MANUAL DE LABORATORIO PROGRAMA DE MEDICINA

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MANUAL DE LABORATORIO 
 
 
 
 
 
PROGRAMA DE MEDICINA 
 
FISIOLOGIA HUMANA II 
 
 
 
 Autores 
 MC. Raul H. Loya Luna 
 MDB. Miguel Angel Rosales Serrano 
 MC. Alberto Weckmann Ortega 
 MC. Blas H. Ibarra Retana 
 
 Actualización 
 MC. Rebeca Portillo Sánchez 
 
 
http://www.uacj.mx/informacion/PublishingImages/enero 2011/azulchico.jpg
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PREFACIO 
 
 En esta revisión, se han realizado las adiciones necesarias al manual, 
continuando con el mismo formato, los objetivos seguirán siendo los mismos, en 
la práctica, se le presentará al estudiante de medicina un manual de prácticas de 
laboratorio, necesario para conocimientos previos de métodos y procedimientos a 
realizar. 
 
 El presente manual tiene la finalidad de proporcionar al estudiante, lo 
conocimientos necesarios para efectuar cada una de las prácticas que realizará 
durante el semestre, informándole los objetivos, metodologías y el material 
necesario. durante el semestre será necesario por parte de los alumnos, la 
presentación de un protocolo por equipo, de cada práctica, con los resultados y 
conclusiones obtenidos en cada una de ellas. 
 
 Esperando que este manual sea útil, y que facilite la enseñanza hacia el 
alumno, deseamos para ellos un mayor aprovechamiento, y que tengan un mejor 
desempeño dentro del laboratorio. 
 
 Nos queda desear el máximo beneficio y provecho del manual a todos los 
estudiantes. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ACADEMIA DE FISIOLOGÍA 
 
Edición 2018 
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DATOS GENERALES DE LA ASIGNATURA 
 
NOMBRE: LABORATORIO DE FISIOLOGÍA HUMANA II. 
COORDINADOR: ACADEMIA DE FISIOLOGÍA. 
CARACTER: OBLIGATORIO. 
TIPO: TEÓRICO - PRÁCTICO. 
UBICACIÓN: CUARTO SEMESTRE 
ÁREA: FISIOLOGÍA. 
DURACIÓN: SEMESTRAL. 
NUMERO DE HORAS: 152HRS 
TEORIA: 88 HORAS (SESIONES DE 5.5. HORAS-SEMANA) 
PRACTICA: 64 HORAS (SESIONES DE 4 HORAS-SEMANA) 
CRÉDITOS: 15 
CLAVE: BAS-982100 
REQUISITOS ACADÉMICOS: FISIOLOGÍA HUMANA I–BIOQUIMICA MEDICA 
 
 
OBJETIVOS GENERALES 
 
 1.- El alumno corroborará los conocimientos adquiridos teóricamente, por 
medio de las prácticas y podrá correlacionar por sí mismo. 
 
2.- Recorrer el camino para desarrollar la capacidad de observación y de 
poder fomentar su espíritu crítico. 
 
 3.- Por medio del curso se pretende despertar en los alumnos la inclinación 
hacia la investigación biomédica. 
 
 4.- Durante el curso se dirigirá al alumno en la metodología científica hasta 
lograr su capacitación para resolver problemas de análisis clínicos. 
 
 
INTRODUCCIÓN. 
 
 El desarrollo del curso se llevará a cabo en 3 sesiones la primera de 30min 
a la semana donde se le informará al alumno metodología y materiales de la 
práctica a realizar, posteriormente durante 2 horas a la semana, el alumno 
realizará la práctica con dirección e indicación del maestro. 
 El alumno aplicará los conocimientos tomados en teoría, he ira tomando 
notas, de observaciones, resultados obtenidos de la práctica, para recabarlos en 
su cuaderno de trabajo en forma individual, y poder realizar su protocolo en forma 
adecuada que se entregará por equipo para su revisión, de la información 
recolectada respecto a la práctica. 
 En esta sesión de prácticas, se formarán equipos de trabajo para facilitar 
su desarrollo. 
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En la última sesión de 2 horas a la semana que se destinará para discusión de los 
resultados obtenidos en la práctica. El cual deben de presentar información 
correspondiente a la práctica realizada en aspectos anatómicos, fisiológicos y 
efectos; debiendo estar adecuadamente tabulados y elaboradas 
matemáticamente, contando con ilustraciones representativas, gráficas para 
discutir en conjunto las posibles implicaciones académicas. 
 
EVALUACIÓN. 
 
Cada sesión de laboratorio, se evaluará con los siguientes parámetros: 
 1.- En la práctica se tomará en cuenta la puntualidad, participación y 
disciplina de cada alumno, así como los conocimientos necesarios para el correcto 
desarrollo de la misma, evaluándosele de 0 a 2. 
 2.- En la discusión se tomará en cuenta la intervención del alumno en el 
análisis de la práctica, sus resultados y antecedentes necesarios para la discusión 
de los mismos, se evaluará de 0 a 5. 
 3.- El alumno tendrá que presentar un reporte de prácticas, por medio de 
un protocolo que estará formado por el equipo que participo en ella y este se 
evaluará de 0 a 3. 
 4.- El total de las evaluaciones nos da 10 puntos, que será la calificación 
máxima obtenida por el alumno en una práctica. 
 5.- Se toma como calificación mínima aprobatoria 7. 
 6.- Al fin del semestre, se sumarán los resultados del total de prácticas, 
obteniendo el promedio de ellas, el cual equivaldrá a la calificación final de 
laboratorio, correspondiendo en 30 % de la calificación final del curso. 
 
 
REGLAMENTO INTERNO DEL LABORATORIO DE FISIOLOGÍA HUMANA 
 
 1.- En el curso de laboratorio es obligatoria la asistencia. 
 2.- Se le permitirá al alumno un retardo máximo de 15 minutos. 
 3.- Faltar a práctica, equivale a cero en toda la práctica. 
4.- El acumular 3 faltas al laboratorio causa baja; y automáticamente se 
reprueba la materia. 
5.- No se permitirá al alumno, comer, fumar, durante su permanencia en el 
laboratorio. 
 6.- Es obligación entrar al laboratorio con bata blanca ¾ y manga larga. 
7.- La evaluación de laboratorio estará dada por el promedio de las 
calificaciones que comprenden el desarrollo dentro de la práctica, discusión de los 
resultados y del protocolo. 
 8.- La evaluación del laboratorio cuenta en un 30 % más en la calificación 
final de teoría. 
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 9.- El alumno que reprueba laboratorio automáticamente reprobara teoría. 
 10.- El protocolo se entregará el día de discusión de resultados y tendrá 
parámetros de acuerdo al modelo elegido que deberá incluir lo siguiente: 
 
A) TITULO: Este estará incluido en la hoja frontal con las 
características siguientes: 
- Universidad a la que pertenece. 
- Instituto al que pertenece. 
- Programa al que pertenece. 
- Laboratorio al que pertenece la práctica. 
- Nombre de la práctica. 
- 6.- Nombre del alumno y su matrícula. 
- 7.- Grupo al que pertenece. 
- 8.- Nombre del maestro de laboratorio. 
- 9.- Fecha del día de la práctica. 
 
B) OBJETIVO: Estará dado con la finalidad de la práctica y se 
explica en laboratorio; debiendo contener (Donde, Cuando, 
Como, Por qué y Para que). 
 
C) INTRODUCCIÓN: Es un relato breve de los antecedentes que 
sirven como base para la parte experimental de la práctica. 
 
D) MATERIAL: Se refiere al equipo y material que se utiliza en la 
práctica. 
 
E) METODOLOGÍA: Se describen e ilustra, paso por paso la forma 
de elaboración de la práctica de tipo experimental. 
 
F) RESULTADOS: Se anota en su cuaderno de trabajo los 
resultados obtenidos, para la elaboración posterior de tablas, 
gráficas, dibujos, etc. (todos los cambios observados en la 
variables manejadas). 
 
G) DISCUSIÓN: En éste capítulo se analizarán los cambios en las 
variables manejadas durante la práctica, su sentido y se explicará 
en base a datos bibliográficos experimentales. 
 
H) CONCLUSION: Resolución del tema en particular, a partir de los 
hechos conocidos. 
 
I) BIBLIOGRAFÍA: Se anotarán las fuentes de consulta que se 
utilizaron para el diseño de la práctica y para la interpretación de 
sus resultados (mínimo 5). En formato Vauncouver. 
 
 
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ÍNDICE 
 PÁGINA 
Potencial de Acción en Nervio Aislado 7 
Electromiografía 10 
Reflejos 12 
Sensibilidad Cutánea 15 
Sensibilidad Visual 17 
Shock Insulínico 19 
Tiroides21 
Contracción Uterina Aislada 24 
Contracción de Intestino Aislado 26 
Bibliografía 28 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 7 
REGISTRO DEL POTENCIAL DE ACCIÓN EN NERVIO AISLADO 
 
OBJETIVOS: 
Observar las características generales de un potencial de acción (PA) en 
un nervio aislado. 
Determinar la velocidad de conducción. 
Observar las características de un registro bifásico y uno monofásico. 
Determinar las alteraciones que sufre el PA al modificar los parámetros del 
estímulo eléctrico. 
 
INTRODUCCIÓN. 
En general todas las células de los seres vivos muestran una diferencia de 
potencial (potencial de reposo PR) a través de la membrana, debido a la 
permeabilidad diferencial de la membrana a los iones, al equilibrio de Gibbs 
Donnan y al transporte activo. Siendo el interior de la célula de 10 a 100 mV 
negativo el interior con respecto al exterior. 
Cuando un axón es estimulado apropiadamente, la permeabilidad de la 
membrana al Na+ aumenta y este entra siguiendo sus gradientes. El flujo de iones 
positivos al interior de la célula anula el PR haciendo el interior positivo, esta fase 
se llama despolarización. En este momento la permeabilidad al K+ aumenta al 
máximo y la de Na+ disminuye. La salida de K+, a favor de su gradiente de 
concentración provoca un aumento de la negatividad interior haciendo que la 
membrana regrese al PR fase de repolarización. 
Estos cambios momentáneos del potencial de reposo reciben el nombre de 
potencial de acción (PA). 
La alteración de las permeabilidades de la membrana son discretas, es 
decir ocurren solo en un área de la membrana en un tiempo dado, pero debido a 
que se establecen "microcircuitos" un instante después la membrana vecina 
presenta los mismos cambios y el PA propaga a todo lo largo del axón. 
 El osciloscopio digital permite observar en tiempo real los cambios de 
voltaje con respecto del tiempo. Es una gráfica que muestra los cambios de 
voltaje, en el sentido vertical, conforme transcurre el tiempo en el eje de las X. En 
el caso de los potenciales de nervio son del orden de milivoltios (mV) y los cambios 
de tiempo son milisegundos (mseg). Esto nos permite visualizar el fenómeno 
durante el tiempo necesario para poder medirlo. Transforma el fenómeno 
analógico en digital de manera que podemos analizarlo y manipularlo con los 
diferentes programas de computación a fin de extraer la información y utilizarlo 
como imagen para ilustrar los reportes de la práctica. 
 El estimulador es un aparato electrónico que genera pulsos eléctricos 
cuadrados y en el que podemos, mediante los controles adecuados, modificar la 
amplitud (voltaje), la duración (mseg) y la frecuencia (hz) del estímulo. Este se 
aplica al nervio a través de los electrodos de estimulación. 
 
 
 
 
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MATERIAL. 
1- Osciloscopio. 
2- Estimulador electrónico. 
3- Cámara de nervio aislado. 
4- Estuche de disección. 
5- Solución Locke 
6- Cables de conexión. 
7- Un conejo adulto. 
 
MÉTODO: 
Primeramente se procede a anestesiar al conejo con pentobarbital sódico a una 
dosis de 30 mgs por kg. de peso. Colóquelo en decúbito ventral y localice la 
escotadura ciática y el hueco poplíteo. Con la tijera haga una incisión en la piel 
entre estos dos puntos. Encuentre la unión de las masas musculares posteriores 
y sepárelas mediante disección roma en el fondo de esta se encuentra el paquete 
neurovascular. Separe el ciático de los vasos que lo acompañan, cuidando de no 
manipularlo demasiado con el fin de no lesionarlo. Diséquelo hasta la escotadura 
ciática, átelo con un hilo lo más arriba posible y córtelo por arriba del nudo; 
continúe la disección por abajo del hueco poplíteo y ate otro hilo, corte por debajo 
del nudo. 
Colóquelo en la cámara de nervio aislado, esta contiene en el fondo 1 ml 
de solución Locke; tápela con un portaobjeto. 
Conecte los electrodos de registro de la siguiente manera: el electrodo 
(cátodo) en un punto lesionado del nervio, el otro electrodo (ánodo) un cm delante 
del anterior. 
Electrodos de estimulación: un electrodo (ánodo) en un extremo, el otro 
(cátodo) un cm delante del anterior. En uno de los electrones sobrantes conecte 
el cable de tierra. 
 
OBSERVACIONES: 
1. Seleccione, mediante los controles del estimulador, un estímulo con los 
siguientes parámetros: duración 0.02 mseg., frecuencia 10 cps, intensidad de 0.1 
V. Aplíquelo y observe en la pantalla del osciloscopio lo que ocurre al aumentar la 
intensidad. Identifique mediante sus características el potencial de acción. 
Apunte los cambios observados y haga un dibujo en su cuaderno de laboratorio. 
2. Coloque los electrodos de registro ambos en un área sana del nervio; 
inicie la estimulación y apunte los cambios ocurridos en la respuesta nerviosa. 
3. Con los parámetros como se indica en el inciso 1, mida el período de 
latencia en mseg. y la distancia que hay de los electrodos de registro a los de 
estimulación. Con estos datos calcule la velocidad de conducción del nervio. 
4. Mediante un estímulo de 0.02 mseg. de duración con una frecuencia de 
30 cps y con una intensidad de 0.1, 0.3, 0.5, 0.7, 1.0, 1.5 volts, etc... Haga una 
tabla y después una gráfica de intensidad amplitud. 
5. Con estímulos de las siguientes duraciones: 0.1, 0.2, 0.3, 0.4, 0.5, 0.7, 
0.9 y 1.0 mseg determine la intensidad necesaria para obtener una respuesta del 
50% de la máxima obtenida en la observación anterior. Con estos datos construya 
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una gráfica de intensidad - duración y encuentre la cronaxia y la reobase de su 
nervio. 
6. Aplique un estímulo umbral de 5 mseg de duración catódico y luego uno 
anódico dibuje lo observado en la pantalla. 
7. Seleccione en el estimulador pulsos dobles ligeramente sub-umbrales y 
con un intervalo de 7 mseg. Disminuya lentamente el intervalo entre s1 y s2 anote 
los cambios observados. 
8. Repita la observación 7 pero ahora con estímulos supra-máximos. 
9. Intercambie la ubicación de los electrodos de estimulación por los de 
registro y aplique un estímulo umbral. 
 
RESULTADOS Y DISCUSIÓN: 
Explique las características experimentales mediante las cuales identifico 
el PA. 
Dibuje y explique la diferencia de un registro monofásico y uno bifásico. 
Con los datos obtenidos en la observación 3 determine la velocidad de 
conducción y explique los factores que modifican esta. 
Explique las características de la curva intensidad amplitud y explique su 
relación con la ley de todo o nada. 
Construya la gráfica intensidad duración y explique sus características. 
Dibuje lo observado en el paso 6 y explíquelo. 
Explique lo que ocurrió con estímulos de intensidad sub-umbral y diferentes 
frecuencias. Haga lo mismo con los estímulos supra-máximos. 
¿Conduce el nervio en ambas direcciones? ¿Porque? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 10 
ELECTROMIOGRAFÍA 
 
OBJETIVO: 
Registrar el electromiograma del bíceps braquial. 
Analizar y explicar los cambios en la amplitud y forma del electromiograma 
durante una contracción isométrica y una isotónica con diferentes cargas. 
Explicar cómo logra el SNC regular el grado de acortamiento de un músculo 
y como puede mantener una contracción constante. 
 
INTRODUCCIÓN: 
 La electromiografía es el procedimiento a través del cual se obtiene un registro 
gráfico de los potenciales de acción de las fibras musculares que constituyen un 
músculo cuando se activa de manera natural es decir, mediante una contracción 
voluntaria o estimulando su punto motor. Los potenciales se recogen a través de 
electrodos colocados en la piel suprayacente al músculo o bien mediante 
electrodos de aguja insertados en la masa muscular. La amplitud de los 
potenciales está en relación directa con el número de unidades motoras activas y 
con la sincronía de su activación. 
 
 MATERIAL: 
Electrodo de superficie. 
 Bandas de hule 
 Electrodos de electromiografía 
 Sistema Análogo Digital 
 Dos pesas de 2 Kg y 4 Kg 
 Cables de conexiónPasta electrolítica 
 
METODOLOGÍA: 
Coloque los electrodos positivo y negativo, en la parte media y anterior del 
bíceps y estos conectados al canal 1 del Sistema Análogo Digital. 
Un tercer electrodo en el tercio inferior del bíceps y a tierra. 
 
OBSERVACIONES: 
1 Registre la actividad muscular al efectuar flexión y extensión máxima del 
brazo a una velocidad media sin contar con peso. 
2 Registre la actividad muscular al mantener el brazo a la mitad del trayecto 
en 90 grados respecto al anterior durante 10 seg. 
3 Repita paso 1 levantando un peso de 2 kg. 
4 Repita paso 2 levantando un peso de 2 kg. 
5 Repita paso 1 levantando una carga de 4 Kg 
6 Repita paso 2 levantando una carga de 4 Kg 
 
 
 
 
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RESULTADOS Y DISCUSIÓN: 
Mida la amplitud promedio de los registros. 
Compare los registros de los pasos 1, 3 y 5. 
Compare los registros de los pasos 2, 4 y 6 
Explique las diferencias entre cada uno de ellos. 
Compare los pasos 1 y 2, 3 y 4, y 5 y 6; explique las diferencias. 
 Compare la configuración de los registros en los pasos 1, 3 y 5 con la de 2, 
4 y 6; explique sus diferencias. 
 
 
 
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R E F L E J O S 
OBJETIVO: 
 El objetivo fundamental de esta práctica es iniciar al estudiante en el 
aprendizaje de la exploración de reflejos en el ser humano racional. 
Identificar y conocer las vías y los centros de integración de dichos reflejos. 
 
INTRODUCCIÓN: 
 El funcionamiento armónico del organismo humano depende 
fundamentalmente de la actividad integradora del sistema nervioso. Las 
neuronas, además de realizar las funciones comunes de todas las células y de 
mantener estados de excitación producidos por ellas mismas, tienen la función de 
unificar la actividad de órganos y tejidos, para que funcionen como un todo; sin 
esta función integradora el organismo seria de una mera colección de órganos sin 
unidad funcional. 
 La base fundamental de esta integración es el arco reflejo, constituido por 
la neurona aferente y su receptor, un centro de integración con una o varias 
sinapsis y neuronas; la neurona eferente y su efector. El arco reflejo integrado 
habitualmente en las partes bajas del sistema nervioso, es manejado a través de 
inhibición o facilitación por los centros nerviosos superiores. Normalmente, las 
funciones de la médula espinal están fuertemente controladas por señales 
procedentes del cerebro. 
 La substancia gris medular es la zona de integración para reflejos 
medulares y otras funciones motoras. Las señales sensitivas penetran en la 
médula por las raíces posteriores. Después de entrar en la médula cada señal 
sensitiva sigue dos destinos separados. Primeramente, en el mismo segmento 
medular o en segmentos vecinos, el nervio sensorial o sus colaterales terminan 
en la substancia gris de la médula y desencadenan respuestas reflejas 
segmentarías o locales. En segundo lugar, las señales viajan a niveles más altos 
del sistema nervioso, siendo estas señales sensoriales las que crean la 
experiencia sensorial consciente. 
 La patología del sistema nervioso modifica fundamentalmente la actividad 
refleja del mismo, es por esto que la exploración de los reflejos en el paciente 
neurológico adquiere una gran importancia. 
 
MATERIAL: 
Martillo de reflejos. 
 Lámpara de bolsillo. 
 
METODOLOGÍA: 
 Los reflejos se exploran en cada uno de los estudiantes, en el lado derecho 
e izquierdo. Evaluándolos por el esquema de + de una a 4 + dependiendo de la 
potencia de la respuesta. 
 
 
 
 
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OBSERVACIONES: 
Reflejo patelar o rotuliano: coloque al paciente cómodamente sentado de 
manera que las pantorrillas cuelguen libremente. Localice el tendón inferior del 
cuádriceps entre la rótula y la tibia. Percútalo con el martillo de reflejos. Observe 
la respuesta en el cuádriceps. 
 
Reflejo Aquileo: en la misma posición del paciente percuta el tendón de 
Aquiles vea lo que ocurre en los gemelos. 
 
Reflejo tricipital: con la articulación del codo flexionada a 90 grados 
golpee el tendón inferior del tríceps anote la respuesta y cuantifíquela. 
 
Reflejo bicipital: en la misma posición anterior ponga su dedo pulgar sobre 
el tendón inferior del bíceps y percuta este golpeando sobre su dedo. 
 
Reflejo de plantar: descubra el pie del paciente y con una punta roma talle 
el borde externo de la planta iniciando en el talón y terminando en la base del dedo 
pequeño. Anote la respuesta y cuantifíquela. 
 
Reflejo fotomotor: observe cuidadosamente la pupila del paciente y con 
la lámpara, aumente la cantidad de luz que ingresa al ojo observado; anote la 
respuesta. 
 
Reflejo consensual: observe la pupila de uno de los ojos de su paciente y 
aumente la cantidad de luz que ingresa al ojo contra lateral; anote la respuesta. 
 
Reflejo de acomodación: diga al paciente que vea a un objeto lejano, 
observe la pupila, coloque su dedo a 50 cm en el eje de la visión y pídale que vea 
su dedo; anote la respuesta. 
 
Además en los reflejos de estiramiento muscular (REM) se gradúan según la 
intensidad de la respuesta motora. 
 
Intensidad de respuesta motora 
No respuesta 0 
Respuesta ligeramente disminuida 1/+ 
Normal 2 / ++ 
Respuesta más intensa de lo normal o aumento del área reflexógena 
3 /+++ 
Exaltados; suele encontrarse clonus 4 /++++ 
 
 
 
 
 
 
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RESULTADOS Y DISCUSIÓN: 
Haga una tabla con la valoración de los reflejos provocados en todos los 
integrantes de su equipo. 
Explique las diferencias entre los resultados de todos los alumnos. 
Investigue las vías de los reflejos y haga un esquema de ellas. 
Investigue padecimientos en los cuales se alteran los diferentes reflejos 
que se provocan en esta práctica. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 15 
SENSIBILIDAD CUTANEA 
 
OBJETIVO: 
Analizar las características fisiológicas de las modalidades sensoriales de 
la piel explorándola de forma puntual, la discriminación espacial y de dos puntos 
relacionándola con la función en diferentes partes de la piel y su aplicación en la 
exploración neurológica. 
 
INTRODUCCIÓN: 
La sensibilidad somática es la información captada por los receptores 
sensoriales, del medio ambiente, que se encuentran distribuidos por todo el 
organismo; la información producida en ellos se envía al SNC por vías específicas. 
Los receptores que forman parte de la sensibilidad somática responden a 
estímulos de contacto, presión vibración, dolor, temperatura, posición y 
movimiento. Los receptores están diseñados para ser activados por un estímulo 
específico. De acuerdo con la ley de Muller la modalidad sensorial es determinada 
por la especificidad de los receptores y por la especificidad de la vía. Los 
receptores envían al SNC su información por la raíz posterior o dorsal de los 
nervios raquídeos y por las vías sensoriales de los pares craneales. 
 
MATERIAL: 
Estimuladores apropiados para tacto calor frío y dolor. 
Sello para ubicar el área de la piel a ser explorada puntualmente. 
Compás de dos puntas. 
Regla milimétrica. 
 
MÉTODO: 
 Distribución cutánea de las modalidades de tacto, calor, frío y dolor. 
En un alumno por equipo se marca la piel de la cara interna del antebrazo 
en el sitio donde haya menos vello. Iniciando con el estimulador de tacto explore 
los 64 cuadros del área marcada. Al terminar explore la misma área usando el 
estimulador para calor; siga con el de frío y por último el de dolor. Anote en su 
cuaderno los resultados obtenidos en cada división. 
 Consideraciones importantes: 1.- que el paciente no debe ver el área 
estimulada. 2.- el estímulo para las cuatro modalidades debe ser apenas 
umbral. 3.- la exploración se hace al azar. 4.- El paciente debe estar 
concentrado en lo que está haciendo. 
Discriminación espacial. 
Solicite al alumno que cierre los ojos y estimule táctilmente un punto de la 
piel de la cara interna del antebrazo el sujeto, sin ver, señalará el punto donde se 
ha estimulado, mida la distancia entre elpunto señalado y el punto estimulado 
repita hasta 10 observaciones en 3 puntos. Repita lo mismo en la palma de la 
mano. 
 
 
 
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Discriminación de dos puntos. 
 Utilizando un compás de dos puntas determine la distancia mínima para 
que el sujeto sienta dos puntos de la siguiente manera: con el compás cerrado 
inicie la estimulación en la piel de la cara externa del brazo, pregunte al sujeto 
cuantos puntos siente cuando el sujeto diga que siente un punto abra el compás 
5 mm y vuelva a estimular siga abriendo el compás hasta que el sujeto diga que 
siente dos puntos. Repita lo mismo en la piel de la cara interna del antebrazo y en 
el pulpejo del dedo índice; en el antebrazo abra el compás 3mm cada vez y en el 
dedo 0.5 mm. Cuide de aplicar las dos puntas del compás simultáneamente. 
 
RESULTADOS: 
 
Distribución cutánea de las modalidades de tacto, calor, frío y dolor. 
Cuente los puntos sensibles a cada modalidad incluya los que no 
respondieron a ningún estímulo saque su porcentaje. Contabilice los puntos que 
responden a 0, 1, 2, 3 y 4 modalidades. 
 
Discriminación espacial . 
Saque el promedio de error en los dos sitios explorados. 
 
 Discriminación de dos puntos. 
Anote la diferencia del umbral de dos puntos para cada una de las aéreas 
exploradas. 
 
DISCUSION: 
 Explique cada uno de los resultados apoyándose de la información de tres 
libros o artículos. 
 Explique cuáles son las consecuencias de estas modalidades con relación 
a la sobrevivencia del individuo y de la especie. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 17 
SENSIBILIDAD VISUAL 
 
OBJETIVO: 
Determinar la agudeza visual cercana y lejana y los campos visuales. 
Describir los errores de refracción más comunes y explicar la manera 
adecuada de corregirlos. 
Se discuten las alteraciones patológicas del campo visual. 
Demostrar la presencia del punto ciego y explicar cómo se produce. 
 
INTRODUCCIÓN: 
 La sensibilidad visual es por definición la distancia más pequeña en que 
deben estar separados dos puntos para percibirlos como dos, como son los 
movimientos oculares para fijar un objeto, la configuración de la córnea y el 
cristalino, los mecanismos químicos de la rodopsina, etc. 
 La lectura de la agudeza visual es una de las pruebas clínicas que nos 
ayuda a conocer la finura con la que se puede ver. Para efectuar esta lectura nos 
valemos de los optativos de la carta de Snellen para la lectura de la agudeza visual 
de lejos y la carta de Jagger para la lectura de la agudeza visual cercana. 
 Los campos visuales se pueden medir mediante una forma clínica o con 
un campímetro. Se debe efectuar una medición para cada ojo. 
 
MATERIAL: 
Carta de Snellen 
Carta de Jagger 
 Campímetro. 
 Libro de Ishihara para determinar ceguera al color. 
 
MÉTODO: 
 Para la lectura de la carta de Snellen la persona a examinar se sienta a una 
distancia de 20 pies, cubriéndose su ojo izquierdo, para examinar el ojo derecho; 
se pide que lea las letras empezando por las líneas de arriba y se registra hasta 
la línea que alcance a leer, de la siguiente forma: con un numerador se pone la 
distancia a la que está sentada la persona y con un denominador la línea que 
alcanza a leer. Ej. 20/20, 20/30, 20/50, etc. 
 Después se tapa el ojo derecho y se examina el ojo izquierdo; luego se 
examinan con ambos ojos. Si usa lentes primero se hace el examen sin lentes 
y después con lentes (agudeza visual corregida). 
 La agudeza visual de cerca es tomada con la lectura de la carta de Jagger, 
y esta es una pequeña carta la cual tiene enunciados que deben ser leídos a una 
distancia de .50 m.; también debe seguirse la misma rutina de examinar un ojo, 
después el otro ojo y luego con ambos ojos. 
 Para la lectura del libro de Ishihara, se le pide a la persona 
explorada que diga el número que ve en los en cada una de las diferentes hojas 
y si tiene algún problema en ver el numero indicado, se registra para luego revisar 
la hoja de interpretaciones. 
 Los campos visuales los registramos con el campímetro, el cual se pone 
 18 
delante del ojo que se va a examinar y se va girando de 30 en 30 grados el semi 
aro, empezando de 0 grados hasta completar los 360 grados. 
Se fija la visión en el punto medio que es un espejo y se va registrando en 
qué grado aparece el punto blanco. 
 Se hace un dibujo del campo visual aislado y binocular. 
Cada uno de los integrantes del equipo se tomará la agudeza visual y la 
campimetría, registrando en su cuaderno los resultados. 
 
RESULTADOS Y DISCUSION. 
Una vez recolectados los resultados en la práctica, de cada uno de los 
participantes del equipo, elabora el protocolo con gráficas, tablas, esquemas. 
Indicando los posibles problemas encontrados o detección de errores en 
su realización. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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SHOCK INSULINICO 
 
OBJETIVO: 
El objetivo de esta práctica es el de que el alumno observe, registre y 
analice los cambios que ocurren en un animal de laboratorio (ratón), al aplicarle 
una dosis de insulina, y la modificación de estos al inyectarle adrenalina o solución 
glucosada. 
 
INTRODUCCIÓN: 
La insulina es una hormona formada por dos cadenas de aminoácidos con 
dos enlaces de puentes disulfuro, la cual es producida en las células beta del 
páncreas. 
 Esta hormona es importante en el organismo en el control de la glicemia 
sanguínea y su falta de producción ocasiona la enfermedad denominada diabetes 
mellitus; en la cual existen alteraciones no solamente en el metabolismo de los 
carbohidratos, sino también en el metabolismo de las grasas y las proteínas. 
 
En ocasiones el paciente diabético tiene períodos de hipoglucemia por 
diversas causas que ocasionan diversos trastornos en el organismo. 
 
MATERIAL: 
2 ratones por equipo. 
Insulina humana de acción rápida de 100 ui. por ml. 
Sol. de adrenalina al 1:1000. 
Sol. de glucosa al 20%. 
Jeringas de insulina de 100 ui 
 
MÉTODO: 
 Los alumnos ponen los ratones en un recipiente transparente para observar 
y registrar por 15 minutos su comportamiento (caminar, correr, olfatear, comer, 
etc.). 
Una vez hecho esto se procede a inyectar por vía intraperitoneal a ambos 
ratones insulina de acción rápida una dosis de 6 unidades. 
Se ponen en los recipientes y se registran los cambios cada 5 minutos, 
hasta que los ratones presenten convulsiones. 
 Una vez ocurrido esto se aplica a un ratón .2 cc de sol. de adrenalina al 
1:1000, intraperitoneal. Al otro ratón se le aplica .5 cc. de solución glucosada al 
20%, intraperitoneal. 
 Se continúa la observación y el registro de los eventos antes mencionados. 
 
 
 
 
 
 
 
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RESULTADOS: 
 Haga una tabla con las conductas observadas durante el período de 
control, durante la acción de la insulina y después de la aplicación de adrenalina 
o solución glucosada. Explique los mecanismos que se alteraron durante las 
observaciones. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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TIROIDES 
 
OBJETIVO: 
Consolidar conocimientos de fisiología de la glándula tiroides. 
Conocer los efectos de TSH, T4, propiltiouracilo sobre el metabolismo basal 
de sujetos normales, hipofisectomizados y tiroidectomizados. 
Entender sitio de acción y mecanismos de retroalimentación de las 
hormonas. 
 
INTRODUCCION: 
La glándula tiroides se encarga de la secreción de hormonas triyodotironina (T3) 
y tiroxina (T4), que tienen como rol fundamental la expresión de genes 
dependientes de su unión con su receptor intranuclear. La necesidad de sustratos 
energéticos para la síntesis de proteínas causa un aumento del metabolismo 
basal. 
La producción de hormonas tiroideas depende de la secreción hipofisaria de TSH 
(hormona estimulante de la tiroides). Esta molécula promueve la captación de 
yoduros, la síntesis de tiroglobulina, la peroxidación del yodo, la organificación de 
la tiroglobulinay la liberación de las tirosinas yodadas desde la tiroglobulina hacía 
la circulación 
Las hormonas tiroideas circulantes generan disminución de receptores de TRH 
(hormona liberadora de tirotropina) a nivel de las células tirotropas en la hipófisis, 
dando lugar a una reducción de secreción de TSH. Este mecanismo es el 
encargado de la retroalimentación negativa en el eje hipotálamo-hipófisis-tiroides. 
 
Materiales: 
Programa PhysioEx instalado en ordenador. 
 
Procedimiento: 
1. Entrar al programa PhysioEx y elegir la practica número cuatro ¨Fisiología del 
sistema endocrino¨. 
2. Aparecerá la pantalla donde se realizará la práctica virtual, como la Figura 1. 
3. Hacer clic sobre el raton ¨normal¨ y llevarlo arrastrarlo hacia la cámara. 
4. Estar seguro que la válvula entre la cámara y el ratón este abierta, para permitir 
el flujo libre de aire. 
5. Confirmar que la válvula a su derecha se encuentre conectada con el 
manómetro. (Chamber and manometer conected). 
6. Hacer clic sobre el botón de pesaje (weigh) del ratón. Anotar los datos en la 
Tabla 1 en la fila de Peso en la medición Basal. 
7. Hacer clic en el botón (+) del temporizador (timer) hasta llegar a 1.00. 
8. Cerrar la válvula que conecta el exterior con la cámara donde está el ratón. 
Debe indicar válvula cerrada (Clamp Closed). Esto conduce a que el ratón solo 
consuma el oxígeno contenido en la cámara y no el del exterior. 
 22 
9. Pulsar Start (comienzo) en el temporizador. Observar que sucede con la 
columna de agua del manómetro. 
10. Esperar hasta que el temporizador termine su cuenta. Hacer clic sobre la 
válvula derecha. Debe indicar conexión entre el manómetro y la jeringuilla. 
(Manometer and Syringe connected). 
 
 
Pantalla de inicio de Endocrinología Tiroidea 
 
Figura 1. Pantalla inicial de la práctica de endocrinología tiroidea del 
programa PhysioEx. 
 
 
 
11. Hacer clic sobre el botón (+) bajo el nombre “ml O2 ” hasta alcanzar 1.0. Hacer 
clic en inyectar (Inyect). Observar que sucede con la columna de agua del 
manómetro. La cantidad de mililitros inyectados son directamente proporcionales 
a los mililitros de oxígeno consumido por el ratón. Aumentar la cantidad de 
mililitros inyectados hasta alcanzar el término LEVEL, que indica los mililitros de 
oxígeno que consumió el ratón durante el minuto medido. Anotar este dato en la 
fila de “ml de /min” de la Tabla 1. 
 
 23 
12. Repetir los pasos 1-11 con diferentes ratones y diferentes sustancias que 
pueden ser inyectadas. Para tener ratones sin sustancias circulantes hacer clic en 
el botón “Clean” (limpiar). Para inyectar sustancias arrastrar la jeringuilla deseada 
hacia el ratón a tratar en la columna derecha, no en la cámara. Registrar datos en 
la Tabla1. 
 
Tabla 1. Introducción de resultados obtenidos de la experimentación. 
 
 
 
RESULTADOS 
Determinar el consumo de oxígeno por hora para la rata. 
Determinar el metabolismo basal por kilo de peso corporal, y convertir el dato del 
peso, de gramos a kg, antes de utilizar formula. 
Guardar estos datos en el epígrafe “ml O2 utilizados por hora” y en “Tasa 
Metabolica” de la Tabla 1. 
 
 
 
 
 24 
CONTRACCIÓN UTERINA AISLADA 
 
OBJETIVO: 
 Observar, registrar y analizar la actividad muscular en un útero aislado y 
las modificaciones que presenta al aplicarle hormonas y drogas como acetilcolina, 
oxitocina, adrenalina y orciprenalina. 
 
INTRODUCCIÓN: 
 El útero es un órgano hueco, cuya función principal es la de recibir el óvulo 
fecundado y alojarlo durante el período de tiempo adecuado para su desarrollo, 
conforme avanza el embarazo y al término de éste, interviene en el parto. 
La actividad muscular uterina es variable, a través de la vida fértil en la 
mujer, durante el período de reposo, es decir cuando hay gestación, la actividad 
muscular es escasa aumentando ligeramente durante la menstruación. 
Durante el período de gestación el útero no solamente disminuye su 
actividad, sino también permite que las fibras musculares aumenten su longitud 
para adaptarse al tamaño del feto. 
Al término del embarazo se reinicia la actividad lentamente hasta alcanzar 
un máximo en el momento del alumbramiento; esta actividad cambiante está 
regida por la presencia de hormonas que modifican la cantidad de receptores, o 
la actividad contráctil de la fibra, y por los neurotransmisores correspondientes al 
sistema simpático y parasimpático. 
El conocimiento de la actividad motriz del útero es indispensable para 
conocer los mecanismos normales que ocurren durante un funcionamiento 
adecuado del útero y poder deducir cuando la actividad es anormal. 
 
MATERIAL: 
 Una rata hembra adulta. 
 Estuche de disección. 
 Fisiógrafo o sistema análogo digital. 
 Traductor de tensión. 
 Sistema de órgano aislado. 
 Jeringas de 5 cc. 
 1 fco. de pentobarbital sódico. 
 Solución Locke. 
 Oxitocina 0.01 unidad internacional por ml. 
 Acetilcolina 1 microgramo por ml. 
 Adrenalina 1 microgramo por ml. 
 Orciprenalina 1 microgramo por ml. 
 
 METODOLOGIA: 
 Pese a la rata y calcule la dosis de anestésico a razón de 40mg /kg de 
peso. Cargue una jeringa con la dosis total de pentobarbital sódico. 
Coloque la rata en el inmovilizados e inyecte el anestésico por vía 
intraperitoneal. Coloque la rata en su jaula y espere que surta efecto el 
anestésico. 
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Una vez anestesiada la rata colóquela en decúbito dorsal y haga una 
incisión en la parte media de la pared abdominal del pubis a la apéndice xifoides, 
busque en la cavidad pélvica el útero que es bicorne libérelo de sus inserciones, 
colóquelo en una caja de Petri con solución Locke a 38° C, corte en la porción 
donde se unen ambos cuernos. 
Cada equipo trabajará con un segmento, coloque con una aguja un hilo en 
cada uno de los extremos, fije uno de ellos a la zona de oxigenación y el otro al 
transductor de tensión. 
Asegúrese que durante todo el experimento la temperatura de la solución 
Locke se mantenga a 38° C y este oxigenando. 
 
OBSERVACIONES: 
 Siga la siguiente secuencia en todos los experimentos. 
 1.- Tome un trazo control en el cual la actividad motora deberá ser estable. 
 2.- Introduzca la variable experimental y anote el momento en el registro. 
 3.- Registre los cambios originados durante el tiempo necesario para que 
sean estables. 
 4.- Efectué lavado con Locke de la cámara por tres veces para cada uno 
de los experimentos. 
 Experimento 1 aplique 1 microgramos de acetilcolina, lave y aplique 2 mcgr 
 Experimento 2 aplique 1 microgramos de adrenalina, lave y aplique 2 mcgr 
 Experimento 3 aplique 0.01 UI de oxitocina lave y aplique 0.02 UI 
 
Experimento 4 aplique 1 microgramos de orciprenalina lave y aplique 2 
mcgr 
 
 
RESULTADOS Y DISCUSION: 
Cuantifique los cambios en la frecuencia, amplitud y tono con la adición de 
los medicamentos indicados en cada uno de los experimentos. Explique los 
mecanismos que intervinieron en los cambios de la actividad motriz del músculo 
a nivel molecular. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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CONTRACCIÓN DE INTESTINO AISLADO 
 
OBJETIVO: 
Observar, registrar y analizar las características de la contracción del 
músculo liso intestinal aislado en condiciones básales y las modificaciones que 
sufre dicha actividad contráctil al aplicarle soluciones de 1y 2 microgramos de 
acetilcolina, adrenalina, atropina y fisostigmina. 
 
INTRODUCCIÓN: 
En el sistema gastrointestinal ocurren diversas acciones fisiológicas como 
son la digestión de los alimentos que implica la trituración de éstos por la 
masticación, el mezclado del contenido intestinal con las diferentes secreciones 
de las glándulas exocrinas, la separación de los diferentes componentes, la 
absorción de estos, etc. 
 La motilidad intestinal juega un importante papel en todos estos hechos 
fisiológicos; está dada por la contracción de las capas circular y longitudinal de la 
pared intestinal.En esta pared intestinal se encuentra una inervación intrínseca del 
intestino, la cual actúa como un marcapaso para iniciar impulsos eléctricos y por 
consecuencia inicia el peristaltismo. 
 La inervación extrínseca que está dada por el sistema nervioso autónomo 
el cual regula de una manera importante la actividad de los plexos nerviosos 
intrínsecos. 
 
MATERIAL: 
Biológico: 1 conejo adulto por grupo. 
 Quirúrgico: pinzas de disección y tijeras. 
 Sistema de órgano aislado de temperatura constante. 
 Fisiógrafo o sistema análogo digital. 
 Transductor de tensión. 
 Baño María a 39º grados Centígrados. 
 Jeringas de 5 cc. 
 Solución Locke a 38º grados centígrados. 
 Solución de acetilcolina 1 microgramo x ml. 
 Solución de adrenalina 1 microgramo x ml. 
 Solución de atropina 1 microgramo x ml. 
 Solución de fisostigmina 1 microgramo x ml. 
 
MÉTODO: 
Anestesie al conejo mediante la aplicación de pentobarbital sódico IV a una 
dosis de 30 mgs x Kg. de peso. 
Efectúe una incisión de la apófisis xifoides a la sínfisis del pubis. Busque el 
duodeno e identifique el íleon. 
Corte el intestino en la porción duodeno-yeyunal; libérelo del meso en los 
siguientes 15 cms. Corte el extremo distal. Páselo a una charola y con una pipeta 
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de 10 ml, lávelo con solución Locke a 38º C. hasta que el Locke salga limpio. 
Se cortan 2 cms. de intestino para cada equipo. De una lazada en cada 
extremo, una en el borde mesentérico y otra en el borde antimesentérico. 
El intestino es llevado a la cámara de intestino aislado, ate un extremo al 
soporte inferior de la cámara y el otro extremo al transductor. Llene la cámara con 
Locke a 38º grados centígrados, y se deja por unos minutos hasta obtener un 
trazo regular. 
 
OBSERVACIONES: 
1.- Tome un trazo basal de un minuto. 
2.- Adicione la sustancia de prueba al baño y registre por 3 a 5 minutos. 
3.- Lave con solución Locke limpia por 3 veces. 
4.- Espere a que se estabilice el trazo por 3 a 5 minutos. 
Estos pasos deben efectuarse para cada una de las sustancias a estudio. 
 
Substancias de prueba: 
1.- 1 microgramo de acetilcolina. 
2.- 2 microgramos de acetilcolina. 
3.- 1 microgramo de adrenalina 
4.- 2 microgramos de adrenalina. 
5.- 1 microgramo de fisostigmina. 
 6.- 2 microgramos de fisostigmina. 
7.- 1 microgramo de atropina. 
8.- 2 microgramos de atropina. 
9.- Aumente la longitud del intestino girando el tornillo de tensión ¾ de 
vuelta y registre los cambios observados por 5 minutos. 
 
RESULTADOS Y DISCUSION: 
En cada una de las gráficas obtenidas por las sustancias a estudio, 
cuantifique la amplitud de las contracciones en gr. 
En cada una de las gráficas obtenidas por las sustancias a estudio, 
identifique la frecuencia de las contracciones por minuto y el tono en gr. 
Elabore una tabla y después construya una gráfica con los valores 
obtenidos de cada una de las sustancias y con cada concentración. 
Analice los resultados obtenidos. 
Indique el efecto de cada uno de las sustancias usadas. 
Explique ampliamente el mecanismo de acción. 
 
CONCLUSIONES. 
 En forma de resumen mencione las acciones de las sustancias en estudio 
en el intestino del ser humano y en cuales casos se pueden utilizar en forma clínica 
 
 
 
 
 
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BIBLIOGRAFÍA. 
 
1. Fisiología Médica. Autor Arthur C. Guyton. Edición 11ª . Año: 2007. Editorial: 
Elsevier. IBSN: 88480862325. 
2. Fisiología Médica; William F. Ganong; 23ª edición; 2010; 
ISBN: 978-607-15-0305-3. 
3. Principles of Neural Science; Eric R. Kandel, James H. Schwartz, Thomas 
M. Jessell; Appleton and Lange; 2000; 0838577016 
4. Neuroscience; by Dale Purves (Editor), George J. Augustine (Editor), David 
Fitzpatrick (Editor; Sinauer Associates; 2003; 0878937250 
5. Fisiología Humana; J.A.F. Tresguerres; MCGRAW-HILL / 
INTERAMERICANA DE ESPAÑA, S.A.; 2002; 8448606477 
 
6. Gastrointestinal Physiology; Leonard R. Jonhson; 7th edition Pub; 2007; 
ISBN: 978-0-323-0339 
 
7. Timothy Stabler. . PhysioEx 6.0 para fisiología humana: Simulaciones de 
laboratorio de fisiología. Pearson Education, 1, 34. 2006