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Estudiando Biologia

10/8/2022

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Biología

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FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES IZTACALA
UNIDAD DE BIOTECNOLOGÍA Y PROTOTIPOS
LABORATORIO DE FARMACOGNOSIA

PROPIEDADES MEDICINALES Y DETERMINACIÓN DE
LOS COMPUESTOS DEL ACEITE ESENCIAL
DE BURSERA MORELENSIS RAMÍREZ

TESIS:
PARA OBTENER EL TÍTULO DE BIÓLOGO
Presenta:

López Hernández Luis Ricardo

DIRECTORA DE TESIS:
DRA. MA. MARGARITA CANALES MARTÍNEZ

Los Reyes Iztacala, Tlalnepantla, Edo. Mex
UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO

UNAM – Dirección General de Bibliotecas
Tesis Digitales
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mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro,
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el
respectivo titular de los Derechos de Autor.

López H., L.R., 2011

RECONOCIMIENTO
El presente trabajo se realizó en el laboratorio de Farmacognosia de la Unidad de Biología
y Prototipos de la Facultad de Estudios Superiores Iztacala.

Fue dirigido por la Dra. María Margarita Canales Martínez.
Fue revisado por el siguiente jurado:
Dr. César Mateo Ortiz Flores
Dr. Marco Aurelio Rodríguez Monroy.
Dra. Ma. Margarita Canales Martínez.
M. en C. Ángel Durán Díaz.
Biol. Luis Barbo Hernández Portilla.

Para la realización de esta Tesis se contó con el
apoyo de:
UNAM PAPIIT IN218511-3
Plantas útiles de San Rafael, Coxcatlán
(MGU/Useful Plants Project México
López H., L.R., 2011

III

AGRADECIMIENTOS

Gracias a toda mi familia, a mis papás y a mis hermanos, por los cuales he llegado hasta
aquí, por el cariño, apoyo y comprensión. Gracias a mis amigos, con quienes compartí
grandes momentos en la carrera, con los que aprendí y fui creciendo a lo largo de esta, por
su amistad y cariño, Gracias a mi novia Brenda, por compartir este momento de mi vida,
por estar a mi lado, por su amor y cariño. Gracias a los profesores que me ayudaron, en mi
formación, y me guiaron hasta aquí y Gracias profesora Margarita porque en cada momento
junto a usted me brindó su apoyo, enseñanza y amistad. Gracias.
López H., L.R., 2011

DEDICATORIAS
Quisiera dedicar, este trabajo a mis padres, quienes han luchado, siempre porque sus hijos
crezcan, y se construyan un futuro mejor, por medio de bases, como lo es la educación, a
mi mamá Maximina Magdalena Hernández Medina y a mi papá Benito Gregario López
Robles.

También a mis Hermanos, a quienes quiero mucho; a mi hermana Yeni Magdalena López
Hernández, a mi hermano Benito Moisés López Hernández, a mi hermana, Angélica
Elizabeth López Hernández, y a mi hermana Mónica Guadalupe López Hernández.
López H., L.R., 2011

ÍNDICE GENERAL
RESUMEN 1
INTRODUCCIÓN 2
OBJETIVOS 6
MATERIALES Y MÉTODOS 6
Colecta del material 6
Obtención del aceite esencial 6
Análisis de aceite esencial 6
Evaluación de la actividad antibacteriana 7
Pruebas cualitativas 7
Pruebas cuantitativas 8
Actividad del aceite esencial sobre la
cinética del crecimiento bacteriano 8
Evaluación de la actividad antifúngica 8
Pruebas cualitativas 8
Pruebas cuantitativas 9
Pruebas estadísticas 9
RESULTADOS 10
Colecta de la planta 10
Composición química del aceite esencial 10
Actividad antibacteriana 16
Pruebas cualitativas 16
Pruebas cuantitativas 18
Actividad del aceite esencial sobre la
cinética del crecimiento bacteriano 19
Actividad antifúngica 22
Pruebas cualitativas 22
Pruebas cuantitativas 22
DISCUSIÓN 26
CONCLUSIONES Y PERSPECTIVAS 32
López H., L.R., 2011

APÉNDICE 1 Descripción botánica de
la familia Burseraceae 33
APÉNDICE 2 Descripción botánica de
Bursera morelensis Ramírez 34
APÉNDICE 3 Algunos de los diferentes
estudios hechos sobre la familia Burseraceae 36
APÉNDICE 4 Zona de colecta 42
APÉNDICE 5 Método de arrastre de
vapor (Domínguez, 1973) 45
APÉNDICE 6 Método de difusión en agar
de Kirby-Baüer (Vanden Berghe y Vlietinck, 1991) 46
APÉNDICE 7 Método de dilución en
caldo (Koneman, 1985) 47
APÉNDICE 8 Actividad del aceite esencial
sobre la cinética del crecimiento bacteriano 49
APÉNDICE 9 Inhibición del crecimiento
radial (Wang y Bun, 2002) 50
LITERATURA CITADA 52
López H., L.R., 2011

VII

INDICE DE CUADROS
Cuadro 1 Datos generales de
Bursera morelensis Ramírez10
Cuadro 2 Compuestos que integran el aceite
esencial de B. morelensis 12
Cuadro 3 Actividad antibacterial del aceite esencial
de B.morelensis. 16
Cuadro 4 Concentración Mínima Inhibitoria (CMI)
y Concentración Bactericida Mínima (CBM) de las
cepas bacterianas sensibles al aceite esencial de
B. morelensis. 19
Cuadro 5 Actividad cualitativa del aceite esencial
sobre las cepas de hongos filamentosos empleados. 22
Cuadro 6 Porcentaje de inhibición del aceite
esencial de B. morelensis sobre las cepas de
hongos filamentosos 22
Cuadro 7 Ecuación y Concentración Fungicida Media (CF50)
del aceite esencial de B.morelensis. 23
Cuadro 8 Diferentes estudios sobre
la familia Burseraceae. 36
López H., L.R., 2011

VIII

INDICE DE FIGURAS
Figura 1 Cromatograma del aceite esencial de B. morelensis,
en el que se aprecian los principales compuestos 11
Figura 2 Diagrama de caja de la Actividad antibacterial del aceite esencial
de B.morelensis. 17
Figura 3 Diagrama de caja de la Actividad antibacterial del aceite esencial
de B.morelensis en los tipos bacterianos. 18
Figura 4 Actividad del aceite esencial de B. morelensis sobre la
cinética del crecimiento bacteriano de S. aureus. 20
Figura 5 Actividad del aceite esencial de B. morelensis sobre la
cinética del crecimiento bacteriano de V. cholerae. 21
Figura 6 Actividad del aceite esencial de B. morelensis sobre el
crecimiento radial de Trichophyton mentagrophytes. 23
Figura 7 Actividad del aceite esencial de B. morelensis sobre el
crecimiento radial de Fusarium moniliforme. 24
Figura 8 Actividad del aceite esencial de B. morelensis sobre el
crecimiento radial de Rhyzoctonia lilacina. 24
Figura 9 Actividad del aceite esencial de B. morelensis sobre las
cepas fúngicas. 25
Figura 10 Ubicación geográfica del poblado de San Rafael, Coxcatlál, Puebla 42

López H., L.R., 2011

RESUMEN
En el presente trabajo se muestran los estudios hechos al aceite esencial de Bursera
morelensis Ramírez, para conocer su composición química y evaluar algunas de sus
propiedades antimicrobianas en contra de bacterias y hongos filamentosos. Las ramas de B.
morelensis se colectaron en San Rafael, Coxcatál, Puebla. El aceite esencial se obtuvo por
arrastre de vapor. La composición química del aceite se determinó por CG-MS. Se
evaluaron las actividades antibacterianas (difusión y dilución en agar) y antifúngicas
(inhibición del crecimiento radial). Se determinaron 32 compuestos que integran el aceite
esencial, de los cuales cinco están en mayor proporción y son: α-felandreno, β-felandreno,
o-cimeno, isocariofileno y α-pineno. En las pruebas antimicrobianas se determinó que la
cepa más sensible de bacterias fue Vibrio cholerae (caso clínico) en la que el aceite mostró
tener una actividad bactericida. La cepa de hongo más sensible fue Fusarium moniliforme
(CF50=2.27mg/mL). Es claro que el aceite esencial de B. morelensis tiene propiedades
antimicrobianas, y que estas propiedades no sólo dependen de los compuestos mayoritarios
presentes, sino de otros factores como el sinergismo de todos los compuestos en el aceite
esencial.

Palabras clave: Bursera morelensis, aceite esencial, composición química, antibacteriano,
bactericida, sinergismo.
López H., L.R., 2011

INTRODUCCIÓN
La medicina tradicional entraña la utilización de plantas, partes de animales y minerales, y
es la suma completa de conocimientos, técnicas y prácticas fundamentadas en las teorías,
creencias y experiencias propias de diferentes culturas que se utilizan para mantener la
salud y prevenir, diagnosticar, mejorar o tratar trastornos físicos o mentales, todos estos
conocimientos varían en gran medida de un país a otro y de una región a otra, pues reciben
la influencia de factores como la cultura, la historia y las actitudes e ideas personales.
(O.M.S., 2002). Debido al aumento a nivel mundial del uso de medicamentos tradicionales
(OMS, 2003), la Organización Mundial de la Salud (OMS) ha estimado que más del 80%
de la población mundial utiliza, rutinariamente, la medicina tradicional para satisfacer sus
necesidades de atención primaria de salud y que gran parte de los tratamientos tradicionales
implica el uso de extractos de plantas o sus principios activos (Akerele, 1993; Sheldon et
al., 1997; Shrestha y Dhillion, 2003; Katewa et al., 2004)

La medicina tradicional mexicana, es el conjunto de sistemas de atención a la salud que
tiene sus raíces en profundos conocimientos sobre la salud y la enfermedad que los
diferentes pueblos indígenas y rurales de nuestro país han acumulado a través de su
historia, fundamentados en una interpretación del mundo (cosmovisión), de la salud y
enfermedad de origen prehispánico, que ha incorporado elementos provenientes de otras
medicinas, como la medicina antigua española, la medicina africana y en menor medida por
la interacción de la propia medicina occidental. En México la medicina tradicional,
conforma lo que hoy llamamos el “sistema real de salud” de millones de mexicanos, del
siglo XXI, habitantes del campo y la ciudad, la cual está asociada fuertemente a las plantas
medicinales, su recurso más abundante, accesible y conocido (Mata, 2009).

Esta abundancia de plantas medicinales se debe sin lugar a duda a la gran diversidad y
riqueza no sólo de especies sino de culturas, que existe en nuestro territorio. En términos
generales se puede decir que en nuestro país se encuentra al menos 10% de la diversidad
terrestre del planeta (Mittermeier y Goettsch, 1992), con la cual conviven 52 etnias.
Además, nuestro país cuenta con especies endémicas que se registran en más de 1,200
especies de fanerógamas endémicas, de las cuales se distinguen por su porcentaje de
López H., L.R., 2011

endemismo las Cactaceae con 79%, las Agavaceae con 67% y las Nilinaceae con 65%,
principalmente (Arias, 1993; García y Galván, 1995; Rzedowski, 1996).

Una de las varias familias de plantas utilizadas de manera tradicional para tratar y curar
diversos padecimientos es la Burseraceae (Apéndice 1), una familia de plantas que
producen aceites y resinas aromáticas apreciadas por la humanidad desde la antigüedad
para elaborar inciensos, perfumes y remedios. En México existen poco más de 100 especies
diferentes de Bursera (Purata, 2008), las cuales se encuentran principalmente en las selvas
caducifolias (o bosques tropicales caducifolios), que están caracterizadas por la dominancia
de especies arbustivas y arborescentes (Rzedowski, 2006).

Bursera es un miembro prominente y característico de la vegetación de México, ya que se
considera un centro de diversificación de esta especie, en la cual se estima un total de 82
especies descritas. Se conocen 33 especies estrechamente endémicas, que representa un
40.3% del total para el país, de lo que procede estimar que la proporción real de este grupo
probablemente supera 50%, si se toma en cuentael hecho de que las que están por
descubrirse y por describirse deben ser también de distribución limitada, al menos en su
gran mayoría (Rzedowski et al., 2005; Miranda, 1947).

Desde el punto de vista económico algunas especies de la familia Burseraceae son
importantes por las resinas y los aceites esenciales que producen (“copal”), que se usan
para aromatizar templos y en ceremonias religiosas, en la cosmética y en la medicina
popular (Rzedowski, 1992). Engler (1883) reconoció la existencia de especies de Bursera
con fruto trivalvado y otras con fruto bivalvado, y supuso que el fruto bivalvado en algunas
especies de Bursera se deriva de un ovario trilocular en donde uno de los lóculos se aborta.
Estos caracteres también fueron reconocidos por Bullock (1936) y con base en este patrón,
Mc Vaugh y Rzedowski (1965) propusieron dos secciones: Bursera, que incluye a todas las
especies con tres valvas, y Bullockia, a las de dos valvas.

Desde hace tiempo las especies de Bursera han sido conocidas y usadas en México por las
principales culturas mesoamericanas (Rzedowski, 1992). Se trata, sin embargo, de un grupo
López H., L.R., 2011

cuyo conocimiento aún deja bastante que desear, pues a su sistemática complicada se une la
circunstancia de que la existencia de muchas de sus especies no se ha descubierto o
discernido correctamente todavía (Rzedowski et al., 2005).

Dentro de las especies de Bursera endémicas poco conocidas se encuentra Bursera
morelensis Ramírez de distribución disyunta (distribución geográfica conocida:
Guanajuato, Guerrero, Hidalgo, Morelos, Oaxaca, Puebla, Querétaro, San Luis Potosí)
(Rzedowski et al., 2005) (Apéndice 2), utilizada en forma medicinal en San Rafael,
Coxcatlán, para lavar heridas.

Desde hace tiempo el uso de sustancias como los aceites esenciales, obtenidas a partir de
plantas aromáticas han sido utilizadas de manera tradicional (Murray, 2000). Los aceites
esenciales son mezclas complejas de compuestos naturales que tienen su origen en las
plantas aromáticas; son extremadamente volátiles y poseen un intenso olor. Muchas plantas
que producen aceites esenciales, pertenecen a diversas familias, entre las cuales figuran:
Asteraceae, Lamiaceae, Apiaceae, Rutaceae, Lauraceae, Myrtaceae, Magnolialaceae,
Pinaceae y Lilaceae (Pizzale, 1998). Los aceites esenciales se encuentran generalmente
monoterpenos, como el limoneno y el mentol, principales constituyentes de los aceites de
limón y menta, respectivamente (Ávalos y Pérez, 2009).

La aplicación de los aceites esenciales son múltiples y variadas, pueden ser como
antisépticos, en contra de microorganismos como bacterias Gram positivas o bacterias
Gram negativas e incluso frente a hongos productores de micosis y ciertas levaduras
(Candida sp.)(Hammer et al., 1999; Kuklinski, 2000). El poder antiséptico dependerá de las
características estructurales de los componentes del aceite esencial. También puede tener
propiedades antiespasmódicas, sedantes, acciones irritantes, analgésicas y antiinflamatorias
(Kuklinski, 2000), lo cual lo hace una alternativa potencial para la medicina en contra de
varias enfermedades infecciosas que tienen que ser estudiadas (Prabuseenivasan et al.,
2006).

López H., L.R., 2011

Los únicos estudios conocidos de B. morelensis es el de Jolad et al. (1977), el cual permitió
separar e identificar a partir del exudado seco, la deoxipodofilotoxina y un nuevo lignano
denominado “morelensino”, mismos que presentaron actividad anticancerígena. Por otro
lado Rzedowski y Ortiz (1988), realizaron un estudio quimiotaxonómico, con el aceite
extraído de la corteza, para identificar una especie de origen hibrido entre B. morelensis y
B. schlechtendalii, reconociendo la presencia de entre 12 y 16 terpenoides, de ocho
individuos de B.morelensis, sin especificar mas información sobre estos compuestos.
Dentro de los estudios que se tienen sobre las especies del género Bursera se ha
comprobado que presentan propiedades antiinflamatorias, antibacteriales, presencia de
nuevos terpenos, relación de terpenos con su morfología y distribución, estudio
quimiotaxonómicos, así como bioinsecticidas, por mencionar algunos (Apéndice 3).

Tomando en cuenta lo antes mencionado, es evidente que se tienen pocos estudios sobre las
propiedades medicinales, así como de su composición química de B. morelensis, especie
conocida como “aceitillo” y utilizada como remedio para heridas que no pueden sanar o
para aliviar infecciones de la piel en San Rafael, Coxcatlán, Puebla. Por lo que surgió el
interés de estudiar dichas propiedades, planteando los siguientes objetivos.

López H., L.R., 2011

OBJETIVOS
General:
Evaluar algunas de las propiedades medicinales del aceite esencial de Bursera
morelensis Ramírez y realizar el análisis de su composición química.
Particulares:
Obtener el aceite esencial de B. morelensis mediante el método de arrastre de
vapor.
Realizar el análisis químico del aceite esencial mediante una cromatografía de
gases acoplada a espectrometría de masas.
Evaluar cualitativamente sus propiedades antimicrobianas mediante el método
de difusión en agar e inhibición del crecimiento radial.
Evaluar cuantitativamente sus propiedades antimicrobianas mediante la técnica
de dilución en agar e inhibición del crecimiento radial.
MATERIALES Y METODOS
Colecta de material
El material vegetal necesario de B. morelensis fue colectado en el mes de Octubre de 2009
en San Rafael, Coxcatlán, Puebla (Apéndice 4).
Obtención del aceite esencial por arrastre de vapor
El aceite esencial se obtuvo de la parte aérea (ramas) mediante la técnica de arrastre de
vapor (Domínguez, 1973) (Apéndice 5). Después se evaluó la densidad y el rendimiento del
aceite esencial obtenido.
Análisis de la composición química del aceite esencial
Para el análisis del aceite esencial de B. morelensis mediante la cromatografía de gases
acoplada a espectrometría de masa (GC-MS) se realizó en un Cromatógrafo modelo 6850
acoplado a un Espectrómetro de masas modelo 5975C, marca Agilent Technologies. El
análisis se realizó utilizando una columna HP-5MS de marca Agilent Technologies, de 30
López H., L.R., 2011

metros de longitud, 0.25 mm diámetro interno y película de 0.25 µm, el tipo de inyección
fue Split, y la cantidad de muestra empleada fue 0.1µL. Las condiciones de separación
fueron a una temperatura inicial de 70⁰C durante dos minutos aumentando con dos rampas
de calentamiento, la primera a 20⁰C por minuto hasta los 230⁰C; y la segunda, aumentando
a 8⁰C por minuto hasta los 280⁰C y se mantiene durante cinco minutos, el gas de acarreo
fue He. El flujo inicial en la columna fue de 1mL/min, con una presión de 61.85 Kpa
(8.77psi) y una velocidad lineal de 30 cm/s. El tiempo total del análisis fue de 21.25
minutos. El rango de masas detectado fue de 35m/z a 750m/z, la muestra se ionizó por
impacto electrónico a 70 eV, la temperatura alcanzada de la fuente de ionización fue de
230⁰C, y el cuadrapolo de 150⁰C. La identificación de los compuestos se llevo a cavo por
medio de la base de datos de la biblioteca NIST Versión 8.0.

Evaluación de la actividad antibacteriana.
Cepas bacterianas utilizadas:
Gram-positivas: Staphylococcus aureus ATTCC 12398, Staphylococcus
epidermidis, Enterococcus faecalis ATCC 29212 y Bacillus subtilis donadas por el
laboratorio de microbiología de la FES Cuautitlán. Staphylococcus aureus ATTCC
29213, Streptococcus pneumoniae aislada de un caso clínico donadas por el
Hospital Ángeles (Metropolitano) y Micrococcus luteus.
Gram-negativas: Vibrio cholerae INDRE 206 aislado de agua contaminada, Vibrio
cholerae aislado de un caso clínico (estas cepas corresponden al grupo 01,
productor de enterotoxinas, serotipo Inaba, biotipo El Tor), Vibrio cholerae CDC
V12, Enterobacter aerogenes,fueron donadas por el laboratorio de microbiología
de la FES Cuautitlán, Yersinia enterocolitica, fue donada por el laboratorio de
análisis clínicos de la CUSI de la FES Iztacala (UNAM) y Pseudomonas
aeruginosa ATCC 27853, Proteus mirabilis, Yersinia enterocolitica, aisladas de
casos clínicos, donadas por el Hospital Ángeles (Metropolitano), Escherichia coli
53228.
López H., L.R., 2011

Pruebas cualitativas.
La actividad antibacteriana se evaluó de acuerdo con el método de difusión en agar Kirby-
Baüer (Vanden Berghe y Vlietinck, 1991) (Apéndice 6). Como control positivo se
utilizaron sensidiscos impregnados con Cloramfenicol (25 µg por disco). Los discos se
impregnaron con 2000 µg del aceite esencial. Todos los bioensayos se realizaron por
triplicado.
Pruebas cuantitativas.
Para determinar la concentración mínima inhibitoria (CMI) y la concentración bactericida
mínima (CBM) se utilizó la técnica de dilución en agar modificado (Koneman, 1985)
(Apéndice 7). Las concentraciones que se aplicaron para los bioensayos cuantitativos
fueron las siguientes: 4000, 3000, 2000, 1000, 500, 250 y 125 µg/mL. El bioensayo de cada
concentración se realizó por triplicado.
Actividad del aceite esencial sobre la cinética del crecimiento bacteriano.
Para realizar la prueba se tomaron dos cepas una Gram positiva y otra Gram negativa, las
cuales se eligieron por su sensibilidad al aceite y por su importancia médica, estas son:
Staphylococcus aureus ATTTCC 29213 y Vibrio cholerae (caso clínico). Este ensayo se
realizó para determinar si el extracto tuvo un efecto bactericida o bacteriostático. Se
preparó un tubo para cada una de las concentraciones a evaluar del aceite (1/2 CMI, CMI y
CBM) y se realizó una cinética tomando una muestra desde el tiempo cero y después a
intervalos de una hora durante los cuatro primeros tiempos, después durante 2 horas,
durante 4 horas y finalmente a las 12 y 24 horas (Muroi et al., 1993) (Apéndice 8).
Evaluación de la actividad antifúngica.
Cepas de hongos utilizadas
Aspergillus niger CDBB-H-179, Aspergillus sp. donada por el Dr. Rodolfo de la
Torre Almaraz, laboratorio de microbiología UBIPRO, FES-I, Trichophyton
mentagrophytes CDBB-H-1112 (CINVESTAV), Fusarium sporotrichoides ATTC
NRLL3299, Fusarium moniliforme donadas por el Laboratorio de Fisiología
Vegetal de la UBIPRO, FES-Iztacala y Rhyzoctonia lilacina (CINVESTAV).
López H., L.R., 2011

Pruebas cualitativas.
Para el análisis cualitativo se utilizó la técnica de inhibición del crecimiento radial
(Apéndice 9) usando una concentración de 2000 µg por disco del extracto a probar y como
control positivo Ketoconazol (7 µg) (Wang y Bun, 2002). Cada bioensayo se realizó por
triplicado.
Pruebas cuantitativas.
Para la determinación de la concentración fungicida media (CF50) y la concentración
fungicida mínima (CFM), se utilizó el método de inhibición del crecimiento radial (Wang y
Bun, 2002) (Apéndice 9). Las concentraciones empleadas para los bioensayos fueron: 4000,
3000, 2000, 1000, 500, 250, 125 µg/mL, cada bioensayo se realizó por triplicado.
Pruebas estadísticas
A los resultados obtenidos en los bioensayos de la actividad antibacteriana y la actividad
antifúngica se les realizó un análisis descriptivo (por cepa y por concentración) tomando en
cuenta medidas descriptivas como: media, error estándar, desviación estándar, coeficiente
de variación, entre otras. Así mismo se elaboraron diagramas de caja con los cuales se
comparan especies y concentración.

Posteriormente se realizó un análisis y variación factorial por medio de un análisis de
varianza o ANOVA (factorial para hongos y de un factor para bacterias), por especie y
concentración, para determinar si existen diferencias significativas entre estas.
López H., L.R., 2011

RESULTADOS
Colecta de la planta
Se recolectó en San Rafael, municipio de Coxcatlán, Puebla, en Octubre 2009, 2Kg de
ramas frescas, de las cuales se obtuvo un aceite traslucido e incoloro, con un rendimiento
de 4.1804g (0.21%) y una densidad de 0.86 g/mL. Los datos generales de la especie se
presentan en cuadro 1.
Cuadro 1: Datos generales de Bursera morelensis Ramírez
Datos etnobotánicas de la especie
Familia BURSERACEAE
Nombre científico Bursera morelensis Ramírez
Nombre común “Aceitillo”
Parte utilizada Corteza
Forma de uso Medicinal (como Infusión se lava la
herida, en San Rafael)

Composición Química del aceite esencial de B.morelensis.
Mediante la cromatografía de gases acoplada a espectrometría de masas se obtuvo el
cromatograma (Figura 1) del aceite esencial de B. morelensis. De acuerdo al tiempo de
retención y por sus patrones de fragmentación se identificaron 30 compuestos que forman
parte del aceite esencial de B. morelensis (Cuadro 2). Se puede observar que cinco
compuestos están en mayor proporción, α-pineno (5.82%), α-felandreno (32.36%), o-
cimeno (8.71%), β-felandreno (14.79%) e isocariofileno (7.48%).
López H
., L.R
., 2011

1
1

Figura 1: Cromatograma del aceite esencial de B. morelensis, en el que se aprecian los principales
compuestos
Abundancia
4.2e-+-07
4e-+-07
3 . 8e-+-07
3 . 606-+-07
3 . 4e-+-07
3 . 2e-+-07
3e-+-07
2.8e-+-07
2 . 6e-+-07
2.4e-+-07
2.2e-+-07
2e-+-07
1 . 8e-+-07
1 . 6e-+-07
1 . 4-e-+-07
1 . 2e-+-07
1e-+-07
8 000000
6000000
4000000
2 000000
Tiempo - -:--
1
!n
3
2 4
4 . 00
5
~J UI ~U I'~\ '" 'A
6 . 00 8 . 00
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)-
isocariofil1
5
.,1 U. , 1 "
10. 00 1 2.00 14. 00 16. 00 18. 00 20 . 00
López H., L.R., 2011

Cuadro 2: Compuestos que integran el aceite esencial de B. morelensis
Compuesto Estructura Química
Tiempo de
retención
% Total
β-tuyeno

3.856 1.99%
α-pineno

3.945 5.82%
sabineno

4.329 2.65%
β-pineno

4.450 2.56%
β-mirceno

4.490 2.15%
α-felandreno

4.658 32.69%
o-cimeno

4.866 8.71%
β-felandreno

4.938 14.79%
Ocimeno

5..011 0.65%
López H., L.R., 2011

γ-terpineno

5.139 0.42%
terpinoleno

5.411 0.88%
trans, 4,5-epoxi-
careno,
O

5.956 0.69%
terpinen-4-ol
Ho

6.205 0.58%
α-terpineol
OH

6.301 0.47%
neoisothujyl alcohol
OH

6.405 0.71%
1,4,4-trimetil-2-
hidroxi-6-metanol-
biciclo-hexano
OHOH

6.774 3.62%
Camfenol
OH
7.095 0.46%
López H., L.R., 2011

Pinenodiol
OH
OH

7.295 2.96%
7-oxabiciclo
(4.1.0)heptan-2-ol-
5isopropenil-2-metilo
OH
O

7.383 1.80%
2-isopropil-4-metil-2-
hexenal O

7.624 0.66%
2,3-bornanodiol
OH
OH
7.784 0.42%
1-ol-3-cetona-trans-
decahidronaftaleno
OH
O

7.976 0.60%
isocariofileno

8.096 7.48%
α-cariofileno

8.305 0.85%
β-cubebeno

8.481 1.99%
denderalasin
O

8.946 0.61%
López H., L.R., 2011

óxido de cariofileno
O

9.146 1.17%
β-eudesmol
OH

9.539 0.35%
ciclodecaciclotetradec
eno, 14,
15-didehidro-1,4,5,8,
10.124 0.76%
4,6,6-trimetil -2-
formilmetil-
biciclo(3.1.1)hept-3-
eno
OH

10.541 0.50%
Total

100.00%
López H., L.R., 2011

Actividad antibacteriana del aceite esencial de B. morelensis.
Pruebas cualitativas
Como se muestra en el cuadro 3, el aceite de B. morelensis mostró inhibición en la mayoría
de las 16 cepas bacterianas (tanto Gram positivas como Gram negativas), B. subtilis fue la
que presentó los halos de inhibición de mayor diámetro (11.33 ± 0.28) para las Gram
positivas, mientras que para las Gram negativas fueron V. cholerae (agua) (11.33 ± 0.57) y
V. cholerae (caso clínico (20.3 ± 1.52).

Cuadro 3: Actividad antibacterial del aceite esencial de B.morelensis.
Diámetro de los halos de inhibición (mm)
Especie Promedio (± desviación estándar)
Sa 12398 7.5 ± 0.5
Se 7.5 ± 0.5
Bs 11.33 ± 0.28
Sa 29213 7.16 ± 0.57
Sp 9.5 ± 0.5
E feacalis7.16 ± 0.28
Ml 9.66 ± 0.28
Vch (agua) 11.33 ± 0.57
Vch (cc) 20.3 ± 1.52
Vch (tor) 6.16 ± 0.28
E ae Na
Ye (cusi) 7 ± 0
P ae 6.83 ± 0.28
P mirabilis 9.33 ± 0.57
Ye (H.A.) 7.66 ± 0.57
Ec 53228 6 ± 0
Sa 12398:Staphylococcus aureus ATTCC 12398, Se:Staphylococcus epidermidis, Bs:Bacillus subtilis, Sa 29213:Staphylococcus aureus
ATTCC 29213, Sp:Streptococcus pneumoniae, E faecalis:Enterococcus faecalis ATCC 29212, Ml:Micrococcus luteus, Vch
(agua):Vibrio cholerae INDRE 206 (Aislado de agua), Vch (cc):Vibrio cholerae (caso clínico), Vch (Tor):Vibrio cholerae CDC V12 (El
tor), E ae:Enterobacter aerogenes, Ye (CUSI):Yersinia enterocolitica (CUSI), P ae:Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853, P
miriabilis:Proteus mirabilis, Ye (H.A.):Yersinia enterocolitica(H.A.), Ec 53228:Escherichia coli 53228, Na:No hay actividad. Todas
las cepas sensibles al cloranfenicol (25µg/sensidisco).
López H., L.R., 2011

Mediante el ANOVA de un factor, se analizo las diferencias entre cepas bacterianas (Figura
2) en las cuales se observo una variación, entre los diámetros de los halos en cada una de
las cepas, siendo los más significativos los de V. cholerae cc, y entre el tipo bacteriano
(Gram positivas y negativas) (Figura 3), en el cual podemos ver que no existe gran
diferencia entre uno y otro, por lo que se determinó que, en el caso de cepas bacterianas, si
existe diferencia significativa entre cada una de ellas (F=118.94, P= 0.0), y que en el caso
del tipo bacteriano no existen tales diferencias (F=0.88, P=0.352).

Figura 2: Diagrama de caja de la Actividad antibacterial del aceite esencial de
B.morelensis.
Sa 12398:Staphylococcus aureus ATTCC 12398, Se:Staphylococcus epidermidis, Bs:Bacillus subtilis, Sa 29213:Staphylococcus aureus
ATTCC 29213, Sp:Streptococcus pneumoniae, E faecalis:Enterococcus faecalis ATCC 29212, Ml:Micrococcus luteus, Vch
(agua):Vibrio cholerae INDRE 206 (Aislado de agua), Vch (cc):Vibrio cholerae (caso clínico), Vch (Tor):Vibrio cholerae CDC V12 (El
tor), E ae:Enterobacter aerogenes, Ye (CUSI):Yersinia enterocolitica (CUSI), P ae:Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853, P
miriabilis:Proteus mirabilis, Ye (H.A.):Yersinia enterocolitica(H.A.), Ec 53228:Escherichia coli 53228. Todas las cepas sensibles al
cloranfenicol (25µg/sensidisco). Los halos de inhibición de mayor diámetro se presentan en Vch (cc).

López H., L.R., 2011

Figura 3: Diagrama de caja de la Actividad antibacterial del aceite esencial de B.morelensis
en los tipos bacterianos.
Los asteriscos ( * ), marcan los halos que tuvo Vibrio cholerae (caso clínico) en sus tres repeticiones.

Pruebas cuantitativas.
En la determinación de CMI (Concentración Mínima Inhibitoria) y CBM (Concentración
Bactericida Mínima) se observó que las cepas más sensibles fueron: Staphylococcus aureus
ATTCC 12398: CMI=1mg/ml, Staphylococcus aureus ATTCC 29213 CMI=1mg/ml,
Streptococcus pneumoniae CMI=0.125 mg/ml, Vibrio cholerae (caso clínico) CMI=0.125
mg/ml y Escherichia coli 53228 CMI=0.125 mg/ml (Cuadro 4).

López H., L.R., 2011

Cuadro 4: Concentración Mínima Inhibitoria (CMI) y Concentración Bactericida Mínima
(CBM) de las cepas bacterianas sensibles al aceite esencial de B. morelensis.
Especie CMI (mg/mL) CBM (mg/mL)
Sa 12398 1 3
Se 2 >4
Bs 3 4
Sa 29213 1 3
Sp 0.125 0.25
Efeacalis 3 >4
Ml 3 >4
Vch (agua) 2 4
Vch (cc) 0.125 0.25
Vch (tor) 3 >4
Eae 3 >4
Ye (cusi) 3 >4
Pae 3 >4
Pmirabilis 3 >4
Ye (H.A.) 3 >4
Ec 53228 0.125 0.25

Efecto del aceite esencial sobre la cinética del crecimiento bacteriano
Los resultados de la actividad del aceite esencial sobre el crecimiento bacteriano mostraron
que en el caso de S. aureus (Figura 4), la población bacteriana no es afectada de manera
drástica por el aceite de B. morelensis. Con respecto a V. cholerae las 3 concentraciones
ensayadas (1/2 CMI, CMI, y CBM) mostraron una actividad bactericida a los 30 minutos
de empezar el ensayo por lo que la inhibición fue al contacto (Figura 5).

López H
., L.R
., 2011

2
0

Figura 4: Actividad del aceite esencial de B. morelensis sobre la cinética del crecimiento bacteriano de S. aureus. Se observa que no
existen diferencias en el crecimiento bacteriano del grupo testigo en contra de las tres diferentes concentraciones del aceite esencial
aplicado.

López H
., L.R
., 2011

2
1

Figura 5: Actividad del aceite esencial de B. morelensis sobre la cinética del crecimiento bacteriano de V. cholerae. Se puede observar
claramente la actividad bactericida del aceite esencial a los 30 minutos de exposición de la población bacteriana.
López H., L.R., 2011

Actividad antifúngica
Pruebas cualitativas
El aceite presentó actividad en todas las cepas de hongos; excepto en Fusarium
sporotrichoides (Cuadro 5).

Cuadro 5: Actividad cualitativa del aceite esencial sobre las cepas de hongos filamentosos
empleados.

= si tuvo actividad, X= no tuvo actividad.
Pruebas cuantitativas
En el cuadro 6 se observan los resultados con respecto al porcentaje de inhibición del
crecimiento micelial, en el cual F. moniliforme (66.67%) y R. lilacina (53.66) tienen los
mayores porcentajes sin llegar al 100% de inhibición en su concentración más alta.
Cuadro 6: Porcentaje de inhibición del aceite esencial de B. morelensis sobre las cepas de
hongos filamentosos.
An:Aspergillus niger CDBB-H-179, Asp:Aspergillus sp., Tm:Trichophyton mentagrophytes, Fm:Fusarium moniliforme y
Rl:Rhyzoctonia lilacina.
Cepas de hongos Actividad
Aspergillus niger CDBB-H-179 
Aspergillus sp. 
Trichophyton mentagrophytes 
Fusarium sporotrichoides ATTC NRLL3299 X
Fusarium moniliforme 
Rhyzoctonia lilacina 
Porcentaje de inhibición en Hongos
Concentración
(mg/mL)
Fm Rl An Asp Tm
0.25 15.79±0 4.88±0
0.5 21.05±0.5 8.54±0.5 8.93±0.577 16.66±0.5 0±0
1 42.11±0.866 28.05±1.756 23.33±1.5 15.6±0.577 0±0
2 28.93±0.577 17.8±1.155 28.57±0
3 57.89±1 60.98±1.528 25.6±1.803 34.64±0.289
4 66.67±0.289 53.66±0.577 33.33±1 31.13±0.577 40.71±0.289
López H., L.R., 2011

En el cuadro 7 se observa la comparación del CF50 de las cepas evaluadas.

Cuadro 7: Ecuación y Concentración Fungicida Media (CF50) del aceite esencial de
B.morelensis.
Especie Ecuación R² CF50 (mg/mL)
Fm y=18.74ln(x)+39.18 0.976 2.27
Rl y=21.21ln(x)+29.56 0.9392 3.32
Tm y=21.94ln(x)+9.87 0.9083 >4
An y=11.36ln(x)+19.69 0.9176 >4
Asp y=6.65ln(x)+18.05 0.697 >4
An:Aspergillus niger CDBB-H-179, Asp:Aspergillus sp., Tm:Trichophyton mentagrophytes, Fm:Fusarium moniliforme y
Rl:Rhyzoctonia lilacina.

En las siguientes figuras 6, 7 y 8 se observa el comportamiento del aceite esencial de B.
morelensis contra las cepas de hongos filamentosos. Cabe mencionar que sólo se muestran
tres de las cinco cepas ya que el aceite esencial a las concentraciones utilizadas no mostró
una inhibición clara del crecimiento de A. niger y Aspergillus sp.
Figura 6: Actividad del aceite esencial de B. morelensis sobre el crecimiento radial de
Trichophyton mentagrophytes.
López H., L.R., 2011

Figura 7: Actividad del aceite esencial de B. morelensis sobre el crecimiento radial de
Fusarium moniliforme.
Figura 8: Actividad del aceite esencial de B. morelensis sobre el crecimiento radial de
Rhyzoctonia lilacina.
López H., L.R., 2011

En lo que se refiere a T. mentagrophytes, las dos primeras concentraciones (0.25 mg/ml y
0.5 mg/ml), no inhibieron el crecimiento del micelio, el porcentaje de inhibición del aceite
fue aumentando a medida que se aumenta la concentración. F. moniliforme y R. lilacina
mostraron un aumento similar del porcentaje de inhibición, conforme se aumentaba la
concentración, pero ninguno llegó al 100% de inhibición.

En la figura 9 se observó como a medida que aumentaba la concentración,disminuía el
diámetro de crecimiento micelial, en el caso de F. moniliforme, R. lilacina y T.
mentagrophytes, mientras que en los Aspergillus no se mostraba una clara disminución del
diámetro micelial. El análisis estadístico de Anova factorial, mostró que sí existen
diferencias significativas, en la sensibilidad de las especies fúngicas al aceite esencial
(F=7.31, P=0.0).

Figura 9: Actividad del aceite esencial de B. morelensis sobre las cepas fúngicas.
An:Aspergillus niger CDBB-H-179, Asp:Aspergillus sp., Tm:Trichophyton mentagrophytes, Fm:Fusarium moniliforme y
Rl:Rhyzoctonia lilacina.
López H., L.R., 2011

DISCUSIÓN
Es indudable que México cuenta con una gran diversidad de especies del género Bursera y
que la mayoría de estas son endémicas de nuestro país, la relación de estas especies y las
diferentes culturas que habitan nuestro territorio ha originado un conocimiento
etnobotánico de gran importancia. Aunado a esto, los estudios realizados sobre estas
especies son escasos, en particular, sobre la composición química y la actividad biológica
del aceite esencial de B. morelensis, este es el primer trabajo que se realiza hasta el
momento tomando en cuenta estos factores.

En lo que se refiere a la composición química del aceite esencial de los tallos frescos de B.
morelensis, se encontraron 30 compuestos, siendo los más abundantes: α-felandreno
(32.36%), β-felandreno (14.79%), o-cimeno, (8.71%), isocariofileno (7.48%) y α-pineno
(5.82%) (Cuadro 2). Esto difiere con lo encontrado por Rzedowski en 1988 en un estudio
quimiotaxonómico del aceite extraído de la corteza, de B. morelensis en el cual señala la
presencia de entre 12 y 16 compuestos terpenoides de las muestras tomadas a 8 individuos,
en dos periodos diferentes (septiembre-1982 y octubre-1983) sin dar más información de
los compuestos hallados. Por otro lado, al compararse con otros estudios de la misma
familia se tiene que en Boswellia sacra, se cuenta un total de 50 compuestos obtenidos del
aceite esencial de la resina siendo los más abundantes E-β-ocimeno (32.3%), y limoneno
(33.5%) (Al-Harrasi y Al-Said., 2008); para Bursera graveolens, se tienen 37 compuestos
de las hojas y 27 en los tallos, siendo los más abundantes en el aceite obtenido de las hojas:
limoneno (48.2%), óxido de cariofileno (13.6%), y trans-cariofileno (8.1%), en el aceite
esencial obtenido del tallo también fue limoneno (42.1%) seguido por mentofurano (14.7%)
(Leyva et al., 2007). En otro estudio de B. graveolens, se detectaron 11 compuestos del
aceite esencial obtenido de las ramas secas en los que predominaron: viridiflorol (70.82%)
y el 3,4-metilenodioxiacetofenona (6.09%) (Manzano et al., 2009). Esto nos muestra que la
cantidad de compuestos, la presencia de unos u otros, o el porcentaje que éstos ocupan, no
sólo depende de la especie o el órgano utilizado de la planta, sino que también de la
temporalidad, condiciones climáticas (Harborne, 1988; Magiatis et al., 2002), periodo de
recolección, procesos de deshidratación, condiciones de almacenamiento, métodos de
López H., L.R., 2011

obtención (Magiatis et al., 2002), la naturaleza del suelo (Bruneton, 1991), su relación con
individuos de la misma familia (Mooney y Emboden, 1968) entre otros.

En la bibliografía se dice que por lo general los aceites esenciales inhiben mejor el
crecimiento de las bacterias Gram positivas que de las Gram negativas (Kamatou et al,
2005; Delamare et al., 2007; Tepe et al., 2005; Smith-Palmer et al., 1998; Maguna et al.,
2006), como por ejemplo en el caso de S. aureus (Melliou et al., 2007; Kuljanabhagavad et
al., 2010; Skočibušić y Bezić, 2004), se menciona que esta relativa tolerancia de las
bacterias Gram negativas se puede deber a que su membrana externa, que es hidrofílica,
bloquea la entrada de compuestos hidrofóbicos sin un blanco específico en la membrana
celular (Mann et al., 2000, Fredj et al., 2007). Sin embargo los resultados obtenidos sobre la
cinética de crecimiento bacteriano (de S. areus y V. cholerae) nos dejan observar que V.
cholerae fue más sensible al aceite esencial esencial, ya que tuvo una actividad bactericida
a los 30 minutos de exposición (Figura 5). En contraste el aceite esencial de B. morelensis
no afectó a la cinética de crecimiento bacteriano de S. areus (Figura 4). Estos resultados
muestran que las bacterias Gram negativas fueron más sensibles al aceite esencial que las
Gram positivas, lo cual coincide con lo encontrado en estudios realizados sobre la actividad
de los aceites en diferentes especies de bacterias (Loy et al., 2001; George et al., 2006;
Matasyoh et al., 2007; Senthilkumar y Venkatesalu, 2009). Nuevamente se menciona que
probablemente esta sensibilidad por parte de esta bacteria Gram negativa fue ocasionada
por la actividad del aceite sobre la membrana externa, aunado a lo anterior la pared celular
que es menos compleja, dado que tienen una capa simple (red de mureina delgada),
probablemente permite el paso del aceite esencial hasta la membrana interna ocasionando
un cambio en ésta y la formación de poros por donde escapa el contenido celular y
finalmente ocasiona la muerte bacteriana. Mientras que en las Gram positivas la pared
celular es una estructura de multicapas (red de mureina muy desarrollada que llega a tener
hasta 40 capas) que probablemente brinde mayor protección a la bacteria en contra del
aceite esencial (Maguna, 2006).

Sin embargo al observar el efecto que mostró el aceite esencial de B. morelensis, sobre las
diferentes cepas bacterianas utilizadas (Cuadro 3), mediante el análisis de Anova de un
López H., L.R., 2011

factor, determinar que las diferencias entre los diámetros de los halos de inhibición de cada
cepa sí fueron significativas y que su diámetro depende de la sensibilidad que esta tenga
(Figura 2). Sin embargo, no hubo diferencias significativas entre los halos de inhibición y
los tipos bacterianos Gram positivas y Gram negativas utilizadas (Figura 3). Es importante
mencionar que estos datos fueron obtenidos en las pruebas cualitativas realizadas. Por otro
lado, al determinar la CMI y la CBM, se pudo observar, que en promedio no existen
diferencias significativas entre el tipo bacteriano, pero si entre cada una de las especies,
observando que las cepas mas sencibles fueron S. aureus 12398 (CMI=1mg/mL), S. aureus
29213 (CMI=1mg/mL), S. pneumoniae (CMI=0.125 mg/mL), V. cholerae (caso clínico)
(CMI=0.125 mg/mL) y E. coli 53228 (CMI=0.125 mg/mL) (Cuadro 4).

Si bien el modo de acción de los aceites esenciales es a nivel de membrana en las bacterias
(Cichewicz y Thorpe, 1996), los resultados obtenidos pueden comprenderse mejor al saber
que debido a la gran cantidad de componentes, los aceites esenciales no parecen tener
objetivos celulares específicos (Carson et al., 2002), como típicos lipófilos ellos pasan a
través de la pared celular y la membrana citoplasmática, interrumpiendo la estructura de sus
diferentes capas de polisacáridos, ácidos grasos y fosfolípidos, permeabilizándolos
(Bakkali, et al., 2008). En bacterias la permeabilización de la membrana está asociada con
la perdida de iones y la reducción del potencial de membrana, el colapso de la bomba de
protones el agotamiento del ATP (Knobloch et al., 1989; Sikkema et al., 1994; Helander et
al., 1998; Ultee et al., 2000, 2002; Di Pasqua et al., 2006; Turina et al., 2006) el aceite
esencial coagula el citoplasma (Gustafson et al., 1998) y daña lípidos y proteínas (Ultee et
al., 2002; Burt, 2004). Daña a la pared celular y a la membrana, dejando una fuga de
macromoléculas, rompiéndola (Juven et al., 1994; Gustafson et al., 1998; Cox et al., 2000;
Lambert et al., 2001; Oussalah et al., 2006).

Si bien los mecanismos de inhibición por parte del aceite esencial puede deberse a sus
componentes químicos, que en su mayoríason terpenos, los cuales tienen propiedades anti
bacterianas y antifúngicas (Cichewicz, y Thorpe, 1996; Burt, 2004; Kordali et al., 2005;
Abad et al., 2007), como los encontrados en B. morelensis (α- y β-felandreno, α-pineno, o-
cimeno y isocariofileno), los cuales se sabe que tienen una actividad antimicrobial
López H., L.R., 2011

(Alitonou et al., 2004; Abad et al., 2007; Skočibušić y Bezić, 2004; Kuljanabhagavad et al.,
2010; Lacerda et al., 2010; Melliou et al., 2007) el sinergismo o el antagonismo de los
diferentes componentes que forman parte de los aceites esenciales también contribuye a las
propiedades antimicrobianas (Skočibušić y Bezić, 2004; Borboa et al., 2010.)
potencializando o inhibiendo ciertos compuestos.

La mezcla compleja de la cual están formados los aceites esenciales podría ser maravillosa
si sus efectos fueran el resultado del sinergismo de todas las moléculas o de únicamente las
principales moléculas presentes en altos niveles según el análisis cromatografico. En la
literatura existen muchos casos en el que los principales constituyentes de ciertos aceites
esenciales como: el terpineol, eugenol, timol, carvacrol, linalool, eucaliptol, limoneno, son
analizados. Generalmente los mayores componentes encontrados son los causantes de las
principales características biofísicas y biológicas de los aceites esenciales por lo cual han
sido aislados. La amplitud de sus efectos depende de su concentración, cuando son
probados solos o incluidos en el aceite esencial. Por lo tanto la función sinergética de varias
moléculas contenidas en el aceite esencial en comparación con la acción de uno o dos
componentes principales del aceite, parece ser dudosa (Bakkali, 2008). De cualquier modo
es posible que la actividad de los principales componentes, sea regulada por minorías de
otras moléculas (Franzios et al., 1997; Santana-Rios et al., 2001; Hoet et al., 2006). Además
es probable que varios componentes del aceite esencial juegan un rol en la definición de la
fragancia, la densidad, la textura, el color y sobre todo la penetración celular (Cal, 2006), la
atracción hidrofílica o lipofílica, y la fijación a la pared y membrana celular, y a la
distribución celular, que es muy importante para determinar en la célula los diferentes tipos
de reacciones radicales producidas dependiendo de su compartimentación en la célula. En
este sentido los efectos biológicos requieren de más información del estudio total del aceite
en vez de algunos componentes, porque el concepto de sinergismo parece ser más
significativo (Bakkali, 2008).

La resistencia de algunas bacterias también se debe tomar en cuenta ya que es un grave
problema a nivel mundial (Cohen y Tartasky, 1997; Fluit et al., 2000; Yasunaka et al.,
2005), como en el caso de S. areus, el cual es un problema en diferentes hospitales dado su
López H., L.R., 2011

resistencia a diferentes fármacos (Ichiyama et al., 1991; Yasunaka y Kono, 1999; Takeda et
al., 2000).

En lo que respecta a la actividad del aceite esencial sobre los hongos filamentosos se
observa, en las pruebas cualitativas, que de las seis cepas iniciales evaluadas, sólo cinco
presentaron actividad inhibitoria al aceite esencial de B. morelensis (cuadro 5). Sin
embargo, al comparar los porcentajes de inhibición de las cinco cepas de hongos
filamentosos evaluadas se puede observar que tres de las cinco cepas probadas, tuvieron
una clara sensibilidad al aceite esencial, siendo F. moniliforme la cepa más sensible al
aceite esencial con un porcentaje máximo de inhibición de 66.67%, seguida de R. lilacina
con 53.66% y T. mentagrophytes con un porcentaje menor al 50%, en su concentración más
alta del aceite esencial (4mg/mL) utilizada para las tres cepas de hongos (Cuadro 6), por lo
que ninguna de las tres alcanzó el 100% de inhibición. Aunado a esto al observar que F.
moniliforme obtuvo un CF50 de 2.27mg/mL y R. lilacina un CF50 de 3.32mg/mL y dado que
T. mentagrophytes no alcanzó un porcentaje de inhibición igual o por arriba del 50% se
dedujo que su CF50 está por encima de la concentración de 4mg/mL (Cuadro 7). Por lo que
si bien los aceites esenciales presentan una actividad antifúngica (Manohar et al., 2001;
Pitarokili et al., 2002; Hammer et al., 2002; Kosalec et al., 2005; Burt, 2004; Kordali et al.,
2005; Cichewicz y Thorpe, 1996; Abad et al., 2007 ), esto podría deberse a que algunos de
los compuestos inducen alteraciones en la permeabilidad celular por inserción entre las
cadenas de ácidos grasos de los fosfolípidos de las membrana, lo que provoca un
incremento en la permeabilidad y la fluidez de las mismas. Los grados de variación en
fluidez corresponden a la posición de los terpenos dentro de la bicapa lipídica, la cual
depende de la de la hidrofobicidad del compuesto (Hammer et al., 2004; Carson et al.,
2006). Probablemente otro mecanismo de acción de los aceites esenciales en los hongos, se
deba a que actúan inhibiendo la síntesis de ergoesterol que es un triterpeno presente en la
membrana fúngica, interrumpiendo de esta manera la formación de la membrana (Inouye et
al., 2000 y 2001; Ricci et al., 2005; Parveen et al., 2004)

Es posible que la CF50 de los dos Aspergillus (Aspergillus niger y Aspergillus sp.) esté por
arriba de 4 mg/mL del aceite esencial y que esto se deba al desarrollo de mecanismos de
López H., L.R., 2011

resistencia, explicado en parte porque la mayoría de los fármacos son fungistáticos y por la
administración prolongada de los tratamientos en el tiempo, que permite la selección de
clones resistentes. Entre los mecanismos de resistencia utilizados están, la sobreproducción
de blancos enzimáticos, la implementación de vías metabólicas alternas y la producción de
bombas de flujo externo que expulsan los medicamentos al espacio extracelular (Loeffer y
Stevens, 2003)

Llama la atención que en las pruebas realizadas sobre los hongos, mostraron un marcado
crecimiento del micelio hacia arriba, es decir de forma vertical creciendo sobre el micelio
muerto y no de manera horizontal (sobre el agar que contenía el aceite esencial) así como
una falta de esporas, en particular en las especies de Aspergillus por lo que podría indicar
que el aceite esencial está actuando como un agente antiesporulación en estas cepas de
hongos. La formación de esporas es suprimida morfológicamente por algunos aceites
esenciales, aunque las hifas aéreas se desarrollan bien. Además estudios bioquímicos
revelan que la supresión en la formación de esporas podría estar estrechamente relacionada
con la inhibición de la respiración celular de hongos filamentosos (Inouye et al., 1998). Sin
embargo se deben hacer más pruebas para confirmar estas observaciones.

Todo lo antes mencionado demuestra que es de gran importancia el estudio de las
propiedades biológicas y químicas del genero Bursera puesto que México es el centro de
diversificación de este, y en la cual conviven estrechamente con las diferentes culturas de
nuestro país. Particularmente en lo que respecta a B. morelensis son escasos los estudios
realizados, pudiendo ser una especie factible de ser empleada de una forma sustentable
dentro de la medicina tradicional en las diferentes comunidades en las que se presenta.
López H., L.R., 2011

CONCLUSIONES
El aceite esencial presentó, α- y β-felandreno, o-cimeno, isocariofileno y α-pineno
como principales constituyentes.
El aceite esencial de B. morelensis posee una actividad bactericida en V. cholerae
(caso clínico).
Las especies fúngicas mas sensibles al aceite esencial de B. morelensis fueron F.
moniliforme y R. lilacina
PERSPECTIVAS
Continuar con los estudios fitoquímicos con la finalidad de observar el sinergismo
en los compuestos presentes en el aceite esencial responsables de la actividad
biológica evaluada.
Realizar pruebasantimicrobianas con el aceite de diferentes órganos de la planta.
Realizar cortes histológicos que nos confirmen la presencia de aceite esencial en los
diferentes órganos probados de la planta.
Realizar un estudio espacio temporal para determinar si la época del año influye en
el rendimiento, composición química y actividad antimicrobiana del aceite esencial.

López H., L.R., 2011

APÉNDICE 1
Familia Burseraceae (Rzedowski, 1992)
Son árboles o arbustos, provistos de resina y a menudo de aceite esencial; hojas alternas,
por lo general imparipinnadas, algunas veces bipinnadas, trifolioladas o reducidas a un solo
foliolo, los foliolos laterales opuestos, comúnmente sin estípulas; inflorescencias axilares o
terminales, básicamente cimosas, pero a menudo paniculadas, pseudoracimosas o
fasciculadas, o bien las flores solitarias; flores casi siempre unisexuales (las plantas suelen
ser dioicas o polígamo-dioicas), pequeñas, actinomorfas, 3 a 5 (6)-meras; cáliz más o
menos cupuliforme, dividido en 3 a 5 (6) segmentos connados o casi libres, valvados,
contortos o abiertos en botón; pétalos 3 a 5 (6), rara vez ausentes, libres o en pocos casos
unidos para formar un tubo, contortos o valvados en botón; estambres dispuestos en 1 ó 2
verticilos, del mismo número que las divisiones del cáliz o más frecuentemente dos veces
más numerosas, por lo general estériles en las flores femeninas (que a menudo dan la
apariencia de ser hermafroditas), filamentos por lo común libres, insertos debajo o rara vez
sobre el disco, anteras biloculares, longitudinalmente dehiscentes, disco anular o
cupuliforme, a veces inconspicuo; pistilo 1, el ovario súpero, 2 a 5-locular y de otros tantos
carpelos, placentación axilar, óvulos 2 por cada lóculo, estilo corto o casi obsoleto, estigma
2 a 5-lobado; fruto más o menos drupáceo, el pericarpo por lo general carnoso, pero a
menudo finalmente dehiscente por medio de 2 a 5 valvas, huesos (endocarpios lignificados)
1 a 5, casi siempre monospermos y con frecuencia cubiertos por un pseudoarilo; semillas
sin endosperma, embrión por lo común derecho. Familia de unos 20 géneros y más de 600
especies, distribuidas en las regiones calientes del mundo, con mayor diversidad en
América tropical, en el norte y en el sur de África y en Malasia.

López H., L.R., 2011

APÉNDICE 2
Bursera morelensis Ramírez (Rzedowski, 1992)
Es un árbol dioico, hasta de 10 (13) m de alto, con abundante resina aceitosa con olor a
aguarrás en la corteza y en las partes verdes, glabro, aunque algunas porciones muy tiernas
cubiertas con papilas blanquecinas diminutas; tronco hasta de 40 cm 25 de diámetro, su
corteza externa rojiza, exfoliante en láminas delgadas; hojas de 5 a 11 cm de largo y 1.5 a
3.5 (4.5) cm de ancho, peciolo acanalado, de 1 a 2 cm de largo, foliolos (15) 33 a 45 (51),
raquis con alas inconspicuas, los foliolos sésiles o subsésiles, linear-oblongos a linear-
lanceolados, de 7 a 17 (22) mm de largo y (1.3) 1.6 a 2.5 mm de ancho, disminuyendo de
tamaño hacia los extremos de la hoja, ápice agudo, margen entero, la nervadura central
conspicua, las laterales poco marcadas, peciolo acanalado, de 1 a 2 cm de largo; catafilos
inconspicuos, pronto caedizos; las flores masculinas en inflorescencias racimosas o
paniculadas hasta de 5 cm de largo, provistas de bracteolas filiformes a subuladas, caedizas,
flores en su gran mayoría pentámeras, a veces algunas 3 ó 4-meras, lóbulos del cáliz
angostamente triangulares, de 0.7 a 1.3 mm de largo, agudos en el ápice, pétalos
amarillentos a verdosos o blanquecinos, oblongos a lanceolados, de 3 a 6 mm de largo,
cuculados, estambres todos aproximadamente al mismo nivel, filamentos de ±1 mm de
largo, anteras oblongas, de 1.5 a 2 mm de largo; las flores femeninas por lo común
solitarias, a veces por pares o en una panícula corta, por lo general trímeras, a veces algunas
4 ó 5-meras, similares en forma y tamaño a las masculinas, anteras de los estaminodios de
±1 mm de largo, ovario trilocular; pedúnculos en fruto notablemente engrosados y
encorvados, “drupa” trivalvada, oblicuamente ovoide, de 5 a 10 mm de largo y 4 a 6 mm de
ancho, más o menos pronunciadamente apiculada, el hueso recubierto totalmente por un
pseudoarilo amarillo.

Este árbol es un componente ocasional del bosque tropical caducifolio, pero en la región de
la Flora más frecuentemente forma bosquetes o se presenta en forma aislada en medio del
matorral xerófilo, sobre todo en laderas de pendiente pronunciada de cañadas profundas,
preferentemente de exposición sur. De una Altitud 600-1500 msnm. Florece de abril a
junio. Permanece con follaje de mayo a noviembre (diciembre). La especie es muy común
López H., L.R., 2011

en la parte oriental de la depresión del Balsas, extendiéndose hacia los valles de los ríos
Tehuantepec y Papaloapan; también reaparece en forma dispersa en los cañones de muchos
de los afluentes del río Pánuco. San Luis Potosí, Guanajuato, Querétaro, Hidalgo, México,
Morelos, Puebla, Guerrero, Oaxaca.

López H., L.R., 2011

A
PÉ
N
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la
fa
m
ili
a
B
ur
se
ra
ce
ae

López H
., L.R
., 2011

3
7

aislados de la
cOl1eza y su
actividad
biológica
Efecto
antiinflanla-
torio y
compOSlClOn
qmnuca
y
c0i1eza etanólico
Ramas secas Hidroalcohólico y
aceite esencial
extracto tiacClones de Blfrsera
graveolms presentaron efecto inhibitorio frente
S. nl/rmsy B. sl/blilis. La fi"a cción de acetato de
etilo de la c0i1ezas mostró mayor actividad fi"ente
a S. nl/rel/s a una concentración de 150 mg/mL.
La CM! para el extracto etanólico de hojas fi"ente
aS. nl/rel/s fue de 160 mg!mL, mientras que para
el de cOl1eza fue de 190 mg!mL. La CM! del
extracto etanólico de hojas fue de 170 mg!mL y
la de c0i1eza de 180 mg/mL contra el B. sl/btilis.
Las CM! de las diferentes fi"acciones fueron de
50 mg/mL. La actividad antiintlamatoria se le
atribuye a la presencia de ácidos tritel}Jénicos
presentes en esta fracción y que fueron aislados
de este estudio.
Presencia de aceites esenciales, tritel}Jenos-
esteroides, compuestos fenólicos, tlavonoides,
quinonas, antocianiclinas, saponinas y
compuestos reductores. Se determinó la
estmcnuas de 11 componentes del aceite esencial
extraido. El sesquitel}Jeno denominado
viriditlorol resultó el componente mayoritario
con 70,82 %, este compuesto se reporta por
primera vez en esta especie. El extracto
hiclroalcohólico (25 ¡tL a cada lado de las orejas
tratadas) inhibió significativamente la
inflamación comparado con la bencidamina.
Manzano, et al. , 2009
López H
., L.R
., 2011

3
8

quimica de
aceite
esencial
Aislaron seis
Flavonoides
Relación de
terpenos,
morfología y
distJibución .
Antiintlama -
tolio
Ramillas
Hojas, tallos y
senúllas
Hojas
Extracto
etanólico
Destilado
ExtJ·acto hexánico
Los compuestos encontraclos en
limoneno (48 .3%), óxido de caliofileno (13 .6%)
y trans-cmiofileno (8 .1 %). En tallos fueron
limoneno (42 .1 %), mirceno (19 .8%) y
mentofurano (14 . 7%)
Se aislaron 6 tlavonoides los cuales son
8-(3 "-hidroxi -3 "-metilbutil)-5, 7,4' -
tJihidroxidihiclrotlavonol: 6",6"-
climetildihidropirano (2 ",3": 7 ,8)-5.4 '-
cWlidroxiclihidrotlav onol; 8-(3 "-Ilidroxi -3"-
metilbutil)-5, 7.4 ' -tlilliclroxitlavonoL 6",6" -
climetilclihidropirano (2 ",3": 7 ,8)-5.4 '-
clihidroxitlavonol; 8-(y,y-dirnetilalil)-5,7 ,4' -
tlihidroxytlavonol y dos nuevos compuestos 8-
(y,y-dimetilalil)-5,7,4' -tJihidroxidihiclrotlavonol
yel 5 "-isopropenilclihidrofürano-(2 ",3": 7 ,8)-
5,4 ' -dihidroxidihichotlavonoL
La similitud entre las poblaciones de este a oeste
se debe a la intluencia selectiva paralela y
contemporánea y no por las relaciones cercanas
Elextracto muestra una potente actividad
an tiintl ama t olia
Leyva et 200 7
Souza et aL, 1989
Mooney y Emboden,
1968
Abad et aL, 1996
López H
., L.R
., 2011

3
9

C0I1eza n-hexano, Tuvo actividad antibacterial en bacterias Gram Camporese et al. , 2003
clorofórmico y negativas como Esc¡'erichia colf y Pselldolllonns
metanol ner llgillosa.
Antiinflallm- Hojas Extracto El extracto hex<Ínico y las fracciones mostraron Can etero et al. , 2008
tOli o hexánicoy una actividad antiinflamatOli a, las fi-acciones "a"
fi:acciones y "e" mostraron una alta actividad
antiinflalnaforia, se aislaron y caracterizaron los
siguientes compuestos: 3-metileno-7 JI , 15-
tlimetilllexadecaJ10-
I-eno (neofitaclieno) (l): ergost-5 -en-3 ~ -01 (2);
248-s tiglllast-5,22E-dien-3 ~ -01 (3); 248-
stiglllast-5 -en-3 ~ -01 (4) Y CI,-amüina (5),
Compuestos C0I1eza Extracto Rica en compuestos fenólicos buena fuente de Malclini et al. , 2009
fenólicos metanólico lignanos como ~-pelt a tina -O-~ -D-
glucopiranoside, hinokinina y bmsehemina y tres
compuestos nahlrales, 3 ,4-climetoxifenil-I-O-~-
D-( 6-sulfo )-glucopiranosido, 3,4 ,5-himetoxifenil
I-O-~-D-(6 -sulfo)-glucopiranosido y 3,4-
dihidroxifeniletanol-I-O-~-D-( 6-5Ulfo)-
glucopiranosido
Antiinflamat Hojas Extracto Buena actividad antiinflamatOli a Noguera et al. , 2004
on o hexilJlico y
frélcciones
López H
., L.R
., 2011

4
0

Antiintlall1at C0l1eza Haxánico, Una buena actividad antiintlall1atOlia , el extracto Sosa et al , 2002
0 110 clorofónllico y clorofórmico anojó los principales resultados .
metanólico
Antibacterial Hojas, tallo y Extracto Presenta una buena actividad antibacterial contra Yaslmaka et al., 2005
ramillas ll1etanólico Sfap/¡rloeoeells allrellS, y moderada en contra de
Ese/¡ eric/¡ia eoh .
Metabolitos Órganos Extracto En tallos, fi11tos y semillas, todos los metabolitos Castillo, et al , 2007
Secundarios aereos y etanólico secundarios (MS) estaban presentes, excepto los
reSlnas tlavonoides ; en las hojas se detectaron alcaloides,
aceites esenciales, polifenoles y taninos y, en las
resinas} los alcaloides y los aceites esenciales .
Los MS detectados, guardan una estrecha
relación con los usos dados en la medicina
popular y la industria.
Componen- Raíz Extracto Se aislaron 12 compuestos, incluyendo Jutiviboonsuk et al ,
tes metanólico burselignano, bursefenilpropano, y 2005
Bioactivos burseneolignano. De los 12 compuestos el (mico
que exhibe actividad citotóxica es 4-
demetildesoxipodofillotoxin en contr'a de las
lineas celulares KB, Col 2 y LNCaP
An álisis Hojas, fi1¡(0, Aceite esencial Los compuestos qlúmicos dominantes en la Guzmán y Sánchez,
morfológico láminas y c0l1eza 2004
y fi toquimico corteza son mono y clitervenos
López H
., L.R
., 2011

4
1

Bioinsectici- Hojas y tallos Hexánico,
da acetónico y
metanólico
Análisis Hojas Acetato de etilo
quinúco de
reSina COUlO
defensa y
contradefen-
sa de
escara bajos
CliSOllldiclos
Estudio
quinúotaxo-
1l0 IlUCO,
llueva sp. de
ongen
lúblido
C0l1eza Aceite
Presentan actividad anti Cllimentmia, así COlno
insecticida . Asi como defollllidad en pupas y
adultos
Se encontró 111<1 5 resina en BlIrsern
sc¡'/ec¡'telldalii, que en B. biflora, los
escarabajos usan como defensa los componentes
que hay en la hoja,
B. lIIenl'(11I0mW, es lUla especie que tanto por sus
caractelisticas morfológicas como por la
composición de sus tel}Jelloides, muestra ser de
origen lúblido a pm1ir de B. !IIore/ellsis Ranúrez
y B. sc/'¡ec¡'twdalii Engl.
Aldana et al. , 20 10
Evans el al, 2000
RzedolYski, 1988
López H., L.R., 2011

Figura 10: Ubicación geográfica del poblado de San Rafael
APÉNDICE 4.
Zona de colecta
La especie Bursera morelensis se colectó en el poblado de San Rafael, municipio de
Coxcatlán, que se localiza al sureste de Tehuacán, en el valle de Tehuacán-Cuicatlán, entre
18°12’ y 18°14’ de latitud norte, así como 97°07’ y 97°09’ de longitud oeste, con un rango
de altitud de 957 a 1400 m.s.n.m. (Figura 1).

Clima
El clima es de tipo Bs (h’) w” (w) de acuerdo con la clasificación de Koeppen, modificado
por García (1981), el cual corresponde a un tipo seco o árido con lluvias en verano y
temperatura media anual de 22 °C, variando entre 25 °C en abril y mayo, y 18 °C en enero
(Medina, 2000). Valiente (1991) calcula una precipitación anual de 364.6 mm para la zona;
cerca de los 386.57 mm registrada en 1988 en la estación climática Tilapa, situada a 3.25
López H., L.R., 2011

Km al sur de la zona de estudio. En 1998 los 763.7 mm de precipitación casi duplicaron el
promedio anual, concentrándose en los meses de junio a noviembre.
Hidrografía
El sureste de Puebla se encuentra irrigado por el Río Salado. La parte sur del Valle de
Tehuacán-Cuicatlán es drenado por el Río Grande o Tomellín, que fluye al norte desde
Oaxaca; uniéndose cerca de Quitepec los dos forman el Río de Santo Domingo, el cual
corta la Sierra Madre de Oaxaca en dirección este y eventualmente se vuelve el Río
Papaloapan. El Río Tehuacán encuentra su camino al oeste del Cerro Colorado, para entrar
en el Valle de México cerca de San Diego, Chalma. Este pequeño río el cual se convierte en
el Río Salado, se une por un número de cortas ramificaciones alcanzando la Sierra Madre
de Oaxaca en el noreste (Salcedo-Sánchez, 1997).
Edafología
El origen del suelo data del periodo Cuaternario, era Cenozoica. Los suelos en las regiones
están pobremente desarrollados y pueden ser divididos en dos grandes tipos: regosoles,
predominantemente calcáreos y regosoles éutricos y xerosoles, predominantemente
xerosoles háplicos.
Vegetación
La vegetación predominante es un bosque tropical caducifolio, donde Escontria chiotilla
(F. A. C. Weber) Rose y Pachycereus weberi (J. Coulter) Backeberg son particularmente
abundantes (Valiente-Banuet et al., 2000). Fernández (1999), reconoció por nivel
topográfico los siguientes tipos de vegetación en San Rafael: Cordonal de Pachycereus
weberi (J. Coulter) Backeberg, que se caracteriza por el predominio de cactáceas
columnares (cardones).

Chiotillal de Escontria chiotilla, en el nivel próximo al cauce del río, sobre niveles de
terreno de 0.7 a 1.5 m por encima del nivel basal de esta región, con una alta densidad
arbustiva.

Cuajiotal con especies dominantes como Bursera morelensis Ramírez, Mimosa polyantha
(Brandegee), Fouqueiria formosa (Kunth), así como arbustos y hierbas como Sanvitalia
fructicosa (Helms), localizada aproximadamente a 1.5-3.5 m por encima del nivel basal.
López H., L.R., 2011

Fouqueria con especies dominantes como Fouqueria formosa, Bursera aptera (Ramírez),
Mimosa polyantha, Ceiba parvifolia (Rose), Manihotoides pasiflora (Brandegee), Senna
wisliseni (DC), Mimosa luisiana (Brandegee) y Sanvitalia fructicosa. Localizada en el nivel
más alto, de 3.5 a 5 m por encima del nivel basal. La densidad de plantas en los estratos
arbustivos y herbáceos es muy baja, dominado en su totalidad por Sanvitalia fructicosa.

En un estudio etnobotánico realizado en San Rafael (Rosas, 2003), se determinó un total de
374 especies pertenecientes a 249 géneros y 87 familias botánicas, de las cuales 368
especies fueron registradas con uno o más usos (18% son usadas como plantas
medicinales). Las familias con un mayor número de especies fueron Asteraceae, Cactaceae,
Solanaceae, Araceae y Euphorbiaceae, que corresponden a las familias más representativas
del Valle de Tehuacán-Cuicatlán.
La población.
La comunidad de San Rafael, es relativamente joven. Se fundó a principios del siglo XX y
cuenta con 298 habitantes (151 mujeres y 147 hombres) (Secretaría de Salud, 2001). La
mayor parte de la población actual es nativa de San Rafael y la actividad económica más
importante es la agricultura,cuyo principal ingreso proviene del cultivo de la caña de
azúcar. También se dedican a la cría de ganado caprino, la recolección de frutos, semillas,
leña y madera para diversos fines (Rosas, 2003).
López H., L.R., 2011

APENDICE 5
Método de Arrastre de vapor (Domínguez, 1973).
El aceite se obtuvo a partir del material fresco; este método utiliza una de las característica
de los aceites esenciales que es de presentar bajas presiones de vapor y por tanto pueden ser
arrastradas por sustancias que poseen presiones de vapor más altas. Se puede destilar por
arrastre de vapor continuo de 100 a 500g de la planta fresca.

Después se depositaron en un matraz de
fondo redondo de 500mL. El matraz se
colocó en una mantilla de calentamiento
eléctrica. Se montó el sistema de
refrigeración. Se esperó a que hirviera
ligeramente y se recolecto el aceite
esencial.
López H., L.R., 2011

APÉNDICE 6
Método de difusión en agar de Kirby-Baüer (Vanden Berghe y Vlietinck, 1991).
Este método se utilizó para evaluar cualitativamente la actividad del aceite esencial, sobre
cepas de bacterias.
Medio: Para los ensayos de las cepas bacterianas se utilizó agar Müeller-Hinton. Es
importante que el medio alcance en la placa un espesor uniforme de 4 mm. Si es
más fino, los antibióticos tienden a difundir más en dirección lateral aumentando el
tamaño de las zonas de inhibición; un agar de más de 4 mm de espesor produce una
mayor difusión del antibiótico hacia abajo, con tendencia a estrechar artificialmente
las zonas de inhibición.
Aplicación de sustancias: Se utilizaron sensidiscos de 5 mm de diámetro hechos de
papel Whatman del N° 5. Para llevar a cabo la prueba de susceptibilidad, los discos
se impregnaron con el aceite esencial a evaluar y se colocaron manualmente sobre
la superficie del agar, utilizando una pinza estéril.
Preparación de las muestras: Los sensidiscos se impregnaron, en el momento de
colocarlos sobre el agar, para evitar la evaporación, con el aceite hasta llegar a la
concentración deseada de sustancia (2 mg) por disco.
Control positivo: Se evaluó la sensibilidad de las cepas experimentales con
sensidiscos para la bacteria con 25 µg de cloranfenicol.
Incubación: Las bacterias fueron cultivadas en una caja de Petri con 20 mL de agar,
se colocaron en una incubadora (aparatos de laboratorio E-51 con termostato) a
36°C, sin mayor tensión de CO2.
López H., L.R., 2011

APÉNDICE 7
Técnica de dilución en caldo (Koneman, 1985)
Determinación de la CMI Y CBM.
La técnica de dilución en caldo sigue el mismo principio que el método de dilución en agar,
excepto que la susceptibilidad de los microorganismos a los antimicrobianos se determina
en una serie de tubos con la concentración deseada del compuesto a probar.

Se preparó una suspensión de microorganismos con un asa de siembra estéril tocando las
superficies convexas de 4 o 5 colonias de los microorganismos a ensayar. Se sumergió el
asa en 10 mL de caldo Müller-hinton (bacterias), se enjuagó bien en el líquido para
descargar todo el material y luego se retira el asa de siembra. Se Incubo el tubo de cultivo a
37 °C durante aproximadamente 24 horas, o hasta que la turbidez del medio fue equivalente
al estándar N° 0.5 de McFarland. Esto equivale a una concentración de aproximadamente
1.5 x 108 microorganismos/mL, de esta suspensión se tomaron 6µL y se le adicionaron en
los microtubos de centrífuga previamente estériles, y alicuotados con el agar caldo M-H,
que contiene el tween y el aceite, obteniéndose así una concentración de 105
microorganismos/mL.

Las disoluciones antimicrobianas de trabajo se prepararon diluyendo el aceite en el caldo
Müeller-Hinton, con ayuda de Tween 80 a una concentración final de 0.05% v/v (Hammer
et al., 2003), según las concentraciones deseadas (125, 250, 500, 1000, 2000, 3000 y 4000
µg/mL). Previamente el agar se esteriliza en tubos de ensayo de 27mL con tapa de rosca o
con tapones de algodón. Se coloca el Tween y luego la cantidad necesaria del aceite para
obtener la concentración requerida. Luego se pasan 500 µL de este agar caldo, a microtubos
de centrifuga de 0.6 ml previamente estériles y etiquetados, y se les coloca la concentración
de bacteria.

Se incubó por 24 horas a 37°C, pasado este tiempo se le añadió 50 µL de una solución de
cloruro de tetrazolio al 0.08% a cada tubo, se incubó por 30 minutos más a 37°C. En los
tubos donde se desarrolló el organismo, el colorante es reducido a formazan de color rojo,
López H., L.R., 2011

produciéndose un botón rojo en el fondo del tubo. Donde no hay desarrollo de las bacterias,
la solución permanece clara.

López H., L.R., 2011

APÉNDICE 8
Actividad del aceite esencial sobre la cinética del crecimiento bacteriano (Muroi et
al., 1993).
Se preparó un tubo con 15 mL de caldo Müeller-Hinton, por lo menos para cada una de las
concentraciones a evaluar del aceite esencial (1/2 CMI, CMI, CBM), para el muestreo
desde el tiempo cero y después a intervalos de una hora durante los cuatro primeros
tiempos, después durante dos horas, durante 5 horas y finalmente a las 12 y 24 horas.
Además se preparó y rotuló un tubo de 15 mL de caldo Müeller-Hinton sin antídoto que
sirve como control del desarrollo.
Se preparó el inóculo con aproximadamente 1x108 microorganismos/mL en un tubo de
ensayo con 10 mL de caldo Müeller-Hinton 24h antes de la prueba.

A cada tubo de 15 mL de caldo Müeller-Hinton previamente estériles se le agregó 15 µL de
tween al 0.05% v/v, en condiciones de esterilidad. Posteriormente se colocarón las
concentraciones correspondientes para cada tubo. Se inoculó con ayuda de una micropipeta,
15 µL de la suspensión de microorganismos, en los tubos de 15 mL que contenían el tween
y el aceite esencial, estos tendrán la concentración de CMI y sus múltiplos medios; esto es,
la mitad del CMI y CBM. En microtubos de centrifuga de 1.6 mL previamente estériles y
etiquetados se colocan 1.5 mL de el caldo con el tween, los microorganismos y la
concentración de aceite correspondiente, por cada uno de los tiempos a evaluar. La
concentración final es de aproximadamente de 1x105 microorganismos/ mL de caldo en
cada microtubo. Se incuba en una estufa sin una presión de CO2

Se graficó el logaritmo del número de sobrevivientes en el eje de las “Y” contra el tiempo
de incubación en el eje de las “X”, para determinar el número de impactos necesarios para
que se produzca la muerte de los microorganismos, se prolonga la zona lineal de la curva de
supervivencia hasta su intersección con el eje de las ordenadas (Davis et al., 1996).
López H., L.R., 2011

APÉNDICE 9
Inhibición del crecimiento radial (Wang y Bun, 2002).
Método Cualitativo
El ensayo contra hongos filamentosos se llevó a cabo en cajas Petri (100 X 15 mm) que
contenían 20 mL de agar de papa dextrosa, en el cual se inoculó un botón de 5 mm de
diámetro del micelio del hongo. Después que el micelio se desarrollo, se colocaron discos
previamente impregnados con el aceite esencial, la preparación de los discos es igual a la
técnica de difusión en agar. Los discos se colocaron a una distancia de 30 mm del límite
miceIial.

Incubación: Las placas fuero incubadas a 23 °C durante 72 horas hasta
que el crecimiento micelial se haya desarrollado.
Controles positivos: Se evaluó la sensibilidad de las cepas
experimentales con sensidiscos de 7µg/disco de Ketoconazol.
Interpretación de resultados: En el caso de existir zonas de inhibición se
reportó el extracto como activo, en todos los casos esta prueba se hace
por triplicado.

Método Cuantitativo:
El ensayo contra hongos filamentosos se llevó a cabo en cajas de cultivo de 24 pozos, que
contenían 1 mL de agar papa dextrosa en cada pozo, con las siguientes concentraciones del