Diagnóstico de laboratorio de las parasitosis

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728 © 2014. Elsevier España, S.L. Reservados todos los derechos
79Diagnóstico de laboratorio de las parasitosis
El diagnóstico de las parasitosis puede ser muy difícil,principalmente en un marco no endémico. Las mani-
festaciones clínicas de las parasitosis rara vez son lo sufi-
cientemente específicas para que el médico considere la 
posibilidad de estos procesos y las pruebas habituales de 
laboratorio pocas veces resultan de utilidad. Aunque la 
eosinofilia periférica se encuentra ampliamente reconocida 
como un indicador útil de parasitosis, este fenómeno es 
únicamente característico de la infección por helmintos e, 
incluso en estos casos, con frecuencia está ausente. Por estos 
motivos, el médico debe mantener un elevado índice de 
sospecha y debe basarse en unos antecedentes detallados 
de viajes, ingesta de alimentos, transfusiones y caracterís-
ticas socioeconómicas para sospechar la posibilidad de una 
parasitosis. El diagnóstico adecuado requiere que: 1) el 
médico considere la posibilidad de la parasitosis; 2) se ob-
tengan las muestras apropiadas y se trasladen al laboratorio 
dentro del tiempo adecuado; 3) el laboratorio realice, de 
forma competente, los procedimientos apropiados para la 
recuperación e identificación del agente etiológico; 4) los 
resultados de las pruebas de laboratorio se comuniquen 
de forma eficaz al médico, y 5) los resultados sean inter-
pretados de forma correcta por el médico y aplicados para el 
tratamiento adecuado del paciente. Además, para la mayoría 
de las enfermedades parasitarias, la selección de la prueba 
adecuada y su interpretación se basan en la comprensión 
del ciclo vital del parásito y de la patogenia del proceso de 
la enfermedad en el ser humano.
Se han descrito numerosos métodos para el diagnóstico 
de las parasitosis (cuadro 79-1). Algunos de ellos son útiles 
para detectar una amplia variedad de parásitos y otros son 
particularmente útiles para únicamente uno o un reduci-
do número de parásitos. Aunque el elemento clave de la 
microbiología clínica diagnóstica corresponde al aislamiento 
del agente patógeno etiológico en el cultivo, el diagnóstico 
de las parasitosis se elabora casi exclusivamente a partir de la 
demostración morfológica (normalmente microscópica) de 
la presencia de los parásitos en el material clínico. Ocasio-
nalmente, la detección de una respuesta humoral específica 
(diagnóstico serológico) ayuda a establecer el diagnóstico. 
La detección de los antígenos del parásito en suero, orina o 
heces proporciona actualmente un rápido y sensible medio 
de diagnóstico de la infección por ciertos microorganismos. 
De la misma forma, los nuevos análisis basados en sondas de 
ácidos nucleicos han demostrado ser unos excelentes medios 
para detectar e identificar parásitos en muestras biológicas 
como la sangre, las heces, la orina, el esputo y las biopsias 
tisulares obtenidas a partir de pacientes infectados. En gene-
ral, es más conveniente para el laboratorio ofrecer un número 
limitado de pruebas efectuadas de forma competente que 
ofrecer una amplia variedad de pruebas infrecuentes y mal 
realizadas.
Este capítulo contiene una descripción general de los 
principios de la recogida y el procesamiento de muestras 
necesarios para el diagnóstico de la mayoría de las parasitosis. 
Los detalles específicos de éstos y de otras pruebas de utilidad 
general y limitada pueden encontrarse en diversos textos de 
referencia incluidos en la Bibliografía.
ciclo VitAl del PArásito como AyudA 
en el diAgnóstico
Los parásitos pueden presentar ciclos vitales complejos que 
afectan a un único o a múltiples hospedadores. La compren-
sión de los ciclos vitales de los microorganismos parásitos 
es clave para entender las importantes características de 
la distribución geográfica, la transmisión y la patogenia 
de numerosas enfermedades parasitarias. Los ciclos vitales de 
los parásitos proporcionan también con frecuencia indicios 
útiles para el diagnóstico. Por ejemplo, en el ciclo vital de las 
filarias que infectan al ser humano, ciertas especies, como 
Wuchereria bancrofti, presentan una «periodicidad noctur-
na» en la que se observa un gran número de microfilarias 
en la sangre periférica durante la noche. Las muestras de 
sangre en estos pacientes recogidas durante el día pueden 
no ser capaces de detectar las microfilarias, mientras que las 
muestras de sangre recogidas entre las 10 p.m. y las 4 a.m. 
pueden revelar la presencia de numerosas microfilarias. De 
igual modo, los nematodos intestinales como Ascaris lum­
bricoides y Ancylostoma duodenale, que residen en la luz 
intestinal, producen gran cantidad de huevos que pueden 
ser detectados fácilmente en las heces de los pacientes in-
fectados. Por el contrario, otro nematodo intestinal, Strongy­
loides stercolaris, deposita sus huevos en la pared del intes-
tino en lugar de en la luz intestinal. Como consecuencia 
de esta estrategia, los huevos rara vez son observados en la 
exploración de las heces; por ello, el parasitólogo debe tratar 
CUADRO 79-1
Métodos de laboratorio para el diagnóstico 
de la enfermedad parasitaria
Examen macroscópico
Examen microscópico
En fresco
Tinciones permanentes
Concentrados de heces
Examen serológico
Respuesta de anticuerpos
Detección de antígenos
Hibridación de ácidos nucleicos
Sondas y técnicas de amplificación
Detección
Identificación
Cultivo
Inoculación a animales
Xenodiagnóstico
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de detectar las larvas con el fin de elaborar este diagnós-
tico. Finalmente, los parásitos pueden provocar síntomas 
clínicos en un momento en el que las formas diagnósticas 
no se encuentran todavía presentes en el sitio habitual. Por 
ejemplo, la migración de las larvas a través de los tejidos en 
ciertas infecciones intestinales por nematodos puede dar 
lugar a intensos síntomas semanas antes de que los huevos 
característicos se encuentren presentes en las heces.
considerAciones diAgnósticAs generAles
No está de más insistir en la importancia de una recogida de 
muestras adecuada, el número y la cronología de obtención 
de las muestras, el tiempo necesario para su transporte hasta 
el laboratorio y el rápido examen por un profesional con 
experiencia. Debido a que la mayoría de las exploraciones 
e identificaciones parasitológicas se basan totalmente en 
el reconocimiento de la morfología característica de los 
microorganismos, cualquier entidad que pueda ocultar o 
distorsionar el aspecto morfológico del parásito puede ori-
ginar una identificación incorrecta o un diagnóstico erróneo. 
Como se ha destacado previamente y en el cuadro 79-1, 
pueden existir alternativas a la microscopia para la identifi-
cación y detección de ciertos parásitos. Estas pruebas (p. ej., 
detección de antígenos, sondas de ácidos nucleicos) cada 
vez son más utilizadas (especialmente la detección de antí-
genos). Es posible que constituyan las pruebas diagnósticas 
más rápidas, sensibles y específicas para las parasitosis. Estas 
opciones de pruebas diagnósticas pueden ampliar el número 
de pruebas realizables en numerosos laboratorios, lo que 
permite que los laboratorios con una experiencia limitada 
en parasitología ofrezcan pruebas diagnósticas para ciertas 
enfermedades parasitarias. En la tabla 79-1 se enumeran 
los procedimientos diagnósticos frecuentes e infrecuentes 
y las muestras que deben recogerse en ciertas parasitosis.
PArAsitosis de los trActos digestiVo 
y urogenitAl
Los protozoos y los helmintos pueden colonizar o infectar los 
tractos digestivo y urogenital del ser humano. La mayoría de 
las veces estos parásitos son amebas, flagelados y nemato-
Tabla 79-1 Localizaciones corporales, recogida de muestras y procedimientos diagnósticos en infecciones 
parasitarias seleccionadas
Microorganismo infeccioso Tipos de muestra Métodos de recogida Procedimiento diagnóstico
Sangre
Género Plasmodium, género 
Babesia,filaria, géneros 
Leishmania, Toxoplasma y 
Trypanosoma
Sangre completa, 
anticoagulada
Venopunción Examen microscópico (tinción de Giemsa) o 
tinción fluorescente con naranja de acridina
 Extensión fina
 Extensión gruesa
Concentración de sangre (filaria)
Serología
 Anticuerpos
 Antígenos
PCR
Médula ósea
Género Leishmania, 
Trypanosoma cruzi
Aspirado Estéril Examen microscópico (tinción de Giemsa)
Cultivo
Suero Venopunción Serología (anticuerpos)
PCR
Sistema nervioso central
Género Acanthamoeba, género 
Naegleria, tripanosomas, 
Toxoplasma gondii
Líquido cefalorraquídeo
Suero
Estéril
Venopunción
Examen microscópico
 En fresco
 tinción permanente
Cultivo
Serología (anticuerpos)
PCR
Úlceras cutáneas
Género Leishmania, género 
Acanthamoeba
Aspirado
Biopsia
Suero
Estéril y frotis
Estéril, no estéril para la histología
Venopunción
Examen microscópico (tinción de Giemsa)
Cultivo
Serología (anticuerpos)
PCR
Ojos
Género Acanthamoeba, Loa loa 
Microsporidios
Raspados corneales Suero fisiológico estéril, frotis 
secado al aire
Examen microscópico
 En fresco
 tinción permanente
Biopsia de córnea Suero fisiológico estéril Cultivo
Tubo digestivo
Entamoeba histolytica Heces en fresco
Heces conservadas
Material de sigmoidoscopia
Contenedor impermeabilizado
Formol, PVA
En fresco, PVA
Frotis de Schaudinn
Examen microscópico
 En fresco
 tinciones permanentes
Suero Venopunción Serología
 Antígenos (heces)
 Anticuerpos (suero)
Cultivo
PCR
(Continúa)
730 MICROBIOLOGÍA MÉDICA
Microorganismo infeccioso Tipos de muestra Métodos de recogida Procedimiento diagnóstico
Género Giardia Heces en fresco
Heces conservadas
Contenidos duodenales
Contenedor impermeabilizado
Formol, PVA
Prueba del cordón o aspirado
Examen microscópico
 En fresco
 tinción permanente
Antígenos
 AIF
 EIA
Cultivo
Género Cryptosporidium Heces en fresco
Heces conservadas
Biopsia
Contenedor impermeabilizado
Formol, PVA
Suero fisiológico
Examen microscópico (tinción ácido-alcohol 
resistente)
Antígenos
 AIF
 EIA
Microsporidios Heces en fresco
Heces conservadas
Contenidos duodenales
Biopsia
Contenedor impermeabilizado
Formol, PVA
Aspirado
Suero fisiológico
Examen microscópico
 tinción de Giemsa
 tinción de Gram
 tinción cromótropa
Oxiuros Frotis de huellas anales tira adhesiva de celofán Examen macroscópico
Examen microscópico (huevos)
Helmintos Heces en fresco
Heces conservadas
Contenedor impermeabilizado
Formol, PVA
Examen macroscópico (adultos)
Examen microscópico (larvas y huevos)
Suero Venopunción Serología (anticuerpos)
Cultivo (género Strongyloides)
Hígado, bazo
E. histolytica, género Leishmania Aspirados
Biopsia
Suero
Estéril, recogido en cuatro 
alícuotas separadas (hígado)
Estéril; no estéril para la histología
Venopunción
Examen microscópico
 En fresco
 tinciones permanentes
Serología
 Antígenos
 Anticuerpos
Cultivo
Pulmones
De forma infrecuente: amebas 
(E. histolytica), trematodos 
(Paragonimus westermani), 
larvas (Strongyloides stercoralis) 
o ganchos de cestodos
Esputo
Lavado
Aspirado transbronquial
Biopsia por escobillado
Biopsia abierta de pulmón
Inducido, sin conservantes
Sin conservantes
Frotis secados al aire
Frotis secados al aire
Preparación en fresco; no estéril 
para la histología
Examen microscópico
 tinción de Giemsa
 tinción de Gram
Hematoxilina-eosina
Suero Venopunción Serología
 Antígenos
 Anticuerpos
Músculos
Trichinella spiralis
T. cruzi
Biopsia No estéril para la histología Examen microscópico (tinciones 
permanentes)
Suero Venopunción Serología
 Anticuerpos
 Antígenos
Piel
Onchocerca volvulus, género 
Leishmania
Larva migratoria cutánea
Raspados
trozos de piel
Biopsia
Asépticos, frotis o en vial
Sin conservantes
No estéril para la histología
Examen microscópico
 En fresco
 tinciones permanentes
Suero Venopunción Serología (anticuerpos)
Cultivo (género Leishmania)
Sistema urogenital
Trichomonas vaginalis Flujo vaginal
Secreciones prostáticas
Flujo uretral
torundas empapadas en salino 
fisiológico, medio de cultivo
torundas empapadas en salino 
fisiológico, medio de cultivo
torundas empapadas en salino 
fisiológico, medio de cultivo
Examen microscópico
 En fresco
 tinciones permanentes
Antígenos (AIF)
Cultivo
Serología (anticuerpos)
Sondas de ácidos nucleicos
Schistosoma haematobium Orina
Biopsia
Muestra única sin conservantes
No estéril para la histología
Examen microscópico
AIF, análisis de inmunofluorescencia; EIA, enzimoinmunoanálisis; PCR, reacción en cadena de la polimerasa; PVA, alcohol polivinílico.
Tabla 79-1 Localizaciones corporales, recogida de muestras y procedimientos diagnósticos en infecciones 
parasitarias seleccionadas (cont.)
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dos (tabla 79-2). No obstante, también puede observarse 
infección por trematodos, cestodos o parásitos ciliados, coc-
cidios o microsporidios.
En las infecciones intestinales y urogenitales, el sim-
ple examen en fresco o la tinción de frotis resultan con 
frecuencia inadecuados. La recogida repetida de mues-
tras y la repetición de pruebas son a menudo necesarias 
para optimizar la detección de los microorganismos que 
son diseminados de manera intermitente o en número 
fluctuante. La concentración de las muestras mediante 
técnicas de sedimentación o flotación puede ser necesaria 
para detectar cifras reducidas de huevos (gusanos) o quistes 
(protozoos) en las muestras fecales. Mientras que la ex-
ploración microscópica rutinaria de las heces en busca de 
huevos y parásitos (H y P) resulta útil para la detección de 
infecciones causadas por helmintos y amebas, los médicos a 
menudo favorecen (inapropiadamente) este abordaje como 
método de detección selectiva para diagnosticar parásitos 
intestinales e infrautilizan los inmunoanálisis para Giardia y 
Cryptosporidium a pesar de su superioridad epidemiológica 
y de rendimiento entre los pacientes con riesgo escaso de 
sufrir infecciones por otros parásitos (p. ej., helmintos y 
Entamoeba histolytica).
En algunos casos se deben examinar otras muestras di-
ferentes a las heces o la orina (v. tabla 79-1). La detección 
óptima de los patógenos del intestino delgado, como Giardia 
lamblia (duodenalis) y S. stercoralis, puede implicar la as-
piración de los contenidos duodenales o incluso una biopsia 
intestinal. De igual forma, la detección de parásitos colónicos 
como E. histolytica y Schistosoma mansoni puede precisar una 
exploración proctoscópica o sigmoidoscópica con aspiración 
o una biopsia de las lesiones de la mucosa. La obtención de 
muestras de la piel perianal es un medio útil para recuperar 
los huevos de Enterobius vermicularis (oxiuros) o parásitos 
del género Taenia (tenias).
Recogida de muestras fecales
Los pacientes, los médicos y el personal de laboratorio deben 
estar instruidos apropiadamente sobre la recogida y el control 
de muestras. Las muestras fecales deben recogerse en un 
contenedor limpio, de boca ancha e impermeable al agua, 
con una tapa que encaje adecuadamente para asegurar que 
se mantiene una humedad adecuada. Las muestras no deben 
contaminarse con agua, tierra u orina, ya que el agua y la tierra 
pueden contener microorganismos vivos libres que pueden 
provocar alteraciones en los parásitos humanos y la orina 
puede destruir los trofozoítos móviles y favorecer la eclosión 
de los huevos de los helmintos. Las muestras fecales no deben 
contener bario, bismuto ni medicamentos que contengan 
aceite mineral, antibióticos, fármacos antipalúdicos u otras 
sustancias químicas debido a que dichos compuestos influyen 
en la detección de los parásitos intestinales. La recogida de 
muestras debe retrasarse entre 5 y 10 días para permitir que 
desaparezca el bario y, como mínimo, 2 semanas para permitir 
que los parásitos intestinales se recuperen de los efectos 
tóxicos (aunque no curativos) de fármacos antibióticos como 
la tetraciclina.
Deben recogerse muestras fecales después deadministrar 
un purgante cuando no se detectan los microorganismos en 
muestras fecales normales; sin embargo, únicamente ciertos 
laxantes (sulfato sódico y bifosfato sódico tamponado) son 
satisfactorios. Puede examinarse una serie de muestras des-
pués de un purgante en lugar de o junto con una serie de 
muestras recogidas con tránsito normal.
Las muestras fecales formadas sin conservantes han de 
llegar al laboratorio durante las 2 primeras horas siguientes 
a su evacuación. Si las heces son líquidas y, por tanto, tie-
nen una mayor probabilidad de contener trofozoítos, deben 
remitirse al laboratorio para su examen en 30 minutos. Las 
heces blandas o de escasa consistencia deben examinarse a 
lo largo de la hora posterior a su expulsión. Todas las mues-
tras fecales en fresco deben introducirse en sustancias con-
servantes como formol al 10%, alcohol polivinílico (PVA), 
formol-mertiolato yodado (MIF) o formol-acetato de sodio 
(SAF) cuando no sea posible llevar a cabo su análisis dentro 
de los límites de tiempo recomendados. Las muestras fecales 
deben almacenarse a 4 °C, pero no deben ser incubadas ni 
congeladas.
La cifra de muestras necesarias para demostrar la pre-
sencia de parásitos intestinales varía en función de la cali-
dad de la muestra remitida, la exactitud de la exploración 
realizada, la gravedad de la infección y el objetivo de la 
exploración. Si el médico únicamente está interesado en 
determinar la presencia o ausencia de helmintos, una o dos 
exploraciones pueden bastar, siempre y cuando se empleen 
métodos de concentración. Se recomienda una serie de 
tres muestras fecales en cualquier exploración parasitaria 
habitual. El análisis de tres muestras por medio de diversas 
técnicas garantiza la detección de más del 99% de las infec-
ciones. En un estudio realizado en EE.UU., la exploración 
de tres muestras detectó el 100% de los pacientes infectados 
(tabla 79-3).
Es inadecuada la recogida de múltiples muestras de un 
paciente en un mismo día. Tampoco se recomienda remitir 
las tres muestras una cada día durante 3 días consecutivos. 
La serie de tres muestras debe recogerse en un período de 
tiempo no superior a 10 días. Muchos parásitos no aparecen 
en las muestras fecales en concentraciones suficientes en 
un día; sin embargo, la recogida de muestras en días alter-
nos tiende a mostrar un porcentaje superior de hallazgos 
positivos.
En EE.UU. se ha comprobado que el envío de heces de 
pacientes con diarrea de origen hospitalario (inicio de más 
de 3 días después del ingreso) para su examen parasitológico 
suele ser inadecuado. Esto se debe a que la frecuencia de 
Tabla 79-2 Parásitos intestinales identificados 
con mayor frecuencia en los laboratorios de EE.UU.
Microorganismo
% de muestras totales 
positivas (n = 2.933)
Giardia lamblia 54
Dientamoeba fragilis 25
Entamoeba histolytica/E. dispar 7
Cryptosporidium parvum 5
Ascaris lumbricoides 2
Trichuris trichiura 2
Strongyloides stercoralis 1
Enterobius vermicularis 1
Hymenolepis nana 1
Ancylostoma duodenale <1
Taenia <1
Género Cystoisospora <1
Cyclospora <1
Coccidia <1
Otros helmintos <1
Datos recopilados de Branda JA y cols.: A rational approach to the stool ova 
and parasite examination, Clin Infect Dis 42:972-978, 2006; y Polage CR y cols.: 
Physician use of parasite tests in the United States from 1997 to 2006 and in a 
Utah Cryptosporidium outbreak in 2007, J Clin Microbiol 49:591-596, 2011.
732 MICROBIOLOGÍA MÉDICA
adquisición de los parásitos protozoarios o helmínticos en 
un hospital es infrecuente. Una petición de exploración de 
heces en busca de H y P en un paciente hospitalizado debe 
acompañarse de una sólida base clínica y únicamente después 
de haber descartado las causas más frecuentes de diarrea 
adquirida en el hospital (p. ej., antibióticos).
Técnicas de examen de las heces
Las muestras deben examinarse sistemáticamente por un 
microscopista experto en huevos y larvas de helmintos y en 
protozoos intestinales. Para una detección óptima de estos 
agentes infecciosos se precisa la combinación de diversas 
técnicas de examen.
Examen macroscópico
Debe examinarse la consistencia de la muestra fecal, así como 
la presencia de sangre, mucosidad, gusanos y proglótides.
Examen en fresco directo
Las heces en fresco deben ser examinadas con el microscopio 
mediante la técnica de examen en fresco con yodo y suero 
fisiológico para detectar trofozoítos móviles o larvas (Strongy­
loides). Los exámenes en fresco con yodo y suero fisiológico 
se utilizan también para detectar huevos de helmintos, quistes 
protozoarios y células del hospedador como leucocitos y eri-
trocitos. Esta técnica también es útil para examinar material 
procedente de esputo, orina, raspados vaginales, aspirados 
duodenales, sigmoidoscopia, abscesos y muestras de biopsia 
tisular.
Concentración
Todas las muestras fecales deben conservarse en formol al 
10% con el fin de mantener la morfología del parásito y deben 
ser concentradas mediante métodos como sedimentación con 
formol-acetato de etilo (o formol-éter) o flotación con sulfato 
de zinc. Estos métodos separan los quistes protozoarios y los 
huevos de helmintos de la carga de material fecal y, por tanto, 
potencian la capacidad de detectar concentraciones reducidas 
de microorganismos que normalmente se obviarían mediante 
la utilización exclusiva de un frotis directo. Después de la 
concentración, el material se tiñe con yodo y se examina en 
el microscopio.
Extensiones teñidas permanentemente
La detección y la correcta identificación de protozoos 
intestinales dependen con frecuencia del examen de un 
frotis teñido permanentemente. Estas extensiones pro-
porcionan un registro permanente de los microorganismos 
protozoarios que se identifican. Los detalles citológicos 
revelados por uno de los métodos de tinción permanente 
son esenciales para una identificación fidedigna y la mayoría 
de las identificaciones deben considerarse provisionales 
hasta que sean confirmadas mediante una extensión teñida 
permanentemente. Las tinciones permanentes que suelen 
utilizarse son el tricromo, la hematoxilina férrica y la hema-
toxilina-ácido fosfotungsténico. Las extensiones se elaboran 
a partir de preparaciones de frotis de material fecal en fresco 
que se introducen en una solución fijadora de Schauddin o 
mediante la fijación de una pequeña cantidad de material 
fecal en fijador PVA. Se debe destacar que los estudios 
microscópicos rutinarios de heces en búsqueda de H y P no 
incluyen necesariamente las tinciones especiales necesarias 
para detectar microorganismos como Cryptosporidium, 
Cyclospora o microsporidios. Si en el diagnóstico diferencial 
se consideran estos microorganismos, en la solicitud del es-
tudio de heces se debe informar de modo explícito acerca 
de esta posibilidad para que puedan realizarse las tinciones 
(ácido-alcohol resistente [Cryptosporidium, Cyclospora], 
cromótropa [microsporidios]) y los estudios (inmunoanálisis 
[Cryptosporidium]) necesarios.
Recogida y examen de otras muestras 
diferentes a las heces
Con frecuencia, deben recogerse y examinarse muestras 
diferentes a las heces para diagnosticar infecciones por pa-
tógenos intestinales. Entre estas muestras se encuentran las 
muestras perianales, material de sigmoidoscopia, aspirados de 
contenidos duodenales y abscesos hepáticos, así como esputo, 
orina y muestras urogenitales.
Muestras perianales
La recogida de muestras perianales suele ser necesaria 
para el diagnóstico de las infecciones por oxiuros (E. ver­
micularis) y, en ocasiones, por microorganismos incluidos 
en el género Taenia (tenias). Los métodos incluyen la 
preparación de una cinta adhesiva o un raspado anal. 
La preparación de la cinta adhesiva es el método de 
elección para la detección de los huevos de oxiuros. Las 
muestras obtenidas por cualquiera de los métodos deben 
obtenerse por la mañana antes de que el paciente se bañe 
o acuda al cuarto de baño. El método de la cinta adhesiva 
precisa que lasuperficie adhesiva de la cinta se encuentre 
apretada firmemente contra los pliegues perianales derecho 
e izquierdo y, posteriormente, se extienda en la superficie 
de un portaobjetos para microscopio. Del mismo modo, 
la compresa anal debe pasarse suavemente sobre el área 
perianal y a continuación ser transportada a un laboratorio 
para su examen microscópico. Con cualquiera de ambos 
métodos de recogida, las tiras o las compresas se deben 
mantener a 4 °C cuando el transporte al laboratorio vaya 
a sufrir algún retraso.
Material de sigmoidoscopia
El material procedente de la sigmoidoscopia puede ser 
útil en el diagnóstico de la infección por E. histolytica 
que no haya sido detectada por las exploraciones fecales 
habituales. Las muestras se componen de material raspado 
o aspirado de la superficie de la mucosa. Deben tomarse 
muestras en al menos seis áreas. Tras la recogida de mues-
tras, el material debe introducirse en un tubo con suero 
fisiológico al 0,85% y debe conservarse templado durante 
el transporte al laboratorio. Las muestras deben ser exa-
minadas inmediatamente para detectar la presencia de 
trofozoítos móviles.
Aspirados duodenales
La muestra y el examen de los contenidos duodenales es un 
medio de recuperación de larvas de Strongyloides, huevos 
Tabla 79-3 Número de muestras requeridas 
para detectar los parásitos intestinales
Número de muestras 
por paciente
% de pacientes infectados 
detectados (n = 130)
1 71,5
2 86,9
3 100
Datos recopilados de Branda JA y cols.: A rational approach to the stool ova and 
parasite examination, Clin Infect Dis 42:972-978, 2006.
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de Clonorchis, Opisthorchis y Fasciola, y otros parásitos 
del intestino delgado, como microorganismos incluidos en 
los géneros Giardia, Cystoisospora y Cryptosporidium. Las 
muestras se pueden obtener por intubación endoscópica o 
mediante la utilización de una cápsula entérica o prueba 
del cordón. La biopsia endoscópica de la mucosa del intes-
tino delgado puede revelar microorganismos pertenecientes 
a Giardia o Cryptosporidium, microsporidios y larvas de 
Strongyloides. Las muestras deben recogerse en suero fisio-
lógico y ser transportadas directamente al laboratorio para su 
examen microscópico.
Aspirado de abscesos hepáticos
Las lesiones supurativas del hígado y de los espacios sub-
frénicos pueden deberse a la infección por E. histolytica 
(amebiosis extraintestinal). Este trastorno puede presentarse 
en ausencia de cualquier antecedente de infección intestinal 
sintomática. La muestra debe recogerse a partir del borde 
del absceso hepático en lugar de a partir del centro necróti-
co. La primera porción extraída suele presentar un aspecto 
blanco-amarillento y rara vez contiene amebas. Las últimas 
porciones, que son de color rojizo, contienen microorganis-
mos con una mayor probabilidad. Se deben extraer al menos 
dos porciones independientes de material exudativo. Tras 
la aspiración, el colapso del absceso y la ulterior entrada 
de flujo sanguíneo comportan a menudo la liberación de 
amebas a partir del tejido. Las siguientes aspiraciones pueden 
presentar una mayor probabilidad de revelar microorganis-
mos. El material aspirado debe ser remitido inmediatamente 
al laboratorio.
Esputo
Ocasionalmente, los parásitos intestinales pueden ser detec-
tados en el esputo. Éste es el caso de las larvas de algunas 
especies de Ascaris y Strongyloides y Ancylostoma duodenale; 
partes ganchosas de cestodos, y protozoos intestinales como 
E. histolytica y miembros de Cryptosporidium. La muestra 
se debe obtener a partir de una expectoración profunda, 
en lugar de saliva, y debe ser transportada de inmediato al 
laboratorio. El examen microscópico debe incluir prepara-
ciones de tinción permanente y examen en fresco con suero 
fisiológico.
Orina
El examen de las muestras de orina puede ser útil para el 
diagnóstico de infecciones por Schistosoma haematobium 
(así como por otras especies en algunos casos) y por Tri­
chomonas vaginalis. La detección de huevos presentes en 
orina puede llevarse a cabo mediante la detección directa 
o bien mediante la concentración por la técnica de cen-
trifugación de sedimentación. Los huevos pueden estar 
atrapados en la mucosidad o el pus y se encuentran con 
mayor frecuencia en las últimas gotas de la muestra que 
en la primera porción de ella. La producción de huevos 
de Schistosoma es variable, por lo que se deben efectuar 
exploraciones a lo largo de varios días. Trichomonas vagi­
nalis se puede detectar en el sedimento urinario tanto de 
varones como de mujeres.
Muestras urogenitales
Se obtienen muestras urogenitales cuando se sospecha una 
infección por T. vaginalis. La identificación se basa en el 
examen de una preparación fresca de secreciones vaginales 
o uretrales, secreciones prostáticas o de sedimento urina-
rio. La muestra se debe introducir en un recipiente con 
una pequeña cantidad de suero fisiológico al 0,85% para 
enviarse de inmediato al laboratorio para su examen. Si no 
se detectan microorganismos en la preparación, se puede 
hacer un cultivo.
PArAsitosis de sAngre y tejidos
Los parásitos localizados en la sangre o en tejidos del hos-
pedador son más difíciles de detectar que los parásitos intes-
tinales y urogenitales. El examen microscópico de la sangre 
es un medio directo y útil para la detección de parásitos del 
paludismo, tripanosomas y microfilarias. No obstante, la con-
centración de microorganismos con frecuencia fluctúa, por 
lo que se precisa la recogida de múltiples muestras durante 
varios días. La realización tanto de preparaciones en fresco 
(microfilarias y tripanosomas) como de extensiones finas 
o gruesas de sangre con tinción permanente constituye el 
elemento central del diagnóstico. El examen del esputo puede 
revelar la presencia de huevos de helmintos (trematodos 
pulmonares) o larvas (géneros Ascaris y Strongyloides) tras 
someter la muestra a técnicas de concentración adecuadas. 
La biopsia cutánea (oncocercosis) o muscular (triquinosis) 
puede ser necesaria para el diagnóstico de algunas infecciones 
por nematodos (v. tabla 79-1).
Extensión de sangre
El diagnóstico clínico de parasitosis como el paludismo, la 
leishmaniasis, la tripanosomiasis y la filariasis se basa am-
pliamente en la recogida de muestras de sangre en momen-
tos apropiados y el examen microscópico por un experto 
de extensiones gruesas y finas de sangre adecuadamente 
preparadas y teñidas. El tiempo óptimo para la obtención de 
sangre para el examen parasitológico varía según el parásito 
sospechado.
Debido a que el paludismo es una de las pocas pa-
rasitosis que pueden amenazar la vida, la recogida de 
sangre y el examen de las extensiones deben realizarse tan 
pronto como se sospeche el diagnóstico. Los laboratorios 
que ofrecen este servicio deben estar preparados para 
hacerlo 24 horas al día, 7 días a la semana. Puesto que los 
valores de parasitemia pueden ser bajos o fluctuantes, se 
recomienda obtener muestras para repetir las extensiones 
de sangre y examinarlas a las 6, 12 y 24 horas después de 
la muestra inicial. La detección de tripanosomas en sangre 
es posible en ocasiones durante la fase aguda precoz de la 
enfermedad. Trypanosoma cruzi (enfermedad de Chagas) 
puede detectarse también durante los períodos febriles 
subsiguientes. Después de un período de varios meses a 
un año, los tripomastigotes de la tripanosomiasis africana 
(Trypanosoma brucei rhodesiense y T. b. gambiense) se 
detectan mejor en el líquido cefalorraquídeo que en la 
sangre. Las muestras de sangre para la detección de las 
microfilarias nocturnas (W. bancrofti y Brugia malayi) 
deben prepararse entre las 10 p.m. y las 4 a.m., mien-
tras que las muestras para Loa loa diurno se efectúan al 
mediodía.
Se preparan dos tipos de extensiones de sangre para el 
diagnóstico de las parasitosis en sangre: extensiones finasy 
gruesas. Aunque las preparaciones en fresco de las exten-
siones de sangre pueden estudiarse en busca de parásitos 
móviles (microfilarias y tripanosomas), la mayoría de los 
laboratorios proceden directamente a la preparación de ex-
tensiones finas y gruesas para su tinción. En las extensiones fi-
nas, la sangre se extiende sobre el portaobjetos en una capa 
fina (unicelular) y los eritrocitos permanecen intactos después 
734 MICROBIOLOGÍA MÉDICA
de la fijación y la tinción. En las extensiones gruesas, los eri-
trocitos se lisan antes de la tinción y únicamente son visibles 
los leucocitos, las plaquetas y los parásitos (en caso de estar 
presentes). Las extensiones gruesas permiten examinar una 
mayor cantidad de sangre, lo que aumenta la posibilidad de 
detectar infecciones con parasitemias bajas. No obstante, 
la mayor distorsión de los parásitos dificulta especialmente la 
identificación de las especies implicadas mediante estas pre-
paraciones. La utilización correcta de esta técnica precisa una 
gran experiencia y destreza.
En algunas ocasiones se pueden utilizar otros métodos 
de concentración de la sangre para la detección de infeccio-
nes con parasitemias bajas. Otros métodos de concentración 
empleados para la detección de parásitos en sangre son la 
utilización de la centrifugación del microhematocrito, el 
examen de las preparaciones de la capa sobrenadante, una 
técnica de triple centrifugación para la detección de concen-
traciones bajas de tripanosomas y una técnica de filtración de 
membrana para la detección de microfilarias.
Una vez preparadas, las extensiones de sangre deben so-
meterse a un procedimiento de tinción. La tinción más fiable 
de los parásitos sanguíneos es la tinción de Giemsa tampo-
nada a pH 7,0 a 7,2, aunque algunas veces se pueden utilizar 
tinciones especiales para identificar especies de microfilarias. 
La tinción de Giemsa es particularmente útil para la tinción 
de protozoos (plasmodios y tripanosomas). Sin embargo, la 
vaina de las microfilarias no siempre se tiñe con Giemsa; en 
este caso pueden utilizarse tinciones basadas en hematoxilina.
Muestras no sanguíneas
Según la presentación clínica y las consideraciones epide-
miológicas, deben examinarse tejidos o líquidos corporales 
diferentes a la sangre. Los frotis y los concentrados de líquido 
cefalorraquídeo son necesarios para detectar los trofozoítos 
de Naegleria fowleri, los tripanosomas y larvas de Angios­
trongylus cantonensis en el interior del sistema nervioso 
central. El líquido cefalorraquídeo debe ser examinado rá-
pidamente debido a que las formas trofozoíticas de estos 
parásitos son muy lábiles (tripanosomas) o tienden a enro-
llarse y convertirse en inmóviles (N. fowleri). El examen de 
las impresiones tisulares de los frotis de los ganglios linfáticos, 
material de biopsia hepática, bazo o médula ósea teñidos 
con Giemsa es muy útil para la detección de parásitos in-
tracelulares pertenecientes a Leishmania spp. y Toxoplasma 
gondii. De igual modo, las biopsias de diversos tejidos son 
medios excelentes para detectar infecciones localizadas o 
diseminadas provocadas por parásitos protozoarios o hel-
mínticos. Las exploraciones en fresco con suero fisiológico 
de muestras cutáneas superficiales son muy útiles para la 
detección de las microfilarias de Onchocerca volvulus. El 
examen del esputo (inducido) está indicado cuando existe la 
sospecha de paragonimosis pulmonar (trematodo pulmonar) 
o la formación de abscesos por E. histolytica. Las larvas de 
Strongyloides pueden detectarse en el esputo de un paciente 
con síndrome de hiperinfección.
AlternAtiVAs A lA microscoPiA
En la mayoría de los casos, el diagnóstico de parasitosis se 
realiza en el laboratorio mediante la detección microscópica 
y la identificación morfológica del parásito en las mues-
tras clínicas. En ciertas ocasiones, el parásito no puede ser 
detectado a pesar de una minuciosa búsqueda debido a su 
reducida concentración o a la ausencia de microorganismos en 
el material clínico disponible. En estos casos, el médico puede 
verse obligado a emplear otros métodos alternativos basados 
en la detección de materiales derivados del parásito (antí-
genos o ácidos nucleicos) o en la respuesta del hospedador 
a la invasión parasitaria (anticuerpos). Entre estos métodos 
adicionales utilizados en infecciones seleccionadas figuran 
los cultivos, la inoculación a animales y el xenodiagnóstico.
Diagnóstico inmunológico
Los métodos de diagnóstico inmunológico se han utilizado 
como apoyo para el diagnóstico de las parasitosis. La mayoría 
de estas pruebas serológicas se basan en la detección de res-
puestas humorales específicas frente a la presencia del pará-
sito. Entre los abordajes analíticos se incluyen la utilización 
de la aglutinación clásica, la fijación del complemento y los 
métodos de difusión en gel, así como técnicas más modernas 
como los análisis de inmunofluorescencia (AIF), el enzimoin-
munoanálisis (EIA) y la inmunotransferencia tipo Western 
blot. La detección de anticuerpos es útil y está indicada en el 
diagnóstico de numerosas enfermedades protozoarias (p. ej., 
amebiosis extraintestinal, tripanosomiasis sudamericana, 
leishmaniasis, paludismo y babesiosis adquiridos por trans-
fusión, y toxoplasmosis) y helmínticas (p. ej., clonorquiasis, 
cisticercosis, hidatidosis, filariasis linfática, esquistosomia-
sis, triquinosis y toxocariasis). La detección de anticuerpos como 
método diagnóstico entraña un problema: debido a la persis-
tencia de los anticuerpos durante meses a años tras una in-
fección aguda, la demostración de anticuerpos rara vez puede 
diferenciar una infección aguda de una infección crónica.
A diferencia de la detección de anticuerpos, la determi-
nación de antígenos del parásito circulantes en suero, orina 
o heces puede constituir un marcador más adecuado de la 
presencia de una infección activa y puede indicar también 
la carga de parásitos. De igual forma, las demostraciones de an-
tígenos específicos del parásito en líquidos de la lesión, como 
el material de un absceso amebiano o el líquido de un quiste 
hidatídico, pueden permitir elaborar un diagnóstico definitivo 
del microorganismo etiológico. Los estudios más frecuentes de 
detección de antígenos utilizan un formato de EIA; sin embar-
go, los métodos de inmunofluorescencia, radioinmunoanálisis, 
inmunocromatografía e inmunotransferencia han demostrado 
también ser útiles. Diversos preparados comerciales para la 
detección de antígenos parasitarios se encuentran disponibles 
en la actualidad en forma de equipos de reactivos. Entre ellos 
figuran el EIA y las pruebas inmunocromatográficas para la 
detección de Giardia, E. histolytica, Entamoeba dispar y 
especies de Cryptosporidium en las heces, el EIA para la de-
tección de T. vaginalis en muestras urogenitales y los AIF para 
la detección de microorganismos pertenecientes a Giardia, 
Cryptosporidium y Trichomonas. Se dispone también de varias 
pruebas de detección de antígeno para identificar los parásitos 
de la sangre (paludismo, filariasis), además del estudio micros-
cópico de los frotis de sangre en extensiones finas o gruesas. 
La sensibilidad y la especificidad descritas en la mayoría de 
estos equipos de reactivos son bastante buenas. Las ventajas 
de estas técnicas son el menor esfuerzo asociado y un posible 
aumento de la sensibilidad. De hecho, numerosos estudios 
han demostrado que los inmunoanálisis son más sensibles que 
el estudio microscópico a la hora de detectar las infecciones 
causadas por Giardia y Cryptosporidium. De modo similar, 
las pruebas diagnósticas rápidas para la detección de antígenos 
del género Plasmodium pueden ser superiores a la micros-
copia en ciertas situaciones y están siendo consideradas para 
su empleo en este campo, debido especialmente a que el uso 
de los tratamientos combinados con artemisinina, más caros, 
hace que el diagnóstico de laboratorio del paludismo sea más 
rentable que el tratamiento empírico en la épocade resistencia 
DIAGNóStICO DE LABORAtORIO DE LAS PARASItOSIS 735
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a la cloroquina. Entre sus inconvenientes se encuentra la 
pérdida de experiencia en parasitología y el hecho de que, 
en algunos casos, la prueba disponible evalúa únicamente 
un microorganismo, mientras que el estudio microscópico 
convencional ofrece la oportunidad de reconocer numerosos 
parásitos diferentes. Aunque los estudios de detección de 
antígenos se han descrito en muchos otros parásitos, no se 
encuentran ampliamente disponibles. La disponibilidad de 
un amplio panel de pruebas de detección de antígenos podría 
hacer que la utilización del cribado antigénico constituyese 
una alternativa viable frente a la tediosa exploración mediante 
microscopio.
Técnicas de diagnóstico molecular
Además de los métodos de diagnóstico inmunológico, el 
diagnóstico de las parasitosis ha sido potenciado considera-
blemente mediante la aplicación de métodos de diagnós-
tico molecular basados en la hibridación, amplificación y 
secuenciación de ácidos nucleicos. Esta técnica es ventajosa 
debido a que todos los microorganismos contienen secuencias 
de ácidos nucleicos que pueden utilizarse en el estudio de 
hibridación para distinguir entre cepas, especies y géneros. De 
este modo, los parásitos pueden ser detectados e identificados 
de forma simultánea en el material clínico dependiendo de 
la especificidad del método molecular utilizado. Otra ventaja 
de los sistemas de detección basados en los ácidos nucleicos 
es que sus resultados son independientes del estado inmu-
nológico del paciente o de los antecedentes de una infección 
previa, por lo que son capaces de identificar la infección ac-
tiva. Finalmente, el uso de técnicas de amplificación de 
dianas, como la reacción en cadena de la polimerasa (PCR), 
proporciona una exquisita sensibilidad, ya que estas técnicas 
permiten detectar incluso un solo microorganismo aislado en 
una muestra biológica (tabla 79-4).
Las sondas de ácidos nucleicos se usan para detectar 
parásitos no sólo en muestras clínicas de sangre, heces o 
tejidos de pacientes infectados, sino también en su vector 
natural. La aplicación de métodos de identificación de ácido 
desoxirribonucleico (ADN) permite la identificación precisa 
del parásito o vector a nivel de subespecie o cepa y tiene 
un valor considerable en los estudios epidemiológicos. Las 
pruebas que utilizan sondas de ácidos nucleicos comprenden 
desde los métodos de inmunotransferencia tipo dot blot y 
Southern blot hasta la hibridación in situ en los tejidos, la 
PCR u otros métodos de amplificación de dianas combinados 
con la detección y caracterización rápidas de amplicones. La 
utilización de técnicas no isotópicas de ADN amplía en gran 
medida la aplicabilidad potencial de estos métodos en todo 
el mundo. Los equipos de reactivos diagnósticos basados en 
estos métodos no se encuentran disponibles de manera ge-
neralizada; no obstante, varios de ellos se encuentran en fase 
de desarrollo y podrían estar disponibles para su utilización 
clínica en un futuro próximo.
Sin considerar el método de análisis, las técnicas basadas 
en sondas de ácidos nucleicos y las técnicas de amplificación 
se están utilizando en la actualidad en investigación para 
la identificación y detección de numerosas especies y ce-
pas, como los géneros Plasmodium y Leishmania, T. cruzi, 
E. histolytica, Cryptosporidium, microsporidios y T. gondii 
(v. tabla 79-4). Es preciso tener en cuenta que la aplicación 
de los métodos de hibridación de los ácidos nucleicos para 
el diagnóstico de las parasitosis se encuentra todavía en sus 
albores. La aplicación generalizada de estas técnicas exige el 
perfeccionamiento de métodos sencillos de manipulación y 
preparación de muestras, que deberán someterse a diversas 
pruebas clínicas y de campo antes de poder emplearse de 
manera frecuente para facilitar el diagnóstico clínico.
Cultivo
Aunque el cultivo es la técnica estándar para el diagnóstico 
de la mayoría de las enfermedades infecciosas, no se utiliza 
con frecuencia en el laboratorio de parasitología. Algunos 
parásitos protozoarios como T. vaginalis, E. histolytica, es-
pecies de Acanthamoeba, N. fowleri, especies de Leishmania, 
P. falciparum, T. cruzi y T. gondii pueden ser cultivados con 
relativa sencillez. Sin embargo, el cultivo de otros parásitos no 
es tan satisfactorio o resulta excesivamente difícil o engorroso 
para ser de valor práctico en el diagnóstico.
Inoculación a animales
La inoculación a animales es un medio sensible para detectar 
la infección producida por parásitos en sangre y en tejidos 
como T. b. gambiense, T. b. rhodesiense, T. cruzi, especies 
de Leishmania y T. gondii. Aunque resulta de utilidad, este 
método no es práctico para la mayoría de los laboratorios y 
queda ampliamente confinado al ámbito de la investigación.
Xenodiagnóstico
La técnica del xenodiagnóstico emplea vectores artrópodos 
criados en laboratorio para detectar concentraciones reduci-
das de parásitos en los individuos infectados. Clásicamente, 
este método se utilizó para diagnosticar la enfermedad de 
Chagas al permitir que un insecto redúvido no infectado 
se alimentase a partir de un individuo con sospecha de esta 
entidad. Posteriormente se diseccionó el insecto y se examinó 
mediante microscopio en busca de fases de desarrollo de 
Tabla 79-4 Ejemplos de técnicas para la detección de infecciones parasitarias basadas en el análisis por PCR
Microorganismo Gen Sensibilidad diana (%) Comentario
Plasmodium vivax Gen del circumsporozoíto 91-96 Se utilizan discos de papel de fieltro impregnados con 
sangre seca.
Género Leishmania Secuencia ADNk minicircular 87-100 Los resultados se comparan con los resultados del cultivo 
y de la microscopia de las muestras de biopsia.
Trypanosoma cruzi Secuencia ADNk minicircular 100 Los resultados se comparan con los resultados de la 
serología y el xenodiagnóstico de las muestras de 
sangre.
Toxoplasma gondii Gen repetitivo B1
Antígeno mayor de superficie P30
Secuencias de ADN recombinante
46-99 La PCR de LBA, sangre, líquido cefalorraquídeo y líquido 
amniótico presenta un gran potencial para el 
diagnóstico de toxoplasmosis.
Entamoeba histolytica Secuencia tándem repetida P145 96 Los resultados se comparan con el diagnóstico 
microscópico de las muestras de heces. La prueba puede 
distinguir las cepas patógenas de aquellas que no lo son.
SUP ARNr >90
ADNk, ácido desoxirribonucleico del kinetoplasto; LBA, lavado broncoalveolar; PCR, reacción en cadena de la polimerasa; SUP ARNr, subunidad pequeña del ARN ribosómico.
736 MICROBIOLOGÍA MÉDICA
T. cruzi. Aunque esta técnica puede ser utilizada en áreas 
endémicas, obviamente no resulta práctica para la mayoría 
de los laboratorios de diagnóstico.
PREGUNtAS
1. ¿Por qué es importante comprender el ciclo vital de los 
parásitos para diagnosticar las parasitosis?
2. ¿Qué factores pueden causar confusión en el estudio 
microscópico en el diagnóstico de las parasitosis?
3. Describa los aspectos importantes en la recogida y envío 
de una muestra fecal para su examen parasitológico.
4. ¿Qué parásitos pueden detectarse en sangre?
5. ¿Cuáles son los métodos alternativos a la microscopia para 
el diagnóstico de las parasitosis?
Las respuestas a estas preguntas están disponibles en 
www.StudentConsult.es
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