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Cromoblastomicosis Alexandro Bonifaz Fernando Gómez-Daza Denisse Vásquez-González Micosis subcutánea o profunda de curso crónico, causada por un grupo de hongos dematiáceos (negros), y caracterizada por la formación de nódulos de aspecto verrugoso localizados de preferencia en los miembros inferiores.[1-3] Microbiología Los agentes etiológicos de la cromoblastomicosis son hongos dimórficos, feohifomicetos u hongos negros o dematiáceos, clasificados en el orden de los Chaetothyriales. Las dos especies más frecuentes son: Fonsecaea pedrosoi, reportada en climas cálidos y húmedos, y Cladophialophora carrionii, solamente informada en climas semidesérticos. Con menor frecuencia se encuentran Phialophora verrucosa, Exophiala dermatitidis, Rhinocladiella aquaspersa, Exophiala jeanselmei, Exophiala spinifera, Cladophialophora yegresii (solo aislada en Falcón, Venezuela), y Fonsecaea monophora (aislada solo en el Sur de China (tabla 192-1).[4-10] Tabla 192-1. Agentes etiológicos de cromoblastomicosis. Principales agentes Agentes menos frecuentes Agentes excepcionales Fonsecaea pedrosoi. Cladophialophora car rionii. Phialophora ver rucosa. Exophiala dermatitidis. Rhinocladiella aquaspersa. Exophiala jeanselmei. Exophiala spinifera. Cladophialophora yegresii. Fonsecaea monophora. Aunque la clasificación de las especies se hace mediante la identificación de la micromorfología de las formas de reproducción o fases anamórficas, cabe resaltar que a ninguna de las especies aisladas se le ha encontrado estado teleomórfico o forma sexuada y actualmente se deben confirmar mediante secuenciación genética; estas técnicas han permitido distinguir entre especies que prácticamente se presentaban iguales y cuyo comportamiento es diferente. Con base en su secuencia genética (18S rARN), estos hongos pertenecen a los Ascomycetes.[4] [5] [11] En general la macromorfología de todas las especies de hongos que causan cromoblastomicosis es similar, es decir, son de lento crecimiento (aproximadamente tres a cuatro semanas), dan colonias limitadas, negras o pardas, vellosas, aterciopeladas, la mayoría de las veces con surcos y radiaciones; al reverso se observa un pigmento negro-ocre que se difunde lentamente a través del medio; la intensidad del pigmento y su difusión en el medio dependen de cada una de las especies. En algunos agentes, en particular del género Exophiala, las colonias son inicialmente (una a dos semanas) levaduriformes, negras, cremosas, limitadas, ligeramente acuminadas, y posteriormente se hacen filamentosas momento en el que ya no son distinguibles de los restantes agentes.[4-15] Todos los agentes de cromoblastomicosis están constituidos por numerosas hifas gruesas, de aproximadamente 4 µm a 5 µm de ancho, pigmentadas y tabicadas; son sus formas anamórficas o asexuadas las que los diferencian entre sí. Las especies más frecuentes se presentan con las siguientes formas de reproducción (tabla 192-2).[4-15] Tabla 192-2. Disposición de los conidios de los principales agentes de cromoblastomicosis. Agente Disposición de los conidios Hormodendrum o cladosporium Fiálides Rinocladiela o acroteca Fonsecaea pedrosoi Frecuente.Corto: 2-4 conidios. Infrecuente alargados y conidios ovales. Infrecuente. 2-4 conidios ovales. Phialophora ver rucosa No presenta. Frecuente. Fiálide con collarete y conidios redondos. No presenta. Cladophialophora car rionii Frecuente.Largo: 8-10 conidios. No presenta. No presenta. Rhinocladiella aquaspersa No presenta. No presenta. Frecuente.2-4 conidios ovales. Fonsecaea pedrosoi (Brumpt, 1912; Negroni, 1936). Tiene tres tipos de conidios: el más común es la disposición en hormodendrum o cladosporium (de 1 µm a 3 µm), en la que se presenta en forma acropétala, sin sobrepasar las tres o cuatro unidades; la segunda disposición es la de fiálides, compuesta por una célula base o conidiógena que sostiene conidios elípticos (de 1 µm a 3 µm) similares a un "florero"; y la tercera es la de rhinocladiella o acroteca, en la que los conidios se presentan al final de una hifa o conidióforo (figura 192-1).[1] [5] [7-15] Figura 192-1. Fonsecaea pedrosoi. Cultivo y microscopía (fiálides, hormodendrum y rinocladielas) (Eritrosina 1%, 40X). Cladophialophora carrionii (Trejos, 1954). Tiene un solo tipo de conidios, dispuestos en hormodendrum o cladosporium largo, que parte de una célula inicial o fialídica, la cual forma cadenas de conidios de 5 µm a 10 µm (figura 192-2).[1] [5] [11] [12] Figura 192-2. Cladophialophora carrionii. Cultivo y microscopía. (Hormodendrum largo), (Azul de algodón, 40X). Phialophora verrucosa (Medlar, 1915). Tiene una sola forma de conidios que nacen de células conidiogénicas o fiálides, las cuales tienen forma de cúpula, denominada también en collarete; los conidios son redondos o ligeramente alargados y miden de 1 µm a 3 µm de diámetro.[1] [5] [7] [14] Rhinocladiella aquaspersa (Borelli, 1972; McGinnis, 1983). Tiene una sola forma de conidios alargados (1 µm a 3 µm), dispuestos en forma de rhinocladiella o acroteca, es decir, que nacen al final del conidióforo.[4] [5] [8] [16] Exophiala dermatitidis (Kano, 1934; McGinnis, 1977). Al inicio forma numerosos blastoconidios de 3 µm a 4 µm de diámetro, con gemas de la mitad de su tamaño; conforme la colonia envejece, forma micelio macrosifonado, septado y oscuro, del que nacen fiálides con numerosos conidios.[4] [5] [17] Otras especies que se han reportado como causa de cromoblastomicosis son: Exophiala jeanselmei, Exophiala spinifera, Fonsecaea monophora y Cladophialophora yegresii.[4-7] [15] Patogénesis La enfermedad se inicia por traumatismos cutáneos, sobre todo con astillas de madera, a través de los cuales penetran los conidios e hifas del hongo; también se ha comprobado la transmisión mediante cactáceas; su evolución por lo regular es crónica, la primera lesión se inicia en el sitio de la inoculación como un pequeño nódulo que crece lentamente hasta formar placas extensas de aspecto verrugoso. Autores como Pérez Blanc.[15] consideran que es fundamental la fibrosis generada en la dermis y el tejido celular subcutáneo, probablemente porque los hongos negros producen piridinolina en los tejidos, sustancia que induce la formación de uniones cruzadas en los haces de colágena de los tejidos. Es importante citar que la mayoría de casos presentan gran fibrosis y se considera que esta es la causa de la baja penetración de los fármacos en las lesiones. La cromoblastomicosis es sin duda la más subcutánea de las micosis profundas; solo esporádicamente se informan casos con afección ósea o diseminación a otros órganos y raramente llega a atacar el sistema nervioso central (SNC).[1][4] [5] [8] Se han informado ciertos antígenos de histocompatibilidad que influyen en el establecimiento de la enfermedad, el más importante es el HLA-A29. Entre otros factores de virulencia de estos hongos revisten especial importancia el dimorfismo, o capacidad de cambio morfológico y bioquímico, y la producción de melanina, debido a que los hongos pigmentados son más difíciles de fagocitar; asimismo, se ha comunicado que algunas especies tienen receptores hormonales.[5] [18-21] Epidemiología Es un padecimiento de climas tropicales y subtropicales. La mayoría de los informes proceden de Brasil, pero también es importante en Costa Rica y República Dominicana. En menor proporción se informan casos en Cuba, Colombia, Guatemala, Honduras, México, Puerto Rico y Venezuela. Fuera del continente americano se presenta en Madagascar, Australia, Congo y el Sur de China. Fuera de la zona tropical hay reportes en Estados Unidos, Francia, Finlandia, Rusia y Japón.[1] [4] [5][22-25] Los hongos negros causantes de cromoblastomicosis se han aislado del suelo, de diversas plantas y de la pulpa de madera. La mayoría de las cepas, y en particular F. pedrosoi, viven en climas húmedos y cálidos con un rango de temperatura entre 25ºC y 30°C, y una precipitación pluvial promedio de 800 mm a 1.500 mm por año; en cambio los casos producidos por C. carrionii y C. yegresii corresponden a zonas semidesérticas de cactáceas; se los ha informado en el estado de Falcón, Venezuela, y en algunas áreas de Madagascar y Australia.[1] [4] [5] [11] [15] [19] [22-25] La enfermedad se presenta con mayor frecuencia entre los 30 y 40 años de edad y hay escasas comunicaciones en niños (Pérez-Blanco y colaboradores).[15] Afecta más a hombres que a mujeres en una relación de 4:1; se considera que puede ser influenciada por cuestiones laborales y por factores hormonales que pueden influir en la adaptación del hongo. Es una micosis frecuente en campesinos, leñadores y granjeros.[1] [4] [5] Inmunología Se sabe muy poco de la respuesta inmune de los pacientes con cromoblastomicosis; por diversos métodos se han detectado anticuerpos específicos contra las dos especies más frecuentes. El papel más importante en la inmunidad lo cumple, sin duda, la respuesta celular en los tejidos; en particular se acepta que los polimorfonucleares son los responsables del principal mecanismo de defensa; se ha informado también activación del complemento (C5a), que precisamente influye en la migración de los neutrófilos. Hay que mencionar que la mayoría de los pacientes con la enfermedad son personas inmunocompetentes cuya infección se debe a una exposición constante a los agentes etiológicos.[4] [5] [26] [27] Manifestaciones clínicas La cromoblastomicosis es un padecimiento polimórfico para el que existen muchas clasificaciones clínicas; aquí se usará la propuesta por Queiroz-Telles y colaboradores.[4] que lo divide en cinco formas: nodular, tumoral, verrugosa, cicatricial y de placa fija. La localización más frecuente es en las extremidades, sobre todo en las inferiores (70%-80% de los casos) con predominio en el dorso de los pies; se presenta también en el tronco y excepcionalmente en la cabeza (cara y cuero cabelludo).[1] [5] [7] [12] Las formas más comunes son: nodular, tumoral y verrugosa; la primera se inicia uno o varios meses después de la inoculación del hongo, en forma de un pequeño nódulo que se extiende superficialmente y forma placas eritemato-escamosas y pruriginosas. Las lesiones se extienden lentamente y se presentan asimétricas y unilaterales, hasta formar nódulos eritematosos y escamosos; aproximadamente un año después se manifiestan como extensas placas verrugosas o de aspecto vegetante, cubiertas con abundantes escamas, úlceras y costras sanguíneas (es característico ver múltiples puntos negros). El tamaño de las lesiones es variable; conforme la enfermedad avanza, deja áreas exofíticas de aspecto verrugoso que simulan una coliflor; esta es la fase que se conoce como forma tumoral. La sintomatología de la enfermedad es variable, la mayoría de pacientes se quejan de prurito y en menor proporción de dolor a la palpación (figuras 192-3 y 192-4).[1-5] [7] [12] Figura 192-3. Cromoblastomicosis extensa de miembro inferior. Figura 192-4. Placa de cromoblastomicosis: se observan múltiples “puntos negros”. Con menor frecuencia la cromoblastomicosis se presenta en forma aplanada y superficial, muy similar a las placas de psoriasis o de tiñas crónicas, a veces con algunas lesiones satélites. La forma cicatricial es un estadio crónico que generalmente se observa en las formas nodulares o tumorales; conforme el proceso avanza deja cicatrices generalmente acrómicas; es común que se presente linfoestasia, en especial cuando el proceso se extiende a toda la extremidad, dando un aspecto de elefantiasis nostra (común en las piernas). Otras complicaciones son las infecciones bacterianas que provocan úlceras, exudado, olor fétido y dolor (figuras 192-5 y 192-6).[1-5] [7] [12] Figura 192-5. Cromoblastomicosis verrugosa del dorso de la mano. Figura 192-6. Caso verrugoso del miembro superior. Son extraordinariamente raros los casos que rebasan el periostio y se instalan en el hueso o los que presentan diseminación hematógena o linfática al cerebro; esto último solo se observa en pacientes profundamente inmunodeprimidos, y con alguna especie neurofílica como Exophiala dermatitidis.[1-5] [7] [12] El principal diagnóstico diferencial se debe hacer con la tuberculosis verrugosa, así como con otros padecimientos de aspecto verrugoso, como esporotricosis, leishmaniasis, micobacteriosis atípica y carcinoma epidermoide. En menor proporción se la debe distinguir de tiña del cuerpo, psoriasis, enfermedad de Bowen, paracoccidioidomicosis, coccidioidomicosis, blastomicosis norteamericana y sífilis terciaria.[4] [5] [28] Diagnóstico Los exámenes directos en fresco son la forma más sencilla de hacer el diagnóstico; la muestra se obtiene recolectando las escamas para observación y cultivo por raspado con bisturí o con dos portaobjetos. Las escamas se deben poner entre portaobjetos y cubreobjetos con KOH al 20%-40%, y dejarlas de 10 a 20 minutos para el aclaramiento del material. Bajo el microscopio se observan las formas parasitarias denominadas células muriformes o fumagoides (llamadas también esclerotes de Medlar); son células de 4 µm a 10 µm de diámetro, solas o agrupadas, de color café, con paredes gruesas de doble membrana y divididas por un tabique central. Se reproducen por fisión binaria. En algunas ocasiones es posible observar además filamentos gruesos, tabicados y oscuros, que nacen de cúmulos de células muriformes; esto se presenta en casos muy queratósicos y en las escamas superiores. Es importante destacar que todas las especies causantes de cromoblastomicosis forman estas células y se distinguen de los casos de feohifomicosis porque estos presentan filamentos oscuros y blastoconidios (figura 192-7).[5] [7] Figura 192-7. Células muriformes o fumagoides al examen directo (KOH 20%, 40X). Los cultivos se hacen en los medios habituales de agar Sabouraud y agar Sabouraud más antibióticos y se incuban a 25ºC-28°C. La mayoría de las especies productoras de cromoblastomicosis crecen lentamente y sus colonias son macroscópicamente similares; su crecimiento comienza a manifestarse a los 10 días y alcanzan su máximo desarrollo entre 30 y 40 días; las características de las colonias y las micromorfológicas son las ya descritas en la sección de microbiología (tabla 192-2).[1] [4] [5] Las dos especies más frecuentes en climas cálidos y húmedos son Fonsecaea pedrosoi y Phialophora spp., (95%), y en climas semiáridos Cladophialophora carrionii. Otra técnica de gran ayuda para el diagnóstico es la biopsia; histológicamente se observa un granuloma supurativo y en ocasiones tuberculoide. En la epidermis hay hiperqueratosis con paraqueratosis y acantosis marcada irregular, que en ocasiones llega a formar hiperplasia pseudoepiteliomatosa (similar a la de otras micosis). En la dermis superficial y media se observa una reacción granulomatosa constituida por linfocitos, células epitelioides, células gigantes de tipo Langhans y de cuerpo extraño; las células muriformes se observan en pequeños microabscesos o dentro de las células gigantes. No es necesario hacer tinciones especiales, porque las células contienen su propio pigmento café oscuro (figura 192-8). Figura 192-8. Biopsia: microabsceso con múltiples células muriformes (H&E, 10X). Las pruebas inmunológicas tienen poca importancia; mediante la serología se han detectadoprecipitinas y anticuerpos fijadores del complemento, pero este hecho pierde importancia porque los antígenos extraídos cruzan inmunológicamente con una variedad de hongos patógenos como Sporothrix schenckii, y otros hongos negros contaminantes como Cladosporium y Alternaria. Cuando se ha empleado el antígeno intradérmicamente, es variable la manifestación de hipersensibilidad retardada, lo que le resta utilidad. La identificación de las especies tanto en muestras biológicas (biopsias) como en cultivos se puede hacer mediante técnicas de PCR, con iniciadores (primers) específicos.[4] [5] [26-28] [31] Tratamiento Por lo regular la cromoblastomicosis se mantiene limitada al tejido subcutáneo; no tiene un tratamiento de elección, sino que hay una serie de opciones terapéuticas. Los resultados de los diferentes tratamientos disponibles son muy variables, pues dependen de una serie de condiciones; para autores como Esterre y Queiroz-Telles.[32] dependen de tres condiciones: el agente etiológico, la gravedad y extensión del padecimiento y la selección del fármaco (tabla 192-3).[4] [5] [7] Tabla 192-3. Opciones de tratamiento en cromoblastomicosis. Métodos físicos Quimioterapia Terapia combinada Cirugía convencional. Cirugía de Mohs. Láser CO2. Termoterapia. Criocirugía. Calor local (seco). Calciferol (Vitamina D3)*. 5-Fluorocitosina*. 5-Fluorouracilo*. Tiabendazol*. Anfotericina B*. Ketoconazol*. Fluconazol*. Itraconazol. Posaconazol. Terbinafina. Itraconazol + criocirugía. Terbinafina + criocirugía. Itraconazol + terbinafina. Itraconazol y/o terbinafina + calor seco. * No se usa actualmente o no se considera como la primera línea de tratamiento. (Tomado de Queiroz-Telles y Cols.)[4] Tratamientos físicos. Si el padecimiento es inicial, muy limitado, o ha quedado circunscrito por alguna terapia sistémica, los procedimientos más útiles son la extirpación quirúrgica tradicional y la electrodesecación. El mejor método físico es la criocirugía, que se recomienda sobre todo en casos limitados; es preferible hacerla en una sola sesión, pero se puede proceder por áreas en diferentes momentos; este método se recomienda asociado al tratamiento sistémico (itraconazol y/o terbinafina) para evitar la diseminación linfática. Se puede emplear también calor local (45ºC-50°C) en lesiones pequeñas y limitadas. Debe ser calor seco, debido a que el calor húmedo puede generar diseminación de las lesiones.[4] [5] [32-35] Quimiotratamiento. Hace años se emplearon tratamientos con calciferol o vitamina D3 y yoduro de potasio (KI); los resultados de ambos son inconstantes. El primero se debe administrar a la dosis de 600.000 UI por semana y el tiempo mínimo para evaluar el resultado es de dos meses. El segundo se utiliza a dosis similares a las empleadas contra la esporotricosis, es decir, de 3 a 6 g/día.[4] [32-34] La 5-fluorocitosina (5FC) es un medicamento con el que se obtienen buenos resultados, pero que también son inconstantes; se administra a la dosis de 100-150 mg/kg/día por tiempo variable; uno de sus inconvenientes es que, al igual que con otros fármacos, los casos muy extensos no se curan por completo sino que quedan pequeñas áreas activas.[4] [5] Se ha utilizado la anfotericina B por las vías endovenosa, intraarterial e intralesional; los resultados han sido, por lo general, buenos; sin embargo, produce fácilmente efectos secundarios como daño renal, arteritis y necrosis, por lo prolongado del tratamiento, y casi siempre el proceso se reactiva al suspender la administración. Otros medicamentos que se han empleado con resultados inconstantes son el tiabendazol y el ketoconazol.[1] [4] [5] [32] [34] El itraconazol es el derivado azólico con el que se obtienen mejores resultados; se recomienda utilizarlo a dosis altas, de 200-400 mg/día. Este medicamento se puede emplear como terapia única o asociada, particularmente con la criocirugía. Sus buenos resultados se basan en la mayor sensibilidad de los agentes etiológicos pues las concentraciones inhibidoras mínimas (MIC, por la sigla en inglés de minimal inhibitory concentration) son muy bajas.[32] [34] [36-39] También con la terbinafina son buenos los resultados; se la utiliza a dosis entre 250 y 500 mg/día. Existen algunos informes de éxitos terapéuticos con dosis bajas (250 mg/día), pero se acepta que la dosis más adecuada es la de 500 mg/día. Es uno de los medicamentos con los que se han obtenido los mejores resultados en cuanto a eficacia y tolerancia; esto probablemente se deba a que tiene acción fungicida y no involucra a la citocromo P-450 oxidasa, lo que repercute en que tenga mínimas interacciones medicamentosas.[32] [33] [40] [41] Otros azólicos. Se han informado éxitos terapéuticos con fluconazol a la dosis de 200-400 mg/dí.[42] y recientemente ha habido informes de algunos casos tratados con posaconazol; sin embargo, no se tiene experiencia en grandes series de casos.[43] Existen varios reportes de tratamientos combinados; particularmente sobresalen los de criocirugía con itraconazol o terbinafina; esta combinación es particularmente útil en los casos extensos. En general, se inicia con el itraconazol o la terbinafina hasta lograr la máxima reducción de las lesiones, que se observa entre los ocho y 12 meses, y posteriormente se emplea la criocirugía en una o varias sesiones. Los resultados son variables y dependen sobre todo de la extensión de la micosis. Control y prevención Debido a que los campesinos son el grupo más afectado por la cromoblastomicosis, la medida profiláctica más adecuada es la insistencia en el uso de calzado cerrado, porque evita los traumatismos que inoculan el hongo. Si el padecimiento ya se presentó, es de suma importancia su diagnóstico temprano porque las opciones terapéuticas y sus resultados son mejores.[5] BIBLIOGRAFÍA 1. Lavalle P. Chromomycosis. In: Canizares O, editor. Clinical Tropical Dermatology. London: Blackwell Scientific Publications; 1975. p: 36-41. 2. McGinnis MR. Chromoblastomycosis and Phaeohyphomycosis: New concepts, diagnosis and mycology. J Am Acad Dermatol. 1983; 8(1): 1-16. 3. Elgart GW. Chromoblastomycosis. Dermatol Clin. 1996; 14(1): 77-83. 4. Queiroz-Telles F, Esterre P, Perez-Blanco M, Vitale RG, Salgado CG, Bonifaz A. Chromoblastomycosis: an overview of clinical manifestations, diagnosis and treatment. Med Mycol. 2009; 47(1): 3-15. 5. Bonifaz A. Cromoblastomicosis. En: Bonifaz A, editor. Micología Médica Básica, 3a ed. México D.F.: McGraw-Hill; 2010. p. 197- 210. 6. Crowe GR, Martin M. Chromomycosis. Med J Aust. 2000; 173(11-12): 656. 7. Bonifaz A, Carrasco –Gerard E, Saúl A. Chromoblastomycosis: clinical and mycologic experience of 51 cases. Mycoses. 2001; 44(1-2): 1-7. 8. Badali H, Bonifaz A, Barrón-Tapia T, Vázquez-González D, Estrada-Aguilar L, Cavalcante Oliveira NM, et al. Rhinocladiella aquaspersa, proven agent of verrucous skin infection and a novel type of chromoblastomycosis. Med Mycol. 2010 Jan 29. [Epub ahead of print] 9. Harris JE, Sutton DA, Rubin A, Wickes B, De Hoog GS, Kovarik C. Exophiala spinifera as a cause of cutaneous phaeohyphomycosis: case study and review of the literature. Med Mycol. 2009; 47(1): 87-93. 10. Son YM, Kang HK, Na SY, Lee HY, Baek JO, Lee JR, et al. Chromoblastomycosis caused by Phialophora richardsiae. Ann Dermatol. 2010; 22(3): 362-6. 11. De Hoog GS, Queiroz-Telles F, Haase G, Fernandez-Zeppenfeldt G, Attili Angelis D, Gerrits Van Den Ende AH, et al. Black fungi: clinical and pathogenic approaches. Med Mycol. 2000; 38(Suppl. 1): 243-5. 12. Isa-Isa R. Cromoblastomicosis. En: Méndez-Tovar LJ, López-Martínez R, Hernández-Hernández F, editors. Actualidades en Micología Médica. México D.F.; Ed. Fac Medicina UNAM; 2006. p. 167-9. 13. De Hoog GS, Attili-Angelis D, Vicente VA, Van Den EndeAH, Queiroz-Telles F. Molecular ecology and pathogenic potential of Fonsecaea species. Med Mycol. 2004; 42(5): 405-16. 14. De Hoog GS, Nishikaku AS, Fernandez-Zeppenfeldt GD, Padín-González C, Burger E, Badali H, et al. Molecular analysis and pathogenicity of the Cladophialophora car rionii complex, with the description of a novel species. Stud Mycol. 2007; 58: 219-34. 15. Pérez-Blanco M, Hernández Valles R, García-Humbría L, Yegres F. Chromoblastomycosis in children and adolescents in the endemic area of the Falcon State, Venezuela. Med Mycol. 2006; 44(5): 467-71. 16. Marques SG, Pedrozo Silva CM, Resende MA, Andreata LS, Costa JM. Chromoblastomycosis caused by Rhinocladiella aquaspersa. Med Mycol. 2004; 42(3): 261-5. 17. Tomson N, Abdullah A, Maheshwari MB. Chromomycosis caused by Exophiala spinifera. Clin Exp Dermatol. 2006; 31(2): 239-4. 18. Esterre P, Inzan CK, Ramarcel ER, Andriantsimahavandy A, Ratsioharana M, Pecarrere JL, et al. Treatment of chromomycosis with terbinafine: preliminary results of an open pilot study. Br J Dermatol. 1996; 134 (Suppl. 46): 33-6. 19. Marques SG, Silva C de M, Saldanha PC, Rezende MA, Vicente VA, Queiroz-Telles F, et al. Isolation of Fonsecaea pedrosoi from the shell of the babassu coconut (Orbignya phalerata Martius) in the Amazon region of Maranhão Brazil. Nihon Ishinkin Gakkai Zasshi. 2006; 47()4: 305-11. 20. Tsuneto LT, Arce-Gomez B, Petzl-Erler ML, Queiroz-Telles F. HLA-A29 and genetic suceptibility to cromoblastomicosis. J Med Vet Mycol. 1989; 27(3): 181-5. 21. Gomez BL, Nosanchuk JD. Melanin and fungi. Curr Opin Infect Dis. 2003; 16(2): 91-6. 22. Lupi O, Tyring SK, McGinnis MR. Tropical dermatology: fungal tropical diseases. J Am Acad Dermatol. 2005; 53(6): 931-51. 23. Londero AT, Ramos CD. Chromomycosis. a clinical and mycological study of thirty-five cases observed in the hinterland of Rio Grande do sul, Brazil. Am J Trop Med Hyg. 1976; 25(1): 132-5. 24. Minotto R, Bernardi CD, Mallmann LF, Edelweiss MI, Scroferneker ML. Chromoblastomycosis: a review of 100 cases in the state of Rio Grande do Sul, Brazil. J Am Acad Dermatol. 2001; 44(4): 585-92. 25. Buot G, Bachmeyer C, Benazeraf C, Bourrat E, Beltzer-Garrely E, Binet O. Chromoblastomycosis: an unusual diagnosis in Europe. Acta Derm Venereol. 2005; 85(3): 259-60. 26. Esterre P, Jahevitra M, Andriantsimahavandy A. Humoral immune response in chromoblastomycosis during and after therapy. Clin Diagn Lab Immunol. 2000; 7(3): 497-500. 27. Oberto-Perdigon L, Romero H, Pérez-Blanco M, Apitz-Castro R. [An ELISA test for the study of the therapeutic evolution of chromoblastomycosis by Cladophialophora car rionii in the endemic area of Falcon State, Venezuela]. Rev Iberoam Micol. 2005; 22(1): 39-43. 28. Caplan RM. Epidermoid carcinoma arising in extensive chromoblastomycosis. Arch Dermatol. 1968; 97(1): 38-41. 29. Uribe JF, Zuluaga AI, Leon W, Restrepo A. Histopathology of chromoblastomycosis. Mycophatologia. 1989; 105(1): 1-6. 30. Batres E, Wolf JE Jr, Rudolph AH, Knox JM. Transepithelial elimination of cutaneous chromomycosis. Arch Dermatol. 1978; 114(8): 1231-2. 31. Yaguchi T, Tanaka R, Nishimura K, Udagawa S. Molecular phylogenetics of strains morphologically identified as Fonsecaea pedrosoi from clinical specimens. Mycoses. 2007; 50(4): 255-60. 32. Esterre P, Queiroz-Telles F. Management of chromoblastomycosis: novel perspectives. Curr Opin Infect Dis. 2006; 19(2): 148- 52. 33. Restrepo A. Treatment of tropical mycoses. J Am Acad Dermatol. 1994; 31(3 Pt 2): S91-102. 34. Bonifaz A, Paredes-Solís V, Saúl A. Treating chromoblastomycosis with systemic antifungals. Expert Opin Pharmacother. 2004; 5(2): 247-54. 35. Hira K, Yamada H, Takahashi Y, Ogawa H. Successful treatment of chromomycosis using carbon dioxide laser associated with topical heat applications. J Eur Acad Dermatol Venereol. 2002; 16(3): 273-5. 36. Bonifaz A, Martínez-Soto E, Carrasco-Gerard E, Peniche J. Treatment of chromoblastomycosis with itraconazole, cryosurgery, and combination of both. Int J Dermatol. 1997; 36(7): 542-7. 37. Restrepo A, González A, Gomez I, Arango M, de Bedout C. Treatment of chromoblastomycosis with itraconazole. Ann N Y Acad Sci. 1988; 544: 504-16. 38. Kumarasinghe SP, Kumarasinghe MP. Itraconazole pulse therapy in chromoblastomycosis. Eur J Dermatol. 2000; 10(3): 220-2. 39. Gupta AK, Taborda PR, Sanzovo AD. Alternate week and combination itraconazole and terbinafine therapy for chromoblastomycosis caused by Fonsecaea pedrosoi in Brazil. Med Mycol. 2002; 40(5): 529-34. [40]. Bonifaz A, Saúl A, Paredes-Solis V, Araiza J, Fierro-Arias L. Treatment of chromoblastomycosis with terbinafine: experience with four cases. J Dermatolog Treat. 2005; 16(1): 47-51. 41. Xibao Z, Changxing L, Quan L, Yuqing H. Treatment of chromoblastomycosis with terbinafine: a report of four cases. J Dermatolog Treat. 2005; 16(2): 121-4. 42. Yu RY, Gao L. Chromoblastomycosis successfully treated with fluconazole. Int J Dermatol. 1994; 33(10): 716-9. 43. Negroni R, Tobón A, Bustamante B, Shikanai-Yasuda MA, Patino H, Restrepo A. Posaconazole treatment of refractory eumycetoma and chromoblastomycosis. Rev Inst Med Trop Sao Paulo. 2005; 47(6): 339-46.
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