanas. 
 
En la Tabla 8 se observa que el consumo de alimento, ingesta de agua y excreción 
de orina en 24 h, fue significativamente mayor en el G-DM respecto al GC (p > 
0.05). Además se muestra que el peso final corporal del G-DM fue menor con 
respecto al GC. 
 
Tabla 8. Efecto de la STZ sobre los síntomas clínicos de la DM. 
 
Los valores expresan la media ± EEM, n=3-5; * p <0.05 respecto al GC. 
Los valores expresan la media ± EEM, n=3-5; * p <0.05 respecto al GC. 
Los valores expresan la media ± EEM, n=3-5; * p <0.05 respecto al GC. 
41 
 
7.3 Efecto del EMBC sobre la DM 
Después de 48 h de la administración de STZ, los grupos diabéticos presentaron 
valores superiores a los 300 mg/dL de glucemia, con respecto al GC. Estos valores 
aumentaron a lo largo de las seis semanas, lo que nos indica una hiperglucemia 
crónica. Los grupos DM-Vit E 250 mg/kg (482.25 ± 25.7 mg/dL) y DM-EMBC 100 
mg/kg (433 ± 9.53 mg/dL) se observó un disminución significativa del 13.19% y 
22.06% respecto del G-DM (Figura 12). 
 
 
Se analizó el efecto de EMBC respecto al consumo de alimento. Los resultados 
muestran que el G-DM aumentó significativamente el consumo de alimento (32.5 
±4.8 g) respeto del GC (6.6 ± 0.9 g). El EMBC no modificó la ingesta de alimento 
respecto del G-DM. No obstante todo los grupos aumentaron significativamente este 
parámetro (p <0.05) con respecto al GC como se observa en la figura 13. 
Figura 12. Efecto del extracto metanólico de B. cordata (EMBC) sobre la glucemia durante 
seis semanas. Los valores expresan la media ± EEM, n=3-5; * p <0.05 respecto al GC; # p < 
0.05 respecto al G-DM. 
 
42 
 
 
 
 
En la figura 14 se observa que el consumo de agua fue mayor en el G-DM (144.6 ± 
9.1 mL), en comparación con el GC (34 ± 4.2 mL). Los grupos tratados con captopril 
y vitamina E consumieron (102.6 ± 2.2 mL y 109.6 ± 7.5 mL) lo que representa una 
disminución de 29 y 24% en relación al G-DM, mientras que el grupo DM-EMBC 
100 mg/kg (182.6 ± 7.2 mL) mostró un aumento estadísticamente significativo del 
26% en el consumo de este líquido, en comparación con el G-DM. 
Figura 13. Efecto del EMBC sobre el consumo de alimento. Los valores expresan la media ± 
EEM, n=3-5; *p<0.05 respecto al GC; # p< 0.05 respecto al G-DM. 
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En la figura 15 se observa que el volumen de orina excretado fue mayor en el grupo 
DM (101.03 ± 4.37 mL), respecto al GC (22.66 ± 2.25 mL). En los grupos DM-Cap 
el volumen fue de 63.6 ± 8.0 mL, para el DM- Vit E fue de 66.3 ± 8.3 mL y para el 
de DM-EMBC 50 mg/kg fue de 78 ± 5.1 mL; lo cual corresponde a una disminución 
del 37, 34 y 23% respectivamente, en comparación con el G-DM. El grupo DM-
EMBC 100 mg/kg excretó un volumen de orina de 124 ± 3.46 mL, sin embargo no 
es significativo en comparación con el G-DM. 
 
 
Figura 14. Efecto del EMBC sobre el consumo de agua en 24h. Los valores expresan la 
media ± EEM, n=3-5; *p<0.05 respecto al GC; # p< 0.05 respecto al G-DM. 
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En la figura 16 se muestra el peso inicial de todos los grupos es alrededor de los 
280g de peso corporal. A la sexta semana el peso de las ratas del GC (398.2 ± 7.7 
g) aumentó mientras que las ratas del G-DM (319.2 ± 16.4 g) disminuyó 
significativamente en un 19. 83% en comparación con el GC. Esta disminución 
también se presentó en los grupos tratados con Cap, Vit E y EMBC. Es importante 
resaltar que el grupo DM-EMBC 50 mg/kg fue el que presentó una mayor 
disminución de peso (256.2 ± 3.7 g) respecto al GC y al G-DM (p < 0.05). 
Figura 15. Efecto del EMBC sobre la excreción de orina colectada en 24h. Los valores 
expresan la media ± EEM, n=3-5; *p<0.05 respecto al GC; # p< 0.05 respecto al G-DM. 
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Figura 16. Efecto del EMBC sobre el peso corporal (P.C.). Los valores expresan la media ± 
EEM, n=3-5; *p<0.05 respecto al GC; # p< 0.05 respecto al G-DM. 
 
7.4 Efecto del EMBC sobre la hipertrofia renal 
Al inicio de la ND se produce un aumento de la masa renal, lo que se conoce 
como hipertrofia renal. Una forma sencilla de conocer la hipertrofia renal es 
calculando la relación del peso renal entre el peso corporal total (g). En la figura 18 
se muestra que esta relación fue mayor para el G-DM (4.21 ± 0.1 mg/g), en relación 
con el GC (3.13 ± 0.08 mg/g). Por otro lado, en los grupos que recibieron los 
tratamientos con captopril (4.34 ± 0.2 mg/g), vitamina E (4.37 ± 0.1 mg/g), DM-
EMBC 50 mg/kg (4.61 ± 0.1 mg/g) y DM-EMBC 100 mg/kg (4.76 ± 0.3 mg/g) no 
mostraron disminución del peso renal, ya que la relación peso renal/ peso corporal 
fue similar al G-DM (Figura 17). 
 
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El cociente proteínas/DNA para el grupo G-DM fue significativamente mayor (1.02 
± 0.05 u.a.) en relación al GC (0.33 ± 0.02 u.a.). Los grupos