Expresion-del-receptor-a-androgenos-y-del-receptor-membranal-a-estrogenos-GPR30-en-el-ovario-humano

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA 
DE MÉXICO 
 
 
 
FACULTAD DE QUÍMICA 
 
 
 
 
 
“EXPRESIÓN DEL RECEPTOR A ANDRÓGENOS Y 
DEL RECEPTOR MEMBRANAL A ESTRÓGENOS 
GPR30, EN EL OVARIO HUMANO” 
 
 
T E S I S 
QUE PARA OBTENER EL TITULO DE 
QUÍMICA 
 
PRESENTA 
DIANA ROSA GÓMORA HERRERA 
 
 
 
 
México, D.F. 2011 
 
 
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UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
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JURADO ASIGNADO: 
 
PRESIDENTE: Profesor: Dr. Rogelio Rodríguez Sotres 
VOCAL: Profesor: Dr. Jesús Fernando Montiel Aguirre 
SECRETARIO: Profesor: Dra. María del Carmen Méndez Herrera 
1er. SUPLENTE: Profesor: Dra. Marta Alicia Menjivar Iraheta 
2° SUPLENTE: Profesor: Dr. Luis Tonatihut Sánchez Linares 
 
 
SITIO DONDE SE DESARROLLÓ EL TEMA: DEPARTAMENTO DE EMBRIOLOGÍA, 
FACULTAD DE MEDICINA, UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
 
ASESOR DEL TEMA: DRA. MARÍA DEL CARMEN MÉNDEZ HERRERA 
 
 
SUPERVISOR TÉCNICO: DRA. VERÓNICA DÍAZ HERNÁNDEZ 
 
 
SUSTENTANTE: DIANA ROSA GÓMORA HERRERA 
 
 
 
 
 
 
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Este trabajo de investigación se realizó bajo la dirección de la Dra. María. del 
Carmen Méndez Herrera, en el Departamento de Embriología, Facultad de 
Medicina, UNAM. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Este trabajo de investigación se realizó bajo la coasesoría de la Dra. en C. 
Verónica Díaz Hernández, Departamento de Embriología, Facultad de Medicina, 
UNAM. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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AGRADECIMIENTOS 
 
La presente tesis se realizó con el apoyo financiero DGAPA/UNAM con No. de 
proyecto IN206810, Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT) No. 
60346, IACOD/UNAM No. IB200111. 
 
Este trabajo es parte del proyecto aprobado por el Instituto Nacional de 
Cancerología (INCan) con el proyecto 080340MI. 
 
Gracias a la beca brindada por DGAPA a la estudiante Diana Rosa Gómora 
Herrera durante la realización de este proyecto. 
 
A Dra. María del Carmen Méndez Herrera por su apoyo académico, sus 
invaluables consejos y su dirección en este proyecto. 
 
A Dra. Verónica Díaz Hernández por su tutoría, apoyo y consejos académicos en 
el desarrollo de este trabajo. 
 
Dr. Enrique Antonio Pedernera Astegiano Jefe del Departamento de Embriología 
de la UNAM por todo su apoyo académico. 
 
Dra. Delia Pérez Montiel por su asesoría en el área patológica. 
 
Dra. Flavia Morales Vázquez por su apoyo para la obtención de muestras. 
 
 
 
 
 
 
 
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AGRADECIMIENTOS TÉCNICOS 
 
A las pacientes por la donación de su tejido. 
 
A la Tec. Académico Verónica Rodríguez Mata y C.D. María José Gómora Herrera 
por su apoyo en el procesamiento histológico de las muestras. 
 
C.D. Dulce Dinora Uribe por su apoyo en el manejo de las imágenes para este 
proyecto. 
 
Médico Cirujano Eliza Carlón Zarate y Dolores Medina Méndez por el apoyo 
brindado en la asociación de los resultados con la historia clínica de las pacientes. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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DEDICATORIAS 
 
A mis padres Rosa María Herrera Centeno y Jesús Gómora Contreras por 
enseñarme que todo lo que vale la pena cuesta trabajo, por regresarme al camino 
cada vez que me desviaba, gracias a eso estoy escribiéndoles esta dedicatoria. 
 
A mi hermana María José Gómora Herrera por ser mi guía y un ejemplo. 
 
A mi hermano Francisco Gómora Herrera por ser un motivo para seguir 
superándome. 
 
A mis abuelos Elvira Centeno y José María Herrera no tengo palabras para 
decirles lo importante que son para mi, nunca dejaré de darles satisfacciones. 
 
A Adolfo García Hernández por sus palabras de aliento, por todos sus consejos, 
por cada sonrisa, pero sobre todo por compartir su vida conmigo. 
 
A mis amigos Daniela Amaral, Brenda Sánchez, Francisco Alonso, Rodolfo 
Muñoz, Marco Santaella, Alberto Soto por todos estos años de amistad y por ser 
una parte muy importante en mi vida. 
 
A mis amigos Citlaly Hernández, Mayeli Mosqueda, Giovanna Guerrero, Roxana 
Osnaya, Claudian Peregrina, Carolina Torres, Hugo Rico, Kipsain Barranco, 
Gregorio Rodríguez, Jorge Zavala, Alejandro Cárdenas, Emmanuel Bastida por 
todos los momentos compartidos, los cuales espero no sean los únicos. 
 
 
 
 
 
 
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I 
 
ÍNDICE 
ÍNDICE DE FIGURAS ……………………………………………………………………II 
ABREVIATURAS…………………………………………………………………………III 
RESUMEN……………………………………………………………………………......IV 
INTRODUCCIÓN………………………………………………………………………….1 
El ovario……………………………………..………………………………………..........1 
Desarrollo del ovario………………………………...………………..………………......1 
Síntesis de hormonas esteroides sexuales en el ovario..………………………….....3 
Receptores a hormonas esteroides………….………………………………..........…..6 
Receptor a andrógenos…………………………………………………………………..7 
Receptor a estrógenos alfa ERα y beta ERβ…..……………………………...............8 
Receptor transmembranal a estrógenos GPR30......................................................9 
ANTECEDENTES...................................................................................................10 
Hormonas esteroides y su relación con el desarrollo neoplásico del ovario……...10 
Ovario y menopausia..............................................................................................11 
Quistes de inclusión................................................................................................11 
PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA.....................................................................13 
HIPÓTESIS.............................................................................................................14 
OBJETIVOS............................................................................................................14 
METODOLOGÍA.....................................................................................................14 
RESULTADOS........................................................................................................15 
ANÁLISIS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS........................................................24 
RESUMEN DE RESULTADOS...............................................................................27 
CONCLUSIONES...................................................................................................28 
REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS.......................................................................29 
APÉNDICE 1..........................................................................................................38 
APÉNDICE 2..........................................................................................................39 
 
 
 
 
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II 
 
ÍNDICE DE FIGURAS 
 
Figura 1. Estructura química de los esteroides…………………………..…...........…5 
Figura 2. Esquema de la biosíntesis de hormonas esteroides……….……..............6 
Figura 3. Diagrama topológico de los receptores a estrógenos α y β......................8Figura 4. Gráfico de la distribución etaria y distribución por patología 
asociada…..............................................................................................................16 
Figura 5. Corte histológico del ovario de una mujer postmenopáusica de 59 años 
de edad...................................................................................................................17 
Figura 6. Corte histológico del ovario de mujeres de 32 y 41 años de 
edad........................................................................................................................18 
Figura 7. Corte histológico del ovario de una mujer postmenopáusica de 63 años 
de edad...................................................................................................................19 
Figura 8. Gráfico de la expresión global de GPR30 y AR en las estructuras 
epiteliales................................................................................................................20 
Figura 9. Gráfico de la expresión global de GPR30 y AR en las estructuras 
epiteliales asociadas a su patología.......................................................................21 
Figura 10. Gráfico de comparación de la expresión de GPR30 en muestras de 
neoplasias dependientes de estrógenos y cáncer cervical que no tiene asociación 
con hormonas esteroides.......................................................................................22 
Figura 11. Gráfico de comparación de la expresión de AR en muestras de 
neoplasias dependientes de estrógenos y cáncer cervical que no tiene asociación 
con hormonas esteroides.......................................................................................22 
Figura 12. Inmunofluorescencia de AR en estructuras epiteliales de ovario 
humano...................................................................................................................23 
Figura 13. Inmunofluorescencia de GPR30 en estructuras epiteliales de ovario 
humano...................................................................................................................23 
 
 
 
 
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III 
 
ABREVIATURAS 
 
3-βHSD 3-β-hidroxiesteroide deshidrogenasa 
AMH Hormona antimülleriana 
AMPc Adenosin monofosfato cíclico 
AR Receptor de andrógenos 
ARE Elemento de respuesta a andróegnos 
CEO Cáncer epitelial de ovario 
CK Citoqueratinas 
CO Cáncer de ovario 
DAPI 4,6-Diamidino-2-fenilindol doclorhidrato 
DHEA Dehidroepiandrosterona 
DNA Ácido desoxirribonucleico 
ER Receptor a estrógenos 
ERα Receptor de estrógenos alfa 
ERβ Receptor de estrógenos beta 
ES Epitelio superficial 
FSH Hormona folículo estimulante 
GPR30 Receptor transmembranal acoplado a proteína G30 
HER Elemento de respuesta hormonal 
IEC Invaginaciones epiteliales corticales 
LH Hormona Luteinizante 
µL Microlitros 
µm Micrometros (micras) 
OSE Epitelio superficial del ovario 
P Papila 
PR Receptor de progesterona 
QI Quistes de inclusión 
RNAm Ácido ribonucleico mensajero 
TCF Tejido conectivo fibroso 
VS Vasos sanguíneos 
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IV 
 
RESUMEN 
 
Este trabajo tiene el propósito de evaluar la presencia del receptor a andrógenos 
(AR) y de la proteína GPR30 en estructuras epiteliales del ovario humano. El 
interés por conocer la presencia de estos receptores en el ovario normal reside en 
que la actividad del AR ha sido implicada en la carcinogénesis del ovario. Por otra 
parte, GPR30 se expresa en tumores de cáncer de mama y de endometrio, y se 
asocia a un pobre pronóstico de sobrevida de las pacientes. Los resultados 
obtenidos en este trabajo determinan que la inmunoreactividad de AR y la 
proteína GPR30 (propuesta por algunos autores como receptor transmembranal a 
estrógenos acoplado a proteína G) se observa en las células epiteliales ováricas, 
tanto en el epitelio superficial y sus invaginaciones epiteliales, así como en los 
quistes de inclusión. La presencia de AR y GPR30 no se observa en todas las 
pacientes; el porcentaje de positividad en el ovario de las mujeres estudiadas para 
AR es del 47% y para GPR30 del 70.5%. Si analizamos los casos positivos 
discriminando de acuerdo a la patología asociada que fue motivo de la 
ooforectomía, observamos que en los ovarios de pacientes con carcinoma cérvico-
uterino tipo epidermoide el 66.7% es positivo para AR, mientras que en pacientes 
con leiomiomatosis y carcinoma endometrioide los ovarios fueron positivos en un 
20%. La diferencia en la expresión de AR es estadísticamente significativa 
(P<0.01) en las estructuras epiteliales del ovario de mujeres postmenopáusicas. 
Los resultados obtenidos con este trabajo sugieren una disminución en la 
expresión del AR en el ovario asociada con patologías dependientes de 
estrógenos que pudiera estar implicada en el inicio del cáncer epitelial del ovario. 
 
 
 
 
 
 
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1 
 
INTRODUCCIÓN 
El ovario 
Es un órgano endocrino con función reproductiva que produce ovocitos capaces 
de ser fecundados y secreta hormonas esteroides sexuales. Son órganos pares 
que se localizan uno a cada lado cerca de la pared lateral de la pelvis menor en la 
fosa ovárica). Tiene forma ovalada parecida a una almendra y miden 
aproximadamente 3cm de largo, 1.5cm de ancho y 1cm de grosor. En el ovario, se 
distinguen tres compartimentos histológicos: epitelio superficial, corteza y médula 
(revisado en Moore et al. 2002). 
 
El epitelio superficial recubre la superficie del ovario y se continúa con el mesotelio 
de la cavidad peritoneal, su estructura histológica varía de un epitelio plano a 
cúbico simple y subyacente a este hay una capa de tejido conjuntivo denso, la 
túnica albugínea, que lo separa de la corteza ovárica (revisado en: Auersperg y 
Woo, 2004). La corteza contiene folículos ováricos en diversos estadios de 
maduración incluidos en un tejido conectivo celular con fibras musculares 
dispersas; la porción central del ovario del ovario está ocupada por la médula que 
se compone de tejido conjuntivo laxo, abundantes vasos sanguíneos (venas 
principalmente), vasos linfáticos y terminaciones nerviosas. 
 
Durante toda la vida reproductiva de la mujer el ovario presenta procesos de 
apoptosis y proliferación para permitir la ovulación y reparar la ruptura del epitelio 
superficial que ocurre en cada ovulación. La superficie de los ovarios es lisa antes 
de la pubertad, pero luego se va arrugando progresivamente y distorsionando 
debido a las repetidas ovulaciones. 
 
Desarrollo embrionario del ovario 
En los mamíferos, incluido el hombre el sexo se determina genéticamente, siendo 
las hembras XX y los machos XY. En el embrión humano, los primordios 
gonadales se forman durante la cuarta semana de gestación (s.g.) a partir del 
mesodermo; en su parte ventral están cubiertos por el epitelio celómico que 
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2 
 
recubre la cresta genital. Durante el estadio indiferenciado, el epitelio de la cresta 
genital prolifera y se extiende hacia el tejido conectivo laxo mesenquimático 
formando los cordones sexuales primarios los cuales degeneran en las hembras. 
Sin embargo, el epitelio celómico prolifera y forma un nuevo grupo de cordones 
sexuales cerca de la superficie externa del ovario (futura corteza). Las células 
germinales migran hacia la gónada durante la sexta semana y son rodeadas por 
los cordones corticalespara formar los cordones ovígeros. Las células epiteliales 
son precursoras de las células foliculares y se conocen como células pre-
granulosas. La mayor parte del volumen de los cordones ovígeros es ocupado por 
las células germinales que ahora se conocen como ovogonias y proliferan por 
mitosis; luego los cordones corticales se fragmentan y una sola célula germinal 
queda rodeada por varias células somáticas (octavas.g.). Las células germinales 
formarán los gametos femeninos maduros (ovocitos secundarios) y las células 
epiteliales de los cordones sexuales corticales formarán células de la granulosa. El 
mesénquima del estroma ovárico formará células de la teca (revisado en Gilbert, 
2006). 
Conforme la gónada se va desarrollando se forma también un sistema de 
conductos sexuales constituido por los conductos mesonéfricos o de Wolff y los 
conductos paramesonéfricoso de Müller. En el varón sólo permanecen los 
conductos de Wolff que se mantienen por efecto de la testosterona testicular y 
posteriormente se integran al aparato reproductor masculino. Bajo la influencia de 
la hormona antimülleriana (AMH, por sus siglas en inglés) secretada por las 
células de Sertoli, el conducto paramesoméfrico degenera, dejando sólo restos en 
sus extremos craneal y caudal. Ante la influencia de la testosterona, que es 
secretada por las células de Leydig, los conductos mesonéfricos se siguen 
desarrollando, dichos conductos mesonéfricos se diferencian en el par de 
conductos deferentes. 
 
En la mujer, en ausencia de testosterona, se produce la degeneración de los 
conductos mesonéfricos, que dejan sólo estructural vestigiales (quistes de Gartner 
y apéndice del ovario). La ausencia de hormona antimülleriana permite que los 
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3 
 
Conductos paramesonéfricos se sigan desarrollando. Las regiones craneales de 
los conductos paramésonefricos se convierten en los oviductos. Hacia el extremo 
caudal, los conductos paramesónefricos comienzan a aproximarse a la línea 
media. Esta fusión dará lugar al útero y el tejido de la cresta arrastrado con los 
conductos será el ligamento ancho del útero (revisado en Carlson, 2009). 
 
Síntesis de hormonas esteroides sexuales en el ovario 
A partir del colesterol se sintetizan los glucocorticoides, mineralocorticoides, 
andrógenos, estrógenos y progestágenos. Los tres últimos son indispensables 
para la reproducción y se producen en el ovario durante el ciclo sexual. 
De acuerdo a la teoría de dos células dos gonadotropinas, la síntesis de 17ß-
estradiol requiere de la cooperación de las células de la teca y de la granulosas 
que forman parte de los folículos ováricos en crecimiento; las primeras tienen 
receptores a hormona luteínizante (LH) y en respuesta a esta gonadotropina 
producen androstenediona que difunde a la capa de células granulosas donde es 
convertido a estradiol por citocromo P450 aromatasa (Cyp19) que se produce en 
respuesta a la hormona folículo estimulante. Después de la ovulación, las células 
remanentes del folículo dominante forman el cuerpo lúteo que produce 
progesterona en la segunda mitad del ciclo sexual. 
 
Tienen todos los sistemas enzimáticos para la síntesis de múltiples esteroides, las 
células de la granulosa secretan principalmente estrógenos, las células de la teca 
y del estroma secretan principalmente andrógenos y las células del cuerpo lúteo 
secretan progesterona. 
 
El 17ß-estradiol es el estrógeno biológicamente activo, su acción es fundamental 
para la adquisición de los caracteres sexuales secundarios en la mujer, promueve 
la proliferación celular y participan en múltiples funciones como el metabolismo 
óseo neuroprotectores y cardioprotectores. 
 
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Esta hormona actúa en las glándulas mamarias estimulando el crecimiento de los 
conductos epiteliales, el estroma y la acumulación de tejido adiposo. El estradiol, 
también actúa en el ovario sobre las células granulosas de los folículos en 
maduración favoreciendo su crecimiento, incrementan la expresión de su receptor 
alfa e inclusive actúan de manera sinérgica con las gonadotropinas hipofisiarias 
LH y FSH para aumentar la actividad de la P450 aromatasa y así incrementar sus 
niveles circulantes. 
 
Los estrógenos, como el 17-β-estradiol, se sintetizan en el folículo ovárico y el 
cuerpo lúteo, su secreción se estimula por la hormona estimulante del folículo 
(FSH) producida en la adenohipófisis. En las mujeres, el 17-βestradiol regula 
negativamente la síntesis y secreción de las gonadotropinas hipofisarias excepto 
cuando se acumula previo a la ovulación y dispara la secreción abrupta de LH y en 
menor grado la de FSH. 
 
Los progestágenos promueven cambios secretores en el endometrio uterino 
preparándolo para la implantación y la gestación del embrión. Los andrógenos, 
como la testosterona, se sintetizan en las células de Leydig de los testículos y, en 
menor medida en el ovario. Se secretan en respuesta a la hormona luteinizante 
(LH). Los andrógenos incluyen a la testosterona y la dihidrotestosterona; 
intervienen en el establecimiento del fenotipo masculino, las características 
sexuales secundarias del varón y la espermatogénesis. En el ovario, los 
andrógenos son la fuente para la producción de estrógenos usando el complejo 
enzimático P450 aromatasa, su receptor se encuentra en las células del estroma 
del ovario y en las células de la teca. 
 
Las hormonas esteroides se transportan a través del torrente circulatorio desde 
sus lugares de síntesis a sus órganos diana, en donde, debido a su característica 
hidrofóbica, atraviesan la membrana plasmática y se unen a sus receptores 
específicos en el citoplasma o en el núcleo. 
 
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El colesterol es un intermediario obligado en la biosíntesis de hormonas esteroides 
que se caracterizan por un sistema anular tetracíclico (figura 1). 
H
H
OH
HH
HO
Estradiol
H
OH
HH
O
Testosterona
H
HH
HO
H
Colesterol
 
Figura 1. Estructura química de los esteroides 
 
El colesterol se convierte en pregnenolona, la enzima de escisión de la cadena 
lateral perteneciente al citocromo P450 se localiza en la membrana mitocondrial 
interna y elimina seis carbonos de la cadena lateral del colesterol, formando la 
pregnenolona. La conversión de pregnenolona en progesterona, está catalizado 
por la 3-β- hidroxiesteroide deshidrogenasa (3-βHSD). 
La biosíntesis de esteroides en el humano se realiza a través de la pregnenolona a 
la 17-α-hidroxipregnenolona. Esta reacción es catalizada por P450c17. 
Posteriormente; la síntesis de andrógenos comienza con la escisión de la cadena 
lateral de 2 carbonos en C17 de la 17- α-hidroxipregnenolona a la 
dehidroepiandrosterona (DHEA) catalizada mediante la enzima P450C17. La 
androstenodiona se forma debido a la acción de3-βHSD. La reducción del grupo 
ceto del C-17 de la androstenodiona por acción de la 17-β-hidroxiesteroide 
deshidrogenasa transforma este andrógeno a testosterona. 
La testosterona se transforma en estradiol, por acción de la aromatasa, en la que 
el anillo A se aromatiza para producir el estradiol (revisado en Karp, 2007). 
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Figura 2. Esquema de la biosíntesis de hormonas esteroides. 
 
Receptores a hormonas esteroides 
Las actividades de muchos factores de transcripción nuclear están reguladas por 
hormonas, que en los organismos multicelulares funcionan como señales 
extracelulares. Las hormonas esteroides son pequeñas moléculas liposolubles, 
que pueden difundirse a través de las membranas plasmática y nuclear. Las 
hormonas esteroides se unen a factores de transcripción específicos, 
pertenecientes a la superfamilia de receptores nucleares y regulan la expresión 
génica. Este tipo de receptores reside fundamentalmente en el núcleo, aunque 
algunos se puedenencontrar en el citoplasma. 
 
 
Todos los receptores nucleares poseen una región N-terminal, con regiones que 
funcionan como dominios de activación de la transcripción. El dominio de fijación 
al DNA está ubicado cerca del centro de la secuencia primaria y presenta el 
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7 
 
motivo en dedos de zinc C4. El dominio de fijación a la hormona está cerca del 
extremo C-terminal de estos receptores y contiene un dominio de activación 
hormono dependiente (revisado en Lodish, 2002). 
El estrógeno es un esteroide fundamental en la fisiología humana que ejerce su 
efecto tanto al nivel de la transcripción, así como a nivel de señalización 
intracelular a través de segundos mensajeros. 
 
Receptor de andrógenos (AR) 
La acción de los andrógenos es mediada por el receptor a andrógenos (AR) que 
pertenece a la superfamilia de receptores nucleares (Evans, 1988; Carson-Jurica 
et al., 1990). En estudios previos se encontró que AR se expresa en una variedad 
de tejidos, incluyendo los órganos reproductivos de macho y hembra ( Ruizeveld 
de Winter et al., 1991; Kimura et al., 1993;Tetsuka et al., 1995; Adesanya-
Famuyiwa et al., 1999;Pelletier, 2000; Pelletier et al. 2004). 
 
El receptor a andrógenos (AR) se encuentra codificado en el cromosoma Xq11.2-
q12. Se encuentra organizado en 8 exones. En humano se han identificado dos 
isoformas del receptor AR-A de 87 KDa y AR-B de 110KDa. La isoforma A no 
posee los primeros 187 aminoácidos de la región N-terminal con respecto a la 
isoforma B. 
 
El AR es una proteína intracelular que se encuentra en el citosol y reconoce las 
diferencias estereoquímicas de la hormona. Al igual que los receptores a 
estrógenos (ERα y ERβ) tiene cuatro dominios funcionales; un dominio de unión al 
DNA, un dominio de unión al ligando, una región bisagra y un dominio amino 
terminal. 
 
Cuando la hormona atraviesa la membrana se une al receptor, que en ausencia de 
su ligando está unido a proteínas de choque térmico, una vez que el andrógeno se 
une al receptor hay un cambio conformacional. El complejo hormona-receptor se 
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transloca al núcleo en donde se une a una porción del DNA llamada elemento de 
respuesta a andrógenos ARE (por sus siglas en inglés). 
 
Receptor de estrógenos alfa (ERα) y estrógenos beta (ERβ) 
En la actualidad sólo se conocen dos receptores nucleares a estrógenos ERα y 
ERβ, los cuales están presentes en el ovario. Cuando la hormona se une al 
receptor, éste experimenta una modificación conformacional y se disocia de las 
proteínas de choque térmico, exponiendo entonces una señal de translocación 
nuclear. Los receptores se dimerizan y el complejo se transporta al núcleo, en 
donde se une a una porción del DNA llamada elemento de respuesta hormonal 
(HER) (Kurman et al., 2010). Los receptores nucleares muestran diferentes 
dominios funcionales. 
Las regiones A/B están involucradas en las interacciones proteína-proteína. El 
dominio C desempeña un papel fundamental en la dimerización del receptor y en 
la unión de secuencias específicas de DNA; es el dominio de unión al DNA. La 
región bisagra se encuentra en el dominio D; existe muy poca información sobre la 
relación función-estructura de este domino. La región E/F se encuentra en el 
Carboxilo terminal y determina al dominio de unión al ligando (LBD); (Ascenzi y 
Bocedi 2006). 
 
 
 
 
Figura 3. Diagrama topológico de los receptores a esteroides, en el que se muestran 
diferentes dominios funcionales. 
 
 
 
 
 
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9 
 
Receptor transmembranal de estrógenos GPR30 
Los efectos de los estrógenos están muy extendidos por todo el cuerpo. Aunque 
los receptores nucleares clásicos de estrógenos se conocen bien desde hace 
décadas, hay aspectos de la biología de los estrógenos que siguen siendo 
incompatibles con los mecanismos de acción de sus receptores nucleares. 
Recientemente, se ha sugerido la existencia de un receptor transmembranal 
acoplado a proteína G30 que podría contribuir a algunos efectos celulares y 
fisiológicos de los estrógenos, el cual activa una vía de señalización rápida no 
genómica de forma independiente a los receptores a estrógenos tradicionales 
(Prossnitz y Maggiolini., 2009). 
 
El descubrimiento de GPR30 como un receptor a estrógenos deriva de que los 
estrógenos pueden estimular la actividad de adenilatociclasa y la producción de 
AMPc (Aronica et al., 1994). 
Los receptores unidos a proteína G (GPCR) se llaman así porque interactúan con 
las proteínas G. Los miembros de la familia GPCR también se conocen como 
receptores de siete dominios transmenbranales (7TM) porque contienen siete α-
hélices transmembranales. Su terminación amino se encuentra en el exterior de la 
célula, las siete hélices alfa que atraviesan la membrana plasmática se conectan 
con asas de longitud variable y el dominio carboxilo es intracelular. Hay tres asas 
presentes en el exterior de la célula y juntas forman el sitio de unión con el 
ligando. Las tres asas presentes en el lado citoplasmático proporcionan sitios de 
unión para las proteínas G heterotriméricas, las cuales se unirán en la tercera asa 
intracelular. La subunidad Gα activa al adenilatociclasa que produce AMPc 
(revisado en Karp, 2007). 
 
Se ha identificado la localización de GPR30 en las membranas intracelulares del 
retículo endoplásmico y su ausencia en la membrana plasmática (Prossnitz y 
Magglioni, 2009). 
 
 
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ANTECEDENTES 
Hormonas esteroides y su relación con el desarrollo neoplásico del ovario 
El epitelio superficial del ovario expresa receptores a estrógenos (ER), 
progesterona (PR) (Starczewskiet al., 2008) y andrógenos (AR) que le permiten 
responder a estímulos hormonales. Las hormonas esteroides son reguladores de 
la proliferación celular en los ovarios y pueden tener un papel importante en la 
progresión del cáncer epitelial del ovario. Estudios in vitro utilizando líneas 
celulares apoyan la hipótesis de la participación de los estrógenos en el desarrollo 
del cáncer epitelial del ovario. Aunado a ello un estudio in vitro demostró que el 
17- beta estradiol induce la transformación epitelio-mesénquima en células 
epiteliales de cáncer ovárico asociadas con la disminución de la expresión de E-
cadherina, evento relacionado con el proceso de metástasis (Park et al., 2008). Se 
han identificado los tres tipos de receptores en las células tumorales del ovario. 
Particularmente, el receptor AR es detectado en un 90% de los tumores. Mientras 
que la expresión del ER se encuentra aumentada hasta un 60% con respecto a 
tumores benignos (Hillieret al., 1998; Pujol et al., 1998; Lauet al., 1999; Vierikkoet 
al., 1983; Willcockset al., 1983; Rao and Slotman, 1991; Risch, 1998). 
 
Estudios epidemiológicos en mujeres posmenopáusicas con terapia de reemplazo 
hormonal, proponen que los estrógenos incrementan la incidencia del desarrollo 
de CEO (Rodriguez et al., 2001), lo cual es posible ya que otros autores han 
reportado la expresión de ERα, ERβ, PR y AR en el ES y QI de ovarios de mujeres 
pre y posmenopáusicas (Brodowskaet al., 2007; Starczewskiet al., 2008; 
Brodowskaet al., 2010).Como se ha demostrado en los cánceres de mama, 
endometrial y epitelial del ovario, el mecanismo de acción de los estrógenos en el 
desarrollo carcinogénico ocurre a través de su unión a receptores que se 
translocan al núcleo y regulan la transcripción de genes blanco involucrados en el 
control del ciclo celular (revisado en Albanito et al., 2007). Recientemente, se ha 
propuesto que la acción no genómica de los estrógenos se da a través del 
receptor membranal GPR30, el cual activa la vía ERK cinasa induciendo la 
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expresión de factores importantes para el progreso del ciclo celular(Albanito et al., 
2007). Un estudio retrospectivo mostró que la expresión de GPR30 es abundante 
en los tumores de cáncer epitelial de alto riesgo y se asocia con un pobre 
pronóstico de sobrevida de las pacientes (Smith et al., 2009). 
 
Ovario y menopausia 
La transición a la etapa postreproductiva inicia antes de la menopausia (la cual se 
define como el año que transcurre después de la fecha de la última menstruación). 
La pérdida de la fertilidad es gradual y se manifiesta por la elevación progresiva de 
los niveles de FSH, la disminución en los niveles de inhibina y progesterona así 
como por ciclos menstruales irregulares. El ovario cambia su morfología, su 
superficie rosada y lisa durante la edad reproductiva se vuelve grisácea e irregular. 
En tamaño disminuye a casi la mitad y su aspecto se torna fibroso. Al microscopio 
se observan escasos folículos ováricos con características atrésicas que nos 
indican el agotamiento de la reserva folicular con frecuencia se forman 
invaginaciones corticales y quistes de inclusión. El ovario, anteriormente productor 
de estrógenos y progesterona, se vuelve una glándula secretora de andrógenos 
producidos principalmente por las células hiliares y las cortico estromales. 
 
Quistes de inclusión 
Los QI son definidos como quistes en la corteza del ovario que son delimitados por 
una capa de células parecidas al epitelio superficial del ovario (Gusberg, 
Deligdisch, 1984). El origen de los quistes resulta del atrapamiento del epitelio 
superficial durante la ovulación (Okamura et al. 2006, Scully. 1995). 
 
Varios autores proponen que los QI podrían ser precursores del cáncer epitelial 
del ovario bajo la hipótesis de que al estar expuestos a un ambiente hormonal 
diferente podrían malignizarse (Radisavljevic, 1977). Se ha observado que 
cambios hiperplásicos y metaplásicos en QI y ES son más frecuentes en los 
ovarios contralaterales de tumores de cáncer epitelial del ovario (92%), 
endocarcinoma endometrial (68%) y ovario poliquístico (68%) comparado con los 
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ovarios de pacientes sin enfermedad neoplásica (22%); (Resta et al., 1993; 
Mittalet al., 1993; Tresserra et al., 1998). 
Estudios inmunohistoquímicos han confirmado la expresión generalizada de AR en 
tumores de cáncer epitelial ovárico; sin embargo, un estudio que revisó 322 casos 
no encontró relación entre la expresión de AR y la evolución clínica de las 
pacientes. 
 
Se ha descrito que los niveles de mRNA de AR son mayores en las células del 
epitelio superficial del ovario normal en comparación con las células de cáncer de 
ovario derivados de los tumores serosos (Lauet al., 2001). Trabajos recientes 
sugieren que el CEO subtipo seroso, podría tener su origen en células del epitelio 
de la fimbria que se implantan y originan los quistes de inclusión epitelial (Dubeau, 
2008). En relación a esta propuesta, Nodin et al. (2010) sugieren que la 
transformación maligna de las células epiteliales que originan el CEO subtipo 
seroso, podría implicar una regulación negativa de AR, ya que la expresión de 
esta proteína fue menor en tumores primarios (30% positividad) y metastásicos 
(33% positividad) comparada con la expresión observada en tuba (75% de 
positividad). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA 
 
Las hormonas esteroides están involucradas en el inicio y la progresión de 
diferentes tipos de cáncer. Existen evidencias epidemiológicas y experimentales 
que asocian la expresión de GPR30 con cáncer de mamá y de endometrio. En la 
menopausia, con el cese de la función reproductiva el ovario se vuelve una 
glándula productora de andrógenos que a su vez son sustrato de estrógenos; esto 
coincide con la edad en la que la mujer tiene mayor riesgo de padecer cáncer 
epitelial del ovario. 
Por otra parte, los QI son frecuentes en las mujeres postmenopáusicas y se 
consideran lesiones precursoras del cáncer epitelial de ovario por lo tanto las 
células epiteliales que cubren la superficie ovárica, sus IEC y los QI están 
expuestas no sólo a los andrógenos circulantes, sino también a los producidos 
dentro del ovario. Hasta el momento, no se cuenta con trabajos que estudien la 
expresión del receptor transmembranal a estrógenos GPR30 y del receptor a 
andrógenos en el ovario de mujeres con patologías ginecológicas dependientes de 
estrógenos en las estructuras epiteliales del ovario que sugieren son precursoras 
del cáncer epitelial del ovario. El objetivo de este trabajo es determinar la 
expresión del receptor transmembranal a estrógenos GPR30 y del receptor a 
andrógenos AR, en las células epiteliales ováricas de pacientes con leiomiomas, 
adenocarcinoma endometrioide y cáncer cérvico-uterino. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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HIPÓTESIS 
Las células del epitelio superficial, de sus invaginaciones corticales y de los 
quistes de inclusión, presentan el receptor transmembranal a estrógenos GPR30 y 
el receptor a andrógenos. 
 
OBJETIVOS 
 Describir la histología de las estructuras epiteliales en los ovarios de 
mujeres con patología ginecológica previa. 
 
 Determinar por inmunofluorescencia la expresión del receptor 
transmembranal a estrógenos GPR30 y del receptor a andrógenos (AR) en 
ovarios sanos de pacientes con patología ginecológica previa. 
 
 Determinar la frecuencia de expresión de GPR30 y AR en las estructuras 
epiteliales. 
 
 
METODOLOGÍA 
Material Biológico: Este estudio se realizó con muestras de ovarios 
morfológicamente normales de mujeres con patología ginecológica asociada de 
pacientes del Instituto Nacional de Cancerología (INCan) en las que su manejo 
clínico incluía la extirpación de la gónada. Las piezas quirúrgicas fueron 
proporcionadas por el Departamento de Anatomía Patológica del Instituto Nacional 
de Cancerología y manejadas siempre de la misma manera de acuerdo a su 
protocolo de trabajo hasta la fijación en formalina amortiguada al 10%. A partir de 
este punto las muestras se procesaron para técnica histológica de rutina como se 
describe en el apéndice I. 
 
Se obtuvieron un total de 50 muestras de las cuales se reportaron 37 ya que el 
resto o no tenía estructuras epiteliales o había dudas en cuanto a su diagnóstico 
clínico. Las muestras se manejaron en forma anónima según las normas éticas 
establecidas para los bancos de tumores internacionales (revisado en 
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Guadarrama, 2010) y de acuerdo a la Norma Oficial Mexicana NOM-087-ECOL-
SSA1-2002. 
 
El análisis histológico se realizó en cortes teñidos con hematoxilina-eosina, se 
seleccionaron para inmunofluorescencia las muestras que conservaban el epitelio 
superficial y/o que tienen invaginaciones o quistes epiteliales. 
 
La detección de GPR30 y del receptor a andrógenos se hizo por 
inmunofluorescencia y se corroboró el origen epitelial de las estructuras 
observadas haciendo una doble detección con un anticuerpo anticitoqueratinas 
como se describe en el apéndice II. La observación de las muestras se hizo en un 
microscopio confocal Leica TCS-SP5, se fotografiaron de 4-6 campos de cada 
ovario y se procedió a su análisis. 
 
RESULTADOS 
Se estudiaron un total de 37 ovarios aparentemente sanos. La edad de las 
pacientes se muestra en la figura 4A, la mayoría se encuentran en un intervalo de 
edad de 41-60 años y sólo dos pacientes son menores de 40 años. La 
ooforectomía estuvo indicada por patologías ginecológicas; 21 muestras fueron de 
mujeres con cáncer cérvico-uterino de tipo epidermoide, 7 con adenocarcinoma 
endometrioide y 9 con leiomiomatosis, figura 4B. 
 
 
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Fig. 4. La distribución etaria de las pacientes (A) muestra que la mayor parte de nuestra 
población está entre los41-50 años (n=16), seguida por la de 51-60 años (n=11). El 
mayor número de pacientes tiene como patología asociada cáncer cérvico-uterino (n=21), 
mientras que adenocarcinoma endometrioide y leiomiomatosis tienen un n=7 y 9 casos 
respectivamente (B). 
 
El estudio histológico de las muestras de ovario mostró que los ovarios estaban 
casi en su totalidad desprovistos de folículos, el estroma era abundante y formado 
principalmente por tejido conectivo laxo. El epitelio superficial se observa 
interrumpido por zonas. En cambio las células epiteliales en las invaginaciones 
corticales están mejor preservadas. El epitelio que recubre la superficie del ovario 
y el de las invaginaciones es, en el 50% de los casos, monoestratificado cúbico o 
cilíndrico. El estroma subyacente es de tipo conectivo laxo con vasos sanguíneos 
en diferente densidad. 
En los QI su tamaño era variable en la mayoría su diámetro era menor a 5mm y se 
observaron cerca de la superficie ovárica. Su revestimiento interior tiene un 
epitelio simple con características similares al epitelio superficial y a las 
invaginaciones corticales. En algunos casos las células epiteliales tenían aspecto 
pseudoestratificado. 
En el corte histológico del ovario de la figura 5, se observan estructuras quísticas 
revestidas por epitelio cúbico simple, que en algunas regiones se vuelve 
estratificado y con células epiteliales que penetran en el estroma. 
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Los quistes están rodeados por tejido conectivo fibroso altamente vascularizado. 
En la figura 5A, el epitelio superficial es cúbico simple y muestra imágenes 
cupulares que sugieren la secreción de vacuolas,el estroma tiene tejido conectivo 
fibroso de apariencia normal. En 5B, otra zona del mismo ovario en la que se 
observa una invaginación revestida por epitelio cúbico. En la fotomicrografía 5C se 
observan estructuras papilares cubiertas por epitelio cúbico simple, que en 
algunas zonas se vuelve cilíndrico. El núcleo de laspapilas está formado por tejido 
conectivo laxo y presentan abundantes vasos sanguíneos. 
Fig. 5. Fotomicrografía del ovario de una mujer postmenopáusica. (A) El epitelio 
superficial que cubre el ovario y las invaginaciones son de tipo cúbico simple. (B) La 
invaginación hacia el estroma revestida por epitelio cúbico simple. (C) Formación de 
estructuras papilares cubiertas por tejido epitelial. (D) Se observan dos invaginaciones 
epiteliales; una de mayor tamaño que sugiere el inicio de la formación de un quiste de 
inclusión. Como se muestra en el recuadro, en una zona dentro del quiste este epitelio se 
vuelve estratificado. Tinción hematoxilina/eosina. ES = epitelio superficial, P =papila, VS = 
vasos sanguíneos, TCF = tejido conectivo fibroso, QI = quistes de inclusión epitelial. 
 
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En la figura 6 el epitelio que recubre la invaginación en A cambia de plano a 
cúbico simple; el tejido conectivo subyacente se vuelve denso. En la figura 6B, el 
epitelio que recubre la Invaginación epitelial pasa de ser cúbico simple a 
estratificado. En la figura 6C, se muestra un QI rodeado de tejido conectivo laxo y 
en D el epitelio que recubre otro quiste es de tipo cilíndrico pseudoestratificado. La 
patología asociada en estos casos fue cáncer cérvico-uterino diagnosticado 
histopatológicamente como carcinoma epidermoide. 
 
Fig. 6. Fotomicrografía (A) muestra una invaginación epitelial recubierta por células que 
cambian su forma de epitelio plano a cúbico simple. (B) Invaginación epitelial con 
formación de papilas y secreción de vacuolas apicales, está revestida por un epitelio 
cúbico que en algunas zonas se vuelve estratificado. (C) Se muestra una estructura 
quística con revestimiento cúbico simple de aproximadamente 125µm de diámetro, no se 
observan estructuras ciliadas, ni fenómenos de secreción importante. (D) Se muestra otra 
estructura quística, el epitelio que recubre su cavidad es cilíndrico pseudoestratificado. La 
patología asociada en ambos casos fue cáncer cérvicouterino. Tinción 
Hematoxilina/Eosina. 
 
 
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En la figura 7A se describe el corte histológico que muestra estructuras pseudo 
papilares, la superficie del ovario está cubierta por epitelio cilíndrico y en algunas 
zonas las células tienen vacuolas. En la figura 7B se observa formación incipiente 
de papilas bien vascularizadas cubiertas por epitelio que va de cilíndrico simple a 
pseudo estratificado. El epitelio que cubre al ovario es de tipo cilíndrico simple con 
actividad secretora y estroma fibroso. En contraste las papilas están revestidas de 
epitelio cúbico con un núcleo de tejido conectivo laxo en la figura 7C. Imagen 
histológica del ovario de una paciente de 63 años de edad con cáncer cérvico-
uterino diagnosticado histopatológicamente como carcinoma epidermoide. 
 
Fig. 7. Fotomicrografía (A) corte histológico de ovario en estructuras pseudo papilares e 
invaginaciones con epitelio cilíndrico alto. (B) Estructuras papilares bien definidas, tejido 
conectivo laxo en contacto con el epitelio. Formación de papilas incipiente con buena 
vascularización. (C) Epitelio cúbico simple con actividad secretora, estructuras papilares 
revestidas con epitelio cúbico y plano, estroma laxo. (D) El epitelio superficial del ovario es 
de tipo estratificado. Papila cubierta con epitelio plano con estroma laxo muy 
vascularizado. Tinción Hematoxilina/Eosina. 
 
 
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20 
 
Por inmnofluorescencia se observa que el 70.5% de los ovarios de las pacientes 
incluidas en este estudio expresan la proteína GPR30 en las estructuras 
epiteliales. Mientras que la inmunoreactividad para el AR está presente en el 
47.2% de los mismos. 
 
Fig. 8. Porcentaje de expresión de GPR30 y AR en las estructuras epiteliales estudiadas. 
 
En la figura 9, se observa que en los leiomiomas el 88% expresan GPR30 y el 
25% expresan AR, para cáncer endometrioide el 50% expresa GPR30 y el 14.3% 
expresa AR y para cáncer cérvico-uterino el 70% expresa GPR30 y 67% 
expresan AR en los ovarios de estas mujeres. 
 
 
 
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21 
 
 
Fig. 9. El porciento de estructuras positivas para GPR30 es mayor en comparación con 
AR, en los ovarios con patología ginecológica dependiente de estrógenos. 
 
 
Cuando agrupamos a las pacientes en relación a su inmunoreactividad y patología 
asociada con estos receptores, observamos que la frecuencia con que se presenta 
el AR en las estructuras epiteliales del ovario es distinta comparando el grupo de 
pacientes con cáncer cérvico-uterino (epidermoide) versus las pacientes con 
cáncer endometrioide y leiomiomas, como se muestra en las figuras 10 y 11. La 
frecuencia en el primer grupo es mayor (67%) versus el segundo (20 %); (p< 001) 
como se observa en la figura 11. En el caso de la presencia de GPR30 entre 
ambas agrupaciones de casos no se observa diferencia en su frecuencia (cáncer 
cérvico-uterino 70% versus leiomioma y cáncer endometrioide 65%), figura 10. 
 
 
 
 
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22 
 
 
Fig. 10. Comparación de la expresión de GPR30 en el ovario con patología dependiente 
de estrógenos y la ocasionada por la infección del virus del papiloma humano. No se 
observa diferencia significativa para la expresión de GPR30 entre ambos grupos. 
 
Fig. 11. Comparación de la expresión de AR en el ovario con patología dependiente de 
estrógenos y la ocasionada por la infección del virus del papiloma humano. La expresión 
de AR en el grupo de ovarios de pacientes con patología dependiente de estrógenos 
disminuye cuando se compara con el ovario de mujeres que padecen cáncer cérvico-
uterino. (P<0.01). 
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23 
 
Inmunofluorescencia de un quiste de inclusión epitelial que muestra 
inmunoreactividad para AR en verde, elorigen epitelial es evidente por la señal 
positiva de citoqueratinas en rojo. Los núcleos se tiñen en azul con DAPI. 
 
Fig12. Inmunofluorescencia de la expresión de AR. A y E, en verde tenemos la expresión 
del receptor a andrógenos. B y F, citoqueratinas en el citoplasma de las células en rojo. C 
y G, núcleos teñidos con DAPI en azul. D y H, muestran la sobre posición de las tres 
marcas en la muestra. 
 
Quiste de inclusión que muestra la inmunoreactividad para la proteína GPR30 en 
verde, el origen epitelial de las células es evidente por la señal positiva de 
citoqueratinas en rojo, los núcleos se tiñen con DAPI en azul. 
 
Fig13. Inmunofluorescencia de la expresión de GPR30 se observa en verde en A y E. B y 
F, las citoqueratinas (CK) en el citoplasma de las células están en rojo. C y G, los núcleos 
teñidos con DAPI se observan en azul. D y H, muestran la sobre posición de las tres 
marcas. 
 
 
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ANÁLISIS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS 
En este estudio la población está integrada principalmente por mujeres que se 
encuentran en la perimenopausia; esto se corrobora con las imágenes 
histológicas, las cuales mostraron ovarios de apariencia fibrosa desprovisto de 
folículos primordiales sin evidencias de maduración folicular, restos de cuerpo 
lúteo y estroma abundante. En el epitelio superficial predomina el tipo histológico 
cúbico simple y su altura varía en un mismo ovario. Se observan zonas con mayor 
crecimiento que le dan apariencia pseudoestratificada. Esto nos dice que la 
morfología de este tejido no es regular y va cambiando por regiones; sin embargo, 
no pudimos detectar un patrón característico para ello. Por ejemplo, en una misma 
invaginación una cara se reviste de epitelio cúbico alto y la otra de cúbico bajo. 
Con respecto al tejido conectivo, éste también cambia. Se observan algunas 
regiones muy vascularizadas, que en algunos casos corresponden con la 
formación de estructuras papilares y que podrían estar apoyando el crecimiento de 
éstas. En los quistes de inclusión, el revestimiento epitelial varía en altura 
componiéndose de una o varias capas de células. Algunas capas sólo parecían de 
revestimiento y en otros casos mostraban evidencias de actividad secretora. Esto 
indica que el epitelio que reviste los QI puede sufrir cambios no sólo morfológicos, 
sino también funcionales, que podrían estar implicados en el inicio de la 
transformación celular. 
Los anticuerpos utilizados para la inmunodetección de GPR30 y AR son 
específicos y han sido reportados previamente en la literatura. En cada 
experimento se realizaron controles negativos y positivos simultáneos; a los 
primeros sólo se les añadió el anticuerpo secundario correspondiente y como 
control positivo se utilizó testículo para AR y cerebro para GPR30, ambos en 
ratón. La inmunoreactividad se evaluó por inmunofluorescencia, una célula se 
consideró positiva cuando la marca para GPR30 se encontraba circunscrita en el 
citoplasma y para AR en el núcleo. El ovario fue clasificado como positivo para la 
expresión de estos receptores cuando estaba presente en las células del epitelio 
superficial, o bien, en el de los QI. 
 
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Por otra parte, tanto el cáncer de mama como el de ovario son dependientes de 
hormonas. En el de mama el receptor a esteroides que se expresa con mayor 
frecuencia es AR. Dicho receptor se ha reportado en más del 70% de cáncer de 
mama (Agrawal et al., 2008; Nahleh, 2008), incluyendo los tumores negativos a 
ER, donde se expresa en un 50% de los casos. Además, hay reportes que un 
aumento en la expresión de AR se asocia a mayor edad en la mujer (Nahleh, 
2008;Agoff y Swanson, 2003). En tumores mamarios Yu et al.(2011). Encontraron 
que la pérdida de la expresión de AR podría estar relacionada con un mal 
pronóstico, hallazgo semejante reportado en de cáncer de vejiga (Boorjian et al. 
2004). Aún hay controversia en el papel de los andrógenos sobre la malignidad en 
los tumores mencionados; sin embargo no puede descartarse que pudieran estar 
participando en el comportamiento de estos tumores. Además, es conocido que 
las pacientes con historia de cáncer de mama tienen mayor riesgo de padecer 
cáncer de ovario (Hartmann et al. 2005). 
En un trabajo reciente, Brodowska et al. (2010) reportan que el AR está en el 
epitelio superficial del ovario de mujeres postmenopáusicas que son la población 
de mayor riesgo de padecer cáncer epitelial del ovario. Hay consenso en la 
literatura en que el AR es el receptor que se expresa con mayor frecuencia en 
estas neoplasias. En más del 90 % de los casos AR se puede detectar por 
inmunohistoquímica, sin embargo, se desconoce cómo actúa en estos tumores y, 
hasta donde nosotros hemos revisado, no hay estudios que lo relacionen con el 
inicio de la carcinogénesis del ovario. 
En este estudio encontramos que en el 47% y 70% de la población estudiada los 
ovarios de mujeres postmenopáusicas expresan AR y GPR30, respectivamente. 
Pero al separarlos por patología ginecológica asociada, la expresión de AR 
disminuye, significativamente en los ovarios con patología dependiente de 
estrógenos. Esta pérdida de la expresión de AR podría estar implicada en la 
transformación de las células epiteliales, que después deriva en cáncer epitelial 
del ovario. Thompson y Adelson., (1993) sugirieron que la malignización podría 
facilitarse cuando no hay una producción adecuada de andrógenos en los ovarios, 
durante los años post-reproductivos. 
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Por otro lado, hay un gran número de informes que describen receptores a 
estrógenos asociados a membrana distintos a los receptores de estrógenos 
tradicionales (Acconcia et al. 2004; Li et al. 2003; Razandi et al. 2003; Toran-
Allerand et al. 2002). Se ha demostrado que mRNA de GPR30 se expresa en 
numerosos tejidos (Prossnitz et al. 2007). Estudios recientes sugieren que la 
expresión de GPR30 está vinculada a las tasas de supervivencia más baja de 
cáncer de mama y endometrio. Los estrógenos juegan un papel importante en la 
fisiología de mama, endometrio y ovario. Aunque la carcinogénesis del ovario es 
desconocido, es claro que está muy relacionado a eventos hormonales (Smith et 
al. 2009). 
 
Es importante estudiar la expresión y la localización histológica de los receptores a 
hormonas esteroides en mujeres postmenopausicas asociado al análisis 
histológico de las estructuras .epiteliales ya que nos podría dar información sobre 
cambios tisulares inducidos por esteroides sexuales.(Brodowska et al. 2010). 
Probablemente, los cambios de estructura y función del ovario después de la 
menopausia están relacionados con cambios de localización y expresión de 
receptores a hormonas esteroides. 
 
Más del 90% del cáncer de ovario (CO) se desarrolla desde las células del epitelio 
superficial y quistes de inclusión epitelial (Scully. 1995, Aoki et al. 2000, Heller et 
al. 2003). La frecuente ovulación, el trauma epitelial y reepitelización, la exposición 
del epitelio superficial al fluido folicular rico en estrógenos puede contribuir a la 
carcinogénesis (Fathalla, 1971). 
 
La comprensión de la etiología del CO es limitada y a pesar de los numerosos 
esfuerzos, las lesiones precursoras aún no se han encontrado. 
 
 
 
 
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RESUMEN DE RESULTADOS 
 
Las proteínas para el receptor a andrógenos y GPR30 se expresan en las células 
del epitelio superficial, sus invaginaciones y los quistes de inclusión en el ovario de 
la mujer en edad postreproductiva. 
En la población estudiada no todos los ovarios expresan AR y GPR30 en las 
estructuras epiteliales descritas. 
La frecuencia de expresión de GPR30 no difiere en el ovario de las mujeres con 
patología ginecológica estudiadas 
El receptor a andrógenos se encuentracon menor frecuencia en los ovarios de las 
mujeres con patología asociada dependiente de estrógenos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Conclusiones 
Los andrógenos a través de su receptor podrían estar involucrados en la 
fisiopatología del ovario de las mujeres con patología ginecológica asociada a 
estrógenos. 
Se requieren más estudios sobre el significado que podría tener la expresión del 
AR sobre la transformación maligna de las células epiteliales del ovario. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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APENDICE 1 
Procesamiento histológico 
Una vez recibidos los ovarios en formol, se lavan con PBS 5 veces 
durane 20 min. Se procede a la 
deshidratación con una serie de alcoholes graduales ascendentes de una 
hora cada uno. La muestra se aclara con dos cambios de xilol de 1 h 
c/u. 
La preinclusión en parafina se hizo incubando dos veces en paraplast 
nuevo a 56°C por 1 h. Para la inclusión se coloca la muestra en un 
casete de plástico especial para este propósito sobre moldes de acero 
inoxidable. Los bloques se dejan enfriar al menos 30 minutos antes de 
desmoldarlos y se almacenan a 4ºC. 
Tinción en Hematoxilina-Eosina 
Las laminillas se desparafinaron en estufa a 56°C por al menos una 
hora; posteriormente se hicieron dos cambios de xilol, de 10 minutos 
c/u y se continuó con la rehidratación de los cortes bañando las 
laminillas 20 veces en alcoholes graduales descendentes (etanol 
absoluto, etanol al 96 y 20 baños de agua corriente); cada procedimiento se 
realiza por duplicado. 
Las laminillas se tiñen 10 min en hematoxilina de Gill, luego se lavan 
con agua corriente y se viran con agua amoniacal ó solución Scott. 
Antes de teñir con eosina se dan 2 baños de agua corriente y luego 
seis baños de eosina. Se deshidrata en alcohol graduales ascendentes 
(del 96 y absoluto). Finalmente se aplican 20 baños de xilol y se 
montan con resina sintética diluida en xilol 60% en (Catálogo número 
7987 SIGMA). 
 
 
 
 
 
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APENDICE 2 
Inmunofluorescencia. 
Las muestras utilizadas para inmunofluorescencia se cortaron de 1-2 
días antes de realizar la técnica. Las laminillas se desparafinaron 
toda la noche a 56°C, luego se pasaron a xilol 15 min y se 
rehidrataron con alcoholes graduales descendentes (etanol absoluto, etanol al 96 
y agua corriente). 
La recuperación antigénica se hizo con presión y temperatura en 
Decloakingchamber y la solución Diva Decloaker (DV2004MX, Biocare Medical) 
durante 12min. 
Para la detección del receptor a andrógenos se utilizó como anticuerpo 
primario anti- AR de Sta. Cruz (sc-816) dilución 1:50 y para GPR30 el 
anticuerpo primario fue anti-GPR30 de ABCAM (ab39742) dilución 1:600 
ambos cosechados en conejo; las laminillas se mantuvieron a 4°C toda 
la noche. Posteriormente el exceso de anticuerpo se lavó con PBS se 
incubaron con el anticuerpo secundario anti-conejo durante 1h a 
temperatura ambiente. Se procedió a incubar con el segundo anticuerpo 
primario anti-citoqueratinas (AE1/AE3+8/18, Biocare Medical) durante 
TLN a 4°C, al día siguiente se realizaron lavados con PBS y se incubó 
con el anticuerpo secundario anti-ratón. Los núcleos se contra tiñeron 
con DAPI y las laminillas fueron montadas con Vectashield (Vector 
Laboratorios, Inc. Burlingame, CA 94010). 
 
 
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	Portada
	Índice
	Resumen
	Introducción
	Antecentes
	Planteamiento del Problema
	Hipótesis Objetivos Metodología
	Resultados
	Análisis y Discusión de Resultados
	Resumen de Resultados
	ConclusionesReferencias
	Apéndices