CINETICA ENCIMATICA

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Contenido
• Especificidad, sitio activo y grupos catalíticos
• Complejo enzima-sustrato
• Nomenclatura de las enzimas
• Enzimas y coenzimas
• Cinética enzimática
• Modelos en cinética enzimática
• Inhibición
• Efecto del pH
• Efecto de la temperatura
• Cooperatividad y alosterismo
• Modelos sobre cooperatividad y alosterismo
• Aspartato transcarbamilasa
• Enzimas de escape
 
 
Conceptos clave
1 Las enzimas son catalizadores proteicos que aceleran la velocidad de una reacción química.
2 El sustrato o los sustratos se unen al sitio activo de la enzima.
3 Para transformarse en productos, los sustratos pasan por un estado de transición. Mientras mayor sea la energía que se requiere
para llegar al estado de transición –energía de activación-, menor es la velocidad de la reacción. Las enzimas disminuyen la energía
de activación.
4 Las coenzimas son cofactores orgánicos que se unen a la enzima para promover su actividad. La coenzima define el tipo de
reacción en la que participa la enzima.
5 La ecuación de Michaelis-Menten es una hipérbola rectangular que describe la dependencia de la velocidad con respecto a la
concentración de sustrato.
6 La constante de Michaelis o Km corresponde a la concentración de sustrato a la cual se alcanza la mitad de la velocidad máxima.
7 Cuando hay muerte celular se liberan enzimas a la sangre. A éstas se les llama enzimas de escape. Según el tejido que se daña, es
la enzima que se detecta en la sangre.
 
 
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Las enzimas son catalizadores proteínicos que incrementan la velocidad de una reacción
y que no se consumen durante ésta. A diferencia de los catalizadores químicos, las
enzimas actúan en condiciones muy suaves, a temperaturas menores de 70 °C, pH
aproximado de 7 y presión de una atmósfera. Sin embargo, el incremento que ejercen
sobre la velocidad de la reacción es enorme, y va de 106 a 1012 veces con respecto a la
rapidez en ausencia del catalizador. Otra propiedad importante de las enzimas es su alto
grado de especificidad; sólo catalizan la reacción en que participa un sustrato o un grupo
de sustratos con ciertas características químicas y geométricas comunes. Debido a que la
enzima es cientos de veces más grande y compleja que el sustrato, en muchas enzimas
existen sitios en la superficie de la proteína cuya finalidad es regular la actividad
enzimática.
 
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Especificidad, sitio activo y grupos catalíticos
Las enzimas se unen a los sustratos por medio de interacciones hidrofóbicas y
electrostáticas, puentes de hidrógeno y fuerzas de van der Waals. Los aminoácidos de la
enzima que participan en la interacción con el sustrato están alejados unos de otros en la
secuencia lineal de aminoácidos de la proteína; pero como resultado del plegamiento de
ésta, se agrupan para formar el sitio activo de la enzima, un arreglo geométrico de
aminoácidos complementario a los grupos químicos del sustrato. Algunos de estos
aminoácidos sólo participan en la unión del sustrato y definen una región del sitio activo
llamada sitio de fijación o de unión del sustrato. Otros aminoácidos del sitio activo, los
catalíticos, se encargan de manera directa de la transformación del sustrato en producto y
forman el sitio catalítico. En condiciones normales, el número de aminoácidos que
intervienen en la unión del sustrato es mayor que el de los aminoácidos catalíticos. En
cuanto a su localización, el sitio activo de la enzima, debido al plegamiento mismo de la
proteína, suele encontrarse en los surcos o huecos que se forman en la superficie de la
enzima. En caso de que la proteína sea oligomérica, es decir, que esté formada por dos o
más polipéptidos, el sitio activo también puede construirse con aminoácidos que
pertenecen a diferentes subunidades. Debido a la distribución asimétrica de los
aminoácidos en el sitio activo, las enzimas son estereoespecíficas y pueden distinguir
entre moléculas quirales o proquirales. Como se muestra en la figura 10-1, sólo se
necesitan tres puntos de contacto entre la enzima y el sustrato para que ocurra la
discriminación entre dos moléculas muy parecidas. Se puede ver la complementariedad
exacta entre los grupos funcionales de la enzima –indicados por oquedades en forma de
cilindro, cubo y cono– con los grupos químicos del sustrato (–H1, metilo [–CH3] e
hidroxilo [–OH]), y resulta evidente que es infructuoso cualquier intento de aparear los
grupos funcionales de la enzima con el hidrógeno H2, el metilo y el hidroxilo del sustrato
(figura 10-1). Además de la estereoespecificidad, las enzimas reconocen de manera muy
selectiva la identidad de los grupos químicos del sustrato, lo cual da por resultado la
interacción de la enzima con un número muy reducido de sustratos con propiedades
estructurales similares. Por ejemplo, la alcohol deshidrogenasa de las levaduras cataliza la
oxidación de etanol, isopropanol y metanol a sus respectivos aldehídos y es muy
específica para su coenzima, el NAD+, debido a que no se une al NADP+, el cual sólo
difiere por la presencia del grupo fosfato en el carbono 2’ de la ribosa. Resulta
conveniente apreciar las ventajas de la especificidad enzimática en el sitio donde las
enzimas ejercen su acción, el interior de la célula. Cientos de enzimas y miles de
sustratos coexisten en el reducido espacio de una célula. Dada la gran especificidad de
cada enzima por su sustrato, no ocurren cambios químicos inespecíficos por acción de
una enzima sobre moléculas diferentes a su sustrato. Lo anterior contribuye a mantener
el orden dentro de la célula y permite la regulación de su metabolismo, a pesar de la alta
concentración de moléculas presentes y de su intenso tráfico.
 
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Figura 10-1. Unión de una molécula proquiral al sitio activo de la enzima. Debido a la asimetría inherente en la
estructura del sitio activo, la enzima distingue entre los diferentes grupos quirales.
 
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Complejo enzima-sustrato
La unión del sustrato a la enzima puede explicarse por medio de dos mecanismos. En
1890, Emil Fischer planteó el modelo de llave y cerradura, el cual considera que el sitio
activo de la enzima está preformado, de tal manera que los residuos mantienen una
posición fija y complementaria a los grupos del sustrato (figura 10-2). En esta
complementariedad se basa la especificidad de la interacción del sustrato con la enzima.
La lisozima, enzima que está presente en las lágrimas y que es capaz de hidrolizar uno de
los polisacáridos presentes en las paredes bacterianas, es uno de los pocos casos que se
adaptan a este modelo. En contraste con este mecanismo rígido, el modelo del ajuste
inducido, propuesto por D. E. Koshland Jr. (1958), propone que al interactuar el
sustrato con la enzima se inducen cambios conformacionales en ésta, que dan lugar a la
formación del sitio activo (figura 10-3). Se ha dicho que la enzima semeja un guante vacío,
y la presencia del sustrato equivale a introducir la mano en el guante, con lo que se le da
forma precisa al sitio activo. El modelo del ajuste inducido es el que se observa a
menudo en la naturaleza.
 
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Figura 10-2. Modelo de la llave y la cerradura para explicar la interacción del sustrato con la enzima. El sitio
activo de la enzima es complementario a la estructura del sustrato.
 
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Figura 10-3. Modelo del ajuste inducido. La interacción del sustrato con la enzima induce cambios
conformacionales en ésta que dan lugar a la formación del sitio activo.
 
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Nomenclatura de las enzimas
El sistema de nomenclatura de la Unión Internacional de Bioquímica (UIB) clasifica las
enzimas con base en la reacción química que catalizan (cuadro 10-1). Así, existen seis
clases principales:
 
Cuadro 10-1. Clasificación de las enzimas
Clase Reacción Enzimas
1. Oxidorreductasas Ared + Box → Aox + Bred Deshidrogenasas, peroxidasas
2. Transferasas AB + C → A + BC Hexocinasa, transaminasa
3. Hidrolasas AB + H2O→ AH + BOH Fosfatasa alcalina, tripsina
4. Liasas A → B = C + D Deshidratasa, anhidrasa carbónica
5. Isomerasas A → lso-A Fosfoglucomutasa
6. Ligasas A + B + ATP → AB + ADP + Pi Piruvato carboxilasa, DNA ligasa
 
 
1. Oxidorreductasas. Son aquellas enzimas que catalizan la transferencia de electrones
o átomos de hidrógeno entre diferentes sustratos. En esta categoría entran las
deshidrogenasas, reductasas, oxidasas, peroxidasas, hidroxilasas y oxigenasas.
2. Transferasas. Catalizan la transferencia de otros grupos, diferentes del hidrógeno,
que contienen carbono, nitrógeno, fosfato o azufre, de un sustrato a otro. Algunos
ejemplos de transferasas son las aciltransferasas, fosfotransferasas, glucotransferasas,
fos​forribosil​trans​ferasas, pirofosfotransferasas y metiltransferasas.
3. Hidrolasas. Catalizan la rotura de un enlace por medio de la introducción de una
molécula de agua. En esta clase de enzimas se encuentran las esterasas, amidasas,
peptidasas, fosfatasas y glucosidasas.
4. Liasas. Enzimas que catalizan la rotura de enlaces entre carbono y carbono,
carbono y oxígeno, carbono y nitrógeno, así como carbono y azufre por medio de
otro mecanismo que no sea hidrólisis u oxidorreducción. En este proceso se forman
dobles enlaces. Por ejemplo, las aldolasas y desaminasas.
5. Isomerasas. Enzimas que catalizan las interconversiones entre isómeros por medio
de un rearreglo intramolecular. En esta categoría entran las isomerasas, racemasas,
epimerasas y mutasas.
6. Ligasas. Enzimas que utilizan la energía de la hidrólisis de ATP, pirofosfato u otro
donador de energía para la formación de un enlace entre dos moléculas o dos grupos
dentro de la misma molécula. Los nuevos enlaces pueden formarse entre átomos de
carbono y oxígeno, carbono y azufre o carbono y nitrógeno, entre otros.
 
Para nombrar una enzima particular, primero se identifica el tipo de reacción que cataliza
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y luego se escribe el nombre del o los sustratos que intervienen en ésta, seguido del
nombre de la reacción (la clase) con el sufijo “asa”. Por ejemplo, en la siguiente reacción:
 
 
se describe la transferencia de un grupo fosfato del ATP al carbono 6 de la D-glucosa.
Con esta información se puede asegurar que la enzima es una fosfotransferasa. Sin
embargo, como la enzima puede catalizar la reacción con otras D-hexosas, como la
fructosa o la manosa, se considera que los sustratos son el ATP y estas D-hexosas. Por lo
tanto, la enzima que cataliza esta reacción es la ATP: D-hexosa- 6-fosfotransferasa
[hexocinasa]. Como se observa, puede incluirse información adicional entre paréntesis
cuadrados; en este caso es el nombre trivial, no sistemático, con el que se identifica esta
enzima. La nomenclatura sistemática de las enzimas evita confusiones y es útil al
informar sobre los sustratos participantes y el tipo de reacción catalizado por la enzima.
Esta nomenclatura se usa en las comunicaciones científicas formales. Sin embargo, por
sencillez, la práctica ha consagrado el uso de los nombres triviales de las enzimas en los
textos de bioquímica. Además, a cada enzima se le asigna un nombre alfanumérico que
incluye cuatro dígitos separados por puntos. El primer dígito informa el tipo de reacción
(1 = oxidorreductasa, 2 = transferasa, entre otros); el segundo dígito, la subclase
(fosfotransferasa, aminotransferasa, entre otros); el tercer dígito, la subsubclase (el tipo
de grupo que recibe el grupo que se transfiere) y el cuarto identifica a la enzima
específica. El nombre de la enzima que cataliza la reacción descrita en el ejemplo de
arriba es: E.C.2.7.1.1 (al lector se le invita que entre a la página http://www.
chem.qmul.ac.uk/iubmb/enzyme/ para que identifique el significado de cada dígito).
 
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http://www. chem.qmul.ac.uk/iubmb/enzyme/
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Enzimas y coenzimas
Como se mencionó, las enzimas catalizan una gran variedad de reacciones químicas. Un
análisis más detallado de cada una de estas reacciones muestra que para algunas de ellas,
como las de hidrólisis, son suficientes los grupos de los aminoácidos de la enzima para
que la catálisis se realice. Sin embargo, para una gran mayoría de las reacciones,
incluidas las de oxidorreducción, transaminación o carboxilación, la enzima requiere la
presencia de un cofactor. En ausencia de éste, la enzima no cataliza la reacción. El
cofactor puede ser un ion metálico como Fe2+, Zn2+, Mo2+, o una molécula orgánica con
características no proteínicas, que por lo general se sintetiza a partir de las vitaminas y
que recibe el nombre de coenzima (cuadro 10-2). Cuando la coenzima funciona como un
sustrato que se une de manera transitoria al sitio activo de la enzima, liberándose al
medio durante cada ciclo catalítico, se le llama cosustrato. Éste es el caso de las
deshidrogenasas que trabajan con el NAD+. Cuando el cofactor se une con fuerza a la
enzima, ya sea por medio de enlaces covalentes o interacciones no covalentes, se le da el
nombre de grupo prostético. Por ejemplo, en la succinato deshidrogenasa (que cataliza la
oxidación del succinato a fumarato) el FAD, que participa en esta reacción de
oxidorreducción, se encuentra unido de modo covalente a la proteína. El cuadro 10-2
muestra algunas de las coenzimas y el tipo de reacciones en que participan. Para aquellas
enzimas que requieren un cofactor, se puede plantear la siguiente reacción:
 
Cuadro 10-2. Coenzimas y sus vitaminas precursoras
Vitamina Coenzima Participa en la transferencia de
Biotina Biocitina CO2
Ácido pantoténico Coenzima A Grupos acilo
Vitamina B12 5’ desoxiadenosilcobalamina (coenzima B) Átomos de hidrógeno y grupos alquilo
Riboflavina (vitamina B2) Dinucleótido de flavina y adenina Electrones
 Ácido lipoico Electrones y grupos acilo
Ácido nicotínico (niacina) Dinucleótido de nicotinamida y adenina Ion hidruro (:H-)
Piridoxina (vitamina B6) Fosfato de piridoxal Grupos amino
Folato Tetrahidrofolato Grupos con un átomo de carbono
Tiamina (vitamina B1) Pirofosfato de tiamina Aldehídos
 
 
 
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en donde la holoenzima corresponde al complejo de la proteína con el cofactor, y la
apoenzima se refiere a la proteína libre, sin el cofactor unido. La holoenzima es la forma
activa de la enzima, mientras que la apoenzima carece de actividad.
 
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Cinética enzimática
 
Velocidades iniciales
Antes de comenzar el estudio de la cinética enzimática es conveniente aclarar el
significado de velocidad inicial de una reacción. La figura 10-4 muestra la aparición del
producto (P) en función del tiempo (t). En los primeros minutos, la formación del
producto es una función lineal del tiempo. En esta región se obtiene la velocidad inicial de
la reacción, la cual corresponde, desde un punto de vista matemático, a la pendiente de la
recta. En términos generales, esta relación lineal se mantiene cuando el consumo de
sustrato no va más allá de 5% de la concentración inicial. Para tiempos más largos, el
sistema se desvía de este comportamiento lineal. Esto puede deberse a que la
concentración del sustrato disminuye en forma apreciable, a que la enzima se inhibe con
el producto o a la inactivación de la misma enzima conforme pasa el tiempo. Por lo
tanto, cuando se realiza un estudio de cinética enzimática, es fundamental que las
velocidades que se obtengan sean las iniciales.
 
 
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Figura 10-4. Curso temporal de la formación del producto en una reacción catalizada por una enzima. Se observa
que en los primeros instantes, existe una relación lineal entre la formación del producto y el tiempo. La pendiente
de esta recta corresponde a la velocidad inicial de la reacción.
 
Orden de la reacción
Un concepto que es importante aclarar, por su aplicación a los modelos del
funcionamiento enzimático, es el de orden de la reacción. La velocidad inicial en una
reacción química en la que participan dos reactantes depende de la concentración de cada
uno de ellos y de su tendencia inherente a reaccionar.Si se mantienen constantes las
condiciones de la reacción, pero se duplica la concentración de uno de los reactantes, se
registra una duplicación de la velocidad de la reacción. Ocurre lo mismo en la velocidad
de la reacción si se duplica la concentración del otro reactante. Se trata de un caso en que
la velocidad de la reacción es proporcional a la concentración de los dos reactantes. A
una reacción así se le llama de segundo orden. Si la velocidad de la reacción es
proporcional a la concentración de sólo uno de los reactantes y a su tendencia inherente a
reaccionar, se tendrá una reacción de primer orden. Es el caso, por ejemplo, en que un
reactante se descompone en dos productos, o bien de una reacción de isomerización. Las
reacciones de orden cero son aquellas en que la velocidad de la reacción es
independiente de la concentración de reactantes. Para una reacción catalizada por una
enzima, se tienen diferentes órdenes de reacción, dependiendo de la concentración del
sustrato. En la gráfica de la figura 10-5 se tiene una concentración fija y constante de
enzima que no varía a lo largo del experimento. Lo único que cambia es la concentración
de sustrato. A bajas concentraciones de sustrato, la velocidad de la reacción es una
función lineal de la concentración del sustrato, por lo que la velocidad aumenta de
manera proporcional al aumentar la concentración del sustrato. En esta parte de la curva
se tiene una típica reacción de primer orden. En el extremo derecho de la gráfica, a
concentraciones muy grandes de sustrato, la velocidad de la reacción no aumenta al
incrementarse la concentración del sustrato, por lo que en tales circunstancias se trata de
una reacción de orden cero.
 
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Modelos en cinética enzimática
Si se ensayan diferentes concentraciones de sustrato y para cada una de ellas se calcula la
velocidad inicial, se obtiene, para un gran número de enzimas, una gráfica semejante a la
de la figura 10-5; en ella, la dependencia de la velocidad inicial respecto a la concentración
de sustrato es una función hiperbólica. Sin embargo, estos resultados no tienen más
significado que el de describir, desde el punto de vista fenomenológico, el
comportamiento de una enzima particular en condiciones experimentales muy
específicas. Es de esperar que si se cambian algunas de estas variables, por ejemplo la
concentración de la enzima, el pH o la temperatura, se obtengan diferentes hipérbolas
rectangulares, cada una de ellas sin aparente conexión con las otras. Y es aquí en donde
entra una de las actividades más importantes del quehacer científico: la propuesta de
modelos que contengan un número limitado de constantes o parámetros. Además, con el
modelo se puede predecir el comportamiento de la enzima en otras condiciones
experimentales.
 
 
Figura 10-5. Relación entre la velocidad de la reacción y la concentración de sustrato para una reacción
catalizada por una enzima. La constante de Michaelis-Menten, Km, es la concentración de sustrato en donde la
velocidad de la reacción es la mitad de la velocidad máxima, Vmáx.
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Modelo cinético de Michaelis-Menten
El planteamiento del modelo se inicia con la suposición de que las reacciones catalizadas
por una enzima proceden en dos etapas. En la primera etapa, la enzima se une al sustrato
para dar el complejo enzima-sustrato (ES), en donde la k1 es la constante de velocidad de
segundo orden que describe la interacción de la enzima con el sustrato; k2 es la constante
de velocidad de primer orden para la disociación del complejo ES, y Ks es la constante
de equilibrio para la disociación del complejo ES.
 
 
En la segunda etapa:
El complejo ES forma al producto (P) y lo libera con una constante de velocidad de
primer orden que se llama constante catalítica (kcat), debido a que está asociada al
proceso catalítico de la transformación del sustrato en producto. Al juntar las dos etapas
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resulta el siguiente esquema:
 
 
a partir del cual se deduce la ecuación de velocidad, llamada ecuación de Michaelis-
Menten:
 
 
que relaciona la velocidad inicial de la reacción con la concentración de sustrato. En esta
ecuación, Vmáx corresponde a la velocidad máxima de la reacción, Km a la constante de
Michaelis-Menten, y [E]tot a la concentración total de la enzima. En ciertas condiciones,
el valor de Km corresponde a Ks, que es la constante de disociación del complejo ES.
Tanto kcat (o Vmáx si se desconoce la concentración de la enzima) como Km son los
parámetros del modelo, y sus valores son diferentes para cada enzima particular. Con el
fin de apreciar el significado de cada uno de estos parámetros, se puede estudiar el
modelo en los extremos de concentraciones de sustrato. Cuando la concentración del
sustrato es muy grande, ([S] >> Km), la ecuación de Michaelis-Menten se reduce a:
 
 
que describe una cinética de orden cero: la velocidad de la reacción es independiente de
la concentración de sustrato. En estas condiciones, a concentraciones infinitas de
sustrato, se alcanza la velocidad máxima de la reacción, debido a que todas las enzimas
tienen el sitio activo ocupado por una molécula de sustrato; por más que se aumente la
concentración de éste, el número de sitios activos ocupados sigue siendo el mismo. Se
dice, entonces, que la enzima está saturada. Incrementos mayores de la concentración de
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sustrato no conllevan un aumento de la velocidad de la reacción. Si se conoce la
concentración de la enzima, puede calcularse la constante catalítica de la reacción:
 
 
Además, a muy bajas concentraciones de sustrato ([S] << Km), la ecuación de Michaelis-
Menten se reduce a:
 
 
Esta ecuación describe una cinética de primer orden con respecto al sustrato: la velocidad
de la reacción es directamente proporcional a la concentración de sustrato. Así, conforme
aumenta la concentración de sustrato (S), hay un incremento lineal en la velocidad de la
reacción (v). La relación kcat/Km, con unidades de min-1 M-1, es una constante de
segundo orden aparente que corresponde a la eficiencia catalítica o constante de
especificidad de la enzima. Es de segundo orden porque relaciona la velocidad de la
reacción con la concentración de la enzima y la del sustrato; y se indica que es aparente
debido a que no corresponde a la constante de velocidad de segundo orden que describe
la unión del sustrato con la enzima (k1 en el ejemplo). La especificidad de la enzima se
define en términos de la relación kcat/Km. Por lo tanto, el concepto de especificidad
incluye la afinidad de la enzima por su sustrato (Km) y la capacidad de transformación
del sustrato en producto (kcat). Para sustratos diferentes, cuanto mayor sea el valor de la
eficiencia catalítica, tanto mayor es la especificidad de la enzima. Esto puede
ejemplificarse con una enzima que es capaz de interactuar con dos sustratos diferentes:
 
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la velocidad de la reacción a concentraciones bajas de sustrato está dada por el siguiente
par de ecuaciones:
 
 
en donde kcat(A), kcat(B), Km(A) y Km(B) son las constantes catalíticas y de Michaelis-
Menten para el sustrato A y B, respectivamente. Si la concentración de A es igual a la
concentración de B, la relación entre vA y vB está dada por:
 
 
Esta relación es una medida de la especificidad de la enzima y expresa la capacidad
relativa de la enzima de transformar los sustratos A y B en los productos P y Q. Si vA es
mayor que vB, entonces la enzima es más específica para A que para B. Por último,
cuando la concentración de sustrato es igual a la Km,la ecuación de Michaelis-Menten se
reduce a:
 
 
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y de aquí surge la definición operacional de Km: es la concentración de sustrato a la cual
se alcanza la mitad de la velocidad máxima. La Km tiene una relación inversa con la
afinidad de la enzima por el sustrato. Cuando Km es muy pequeño, la afinidad de la
enzima por el sustrato es mayor, por lo quese alcanza la velocidad máxima a
concentraciones bajas de sustrato. Por el contrario, una Km muy grande indica poca
afinidad de la enzima por el sustrato.
 
Gráfica de Lineweaver-Burk
En principio, se podría obtener el valor de la Vmáx en la gráfica directa (v contra [S],
figura 10-5) cuando la concentración de sustrato es muy grande y, a partir de este dato,
obtener, por interpolación, el valor de la Km. Aunque a primera vista este procedimiento
parece ser el más sencillo, presenta el problema de que la Vmáx es un valor que se
alcanza en forma asintótica y se obtiene, hablando de manera estricta, cuando la
concentración de sustrato es infinita (figura 10-5). Además, en la práctica se encuentran
factores fisicoquímicos, como la baja solubilidad del sustrato, o factores cinéticos, como
la inhibición por sustrato, que limitan la concentración máxima de sustrato que se puede
utilizar en un experimento. Por lo tanto, Vmáx se debe obtener por medio de un proceso
de extrapolación. Con esta finalidad se han propuesto diferentes gráficas de la ecuación
de Michaelis-Menten que dan por resultado la ecuación de una línea recta. La más
frecuente de éstas es la de Lineweaver-Burk o de la doble recíproca. A partir de la
ecuación de Michaelis-Menten se obtiene:
 
 
que representa la ecuación de una línea recta (figura 10-6), en donde 1/v y 1/[S] son los
recíprocos de la velocidad inicial y de la concentración de sustrato, respectivamente; 1/v
corresponde a la variable dependiente y 1/[S] a la independiente. La pendiente de la recta
está dada por Km/ Vmáx, y la ordenada al origen, por la inversa de la velocidad máxima
(1/Vmáx). Conforme uno se desplaza en el eje de las abscisas (eje de las X) hacia el
origen, la concentración de sustrato se incrementa y se torna infinita en el origen, en
donde 1/[S] es cero. Además, la intersección de la recta con el eje de las X (1/[S]) está
dada por -1/Km (figura 10- 6). En la actualidad se recomienda obtener los valores de Vmáx
y Km por métodos de regresión no lineal y presentar los resultados en forma de la doble
recíproca, debido a que existen problemas asociados con la distribución del error en las
gráficas lineales de la ecuación de Michaelis-Menten.
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Figura 10-6. Gráfica de la doble recíproca, que muestra la relación entre el inverso de la velocidad inicial (1/vo) y
el inverso de la concentración de sustrato (1/[S]). La intersección de la recta con el eje vertical da 1/Vmáx, la
intersección con el eje horizontal es -1/Km y la pendiente de la recta está dada por Km/Vmáx.
 
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Inhibición
Los inhibidores son moléculas o iones que interactúan con la enzima y disminuyen su
actividad catalítica. Tienen gran importancia desde el punto de vista médico, debido a
que un buen porcentaje de los fármacos trabajan como inhibidores de alguna actividad
enzimática. Sin embargo, hay que resaltar también su importancia industrial, por ejemplo
en plaguicidas e insecticidas y, dentro del campo de la investigación, como herramientas
para indagar el orden de los componentes de una vía metabólica, o la estructura del sitio
activo y el mecanismo de reacción de una enzima, o para distinguir entre diferentes
familias de enzimas.
 
Inhibición competitiva
La inhibición competitiva clásica se puede describir con el siguiente esquema:
 
 
en donde S es el sustrato, I el inhibidor, kcat la constante catalítica, KI la constante de
disociación del complejo enzima-inhibidor (EI), y Km la constante de Michaelis-Menten
para el sustrato. La característica más importante de este tipo de inhibición es que el
sustrato y el inhibidor son excluyentes de forma mutua, por lo que no se forma el
complejo ternario IES. Por lo general se encuentra que el inhibidor es una molécula con
estructura similar a la del sustrato. A partir del esquema de inhibición competitiva se
deducen las siguientes ecuaciones:
 
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Como se puede ver en la gráfica de Lineweaver-Burk (figura 10-7), el inhibidor
competitivo no afecta la intersección con el eje de las ordenadas (por lo que la velocidad
máxima de la reacción, a concentraciones infinitas de sustrato, es la misma para todas las
condiciones, en presencia o ausencia del inhibidor), pero sí modifica la intersección con
el eje de las abscisas (por lo que hay un incremento en la Km aparente; en presencia del
inhibidor, se requieren concentraciones más grandes de sustrato para alcanzar la mitad de
la velocidad máxima). Por lo tanto, concentraciones saturantes del sustrato revierten la
inhibición. Un ejemplo clásico de inhibición competitiva es la que ejerce el malonato
sobre la oxidación del succinato por la succinato deshidrogenasa:
 
 
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Figura 10-7. Gráfica de la doble recíproca en presencia de un inhibidor competitivo. El inhibidor competitivo
afecta la Km aparente de la enzima, pero no la velocidad máxima (Vmáx). Estos cambios se reflejan en la doble
recíproca. La intersección con el eje vertical (1/Vmáx) es la misma en presencia o ausencia del inhibidor, pero la
intersección con el eje horizontal (-1/Km aparente) disminuye al aumentar la concentración del inhibidor. Por lo
tanto, se obtiene una familia de rectas que se intersectan en el eje vertical.
 
El aceptor de hidrógenos es el FAD, que está unido de modo covalente a la succinato
deshidrogenasa. Al comparar la estructura del succinato y la del malonato se observa que
son moléculas muy semejantes, debido a que ambas tienen dos grupos carboxilo en los
extremos, que interactúan con grupos catiónicos en el sitio activo de la enzima. La
diferencia entre las dos moléculas radica en que el succinato tiene un metileno (-CH2-) de
más. Debido a esta semejanza, el malonato se une al sitio activo de la enzima y actúa
como un inhibidor competitivo.
 
Inhibición mixta
En la inhibición mixta, además de formarse los complejos binarios entre la enzima y el
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inhibidor (EI) y la enzima y el sustrato (ES), se puede formar el complejo ternario entre
la enzima, el inhibidor y el sustrato (EIS). Por lo tanto, la inhibición mixta conduce al
siguiente esquema:
 
 
en donde S, I, Km y KI tienen el mismo significado que en el caso anterior. A partir de
este modelo se deducen las siguientes ecuaciones:
 
 
La intersección en el lado izquierdo del eje de las ordenadas va a depender de los valores
de KI. Cuando KI = K’I, el inhibidor afecta la intersección con el eje de las ordenadas
(por lo que la velocidad máxima disminuye conforme aumenta la concentración del
inhibidor), pero no la intersección con el eje de las abscisas, por lo que la Km es la
misma, sin importar la presencia del inhibidor (figura 10-8). A este inhibidor de tipo mixto
se le llama no competitivo. Cuando los valores de KI y K’I son diferentes, la intersección
de las rectas se puede llevar a cabo en el segundo o tercer cuadrante del plano cartesiano.
A diferencia de lo que ocurre en la inhibición competitiva, el inhibidor mixto tiene una
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estructura diferente a la del sustrato y las concentraciones saturantes de este último no
revierten la inhibición. Para ilustrar este tipo de inhibición se estudia el efecto de la N-
acetilglucosamina, un análogo de la glucosa, sobre la actividad de la hexocinasa de
músculo esquelético de rata. Esta enzima cataliza la transferencia del fosfato γ del ATP a
la glucosa, para obtener los productos glucosa- 6-fosfato y ADP.
 
 
 
Figura 10-8. Gráfica de la doble recíproca en presencia de un inhibidor no competitivo. El inhibidor no
competitivo afecta la Vmáx de la enzima, pero no la constante de Michaelis-Menten (Km). Estas alteraciones se
reflejan en la doble recíproca. La intersección con el eje vertical (1/Vmáx) aumenta en presencia del inhibidor,
pero la intersección con el eje horizontal (-1/Km) es la misma con o sin el inhibidor. Por lo tanto, se tiene una
familia de rectas que se intersecan en el eje horizontal.
 
En principio, puedeformularse un modelo de la enzima con dos subsitios, uno para el
ATP y otro para la glucosa. Cuando los sustratos se unen a sus respectivos sitios, la
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reacción se desarrolla con gran eficiencia, debido a que la enzima fija y t los sustratos en
la posición adecuada. Sin embargo, en presencia de la N-acetilglucosamina, una molécula
que se parece a la glucosa, pero que es diferente al ATP de manera estructural, el sitio de
la glucosa en la enzima se ocupa por el inhibidor y se produce el complejo ternario
enzima-ATP-N-acetilglucosamina, característico de la inhibición mixta:
 
 
Inhibición acompetitiva
En la inhibición de tipo acompetitivo, el inhibidor no interactúa con la enzima libre, pero
sí con el complejo enzima-sustrato (ES). Este tipo de inhibición se encuentra con
frecuencia en las reacciones en que participan varios sustratos, y esto se debe a que el
sitio para el inhibidor se crea, a través de un cambio conformacional en la enzima,
cuando uno de los sustratos se une al sitio activo. El esquema cinético que describe la
inhibición acompetitiva es:
 
A partir del cual se obtiene la ecuación de Michaelis-Menten y de la doble recíproca:
 
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Como se observa en la gráfica de Lineweaver-Burk (figura 10-9), el inhibidor acompetitivo
no afecta la pendiente de las rectas, pero aumenta la intersección con las ordenadas (lo
que disminuye la velocidad máxima) y aumenta la intersección con las abscisas (lo que
también disminuye la Km aparente).
 
 
Figura 10-9. Gráfica de la doble recíproca en presencia de un inhibidor acompetitivo. El inhibidor acompetitivo
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afecta la Km de la enzima y la velocidad máxima (Vmáx). Estos cambios se reflejan en la doble recíproca. Tanto
la intersección con el eje vertical (1/ Vmáx) como la intersección con el eje horizontal (-1/Km) aumentan en
presencia del inhibidor, por lo que se obtiene una familia de rectas paralelas.
 
Inhibidores irreversibles
Los inhibidores irreversibles se unen por medio de enlaces covalentes a los grupos
funcionales de la enzima, y ello provoca que la actividad de ésta se pierda de manera
permanente. A diferencia de los inhibidores clásicos reversibles, en donde la inhibición se
desarrolla en milisegundos, la inactivación enzimática ejercida por los inhibidores
irreversibles se desarrolla con lentitud, en un lapso de minutos a horas. Por lo tanto, el
tratamiento formal que se sigue para deducir las ecuaciones de velocidad es distinto y se
obtienen ecuaciones que incluyen al tiempo como variable independiente. Debido a que
la modificación de la enzima es irreversible, esta clase de inhibidores ha sido de gran
utilidad para identificar los residuos que forman parte del sitio activo de la enzima. En
esta clase de inhibidores se encuentran los marcadores de afinidad, que tienen estructura
semejante a la del sustrato y que, además, contienen un grupo reactivo capaz de formar
un enlace covalente con varios tipos de aminoácidos (p. ej., cisteína, lisina, tirosina). La
5’p-fluorosulfonilbenzoiladenosina (5’-FSBA) pertenece a esta categoría de inhibidores
(figura 10-10). La 5’-FSBA puede considerarse un análogo del ADP, ATP, NAD+ y
NADH. Como se ilustra en la figura 10-10, esta molécula contiene un grupo carbonilo
adyacente a la posición 5’ de la ribosa que estructuralmente es similar al fosfato de los
nucleósidos de purina. Si la molécula se dispone en la forma extendida, el fluorosulfonilo
puede colocarse en una posición análoga a la del fosfato γ del ATP. El fluorosulfonilo es
capaz de reaccionar de modo covalente, como un agente electrófilo, con los residuos de
tirosina, lisina, histidina, serina y cisteína.
 
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Figura 10-10. Estructura química de la 5’p-fluorosulfonilbenzoiladenosina.
 
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Efecto del pH
Debido a que tanto en la transformación del sustrato en producto (el proceso catalítico)
como en la unión del sustrato al sitio activo de la enzima intervienen grupos con carácter
ácido-base, el pH del medio afecta la actividad de la mayoría de las enzimas. Como se
ilustra en la figura 10-11, la dependencia de la actividad con respecto al pH puede tener
diferentes formas. Sin embargo, la que se encuentra con más frecuencia es la gráfica de
campana, que se caracteriza por presentar un pH óptimo al cual se alcanza la actividad
máxima. Por arriba o por debajo de este pH, la actividad disminuye.
 
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Figura 10-11. Dependencia de la actividad enzimática con respecto al pH para algunas enzimas.
 
La desnaturalización de la enzima es otro factor que influye en la pérdida de actividad a
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pH bajo o alto. Con frecuencia, la pérdida es de carácter irreversible, por lo que la
actividad no se recupera del todo cuando la enzima se transfiere a un medio con pH
óptimo. Este último efecto del pH está más relacionado con la estabilidad de la proteína
que con los grupos funcionales que participan de manera directa en la catálisis. Debido a
que la estabilidad de la enzima se debe, en parte, a la presencia de puentes de hidrógeno
entre los diferentes grupos de la proteína, el aumento o disminución del pH afecta el
estado de protonación de éstos y, por lo tanto, su capacidad de formar puentes de
hidrógeno.
 
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Efecto de la temperatura
Cuando se estudia la velocidad de una reacción química en función de la temperatura, y
en ausencia de una enzima, se observa un incremento de la velocidad conforme aumenta
la temperatura (figura 10-12A). Este comportamiento se debe a dos razones: a) al
incremento en el número de choques por unidad de tiempo, en virtud del aumento en la
energía cinética de las moléculas con la temperatura, y b) al aumento en el número de
moléculas con la energía de activación adecuada para que el choque entre los reactantes
sea productivo. En contraste, cuando la reacción es catalizada por una enzima, el perfil
es más complejo, con una fase ascendente en la actividad, seguida de un máximo
desempeño y de una última fase en que la actividad se pierde. El aumento inicial en la
velocidad se debe a las dos razones antes señaladas. Sin embargo, conforme la
temperatura sigue aumentando, la energía térmica de la cadena polipeptídica se
incrementa y comienza a predominar sobre las fuerzas que mantienen la estructura nativa
de la enzima. En estas condiciones, la proteína se desnaturaliza y la actividad se pierde,
por lo que la enzima deja de funcionar como un catalizador. Debido a la acción conjunta
de estos factores se produce un máximo en el patrón de actividad contra temperatura
(figura 10-12B). A la temperatura asociada a este máximo de actividad, en la que ya existe
un porcentaje de proteína desnaturalizada, se le ha llamado de forma errónea
temperatura óptima.
 
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Figura 10-12. A) Efecto de la temperatura sobre la velocidad de una reacción sin catalizador y B) con una enzima
como catalizador.
 
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Cooperatividad y alosterismo
Existen enzimas que no se ajustan al modelo de Michaelis-Menten y que presentan el
fenómeno de cooperatividad. Ésta puede ser positiva o negativa. El origen de la
cooperatividad en un sistema enzimático se encuentra en las interacciones que ocurren
entre los diferentes sitios de unión al ligando en una enzima oligomérica. Como
consecuencia, la fijación de un ligando a uno de los sitios en la enzima afecta la afinidad
de los otros sitios por el ligando. Cuando los ligandos son idénticos, la cooperatividad es
homotrópica, y si son diferentes es heterotrópica. En la cooperatividad positiva, la unión
de un ligando facilita la interacción de la enzima con el siguiente ligando, mientras que en
la cooperatividad negativa la unión de un ligando disminuye la afinidad de la enzima para
la unión del siguiente ligando. En la cooperatividad positiva se producen curvas sigmoides
en la gráfica de velocidad contra concentraciónde sustrato, y curvas cóncavas hacia
arriba en la doble recíproca (figuras 10-13A y 10-13B, respectivamente). Por otro parte, la
cooperatividad negativa produce curvas cóncavas hacia abajo en la gráfica de la doble
recíproca (figura 10-13B). Por lo general, las enzimas que presentan el fenómeno de
cooperatividad tienen, además de los sitios activos en donde se une el sustrato, otros
sitios, llamados alostéricos, que interactúan con moléculas o iones diferentes al sustrato y
que producen cambios conformacionales en la proteína que afectan su actividad. Una de
las principales ventajas de la cooperatividad positiva es el incremento de la respuesta de
la proteína a los cambios en la concentración de sustrato. Esta respuesta puede
determinarse de manera cuantitativa si se calcula el cociente de dos concentraciones de
sustrato; por ejemplo, aquella con la que se obtiene 90% de la velocidad máxima ([S]90)
y la que da 10% de esta velocidad máxima ([S]10). Para una enzima que no posee
cooperatividad se tiene la siguiente igualdad:
 
 
la cual indica que se necesita incrementar 81 veces la concentración de ligando para pasar
de una velocidad inicial de 10% de la Vmáx a otra que corresponde a 90% de la Vmáx.
Por el contrario, para un sistema con cooperatividad, se tiene la siguiente relación:
 
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en donde n es el coeficiente de Hill. Para este coeficiente, los valores mayores a uno
indican que la proteína tiene cooperatividad positiva, mientras que valores positivos
menores a uno indican cooperatividad negativa. Si se asigna un valor de tres a este
coeficiente (p. ej., el número de Hill que tiene la hemoglobina), se puede ver que, con
sólo incrementar la concentración de sustrato 4.3 veces, se obtiene el mismo cambio de
velocidad que en el caso anterior.
 
 
Figura 10-13. Gráfica de velocidad contra sustrato (directa) y de la doble recíproca para enzimas que A) no
muestran cooperatividad B) con cooperatividad positiva y C) con cooperatividad negativa. En la gráfica directa la
cooperatividad positiva da una curva sigmoide, pero no se ve una gran diferencia entre la enzima sin
cooperatividad (hipérbola rectangular) y la enzima con cooperatividad negativa. En la gráfica de Lineweaver-Burk
la enzima sin cooperatividad produce una línea recta, la que tiene cooperatividad positiva una curva que se desvía
hacia arriba (cóncava hacia arriba) y la enzima con cooperatividad negativa una curva que se desvía hacia abajo
(cóncava hacia abajo).
 
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Modelos sobre cooperatividad y alosterismo
A continuación se presenta un resumen de dos modelos que ayudan a comprender, a
nivel molecular, los fenómenos de cooperatividad y alosterismo en las proteínas. El
modelo simétrico o concertado fue propuesto en 1965 por Jacques Monod, Jeffries
Wyman y Jean-Pierre Changeaux. En la figura 10-14 se representa una proteína
tetramérica que puede existir en dos estados conformacionales diferentes (R o T). A su
vez, cada uno de éstos fija al sustrato con diferente afinidad o constante de disociación
(KT y KR). Según el modelo simétrico, son dos los factores que determinan la
cooperatividad de la proteína: a) una constante de equilibrio L entre la forma T y R muy
grande, lo cual significa que, en ausencia del sustrato, la concentración de T es mucho
mayor que la de R, y b) una mayor afinidad de la forma R por el sustrato (en el caso
límite, la forma T no une al sustrato). En estas condiciones, la adición del sustrato desvía
el equilibrio hacia la forma R, debido a que ésta es la conformación que une al sustrato
con mayor afinidad y, como consecuencia, aparecen nuevos sitios que pueden interactuar
con el sustrato, ya que la proteína es oligomérica y la conformación de los protómeros
cambia en forma concertada. La unión del inhibidor alostérico a la forma T de la enzima
produce un aumento de la cooperatividad y de la concentración de sustrato que se
requiere para obtener la mitad de la velocidad máxima (figura 10-15). Por el contrario, un
activador alostérico, al unirse a la forma R, disminuye la cooperatividad y la
concentración de sustrato necesarias para alcanzar la mitad de la Vmáx (figura 10-15).
 
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Figura 10-14. Esquema del modelo concertado para una proteína tetramérica. La conformación T del protómero
se representa por un cuadrado y la R por un círculo. La unión del sustrato a la proteína en la forma T y R está
descrita por las constantes de disociación KT y KR, respectivamente. La constante de equilibrio L describe el
equilibrio entre la forma T y R del tetrámero.
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Figura 10-15. Efecto de un inhibidor y un activador alostérico sobre la cinética de una enzima cooperativa.
Según el modelo concertado, el activador disminuye la cooperatividad y la concentración a la cual se alcanza la
mitad de la Vmáx, mientras que el inhibidor aumenta la cooperatividad y la concentración que produce el 50% de
la Vmáx.
 
El modelo secuencial fue propuesto en 1966 por Koshland. Al igual que en el modelo
anterior, se requiere de proteínas oligoméricas formadas por subunidades. Sin embargo,
en el modelo secuencial la unión del sustrato induce un cambio conformacional en la
subunidad que se transmite a las otras subunidades a través de las superficies de
contacto. El cambio de conformación que se produce en las subunidades que no
contienen el sustrato depende de la geometría de la proteína. En este modelo, el
oligómero puede presentar subunidades con diferentes conformaciones, por lo que la
simetría de la molécula se pierde. Esto se representa en la figura 10-16, en donde se
describen las transiciones conformacionales que sufre un tetrámero al irse ocupando con
el sustrato. El valor de las constantes de disociación para cada nueva conformación
define si la cooperatividad es positiva o negativa. Si la afinidad se incrementa con el
cambio conformacional, la cooperatividad es positiva, y si ocurre lo contrario es negativa.
 
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Figura 10-16. Esquema del modelo secuencial para una proteína tetramérica. La unión del sustrato a uno de los
protómeros induce transiciones conformacionales en los otros protómeros y cambios en la afinidad de éstos por
el sustrato.
 
 
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Aspartato transcarbamilasa
La aspartato transcarbamilasa de Escherichia coli, enzima que se encuentra al principio
de la vía de síntesis de los nucleósidos de pirimidina, cataliza la síntesis del ácido
carbamilaspartato a partir del ácido aspártico y el carbamilfosfato.
 
 
 
La enzima, con masa molecular de 310 kDa, es una proteína oligomérica, formada por
seis subunidades catalíticas (C) y seis subunidades reguladoras (R). Las subunidades
catalíticas se disponen en dos conjuntos de trímeros (C3), que se asocian con tres
dímeros formados por las subunidades reguladoras (R2). Cada dímero se une a los dos
trímeros a través de interacciones con dos de las subunidades catalíticas (figura 10-17). Las
subunidades reguladores tienen sitios alostéricos para el ATP y el CTP, mientras que las
subunidades catalíticas contienen el sitio activo en donde entran los sustratos. Al
comparar la figura 10-15 con la figura 10-18, se observa que la aspartato transcarbamilasa
sigue de cerca el modelo concertado. En ausencia de efectores alostéricos, la enzima
muestra cooperatividad positiva, que se expresa en forma de una curva de saturación
sigmoide (figura 10-18). Según el modelo de Monod, esto se debe al desplazamiento del
equilibrio de la enzima de la forma T a la forma R, conforme se incrementa la
concentración del sustrato. En presencia de ATP, un activador alostérico, la curva de
saturación se desplaza hacia la izquierda, por lo que tanto la cooperatividad como la
concentración de sustrato a la que se alcanza 50% de la velocidad máxima (S0.5)
disminuyen (figura 10-18). Por el contrario, en presencia de CTP, un inhibidor alostérico,
la curva se desplaza hacia la derecha y tanto la cooperatividad como la S0.5aumentan
(figura 10-18). En resumen, la aspartato transcarbamilasa es una enzima alostérica que se
ajusta, dentro del error experimental, al modelo concertado.
 
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Figura 10-17. Arreglo de las subunidades de la aspartato transcarbamilasa. Las subunidades catalíticas (c) están
en blanco y las reguladoras (r) sombreadas. A) Vista de la enzima con respecto al eje ternario de simetría. B)
Vista perpendicular.
 
 
Figura 10-18. Efecto del ATP (activador alostérico) y del CTP (inhibidor alostérico) sobre la cinética de la
aspartato transcarbamilasa. La velocidad de la reacción en función del sustrato (aspartato) se estudia en ausencia
o en presencia de los dos efectores alostéricos.
 
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Enzimas de escape
Cuando las células de un tejido mueren debido a la interrupción del riego sanguíneo, por
ejemplo en infarto de miocardio, enfermedades degenerativas o crecimiento de células
cancerosas, se liberan enzimas citosólicas a la sangre. A éstas se les llama enzimas de
escape, y la enzima que se libera a la circulación sanguínea depende del padecimiento.
Como se observa en el cuadro 10-3, en un infarto al miocardio y en lesiones del músculo
esquelético aumenta la cantidad (y la actividad) de lactato deshidrogenasa y de la creatina
cinasa, entre otras. Aunque en los dos padecimientos se libera la isoforma CK-MM de la
creatina cinasa, en la lesión del corazón se incrementa, en forma específica, la CK-MB.
Asimismo, las isoenzimas de lactato deshidrogenasa son diferentes para los dos tipos de
enfermedades. En la lesión del corazón aparece la isoforma LDH-1, mientras que la del
músculo esquelético se detecta la LDH-5. Además de estas enzimas, el aumento en
sangre de las troponinas cardiacas (cTNI y cTNT) y de la mioglobina apoya el
diagnóstico de infarto al miocardio. En los mismos términos, se ha utilizado a la fosfatasa
ácida como marcador de carcinoma prostático; a la alanina aminotransferasa, la aspartato
aminotransferasa y la γ-glutamiltranspeptidasa como marcadores de daño hepático; a la
fosfatasa alcalina en las enfermedades óseas, y a la amilasa y la lipasa como indicadores
de daño pancreático.
 
Cuadro 10-3. Uso diagnóstico de las enzimas de escape
Enzima sérica Reacción que cataliza Localización Uso diagnóstico
Aspartato
aminotransferasa L-Aspartato + 2-oxoglutarato oxaloacetato + L-
glutamato
Hígado, corazón, músculo
esquelético
Enfermedad hepática
Alanina
aminotransferasa L-Alanina + 2-oxoglutarato piruvato + L-
glutamato
Hígado, riñones, corazón Enfermedad hepática
Amilasa Glucógeno (n) + H2O →glucógeno(n-1) + glucosa Páncreas Pancreatitis aguda
Creatina cinasa Creatina + ATP → fosfocreatina + ADP Corazón, músculo
esquelético
Infarto de miocardio,
trastornos
del músculo
esquelético
Fosfatasa ácida Monoéster de fosfato + H2O → fosfato + un alcohol Próstata Carcinoma de
próstata
Fosfatasa alcalina Monoéster de fosfato + H2O → fosfato + un alcohol Huesos, hígado, placenta Enfermedades óseas
Lactato
deshidrogenasa Piruvato + NADH lactato + NAD
+ Corazón, músculo
esquelético
Infarto del miocardio
Lipasa Degradación de triacilgliceroles Páncreas Pancreatitis aguda
γ-glutamil-
transpeptidasa
(5-L-glutamil)-péptido + aminoácido → péptido + (5-
L-glutamil) - aminoácido
Hígado Enfermedad hepática
 
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Preguntas de reforzamiento
1 Para la interacción de la enzima con el sustrato, explique los modelos de la llave y cerradura y el del ajuste inducido.
2 Para cada una de las clases de enzimas, describa brevemente la acción que llevan a cabo.
3 ¿Qué es una coenzima y grupo prostético?
4 ¿Qué otro tipo de cofactores, además de los de naturaleza orgánica (coenzimas), utilizan las enzimas para catalizar una reacción
5 Relacione las coenzimas con el tipo de reacción en las que participan.
6 ¿Cuál es la diferencia entre un inhibidor competitivo y otro mixto?
7 ¿A qué se debe que a altas temperaturas la actividad de la enzima se pierde?
8 ¿En qué consiste la cooperatividad positiva y el efecto alostérico?
9 ¿Por qué son importantes las enzimas de escape? Da algunos ejemplos.
 
Referencias
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