Diversidad-de-hongos-endofitos-en-Brosimun-alicastrum-Swartz-Moraceae-y-Hampea-trilobata-Stanley-Malvaceae-en-la-reserva-de-la-biosfera-de-Calakmul-Campeche-Mexico

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DIRECTOR DE TESIS: DR. JOAQUÍN CIFUENTES BLANCO 
 
UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
POSGRADO EN CIENCIAS 
BIOLÓGICAS 
 
Facultad de Ciencias 
 
DIVERSIDAD DE HONGOS ENDÓFITOS EN Brosimun 
alicastrum SWARTZ (MORACEAE) Y Hampea trilobata 
STANDLEY (MALVACEAE) EN LA RESERVA DE LA 
BIOSFERA DE CALAKMUL, CAMPECHE, MÉXICO. 
T E S I S 
QUE PARA OBTENER EL GRADO ACADÉMICO DE 
 
MAESTRA EN CIENCIAS BIOLÓGICAS 
(SISTEMÁTICA) 
 
MARIANA DEL OLMO RUIZ 
 
MÉXICO, D.F. JUNIO, 2006 
P R E S E N T A 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Esta tesis fue realizada bajo la dirección del Dr. Joaquín Cifuentes Blanco en conjunción 
con el comité tutoral integrado por el Dr. Miguel Armando Ulloa Sosa y la Dra. María Del 
Carmen Auxilio González Villaseñor. 
 
Fue financiada por el Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACyT), la 
Dirección General de Estudios de Posgrado de la Universidad Nacional Autónoma de 
México (DGEP) y el proyecto DGAPA IN209605-3. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A mi madre, 
mis hermanos, 
y mis amigos, 
pero especialmente 
a ti... papá. 
 
 
 
 
AGRADECIMIENTOS. 
 
 
 
 
A la M. en C. Guadalupe Vidal Gaona por toda la ayuda brindada durante el desarrollo 
de esta investigación, y por el apoyo incondicional en aspectos académicos y 
personales. 
 
 
 
Al Dr. Joaquín Cifuentes Blanco por el interés que siempre mostró hacia esta 
investigación. 
Al Dr. Miguel Ulloa Sosa y a la Dra. María Del Carmen Auxilio González Villaseñor por 
las críticas y sugerencias realizadas al trabajo a lo largo de todo el proceso de 
elaboración. 
Al Dr. Teófilo Herrera Suárez y la Dra. Concepción Toriello Nájera por sus valiosos 
comentarios en la revisión de esta tesis. 
A la Dra. Margarita Villegas Ríos por la amistad incondicional que siempre me ha 
brindado. 
Al Dr. Sigfrido Sierra por la disposición que siempre tiene para ayudar a los demás. 
A Samuel Aguilar por su apoyo en la conclusión de este trabajo. 
A todos los integrantes de la sección de micología de la Facultad de Ciencias, en 
especial a Magda, Lilia, Sandra, Itzel y Juan. 
A mis amigos especialmente a Mariana, Julieta, Jorge y Uri. 
A mi familia, principalmente a Adriana, Tiara, Rosi y José. 
 
 
 
 
A Ezequiel Valdivia por todos los momentos compartidos y por la ilusión de seguir 
andando el mismo camino. 
 
 4 
 
TABLA DE CONTENIDO. 
RESUMEN. 6 
ABSTRACT. 7 
1. INTRODUCCIÓN. 8 
1.1 DEFINICIÓN DE HONGOS ENDÓFITOS. 8 
1.2 FORMAS DE PENETRACIÓN EN LOS HOSPEDEROS. 9 
1.3 PATRONES DE INFECCIÓN DE LOS HONGOS ENDÓFITOS. 9 
1.4 MÉTODOS DE ESTUDIO. 10 
1.5 DIVERSIDAD TAXONÓMICA DE LOS HONGOS ENDÓFITOS. 11 
1.6 DIVERSIDAD DE HOSPEDEROS DE HONGOS ENDÓFITOS. 11 
1.7 ENDÓFITOS DE PASTOS. 12 
1.8 ENDÓFITOS DE OTRAS PLANTAS. 14 
1.9 PAPEL DE LA DIVERSIDAD ENDOFÍTICA EN LA DIVERSIDAD FÚNGICA TOTAL. 17 
2. ANTECEDENTES. 18 
2.1 HONGOS ENDÓFITOS DE PLANTAS LEÑOSAS PROVENIENTES DE DIVERSAS 
REGIONES. 18 
2.2 ENDÓFITOS ASOCIADOS A PLANTAS TROPICALES DE TODO EL MUNDO. 18 
2.3 INVESTIGACIONES REALIZADAS EN MÉXICO SOBRE HONGOS ENDÓFITOS. 21 
2.4 ESTUDIOS DE MICROMICETOS ASOCIADOS A LA VEGETACIÓN DE LA RESERVA DE 
LA BIÓSFERA DE CALAKMUL. 21 
3. JUSTIFICACIÓN. 21 
4. OBJETIVOS. 22 
5. ZONA DE ESTUDIO. 23 
5.1 UBICACIÓN DE LA RESERVA. 23 
5.2 UBICACIÓN DE LAS LOCALIDADES. 24 
5.3 CARACTERÍSTICAS FISIOGRÁFICAS. 24 
5.4 VEGETACIÓN. 26 
5.5 CARACTERÍSTICAS DE LAS ESPECIES DE ÁRBOLES ELEGIDAS. 27 
6. MATERIALES Y MÉTODOS. 30 
6.1 RIQUEZA DE ESPECIES, FRECUENCIAS DE COLONIZACIÓN Y COMPARACIÓN DE 
LAS COMUNIDADES FÚNGICAS. 30 
6.2 TÉCNICAS HISTOLÓGICAS PARA EVIDENCIAR EL CRECIMIENTO DE LAS HIFAS EN 
LOS TEJIDOS VEGETALES. 34 
7. RESULTADOS. 36 
 5 
7.1 RIQUEZA DE ESPECIES. 36 
7.2 FRECUENCIAS DE COLONIZACIÓN. 43 
7.3 COMPARACIÓN DE LAS COMUNIDADES FÚNGICAS. 44 
7.4 TÉCNICAS HISTOLÓGICAS PARA EVIDENCIAR EL CRECIMIENTO DE LAS HIFAS EN 
LOS TEJIDOS VEGETALES. 45 
8. DISCUSIÓN. 47 
8.1 RIQUEZA DE ESPECIES. 47 
8.2 ESPECIES ENCONTRADAS. 47 
8.3 FRECUENCIAS DE COLONIZACIÓN TOTAL. 54 
8.4 FRECUENCIAS DE COLONIZACIÓN POR MUESTREO. 55 
8.5 FRECUENCIAS DE COLONIZACIÓN POR SEGMENTOS. 56 
8.6 COMPARACIÓN DE LAS COMUNIDADES FÚNGICAS. 56 
8.7 TÉCNICAS HISTOLÓGICAS. 57 
9. CONCLUSIONES. 58 
10. LITERATURA CITADA. 59 
11. ANEXO. 68 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RESUMEN. 
Este trabajo tuvo como objetivo principal conocer la diversidad de hongos endófitos 
presentes en las hojas de Brosimum alicastrum Swartz y Hampea trilobata Standley en 
la Reserva de la Biósfera de Calakmul, Campeche, México. Se realizó un muestreo 
preliminar y tres definitivos en dos localidades de la Reserva, en las que se eligieron 10 
individuos de cada especie de árbol y a partir de donde se colectaron hojas sanas que 
fueron transportadas al laboratorio. A partir de las hojas se tomaron segmentos de 5 
mm de diámetro que fueron esterilizados superficialmente con hipoclorito de sodio y 
fueron sembrados en dos medios de cultivo distintos. De las colonias aisladas se 
obtuvieron listas de especies, datos sobre frecuencias de colonización de cada cepa y 
coeficientes de similitud de Sorenson entre comunidades fúngicas aisladas de las dos 
especies vegetales y entre muestreos. De manera adicional se realizó un estudio 
histológico cuyo objetivo fue probar algunas de las técnicas publicadas para evidenciar 
a los hongos endófitos dentro del tejido del hospedero, y proponer la más adecuada 
para las especies vegetales evaluadas. De los cuatro muestreos se obtuvieron 690 
cepas que correspondieron con 150 taxones distintos, divididos en 126 morfotaxones, 1 
micelio con fíbulas y 23 especies reconocidas de las cuales 7 son nuevos registros para 
México y 9 fueron encontradas por primera vez como endófitos a nivel mundial. Con 
respecto a los datos de frecuencia, el 25.56% de los segmentos sembrados de hojas de 
Brosimum alicastrum estuvieron colonizados por hongos endófitos y la especie más 
frecuente fue Colletotrichum gloeosporioides, mientras que en Hampea trilobata la 
frecuencia de colonización fue del 29.33% y la especie más frecuente fue Acremonium 
sp. De los 150 morfotaxones encontrados, 44 fueron exclusivos de Brosimum 
alicastrum, 79 de Hampea trilobata y 27 estuvieron presentes en ambas especies. El 
coeficiente de similitud de Sorenson tuvo un valor de 0.44. La técnica histológica que 
tuvo buenos resultados en Hampea trilobata fue la obtención de epidermis y tinción 
mediante una solución de rosa de bengala, así como la de aclaración de tejido con KOH 
y tinción con una solución de tinta Sheaffer y vinagre blanco. De acuerdo con los 
resultados, el patrón de colonización de hongos endófitos en el tejido foliar de esta 
especie es localizado, lo cual concuerda con el patrón de colonización de endófitos en 
plantas de zonas tropicales de todo el mundo. 
 
 
 
 
ABSTRACT. 
The main objective of this research was to know the diversity of endophytic fungi in the 
leaves of Brosimum alicastrum Swartz and Hampea trilobata Standley, two woody trees 
from the CalakmulBiosphere Reserve in Campeche, Mexico. A preliminary and three 
definitive samplings were done in two points of the Reserve, where 10 individuals of 
each species were chosen and from where the healthy leaves were taken. 5 segments 
(5 mm diameter) from each leave were excised, sterilized with sodium hypochlorite and 
placed in two different culture media. The isolates were counted and determined. From 
all samplings 690 strains were obtained that corresponded with 150 different taxa, 
divided in 126 morphospecies, 1 mycelium with clamp connections and 23 determined 
species of which 7 were new records for Mexico and 9 were found for the first time as 
endophytes. The frequency data showed that 25.56% of the Brosimum alicastrum foliar 
segments were colonized by endophytic fungi and the most frequent species was 
Colletotrichum gloeosporioides, while in Hampea trilobata the colonization frequency 
was of 29.33% and the most frequent species was Acremonium sp. From the 150 
morphospecies found, 44 were exclusive of Brosimum alicastrum, 79 of Hampea 
trilobata and 27 were present in both species. The Sorenson similarity coefficient had a 
value of 0.44. 
 
1. INTRODUCCIÓN. 
1.1 DEFINICIÓN DE HONGOS ENDÓFITOS. 
“Los biólogos que realizan colectas de especímenes vegetales en el campo, cada vez 
están más conscientes de que no se llevan únicamente a la planta, sino además al 
conjunto de células fúngicas1 contenidas dentro de los tejidos vegetales”, así lo expresó 
Wilson en 1993, para evidenciar la importancia de un tipo particular de hongos llamados 
endófitos que reside completamente dentro de las plantas y puede estar asociados a las 
raíces2, los tallos, la corteza, las hojas o las flores. Estos hongos tienen la particularidad 
de no causar síntomas externos en sus hospederos, es decir, que las plantas que los 
contienen aparentemente están sanas por lo menos en una parte de su ciclo de vida 
(Petrini, 1991; Bills, 1996; Sinclair y Cerkauskas, 1996; Saikkonen et al., 1998; Schulz et 
al., 1999). 
Esta definición describe una infección asintomática en un momento particular, 
pero no especifica el papel que el hongo tiene en el hospedero, si la relación que han 
establecido vaya a cambiar en un periodo posterior (Schulz et al., 1999), ni el grupo de 
hongos que está involucrado, de hecho los endófitos, pueden incluir a una amplia 
variedad de especies con hábitos distintos que van desde los hongos epífitos comunes, 
los patógenos latentes, los patógenos facultativos, los que presentan por lo menos una 
capacidad limitada para persistir dentro de tejidos vegetales (Bills, 1996), los que 
pueden permanecer en dichos tejidos durante lapsos muy largos (Schultz y Boyle, 
2005), y hasta los saprobios que ocupan los horizontes superiores de la hojarasca (Bills, 
1996). 
Con respecto al papel que los endófitos tienen en sus hospederos, se ha visto 
que éstos se comportan como 1) patógenos cuando se rompe el equilibrio entre la 
virulencia fúngica y la defensa de la planta (Schulz et al., 2002), 2) como mutualistas en 
donde los hongos obtienen nutrimentos y protección y a cambio brindan resistencia 
contra condiciones abióticas y bióticas adversas (Sinclair y Cerkauskas, 1996), 3) como 
comensales (Rodriguez et al., 2005) y 4) como saprótrofos que abandonan la latencia 
 
1 Actualmente sabemos que además de las células fúngicas podemos encontrar varios 
tipos de células bacterianas (Arnold y Lewis, 2005). 
2 Los endófitos usualmente aparecen en tejidos vegetales aéreos, pero ocasionalmente 
en raíces, y se distinguen de las micorrizas por carecer de hifas externas o mantos 
(Saikkonen et al., 1998). 
 
cuando se desencadena el proceso de senescencia en los tejidos vegetales (Petrini, 
1991). 
Sin embargo, estudios recientes indican que las simbiosis con hongos no se 
pueden restringir a un estilo de vida específico (por ejemplo mutualismo, comensalismo 
o parasitismo), sino que pueden pasar de una categoría a otra en respuesta a varios 
factores como mutaciones simples en genes fúngicos, cambios en las condiciones 
ambientales e interacciones bioquímicas y/o moleculares entre el endófito y su 
hospedero (Rodriguez et al., 2005) 
1.2 FORMAS DE PENETRACIÓN EN LOS HOSPEDEROS. 
Aunque existen diferentes mecanismos por los cuales los endófitos pueden llegar al 
interior de los tejidos vegetales, la manera más común es mediante el paso de la 
condición epifítica a la endofítica, en donde algunos hongos que se encuentran en la 
superficie de las plantas, bajo condiciones ecológicas y climáticas adecuadas pueden 
penetrar en el tejido hospedero, y así protegerse de las condiciones ecológicas 
adversas (desecación e irradiación) y de la competencia con otros organismos (Petrini, 
1991). En esta transición, el primer punto de contacto se establece entre los propágulos 
fúngicos y la cutícula de la planta, en donde se pueden dar mecanismos de 
reconocimiento físicos y/o químicos (si es que el endófito posee cierta especificidad de 
hospedero; Peters et al., 1998) que facilitan la adhesión de las esporas, su germinación 
y la penetración de las hifas (Beattie, 2002). 
Por su parte las hifas pueden penetrar: 1) a través de estomas; 2) heridas; 3) por 
las paredes anticlinales entre las células epidérmicas (tomando ventaja de las cutículas 
comúnmente más delgadas y capas pécticas más gruesas); 4) directamente en una 
célula epidérmica; o 5) por el producto de una célula epidémica por ejemplo un nectario 
o un tricoma (Juniper, 1991). En las dos primeras opciones probablemente no haya 
reacción de la planta, mientras que en las últimas tres, ésta puede responder 
desencadenando la formación de barreras físicas o químicas que involucren 
substancias fungitóxicas, fitoalexinas o barreras de calosa (Juniper, 1991). 
1.3 PATRONES DE INFECCIÓN DE LOS HONGOS ENDÓFITOS. 
Una vez que han ingresado a los tejidos internos del hospedero, los endófitos muestran 
patrones de colonización particulares que dependen totalmente de las especies de 
endófitos y de hospederos que participen, pero en general se pueden reconocer dos 
tipos: 1) la colonización localizada como en el caso de Stagonospora innumerosa Sacc. 
que es un endófito común de hojas de Juncus effusus L. y que coloniza únicamente el 
lumen de algunas células epidémicas dejando intactas a las células adyacentes (Cabral 
et al., 1993), y 2) la colonización sistémica que consiste en el crecimiento intercelular 
del micelio y que resulta en plantas completamente infectadas como es el caso del maíz 
con Beauveria bassiana (Bals.) Vuill. (Arnold y Lewis, 2005). 
1.4 MÉTODOS DE ESTUDIO. 
En la práctica, las mejores pruebas para evidenciar los patrones de colonización de los 
endófitos en tejidos vegetales, se obtienen mediante la observación microscópica 
directa y la utilización de técnicas histológicas (Bills, 1996; Redlin y Carris, 1996), como 
las propuestas por Saha y colaboradores (1988) quienes desarrollaron una solución 
colorante de rosa de bengala; Wilson y su equipo (1991) quienes proponen la utilización 
de azul anilina; o como la de Cabral y colaboradores (1993) quienes utilizaron una 
solución de lactofenol/etanol para aclarar los tejidos y como colorantes una combinación 
de azul tripano y fucsina ácida-verde de malaquita. 
Además de estas técnicas que utilizan la microscopía fotónica, también se han 
realizado estudios con microscopia electrónica para dar detalles más finos de las 
estructuras de penetración y las de infección como hizo Stone (1988) en tejido de 
Pseudotsuga menziesii (Mirb.) Franco infectado con Rhabdocline parkeri Sherwood, 
J.K. Stone & G.C. Carroll. 
Por otro lado, para estudiar la fisiología de la interacción entre endófitos y sus 
plantas hospederas, se han elaborado cultivos duales en los que se pone a crecer el 
hongo junto a las células indiferenciadas de la planta hospedera,y se registra la 
producción de metabolitos secundarios y los efectos que tienen en el crecimiento y 
desarrollo de los organismos involucrados (Peters et al., 1998). 
Con respecto a las investigaciones taxonómicas, la técnica más utilizada es la del 
uso de agentes de desinfección aplicados sobre superficies vegetales (Redlin y Carris, 
1996), los cuales impiden el crecimiento de los propágulos de las especies epífitas 
(Petrini, 1991) y permiten el de las especies endófitas cuando se colocan segmentos de 
la planta en medios de cultivo (Bills, 1996). 
Este procedimiento tiene las desventajas de que no brinda información sobre la 
distribución física de los hongos en los tejidos vegetales (Cabral et al., 1993) y no se 
llega a conocer la diversidad fúngica total debido a que en primer lugar no todas las 
especies que se encuentran en el tejido se pueden aislar y segundo porque de las 
especies aisladas sólo se pueden identificar aquellas que esporulen en los medios de 
cultivo seleccionados (Guo et al., 2003). De hecho ese último es uno de los principales 
problemas de los estudios taxonómicos de hongos endófitos ya que aunque los cultivos 
sean sometidos a condiciones de laboratorio para forzar su esporulación (luz cercana a 
la UV o bajas temperaturas), la mayoría de las veces permanecen estériles haciendo 
imposible su categorización por métodos convencionales (Syryanarayanan et al., 2001). 
Sin embargo, para tratar de resolver este problema, se han planteado tres 
alternativas 1) separar las colonias obtenidas por morfotipos basados en características 
de cultivo, como la morfología de la colonia, tasa de crecimiento, etc. (Syryanarayanan 
et al., 2001), 2) hacer uso de la quimiotaxonomía en donde sobresale el trabajo de 
Muller y Hallaksela (1998a) quienes proponen hacer un perfil de ácidos grasos y 
esteroles (FAST) para reconocer unidades quimiotaxonómicas y 3) utilizar métodos 
moleculares que consisten en aislar el DNA fúngico, amplificar regiones específicas, 
secuenciarlas y realizar un análisis filogenético para tratar de encontrar su secuencia 
correspondiente en alguna base de datos publicada (Schultz y Boyle, 2005). 
Una variedad de esta última técnica es la de amplificar directamente el DNA 
nuclear del hongo a partir del tejido vegetal colonizado, sin pasar por las técnicas de 
aislamiento lo cual beneficiaría en el hecho de que se tendría un reflejo más exacto de 
la comunidad de endófitos que viven dentro de los tejidos vegetales (Stone et al., 2000). 
1.5 DIVERSIDAD TAXONÓMICA DE LOS HONGOS ENDÓFITOS. 
Hasta ahora la mayoría de los hongos endófitos corresponden a los Ascomycota 
pudiendo ser Loculoascomycetes, Discomycetes y Pyrenomycetes (Carroll, 1988) o sus 
anamorfos (Bills, 1996), aunque también se han encontrado miembros de 
Basidiomycota, y algunos Oomycota (Sinclair y Cerkauskas, 1996). 
1.6 DIVERSIDAD DE HOSPEDEROS DE HONGOS ENDÓFITOS. 
Los hongos endófitos se han encontrado en todas las especies vegetales examinadas 
hasta el momento incluyendo algas, musgos, helechos, coníferas, pastos, palmas y una 
variedad de arbustos y árboles (Betucci y Saravay, 1993; Espinosa-García et al., 1996; 
Redlin y Carris, 1996; Arnold et al., 2000), pero en general pueden dividirse en dos 
clases: 1) un grupo relativamente pequeño de especies que está limitado a unas 
cuantas monocotiledóneas (principalmente pastos) y 2) un número grande de especies 
con espectros de hospederos muy amplios que incluyen monocotiledóneas y 
dicotiledóneas (Rodriguez et al., 2005). 
 
 
 
1.7 ENDÓFITOS DE PASTOS. 
Los endófitos de pastos están restringidos a la familia Clavicipetaceae (Ascomycota), 
tribu Balansiae que incluyen los siguientes 5 géneros: Atkinsonella, Balansia, 
Balansiopsis, Epichloë y Myriogenospora (Clay, 1988). Al parecer la mayoría de las 
especies de esta tribu son endofíticas, pero también se han observado especies 
epifíticas (Myriogenospora atramentosa (Berk. & M.A. Curtis) Diehl) que forman 
conjuntos de hifas que rodean a los meristemos foliares, sin llegar a penetrarlos (Clay, 
1988; Bacon y Battista, 1991). 
De estos cinco géneros mencionados, Epichloë y Balansia además de sus 
respectivos anamorfos Neotyphodium y Ephelis (Stone et al., 2000) son responsables de 
la mayoría de las infecciones que afectan a por lo menos 80 géneros y 300 especies 
(Saikkonen et al., 1998), de las seis subfamilias de las Gramineae y en especial de la 
subfamilia Poaceae (Festudoide) (Bacon y Battista, 1991). 
De manera general, estos hongos colonizan sistémicamente los espacios 
intercelulares de casi todos los tejidos vegetales (Scott, 2001), con la característica de 
no producir haustorios (Clay, 1988), por lo que no causan daño celular directo y los 
pastos infectados no exhiben ningún tipo de defensa a pesar de la ramificación 
extensiva de las hifas en todo lo largo del cuerpo vegetal (Clay y Schardl, 2002). 
De acuerdo con las historias de vida, los endófitos de pastos se pueden separar 
en tres grupos con características propias: Las fases sexuales (Epichloë y Balansia) 
crecen asintomáticamente durante la fase vegetativa del desarrollo del pasto (Bacon y 
Battista, 1991), pero cuando las plantas alcanzan la etapa reproductiva, el micelio crece 
hacia la zona de floración abortando a la mayoría o a todas las inflorescencias en 
desarrollo ya sea por un efecto mecánico (Groppe et al., 1999) o químico por la 
perturbación en el balance hormonal de la planta (Bacon y Battista, 1991). En este 
momento los hongos se vuelven sintomáticos al formar estromas que contienen 
espermacios sobre las inflorescencias abortadas de las especies hospederas (Clay, 
1988; Schardl et al., 2004). 
Debido a que las especies de Epichloë son heterotálicas, aparece un tercer 
simbionte que es una mosca del género Botanophila que se alimenta de los 
espermacios producidos por el hongo y los disemina entre los estromas cercanos 
permitiendo que el ciclo sexual del hongo continúe (Schardl et al., 2004) y culmine con 
la formación de las ascosporas capaces de infectar a otros pastos (transmisión 
horizontal) (Clay y Schardl, 2002) y de alimentar a las larvas de la mosca simbionte 
(Schardl et al., 2004). 
Por otro lado, las fases asexuales como Neotyphodium crecen intercelularmente 
en tejidos de hojas y tallos y permanecen asintomáticos durante todo el ciclo de vida de 
la planta hospedera, ya que no producen cuerpos fructíferos en ningún momento. La 
manera en como se transmiten es vertical por el crecimiento de hifas en óvulos y 
semillas (Clay, 1988), que no disminuyen su viabilidad a pesar de que la tasa de 
transmisión puede ser extremadamente eficiente, aproximándose al 100%. En este 
caso como el hongo no produce esporas sexuales y por lo tanto no hay mecanismos 
regulares de recombinación genética, lo que se transmite entre generaciones de pastos 
son genotipos fúngicos casi idénticos que dan una mayor oportunidad para las 
interacciones coevolutivas (Clay y Schardl, 2002). 
El último caso involucra un mecanismo mezclado en el que de manera 
simultánea en la misma planta se pueden encontrar semillas infectadas por endófitos e 
inflorescencias abortadas con cuerpos fructíferos fúngicos, por lo que se transmiten 
tanto verticalmente a través de semillas como horizontalmente por esporas (Clay y 
Schardl, 2002). 
El tipo de relación ecológica que establecen los endófitos con sus pastos 
hospederos está muy ligada con el descubrimiento de estos organismos y del modo de 
vida endofítico en general. 
Existen registros que indican que en Europa desde 1898, se sabía que varias 
especies de pastos del género Lolium contenían micelio en los carpelos y en las 
semillas, así que cuando examinaron a Lolium temulentum L., un pasto que desde 
hacía mucho tiempo era considerado tóxico, y encontraron un hongo creciendo en su 
interior, se sugirió que el hongo era el causante de la toxicosis (White et al., 1993).De manera independiente en Estados Unidos, en la década de 1930, se empezó 
a cultivar Lolium arundinaceum (Schreb.) Darbysh. por todo el territorio, debido a que 
era un forraje excelente con longevidad considerable, tolerancia al estrés, y capacidad 
para prevenir erosión del suelo (Schardl et al., 2004). 
Esto no tuvo mayor relevancia hasta que a mediados de 1970 se descubrió que 
existía un vínculo entre un hongo que crecía en el interior de dicho pasto y problemas 
de intoxicación con el ganado que presentaba síntomas parecidos a los causados por 
Claviceps purpurea (Fr.) Tul. (Schardl et al., 2004). 
Las investigaciones se intensificaron, en un principio se designaron a los hongos 
endófitos de pastos como pertenecientes al género Acremonium pero posteriormente se 
transfirieron al género Neotyphodium, el cual se ubicó como la fase asexual de 
Epichloë, un pariente cercano de Claviceps. 
En un inicio se reconocieron dos tipos de alcaloides sintetizados por los hongos 
endófitos, los alcaloides “ergot” que comprenden péptidos de ácido lisérgico y los 
alcaloides lolitrem (indolediterpenoide), y ambos estuvieron implicados en las toxicosis 
del ganado al producir pérdida de peso corporal, reducción en la producción de leche, 
reducción en la fertilidad, abortos, problemas con la regulación de la temperatura 
corporal y gangrena (Rudgers y Clay, 2005). 
Posteriormente, se caracterizaron otros dos tipos de alcaloides, las peraminas 
(pyrrolopyrazina) y las lolinas (amonipirrolizidina saturada) (Rudgers y Clay, 2005) 
cuyos efectos no causan daños en el ganado pero si en varias especies de insectos (se 
han reportado por lo menos 20 especies afectadas), debido a que las toxinas modifican 
la permeabilidad a los cationes de la membrana que delínea el epitelio del intestino, 
causando un incremento en la presión osmótica que separa al epitelio del tejido 
conectivo y causa que todo el aparato digestivo falle (Latch, 1993). 
Tomando en cuenta estos datos, la relación entre los pastos y sus endófitos se 
ha considerado como mutualista, ya que los hongos reciben nutrimentos del apoplasto 
de su hospedero, protección y diseminación al ser acarreados en la semilla, y a cambio 
brindan resistencia contra mamíferos e insectos herbívoros. Sin embargo los beneficios 
del pasto al parecer son mayores ya que los ejemplares infectados con endófitos 
alcanzan un mayor tamaño, sus semillas tienen una mayor tasa de supervivencia, 
tienen mayor tolerancia a la sequía y reducen la incidencia de nematodos y 
fitopatógenos (Clay, 1988; Bacon y Battista, 1991; Saikkonen et al., 1998; Groppe et al., 
1999; Scott, 2001; Lumyong et al., 2002). 
Este mutualismo únicamente se cumple cuando Neotyphodium es el que está 
infectando ya que siempre se comporta como asintomático, en cambio cuando la fase 
sexual, Epichloë, es la que infecta, la relación se orienta hacia un parasitismo en donde 
el hospedero es perjudicado porque el hongo aborta muchas de sus inflorescencias 
reduciendo considerablemente el número de semillas producidas. 
1.8 ENDÓFITOS DE OTRAS PLANTAS. 
Taxonómicamente los endófitos de angiospermas distintas a pastos, son miembros 
usuales de Ascomycota (tanto teleomorfos como anamorfos), pero también pueden 
incluir miembros de Basidiomycota y de Oomycota, por lo que son bastante más 
diversos en términos de géneros y especies que los endófitos de pastos (Saikkonen et 
al., 1998). Esta diversidad puede explicarse por el hecho de que estos endófitos, a 
diferencia de los de pastos, no colonizan sus tejidos de manera sistémica sino que la 
colonización es muy limitada, se restringe a una o pocas células y es disyunta (Stone et 
al., 2004) lo que abre la posibilidad de tener infecciones múltiples que en coníferas ha 
llegado a ser hasta de 110 (media aritmética: 60) especies de endófitos por hospedero 
vegetal (Muller y Hallaksela, 1998). 
Estos hongos se han aislado principalmente de yemas, hojas, pecíolos, corteza y 
tallos de plantas de todo el mundo, y hasta ahora se han propuesto tres mecanismos de 
cómo colonizan estos substratos y son: 1) por la infección de tejidos vegetales aéreos 
por esporas dispersas en el aire (funciona en endófitos que esporulan rápidamente 
sobre sus hospederos o restos de hospederos), 2) por la transmisión de inóculo a través 
de las semillas y 3) por el acarreo de propágulos mediante vectores como los insectos 
(Petrini, 1991; Saikkonen et al., 1998). 
Aparentemente, la mayoría de los endófitos son transmitidos horizontalmente a 
través de esporas transportadas por la lluvia o el viento (Carroll, 1988), mientras que la 
transferencia vertical mediante semillas, aunque se ha encontrado, no se considera muy 
común e incluso se ha argumentado que la presencia de hongos en las semillas es 
debida a que las esporas entraron después de que la semilla se separó del árbol que la 
originó (Wilson, 2000). 
Debido a esta transferencia horizontal, la frecuencia de colonización de los 
endófitos está determinada por varios factores bióticos y abióticos, como a) la edad del 
tejido, que también está relacionada directamente con el incremento en la riqueza de 
especies (Petrini, 1991; Helander et al., 1996; Rodrigues, 1996; Wilson, 2000), b) la 
lluvia, que aumenta la densidad de la infección y favorece la germinación de las esporas 
(Carroll, 1988 y 1995; Helander et al., 1996; Suryanarayanan et al., 2002), c) la altura 
del dosel, que está relacionada inversamente con la incidencia de endófitos (Helander 
et al., 1996), d) la densidad del dosel, que es directamente proporcional a la tasa de 
infección (Helander et al., 1996; Rodrigues, 1996), etc. 
En cuanto a la especificidad de hospederos, se pueden diferenciar dos grupos de 
endófitos 1) los que son muy específicos y aparecen como dominantes casi 
exclusivamente en un solo hospedero y 2) los generalistas que están presentes en 
frecuencias bajas de colonización en muchas especies vegetales (Kowalski y Kehr, 
1996; Petrini, 1996). 
En general, se conocen pocos casos de especificidad estricta al hospedero 
(Carroll, 1988), y se considera que los endófitos pueden ser específicos únicamente 
hasta el nivel de familia, ya que cuando diferentes especies dentro de la misma familia 
vegetal están presentes en la misma localidad, la colonización de todas las especies 
por el mismo endófito es muy común (Petrini, 1991; 1996). Sin embargo, 
frecuentemente esos endófitos no solo colonizan a las especies vegetales relacionadas 
taxonómicamente, sino que crecen en todos los organismos que comparten ese mismo 
hábitat (Kowalski y Kehr, 1996). Este fenómeno de especificidad baja podría explicarse 
en regiones donde las comunidades vegetales son especialmente diversas, como en los 
bosques tropicales, debido a que los organismos capaces de infectar distintos 
hospederos resultarían mucho más exitosos que aquellos limitados solo a ciertas 
especies (Lodge, 1995). 
Después de la infección, los endófitos pueden permanecer latentes por lapsos 
variables hasta que su metabolismo es activado por la senescencia foliar natural, la 
absición o algún daño causado por agentes externos y hasta este momento son 
capaces de colonizar ampliamente el substrato y de esporular (Carroll, 1988; Wilson, 
2000). 
Sin embargo, existen evidencias de que la senescencia no siempre ocurre de 
manera natural sino que algunos endófitos tienen la capacidad para producir el tipo de 
hormonas involucradas en este proceso, lo que sugiere que estos hongos pueden jugar 
un papel importante en la senescencia de la planta (Petrini, 1991), además de que son 
los primeros en interceptar y usar los metabolitos del hospedero que son movilizados 
(Stone et al., 2004). 
Por otro lado si al momento en que los endófitos esporulan, los tejidos 
hospederos no están disponibles para la infección, como es el caso de las hojas en 
árboles caducifolios, el endófito debe sobrepasar ese periodocreciendo sobre 
hojarasca o debe colonizar la corteza del árbol, hasta que su sustrato original vuelva a 
aparecer (Wilson, 2000). 
El tipo de relación ecológica más común que se establece se conoce como 
mutualismo inducible que involucra una asociación laxa entre el endófito y el hospedero 
(Carroll, 1988), en donde los beneficios al componente vegetal son que por lo menos 
algunos de los hongos endófitos pueden afectar la palatabilidad de su hospedero para 
los insectos (Muller y Hallaksela, 1998), actuar antagónicamente contra ellos (Muller et 
al., 2001), pueden inducir respuestas metabólicas del hospedero contra los 
fitopatógenos y los herbívoros (Helander et al., 1996), o bien resistir condiciones 
ambientales adversas (Redman et al., 2002). 
Un ejemplo interesante es el de Diplodina acerina (Pass.) Sutton quien 
aparentemente favorece la muerte de la abeja agallera en hojas de Acer 
pseudoplatanus L. por la producción de metabolitos secundarios específicos (Schulz et 
al., 1999). 
Sin embargo la relación no siempre puede catalogarse como mutualista ya que 
se han documentado casos en donde la producción de metabolitos secundarios en 
endófitos de hojas senescentes, es una respuesta a la competencia por sustrato que 
encuentran con los hongos saprobios, por lo que tales compuestos serían de valor 
competitivo para los endófitos, pero no tendrían ninguna importancia para el hospedero 
(Stone et al., 2004). 
1.9 PAPEL DE LA DIVERSIDAD ENDOFÍTICA EN LA DIVERSIDAD FÚNGICA 
TOTAL. 
Las investigaciones referentes a la micobiota interna de cualquier tipo de planta 
frecuentemente descubren taxones novedosos, revelan distribuciones nuevas de 
especies conocidas (Stone et al., 2004), o describen relaciones ecológicas particulares. 
Si tomamos en cuenta que se conocen endófitos de plantas que crecen en bosques 
tropicales, templados y boreales, además de los de plantas herbáceas de varios 
hábitats incluyendo ambientes extremos como los árticos, los alpinos y los xéricos, 
podemos esperar que los endófitos representen un número substancial de hongos no 
descubiertos, por lo que se requiere tener un mayor conocimiento de ellos para poder 
evaluar la diversidad y la distribución fúngica mundial de una manera más confiable 
(Stone et al., 2004). 
 
2. ANTECEDENTES. 
2.1 HONGOS ENDÓFITOS DE PLANTAS LEÑOSAS PROVENIENTES DE DIVERSAS 
REGIONES. 
Una de las primeras investigaciones de hongos endófitos asociados a plantas leñosas, 
fue la realizada por Carroll y Carroll en 1978, quienes colectaron acículas de 19 
especies de coníferas en 200 localidades de Estados Unidos, y de las cuales aislaron 
hongos pertenecientes a 8 géneros distintos. La importancia de este trabajo radica en 
que la información que brinda sigue siendo muy valiosa, pero además en que marcó el 
inicio del estudio de los endófitos en plantas distintas a pastos, una línea que 
actualmente sigue desarrollándose en diferentes partes del mundo (Bettucci y Alonso, 
1997; Hambleton y Currah, 1997; Müller y Hallaksela, 1998). Sin embargo, las regiones 
tropicales son las que últimamente han llamado más la atención, debido a que la gran 
diversidad de especies vegetales presentes, podrían albergar en el interior de sus 
tejidos a una buena parte de la diversidad fúngica que falta por descubrirse (Frölich y 
Hyde, 1999). 
2.2 ENDÓFITOS ASOCIADOS A PLANTAS TROPICALES DE TODO EL MUNDO. 
Los trabajos de endófitos asociados a plantas tropicales, han sido relativamente 
constantes desde inicios de la década de 1990, en donde destaca la investigación de 
Rodrigues y Samuels (1990) con la palma Licuala ramsayi (Muell.) Domin. de un 
bosque de Queensland, Australia, de donde aislaron 11 especies conocidas y una 
especie nueva a la que llamaron Idriella licualae K. F. Rodrigues & Samuels. 
A partir de ese momento las investigaciones en zonas tropicales se han 
intensificado y han abordado principalmente tres aspectos de la relación simbiótica 1) la 
diversidad taxonómica de los hongos en los que incluyen listas de especies o de 
morfotaxones y 2) la estructura de la comunidad fúngica en donde comparan al conjunto 
de hongos que crecen en diferentes tejidos, hospederos, localidades, estaciones del 
año, etc. y 3) la posible función que los endófitos tienen para las plantas hospederas si 
es que pueden dar protección contra herbívoros, fitopatógenos u otros organismos. 
Aunque resulta imposible enumerar todas las referencias publicadas hasta el momento, 
en el cuadro 1 se describen cronológicamente algunas de ellas en las que se menciona 
la planta hospedera, el sitio de colecta y algunos de los resultados obtenidos. 
 
 
 
Tabla 1. Revisión cronológica de estudios de hongos endófitos asociados a plantas 
tropicales. 
 
 
Año 
 
Referencias y resultados sobresalientes. 
 
1993 
 
Pereira y Azevedo (1993) colectaron hojas de Stylosanthes guianensis Sw. (Leguminosae) en Sao Paulo, Brasil. Aislaron 
13 especies de las cuales Glomerella cingulata Spauld. & Schrenk, Phomopsis sp. y Xylaria sp. fueron las que se aislaron 
con más frecuencia. 
1994 Rodrigues (1994) muestreó hojas de la palma Euterpe oleracea Mart. (Arecoideae) en la Isla Combu, de Brasil y de un total 
de 13 320 segmentos de hoja sembrados, aislaron 3200 cepas de 57 especies distintas. Las especies más frecuentes 
fueron el estado asexual de Xylaria cubensis (Mont.) Fr.y Letendraeopsis palmarum K.F. Rodrigues & Samuels. 
1995 Fisher y colaboradores (1995) aislaron los hongos endófitos de hojas, ramas y raíces de Gynoxis oleifolia Muchler 
(Compositae) proveniente de Ecuador. Aislaron 42 taxones de los cuales sólo unos cuantos mostraron preferencia hacia 
cierto tipo de tejido. 
1996 Lodge y colaboradores (1996) realizaron un estudio con hojas y peciolos de Manilkara bidentata (A. DC.) Chev. 
(Sapotaceae) colectadas en la Estación El Verde en Puerto Rico. Entre el 90-95% de las hojas y el 100% de los peciolos 
estuvieron infectados. Determinaron un total de 22 especies de las cuales las más frecuentes pertenecieron al género 
Xylaria. 
1997 Southcott y Johnson (1997) aislaron los endófitos asociados a frondas de dos especies de palmas en Bermuda, de las 
cuales una es endémica Sabal bermudana Bailey y la otra es introducida Livistona chinensis Jacquin (proveniente de 
China). Los endófitos se encontraron en el 20% de los segmentos sembrados y correspondieron con 9 taxones, de los 
cuales los más frecuentes fueron aislamientos de Aspergillus sp. e Idriella sp. 
Bayman y colaboradores (1998) colectaron hojas y semillas de Casuarina equisetifolia L. y Manilkara bidentata en varias 
localidades de Puerto Rico. En ambas especies el género más común fue Xylaria y las frecuencias de colonización fueron 
de 54% en hojas y 8% en semillas de C. equisetifolia contra 97% en hojas y 0% en semillas de M. bidentata. 
1998 
 
Suryanarayanan y colaboradores (1998) realizaron una investigación de endófitos asociados a hojas de dos especies de 
mangle Rhizophora apiculata Bl. y Rhizophora mucronata Lamk. (Rhizophoraceae) en el manglar de Pichavaram al sur de 
India. En ambas plantas encontraron 39 taxones fúngicos y diferencias significativas entre los periodos de colecta (en 
epoca de lluvias aislaron una mayor cantidad de hongos endófitos que en época seca). La especie más frecuente fue 
Sporormiella minima (Auersw.) S.I. Ahmed & Cain. 
1999 Rodrigues y Samuels (1999) caracterizaron los endófitos asociados a hojas y raquis de Spondias mombin L. 
(Anacardiaceae) colectada en dos localidades de Brasil. Sembraron 1080 segmentos de hoja y 972 de raquis de los cuales 
obtuvieron 822 y 690 cepas respectivamente que pertenecieron a 13 taxones fúngicos. Las especies más frecuentes fueron 
Guignardia sp. y Phomopsis sp. 
 
Frölich y Hyde (1999) aislaron los endófitos y los epífitos de foliolos y peciolos de Licuala sp. en Brunei Darussalam y 
Licuala ramsayi en Australia. Obtuvieron 242 taxones pertenecientesa 189 especies y 53 morfoespecies y encontraron que 
la composición fúngica de endófitos difiere de la de epífitos. 
Rajagopal y Suryanarayanan (2000) aislaron los endófitos de hojas de Azadirachta indica A. Juss. (Meliaceae) en una 
localidad de India. Encontraron cepas de Fusarium avenaceum (Fr.) Sacc. y cuatro formas estériles y las frecuencias de 
colonización fueron significativamente mayores en hojas maduras que en jóvenes y en la estación de lluvias que en la de 
seca. 
2000 
 
Arnold y colaboradores (2000) describieron los patrones de colonización, riqueza, preferencia de hospedero de endófitos 
fúngicos en hojas de Heisteria concinna Standl (Olacaceae) y Ouratea lucens (H.B.K.) Engler (Ochnaceae) en dos 
localidades de Panamá (Barro Colorado). Obtuvieron 418 morfoespecies, 242 provenientes de H. concinna y 259 de O. 
lucens. El 73.9% de los segmentos sembrados estuvieron colonizados y la preferencia de hospedero fue más evidente en 
términos de frecuencia de colonización que en datos de presencia/ausencia. 
 
 
Tabla 1. Continuación. 
 
Año 
 
Referencias y resultados sobresalientes. 
Frohlich y colaboradores (2000) aislaron los endófitos de peciolos y foliolos de Licuala ramsayi en Australia y Licuala sp. en 
Brunei. Obtuvieron 2237 aislamientos de 75 especies y 60 morfoespecies. 36 de las especies fueron aisladas de L. ramsayi 
y 54 de Licuala sp. Únicamente 15 de las especies se encontraron en ambos hospederos y las especies más frecuentes 
pertenecieron al género Xylaria. 
2000 
 
Suryanarayanan y Kumaresan (2000) colectaron hojas y en un caso ramas de 4 especies de plantas halófilas de un 
manglar del bosque Pichavaram en India. Todas las especies presentaron endófitos, los aislamientos correspondieron con 
36 especies (incluyendo las formas estériles) y los géneros más frecuentes fueron Phomopsis, Phyllosticta y Colletotrichum. 
2001 Arnold y colaboradores (2001) colectaron hojas de 9 especies de plantas distintas de la Isla Barro Colorado en Panamá, 
que en promedio tuvieron frecuencias de colonización de 98%. Además encontraron 418 morfotaxones asociados a 
Heisteria concinna y Ouratea lucens cuyas frecuencias de colonización variaron entre hospederos y entre localidades. 
 
Gamboa y Bayman (2001) compararon las comunidades de endófitos de hojas de Guarea guidonia (L.) Sleumer 
(Meliaceae) colectadas en una región conservada (estación Biológica El Verde) y en otra perturbada (Las Piedras) de 
Puerto Rico. El porcentaje de infección de segmentos en El Verde fue de 98.5% mientras que en las Piedras fue de 95.5%. 
Las cepas correspondieron con 38 taxones de los cuales los más frecuentes pertenecieron a los géneros Phomopsis, 
Colletotrichum y Xylaria. 
 
Kumaresan y Suryanarayanan (2001) estudiaron la distribución de endófitos en hojas de 7 especies de mangle en el 
bosque Pichavaram, India. Caracterizaron 74 morfoespecies distintas y no encontraron patrones de preferencia de 
hospedero más que en las frecuencias de colonización. 
2002 Cannon y Simmons (2002) aislaron los endófitos de hojas de 12 especies de árboles en dos localidades de la Reserva 
Forestal de Iwokrama en Guyana. Obtuvieron 2492 colonias que correspondieron con 53 géneros y 11 morfoespecies. Los 
géneros más frecuentes fueron Colletotrichum, Nodulisporium, Pestalotiopsis y Phomopsis y no encontraron patrones de 
especificidad o preferencia de hospedero. 
 
Lumyong y colaboradores (2002) aislaron los endófitos de tallos, pecíolos, y hojas de las plántulas de 6 árboles nativos del 
Parque Nacional Doi Suthep-Pui de Tailandia. Encontraron 5 ascomicetos, 8 anamorfos y numerosos micelios estériles. 26 
aislamientos que fueron examinados tuvieron la capacidad para producir celulasas, mananasas, proteasas y xilanasas. 
 
Suryanarayanan y colaboradores (2002) estudiaron los endófitos foliares en 20 especies de árboles de cuatro tipos de 
bosques tropicales, de la Reserva de la Biósfera de Nilgiri, en India. De 4690 cepas aisladas, encontraron por lo menos 10 
especies de hongos comunes en los cuatro tipos de bosques. 
2003 Arnold y Herre (2003) realizaron observaciones y experimentos con los endófitos de hojas y semillas de Theobroma cacao 
L. (Malvaceae) en la Isla Barro Colorado de Panamá. Concluyeron que la transmisión de endófitos es horizontal, que las 
hojas son colonizadas más rápido en sitios con vegetación abundante que en los claros y que los endófitos crecen más 
rápido en medios de cultivo elaborados con extractos foliares de la planta hospedera. 
 
Arnold y colaboradores (2003) aislaron los endófitos de Theobroma cacao en 5 localidades del Istmo de Panamá. Aislaron 
1172 cepas de 344 morfotaxones, con frecuencias de colonización de 82.2% en hojas jóvenes, 95.6% en hojas maduras y 
100% en hojas viejas. Además realizaron un experimento en el que comprobaron que algunas de las cepas aisladas 
protegen a la planta hospedera contra infecciones de Phytophthora sp. 
2005 Raviraja (2005) documentó los endófitos asociados a hojas, tallos y corteza de 5 plantas medicinales en una localidad de 
India. Encontraron 18 especies de las cuales las más frecuentes fueron Curvularia clavata Jain, C. lunata (Wakker) Boedijn, 
C. pallescens Boedijn y Fusarium oxysporum (Schl.) emend. Zinder & Hansen. 
Nalini y colaboradores (2005) aislaron los endófitos de la planta medicinal Crataeva magna (Lour) D.C. asociados a la 
corteza y ramas de ejemplares colectados en India. De los 800 segmentos sembrados obtuvieron 96 aislamientos de los 
cuales los más frecuentes correspondieron con Verticillium sp., Nigrospora oryzae (Berk. & Broome) Petch y Fusarium 
verticilloides. 
 
2.3 INVESTIGACIONES REALIZADAS EN MÉXICO SOBRE HONGOS ENDÓFITOS. 
En México se han registrado cuatro investigaciones referentes a hongos endófitos. 
Vázquez (1996) optimizó las técnicas para la extracción de DNA de hongos endófitos a 
partir de acículas de pinos y de cepas aisladas y para amplificar la región ITS del DNA 
ribosomal nuclear. Salas (1998) trabajó con endófitos del género Lophodermium 
aislados de dos especies de pinos. Sus objetivos fueron explorar la diversidad del 
género Lophodermium, establecer hipótesis de relaciones filogenéticas entre las 
especies encontradas, y evaluar la especificidad entre los hospederos y Lophodermium. 
Ortiz (1999) exploró la historia evolutiva de la asociación entre endófitos del género 
Lophodermium y sus hospederos del género Pinus. Los análisis de reconstrucción 
filogenética de ambos organismos los realizó con secuencias de la región ITS de nrDNA 
y comparó los cladogramas según el método de árboles reconciliados. No encontró 
elementos suficientes para proponer coespeciación ni coevolución entre los pinos y sus 
endófitos. Lewis y colaboradores (2002) reportaron una nueva especie de Balansia 
llamada Balansia brunnans E.A. Lewis et J.F. White que infecta el pasto Panicum 
xalapense Kunth en el estado de Veracruz. Las colectas las realizaron en la Reserva 
Ecológica de Las Cañadas y en el Jardín Botánico “Javier Clavijero” del Instituto de 
Ecología en Jalapa. 
2.4 ESTUDIOS DE MICROMICETOS ASOCIADOS A LA VEGETACIÓN DE LA 
RESERVA DE LA BIÓSFERA DE CALAKMUL. 
Existe una referencia publicada de hongos microscópicos asociados a restos vegetales 
colectados en la Reserva de la Biósfera de Calakmul, en la que aislaron 17 especies de 
hifomicetos dematiaceos, 11 de las cuales fueron nuevos registros para México 
(Heredia y Mercado, 1998). 
3. JUSTIFICACIÓN. 
La diversidad de hongos endófitos no ha podido determinarse en ninguna región del 
planeta, sin embargo se considera que en las regiones tropicales se podría concentrar 
una alta riqueza tanto taxonómica como fisiológica, ecológica y genética, por lo que es 
necesario conocer la diversidad de estos organismos antes de que continúen 
desapareciendo los hábitats. 
Por otra parte, México es considerado como un país megadiverso en cuanto a 
sus organismos macroscópicos,sin embargo actualmente todavía no existen cifras 
referentes a la diversidad de sus microorganismos (específicamente hongos), los cuales 
juegan papeles fundamentales en los ecosistemas y sostienen una buena parte de la 
diversidad de macroorganismos. 
En conjunción estos dos puntos nos llevan a la necesidad de elaborar 
investigaciones sobre hongos endófitos en regiones tropicales del país como la Reserva 
de la Biósfera de Calakmul en el estado de Campeche, que es considerada como uno 
de los bosques tropicales con vegetación más conservada de México, tiene una gran 
riqueza de especies vegetales y además presenta varias de las plantas endémicas de la 
península de Yucatán, por lo que es probable que esta reserva pueda estar 
caracterizada por una alta diversidad de micromicetos asociados a los tejidos foliares de 
las plantas que ahí coexisten. 
4. OBJETIVOS. 
Objetivo general. 
• Conocer la diversidad taxonómica de los hongos endófitos presentes en las 
hojas de Brosimum alicastrum Swartz (Moraceae) y Hampea trilobata 
Standley (Malvaceae) en dos localidades de la Reserva de la Biósfera de 
Calakmul, Campeche, México. 
Objetivos particulares. 
• Aislar y determinar las especies de hongos endófitos encontrados en hojas de 
ambas especies de árboles. 
• Determinar las frecuencias de colonización entre especies de árboles, 
muestreos y segmentos de hoja. 
• Comparar la composición de la comunidad fúngica entre muestreos y 
especies de plantas hospederas. 
• Proponer una técnica histológica para evidenciar el crecimiento de las hifas 
en los tejidos de las hojas de ambas especies. 
 
5. ZONA DE ESTUDIO. 
5.1 UBICACIÓN DE LA RESERVA. 
La Reserva de la Biósfera de Calakmul (RBC), establecida mediante Decreto 
Presidencial publicado en el Diario Oficial de la Federación el 23 de mayo de 1989 (INE, 
2000), se localiza en la península de Yucatán al sureste del estado de Campeche. Está 
delimitada al norte por las coordenadas 19°15’ latitud norte, al sur por la frontera con 
Guatemala, al este por la frontera con Belice y el límite con Quintana Roo y al oeste por 
el meridiano 90°10’ (Fig. 1) (Martínez et al., 2001). Está ubicada sobre una meseta 
(Meseta de Zoh-Laguna) con una altitud promedio de entre 200-250 msnm (Martínez y 
Galindo-Leal, 2002), que la convierte en la zona más elevada de la península y la que 
presenta más plegamientos (Martínez et al., 2001). Comprende una extensión total de 
723,185 hectáreas, de las cuales 248,260 funcionan como zonas núcleo y 474,924 
como zonas de amortiguamiento con diferentes grados de aprovechamiento. Su 
territorio está dividido en dos fracciones, norte y sur, por la carretera federal Escárcega-
Chetumal, en donde cada una de las fracciones cuenta con su propia zona núcleo y de 
amortiguamiento (CONANP, 2004). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 1. Ubicación de la Reserva de la Biósfera de Calakmul (RBC), 
 Campeche (SEMARNAP, 2000). 
 
RBC 
5.2 UBICACIÓN DE LAS LOCALIDADES. 
Las colectas se realizaron en el área sur de la reserva, dentro de la zona de 
amortiguamiento con tipo de aprovechamiento controlado. La localidad 1, se ubicó 
sobre el kilómetro 20 de la carretera que comunica a la zona arqueológica de Calakmul 
con la carretera Escárcega-Chetumal (18°22’06’’N; 89°53’41’’W) y la localidad 2, en el 
kilómetro 27 de esa misma carretera (18°19’35’’N; 89°52’40’’W) (Fig. 2). 
5.3 CARACTERÍSTICAS FISIOGRÁFICAS. 
El clima es cálido subhúmedo (Aw) (INE, 2000) con temperaturas que oscilan entre 21 y 
26° C (INEGI, 2003) y una precipitación que varía mucho entre regiones, estaciones y 
años (Martínez y Galindo-Leal, 2002). De acuerdo con los datos de la estación 
metereológica 04-037 de Zoh-Laguna (18°35’35’’ latitud N y 89°25’00’’ longitud W; Fig. 
2), la precipitación promedio en el mes más seco es de 22 mm (marzo), y en el mes 
más lluvioso de 183 mm (septiembre) (Fig. 3; INEGI, 2003). 
 
0
5
10
15
20
25
30
en
er
o
fe
br
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br
e
Meses del a–o
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
200
P
re
ci
p
it
ac
i—
n
 m
m
Temperatura ¼C.
Precipitaci—n mm.
 
Figura 3. Promedio de temperatura y precipitación en la estación meteorológica 
 Zoh- Laguna en el periodo 1952-1999 (INEGI, 2003). 
 
Debido a que la precipitación es un elemento muy variable en la Reserva y un dato 
importante en el estudio de los hongos endófitos, se consiguieron los datos diarios de 
precipitación de la estación de Zoh-Laguna durante el 2004 (Comisión Nacional de 
Agua). Los 30 días previos a la colecta del 9 de abril registraron 77.94 mm de 
precipitación total, mientras que en ese mismo lapso para el 10 de septiembre se 
obtuvieron 149.96 mm y para el 31 de octubre 72.23 mm. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 2. Ubicación de la localidad 1 (L1), la localidad 2 (L2) y la estación 
metereológica (EM) 04-037 de Zoh-Laguna en la Reserva de la Biósfera de 
Calakmul (CONANP, 2004). 
L1 � 
L2 � 
EM � 
Subzonificación Simbología 
Asentamientos Humanos en Zona Núcleo 
Aprovechamiento Controlado 
Aprovechamiento Intensivo i
COOSElfVaciOO 
Preservación y Conservación de los Recursos Natutales 
. Usos Multiples 
• HIstóriro-Culturales 
e Pollgono Gen .... ' 
I:J Zonas Núdeo 
+ 
-+ 
Voejo 
+ 
Campeche 
+ 
i 
~--~----+-----------
+ 
Cuerpos de Agua 
N Río Perenne 
• Poblados 
/).1. Carretera Pavimentada 
N Terracería 
/' , /' Brecha 
,/ ... ~ .. ' Vereda 
/\J- ~ LImite Estatal Nuevo PUT 
/\/ Limite Estatal Viejo PUT 
21 0000 24 0CKl0 
90-00" 89"40' 
Especificaciones Cartográficas 
Proyección: UTM 
10 
89"20" 
Zona 16 
Esferoide: Clarl<e, 1866 
Datum Horizontal: NAO 1927 
Meridiano Centra' : ·87 
Escala Gráfica (KIlómetros): 
O 10 
270000 
20 
La Reserva no presenta corrientes de aguas superficiales permanentes ni 
grandes zonas inundables (Martínez et al., 2001), debido a que los suelos derivan de 
rocas calizas carbonatadas y sulfatadas que los hacen altamente permeables e 
incapaces de retener la humedad (Martínez y Galindo-Leal, 2002). 
5.4 VEGETACIÓN. 
La región de Calakmul cuenta con el área forestal más extensa del trópico mexicano 
(Martínez y Galindo-Leal, 2002), funge como vínculo entre las selvas del sur de 
Quintana Roo y las del sureste de Chiapas y, a diferencia de lo que ocurre en el resto 
del país, aproximadamente el 90% de su extensión corresponde con vegetación no 
perturbada (Martínez et al., 2001). Además posee varios microambientes (Martínez et 
al., 2001) que permiten el establecimiento de una gran diversidad de especies, y son el 
refugio de poblaciones grandes de organismos que en el resto de la República 
Mexicana han desaparecido (Galindo-Leal, 1998). 
Con respecto a la riqueza de especies el inventario de Martínez y colaboradores 
(2001), que abarcó aproximadamente el 70% de la flora de la región, cuantificó un total 
de 1537 especies que se dividen en los siguientes tipos de vegetación (Martínez y 
Galindo-Leal, 2002): 
1. Selvas altas y medianas húmedas: Las selvas altas son comunidades en donde 
el estrato dominante tiene 25 metros o más de altura promedio. En la región se 
presenta en condición subperennifolia, es decir, entre el 25 y 50% de los árboles 
pierden sus hojas debido a las condiciones marginales de humedad. Presentan 
una alta diversidad de especies dominantes. Se distribuyen en la zona sur de la 
región, en una franja de alrededor de 30 km de ancho, cercana a la frontera con 
Guatemala. Las selvas medianas son comunidades con un estrato arbóreo 
dominante de entre 15 y 25 m de altura. Presentan un menor número de 
especies dominantes, entre las que destacan Brosimum alicastrum Swartz, 
Manilkara zapota (L.) van Royen y Pouteria reticulata (Engler) Eyma. En la región 
se presentanpor lo menos cinco asociaciones de selvas altas y medianas que se 
pueden identificar por una o dos especies que las dominan. Las selvas de chicle 
(Manilkara zapota) y de ramón (Brosimum alicastrum) son las que tienen 
extensiones considerables. Las selvas de pukte’ (Bucida buceras L.) y peel 
ma’ax o bayo (Aspidosperma cruentum Woodson y A. Megalocarpon Muell. Arg.) 
están más restringidas. Finalmente las selvas de machiche (Lonchocarpus 
castilloi Standley) son raras. 
2. Selvas medianas secas: comunidades de 15 a 25 m de altura que presentan 
condición subcaducifolia. Se pueden distinguir cinco asociaciones. La selva de 
guayacán es la de mayor extensión y las especies dominantes son el guayacán 
Guaiacum sanctum L. y el naranjillo Esenbeckia sp. Las selvas de despeinada 
(Beaucarnea pliabilis Rose) y xu’ul de montaña (Lonchocarpus yucatanensis 
Pittier) ocupan una extensión moderada, mientras que las de jobillo (Astronium 
graveolens Jacquin) y ja’abin (Piscidia piscipula Sarg.) son raras. 
3. Selvas bajas secas: Comunidades primarias y secundarias con árboles de entre 
5 y 15 m de altura promedio. Se presentan como caducifolias o subcaducifolias 
dependiendo de la precipitación total anual. Se pueden dividir en por lo menos 
cuatro asociaciones primarias y tres de origen secundario. La selva baja 
caducifolia es la de mayor extensión y las especies dominantes son Beaucarnea 
pliabilis, Bursera simaruba L. Sarg. y Ceiba schotti Britton et Baker entre otras. 
La selva de ja’abin (Piscidia piscipula) es moderadamente abundante, pero 
restringida al norte de la meseta. Las selvas de yaytil (Gymnanthes lucida Sw.) y 
chicle (Manilkara zapota) ocupan extensiones menores. 
4. Bajos: Comunidades subperennifolias a caducifolias de árboles o arbustos de 4 a 
8 m de altura promedio, en sitios periódicamente inundados durante dos a seis 
meses. La composición es muy variable pero entre las especies dominantes se 
encuentran Cameraria latifolia L., Haematoxylum campechianum L. y Bucida 
buceras. 
5. Palmares: existen tres asociaciones en donde las palmas representan el 
elemento dominante: palmar de coyol (Acrocomia mexicana Karw. ex Mart.), 
corozal (Orbignya cohune Dahlgren ex. Standl.) y tasistal (Acoelorraphe wrightii 
H. Wendl. ex Becc.). 
6. Sabanas: Existen dos asociaciones en donde el estrato herbáceo es dominante: 
la sabana húmeda de ciperáceas (dominada por Cyperus spp.) y la sabana seca 
dominada por el nance (Byrsonima crassifolia Standl.). 
5.5 CARACTERÍSTICAS DE LAS ESPECIES DE ÁRBOLES ELEGIDAS. 
Las especies de árboles elegidas se ubicaron dentro del tipo de vegetación de selva 
mediana seca, de acuerdo con el mapa de comunidades vegetales de Martínez y 
Galindo-Leal (2002). 
 
 
Brosimum alicastrum Swartz (Moraceae) Nombre común: Ramón. 
Es un árbol de 20 a 25 metros de alto, con contrafuertes de 1.5 a 4 metros de altura, su 
corteza es lisa, parda grisácea con tonos amarillentos y exuda una sustancia 
blanquecina relativamente abundante, que después de cierto tiempo adquiere una 
consistencia pegajosa. Las hojas son simples y alternas, que al desprenderlas del tallo 
también liberan exudado blanco. El fruto es una drupa de 16-22 mm de largo x 16-28 
mm de ancho, esférica a subglobosa, verde amarillenta a rojiza, con la superficie 
escamosa y con 1 (2-3) semilla por fruto. Por lo regular es una especie caducifolia en 
marzo y abril y en la península de Yucatán florece de enero a junio y fructifica entre abril 
y septiembre (Ibarra-Manríquez, 1985) 
Es una especie originaria de América tropical que se ha encontrado en Belice, 
Costa Rica, Cuba, Jamaica, Trinidad y México (Ibarra-Manríquez, 1985), en donde se 
comporta como una de las especies dominantes de las selvas que van desde 
Tamaulipas hasta Yucatán y de Sinaloa hasta Chiapas (Fig. 4; Pennington y Sarukhán, 
1998). En la Reserva de la Biósfera de Calakmul es una especie dominante en la 
porción de selvas altas y medianas junto con la especie Manilkara zapota (Martínez et 
al., 2001). 
Hampea trilobata Standley (Malvaceae) Nombre común: Majagua 
Son árboles o arbustos dioicos de 2-7(10) metros de alto, con láminas foliares de 7 a 13 
cm de largo, frecuentemente trilobuladas, de agudas a acuminadas, el haz es liso y el 
envés puberulento, con un nectario foliar en la base de la vena media. Florece de 
Agosto a Noviembre y también esporádicamente en otro momento, produce de 2 a 7 
flores en las axilas de las hojas con cáliz de 4 a 7 mm largo. Las cápsulas van de 
globosas a ovoides con tres lóculos, pubescentes y de color verde-grisáceo (Fryxell, 
1988). Aparece en bosques deciduos y perennifolios de varias localidades de la 
península de Yucatán (Campeche, Quintana Roo y Yucatán), Belice y Guatemala 
(Fryxell, 1988) por lo que se considera endémica de esa zona (Ibarra-Manríquez et al., 
1995) (Fig. 5). 
 
 
 
Figura 4. Distribución geográfica de Brosimum alicastrum (Pennington y 
 Sarukhán, 1998). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 5. Distribución geográfica de Hampea trilobata (Fryxell, 1988). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
6. MATERIALES Y MÉTODOS. 
6.1 RIQUEZA DE ESPECIES, FRECUENCIAS DE COLONIZACIÓN Y 
COMPARACIÓN DE LAS COMUNIDADES FÚNGICAS. 
Muestreo preliminar. 
Se realizó un muestreo preliminar el 22 de septiembre de 2003 para probar la 
técnica de colecta, procesamiento y aislamiento, en el cual se colectaron 10 
hojas sanas de 5 individuos de Brosimum alicastrum y 5 de Hampea trilobata 
en la localidad 1. Las hojas fueron transportadas en bolsas estériles de papel y 
llevadas al laboratorio en menos de dos días. Con un bisturí estéril se tomaron 
5 segmentos de aproximadamente 1.6 cm2 y se sumergieron en una solución 
de cloro comercial 50% (Clorox 50% concentración final 2.6% NaOCl) durante 
2 min, seguida de una solución de etanol 70% por dos minutos. Los segmentos 
provenientes de cada una de las hojas fueron sembradas en cajas de Petri de 
9 cm de diámetro, con medio de cultivo agar extracto de malta (EMA) 
adicionado con sulfato de estreptomicina 4g/L (Rodrigues, 1994). Se dejaron 
incubar durante un mes a 25°C. 
Muestreos definitivos. 
Trabajo de campo. 
Se realizaron tres colectas durante 2004, la primera tuvo lugar el 9 de abril en 
la localidad 1, la segunda el 10 de septiembre en la misma localidad (se 
muestrearon los mismos individuos) y la tercera el 31 de octubre en la localidad 
2. En ambas localidades, se eligieron 10 individuos de Brosimum alicastrum y 
10 de Hampea trilobata, a partir de los cuales se cortaron 6 hojas 
aparentemente sanas (que no estuvieran dañadas por herbívoros y libres de 
síntomas de enfermedad; Arnold y Herre, 2003), que fueron transportadas al 
laboratorio en bolsas de papel esterilizadas (Bills, 1996) y se procesaron lo más 
rápido posible (menos de dos días). 
Trabajo de laboratorio. 
Todas las hojas fueron lavadas con agua corriente y a partir de ellas se 
cortaron 5 discos o segmentos de 5 mm de diámetro mediante una perforadora 
de papel esterilizada con alcohol (flameada). En todos los casos los discos 1, 2 
y 3 fueron extraídos de la vena media (parte apical, media y basal 
respectivamente), mientras que el 4 y 5 fueron tomados de la lámina (margen 
izquierdo y derecho respectivamente) (Fig. 6). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 6. Ubicación de los segmentos tomados de las hojas. 
 
 
Los segmentos de cada una de las hojas se colocaron en tubos de ensaye y se 
esterilizaron superficialmente mediante la siguiente secuencia de soluciones: 
etanol 90% durante 1 minuto, cloro comercial 50% (Clorox 50%, concentración 
final 2.6% NaOCl; Cabral et al., 1993; Lewis et al., 2002) por diez minutos y 
etanol 90% durante treinta segundos (Schulthes y Faeth, 1998). Durante el 
tiempo que permanecieron los segmentos de hojas en cada una de las 
soluciones, fueron agitados con un vórtex, para facilitar el desprendimiento de 
los propágulosde la superficie de las hojas. Una vez esterilizados, los 5 discos 
de cada hoja se colocaron de manera equidistantes sobre medios de cultivo 
sólidos en cajas de Petri de 90 mm. de diámetro. Se utilizaron tres medios de 
cultivo: agar extracto de malta al 2% (EMA) (Betucci y Saravay, 1993; Arnold et 
al., 2001; Hata et al., 2002), agar extracto hoja de ramón (RA) y agar extracto 
hoja de majagua (MA). Estos dos últimos medios se elaboraron con la infusión 
de 50 grs. de hojas por litro y se solidificaron con agar. Todos los medios de 
cultivo fueron adicionados con terramicina (Pfizer) a la concentración de 250 
mg/L (Fisher et al., 1995). 
En resumen en cada muestreo: se colectaron 6 hojas de 10 individuos 
de cada especie; se cortaron y esterilizaron 5 discos de cada hoja; los discos 
de 5 individuos de cada especie fueron sembrados en EMA y los de los otros 5 
1 
2 
4 
5 
3 
individuos en agar extracto de hoja (RA en caso de discos provenientes de hoja 
de ramón y MA en caso de discos de hoja de majagua). En total se sembraron 
60 cajas de Petri con discos de hojas de ramón y 60 con discos de hojas de 
majagua. 
Las cajas fueron incubadas a 25° C (Bills, 1996) durante tres meses, 
revisándolas diario con un microscopio estereoscópico durante el primer mes y 
después cada tercer día. Se asignaron números de identificación a cada una 
de las cepas encontradas, se transfirieron a cajas de Petri de 60 mm de 
diámetro con medio de cultivo EMA y se incubaron a 25° C durante el tiempo 
necesario para que formaran estructuras de reproducción. La identificación se 
realizó mediante métodos micológicos convencionales, que incluyen la 
elaboración de preparaciones con medios de montaje como alcohol polivinílico, 
lactofenol o alcohol al 70%, y colorantes como azul de algodón y floxina. La 
asignación de género se llevó a cabo con claves generales como Sutton, 1980; 
Kiffer y Morelet, 1997; Ellis y Ellis, 1997, Hanlin, 1997 y Barnett & Hunter, 1998, 
sin embargo, para la determinación de la especie se recurrió a referencias 
específicas para cada género: Aspegillus (Klich y Pitt, 1994), Cladosporium (Ho 
et al., 1999), Fusarium (Booth, 1977; Nelson et al., 1983), Lasiodiplodia 
(Domsch et al., 1993), Metarhizium (Domsch et al., 1993), Paecilomyces 
(Samson, 1974) y Penicillium (Pitt, 2000). 
En los casos en donde no se produjeron estructuras reproductivas 
(necesarias para la identificación) se indujo la esporulación de la cepas 
mediante 1) la utilización de 8 medios de cultivo distintos (agua agar (AA), agar 
extracto de malta (EMA), papa dextrosa agar (PDA), agar harina de maíz 
(CMA), agar extracto hojas de ramón (RA), agar extracto hojas de majagua 
(MA), agar avena (OMA) y agar jugo de verduras (V8); y 2) la adición de 
hojuelas de avena o tiras de hojas del árbol hospedero (esterilizadas varias 
veces en el autoclave) a las cajas con medio de cultivo. 
Las especies que no esporularon en 12 meses fueron consideradas 
estériles y separadas en morfoespecies de acuerdo con características de 
cultivo como textura, color, márgenes, zonación, etc. 
Los medios de cultivo AA, PDA, CMA, OMA y V8 agar fueron elegidos 
con base en el argumento de Bills (1996) quien sugiere que cuando se trabaje 
con muchas especies desconocidas, se utilicen varios medios de cultivo 
simultáneamente, para que por lo menos uno de ellos permita la diferenciación 
y esporulación de las cepas. Por otro lado, los medios de cultivo MA y RA 
fueron utilizados de acuerdo con los resultados obtenidos por Arnold y Herre 
(2003), quienes observaron que las cepas de hongos endófitos aislados de 
hojas de Theobroma cacao, crecían más rápido en medios de cultivo 
elaborados con extractos de hoja de esa misma especie que de especies 
vegetales distintas. 
Ánálisis ecológicos. 
Con los datos de números de cepas fúngicas aisladas de los segmentos de 
hojas de Brosimum alicastrum y Hampea trilobata colectadas durante los 
muestreos definitivos, se realizaron los siguientes cálculos: 
1. Frecuencia de colonización total (FCT) (para conocer que tan 
infectadas están las hojas del árbol) (Carroll y Carroll, 1978): 
 
 
 
 
 
2. Frecuencia de colonización por muestreo (FCM) (Suryanarayanan et 
al., 2002): 
 
 
 
3. Frecuencia de colonización de cada segmento de hoja (FCS) (para 
conocer la distribución de los hongos dentro de las hojas): 
 
 
 
 
 
4. Frecuencia de colonización de cada especie de hongo endófito 
(FCE) (Carroll y Carroll, 1978): 
FCM = Número de segmentos colonizados por lo menos por un hongo endófito en el muestreo 1 (ó 2, ó 3) 
Número total de segmentos sembrados en ese muestreo ( ) 100 
FCT= Número de segmentos colonizados por lo menos por un hongo endófito 
Número total de segmentos sembrados 
100 ( ) 
FCS= Número de aislamientos fúngicos obtenidos de todos los segmentos 1 (ó 2, ó 3, ó 4, ó 5) 
Número total de segmentos colonizados 
100 ( ) 
 
 
 
 
 
Con los datos de presencia-ausencia, se comparó la composición de las 
comunidades fúngicas entre muestreos y entre especies vegetales hospederas, 
mediante el coeficiente de similitud de Sorenson (CS) (Carroll y Carroll, 
1978; Magurran, 1989): 
 
 
 
w= número de especies fúngicas comunes a las 
especies vegetales a y b 
a= número de especies fúngicas en la especie 
vegetal a 
b= número de especies fúngicas en la especie 
vegetal b 
 
6.2 TÉCNICAS HISTOLÓGICAS PARA EVIDENCIAR EL CRECIMIENTO DE 
LAS HIFAS EN LOS TEJIDOS VEGETALES. 
El objetivo fue visualizar a los hongos endófitos de las hojas de Brosimum 
alicastrum y Hampea trilobata, a partir de técnicas propuestas anteriormente 
(Saha et al., 1988; Wilson et al., 1991; Cabral et al., 1993; Vierheilig et al., 
1998), sin embargo no siempre fue posible conseguir los reactivos, por lo que 
se hicieron algunas modificaciones y se observaron los resultados. 
Trabajo de campo. 
El 10 de septiembre de 2004 se colectaron hojas sanas de varios individuos de 
Brosimum alicastrum y Hampea trilobata en la localidad 1, se guardaron en 
bolsas estériles de papel y fueron transportadas al laboratorio. 
Trabajo de laboratorio. 
Las hojas colectadas se separaron en tres grupos para probar distintas 
técnicas histológicas: 
FCE= Número de segmentos colonizados por una sola especie de hongo endófito 
Número total de segmentos sembrados 
100 ( ) 
CS= 2w 
a + b 
• Grupo 1: Las hojas frescas fueron raspadas (algunas por el haz y otras 
por el envés) con una navaja tratando de retirar la mayor cantidad de 
células del mesófilo (Saha et al., 1988), se cortaron varios segmentos y 
se hirvieron en una solución de KOH 10% (Vierheilig et al., 1998) 
durante 1 minuto. Se volvieron a raspar con la navaja hasta dejar 
únicamente la epidermis y se tiñeron con una solución de rosa de 
bengala 0.5% en etanol 5% (Saha et al., 1988), y una solución acuosa 
de azul anilina 0.07%, con ácido láctico 12% y glicerol 14% (Wilson et 
al., 1991). 
• Grupo 2. Se aclararon segmentos de hojas frescas en una solución de 
KOH al 10% (Vierheilig et al., 1998), mantenida a temperatura ambiente 
durante 14 días. Se tiñeron con las soluciones de rosa de bengala y azul 
de anilina preparadas previamente y con una solución de vinagre blanco 
con tinta Sheaffer negra al 5% (Vierheilig et al., 1998). 
• Grupo 3. Se aclararon segmentos de hojas al hervirlos durante 5 
minutos en una solución de lactofenol-etanol (1: 2 v/v) (Cabral et al., 
1993) y se dejaron reposar en una solución fresca durante 14 días a 
temperatura ambiente. Se tiñeron con soluciones de rosa de bengala, 
azul anilina y tinta Sheaffer negra. 
En todos los casos, las muestras fueron montadas en gelatina glicerinada 
(López-Curto et al., 1998) y revisadas exhaustivamente bajo el microscopio 
fotónico. 
 
7. RESULTADOS. 
Durante el muestreo preliminar se detectaron algunos problemas con el método, por lo 
que fue modificado y estandarizado parasu posterior utilización en los tres muestreos 
definitivos. A continuación se mencionan dichos problemas y la manera en como se 
solucionaron. 
1. Los segmentos cortados con bisturí aunque presentaban áreas similares, nunca 
tuvieron exactamente el mismo tamaño, por lo que se decidió utilizar una 
perforadora de papel que extrajera círculos iguales. 
2. La esterilización superficial no fue la adecuada, debido a que algunas de las 
cajas fueron colonizadas totalmente por cepas de Rhizopus sp. (un 
contaminante muy común), por lo que modificamos la secuencia de soluciones 
tanto en concentración como en tiempo, además de que las agitamos 
constantemente para facilitar el desprendimiento de los propágulos. 
3. Aunque el medio de cultivo EMA dio buenos resultados, se decidió utilizar 
medios elaborados con extractos de hojas de las especies vegetales 
examinadas, para favorecer el crecimiento de los hongos (Arnold y Herre, 
2003). 
4. Algunas de las cajas presentaron colonias de bacterias por lo que se cambió el 
antibiótico y se utilizó terramicina, que se reporta constantemente en estudios 
de endófitos (Fisher et al., 1995; Lodge et al., 1996) 
Como el método utilizado en este muestreo tuvo muchas diferencias con respecto al de 
los muestreos definitivos, los resultados no fueron incluidos en las frecuencias de 
colonización pero sí fueron reportados en la lista de especies y en los índices de 
similitud, sin embargo, el hecho de que las cajas estuvieran contaminadas con 
Rhizopus sp. (que pudo haber provenido de las superficies de las hojas, del material 
utilizado o bien de la campana de flujo laminar), nos hizo pensar que las cepas no 
pueden considerarse como endófitos en el sentido estricto sino como endófitos 
potenciales. 
7.1 RIQUEZA DE ESPECIES. 
En total de los cuatro muestreos se obtuvieron 690 cepas, de las cuales 303 fueron 
aisladas de las hojas de Brosimum alicastrum y 387 de las de Hampea trilobata. Los 
aislamientos correspondieron con 150 taxones distintos, divididos en 23 especies 
reconocidas, 1 micelio con fíbulas (figuras 7-11) y 126 morfotaxones (una parte en la 
tabla 2 y toda la información en el anexo). 
 2 
Tabla 2. Lista de espcies determinadas de hongos endófitos con frecuencias de colonización mayores a 0.5% aisladas de hojas de Brosimum alicastrum y 
 Hampea trilobata. 
 Brosimum alicastrum Hampea trilobata 
Especies de hongos endófitos Muestreo #CA FCE % Muestreo #CA FCE % 
 P 1 2 3 P 1 2 3 
 
Acremonium sp. 3 0 1 2 3 0,33 0 1 2 17 20 2,22 
Aspergillus flavipes (Bain. & Sart.) Thom & Church 1 0 0 0 
Aspergillus fumigatus Fres. 1 0 0 0 
Aspergillus oryzae (Ahlburg) Cohn 1 0 0 0 0 
Botryosphaeria sp. 0 1 0 3 4 0,44 3 0 1 1 2 0,22 
Chaetomium globosum Kunze 6 1 0 0 1 0,11 
Cladosporium multigenatum Yamamoto 0 0 0 1 1 0,11 
Colletotrichum gloeosporioides (Penz.) Penz. and 
Sacc. 15 0 18 7 25 2,78 15 0 2 2 4 0,44 
Fusarium camptoceras Wollenw. & Reinking 1 0 0 0 
Fusarium chlamydosporum Wollenw & Reinking 2 0 0 0 0 
Fusarium lateritium Nees 0 0 1 0 1 0,11 
Fusarium nivale (Fr.) Ces 1 0 0 7 7 0,78 0 0 1 2 3 0,33 
Fusarium oxysporum Schlecht. emend. Snyd. & 
Hans. 0 1 1 3 5 0,56 
Fusarium sambucinum Fuckel 1 0 0 1 1 0,11 
Fusarium semitectum Berk. & Ravenel 1 0 1 0 1 0,11 
Fusarium solani Appel & Wollenw. emend. Snyd. & 
Hans. 2 0 0 0 
Lasiodiplodia theobromae (Pat.) Griffon & Maubl. 0 0 0 2 2 0,22 
Metarhizium anisopliae (Metschn.) Sorokin 1 0 0 0 
Paecilomyces lilacinus (Thom) Samson 3 3 0 1 4 0,44 0 0 0 1 1 0,11 
Penicillium corylophilum Dierckx 1 0 0 0 0 
Phomopsis sp. 1 0 1 2 3 0,33 
Tritirachium sp. 1 0 0 1 1 0,11 
Verticillium sp. 0 0 1 0 1 0,11 0 0 1 0 1 0,11 
Fíbulas 4 0 1 1 2 0,22 9 0 0 2 2 0,22 
Micelio 3 1 0 2 4 6 0,67 
Micelio 5 3 0 0 2 2 0,22 2 0 3 2 5 0,56 
Micelio 27 3 1 3 12 16 1,78 1 0 0 8 8 0,89 
Micelio 75 0 1 1 3 5 0,56 0 0 2 1 3 0,33 
Micelio 102 0 1 0 5 6 0,67 1 0 0 2 2 0,22 
Micelio 113 1 0 0 6 6 0,67 
Número de colonias aisladas por muestreo 97 26 68 136 123 5 76 183 
Frecuencia de colonización por muestreo (FCM) 8,67 22,67 45,33 1,67 25,33 61,00 
Número total de colonias aisladas 230 264 
Frecuencia de colonización total (FCT) 25,56 29,33 
Nota: Los números corresponden con las cepas obtenidas; #CA es el número de colonias aisladas; FCE es la frecuencia de colonización de cada especie 
fúngica; FCM es la frecuencia de colonización por muestreo y FCT es la frecuencia de colonización total.
 3 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 7. Aspergillus flavipes, a,b: cabezas conidiales radiadas y biseriadas, 
conidios globosos y lisos. A. fumigatus, c,d: cabezas conidiales 
uniseriadas con las fiálides paralelas, conidios globosos y ligeramente 
ásperos. A. oryzae, e, f: cabezas conidiales radiales y uniseriadas, 
conidios globosos y ligeramente ásperos. Botryosphaeria sp., g, h: 
ascas bitunicadas con 8 ascosporas. 
 
 
 
a b c 
d e f 
g h 
 4 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 8. Chaetomium globosum, a: peritecio con quetas, b: ascosporas. 
Cladosporium multigeniculatum, c,d: conidióforo con múltiples 
genículos. Colletotrichum gloeosporioides, e: esporodoquios 
formados en cultivo, f: apresorios y conidios, g: setas. Fusarium 
camptoceras, h: monofialide simple, i: macroconidios. 
 
 
 
a b c 
d f 
g h 
e 
i 
 5 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 9. Fusarium chlamydosporum, a: polifiálides, b: macroconidios, c: 
clamidosporas ornamentadas y dispuestas en cadenas. Fusarium 
lateritium, d: monofiálide simple, e: macrononidio. Fusarium nivale, f: 
monofiálide simple, g: macroconidios. Fusarium oxysporum, h: 
monofiálide ramificada, i: macroconidios. 
 
 
 
 
a c b 
d e f 
g h i 
 6 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 10. Fusarium semitectum, a: macroconidios. Fusarium solani, b: 
monofiálides simples, c: macroconidios. Lasiodiplodia theobromae, 
d: conidios bicelulares. Metarhizium anisopliae, e,f: conidióforos, 
fiálides y conidios. Penicillium corylophilum, g,h: conidióforos, 
fiálides y conidios. 
 
 
 
a c b 
d e f 
g h 
 7 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 11. Paecilomyces lilacinus, a, b: conidióforos, fiálides y conidios. 
Tritirachium sp., c, d: conidióforos raquiformes y conidios. 
Verticillium sp., e, f: conidióforos, fiálides y conidios. Micelio fibulado 
g, h. 
 
 
 
 
a c b 
d e 
f g h 
 8 
7.2 FRECUENCIAS DE COLONIZACIÓN. 
Las frecuencias totales de colonización (FCT) fueron de 25.56% para 
Brosimum alicastrum y de 29.33% para Hampea trilobata, mientras que las 
frecuencias de colonización por muestreo (FCM) fueron de 8.67%, 22.67% y 
45.33% para B. alicastrum y de 1.67%, 25.33% y 61% para H. trilobata (Fig. 
12). 
0
10
20
30
40
50
60
70
1 2 3
Número del muestreo
F
re
cu
en
ci
as
 d
e 
co
lo
n
iz
ac
ió
n
 %
0
20
40
60
80
100
120
140
160
P
re
ci
p
it
ac
ió
n
 m
m
.
Brosimum alicastrum
Hampea trilobata
Precipitación
 
Figura 12. Frecuencias de colonización por muestreo (FCM) de 
Brosimum 
alicastrum y Hampea trilobata y datos de precipitación 
de los 30 días previos a la fecha de colecta. 
 
La figura 13 resume los datos de la frecuencia de colonización por segmento 
de cada una de las especies vegetales. 
De los 150 taxones encontrados, únicamente 13 tuvieron frecuencias de 
colonización por arriba de 0.5% (tabla 2), el resto (137 taxones) presentaron 
frecuencias menores (Anexo). 
En el caso de Brosimum alicastrum los aislamientos que obtuvieron las 5 
frecuencias más altas fueron: 1) Colletotrichum gloeosporioides