Respuestas fisiológicas de plantas a lixiviados de rellenos sanitarios

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RESPUESTAS FISIOLÓGICAS DE TRES PLANTAS TROPICALES 
EXPUESTAS A LIXIVIADOS DE RELLENOS SANITARIOS A NIVEL DE 
MICROCOSMOS 
 
 
 
 
JULIANA ANDREA SOLARTE SOTO 
 
 
 
 
 
 
 
 
UNIVERSIDAD DEL VALLE 
FACULTAD DE CIENCIAS EXACTAS Y NATURALES 
PROGRAMA ACADÉMICO BIOLOGÍA 
SANTIAGO DE CALI, VALLE 
2012 
 
ii 
 
RESPUESTAS FISIOLÓGICAS DE TRES PLANTAS TROPICALES 
EXPUESTAS A LIXIVIADOS DE RELLENOS SANITARIOS A NIVEL DE 
MICROCOSMOS 
 
JULIANA ANDREA SOLARTE SOTO 
 
Proyecto de Trabajo de Grado presentado como requisito parcial para optar 
al título de Bióloga 
 
 
Director 
ENRIQUE JAVIER PEÑA SALAMANCA 
Ph.D 
 
Codirector 
CARLOS ARTURO MADERA PARRA 
MSc. Ph.D candidato 
 
 
UNIVERSIDAD DEL VALLE 
FACULTAD DE CIENCIAS EXACTAS Y NATURALES 
PROGRAMA ACADÉMICO BIOLOGÍA 
SANTIAGO DE CALI, VALLE 
2012 
 
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NOTA DE APROBACION 
 
El trabajo de grado titulado “Respuestas fisiológicas de tres plantas tropicales 
expuestas a lixiviados de rellenos sanitarios a nivel de microcosmos”, presentado 
por la estudiante JULIANA ANDREA SOLARTE SOTO, para optar al título de 
Bióloga fue revisado por el Jurado y fue calificado como 
 
Aprobado 
 
 
__________________________ 
Enrique Javier Peña Salamanca 
Director 
 
 
__________________________ 
Carlos Arturo Madera Parra 
Codirector 
 
 
__________________________ 
Jurado 
 
ii 
 
DEDICATORIA 
 
 
Mi gratitud en una hoja no es nada… 
A mis padres mis grandes amigos… 
Gracias por cada momento vivido guardados en mi corazón y por cada momento 
por vivir… 
Gracias por su cariño y apoyo para mi… 
Gracias por todo mamá y papá. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
iii 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
 
A mi director de tesis, Dr. Enrique Peña Salamanca y a mi codirector Msc. Carlos 
Arturo Madera, por su paciencia, comprensión y la dedicación de su tiempo a la 
guía, orientación y revisión de este trabajo de tesis. 
 
A mis compañeras de investigación Cindy Juliana Acosta y Ana Carolina 
Cárdenas, por su apoyo y ayuda brindada durante del desarrollo del trabajo de 
experimentación. 
 
A mis padres y amigos por todo su apoyo y sus valiosos consejos para la 
elaboración final de este documento. 
 
A todos muchas gracias. 
 
 
 
 
 
iv 
 
TABLA DE CONTENIDO 
Pagina 
1. RESUMEN .......................................................................................................... 1 
2. INTRODUCCIÓN .............................................................................................. 2 
3. MARCO TEÓRICO ............................................................................................ 5 
3. 1. Lixiviado .......................................................................................................... 5 
3. 2. Metales Pesados ............................................................................................ 6 
3. 3. Efecto de los metales pesados en las plantas. ................................................ 8 
3.4 Plantas hiperacumuladoras ............................................................................. 10 
3. 5 Mecanismos de resistencia a metales ............................................................ 11 
3. 6. Fitoremediación ............................................................................................. 13 
3. 7. Mecanismos de la Fitorremediación .............................................................. 15 
3. 8. Fases de la Fitoremediación. ........................................................................ 17 
3. 9. Sinopsis de las Plantas de Estudio ............................................................... 18 
4.0 Aspectos fisiológicos vegetales ....................................................................... 23 
4. 1 Clorofila ......................................................................................................... 23 
4. 2 Potencial Hídrico ........................................................................................... 24 
4.3 Estrés Vegetal ................................................................................................ 26 
4.4 Las Plantas frente al estrés ............................................................................ 27 
4.5 Humedales Construidos .................................................................................. 29 
4.6. Humedales subsuperficiales de flujo horizontal .............................................. 29 
4. OBJETIVOS ...................................................................................................... 32 
4. 1 General ........................................................................................................... 32 
v 
 
4. 2 Específicos ..................................................................................................... 32 
5. METODOLOGIA .............................................................................................. 33 
5. 1. Área de estudio. ............................................................................................ 33 
5. 2. Especies Vegetales ....................................................................................... 33 
5. 3. Unidades Experimentales. ............................................................................. 35 
5.4. Selección de las especies vegetales .............................................................. 37 
5. 5. Ubicación de los reactores ............................................................................ 39 
5. 6. Lixiviado Sintético. ......................................................................................... 40 
5. 7. Diseño experimental ...................................................................................... 45 
5. 8. Medición de las variables de respuesta......................................................... 49 
5. 9. Periodicidad de las Mediciones ..................................................................... 49 
6.0. Medición de parámetros ambientales. ............................................................ 50 
6.1. Medición de metales pesados en plantas....................................................... 50 
6. 2. Análisis de datos. .......................................................................................... 51 
6. RESULTADOS ................................................................................................. 52 
6.1 Parámetros ambientales.................................................................................. 52 
6. 2. La clorofila de las plantas .............................................................................. 53 
6.3. Potencial Hídrico en plantas. .......................................................................... 58 
6.4. Metales Pesados en Plantas .......................................................................... 63 
7. DISCUSIÓN ...................................................................................................... 71 
8. CONCLUSIONES ............................................................................................. 83 
9. LITERATURA CITADA ..................................................................................... 84 
 
 
vi 
 
LISTADO DE FIGURAS 
 Página 
FIGURA 1: Índices de bioacumulación de diversos elementos traza en plantas 
verdes y hongos…………………………………………………………...8 
FIGURA 2: Respuesta de las plantas expuestas a suelos o aguas contaminadas 
con metales pesados…………………………………………………….11 
FIGURA 3: Posibles destinos de los contaminantes durante la 
Fitorremediación………………………………………………………….16 
FIGURA 4: H. psittacorum……………………………………………………………..18 
FIGURA 5: G. sagittatum ……………………………………………………………20 
FIGURA 6: C. esculenta …………………………………………………………….21 
FIGURA 7: Fases de estrés ambiental..................................................................28 
FIGURA 8: Humedal subsuperficialde flujo horizontal...………………………....30 
FIGURA 9: Localización del proyecto escala microcosmo………………………..33 
FIGURA 10: Especies vegetales elegidas para evaluar el efecto de los metales 
pesados sobre su fisiología …………………………………………….34 
FIGURA 11: Diagrama de manejo de las especies vegetales evaluadas………..35 
FIGURA 12: Esquema humedales sin escala e imagen de la unidad microcosmo 
empleada en el estudio………………………………………………….36 
vii 
 
FIGURA 13: Montaje experimental…………………………………………………..40 
FIGURA 14: Correlación estadística de la DQO y DBO…………………………...42 
FIGURA 15: Montaje experimental sin escala……………………………………...48 
FIGURA 16: Irradiación lumínica vs concentración de clorofila en el tiempo…...52 
FIGURA 17: Valores de clorofila de G. sagittatum en el tiempo…………………..53 
FIGURA 18: Valores de clorofila de H. psittacorum en el tiempo…………………54 
FIGURA 19: Valores de clorofila de C. esculenta en el tiempo……………………55 
FIGURA 20: Valores promedio de clorofila en G. sagittatum, H. psittacorum y en 
C. esculenta……………………………………………………………….58 
FIGURA 21: Medición de potencial hídrico de G. sagittatum………………………59 
FIGURA 22: Medición de potencial hídrico de H. psittacorum…………………….60 
FIGURA 23: Medición de potencial hídrico de C. esculenta……………………….61 
FIGURA 24: Medición de potencial hídrico en las tres especies vegetales……...63 
FIGURA 25: Concentración de Hg+2 en los tejidos vegetales de G. sagittatum, H. 
psittacorum y de C. esculenta…………………………………………..65 
FIGURA 26: Concentración de Cr+6 en los tejidos vegetales de G. sagittatum, H. 
psittacorum y de C. esculenta…………………………………………..66 
viii 
 
FIGURA 27: Concentración de Cr (total) en los tejidos vegetales de G. sagittatum, 
H. psittacorum y de C. esculenta……………………………………….67 
FIGURA 28: Concentración de Cd+2 en los tejidos vegetales de G. sagittatum, H. 
psittacorum y de C. esculenta…………………………………………..68 
FIGURA 29: Concentración de Pb+2 en los tejidos vegetales de las plantas……69 
FIGURA 30: Factor de translocación de metales pesados en G. sagittatum, H. 
psittacorum y en C. esculenta…………………………………………..70 
FIGURA 31: Potencial hídrico de plantas en diferentes concentraciones de 
crecimiento y sensibilidad de varios procesos fisiológicos…………75 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ix 
 
LISTADO DE TABLAS 
Página 
TABLA 1: Composición de los lixiviados………………………………………...6 
TABLA 2: Efecto de los metales pesados en las plantas………………..........9 
TABLA 3: Ventajas y desventajas de la fitorremediación.………………….....14 
TABLA 4: Algunas especies vegetales nativas tropicales utilizadas en la 
fitorremediación…………………………………………………………15 
TABLA 5: Ventajas y desventajas de los humedales subsuperficiales de flujo 
horizontal…………………………………………………………………31 
TABLA 6: Características del medio filtrante utilizado en los humedales 
construidos, ensayo microcosmo……………………………………...37 
TABLA 7: Especies sembradas en los reactores………………………….........38 
TABLA 8: Concentración de micronutrientes para 5 L de la solución madre…44 
TABLA 9: Volúmenes empleados de sustancias en lixiviados sintéticos……...45 
TABLA 10: Características de los tratamientos…………………………………….46 
TABLA 11: Aplicación de los tratamientos ensayo microcosmo………………….47 
TABLA 12: Componente de la solución hoagland………………………………….48 
TABLA 13: Medición de los parámetros fisiológicos……………………………....49 
TABLA 14: Tiempo destinado para la toma de datos de cada variable………….49 
x 
 
TABLA 15: Prueba del efecto tiempo en el experimento…………………………56 
TABLA 16: Prueba de la producción de clorofila entre las especies vegetales y 
en los tratamientos………………………………………………………57 
TABLA 17: Comparación entre especies vegetales en la producción de 
clorofila..............................................................................................57 
TABLA 18: Evaluación del potencial hídrico en las especies y la interacción con 
los tratamientos…………………………………………………………..62 
TABLA 19: Concentración de metales pesados en los tejidos vegetales……….64 
 
1 
 
1. RESUMEN 
 
En este estudio para determinar la viabilidad del uso de las plantas en la 
fitorremediación de lixiviados con metales pesados tales como: Hg+2, Cd+2, Cr+6 y 
el Pb+2, se construyeron humedales subsuperficiales de flujo horizontal, en donde 
se sembraron tres plantas tropicales distintas: Colocasia esculenta, Heliconia 
psittacorum y Gynerium sagittatum. Se evaluó el efecto de dos concentraciones 
diferentes de metales pesados en las respuestas fisiológicas (clorofila y potencial 
hídrico) de las plantas, respecto a un control, en un diseño factorial con dos 
factores (tipo de planta y concentración de metales) cada uno con tres niveles y 
dos replicas. En los resultados obtenidos se observaron diferencias significativas 
(P< 0,05) en los valores de clorofila entre los factores en el tiempo. El potencial 
hídrico no difirió entre las tres especies, los valores obtenidos se encontraron en 
un rango entre -0,2 y -2,0 MPa, lo que indicó estrés moderado; sin embargo si 
hubo interacción entre las concentraciones de metales y las especies vegetales. 
La distribución de los metales pesados en los órganos de las plantas tendió a 
decrecer en el siguiente orden: raíz > hoja > tallo, sin embargo este orden 
presentó variaciones dependiendo de la especie vegetal y de la concentración del 
metal. A pesar de que la respuesta fisiológica fue mejor en C. esculenta y en 
algunos casos en H. psittacorum estas especies vegetales pueden considerarse 
como acumuladoras de metales pesados, mientras que G. sagittatum, resultó ser 
una especie vegetal hiperacumuladora de Hg+2. Acorde a los resultados se sugiere 
el uso de las tres especies vegetales como alternativas para la fitorremediación de 
lixiviados y el monitoreo de otros contaminantes específicos. 
 
 
Palabras clave: Clorofila, fitorremediación, metales pesados, plantas, potencial 
hídrico. 
 
 
 
2 
 
2. INTRODUCCIÓN 
 
Uno de los principales problemas generados por los rellenos sanitarios, es la 
contaminación de las aguas, tanto superficiales como subterráneas, por la 
formación de lixiviados. Los lixiviados son aguas residuales formadas como 
resultado de la percolación de la lluvia y la humedad a través de los residuos de 
los rellenos sanitarios (COLLAZOS, 2001). Uno de los componentes de los 
lixiviados son los metales pesados, tales como el cadmio, cromo, cobre, hierro y 
zinc (NOOR et al., 2010). 
 
Los metales pesados son constituyentes naturales de la corteza terrestre 
(MÁRQUEZ et al., 2005), sin embargo, cuando se presentan en concentraciones 
elevadas, pueden convertirse en nocivos (ALCALÁ et al., 2008). Debido a que no 
pueden degradarse ni destruirse, los metales pesados son contaminantes estables 
y persistentes del medio ambiente, como consecuencia, tienden a acumularse en 
los suelos y sedimentos (MÁRQUEZ et al., 2005). 
 
La presencia de estas sustancias nocivas y contaminantes es un riesgo ambiental, 
que puede afectar la salud humana, animal y a la vegetación. Por lo tanto, el 
tratamiento de los lixiviados es esencial antes de ser descargados directamente a 
los cuerpos de agua. Una solución sostenible y de bajo costo para el tratamiento 
de los lixiviados, es el manejo de los contaminantes en los humedales construidos, 
los cuales utilizan reacciones biológicas, físicas y químicas para la degradación de 
los contaminantes, a través de las plantas (NOOR et al., 2010). 
3 
 
En este estudio se construyeron humedales subsuperficiales de flujo horizontal, 
en donde el agua fluyó horizontalmente por debajo de la superficie, evitando la 
exposición del agua contaminada al ambiente. 
El uso de las plantas en los humedales construidos como filtros biológicos se 
denomina Fitoremediación (RAMOS & URIBE, 2009).La Fitoremediación, es una 
técnica de limpieza del medio ambiente, donde se utilizan plantas verdes, para 
descomponer, estabilizar, precipitar oabsorber contaminantes del agua, suelo o 
sedimentos. Las plantas que crecen sobre aquellos lugares contaminados, se 
denominan hiperacumuladoras, capaces de absorber grandes cantidades de 
metales pesados, acumulándolos en el tejido vegetal (PRASAD et al., 2006). 
 
Se ha demostrado que la acumulación de metales pesados es responsable de la 
disminución de la concentración total de clorofila en las plantas (BRAGATO et al., 
2006). Dado que la clorofila es uno de los principales indicadores de la capacidad 
fotosintética, la cuantificación de los pigmentos fotosintéticos contribuye a conocer 
mejor el comportamiento de las plantas durante su ciclo de desarrollo, en 
presencia de los metales pesados (FORTES et al., 2009). 
Respecto a las relaciones hídricas de las plantas, el potencial hídrico foliar 
expresa el estado energético del agua en las células y en los tejidos vegetales, y a 
su vez controla el flujo hídrico en el continuo suelo-planta-atmosfera. Las 
determinaciones periódicas del potencial de agua, es un método alternativo para el 
conocimiento de la necesidad del agua de la planta durante la programación del 
4 
 
riego; así como para controlar la magnitud del estrés hídrico ya sea por exceso de 
agua como por defecto (GARCÍA et al., 2010). 
Por lo tanto, evaluar las respuestas fisiológicas de las plantas en los sistemas de 
humedales, es importante, no solo para determinar la capacidad de acumulación 
de metales por las plantas, sino también para tener un conocimiento sobre el 
nivel de estrés que las plantas experimentan frente a los metales pesados. 
En este estudio se evaluó la concentración de clorofila, el potencial hídrico y la 
capacidad de acumulación de metales pesados en tres especies vegetales típicas 
en las zonas tropicales G. sagittatum, C. esculenta y H. psittacorum, expuestas a 
dos concentraciones diferentes de metales pesados (Hg+2, Cd+2, Cr+6, Pb+2). 
Con base en los resultados, C. esculenta fue la especie vegetal que obtuvo la 
mejor respuesta fisiológica y podría considerarse como una planta acumuladora 
de metales pesados al igual que H. psittacorum de acuerdo a los resultados 
obtenidos. Aunque G. sagittatum no presentó la mejor respuesta fisiológica, 
resultó ser una especie vegetal hiperacumuladora del Hg+2, dado que la 
concentración del metal fue mayor en los órganos aéreos que en los subterráneos. 
El presente trabajo hace parte del proyecto “Constructed Wetlands with Tropical 
Plants for theTreatment of Landfill Leachate, COWETLA”, financiado por la 
Universidad del Valle y la Asociación Mundial UNESCO-IHE de Holanda, con la 
participación de los grupos de investigación GIMSAM (Grupo Inves Saneamiento 
Ambiental) y BVA (Biología Vegetal Aplicada) del Departamento de Ingeniería 
Sanitaria y Biología, respectivamente de la Universidad del Valle. 
5 
 
3. MARCO TEÓRICO 
 
3. 1. Lixiviado 
Los lixiviados son todos aquellos líquidos que han entrado en contacto con los 
desechos de rellenos sanitarios, y se producen por la disolución de uno o más 
compuestos de los residuos sólidos urbanos en contacto con el agua, o por la 
propia dinámica de descomposición de los residuos. El lixiviado generado en un 
relleno sanitario es producto de múltiples factores, tales como: composición de la 
basura, edad del relleno, balance de agua, diseño y operación del relleno 
sanitario, solubilidad de los desechos, procesos de conversión microbiológica y 
química y la interacción del lixiviado con el medio ambiente. El caudal generado 
varía de acuerdo con el estado de avance y el tipo de operación del relleno, y la 
composición también varía en el tiempo (ÁLVAREZ & HERMÓGENES, 2006). 
 
Los lixiviados, se caracterizan por la abundancia de sustancias hidrocarbonadas 
solubles, nitrógeno orgánico y amoniacal, presencia de metales pesados 
(cadmio, níquel, zinc, plomo y otros), alta demanda química de oxigeno (DQO) y 
alta salinidad (BERNACHE, 2006). En la Tabla 1, se muestran un ejemplo de la 
composición química cuantitativa de los lixiviados. En muchas ocasiones, los 
metales pesados presentes en los lixiviados pueden llegar hasta las aguas 
subterráneas y diluirse en ellas, convirtiéndose en una amenaza a la salud 
humana, sin considerar el efecto en animales o plantas (HAIJUN, 2010; 
SCHWARZENBACH et al., 2010). 
 
6 
 
Tabla 1. Composición de los lixiviados. Tomado de: GONZÁLEZ, 2008 
Parámetro Unidades Cantidad 
pH 7,67 
Eh Mv -121 
C. E. mS/cm 15,3 
Turbidez NTU 302 
COD mg/l 2050 
S.S. mg/l 540 
S.D.T. mg/l 10140 
DBO5 mg/l 470 
Amonio mg/l 2000 
Sulfato mg/l 11,6 
Cloruro mg/l 1400 
P soluble mg/l 11,4 
 
P total mg/l 18,0 
Si mg/l 16,3 
K mg/l 796 
Na mg/l 1124 
Ca mg/l 43 
Mg mg/l 83 
Fe mg/l 3,42 
Cu mg/l 0,12 
Cr mg/l 0,18 
Mn mg/l < 0,05 
Ni mg/l 0,20 
Al mg/l < 1 
Zn µg/l 30 
As µg/l 19 
Cd µg/l 10 
Hg µg/l < 0,5 
C. E: Conductividad Eléctrica a 25°C; COD: Carbono Orgánico Disuelto; S.S: Sólidos en 
Suspensión (> 0,45 µm): STD: Solidos Disueltos Totales; DBO5: Demanda Biológica de 
Oxigeno 
 
3. 2. Metales Pesados 
El término de metal pesado se refiere a cualquier elemento químico metálico que 
tenga una relativa alta densidad y sea tóxico o venenoso en concentraciones 
incluso muy bajas. Los ejemplos de metales pesados o algunos metaloides, 
7 
 
incluyen el mercurio (Hg), cadmio (Cd), arsénico (As), cromo (Cr), talio (Tl) y 
plomo (Pb), entre otros (LUCHO et al., 2005). 
 
Generalmente se pueden encontrar como componentes naturales de la corteza 
terrestre, en forma de minerales, sales u otros compuestos. No pueden ser 
degradados o destruidos fácilmente de forma natural o biológica ya que no tienen 
funciones metabólicas especificas para los seres vivos (ABOLLINO et al., 2002). 
 
Pueden incorporarse a los organismos vivos (plantas y animales) por vía del 
alimento, a través del agua o el aire como medios de translocación, dependiendo 
de su movilidad en dichos medios (LUCHO et al., 2005). Tal mecanismo de 
propagación entre organismos vivos se denomina, bioacumulación. La 
bioacumulación, es un aumento de la concentración de un producto químico en 
un organismo biológico en un cierto plazo, de forma que llega a ser superior a la 
del producto químico en el ambiente (KABATA – PENDIAS, 2000). 
 
En las plantas, el concepto de bioacumulación se refiere a la agregación de 
contaminantes dentro de la especie vegetal y depende en primera instancia, del 
movimiento de los metales desde la solución en el suelo a la raíz de la planta, 
algunos de ellos son más susceptibles a ser fitodisponibles que otros. En la figura 
1, se muestra una representación de diferentes grados de bioacumulación de 
metales en plantas verdes y hongos (KABATA – PENDIAS, 2000). Estos autores 
plantean una clasificación para la bioacumulación desde muy ligera hasta muy 
extensa. 
8 
 
 
Figura 1. Índices de bioacumulación de diversos elementos traza en plantas 
verdes y hongos (KABATA – PENDIAS, 2000). 
 
3. 3. Efecto de los metales pesados en las plantas. 
Los metales pueden ser clasificados dentro de tres grupos: 1) no críticos, 2) 
tóxicos, pero muy insolubles y muy raros y 3) muy tóxicos y de relativa 
accesibilidad. El plomo, el cadmio, el cobre, y el mercurio hacen parte de los 
metales considerados como muy tóxicos, pertenecen al grupo de los metales 
pesados sobre los que se han realizado la mayor cantidad de estudios de 
toxicidad y bioacumulación (PEÑA et al., 2005) 
 
En la Tabla 2, se resumen los efectos tóxicos en las plantas debido a la exposición 
a metales pesados. 
 
 
9 
 
Tabla 2. Efectos de los metales pesados en plantas. 
Reducción en el crecimiento y de la 
elongación de las raíces 
Wang & Zhou, 2005; Chaoui & Ferjani, 
2005; Pomponi et al., 2006; Aina et al., 
2007; Gianaza et al., 2007; Wang et al., 
2007 
Inhibición de la apertura estomática Barcelo et al., 1986; Barcelo & 
Poschenrieder,1990 
Inhibición de la síntesis de clorofila Padmaja et al., 1990; Wu et al., 2004; 
Drazic & Mihailovic, 2005; Mishra et al., 
2006 
Inhibición de la fotosíntesis Van Assche & Clijsters, 1990; Pietrini et al., 
2003; Drazkiewicz et al., 2003; Dalla 
Vecchia et al., 2005 
Clorosis Aidid & Okamoto, 1992; Aravind & Prasad, 
2003, 2005; Mishra et al., 2006 
Disminución en el contenido de 
Carotenoides 
Larsson et al., 1998; Rai et al., 2005; 
Mishra et al., 2006 
Disminución en la tasa de 
transpiración 
Haag-Kerwer et al., 1999; Sandalio et al., 
2001 
Inhibición de la germinación del polen 
y el crecimiento del tubo polínico 
Xiong & Peng, 2001 
Estrés oxidativo y enzimas 
antioxidantes 
Romero-Puertas et al., 2004, 2007; Gallego 
et al., 2005; Maksymiec & Krupa, 2006; 
Brahim et al.,2007; Han et al., 2008 
Inhibición de la fosforilación oxidativa 
mitocondrial 
Kessler & Brand, 1995 
Interferencia con la toma, transporte y 
uso de varios macro y 
micronutrientes, especialmente Fe, 
Mn y Zn 
Di Toppi & Gabbrielli, 1999; Zhou & Qiu, 
2005 
Tomado y adaptado de: PERNíA et al., 2008. 
10 
 
3.4 Plantas hiperacumuladoras 
El término “hiperacumuladora” fue acuñado por Brooks y Reeves para referirse a 
plantas desarrolladas en campo capaces de acumular concentraciones mayores a 
1.000 mg de metal, en algún tejido de su biomasa aérea. De forma general, las 
hiperacumuladoras alcanzan concentraciones de metales en hojas entre 10 y 100 
veces las concentraciones normales (CHANEY et al., 1997). Actualmente se utiliza 
el término hiperacumuladora de metales para designar plantas que acumulan 
 > 10. 000 mg kg-1 de Mn y Zn, >1.000 mg kg-1 de Co, Cu, Pb, Ni, As y Se y >100 
mg kg-1 de Cd (KIDD et al., 2007). 
 
Las hiperacumuladoras, se caracterizan principalmente por: la habilidad de crecer 
y desarrollarse en tierras con unos niveles de metales que son tóxicos para casi 
todas las especies de plantas, los metales se acumulan principalmente en el tallo, 
y no en las raíces (GUZMÁN, 2007). 
 
Aunque las plantas hiperacumuladoras tienen una extraordinaria capacidad para 
absorber metales pesados, esta capacidad depende de la biodisponibilidad de los 
metales en el suelo y, particularmente, del suministro a partir de formas menos 
disponibles para la planta (MCGRATH, et al., 1997). 
 
Los metales aparecen en el suelo en distintos grados de labilidad: cambiables, 
ligados a materia orgánica, a óxidos de hierro y manganeso, y a estructuras 
minerales. El concepto de biodisponibilidad se encuentra estrechamente 
11 
 
relacionado con las condiciones fisicoquímicas del ambiente, que determinan las 
relaciones entre las formas disueltas, lábiles y no lábiles de los elementos. Por ello 
es fundamental al determinar el grado de contaminación por metales pesados de 
un ambiente, conocer su biodisponibilidad, es decir, la concentración del metal 
libre y lábil presente en la muestra (BROWN et al., 1999; KIM et al., 2002). 
 
3. 5 Mecanismos de resistencia a metales 
Los vegetales que crecen en sitios naturalmente enriquecidos con metales 
desarrollaron mecanismos de tolerancia a su medio ambiente, a la fecha dichos 
mecanismos no han sido comprendidos en su totalidad; sin embargo, las posibles 
estrategias se clasifican en las siguientes categorías (ORTEGA et al., 2009) 
(Figura 2): 
 
Figura 2. Respuesta de las plantas expuestas a suelos o aguas contaminadas con 
metales pesados (KIDD et al., 2007). 
12 
 
Exclusión: Implica la formación de compuestos bioquímicos complejos en el 
medio ambiente o en la pared celular de las plantas; precipitación de metales en el 
exterior, a través de secreción de mucílagos y otros compuestos orgánicos; 
alteración de los sistemas de membrana del transporte para reducir la entrada de 
metales y aumento en la actividad de ciertas bombas iónicas (ORTEGA et al., 
2009). 
 
Indicadora: Una respuesta intermedia es la que presentan las plantas indicadoras 
cuya concentración metálica refleja la del suelo (BAKER, 1981). 
 
Inclusión y acumulación: Comprende la captura en el interior de las células 
donde no tiene efectos tóxicos como en la vacuola y la pared celular; 
detoxificaciónn interna de los metales a través de la incorporación de proteínas, 
ácidos orgánicos, histidina y péptidos ricos en grupos tiol denominados 
fitoquelatinas; reacciones de óxido-reducción las cuales cambian el estado 
reactivo de los metales a una forma menos tóxica (CHANEY et al., 1997). 
 
Hiperacumulación: Las hiperacumuladoras deben presentar cuatro 
características básicas: (1) acumular altas concentraciones de metales, por 
ejemplo, la concentración de metales en tallos u hojas debe ser de 10,000 mg kg-1 
(Zn y Mn), > 1000 mg kg-1 en masa seca (As, Pb, Cu, Ni y Co), 100 mg kg-1 (Cd) y 
1 mg kg-1 (Au). (2) la translocación de la concentraciones de metales en las partes 
aéreas debe ser mayor que en las raíces, por ejemplo factor de translocación >1. 
(3) el factor de enriquecimiento, concentración metálica en la planta / suelo, debe 
13 
 
ser mayor a 1. (4) tener alta tolerancia a los contaminantes tóxicos. La biomasa 
aérea no debe disminuir cuando los contaminantes en el medio aumentan. La 
primera característica es única de las hiperacumuladoras, mientras que el resto 
son compartidas con las acumuladoras (WEI et al., 2009). 
 
3. 6. Fitoremediación 
La Fitoremediación se basa en la capacidad de algunas especies de absorber, 
transformar, secuestrar o degradar directa o indirectamente algunos 
contaminantes que se encuentran en la zona radicular (TRAPP & KARLSON, 
2001). De manera más completa, la Fitoremediación puede definirse como una 
tecnología sustentable que usa plantas para reducir in situ la concentración o 
peligrosidad de contaminantes orgánicos e inorgánicos de suelos, sedimentos, 
agua, y aire, a partir de procesos bioquímicos realizados por las plantas y 
microorganismos asociados a su sistema de raíz que conducen a la reducción, 
mineralización, degradación, volatilización y estabilización de los diversos tipos de 
contaminantes. En la Tabla 3 se enlistan las ventajas y desventajas de la 
Fitorremediación. 
 
Recientemente se ha venido estudiando la vegetación nativa para identificar 
especies para el uso en fitorremediación a partir de la biodiversidad regional 
tropical (PRASSAD, 2004).En la Tabla 4, se encuentran algunas especies 
tropicales usadas en la fitorremediación. 
 
 
14 
 
Tabla 3. Ventajas y desventajas de la Fitorremediación. 
Ventajas Desventajas 
Tecnología sustentable Es un proceso relativamente lento (cuando las 
especies son de vida larga, como árboles o 
arbustos). 
Eficiente para tratar diversos tipos de 
contaminantes in situ 
Es dependiente de las estaciones. 
Aplicable a ambiente con 
concentraciones de contaminantes de 
bajas a moderadas. 
El crecimiento de la vegetación puede estar 
limitado por extremos de la toxicidad ambiental. 
De bajo costo, no requiere personal 
especializado para su manejo ni 
consumo de energía. 
Los contaminantes acumulados en las hojas 
pueden ser liberados nuevamente al ambiente 
durante el otoño (especies perennes). 
Poco perjudicial para el ambiente. La combustión puede acumularse en maderas 
para la combustión. 
No produce contaminantes secundarios y 
por lo mismo no hay necesidad de 
lugares de desecho. 
No todas las plantas son tolerantes o 
acumuladores 
Tiene una alta probabilidad de ser 
aceptada por el público, ya que es 
estéticamente agradable. 
La solubilidad de algunos contaminantes puede 
incrementarse, resultando en un mayor daño 
ambiental o migración de contaminantes. 
Tiene una versatilidad potencial para 
tratar una gama diversa de materiales 
peligrosos. 
Pudiera favorecer el desarrollo de mosquitos. 
Se pueden reciclar recursos (agua, 
biomasa, metales). 
Se requieren áreas relativamente grandes. 
Tomado de: NÚÑEZ et al., 2004. 
 
Ladesintoxicación de contaminantes por Fitoremediación se realiza empleando al 
menos uno de los siguientes mecanismos: fitoextracción, rizofiltración, 
fitoestimulación, fitoestabilización, fitovolatilización y fitodegradación 
(LÓPEZ et al., 2005). 
15 
 
Tabla 4. Algunas especies vegetales nativas tropicales utilizadas en 
fitorremediación. 
C. esculenta 
Fitorremediación de mercurio (Skinner et al., 2007). 
Reducción de nitrato, fosforo, sulfato, amonio y DQO 
en humedales (Mbuligwe, 2004). 
Reducción de pesticidas y herbicidas (Cheng et al., 
2002). 
Petiveria alliacea 
Efecto del nitrógeno e irradianza en la eficiencia 
fotosintética (Pérez et al., 2007). 
Echinochloa colona 
Efecto en la germinación por sometimiento a Cromo 
(Cr) (Rou et al., 2000). 
Heliconia sp. 
Tratamiento de ARD, buenas reducciones de DBO, 
DQO, Nitrógeno (Torres & Vásquez, 2010). 
G. sagittatum (Aubl) Beav. 
Rehabilitación de suelos contaminados mediante la 
acumulación de mercurio (Hg) (Ortega et al., 2011). 
Tomado y adaptado de: E. PEÑA – SALAMANCA et al., datos no publicados. 
3. 7. Mecanismos de la Fitorremediación 
La fitoextracción o fitoacumulación consiste en la absorción de contaminantes 
por las raíces; es la capacidad de algunas plantas para acumular contaminantes 
en sus raíces, tallos o follaje. Este mecanismo ha sido ampliamente estudiado en 
plantas que acumulan metales y recientemente con materiales radioactivos. La 
rizofiltración, se basa en la utilización de plantas crecidas en cultivos hidropónicos, 
se prefieren raíces de plantas terrestres con altas tasa de crecimiento y área 
superficial para absorber, concentrar y precipitar contaminantes (Figura 3) (LÓPEZ 
et al., 2005). 
16 
 
En la fitoestimulación o rizodegradación las plantas generan los exudados 
radiculares que estimulan el crecimiento de los microorganismos nativos capaces 
de degradar compuestos orgánicos xenobióticos (Figura 3) (LÓPEZ et al., 2005). 
 
Figura 3. Posibles destinos de los 
contaminantes durante la 
fitorremediación. Tomado de: 
PILON, 2005. 
 
 
La fitoestabilización es un mecanismo que utiliza la planta para desarrollar un 
sistema denso de raíces que le permite reducir la biodisponibilidad y la movilidad 
de los contaminantes evitando el transporte a capas subterráneas o a la 
atmosfera. La fitodegradación consiste en la transformación de los contaminantes 
orgánicos en moléculas más simples. En determinadas ocasiones, los productos 
de la degradación le sirven a la planta para acelerar su crecimiento, en otros casos 
los contaminantes son biotransformados (Figura 3) (LÓPEZ et al., 2005). 
 
La fitovolatilización, se produce a medida que las plantas en crecimiento 
absorben agua junto con los contaminantes orgánicos solubles. Algunos de los 
17 
 
contaminantes pueden llegar hasta las hojas y volatilizarse a la atmosfera (Figura 
3) (LÓPEZ et al., 2005). 
 
3. 8. Fases de la Fitoremediación. 
Una planta fitoremediadora realiza cualquiera de los mecanismos anteriores 
siguiendo tres fases: absorción, excreción y desintoxicación de contaminantes 
(LÓPEZ et al., 2005). 
La absorción de contaminantes se realiza a través de las raíces y las hojas 
mediante los estomas y la cutícula de la epidermis. Esta absorción ocurre en la 
rizodermis de las raíces jóvenes, que absorben los compuestos por ósmosis 
dependiendo de factores externos como la temperatura y el pH del suelo. Otros 
factores importantes que inciden en la penetración del contaminante son su peso 
molecular e hidrofobicidad que determinan que estas moléculas atraviesen las 
membranas celulares de la planta. Después de cruzar la membrana, los 
contaminantes son distribuidos a través de toda la planta (LÓPEZ et al., 2005). 
Los contaminantes que se absorben por las raíces, pueden en algunos casos 
excretarse vía hojas (fitovolatilización). Cuando las concentraciones de los 
contaminantes son elevadas, solo pequeñas fracciones (menos del 5%) se 
excretan en cambios en su estructura química. La desintoxicación de los 
compuestos orgánicos se lleva a cabo por la vía de la mineralización hasta dióxido 
de carbono (LÓPEZ et al., 2005). 
18 
 
3. 9. Sinopsis de las Plantas de Estudio 
 
Heliconia psittacorum 
De acuerdo con el sistema integrado de clasificación de plantas florales 
(angiospermas) de CRONQUIST (1981), la Heliconia (Figura 4) se ubica en el 
orden Zingiberales. Lo anterior es confirmado por el más moderno sistema para la 
clasificación de Angiospermas: sistema de clasificación APG II de 2003 (Grupo 
para la Filogenia de las Angiospermas), el cual se basa en criterios morfológicos. 
En este sentido, de acuerdo con CRONQUIST (1981) la clasificación sistemática 
de las Heliconias es la siguiente: 
Clase: Liliopsida (monocotiledoneae) 
Orden: Zingiberales 
Familia: Heliconiacea 
Género: Heliconia 
Especie: H. psittacorum L. f. 
Figura 4. H. psittacorum L. f. 
 
 
Las especies del género Heliconia se distribuyen en Brasil, Colombia, Guayana 
Francesa, Guyana, Surinam, Trinidad y Venezuela. Se desarrollan en pisos 
tropicales y de transición a premontano. Es una planta musoide a canoide, 0.5-1.5 
m de altura. Presenta hojas con pecíolos de 11-32 cm de largo y lámina de 37-60 
por 6-10 cm. Tiene una inflorescencia erecta de 8-18 cm de largo, un raquis 
flexuoso, por lo general anaranjado, glabro a glauco, espatas dísticas 3-7 por 
19 
 
inflorescencia, orientadas 30-45°, por lo común rojo-naranjas, glaucas y de 5-5.5 
por 1.6-2.5 cm. Flores anaranjadas, rojas o amarillas con ápices verde-oscuro, 
glabras, y rectas a parabólicas (Red Nacional de Jardines Botánicos, 2008). 
 
Las heliconias se propagan usualmente de manera natural a través del desarrollo 
de las yemas vegetativas presentes en su tallo rizomatoso, característica esta 
utilizada en producción para la multiplicación artificial. Los pseudotallos se cortan a 
15-30 cm de la base y los rizomas se dividen en secciones con uno a dos tallos, 
se quitan todas las raíces, los tallos y las hojas muertas, y se desinfectan 
sumergiéndolos en solución fungicida (JEREZ, 2007). 
 
Un aspecto relevante de las heliconias es que pueden ser utilizadas tanto para el 
ornato de parques y jardines (JEREZ, 2007). Por otra parte, se ha establecido que 
las Heliconias sp., además de poder ser utilizadas en el tratamiento de aguas 
residuales juegan un importante papel ecológico, pues presentan un crecimiento 
rizomatoso que permite contrarrestar los movimientos de tierra en las laderas 
erosionadas de barrancos (ARANGO, 2007). 
 
Gynerium sagitattum 
De acuerdo a GLOBAL BIODIVERSITY INFORMATION FACILITY (2012): La 
Clasificación del Portal de Datos de GBIF (basado en el Catálogo de la Lista de 
Verificación Anual, con adiciones provisionales de los recursos de datos de 
espécimen y observación) la clasificación de esta especies vegetal (Figura 5) es la 
siguiente: 
20 
 
Clase: Liliopsida 
Orden: Poales 
Familia: Poaceae 
Género: Gynerium 
Especie: G. sagittatum (Aubl.) Beauv. 
Figura 5. G. sagittatum (Aubl.) Beauv. 
 
Esta especie es originaria de América tropical, es nativa de Colombia, se 
encuentra en entre los 0 y 1500 m. Vive en bosques secos tropicales, y en 
bosques húmedos y muy húmedos premontanos. G. sagittatum (Aubl.) Beauv, 
alcanza los 7 m de altura y 4 cm de diámetro en su tallo, forma grandes 
asociaciones. Las hojas pueden llegar a medir hasta 1 m de alto, acintadas y 
dispuestas en forma de abanico al final de las cañas, borde aserrado con tricomas. 
Flores de color blanco, muy pequeñas y agrupadas en inflorescencias terminales. 
Frutos de 8 mm de largo, de color crema (Red Nacional de Jardines Botánicos, 
2008). 
 
Se propaga por secciones del tallo y la raíz. Se cortan trozos de 80 cm de largo, 
que se siembran horizontales en el sitio definitivo, es necesario dejar los nudos 
descubiertos. Especie de crecimiento rápido, que requiere abundanteluz solar, 
soporta sequías y suelos pobres (Red Nacional de Jardines Botánicos, 2008). 
 
Esta especie se usa como ornamental. Tiene aplicaciones artesanales en la 
fabricación de flautas, cunas y canastas; una variedad de hojas amarillas se usa 
21 
 
para la elaboración del sombrero "vueltiao". Se usa en la construcción de paredes 
y cielos rasos. Es medicinal, el cocimiento de la raíz se usa para detener la caída 
del cabello y como diurético. También se siembra como protector de las riberas de 
los ríos (Red Nacional de Jardines Botánicos, 2008). 
 
VYMAZAL & KROPFELOVA (2008), citan el trabajo realizado en Jamaica por 
STEWART (2005), como una investigación eficiente y de bajo costo, al utilizar 
G. sagittatum en el tratamiento de las aguas residuales provenientes de una 
escuela local en dos humedales construidos. 
 
Colocasia esculenta 
De acuerdo a GLOBAL BIODIVERSITY INFORMATION FACILITY (2012): La 
Clasificación del Portal de Datos de GBIF (basado en el Catálogo de la Lista de 
Verificación Anual, con adiciones provisionales de los recursos de datos de 
espécimen y observación) la clasificación de esta especies vegetal (Figura 6) es la 
siguiente: 
 
Clase: Liliopsida 
Orden: Arales 
Familia: Araceae 
Género: Colocasia 
Especie: C. esculenta (L.) Schott. 
Figura 6. C. esculenta (L.) Schott. 
 
22 
 
Esta especie se distribuye en México, islas del Caribe, Centroamérica, 
Suramérica, Asia, África, islas del océano índico, islas del océano Pacífico y 
Australia. Usualmente forman grandes agrupaciones alrededor de cuerpos de 
agua como manantiales, estanques, canales y otras áreas húmedas (Red 
Nacional de Jardines Botánicos, 2008). 
Esta especie presenta bulbos subterráneos ricos en almidón. Sus hojas tienen un 
peciolo esponjoso, verde frecuentemente de color púrpura en el ápice, mide de 80 
a 180 cm de largo; sus láminas foliares son de color verde oscuro y generalmente 
presentan un punto de color rojo o púrpura, donde se unen con el peciolo. Sus 
inflorescencias están cubiertas por una espata de unos 35 cm de largo. Sus flores 
son de color verde, amarillo pálido o blanco. Sus frutos son de color naranja. Sus 
semillas son pequeñas, miden de 1 a 1.5 mm (Red Nacional de Jardines 
Botánicos, 2008). 
 
La propagación se efectúa a través de los cormos, cuya plantación se hace 
comúnmente a principios de la temporada de lluvias, en hoyos de cinco a 10 cm 
de profundidad. La parte superior del cormo de donde surgen los brotes debe 
mantenerse ventilada al aire, para evitar la podredumbre. Según el Jardín 
Botánico José Celestino Mútis de Bogotá, es una especie ornamental. Sus tallos y 
rizomas son comestibles (Red Nacional de Jardines Botánicos, 2008). 
 
BINDU et al. (2010), presenta a C. esculenta como un bioagente en la remediación 
de aguas residuales contaminadas con metales pesados en humedales 
construidos. 
23 
 
4.0 Aspectos fisiológicos vegetales 
 
4. 1 Clorofila 
La clorofila es el pigmento de color verde presente en los cloroplastos, muy activo 
en el proceso de la fotosíntesis, absorbe luz en las longitudes de onda violeta, azul 
y rojo. Dado que refleja la luz verde, las hojas se observan de color verde, porque 
absorbe principalmente en las regiones del rojo y azul del espectro, de forma que 
solo parte de la luz enriquecida en longitudes de onda verde (550 nm) es reflejada 
(ZEIGER & TAIZ, 2006). 
La absorción de luz se representa mediante la ecuación (1) en la que la clorofila 
(Chl) en su estado de mínima energía, o estado fundamental, absorbe un fotón 
(representado por hv) y se produce la transición a un estado de mayor energía o 
estado excitado (Chl*) (ZEIGER & TAIZ, 2006). 
 
Chl + hv Chl* (Ecuación 1) 
 
Todas las clorofilas están formadas por un anillo de estructura compleja, 
químicamente similar a las porfirinas presentes en hemoglobina y citocromos. 
Además, suelen tener una larga cadena hidrocarbonada unida a la estructura del 
anillo. Esta cola ancla la clorofila a la parte hidrofóbica de su entorno. El anillo 
contiene algunos electrones deslocalizados y es la parte de la molécula implicada 
en las transiciones electrónicas y en las reacciones redox (ZEIGER & TAIZ, 2006). 
 
24 
 
Hay diferentes tipos de clorofila con una ligera variación en su estructura 
molecular, en las plantas, la clorofila a es el pigmento involucrado directamente en 
la transformación de la energía lumínica en energía química. Se estima en 2 g el 
peso de clorofila tipo a. La mayoría de las células fotosintéticas también contienen 
un segundo tipo de clorofila, llamada clorofila b y otro tipo de pigmentos, los 
carotenoides. Uno de los carotenoides que se encuentran en las plantas es el 
betacaroteno. Los carotenoides son pigmentos rojos, anaranjados o amarillos. En 
las plantas verdes, su color esta enmascarado por las clorofilas, que son más 
abundantes (CURTIS, 2006). 
 
Las clorofilas y los carotenoides absorben luz de longitudes de onda diferentes de 
las que absorbe la clorofila a. Estos pigmentos actúan como pantallas que 
transfieren la energía a la clorofila a y así extienden la gama de luz disponible para 
la fotosíntesis (CURTIS, 2006; FRAUME, 2007) 
 
4. 2 Potencial Hídrico 
La cantidad de agua presente en un sistema (planta) es una medida útil del estado 
hídrico de la planta, pero no permite determinar el sentido de los intercambios 
entre las distintas partes de una planta, ni entre el suelo y la planta (GARCÍA, 
2006) 
El agua en estado líquido, es un fluido, cuyas moléculas se hallan en constante 
movimiento. La movilidad de estas moléculas dependerá de su energía libre, es 
decir de la fracción de la energía total que puede transformarse en trabajo. La 
magnitud más empleada para expresar y medir su estado de energía libre es el 
25 
 
potencial hídrico (Ψ). El Ψ se mide en atmosferas, bares, pascales y 
megapascales, siendo 0,987 atm = 1 bar = 0,1 Mpa. A una masa de agua pura, 
libre, sin interacciones con otros cuerpos, y a presión normal, le corresponde un Ψ 
igual a 0 (GARCÍA, 2006). 
El Ψ está fundamentalmente determinado por la presión y por la actividad del 
agua. Esta última depende, a su vez, del efecto osmótico, presencia de solutos, y 
del efecto matricial, interacción con matrices solidas o coloidales (GARCÍA, 2006). 
El Ψ se puede expresar en función de sus componentes: 
 
Ψ = Ψp + Ψo + Ψm 
 
El Ψp, potencial de presión, es nulo a presión atmosférica, positivo para 
sobrepresiones por encima de la atmosfera, y negativo en condiciones de tensión 
o vacio. 
 
El Ψo, potencial osmótico, representa la disminución de la capacidad de 
desplazamiento del agua debido a la presencia de solutos. A medida que la 
concentración de soluto (es decir, el número de partículas de soluto por unidad de 
volumen de la disolución) aumenta, el Ψo se hace más negativo. Sin la presencia 
de otros factores que alteren el potencial hídrico, las moléculas de agua de las 
disoluciones se moverán desde lugares con poca concentración de solutos a 
lugares con mayor concentración de soluto. El Ψo se considera 0 para el agua 
pura (GARCÍA, 2006). 
 
26 
 
El Ψm, potencial matricial, representa el grado de retención del agua, debido a las 
interacciones con matrices solidas o coloidales, puede valer cero, si no hay 
interacciones, o ser negativo (GARCÍA, 2006). 
 
En términos generales el concepto de potencial hídrico indica el movimiento del 
agua, desde una zona de potencial hídrico grande a una zona de potencial menor, 
independiente de la causa que provoque esta diferencia (GARCÍA, 2006). 
 
4.3 Estrés Vegetal 
La palabra estrés se deriva del griego stringere y literalmente significa restricción o 
fuerza que empuja, deformando un cuerpo. Ecológicamente, el estrés se define 
como aquellas restricciones externas que limitan las tasas de adquisición de 
recursos, crecimiento o reproducción de los organismos,es decir el estrés implica 
la presencia de uno o varios factores externos que ejercen algún tipo de influencia 
sobre el funcionamiento normal del organismo expuesto (PEÑA et al., 2005). 
 
En el caso de las plantas, al ser autótrofas, cualquier cambio que indirecta o 
directamente reduzca la acumulación de biomasa debe ser considerado como 
biológicamente dañino, incluso si hay consecuencias benéficas para otros 
aspectos de la planta. El estrés también puede generar una demanda fisiológica a 
la planta ocasionando una desestabilización inicial de sus funciones, seguida por 
una normalización e incremento en la resistencia. La evaluación de la fotosíntesis 
y los efectos inducidos por estrés son importantes en el análisis del desempeño de 
las plantas bajo condiciones normales (PEÑA et al., 2005). 
27 
 
Dependiendo de la naturaleza del factor causante del estrés, se puede distinguir 
entre estrés biótico (producido por otros organismos) y estrés abiótico (producido 
por condiciones ambientales). 
 
4.4 Las Plantas frente al estrés 
Las respuestas al estrés se dividen en cuatro fases (LARCHER, 1995): 
 
Fase de alarma: consiste en el primer síntoma de estrés de un organismo, el cual 
reacciona con la disminución de su crecimiento; las repuestas del organismo se 
dan a corto plazo. La fase de alarma comienza con un dominio de las reacciones 
catabólicas sobre anabólicas. En esta fase se presenta una desestabilización 
estructural y funcional de las condiciones requeridas para el funcionamiento 
normal de los procesos vitales. 
 
Fase de resistencia: los organismos reaccionan al factor generador de estrés y 
se acomodan a las nuevas condiciones ambientales, pudiendo volver a su estado 
normal. En esta fase, las respuestas se dan a largo plazo y se alcanza un nivel 
óptimo de adaptación. 
 
Fase de exhaustación: si el factor de estrés se mantiene prolongadamente, 
aumenta su intensidad o se convierte en permanente, el organismo puede llegar a 
agotar su capacidad de adaptación y producirse la muerte. 
 
28 
 
Fase de restitución: si el estrés desaparece o no es suficientemente fuerte como 
para causar la muerte, la planta comienza a regenerar los tejidos dañados. Si el 
daño producido no llega a ser permanente, la planta puede volver a su condición 
fisiológica normal. 
 
La aplicación del modelo de estrés por fases es importante para caracterizar las 
condiciones fisiológicas de los organismos en cada fase de estrés. Los organismo 
indicadores que son más sensibles a los contaminantes se ajustan a la fase 1 
(alarma), mientras que los organismos indicadores menos sensibles se ajustan a 
respuestas fisiológicas de la fase 3 (agotamiento) y tienen mayor importancia 
ecológica (Figura 7). 
 
 
 
Figura 7. Fases de estrés ambiental. (PEÑA, 2005) 
 
29 
 
4.5 Humedales Construidos 
Los humedales construidos o artificiales (Wetland) son sistemas complejos con 
medios saturados, diseñados y construidos por el hombre, con vegetación 
sumergida o emergente y vida animal acuática que simulan un humedal natural 
para el uso y beneficio humano (PEÑA et al., 2003). El objetivo fundamental de 
estos sistemas es tratar las aguas residuales sacando provecho de muchos de los 
procesos de transformación y eliminación de contaminantes que ocurren en 
sistemas de humedales naturales. Este hecho explica por qué los humedales 
construidos son incluidos dentro del grupo de los llamados sistemas naturales 
para el tratamiento de aguas residuales (RODRÍGUEZ, 2003). 
 
Existen dos tipos de humedales, los de flujo superficial y subsuperficial (PEÑA et 
al., 2003). En los humedales de flujo superficial, el agua está expuesta a la 
atmosfera, esta situación brinda las condiciones para que proliferen mosquitos y 
se presenten olores desagradables, además de representar un riesgo para que el 
público entre en contacto con el agua residual parcialmente tratada (RODRÍGUEZ, 
2003), a diferencia de los humedales de flujo subsuperficial que son usados con 
mayor frecuencia para el tratamiento de aguas contaminadas. 
 
4.6. Humedales subsuperficiales de flujo horizontal 
Los humedales subsuperficiales de flujo horizontal son estanques o canales con el 
fondo generalmente impermeable sobre el cual se coloca un medio poroso que 
30 
 
puede ser arena o grava en el que se siembra las plantas emergentes. Al fluir 
horizontalmente las aguas residuales por el canal, generalmente pre-tratadas, el 
material filtra partículas y microorganismos, degradando el material orgánico 
(Figura 8) (SILVA, 2007). 
 
Figura 8. Humedal subsuperficial de flujo horizontal (EAWAG-SANDEC, 2012). 
 
El medio filtrante actúa tanto como filtro para eliminar sólidos, como una superficie 
fija para que las bacterias se adhieran, y como una base para la vegetación. 
Aunque las bacterias facultativas y anaeróbicas degradan la mayor parte de la 
materia orgánica, la vegetación transfiere una pequeña cantidad de oxígeno a la 
zona de raíces, de manera que pueden ser colonizadas por bacterias aeróbicas 
que también degradan el material orgánico. Las raíces de las plantas juegan un 
papel importante al mantener la permeabilidad del filtro (EAWAG-SANDEC, 2012). 
 
31 
 
Los Humedales subsuperficiales de flujo horizontal son más adecuados para 
climas cálidos, pero pueden ser diseñados para tolerar algunos periodos de 
congelación y de baja actividad biológica. En la Tabla 5, se enumeran algunas de 
las ventajas y desventajas del uso de este tipo de humedales (EAWAG-SANDEC, 
2012). 
 
Tabla 5. Ventajas y desventajas de los humedales subsuperficiales de flujo 
horizontal 
Ventajas Desventajas 
Requiere menos espacio que un 
humedal artificial de flujo superficial 
libre 
Requiere diseño y supervisión expertos 
Alta reducción de DBO, de solidos 
suspendidos y de patógenos. 
Costo moderado de capital dependiendo 
de la tierra, recubrimiento, relleno, etc., 
bajo costo de operación. 
No presenta los problemas de 
vectores sanitarios, como los 
mosquitos del Humedal artificial de 
flujo superficial 
Requiere pre-tratamiento para prevenir 
las obstrucciones. 
Puede ser construido y reparado con 
materiales disponibles localmente 
 
La construcción puede proporcionar 
empleo temporal a gente de la 
localidad 
 
No requiere energía eléctrica 
Tomado de: (EAWAG-SANDEC, 2012). 
 
 
32 
 
4. OBJETIVOS 
 
 
4. 1 General 
 
Evaluar el efecto de la variación de los metales pesados (Hg+2, Cd+2, Cr+2 y Pb+2) 
en las respuestas fisiológicas de tres especies vegetales tropicales: G. sagittatum, 
H. psittacorum y C. esculenta 
 
 
 
4. 2 Específicos 
 
 Evaluar el efecto de la variación de los metales pesados sobre la actividad 
fotosintética de las plantas a través de la medición de la clorofila en las plantas. 
 
 Evaluar el efecto de la variación de los metales pesados sobre el balance 
hídrico, a través de la medición del potencial hídrico en las tres especies 
vegetales de estudio. 
 
 Establecer la capacidad de translocación de los metales pesados por las 
especies vegetales evaluadas. 
 
 
 
 
 
 
 
33 
 
5. METODOLOGIA 
 
5. 1. Área de estudio. 
 
La investigación se desarrolló en la Universidad del Valle, campus Meléndez, en la 
micro-estación de investigación de Biología (3o 22’ 23.64” N, 76o 31’54.15”O) Cali 
(Figura 9). El trabajo en el invernadero permitió tener control sobre la precipitación 
pluviométrica y proteger las plantas contra enemigos naturales (plagas, insectos 
entre otros). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 9. Localización del Proyecto escala Microcosmos. 
 
 
 
 
5. 2. Especies Vegetales 
Las especies utilizadas en la investigación fueron seleccionadas con base en los 
resultados del estudio “Efecto en el crecimiento y fisiología en11 especies 
vegetales regadas con lixiviado del relleno sanitario de Presidente” (VÁSQUEZ & 
34 
 
TORRES, 2010). Las especies empleadas fueron: C. esculenta, H. psittacorum y 
G. sagittatum (Figura 10). 
 
H. psittacorum L.f. 
Nombre común: Heliconia 
(Jerez, 2007) 
C. esculenta (L.) Schott. 
Nombre común: Oreja de 
burro, Taró o Malanga. 
(Irwinet et al., 1998) 
G. sagittatum (Aubl.) 
Beauv. 
Nombre común: Caña 
Brava, Juka o ukálul 
(Benavides et al., 2007) 
 
Figura 10. Especies vegetales elegidas para el evaluar el efecto de los metales 
pesados sobre su fisiología. 
 
 
La siembra de las especies vegetales se hizo por esquejes (comprados en un 
vivero comercial las dos primeras y la última tomada de la orilla del río Meléndez, 
Cali, Colombia) y durante 4 semanas se mantuvieron bajo la condición de vivero. 
Se cultivaron alrededor de 40 plantas de cada especie, las cuales alcanzaron una 
altura promedio de 15 cm. Posteriormente las plantas en edad juvenil se 
sembraron en los reactores. La Figura 11 presenta el esquema utilizado para el 
manejo de las plantas. 
 
35 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 11. Diagrama de manejo de las especies vegetales evaluadas. Tomado y 
adaptado de SHIYAB et al. (2009). 
 
 
5. 3. Unidades Experimentales. 
 
Las unidades experimentales utilizadas fueron humedales construidos 
subsuperficiales de flujo horizontal (HCFSS) a escala de microcosmos construidos 
en fibra de vidrio (450 gr) y resina poliéster, de dimensiones: 0.60 m largo, 0.30 m 
ancho y 0.50 m altura total y una altura de nivel de agua de 0.40 m, ubicadas en el 
invernadero de la micro-estación de Biología. La Figura 12 se presenta un 
esquema de los reactores experimentales utilizados en el estudio y una foto de la 
unidad. 
 
Aclimatación de las especies 
vegetales (vivero) 
(1 mes) 
Trasplante y pruebas a nivel de 
microcosmos 
(8 semanas) 
Cosecha para análisis de 
laboratorio 
36 
 
 
A) B) 
 
 
 
Figura 12. A) Esquema humedales sin escala, B) Foto de unidad microcosmo 
empleada en el estudio. 
 
 
El sistema de alimentación de los reactores se hizo a gravedad y para garantizar 
el suministro del lixiviado sintético con un flujo estable y controlado a los 
microcosmos, se utilizó un sistema conformado por un tanque plástico de 
almacenamiento y un dispositivo de goteo (venoclises) en cada unidad. Esta 
condición permitió que los humedales funcionaran bajo un flujo semi-continuo por 
espacio de ocho (8) horas al día con una caudal 0.010 m3 d-1, que equivale a un 
tiempo nominal de retención hidráulica (TRH) de 3 días. 
 
El medio filtrante empleado en las unidades experimentales fue grava mediana de 
diámetro 25, 4 mm y una altura de 0,45 m. Previa al llenado de los reactores con 
grava, este material fue lavado con abundante agua y una solución al 5% de 
37 
 
hipoclorito de sodio para eliminación de posibles microorganismos. En la Tabla 6 
se presentan las características de este material 
 
Tabla 6. Características del medio filtrante utilizado en los humedales construidos, 
ensayo microcosmos 
Tipo de 
Material 
Tamaño Efectivo 
D10 (mm) 
Porosidad 
(%) 
Conductividad 
Hidráulica 
ks (m
3/m2/d) 
Densidad 
real 
Kg m-3 
Grava Media 25 38,86 1100,076 2650 
Fuente: Laboratorio de Suelos, Universidad Nacional Sede Palmira, 2011. 
 
Se realizó un proceso para la selección de las plantas a sembrar en cada reactor. 
Este trabajo se efectúo empleando el software R 2.10. El número de individuos 
sembrados en cada reactor fue de tres, lo que implicó que en total se sembraron 
18 plantas por especie vegetal (3 plantas por reactor y seis reactores con la misma 
especie vegetal). 
 
5.4. Selección de las especies vegetales 
El universo total de plantas por especie fue de: H. psittacorum 30; G. sagittatum 
30, C. esculenta 32. Las plantas fueron numeradas del 1 hasta al N, para realizar 
38 
 
la selección mediante R. Igualmente fue necesaria la construcción de unos 
códigos para el uso de R. Los códigos empleados fueron: 
Código para la aleatorización de las plantas “cuales plantas se asignan a 
cada reactor” 
Heliconia 
k= 30 #disponibilidad 
r=6 #reactores 
n=3 #plantas por reactor 
x<-1:k #vector de disponibilidad 
plantas<-matrix(sample(x,n*r,replace=F),r,n,byrow=T) 
rownames(plantas)<- c("Reactor c1r1", "Reactor c1r2", "Reactor c2r1", "Reactor c2r2", 
"Reactor cr1", "Reactor cr2"). 
 
Los resultados de las plantas seleccionadas se presentan en la Tabla 7. 
 
Tabla 7. Especies sembradas en los reactores. 
C1: Factor 1: C2: Factor 2: R1: Replica 1; R2: Replica 2; CR1: Control 1:CR2: 
Control 2. 
Reactores 
H. psittacorum G. sagitatum C. esculenta 
Plantas seleccionadas Plantas seleccionadas Plantas 
seleccionadas 
Reactor C1R1 10 17 29 13 26 14 18 8 16 
Reactor C1R2 23 27 5 1 24 25 20 10 11 
Reactor C2R1 26 13 25 2 31 23 2 5 21 
Reactor C2R2 20 19 16 15 27 10 26 1 4 
Reactor CR1 18 3 8 5 16 3 24 3 25 
Reactor CR2 6 28 14 6 18 30 15 6 12 
39 
 
5. 5. Ubicación de los reactores 
Para definir la ubicación de los reactores en el área de estudio, se realizó el 
proceso de aleatorización empleando el paquete estadístico R 2.10, utilizando los 
siguientes códigos: 
 
 
Código para la aleatorización de los reactores “que tipo de planta se asigna 
a cada reactor” 
 
#asignación aleatoria plantas – reactores bajo carga contaminante, se repite para cada 
replica y para cada factor. 
especies<-c("Heliconia","Oreja de Burro", "Caña Brava","Control") 
orden<-sample(especies, 3, replace=F) 
names(orden)<-c("Reactor 1", "Reactor 2", "Reactor 3", "Reactor 4") 
orden 
#asignacion aleatoria plantas – reactores bajo solución Hoagland-Controles. 
especies<-c("Heliconia","Oreja de Burro", "Caña Brava") 
orden<-sample(especies, 3, replace=F) 
names(orden)<-c("Reactor 1", "Reactor 2", "Reactor 3") 
orden 
 
 
Acorde con los resultados de la ubicación de los reactores, estos se instalaron 
sobre estibas que elevaron las unidades entre 10 y 15 cm del suelo, condición que 
permitió el aislamiento térmico del suelo y facilitó la recolección del efluente 
(Figura 13). 
40 
 
 
 
Figura 13. Montaje Experimental. 
 
En cada una de las 12 unidades experimentales que trabajaron con las 
concentraciones de metales pesados, se instaló un cilindro de diámetro 76,2 mm 
en malla plástica (diámetro orificio malla de 19,05 mm), el cual se rellenó con 
grava y al final del experimento, de este cilindro se tomaron las muestras para la 
determinación del contenido de metales en el medio filtrante. 
 
5. 6. Lixiviado Sintético. 
Dado que el objetivo central de esta etapa de la investigación era establecer la 
capacidad fitoremediadora de las especies vegetales (C. esculenta, H. psittacorum 
y G. sagittatum) y en la perspectiva de reducir potenciales efectos inhibitorios 
sobre este proceso, se decidió trabajar con lixiviado sintético, condición 
recomendada en otros estudios (NAN et al., 2006; LIU et al., 2007; ZHI-XIN et al., 
Tratamiento 2 Tratamiento 1 
41 
 
2007; PAPAZOGLOU, 2007; BONFRANCESCHI et al., 2009; LING-LI et al., 2009; 
SHIYAB et al., 2009; LIU et al, 2010; GIRI & PATEL, 2011). 
 
Con base en los datos de caracterización del lixiviado crudo del relleno de 
Presidente reportados por BUGASEO (2010) para el periodo 2006-2010 y los 
valores obtenidos en las caracterizaciones de VÁSQUEZ & TORRES (2010) y 
ECOQUIMICA (2011), se hizo un análisis estadístico de esta información a través 
del software R versión 14 de 2010, buscando encontrar una correlación de los 
datos del contenido de materia orgánica (DQO) del lixiviado real con la DBO5. En 
la Figura 14, se presenta la correlación entre la DQO y la DBO5 (ecuación2), con 
un r2 del 92%. Así mismo, se describen los algoritmos empleados en R para este 
trabajo. 
 
DBO = 368.738 + 0.378 DQO = 2922.51 mg L-1 (Ecuación 2) 
DQO = 6756 mg L-1 (promedio periodo 2008 a 2011). 
 
Códigos para uso de software R versión 2010 para generar correlación datos 
históricos de DQO y DBO. 
#Datos Históricos BUGA ASEO 
DQO<-c(7946.6,4463.6,2106.34,600,22467.2,17165.6,1457.8,4490,4380.4,5402,11091,4718.09,6315.9,6092.16,2376.86) 
DBO<-c(6628.5,1540,1000,195.96,7694.8,7744.4,555.3,1266.7,1531.83,3005,3825,1708.1,2717.5,2733.3,1545) 
#Datos Profe Madera UNIVALLE 
DQO2<-c(5367,6141,6537,6811,6537,7228,6000,6218.04,6590.05,8769.02) 
#Estableciendo la relación DQO vs DBO 
modelo<-lm(DBO~DQO) 
x=quantile(DQO2,0.5) 
y=modelo$coefficients[1]+quantile(DQO2,0.5)*modelo$coefficients[2] 
x1=quantile(DQO2,0.75) 
y1=modelo$coefficients[1]+quantile(DQO2,0.75)*modelo$coefficients[2] 
#Generando la grafica 
a<-matrix(c(1,1,1,2), 4, 1, byrow = TRUE) 
layout(a) 
42 
 
#relacion historica (datos bugaseo) 
plot(DQO, DBO, main="Relación Histórica DQO(mg/L) - DBO(mg/L)", xlab="DQO(mg/L)", ylab="DBO(mg/L)", 
xlim=c(0,13000),ylim=c(0,8000)) 
abline(modelo, col="Red") 
legend(8000,6000,legend = paste("DBO = ",round(modelo$coefficients[1],3)," 
+",round(modelo$coefficients[2],3),"DQO"),cex=0.9) 
segments(x,0,x,y, col = "Blue",lty=5) 
segments(0,y,x,y, col = "Blue", lty=5) 
segments(x1,0,x1,y1, col = "Green",lty=5) 
segments(0,y1,x1,y1, col = "Green", lty=5) 
#Comportamiento DQO mediciones recientes (UNIVALLE)Febrero 2010 - Abril 2011 
boxplot(DQO2, ylim=c(0,13000), horizontal=T, main= "Comportamiento Actual DQO(mg/L)",xlab="DQO(mg/L)") 
abline(v=c(x,x1), col =c("Blue","Green"),lty=5) 
 
 
 
 
0 2000 4000 6000 8000 10000 12000
0
20
00
40
00
60
00
80
00
Relación Histórica DQO(mg/L) - DBO(mg/L)
DQO(mg/L)
D
B
O
(m
g/
L)
DBO = 368.738 + 0.378 DQO
0 2000 4000 6000 8000 10000 12000
Comportamiento Actual DQO(mg/L)
DQO(mg/L)
 
 
Figura 14. Correlación estadística de la DQO y DBO. 
 
 
El lixiviado sintético se preparó buscando simular las características del lixiviado 
real y que haya sido parcialmente tratado a través de una Laguna Anaerobia de 
Alta Tasa (60% eliminación materia orgánica- DQO, PEÑA, 2002 y 2003; MARA, 
2003) y compuesto por los principales ácidos grasos volátiles de cadena corta-
AGVs- (ácido acético, propiónico y butanoico) encontrados después de la 
43 
 
fermentación ácida durante el tratamiento primario de aguas residuales con 
lagunas anaerobias. La DQO utilizada fue en promedio de 500 mg L-1. Acorde con 
los resultados encontrado por MORENO (2009), la composición de la DQO del 
lixiviado de Presidente luego de ser evaluada la biodegradabilidad anaeróbica fue 
de: C2:C3:C4 (ácido acético: propíonico: butanóico) 73%:23%:4% respectivamente, 
relación que fue empleada para la preparación del lixiviado sintético y cuyos 
reactivos fueron ácido acético (Merck, Darmstadt, Alemania, pureza > 99,9%), 
propiónico (Alfa Aesar, USA, 99,4% pureza) y butanoico (Panreac, USA, 99,5% 
pureza). 
 
En el caso de los metales pesado se emplearon sales como cloruro de mercurio 
(HgCl2) (Merck, 99,6% pureza); Sulfato de plomo (PbSO4) (Merck, 99,9% pureza); 
Dicromato de Potasio (K2Cr2O7) (Merck, 99,9% pureza); CdCl2 (Merck, 99,9% 
pureza), buscando concentraciones entre 5 a 10 veces superior a la concentración 
promedio encontrada en el lixiviado real. 
 
Respecto al amonio, acorde con CLARK & BALDWIN (2002), concentraciones de 
este contaminante superior a 300 mg L-1 es tóxico para las plantas, razón por la 
cual se optó trabajar con una concentración de 100 mg L-1 de amonio y para su 
preparación se empleó cloruro de amonio (Merck, 99,9% pureza); En relación al 
Fosforo, acorde con el análisis estadístico de los datos de caracterización para 
este nutriente en el lixiviado real la concentración es de 10 mg L-1, se trabajó con 
una concentración de 7 mg L -1 y donde se empleó KH2PO4 (Merck,99% pureza); 
44 
 
finalmente para los micronutrientes, las concentraciones utilizadas se muestran en 
la Tabla 8. 
 
 
Tabla 8. Concentraciones de micronutrientes para 5 L de solución madre. 
Micronutriente Concentración (mg/L) 
Calcio (Ca) 0,075 
Magnesio (Mg) 0,500 
Manganeso (Mn) 0,500 
Hierro (Fe) 5,000 
 
 
Todos los elementos fueron preparados de manera independiente en soluciones 
stock de volumen entre 0,5 y 1 Litro según el contaminante y para su elaboración 
se utilizó agua destilada y diariamente de las soluciones madres se tomaban 
alícuotas para la preparación del Lixiviado sintético con el cual se alimentó los 
reactores. En la Tabla 9, se presentan los volúmenes de las alícuotas tomadas 
para la preparación diaria del lixiviado sintético. Por la adición de los ácidos y las 
sales metálicas, el pH del lixiviado descendió a valores de 4 unidades, razón por la 
cual se adicionó una base (%1 NaOH) que permitió elevar el valor cercano 6 
unidades. 
 
 
 
 
 
45 
 
Tabla 9. Volúmenes empelados de sustancias en lixiviado sintético 
 
Substancia 
Concentración 
solución madre 
Volumen 
solución 
madre (L) 
Concentración 
contaminante en 
el LX mg L
-1
 
Cantidad (ml) solución 
madre utilizado para 
preparar Lixiviado 
A Acético mg L
-1
 491,3 1.3 358,6 1.0 
A Propiónico mg L
-1
 491,3 0.4 113 0.3 
A Butanoico mg L
-1
 491,3 0.1 19,7 0.1 
Amonio g/l 1509,2 1 100 16,7 
Fosforo g/l 84317 0,6 7 16,7 
Cd
+2
 * mg L
-1
 100 1 0,15/0,3 39,6/79,2 
Hg
+2
 *+ mg L
-1
 111,7/220 0,4 0,0305/0,060 13,3 
Pb
+2
 * mg L
-1
 2600/34000 1 0,75/1,0 16,7 
Cr 
+6
 * mg L
-1
 9600/12800 1 0,75/1,0 16,7 
* Valores (a/b): a: Concentración 1 del metal; b: concentración 2 del metal. 
+ Soluciones madres preparada cada 15 días para minimizar formación de precipitados. 
 
 
 
 
5. 7. Diseño experimental 
 
Se realizó un diseño factorial con dos factores: 
 
i) Tipo Plantas: Tres especies vegetales diferentes sembradas cada una en 
un reactor. 
 
ii) Tratamientos: Se utilizaron dos concentraciones diferentes de metales 
pesados (concentración 1 y concentración 2) presentes en los lixiviados 
sintéticos. La Tabla 10 describe los tratamientos de la investigación. 
 
 
46 
 
Tabla 10. Características de los tratamientos. 
Parámetro N 
Concentración 1 Concentración 2 Agua unidades control 
Promedio Desv Stan Promedio Desv Stan Promedio Desv Stan 
DQO (mg/L) 8 735,5 143,664 735,5 143,664 
DBO (mg/L) 6 391,667 32,703 391,667 32,703 
NTK (mg/L) 8 132,496 46,494 132,496 46,494 
N-NH4 (mg/L) 8 99,355 28,220 99,355 28,220 
N-NO3 (mg/L) 8 1,621 0,622 1,621 0,622 
P-PO4 (mg/L) 6 7,277 3,483 7,277 3,483 
Cr total (µg/L) 5 1644 352,992 2266 259,71 
Cr VI (µg/L) 5 1183,647 508,802 2016,453 672,09 
Cd (µg/L) 5 86,33 48,409 253,6 12,406 
Pb (µg/L) 5 283,774 235,429 593,874 490,951 
Hg (µg/L) 5 60,368 39,51 71,568 39,724 
T ( C ) 48 23,210 2,359 23,348 2,610 23,091 2,382 
Ph 48 5,229 0,917 5,137 0,887 6,894 0,458 
OD (mg/ L) 48 4,153 0,411 4,131 0,346 4,055 0,398 
Redox (mV) 47 222,564 134,886 224,889 130,680 251,638 163,474 
CE (dS/m) 48 1482,542 253,294 1512 223,673 145,168 13,810 
 
 
 
 
47 
 
 
En la Tabla 11 se muestra la forma en la cual los tratamientos fueron aplicados a 
las unidades experimentales. 
 
 
Tabla 11. Aplicación de los tratamientos ensayo microcosmos 
 
 
Tratamiento 
Especie 
Vegetal 
Concentración metal pesado aplicada 
1 E1 Concentración 1 
1 E2 Concentración 1 
1 E3 Concentración 1 
2 E1 Concentración 2 
2 E2 Concentración 2 
2 E3 Concentración 2 
Control E1 Agua limpia sin metales+ Hoagland 
Control E2 Agua limpia sin metales+ Hoagland 
Control E3 Agua limpia sin metales+ Hoagland 
 
 E1: G. sagittatum, E2: H. psittacorum y E3: C. esculenta. 
 
 
 
Para cada tratamiento por concentración de metales evaluados se trabajó con dos 
replicas para un total de seis (6) unidades experimentales. Así mismo,tres (3) 
unidades de control con su respectivo duplicado (6 reactores en total) fueron 
alimentadas con agua potable (sin cloro) y sin metales pesados a las cuales se le 
adicionó 500 ml de solución Hoagland a cada unidad, dos veces a la semana. La 
Tabla 12, presenta los componentes de la solución Hoagland empleada. 
 
 
 
48 
 
Tabla 12. Componentes solución Hoagland 
Componente Cantidad (ml) 
Ca(NO3) 2.5 
KNO3 2.5 
MgSO4 1.0 
Fe EDTA 0.5 
Micronutrientes* 0.1 
 Tomado de: HOAGLAND & ARNON, (1938), citado por SHIYAB et al., (2009) 
 
 
El trabajo se realizó para los dos factores de manera simultánea. En la Figura 15 
se muestra el esquema experimental, los números en cada reactor corresponden 
a las plantas sembradas acorde con el proceso de selección (ver anterior Tabla 6). 
 
 Tratamiento 1 
 
 
 
 
 
 
 
 Tratamiento 2 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 15. Montaje experimental (sin escala) 
 
 
 
 
Gynerum 
sagitatum: 
13, 26,14. 
 
Colocasia 
esculenta: 
20,10,11. 
 
Heliconia 
psittacorum: 
10,17,29. 
 
Colocasia 
esculenta
18, 8,16. 
 
Heliconia 
psittacorum. 
23,27,5. 
 
Gynerum 
sagitatum. 
1, 24,25 
 
Colocasia 
esculenta 
2,5,21 
 
Colocasia 
esculenta 
26,1,4. 
 
Heliconia 
psittacorum: 
26,13,25 
 
Heliconia 
psittacorum. 
6,28,14. 
 
Gynerum 
sagitatum. 
6,18,30 
 
GYNERUM 
sagitatum: 
2,31,23. 
49 
 
5. 8. Medición de las variables de respuesta 
Se evaluaron las siguientes variables o parámetros de respuesta fisiológicos en 
las plantas, consignados en la Tabla 13. 
 
Tabla 13. Medición de parámetros fisiológicos en plantas. 
Potencial 
Hídrico 
Se cortó una hoja totalmente desarrollada en cada planta. Se 
introdujo el tallo o peciolo en la cámara de presión de Scholander 
(Modelo 1000). Se registró la presión cuando el agua de la zona 
del corte exudó fuera de los tejidos. 
Clorofila 
A través del medidor de clorofila (Minolta Spad 502), se determinó 
la cantidad de clorofila presente en las hojas de las plantas. 
 
 
5. 9. Periodicidad de las Mediciones 
El sistema en general de los humedales construidos funcionó durante nueve 
semanas. A lo largo de este tiempo de experimentación la toma de datos de cada 
variable se realizó de acuerdo a la Tabla 14. 
 
Tabla 14. Tiempo destinado para la toma de datos de cada variable 
Potencial Hídrico Clorofila 
1 vez a la semana en una 
hoja por planta 
2 veces a la semana en tres 
hojas por planta 
50 
 
Debido a que la medición de Potencial Hídrico es una técnica destructiva, se 
realizó una vez a la semana cada 15 días, mientras que la medición de Clorofila 
se llevó a cabo dos veces a la semana, los días martes y jueves. Por otro parte, 
dado que el estrés hídrico es mayor al medio día, la hora de medición de las dos 
variables, se realizó entre las 08:00 y 10: 00 horas de la mañana. 
 
6.0. Medición de parámetros ambientales. 
Durante las nueve semanas de experimentación, se tomaron datos de radiación 
lumínica dentro y fuera del invernadero dos veces a la semana entre las 08:00 y 
12: 00 horas del día, utilizando los sensores Quantum LI-COR para medir con 
precisión esta variable. También se registraron los datos de temperatura y 
humedad relativa. 
 
6.1. Medición de metales pesados en plantas. 
Las especies empleadas en el estudio (C. escuelenta, G. sagitatum y H. 
psitacorum), fueron retiradas de forma completa de las respectivas unidades al 
terminar la experimentación. Las plantas fueron cortadas en los diferentes tejidos 
(raíz, tallo, rama y hojas). 
 
Muestras de 5 gr de los tejidos de las plantas sometidas al tratamiento (C1 y C2) 
fueron enviadas a los laboratorios de análisis industrial del Departamento de 
Química de Univalle para la determinación de Hg+2 y al laboratorio de análisis 
químico del instituto IHE de Holanda para la determinación de los otros metales 
(Pb+2, Cd+2, Cr+6). 
51 
 
En el caso de las muestras para el IHE, previo al envío, estas fueron secadas en 
horno a 80ºC por 24 horas en cajas de petri, posteriormente se realizó la molienda 
sobre el material seco en un triturador de muestras marca IKA a14 basic, con 
cuchillas A11-2. 
 
6. 2. Análisis de datos. 
Para el análisis estadístico de los resultados de las características fisiológicas 
medidas durante el experimento, se realizó la prueba de Anova de Medidas 
Repetidas en el software estadístico SPSS versión 19 (2010), para realizar las 
comparaciones entre el conjunto de datos obtenidos, y evaluar el efecto del tiempo 
en cada una de las variables estudiadas. 
Se determinó el supuesto de esfericidad probado a un nivel de significancia del 5% 
(0,05) para establecer el tipo de análisis a realizar. Se utilizó el estadístico F 
univariado, aplicando el índice corrector llamado épsilon. Para poder utilizar el 
estadístico F univariado se corregieron los grados de libertad de F. Este índice 
corrector expresa el grado en que la matriz de varianzas – covarianzas se aleja de 
la esfericidad y ofrece dos estimaciones: Greenhouse-Greisser 
(Greisser&Greenhouse, 1958) y Huynh-Feldt (1976), siendo la primera de ellas la 
más conservadora. El análisis se basó en los resultados obtenidos por estas dos 
estimaciones de épsilon. 
Para el contraste de las pruebas de las hipótesis se utilizó una significancia del 
5%, con un nivel de confianza del 95%, y se realizó la prueba de Tukey para 
evaluar la existencia de diferencias significativas entre los grupos de datos. 
52 
 
6. RESULTADOS 
6.1 Parámetros ambientales 
Dentro del invernadero se registró en promedio una temperatura de 27,13 °C, una 
humedad relativa de 65,78 %, una radiación lumínica interna de 542 µmol m2 y 
externa de 1004 µmol m2. No se encontró ninguna relación entre la radiación 
lumínica dentro del invernadero y los datos de clorofila obtenidos en las plantas 
(Figura 16). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 16. Radiación lumínica vs concentración de clorofila en el tiempo para las 
tres especies vegetales. 
53 
 
6. 2. La clorofila de las plantas 
La concentración de clorofila (Unidades SPAD) difirió entre las tres especies 
vegetales. En G. sagittatum la clorofila en los dos tratamientos fue más alta que 
los datos registrados en el control (Figura 17). 
 
 
Figura 17. Valores de clorofila de G. sagittatum en el tiempo. 
 
En H. psittacorum la concentración de clorofila registrada en los tratamientos, no 
superó a las plantas control. En el tiempo, la clorofila aumentó en el tratamiento 1 
54 
 
y en el tratamiento 2 no cambió significativamente, pero fue próxima al control 
(Figura 18). 
 
Figura 18. Valores de clorofila de H. psittacorum en el tiempo. 
 
 
En C. esculenta los valores de clorofila en el tratamiento 1 fueron próximos a los 
datos obtenidos en el control, mientras que en el tratamiento 2 los valores 
registrados coincidieron con el control (Figura 19). 
55 
 
 
Figura 19. Valores de clorofila de C. esculenta en el tiempo. 
 
 
 
Al realizar el análisis de varianza, los resultados confirmaron que la concentración 
de clorofila en todas las especies varío con el tiempo (p < 0.05) (Tabla 15). 
 
 
 
56 
 
Tabla 15. Prueba del efecto tiempo en el experimento 
Origen 
Suma de 
cuadrados tipo 
III 
Gl 
Media 
cuadrátic
a 
F Sig. 
Tiempo Esfericidad 
asumida 
904.253 8 113.032 4.466 .000 
Greenhouse-
Geisser 
904.253 1.778 508.483 4.466 .032 
Huynh-Feldt 904.253 4.156 217.601 4.466 .004 
Límite-inferior 904.253 1.000 904.253 4.466 .064 
Tiempo * 
especie * 
tratamiento 
Esfericidad 
asumida 
473.097 32 14.784 .584 .953 
Greenhouse-
Geisser 
473.097 7.113 66.509 .584 .761 
Huynh-Feldt 473.097 16.622 28.462 .584 .880 
Límite-inferior 473.097 4.000 118.274 .584 .682 
Error 
(Tiempo) 
Esfericidad 
asumida 
1822.115 72 25.307 
 
Greenhouse-
Geisser 
1822.115 16.005 113.847 
 
Huynh-Feldt 1822.115 37.400 48.720 
Límite-inferior