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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR 
 FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS 
 CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA 
 
 
 
 
Identificación morfológica de los hongos causantes de la pudrición radicular en 
lechuga (Lactuca sativa L.) en el valle de Tumbaco. 
 
 
 
 
 
Trabajo de Titulación presentado como requisito previo a la obtención del Título de 
Ingeniero Agrónomo. 
 
 
 
 
AUTOR: Muñoz Chiles Clever Andrés 
TUTOR: Dr. José Eliecer Vásquez Guzmán, Ph.D. 
 
 
 
 
 
Quito, abril 2018 
 
ii 
 
 
DERECHOS DE AUTOR 
 
Yo, Muñoz Chiles Clever Andrés en calidad de autor y titular de los derechos morales y 
patrimoniales del trabajo de titulación IDENTIFICACIÓN MORFOLÓGICA DE LOS 
HONGOS CAUSANTES DE LA PUDRICIÓN RADICULAR EN LECHUGA 
(Lactuca sativa L.) EN EL VALLE DE TUMBACO, modalidad presencial, de 
conformidad con el Art. 114 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA ECONOMÍA SOCIAL 
DE LOS CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E INNOVACIÓN, concedemos a 
favor de la Universidad Central del Ecuador una licencia gratuita, intransferible y no 
exclusiva para el uso no comercial de la obra, con fines estrictamente académicos. 
Conservo a mi favor todos los derechos de autor sobre la obra, establecidos en la normativa 
citada. Así mismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la 
digitalización y publicación de este trabajo de titulación en el repositorio virtual, de 
conformidad a lo dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior. El 
autor declara que la obra objeto de la presente autorización es original en su forma de 
expresión y no infringe el derecho de autor de terceros, asumiendo la responsabilidad por 
cualquier reclamación que pudiera presentarse por esta causa y liberando a la Universidad 
de toda responsabilidad. 
 
 
 
 
 
 
________________________________ 
Clever Andrés Muñoz Chiles 
CC. 0401692967 
Dirección electrónica: ansres@hotmail.es 
 
 
iii 
 
APROBACIÓN DEL TUTOR 
 
 
En mi calidad de Tutor del Trabajo de Titulación, presentado por CLEVER ANDRÉS 
MUÑOZ CHILES, para optar por el Grado de Ingeniero Agrónomo; cuyo título es: 
IDENTIFICACIÓN MORFOLÓGICA DE LOS HONGOS CAUSANTES DE LA 
PUDRICIÓN RADICULAR EN LECHUGA (Lactuca sativa L.) EN EL VALLE DE 
TUMBACO, considero que dicho trabajo reúne los requisitos y méritos suficientes para 
ser sometido a la presentación pública y evaluación por parte del tribunal examinador que 
se designe. 
 
 
En la ciudad de Quito, a los 28 días del mes de marzo de 2018. 
 
 
 
________________________________ 
Dr. José Eliecer Vásquez Guzmán, Ph.D. 
DOCENTE-TUTOR 
CC. 1000947315 
 
iv 
 
IDENTIFICACIÓN MORFOLÓGICA DE LOS HONGOS CAUSANTES DE LA 
PUDRICIÓN RADICULAR EN LECHUGA (Lactuca sativa L.) EN EL VALLE DE 
TUMBACO. 
 
APROBADO POR: 
 
 
 
 
Dr. José Vásquez G., Ph.D. 
TUTOR 
 
 
___________________ 
Ing. Agr. Manuel Pumisacho G., M.Sc. 
PRESIDENTE DEL TRIBUNAL 
 
 
___________________ 
Ing. Agr. Clara Iza M., M.Sc. 
PRIMER VOCAL 
 
 
___________________ 
Ing. Agr. Jorge Caicedo, M.Sc. 
SEGUNDO VOCAL 
___________________ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2018 
v 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
DEDICATORIA 
Este trabajo lo dedico a mis padres por sustentar todo 
el proceso de mi formación, a mis hermanos por 
brindarme su apoyo incondicional, a mis tíos por 
extenderme su mano, a mis amigos quienes estuvieron 
ayudándome de una u otra forma y a mis profesores 
por impartir sus conocimientos y experiencia. 
 
 
 
 
 
 
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AGRADECIMIENTOS 
Dejo constancia de mi eterna gratitud a la 
Universidad Central del Ecuador, a la carrera de 
Ingeniería Agronómica, por permitir mi formación 
profesional integral. 
A la Ing. Clara Iza por brindarme sus conocimientos 
en fitopatología. 
Al Ing. José Vásquez Director de la presente 
investigación. 
 
 
 
 
 
vii 
 
 
ÍNDICE DE CONTENIDOS 
CAPÍTULOS PÁGINAS 
1. INTRODUCCIÓN .................................................................................... 1 
2. REVISIÓN DE LITERATURA ............................................................... 2 
2.1. El cultivo de lechuga (Lactuca sativa L.) ........................................................ 2 
2.1.1. Taxonomía de la lechuga ................................................................................. 2 
2.1.2. Origen y distribución geográfica ..................................................................... 2 
2.1.3. Morfología ....................................................................................................... 2 
2.1.4. Caracteres botánicos y agronómicos ............................................................... 2 
2.1.5. Raíz .................................................................................................................. 2 
2.1.6. Tallo ................................................................................................................. 3 
2.1.7. Hojas ................................................................................................................ 3 
2.1.8. Flores ............................................................................................................... 3 
2.1.9. Fruto ................................................................................................................ 3 
2.2. Exigencias de la planta .................................................................................... 3 
2.2.1. Clima ............................................................................................................... 3 
2.2.2. Suelo ................................................................................................................ 4 
2.2.3. Agua ................................................................................................................ 4 
2.3. Establecimiento del cultivo ............................................................................. 4 
2.3.1. Propagación ..................................................................................................... 4 
2.3.2. Germinación .................................................................................................... 4 
2.3.3. Trasplante ........................................................................................................ 4 
2.3.4. Preparación del terreno .................................................................................... 5 
2.3.5. Siembra ............................................................................................................ 5 
2.3.6. Aporque ........................................................................................................... 5 
2.4. Variedades de lechuga ..................................................................................... 5 
2.4.1. Romanas. ......................................................................................................... 5 
2.4.2. Acogolladas. .................................................................................................... 5 
2.4.3. De hojas sueltas. .............................................................................................. 5 
2.4.4. Lechuga espárrago. .......................................................................................... 5 
2.5. Enfermedades que afectan la raíz de la lechuga causadas por hongos ............ 5 
2.5.1. Fusarium spp. .................................................................................................. 6 
2.5.1.1. Taxonomía de Fusarium spp. .......................................................................... 62.5.1.2. Signos y síntomas ............................................................................................ 6 
viii 
 
CAPÍTULOS PÁGINAS 
2.5.1.3. Morfología ................................................................................................... 6 
2.5.1.4. Etiología ....................................................................................................... 7 
2.5.1.5. Control ......................................................................................................... 7 
2.5.2. Podredumbre blanca en la lechuga (Sclerotinia sclerotiorum) ................... 7 
2.5.2.1. Taxonomía de Sclerotinia sp. ...................................................................... 7 
2.5.2.2. Signos y Síntomas ........................................................................................ 8 
2.5.2.3. Morfología ................................................................................................... 8 
2.5.2.4. Etiología ....................................................................................................... 8 
2.5.2.5. Control ......................................................................................................... 8 
2.5.3. Podredumbre de cuello y raíz (Rhizoctonia solani) .................................... 9 
2.5.3.1. Taxonomía de Rhizoctonia sp. ..................................................................... 9 
2.5.3.2. Etiología ....................................................................................................... 9 
2.5.3.3. Signos y síntomas ........................................................................................ 9 
2.5.3.4. Control cultural .......................................................................................... 10 
2.5.4. Cylindrocarpon sp. ..................................................................................... 10 
2.5.4.1. Taxonomía de Cylindrocarpon sp. ............................................................ 10 
2.5.4.2. Signos y síntomas ...................................................................................... 10 
2.5.4.3. Morfología ................................................................................................. 11 
2.5.4.4. Etiología ..................................................................................................... 11 
2.5.4.5. Control ....................................................................................................... 11 
2.6. Postulados de Koch .................................................................................... 12 
3. MATERIALES Y MÉTODOS ............................................................. 13 
3.1. Ubicación del experimento ............................................................................ 13 
3.1.1. Características del sitio experimental ............................................................ 13 
3.1.2. Características climáticas .............................................................................. 13 
3.2. Ubicación de las localidades muestreadas. .................................................... 14 
3.2.1. Localidad 1: Finca Orgánica Chaupi Molino ................................................ 14 
3.2.2. Localidad 2: Finca Hortalizas Zamorano ...................................................... 14 
3.2.3. Localidad 3: Campo Docente Experimental la Tola (CADET) .................... 15 
3.2.4. Localidad 4: Finca La Huerta ........................................................................ 15 
3.2.5. Materiales ...................................................................................................... 16 
3.2.6. Reactivos ....................................................................................................... 16 
3.2.7. Materiales de laboratorio ............................................................................... 16 
3.2.8. Equipos .......................................................................................................... 16 
ix 
 
CAPÍTULOS PÁGINAS 
3.3. Métodos .......................................................................................................... 17 
3.3.1. Fase de campo ................................................................................................ 17 
3.3.2. Fase de laboratorio ......................................................................................... 17 
3.3.3. Fase de pruebas de patogenicidad .................................................................. 20 
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN .............................................................. 23 
4.1. Finca Orgánica Chaupi Molino. ..................................................................... 23 
4.1.1. Fase de campo ............................................................................................... 23 
4.1.2. Fase de laboratorio......................................................................................... 23 
4.1.3. Fase de prueba de patogenicidad ................................................................... 24 
4.2. Finca Hortalizas Zamorano ............................................................................ 26 
4.2.1. Fase de campo ............................................................................................... 26 
4.2.2. Fase de Laboratorio ....................................................................................... 26 
4.2.3. Fase de pruebas de patogenicidad ................................................................. 27 
4.3. Campo Docente Experimental la Tola (CADET) .......................................... 29 
4.3.1. Fase de campo ............................................................................................... 29 
4.3.2. Fase de laboratorio......................................................................................... 29 
4.3.3. Fase de pruebas de patogenicidad ................................................................. 29 
4.4. Finca La Huerta.............................................................................................. 30 
4.4.1. Fase de campo ............................................................................................... 30 
4.4.2. Fase de laboratorio......................................................................................... 30 
4.4.3. Fase de pruebas de patogenicidad ................................................................. 32 
4.5. Resumen Explicativo ..................................................................................... 32 
5. CONCLUSIONES ..................................................................................... 33 
6. RECOMENDACIONES ........................................................................... 34 
7. RESUMEN ................................................................................................. 35 
 SUMMARY ................................................................................................ 36 
8. REFERENCIAS ......................................................................................... 37 
9. ANEXOS ..................................................................................................... 41 
 
 
x 
 
LISTA DE CUADROS 
CUADROS PÁG. 
 
 
1. Incidencia de pudrición radicular (%) en lechuga en las fincas en 
estudio………………………………………………………….. 
 
32 
 
 
xi 
 
LISTA DE FIGURAS 
FIGURAS PÁG. 
1. Ubicación del sitio experimental……………………………………..13 
2. Finca Orgánica Chaupi Molino……………………………………… 14 
3. Finca Hortalizas Zamorano…………………………………………. 14 
4. Campo Docente Experimental La Tola (CADET)…………………... 15 
5. Finca La Huerta………………………………………………………. 15 
6. Preparación de medios de cultivo PDA + ácido láctico y PDA + 
Cloranfenicol…………………………………………………………. 
 
17 
7. Limpieza del exceso de tierra de la raíz de la lechuga……………….. 18 
8. Desinfección de segmentos de raíz de lechuga con hipoclorito de sodio 
al 2,5 %........................................................................................ 
 
18 
9. Siembra de segmentos de lechuga en PDA + Ácido láctico y PDA + 
Cloranfenicol………………………………………………………… 
 
19 
10. Incubadora para aislamiento de hongos a 25 ⁰C…………………….. 19 
11. Identificación de estructuras morfológicas de los hongos 
encontrados…………………………………………………………… 
 
20 
12. Esterilización de Humus en autoclave a 121 ⁰C 15 libras de presión 
durante 120 minutos………………………………………………….. 
 
20 
13. Variedades certificadas de lechuga para las pruebas de 
patogenicidad………………………………………………………… 
 
21 
14. Trasplante de plántulas de lechuga en invernadero………………….. 21 
15. Plantas de lechuga con signos y síntomas de enfermedad…………… 22 
16. Fusarium spp. en el tipo de lechuga criolla en la Finca Orgánica Chaupi 
Molino……………………………………………………….. 
 
23 
17. Cylindrocarpon sp. en el tipo de lechuga seda verde en la Finca 
Orgánica Chaupi Molino…………………………………………….. 
 
24 
18. Pruebas de patogenicidad para Fusarium spp. en la Finca Orgánica 
Chaupi Molino………………………………………………………. 
 
25 
19. Pruebas de patogenicidad para Cylindrocarpon sp. en la Finca orgánica 
Chaupi Molino…………………………............................. 
 
25 
20. Sclerotinia sp. en el tipo de lechuga criolla en la Finca Hortalizas 
Zamorano…………………………………………………………….. 
 
26 
21. Rhizoctonia sp. en el tipo de lechuga seda verde en la Finca Hortalizas 
Zamorano………………………………………………… 
 
27 
22. Prueba de patogenicidad para Sclerotinia sp………………………… 28 
23. Pruebas de patogenicidad para el hongo Rhizoctonia sp…………….. 28 
24. Fusarium spp. en el tipo de lechuga criolla en el Campo Docente 
Experimental la Tola (CADET)…………………………………….. 
 
29 
25. Pruebas de patogenicidad para el hongo Fusarium spp. en la variedad 
de lechuga criolla……………………………………………….…… 
 
30 
26. Sclerotinia sp. en el tipo de lechuga criolla en la Finca La Huerta… 30 
27. Fusarium spp. en el tipo de lechuga criolla en la Finca La Huerta… 31 
28. Pruebas de patogenicidad para Sclerotinia sp………………………. 32 
 
xii 
 
 
LISTA DE ANEXOS 
FIGURAS PÁG. 
29. Toma de muestras en las fincas Hortícolas…………………… 41 
30. Preparación de los medios de cultivo en el laboratorio de 
fitopatología……………………………………………………. 
 
41 
31. Incubación de muestras a 25 ⁰C. para el desarrollo de los 
hongos………………………………….……..………………... 
 
42 
32. Siembra de semillas de lechuga bajo invernadero……………… 42 
33. Germinación de las semillas de lechuga en el invernadero…….. 43 
34. Visita de campo………………………………………………… 43 
35. Conteo de conidios en la cámara de Newbauer..………………. 44 
36. Inoculación de los hongos encontrados…..…………….……… 44 
37. Inspección fitosanitaria a José francisco Gangotena 
24/05/2017……….……………..……………………………… 
 
45 
38. Inspección fitosanitaria a Felipe Zamorano 31/05/2017………. 46 
39. Inspección fitosanitaria a Víctor Sevilla 22/06/2017………….. 47 
 
 
xiii 
 
TÍTULO: Identificación morfológica de los hongos causantes de la pudrición radicular en 
lechuga (Lactuca sativa L.) en el valle de Tumbaco. 
 
Autor: Clever Andrés Muñoz Chiles 
Tutor: José Eliecer Vásquez Guzmán 
RESUMEN 
 
La presente investigación, se realizó con el propósito de ofrecer una base de información 
que servirá al agricultor para tomar decisiones adecuadas al momento de realizar un 
control y así disminuir los costos e incrementar la producción. Por lo expuesto, esta 
investigación buscó específicamente determinar la incidencia de infección en cuatro 
localidades del valle de Tumbaco, aislar los hongos causantes de la pudrición radicular en 
la lechuga, identificar los hongos fitopatógenos asociados a la pudrición radicular de la 
lechuga y realizar los postulados de Koch con los hongos aislados e identificados. Se 
utilizó para el crecimiento de los hongos: PDA (Potato Dextrose Agar + ácido láctico). La 
investigación permitió concluir que los hongos fitopatógenos causantes de la pudrición 
radicular en lechuga son Sclerotinia sp y Rhizoctonia sp. 
 
PALABRAS CLAVE: MEDIO DE CULTIVO / Sclerotinia sp. / Rhizoctonia sp., / 
PRUEBAS DE PATOGENICIDAD / LABORATORIO 
 
xiv 
 
TITLE: Morphological Identification of Fungus Causing Root Rot of Lettuce (Lactuca 
sativa L.) in the Tumbaco Valley. 
 
Author: Clever Andrés Muñoz Chiles 
Mentor: José Eliecer Vásquez Guzmán 
SUMMARY 
This research has the purpose of offering a basis of information that will help farmers to 
make adequate decisions when applying control, thereby reducing costs and increasing 
production. Therefore, this research specifically attempts to determine the rate of infection 
in four locations in the Tumbaco Valley, isolating the fungus that causes root rot in lettuce, 
identifying the phytopathogenic fungi associated with root rot of lettuce, and applying 
Koch’s postulates with the fungi isolated and identified. The following was used for fungus 
growth: PDA (Potato Dextrose Agar + lactic acid). This research concluded that the 
phytopathogenic fungi causing root rot in lettuce are Sclerotinia sp and Rhizoctonia sp. 
KEYWORDS: GROWTH MEDIUM / Sclerotinia sp. / Rhizoctonia sp., / PATHOGENIC 
TESTING / LABORATORY 
1 
 
1. INTRODUCCIÓN 
En el Ecuador se siembran 1 499 ha de lechuga y se cosechan anualmente 1 478 ha con una 
producción de 19 432 Tm (INEC, 2016). De acuerdo a la Encuesta de Superficie y Producción 
Agropecuaria Continua (ESPAC) del Instituto Nacional de Estadística y Censos. La provincia que 
tiene la mayor producción de lechuga es Pichincha, con 15 575 Tm de lechuga cultivadas en una 
área de 924 hectáreas, seguida de Chimborazo con 1 905 Tm en una extensión de 232 hectáreas. 
Tungurahua está en tercer lugar con 116 hectáreas y una producción de 1 030 Tm. 
De acuerdo a investigaciones publicadas, la pudrición de raíz tiene una incidencia hasta del 52% 
en lechuga (Pérez et al., 2009). Las enfermedades radiculares causadas por hongos patógenos 
habitantes del suelo son de difícil control. Se les cataloga como hongos oportunistas por su 
predisposición a atacar a los cultivos si las condiciones son favorables para su desarrollo y 
desfavorables para el cultivo (Prell  Day, 2001). Se denominan hemibiótrofos o parásitos 
facultativos por su habilidad de alimentarse de tejido muerto (saprófitos), tejido vivo (biotrófos) y 
alternativamente o vivir en el suelo esclerotizados (Cooke  Whipps, 1980). 
Entre los principales problemas de enfermedades de la raíz de la lechuga están: Pythium, 
Fusarium spp., Sclerotinia sp., Rhizoctonia sp., entre otros (Japón, 2016). Este grupo de 
microorganismos ingresan a la planta en asociación o individualmente causando la enfermedad 
conocida como damping-off o mal de semillero (Olsen, 1998). Sin embargo, también afectan el 
cultivo en campo causando su deterioro y/o muerte, disminuyendo la producción (Gossen et al., 
2016) y por tanto la rentabilidad del negocio agrícola. El daño de los patógenos causantes de la 
pudrición radicular se observa cuando la planta presenta los síntomas, razón por la cual su control 
es difícil. La estrategia de control más adecuada es la rotación de cultivos, sembrar en suelos 
sueltos con buen drenaje y la siembra de cultivares resistentes (Abawi  Widmer, 2000). 
La presente investigación “Identificación de hongos fitopatógenos causantes de la pudrición 
radicular en lechuga (Lactuca sativa L.), se realizó con el propósito de ofrecer una base de 
información que servirá al agricultor para tomar decisionesadecuadas al momento de realizar un 
control y así disminuir los costos e incrementar la producción. 
Por lo expuesto, esta investigación buscó específicamente determinar la incidencia de infección 
en cuatro localidades del valle de Tumbaco, aislar los hongos causantes de la pudrición radicular 
en la lechuga, identificar los hongos fitopatógenos asociados a la pudrición radicular de la lechuga 
y realizar los postulados de Koch con los hongos aislados e identificados. 
 
2 
 
2. REVISIÓN DE LITERATURA 
2.1. El cultivo de lechuga (Lactuca sativa L.) 
La lechuga se consume durante todas las épocas del año por lo que existe siempre en el mercado 
gran demanda de este producto. Es una planta rica en principios vitamínicos; contiene el 94,8 % 
de agua, el 1,2% de proteína, el 0,2% de grasas y el 2,9% de hidratos de carbono. En crudo tiene 
elevadas dosis de vitaminas A, B1, B2, C y E, así como de minerales (Japón, 2016). 
2.1.1. Taxonomía de la lechuga 
Según USDA (2010) 
Reino Plantae 
Subreino Tracheobionta 
Super division Spermatophyta 
División Magnoliophyta 
Clase Magnoliopsida 
Subclase Asteridae 
Orden Asterales 
Familia Asteraceae ⁄ Compositae 
Genero Lactuca 
Especies Lactuca sativa L. 
2.1.2. Origen y distribución geográfica 
El origen de la lechuga es bastante antiguo; existen pinturas que representan esta hortaliza en 
una tumba de Egipto que data del año 4500 antes de Cristo (Valadez, 1997). 
Su cultivo se remonta a una antigüedad de 2.500 años y fue conocida por griegos y romanos. Las 
primeras lechugas de las que se tiene referencia son las de hoja suelta, aunque las acogolladas 
eran conocidas en Europa en el siglo XVI. Heródoto hace constar que ya para el siglo V al siglo IV 
a.C los persas cultivaban la lechuga. También los griegos la cultivaban en esa misma época 
(Whitaker & Ryder, 1964; Osorio & Lobo, 1983; Alzate & Loaiza, 2008). 
2.1.3. Morfología 
2.1.4. Caracteres botánicos y agronómicos 
La lechuga es una planta herbácea y anual. Su órgano comestible son sus hojas, las cuales son 
glabras, brillantes, de color verde o rojo, aspecto fundamental en la preferencia de los 
consumidores. Esta hortaliza es de consumo en fresco ya sea entera o troceada (Carrasco  
Sandoval, 2016). 
La duración del cultivo suele ser de 50 a 60 días para las variedades tempranas y de 70 a 80 días 
para las tardías como término medio, desde la plantación hasta la recolección (Japón, 2016). 
2.1.5. Raíz 
La lechuga tiene raíz pivotante con muchas raíces laterales, posee un sistema radicular profundo. 
La mayor parte de las raíces laterales se desarrollan en la capa superficial del suelo (AGROes, 
2012). 
3 
 
2.1.6. Tallo 
El tallo es pequeño, muy corto, cilíndrico y no se ramifica cuando la planta está en el estado 
óptimo de cosecha; sin embargo, cuando finaliza la etapa comercial, el tallo se alarga hasta 1,2 m 
de longitud, con ramificación del extremo y presencia, en cada punta, de las ramillas terminales 
de una inflorescencia (Valadez, 1997). 
2.1.7. Hojas 
Las hojas de lechuga caracterizan al producto comercial, aspecto fundamental en la preferencia 
de los consumidores. Estas se disponen en espiral formando una roseta o un cogollo o cabeza. 
Son hojas simples (sin foliolos), sésiles, con láminas lisas, anchas u angostas, orbiculares, sinuosas. 
Las hojas internas son amarillentas en aquellas que conforman un cogollo, envueltas con otras de 
mayor tamaño. La textura de las hojas se caracteriza por su suavidad, algunas son más crujientes y 
otras más oleosas, algunas de ellas con nervaduras amplias con mayor prominencia y en algunos 
tipos, muy crujientes. Su sabor puede ser algo amargo, producto del látex que contiene (Carrasco 
& Sandoval, 2016). 
2.1.8. Flores 
Hermafroditas, están reunidas en capítulos de color blanco-amarillento, con cinco estambres 
soldados y un ovario bicarpelar con un solo óvulo que dará origen a la semilla. La fecundación es 
autógama. Al aire libre su fecundación cruzada es del 1% al 2% (Japón, 2016). 
2.1.9. Fruto 
Al que con frecuencia se llama semilla, es un aquenio de forma alargada y con varias estrías 
longitudinales. Es de color blanco o negro, terminando en punta, de 3 a 4 mm de largo y 1 mm de 
ancho (Japón, 2016). El fruto el cuál es indehiscente, es decir no se abre naturalmente, con un 
vilano plumoso en base que se desprende (Carrasco & Sandoval, 2016). 
2.2. Exigencias de la planta 
2.2.1. Clima 
La lechuga es un cultivo que se adapta muy bien a climas frescos y húmedos. La temperatura 
promedio que favorece el crecimiento y buen desarrollo se encuentra entre los 15 y 20 °C. Las 
temperaturas elevadas generan plantas débiles, favorecen la aparición de quemaduras en los 
bordes de las hojas, induce floración prematura, generan sabores amargos por la acumulación de 
látex en su sistema vascular y, específicamente en las lechugas tipo cabeza, afecta la formación 
del repollado. Es de resaltar que la planta de lechuga es resistente a las bajas temperaturas, 
aunque ante los efectos de una helada se generan daños irreversibles disminuyendo así su valor 
comercial (Tarigo et al., 2004). 
El cultivo se desarrolla entre los 1 800 y 2 800 metros sobre el nivel del mar (m.s.n.m), con 
humedades relativas entre 60 % y 70 %, y en zonas de baja ocurrencia de vientos. La 
productividad del cultivo de lechuga así como sus características de color, sabor y textura, 
dependen en gran medida de la luminosidad solar, requiriendo aproximadamente 12 horas luz 
por día. (Montesdeoca, 2008). 
La temperatura óptima de germinación oscila entre 18-20 ⁰C. Durante la fase de crecimiento del 
cultivo, se requieren temperaturas entre 14-18 ⁰C por el día y 5-8 ⁰C por la noche, pues la lechuga 
exige que haya diferencia de temperaturas entre el día y la noche. Durante el acogollado se 
requieren temperaturas en torno a los 12 ⁰C por el día y 3-5 ⁰C por la noche (Casaca, 2005). 
 
4 
 
2.2.2. Suelo 
La lechuga es una planta que se adapta bien a todo tipo de suelos, excepto los que tengan 
problemas de encharcamiento, siendo los más idóneos los ricos en materia orgánica y de elevada 
fertilidad, ligeros y bien drenados. Los suelos preferidos por la lechuga son los ligeros, arenoso-
limosos, con buen drenaje, situando el pH óptimo entre 6,7 y 7,4. (Casaca, 2005). 
En general todos los suelos son adecuados para el cultivo de lechuga dada su alta adaptabilidad a 
suelos desde arenosos hasta arcillosos. Sin embargo, se desarrolla mejor en suelos franco-
arcillosos o franco-arenosos, que presenten un alto contenido de materia orgánica y buen 
drenaje. La lechuga es tolerante a pH ácidos y es medianamente tolerante a la salinidad (Ureña & 
Campoverde, 2010). 
2.2.3. Agua 
Es necesario asegurar un abundante suministro de agua, sobre todo durante la fase de 
germinación, en el desarrollo de la plántula, en el momento del trasplante y durante la etapa de 
formación de cabeza. En épocas secas se requiere un riego por semana, pero esto depende del 
tipo de suelo, de su capacidad de retención de humedad y de su tasa de infiltración, para 
determinar las cantidades y frecuencias del riego. Es conveniente llevar los registros de 
precipitación y evaporación para definir acertadamente las necesidades de riego (Valadez, 1997). 
Toda fluctuación brusca en la humedad del suelo, especialmente en las etapas avanzadas de 
crecimiento, va en mengua del desarrollo normal de las plantas (Whitaker & Ryder, 1964). 
2.3. Establecimiento del cultivo 
Por lo general el cultivo de lechuga se realiza por trasplante; sin embargo, también se puede 
sembrar directamente en campo por medio de semilla. Característicamente, esta hortaliza se 
adapta muy bien a diferentes tipos de suelo, por lo que puede ser establecido el cultivo en otro 
tipo de sustratos o medios (por ejemplo en hidroponía). Cuando se siembra en suelo, se 
recomienda adecuarlo correctamente con el fin de dejarlo suelto para permitir el desarrollo del 
sistema radicular(Cámara de Comercio de Bogotá., 2015). 
2.3.1. Propagación 
La propagación de lechuga se realiza mediante semilla. 
2.3.2. Germinación 
Para la germinación se emplean bandejas con alveolos para la producción de plántulas sobre 
sustratos que contienen fertilizantes. Las semillas se siembran a una profundidad de 4 milímetros 
y se tapan con el mismo sustrato (se puede utilizar turba), y se aporta la humedad suficiente sin 
exceso. La temperatura de germinación debe ser entre 15 ⁰C y 18 ⁰C y humedad relativa 
alrededor del 80 %. El tiempo de permanencia en el semillero es de 4 a 6 semanas (Kuepper et al., 
2004). 
2.3.3. Trasplante 
Posteriormente se realiza el trasplante una vez las plántulas hayan alcanzado de 8 a 12 cm de 
altura, o cuando hayan desarrollado de 4 a 6 hojas verdaderas. Se debe humedecer el suelo a 
capacidad de campo (suelo saturado sin generar encharcamientos) para crear las condiciones 
adecuadas de humedad para que la planta no sufra un estrés fisiológico. Esta actividad se debe 
realizar en momentos frescos del día como en las primeras horas de la mañana o en las últimas de 
la tarde (Montesdeoca, 2008). 
 
5 
 
2.3.4. Preparación del terreno 
La preparación del suelo se debe realizar con 30 a 40 días de anticipación al trasplante a una 
profundidad de 30 cm. Se debe realizar una pasada de arado de cincel con el objeto de roturar el 
suelo, airearlo y exponer a las condiciones meteorológicas a los adultos, huevos y larvas de plagas 
o agentes patógenos que se encuentren en campo. Posteriormente se realiza la nivelación del 
terreno para acondicionar la distribución del agua al cultivo. Si el cultivo es en suelo se 
acostumbra a elaborar surcos y camas los cuales se trazan siguiendo las curvas de nivel para 
prevenir erosión por el arrastre de materiales. La desinfección del suelo es una práctica 
recomendada en el cultivo de lechuga, en especial cuando se han detectado agentes fungosos en 
el suelo (Sánchez, 2009). 
2.3.5. Siembra 
La siembra puede realizarse de formas diferentes, por lo que para su elección, se deben tener en 
cuenta parámetros como el área del terreno, densidad de siembra esperada, manejo fitosanitario, 
entre otros. Cuando se realiza siembra en surcos sencillos, la distancia recomendada entre plantas 
es de 30 x 25 cm. Si se emplea el método de tres bolillos (plantas sembradas en filas paralelas, de 
modo que las plantas de una fila correspondan al medio de los huecos de la fila inmediata, 
formando triángulos equiláteros) con 17 cm en ambos sentidos, se obtiene una densidad de 170 
000 plantas por hectárea. Por otra parte, en camas de 1 metro de largo la distancia recomendada 
es de 17 cm entre planta obteniendo 124 416 plantas por hectárea (Montesdeoca, 2008). 
2.3.6. Aporque 
Con el primer deshierbe se debe realizar un aporque para fijar las plantas al suelo; se realiza 
acumulando suelo al pie de las plantas (Montesdeoca, 2008). 
2.4. Variedades de lechuga 
Las variedades de lechuga se pueden clasificar en los siguientes grupos botánicos; según Casaca 
(2005). 
2.4.1. Romanas. 
Lactuca sativa var. Longifolia, no forman un verdadero cogollo, las hojas son oblongas, con bordes 
enteros y nervio central ancho, ejemplo: la Romana y la Baby 
2.4.2. Acogolladas. 
Lactuca sativa var. Capitata, estas lechugas forman un cogollo apretado de hojas, ejemplo: 
Batavia, Mantecosa o Trocadero, Iceberg 
2.4.3. De hojas sueltas. 
Lactuca sativa var. Inybacea, son lechugas que poseen las hojas sueltas y dispersas, ejemplo: Lollo 
Rossa, Red Salad Bowl, Cracarelle 
2.4.4. Lechuga espárrago. 
Lactuca sativa var. Augustaza, son aquéllas que se aprovechan por sus tallos, teniendo las hojas 
puntiagudas y lanceoladas. Se cultivan principalmente en China y la India 
2.5. Enfermedades que afectan la raíz de la lechuga causadas por hongos 
Durante la germinación y en la fase de crecimiento de la lechuga, es muy notorio en el semillero el 
marchitamiento y estrangulamiento en la base del cuello; luego la muerte de la planta debido al 
ataque de uno o más hongos. El hongo Rhizoctonia sp., también ataca las cabezas de lechuga, 
provocando áreas marrón oscuras, viscosas, que luego se secan y mueren dejando al final las 
plantas momificadas. Este hongo persiste en el suelo y se ve favorecido por condiciones húmedas. 
El hongo Fusarium spp., también puede provocar pudrición del sistema radicular en las 
6 
 
plantaciones de lechuga establecidas después del trasplante, especialmente en terrenos de 
textura pesada y donde hay mal drenaje (AGROSIEMBRA, 2017). 
2.5.1. Fusarium spp. 
El género Fusarium es un grupo de hongos filamentosos ampliamente distribuidos en el suelo y 
plantas. Debido a su capacidad de crecer a 37 ⁰C, son considerados oportunistas (Tapia & 
Amaro, 2014). 
2.5.1.1. Taxonomía de Fusarium spp. 
Según Nelson et al., (1994) 
 Reino: Fungi 
 División: Ascomycota 
 Subdivisión: Pezizomycota 
 Clase: Sordariomycetes 
 Orden: Hypocreales 
 Familia: Nectriaceae 
 Género: Fusarium spp. (Anamorfo). 
2.5.1.2. Signos y síntomas 
Los síntomas más característicos son el amarillamiento y detenimiento del crecimiento de la 
planta. Las plántulas del semillero afectadas se marchitan y mueren. Los tejidos vasculares de las 
raíces, coronas y peciolos se decoloran y toman un aspecto pardo rojizo; es típico el sabor amargo 
de las plantas. La enfermedad es más destructiva durante los periodos calientes, el hongo se 
establece en el suelo y subsiste en forma de clamidóspora, la penetración se realiza 
principalmente a través de las raíces jóvenes. El medio de lucha más efectivo es el uso de 
variedades tolerantes o resistentes (AGROSIEMBRA, 2017). 
Produce el marchitamiento de las plantas de lechuga, el hongo invade las plantas por las raíces, 
crece en el xilema de plantas, se transporta por el agua y los nutrientes de las raíces al follaje el 
xilema se obstruye, la planta se marchita y muere. Las plantas más viejas pueden sobrevivir, pero 
a menudo con retraso en el crecimiento, las plantas infectadas suelen mostrar decoloración rojiza 
en la corteza del tallo principal (Matheron, 2008). 
2.5.1.3. Morfología 
Los hongos del género Fusarium spp. son organismos haploides que forman colonias muy 
variables en forma y coloración. Así encontramos especies que forman colonias en las que hay 
una abundante producción de micelio aéreo algodonoso, mientras que en otros casos las colonias 
apenas tienen micelio de este tipo. La pigmentación de las colonias y los cultivos de las distintas 
especies de Fusarium spp. varía desde coloraciones claras como el blanco o el amarillo hasta 
coloraciones más oscuras como el violeta o el marrón. Las condiciones de cultivo y el tipo de 
medio de cultivo utilizado son claves en la adopción de una u otra pigmentación. Los pigmentos 
producidos por el hongo en algunos casos son fotosensibles, en otros casos son sensibles al pH del 
medio al que son excretados por el propio hongo (Leslie & Summerell, 2006). 
Las especies del género forman esporas pluricelulares en forma de macroconidios. Éstos son muy 
característicos: son fusiformes, hialinos, alargados, curvados y septados, y se forman, en la 
mayoría de las especies, en una estructura especializada denominada esporodoquio. La forma 
más o menos curvada, el grosor de la zona central de la espora, y la forma y tamaño de las células 
apicales y basales de los macroconidios se consideran caracteres distintivos de cada especie 
(Leslie & Summerell, 2006). 
7 
 
Algunas especies del género tienen la capacidad de producir esporas en forma de microconidios, 
de un tamaño menor que el que presentan los macroconidios, con una o dos células; y aunque 
generalmente no son septados, en algunos casos pueden presentar de 1 a 2 septos. La forma de 
los microconidios es variable (arriñonada, ovalada, ovoidal, Entre otros), pudiendo encontrarse 
diferentes formas dentro de un mismo cultivo. Los microconidios se producen en conidióforoscuyas células pueden ser bien monofiálidas con una única salida para esporas en cada célula o 
bien polifiálidas con varias salidas para esporas en cada célula (Leslie & Summerell, 2006), en 
ambos casos con una longitud que puede ser mayor o menor dependiendo de la especie. 
En algunas especies se ha observado también la producción de formas de resistencia 
denominadas clamidósporas. Presentan una o dos células, tienen forma esférica y su pared está 
engrosada. Su formación requiere de un tiempo prolongado (más de seis semanas desde el inicio 
del cultivo) y no suelen producirse en un número elevado (Leslie & Summerell, 2006). 
2.5.1.4. Etiología 
Los hongos del género Fusarium spp. son ascomicetos (anamorfo) filamentosos y cosmopolitas, 
tienen un micelio bien desarrollado, septado y conidióforos característicos, aunque algunas 
especies tienen un talo unicelular. Son considerados principalmente como hongos de campo 
(Sumalan et al., 2013). 
2.5.1.5. Control 
El control de los organismos fitopatógenos del suelo es de los más difíciles de lograr; para ello se 
han desarrollado prácticas culturales, control biológico y control químico, siendo este último el 
más utilizado por ser económico y eficaz, en comparación con otras medidas. (Rubio et al., 2008). 
En el tratamiento de enfermedades causadas por Fusarium spp. y otros hongos se utilizan 
fungicidas sistémicos como los benzimidazoles, en este grupo se incluyen el benomil, 
carbendazim, tiabendazol, y tiofanato. (Agrios, 2005). Sin embargo, es probable que estos 
fungicidas sean agentes mutagénicos de las plantas, así como que pudieran incrementar el grado 
de resistencia de los patógenos ante su efecto. 
2.5.2. Podredumbre blanca en la lechuga (Sclerotinia sclerotiorum) 
Según Pérez et al. (2009), la pudrición blanda causada por Sclerotinia sclerotiorum y Sclerotinia 
minor, es la enfermedad más limitante en Colombia y ocasiona pérdidas económicas en la lechuga 
equivalentes a una reducción entre el 30-50 % de la población de plantas. Tanto las condiciones 
climáticas como la densidad de los esclerocios en el suelo influencian los niveles de pérdidas en el 
cultivo, siendo por lo tanto esta enfermedad de gran importancia para el horticultor. 
2.5.2.1. Taxonomía de Sclerotinia sp. 
Según Agrios, (2005). 
Reino: Fungi 
Filo: Ascomycota 
Subdivisión: Leotiomycetes 
Clase: Dothideomycetes 
Subclase: Leotiomycetidae 
Orden: Helotiales 
Familia: Sclerotiniaceae 
Género: Sclerotinia 
Especie: Sclerotinia sp. (Lib.) 
8 
 
2.5.2.2. Signos y Síntomas 
La infección se empieza a desarrollar sobre los tejidos cercanos al suelo, pues la zona del cuello de 
la planta es donde se inician y permanecen los ataques luego produce un marchitamiento lento 
en las hojas, iniciándose en las más viejas, y continúa hasta que toda la planta queda afectada; en 
el tallo aparece un micelio algodonoso que se extiende hacia arriba en el tallo principal 
(AGROSIEMBRA, 2017). 
Se produce una pudrición blanda acuosa con producción de micelio blanco abundante, que al 
compactarse forma esclerocios de coloración negra. El hongo puede establecerse y destruir 
completamente la corona de la planta. Las hojas más viejas se marchitan y la pudrición avanza 
hasta colapsar la planta completa. Es una enfermedad cuya incidencia tiende a aumentar hacia la 
madurez de la planta, observándose daños en periodo de pre-cosecha a cosecha (Soto, 2017). 
Este hongo provoca pudrición en las plantas (raíces y cuello), las cuales se marchitan y mueren. La 
enfermedad se distingue también por la presencia de esclerocios que se manifiestan mediante 
pequeñas granulaciones de color oscuro y además se tiende a formar un micelio blanco en la 
planta. El desarrollo de esta enfermedad se ve favorecido por periodos húmedos y frescos; el 
hongo inverna en los residuos de plantas y lechugas silvestres, tomate, repollo y apio, pudiendo 
permanecer como esclerocios durante muchos años en el suelo. Los esclerocios del hongo tienen 
un largo poder germinativo en el suelo y cuando las condiciones ambientales son propicias, 
germinan, estas características hacen difícil el control (AGROSIEMBRA, 2017). 
2.5.2.3. Morfología 
Se caracteriza por producir esclerocios esféricos con diámetro entre 0.5 mm. a 2 mm. 
aproximadamente. Infecta primariamente la lechuga por la germinación de esclerocios los cuales 
producen masas de hifas que entran en contacto con las raíces, corona y hojas senescentes de la 
planta. Las condiciones óptimas para la germinación de los esclerocios es a una temperatura de 
15 ⁰C y alta humedad del suelo. Los esclerocios presentan germinación carpogénica, aunque rara 
vez ha sido observada en la naturaleza, presentando ascosporas que se caracterizan por contener 
cada una 4 núcleos (Melzer & Boland, 1994). 
2.5.2.4. Etiología 
Se trata de una enfermedad principalmente de suelo, por tanto las tierras nuevas están exentas 
de este parásito o con infecciones muy leves (AGROSIEMBRA, 2017). 
La infección ocurre principalmente por la emergencia de micelio cerca de la planta infectada. Las 
plantas pueden ser atacadas desde la etapa de semillero hasta la madurez (Wifets & Butlock, 
1992). 
La incidencia de la enfermedad esta correlacionada con el número de esclerocios en el suelo, 
aunque un sólo esclerocio viable dentro de una zona de competencia puede causar infección La 
zona de competencia está definida como la máxima distancia y profundidad a las cuales el 
esclerocio puede causar infección (Subbarao et al., 1996). 
2.5.2.5. Control 
Se recomienda realizar araduras profundas para enterrar los esclerocios del hongo y evitar que 
estos germinen e inicien la infección del cultivo. Controlar los riegos para evitar un exceso de 
humedad y aplicar rotación de cultivos (Valencia, 1995). 
La rotación de cultivo contribuye a la disminución de las pérdidas producidas por esta 
enfermedad. La alta humedad favorece el desarrollo del hongo, por lo que se debe evitar el riego 
por surcos y propiciar un buen drenaje que permita disminuir la humedad excesiva en la 
superficie. Se deben eliminar las plantas con sintomatología para reducir el inóculo en campo. 
9 
 
También se deben eliminar los restos de planta posterior a la cosecha, a través de una aradura 
profunda (Valencia, 1995). 
También se debería considerar la desinfección de suelo con productos fumigantes como 
methamsodio, + 1.3 dicloropropeno + cloropicrina o alternativas biológicas como biofumigación 
(Soto, 2017). 
2.5.3. Podredumbre de cuello y raíz (Rhizoctonia solani) 
Los principales daños se producen en plantas jóvenes, provocando una lesión consistente en el 
cuello, de color marrón, que llega a estrangularlas en el punto de contacto con el suelo. En 
determinados momentos y condiciones del cultivo, también puede afectar a plantas adultas, 
colonizando las hojas exteriores que están en contacto con el suelo. Al iniciarse la infección las 
nervaduras de las hojas adquieren tonalidades rojizas, luego el limbo se necrosa adquiriendo 
aspecto papiráceo, para quedar sólo la epidermis; si alcanza el cuello de la planta se produce el 
amarillamiento de las hojas exteriores. Las lesiones producidas por Rhizoctonia son colonizadas 
por bacterias saprofitas productoras de podredumbre blandas delicuescentes, las zonas afectadas 
por el hongo en condiciones favorables se cubren de un micelio algodonoso de color pardo, antes 
de formarse los microesclerocios (FitoDiagnóstico, 2017). 
No solo causa pudrición radicular sino que también causa enfermedades foliares como manchas y 
tizones. El control es costoso y difícil dado que este hongo produce estructuras de resistencia que 
prevalecen por varios años en el suelo (Oirsa, 1999). 
2.5.3.1. Taxonomía de Rhizoctonia sp. 
Según (KÜHN 1858). 
Reino: Fungi 
Filo: Basidiomycota 
Clase: Hyphomycetes 
Subclase: Incertae sedis 
Orden: Agonomicetales 
Familia: Agonomicetaceae 
Género: Rhizoctonia 
Especie: Rhizoctonia sp. 
2.5.3.2.Etiología 
Es un hongo del suelo, se caracteriza por hifas ramificadas y septos formados muy próximos a 
esas ramificaciones, las hifas son de color marrón oscuro, las células son multinucleadas y la base 
de la célula que da origen a una ramificación tiene una constricción (Parmeter, 1969 & Ogoshi, 
1985). 
2.5.3.3. Signos y síntomas 
Las plantas afectadas se tornan de color amarillo, presentan escaso desarrollo, pierden anclaje y 
cuando el hongo se extiende hacia las hojas inferiores, los tejidos afectados se tornan de un color 
marrón oscuro y sobre la superficie crece un moho blanquecino que posteriormente se torna 
amarillento y por último de color marrón, formando costra sobre la superficie (Oirsa, 1999). 
 
10 
 
2.5.3.4. Control cultural 
Rotación de cultivos, eliminación o quema de los restos de cosecha. Esta práctica es válida para 
eliminar el micelio del hongo que se encuentra en restos de tallos y hojas infectadas en el campo 
después de la cosecha (Castro, 1989). Usar fertilizantes nitrogenados a base de nitratos (nitrato 
de calcio o nitrato de potasio) en vez de urea (Oirsa, 1999) así como cantidades moderadas de 
fósforo y altas a moderadas de potasio (Martínez, 2004). Incrementar la circulación de aire y 
mejorar el drenaje del suelo son prácticas culturales aplicables al control de casi todas las 
enfermedades causadas por hongos. Aplicar cal si el pH del suelo es menor de 6.5 (Martínez, 
2004). 
2.5.4. Cylindrocarpon sp. 
En ausencia de hospedantes pueden subsistir largos periodos en condiciones desfavorables por 
medio de estructuras de resistencia. En un suelo infectado, y en presencia de un hospedero, estas 
formas de resistencia se estimulan y activan, desarrollando un micelio o produciendo 
zoosporangios. Estos últimos originan zoosporas con gran capacidad infectiva y quimiotaxismos 
que le permiten dirigirse a los sitios más susceptibles, cuello y raíces, necesitando agua libre para 
su movilidad. La infección se produce generalmente por heridas, en forma directa solamente se 
origina en las raicillas. Cylindrocarpon destructans tiene su micelio tabicado y genera esporas de 
resistencia denominadas clamidosporas (Cucchi & Becerra, 2015). 
2.5.4.1. Taxonomía de Cylindrocarpon sp. 
Según Chaverri et al., (2011). 
Reino: Fungi 
Filo: Ascomycota 
Clase: Sordariomycetes 
Subclase: Hypocreomycetidae 
Orden: Hypocreales 
Familia: Neonectria e llyonectria 
Género: Ilyonectria 
Especie: Ilyonectria radicicola; Cylindrocarpon destructans (anamorfo) (Zinssm.) 
2.5.4.2. Signos y síntomas 
Los síntomas que se pueden observar en una planta enferma, no son específicos a un 
determinado patógeno, más bien varios de ellos pueden producir la misma sintomatología, por lo 
que se hace necesario un análisis de laboratorio para aclarar la causa verdadera de la 
enfermedad. Los primeros síntomas que puede manifestar la parte aérea de una planta atacada 
es un marchitamiento de algunos brotes jóvenes, con abarquillado de hojas, pudiendo 
presentarse también clorosis. Se observa un retraso en el crecimiento de ese sector. Los síntomas 
pueden ir generalizándose con cierta rapidez al resto de la planta, siguiendo una necrosis de los 
brotes, ramitas y ramas desde el ápice hacia abajo, terminando por una muerte total de la planta. 
Los síntomas descritos anteriormente pueden ser precedidos por ataques en dos lugares: cuello y 
raíces. La sintomatología allí producida se denomina podredumbre de cuello y podredumbre o 
necrosis de raíces. La podredumbre del cuello es la manifestación más frecuente, se presenta en 
el cuello y en la zona cercana al mismo por encima y por debajo. La zona afectada manifiesta una 
lesión pardo-rojiza oscura que puede llegar a ser casi negra, de aspecto húmedo, con tejidos 
disgregados. La lesión abarca los tejidos corticales penetrando muy poco en la madera. La 
podredumbre o necrosis de raíces es una manifestación menos frecuente y se caracteriza por la 
destrucción de las raíces y raicillas. Su diagnóstico es dificultoso (Cucchi & Becerra, 2015). 
11 
 
2.5.4.3. Morfología 
Morfológicamente el género Cylindrocarpon sp. se caracteriza por presentar fiálidas largas. Los 
conidios, que son hialinos, se originan a partir de estas fiálidas en forma basípeta sin llegar, en 
general, a formar cadenas. Los macroconidios pueden ser rectos o ligeramente curvados, 
cilíndricos a fusoides, con los extremos redondeados y con 1 a 10 septos. Los microconidios, si 
están presentes, también pueden ser rectos o ligeramente curvados, con los extremos 
redondeados y con 0 a 1 septo. Puede o no formar clamidosporas; éstas se originan en el micelio 
pero también pueden producirse en los macroconidios; son hialinas a marrones, globosas y 
pueden estar aisladas, en cadenas o agrupadas y de forma intercalar o terminal. Asimismo, los 
aislados presentan una gran variabilidad morfológica, las colonias pueden ser blancas, beiges, 
naranjas, marrones o púrpuras, mientras que el micelio puede ser ralo u algodonoso y puede o no 
formar esporodoquios (Booth, 1966; Samuels & Brayford, 1990). 
2.5.4.4. Etiología 
Tienen como hábitat el suelo, la presencia de agua superficial en el suelo, por riego o lluvias, 
disemina rápidamente los agentes patógenos desde zonas infectadas a sanas. Suelos con 
problemas de anegamiento o drenaje son predisponentes al desarrollo de estas enfermedades. La 
temperatura no es un factor limitante, puede variar en un amplio rango, entre 5 y 30 ⁰C. La 
excesiva fertilización nitrogenada genera tejidos vulnerables a la agresión de los agentes 
patógenos. La difusión de tecnologías modernas como la de riego presurizado, permite mantener 
la humedad de campo cercana a saturación, generando de esta manera asfixia radicular que 
favorece el ataque de estos microorganismos (Cucchi & Becerra, 2015). 
2.5.4.5. Control 
Se basan principalmente en medidas culturales: utilización de material vegetal sano y prevención 
o corrección de las condiciones que puedan causar estrés en las plantas durante los primeros 
estados de crecimiento y que podrían favorecer el desarrollo de la enfermedad (riegos excesivos o 
periodos extensos sin agua, etc.) (Halleen et al., 2006). Estas medidas contribuyen a que las 
plantas permanezcan libres de Cylindrocarpon durante un período de tiempo más prolongado. 
Asimismo, las investigaciones que se están desarrollando actualmente, están enfocadas 
principalmente al saneamiento de las plantas en la etapa de vivero mediante medidas de control 
químico, físico o biológico. 
Respecto al control, los ensayos efectuados in vitro demostraron que tanto los tratamientos con 
fungicidas como con agua caliente tienen un gran potencial para controlar de manera eficaz a 
estos dos hongos. Los fungicidas captan, didecildimetil cloruro amónico, cubiet, oxicloruro de 
cobre y thiram inhibieron la germinación de los conidios de ambas especies a niveles muy 
satisfactorios; mientras que carbendazima, procloraz, imazalil y quinosol mostraron un buen 
efecto en la reducción del crecimiento miceliar. En cuanto a los tratamientos con agua caliente, la 
exposición de aislados de Cylindrocarpon liriodendri y Cylindrocarpon macrodidymum a 
tratamientos de 46 ⁰C fueron suficientes para inhibir completamente la germinación de conidios; 
mientras que para detener el desarrollo miceliar se requirieron tratamientos de, al menos, 48 ⁰C 
durante 60 minutos. (Alaniz, 2015). 
 
 
 
 
12 
 
2.6. Postulados de Koch 
Según Agrios (2005), cando un patógeno se encuentra en una planta enferma, puede ser 
fácilmente identificado utilizando manuales especializados; en caso de que se tenga la certeza de 
que el patógeno es la causa de la enfermedad, podrá considerarse entonces que ha concluido el 
diagnóstico. Sin embargo, en caso de que sea probable que el patógeno represente la causa de la 
enfermedad, pero que no existan registros anteriores que apoyen esa suposición, tendrán que 
considerarse los siguientes puntos para comprobar lahipótesis de que el patógeno es la causa de 
esa enfermedad: 
1. El patógeno debe encontrarse asociado con la enfermedad en todas las plantas enfermas que 
se “examinen”. 
2. El patógeno debe aislarse y desarrollarse en un cultivo puro en medios nutritivos y se deben 
describir sus características-(parásito no obligado) o bien debe permitirse que se desarrolle sobre 
una planta hospedante susceptible (parásito obligado) y registrar su presencia y los efectos que 
produzca. 
3. El patógeno que se desarrolle en un cultivo puro debe ser inoculado en plantas sanas de la 
misma variedad o especie en que apareció la enfermedad y debe producir la misma enfermedad 
en las plantas inoculadas. 
4. El patógeno debe aislarse una vez más en un cultivo puro y sus características deben 
corresponder a las anotadas en el segundo punto. 
 
13 
 
3. MATERIALES Y MÉTODOS 
3.1. Ubicación del experimento 
La presente investigación se realizó en el Laboratorio de Fitopatología de la Facultad de Ciencias 
Agrícolas de la Universidad Central del Ecuador, Tumbaco-Pichincha. 
 Campo Docente Experimental la Tola (CADET) 
 Parroquia: Tumbaco 
 Cantón: Quito 
 Provincia: Pichincha 
 Altitud: 2480 msnm 
 Latitud: 00°13’46’’ S 0°13'45.26"S 
 Longitud: 78°22’00’’ O 78°22'17.89"O (INAMHI, 2015). 
3.1.1. Características del sitio experimental 
3.1.2. Características climáticas 
 Temperatura máxima anual 27.9 °C 
 Temperatura mínima anual 8.0 °C 
 Temperatura promedio anual: 15.7 °C 
 Precipitación promedio anual: 867 mm 
 Humedad relativa: 75 % 
 Luminosidad: 186.5 horas luz 
 Evaporación: 137.5 mm (INAMHI, 2015). 
 
 
 Figura 1. Ubicación del sitio experimental. 
 
14 
 
3.2. Ubicación de las localidades muestreadas. 
3.2.1. Localidad 1: Finca Orgánica Chaupi Molino 
Esta finca se encuentra ubicada en la provincia de Pichincha en el cantón Quito en la parroquia 
Pifo, sector Chaupi Molino a una altitud de 2480 m.s.n.m., latitud geográfica 0°12'15.96" S 
longitud geográfica 78°20'35.67"O 
 
 Figura 2 Finca Orgánica Chaupi Molino. 
3.2.2. Localidad 2: Finca Hortalizas Zamorano 
Esta finca se encuentra ubicada en la provincia de Pichincha en el cantón Quito en la parroquia de 
Pifo, a una altitud de 2480 m.s.n.m., latitud geográfica 0°13'45.69"S longitud geográfica 
78°20'38.53"O 
 
 Figura 3 Finca Hortalizas Zamorano 
15 
 
3.2.3. Localidad 3: Campo Docente Experimental la Tola (CADET) 
Esta finca se encuentra ubicada en la provincia de Pichincha en el cantón Quito en la parroquia 
Tumbaco, sector la Tola a una altitud de 2480 m.s.n.m., latitud geográfica 0°13'41.03"S longitud 
geográfica 78°22'19.22"O 
 
 Figura 4 Campo Docente Experimental La Tola (CADET). 
3.2.4. Localidad 4: Finca La Huerta 
Esta finca se encuentra ubicada en la provincia de Pichincha en el cantón Quito en la parroquia de 
El Quinche, sector Ulapamba a una altitud de 2480 m.s.n.m., latitud geográfica 0°5'17.33"S 
longitud geográfica 78°19'25.71"O 
 
 Figura 5 Finca La Huerta 
16 
 
3.2.5. Materiales 
3.2.6. Reactivos 
 PDA (Potato Dextrosa Agar) DIFCO 
 Cloranfenicol 
 Ácido láctico 
3.2.7. Materiales de laboratorio 
 Cajas Petri de vidrio (9 cm de diámetro) 
 Tubos de tapa rosca de vidrio 
 Mechero de vidrio. 
 Vasos de precipitación (200 ml.) 
 Pinza punta recta y fina 
 Cámara de newbauer. 
 Mango y hojas de bisturí 
 Fundas: plásticas; de papel y polifan 
 Portaobjetos y cubreobjetos 
 Papel aluminio 
 Organizador de plástico 
 Pala de jardín 
 Servilletas 
 Libreta de campo y de laboratorio 
 Alcohol antiséptico 
 Alcohol industrial 
3.2.8. Equipos 
 Cámara de flujo laminar BioBase 
 Autoclave Horizontal 
 Refrigeradora 
 Incubadora Memmert 25 oC. 
 Microscopio Optika 
 Balanza radwag d = 0,01g. 
 Balanza radwag d = 0,1 mg. 
 Agitador de tubos 
 Estéreo microscopio Optika 
 Calculadora 
 Cámara fotográfica 
 
17 
 
3.3. Métodos 
El ensayo se realizó en tres fases, la primera fase de campo, la segunda fase de laboratorio y la 
tercera fase de pruebas de patogenicidad en invernadero. 
3.3.1. Fase de campo 
Se procedió a determinar la incidencia de infección de las lechugas, se realizó un conteo de 100 
plantas al azar, entre las cuales se observó el número de plantas sanas vs plantas enfermas en 
cada localidad, para la incidencia de infección (IE) se utilizó la siguiente fórmula: 
IE = 
 
 
 x 100 (Masyahit et al., 2009). 
En cada finca se seleccionaron tres plantas con síntomas de amarillamiento, reducción del 
crecimiento, marchitez y con signos de enfermedad para el caso de Sclerotinia sp. 
Se procedió a su extracción con la ayuda de una pala de jardín, se tomó la planta completa con 
pan de tierra, se colocó en una funda de papel dentro de una funda plástica, se identificó el lugar 
de la muestra y el número de muestra, la fecha (Figura 37, 38, 39), luego se colocó en un 
recipiente plástico, para posteriormente llevar al laboratorio de fotopatología. 
3.3.2. Fase de laboratorio 
En esta fase se procesaron todas las muestras recolectadas en las diferentes localidades según la 
metodología descrita por Agrios (2005). 
Previamente se prepararon y esterilizaron (121 ⁰C, 15 PSI durante 15 minutos) el medios de 
cultivo, PDA (Potato Dextrosa Agar) + ácido láctico. 
 
 Figura 6 Preparación del medio de cultivo PDA + ácido láctico. 
En el laboratorio se limpió el exceso de tierra de las raíces enfermas, posteriormente se realizó un 
lavado con agua de grifo. 
18 
 
 
 Figura 7 Limpieza del exceso de tierra de la raíz de la lechuga. 
Se cortaron segmentos semiafectados de 0,5 mm, se desinfectaron en hipoclorito de sodio al 2,5 
% durante tres minutos, luego tres lavados con agua destilada esterilizada. 
 
Figura 8 Desinfección de segmentos de raíz de lechuga con hipoclorito de sodio al 2,5 %. 
 
 
 
 
19 
 
Se sembraron cinco segmentos de la raíz de la lechuga por medio de cultivo, este proceso se 
realizó dentro de una cámara de flujo laminar para evitar contaminación. 
 
 Figura 9 Siembra de segmentos de lechuga en PDA + Ácido láctico y PDA + Cloranfenicol. 
Se sellaron las cajas Petri con rollopak y se incubaron a 25 oC durante siete días. 
 
 Figura 10 Incubadora para aislamiento de hongos a 25 ⁰C. 
Luego se realizó la purificación de los hongos a los cinco días de incubación en tres tubos de tapa 
rosca los cuales contenían PDA, estos tubos se incubaron a 25oC durante siete días. 
Transcurridos siete días de incubación se colocaron las cajas Petri a temperatura ambiente para 
lograr mayor esporulación. 
Bajo el microscopio óptico se observaron las estructuras de cada hongo y se compararon con las 
clave taxonómica de Barnett  Hunter, (1987). En este proceso fue posible identificar las 
estructuras morfológicas de cada hongo. 
20 
 
 
 Figura 11 Identificación de estructuras morfológicas de los hongos encontrados. 
3.3.3. Fase de pruebas de patogenicidad 
Esta fase consiste en inocular y comprobar el efecto del hongo en plantas sanas procedentes de 
semillas certificadas. 
Se esterilizó humus en autoclave horizontal a 121 ⁰C durante 120 minutos a 15 libras de presión. 
 
Figura 12 Esterilización de Humus en autoclave a 121 ⁰C 15 libras de presión durante 120 minutos. 
Se sembraron semillas certificadas de lechuga de las variedades criolla, seda verde y Wals, en el 
sustrato esterilizado. 
21 
 
 
Figura 13 Variedades certificadas de lechuga para las pruebas de patogenicidad. 
Se trasplantaron dos plántulas por vaso de 11 onzas a los 15 días de la siembra. 
 
 Figura 14 Trasplante de plántulas de lechuga en invernadero. 
Se realizó una reactivación de los hongos encontrados, en medio de cultivo PDA y se llevóa la 
incubadora durante dos semanas. 
Antes de realizar la inoculación en el laboratorio se realizó el conteo de conidios mediante la 
cámara de newbabuer, esto se realizó para los hongos Fusarium spp. y Cylindrocarpon sp. 
 
Para la investigación se utilizaron 10 plantar por hongo a inocular y una planta testigo que se 
inoculó con agua destilada esterilizada. 
22 
 
A los 25 días de crecimiento de la lechuga se inocularon los hongos: 
Finca orgánica Chaupi Molino se inocularon los hongos Fusarium spp y Cylindrocarpon sp. de 15 
días de edad. Se colocaron 5 ml del inoculo a una concentración de conidios 1 x10-6 /ml. a la base 
de la planta. 
Finca Hortalizas César Zamorano se inocularon en plantas de 25 días de edad los hongos 
Rhizoctonia sp. y Sclerotinia sp. de 15 días de edad, colocando cinco esclerocios en el cuello de la 
planta. 
Finca CADET se inoculo en plantas de 25 días de edad el hongo Fusarium spp. de 15 días de edad, 
Se colocó 5 ml del inoculo a una concentración de conidios 1 x10-6 /ml. a la base de la planta. 
Finca La Huerta se inocularon en plantas de lechuga de 25 días los hongos Fusarium spp de 15 días 
de edad. Se colocó 5 ml del inoculo a una concentración de conidios 1 x10-6 /ml. a la base de la 
planta y el hongo Sclerotinia sp. de 15 días de edad, colocando cinco esclerocios al cuello de la 
planta. 
A los cinco días de la inoculación se observaron los signos y síntomas de enfermedad en las 
lechugas para posteriormente ser llevadas al laboratorio (sólo para Sclerotinia sp.). 
 
 Fugura 15 Plantas de lechuga con signos y síntomas de enfermedad. 
En el laboratorio se reaislaron las muestras conforme al procedimiento de aislamiento descrito 
por Agrios, (2005). 
Transcurrido los siete días se compararon las características culturales y morfológicas iniciales de 
los hongos con los resultados del reaislamiento. 
 
23 
 
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
4.1. Finca Orgánica Chaupi Molino. 
4.1.1. Fase de campo 
En la Finca Orgánica Chaupi Molino se observaron plantas con síntomas de amarillamiento, 
disminución del crecimiento y marchitez, con incidencia de infección del 4 %, mientras que Pérez 
et al., (2009) reporta una incidencia de hasta el 52% en pudrición radicular en lechuga. 
Posiblemente debido al manejo agronómico que incluye rotación de cultivos, o las cepas de los 
hongos encontrados no son patogénicas. 
4.1.2. Fase de laboratorio 
Se observaron las características morfológicas de Fusarium spp. y Cylindrocarpon sp. en medio de 
cultivo PDA. 
 
Figura 16 Fusarium spp. en el tipo de lechuga Criolla en la Finca Orgánica Chaupi Molino (a) Planta 
semiafectada, (b) Aislamiento en PDA, (c) Hongo observado al microscopio óptico, (d) Fusarium 
spp. según la clave taxonómica de Barnett  Hunter, (1987). 
Características de Fusarium spp. 
Se observó micelio blanco algodonoso, aéreo que crece al contorno del segmento infectado, no se 
extiende por todo el medio de cultivo. Al microscopio óptico se observaron macroconidias hialinas 
en forma de canoa con 4 a 6 septos, microconidias abundantes ovoides de una a dos células 
hialinas. Características que coinciden con lo que reporta la clave de Barnett  Hunter, (1987) que 
describen a Fusarium spp. con micelio blanco, conidióforo variable, delgado y simple, ramificado, 
irregular o con un verticilo de fialides simples o agrupadas en esporodoquio; conidios hialinos, 
variables principalmente de dos clases; macroconidios abundantes, ligeramente curvados o 
doblados en los extremos puntiagudos, típicamente en forma de canoa; microconidios ovoides u 
24 
 
oblongos, nacidos solos o en cadenas; algunos conidios intermedios, células oblongos o 
ligeramente curvados. 
 
Figura 17 Cylindrocarpon sp. en el tipo de lechuga Seda verde en la Finca Orgánica Chaupi Molino: 
(a) Planta semiafectada, (b) Aislamiento en PDA, (c) Hongo observado al microscopio óptico y (d) 
Cylindrocarpon sp. según la clave taxonómica de Barnett  Hunter, (1987). 
Características de Cylindrocarpon sp. 
Se observó micelio blanco algodonoso, al madurar cambió a coloración café en el medio de 
cultivo, crece alrededor de los segmentos de raíz infectada. Visto al microscopio posee 
conidióforos cortos, macroconidias hialinas, cilíndricas de 3 a 4 septos, microconidias de una a 
dos células hialinas. Estas características coinciden con las descritas por Barnett  Hunter, (1987) 
que citan a Cylindrocarpon con conidióforos erectos, hialinos, ramificados, irregulares, que 
terminan en fialides delgadas (conidióforos más cortos a menudo presentes), fialides usualmente 
con collarette; conidios mayormente de 3 a 4 células pero a menudo variables, hialinos, 
cilíndricos, producidos sucesivamente y agregados en pequeños fascículos; saprófita o parásita. 
4.1.3. Fase de prueba de patogenicidad 
A los 8 días después de la inoculación independiente con Fusarium spp. y Cylindrocarpon sp., las 
plantas no presentaron síntomas de amarillamiento y decaimiento comparados con las plantas 
testigo. Posiblemente porque son especies saprofita en el suelo, que según Agrios (2005) cita que 
algunos hongos fitopatógenos son habitantes del suelo; es decir que tienen la capacidad de 
sobrevivir por tiempo indefinido como organismos saprófitos (como es el caso de Pythium, 
Fusarium y Rhizoctonia). Cylindrocarpon sp. tiene como hábitat el suelo según afirman (Bigre et 
al., 1990; Cucchi & Becerra, 2015). 
25 
 
 
Figura 18 Pruebas de patogenicidad para Fusarium spp. en la Finca Orgánica Chaupi Molino: (a) 
Plantas de lechuga inoculadas con Fusarium spp., (b) Plantas inoculadas a los 4 días, (c) Plantas 
inoculadas a los 11 días, (d) planta inoculada a los 17 días y (e) Planta testigo a los 17 días. 
 
Figura 19 Pruebas de patogenicidad para Cylindrocarpon sp. en la Finca orgánica Chaupi Molino: 
(a) Plantas de lechuga inoculadas con Cylindrocarpon sp., (b) Plantas inoculadas a los 4 días, (c) 
Plantas inoculadas a los 11 días, (d) planta inoculada a los 17 días y (e) Planta testigo a los 17 días. 
26 
 
4.2. Finca Hortalizas Zamorano 
4.2.1. Fase de campo 
En la Finca Hortalizas Zamorano se observaron plantas con síntomas de amarillamiento, 
disminución del crecimiento, marchitez y muerte con una incidencia de infección del 30 %, 
mientras que Pérez et al., (2009) reporta una incidencia de hasta el 52% en pudrición radicular en 
lechuga. 
4.2.2. Fase de Laboratorio 
En el laboratorio se observaron las características morfológicas y el crecimiento en medio de 
cultivo PDA de los hongos Sclerotinia sp y Rhizoctonia sp. 
 
Figura 20 Sclerotinia sp. en el tipo de lechuga Criolla en la Finca Hortalizas Zamorano: (a) Planta 
afectada por Sclerotinia, (b) Aislamiento en PDA, (c) Esclerocios observados al microscopio óptico 
y (d) Sclerotinia según Streets, R.B. (1969). 
Características de Sclerotinia sp. 
Se observó micelio blanco algodonoso que crece de forma aérea, al inicio de crecimiento es casi 
transparente, su crecimiento es irregular llegando a colonizar todo el medio de cultivo a los siete 
días, forma esclerocios irregulares de color negro y de forma de agregado de suelo lo mismo que 
coinciden con Streets, R.B. (1969) y Agrios, (2005), que describen a Sclerotinia con esclerocios 
muy irregulares en forma y tamaño; (1/8 “a 1”); negros en la superficie, blancos en el interior. Los 
esclerocios producen abundante micelio blanco, en la superficie y dentro de los tallos. Conidias 
ausentes. Los esclerocios generan apotecios, gris claro, en forma de copa a la madurez. 
Ascosporas hialinas unicelulares y ovoideas. 
27 
 
 
Figura 21 Rhizoctonia sp. en el tipo de lechuga Seda verde de la Finca Hortalizas Zamorano: (a) 
Planta semiafectada, (b) Aislamiento en PDA, (c) Hongo observado al microscopio óptico y (d) 
Rhizoctonia según clave taxonómica. 
Características de Rhizoctonia sp. 
Se observó micelio crema que crece al contorno del segmentode la raíz infectada, se extiende por 
casi todo el medio de cultivo. Al microscopio las hifas son ramificadas, septadas y que forman 
ángulos rectos, al madurar forma esclerocios en forma de costra de color café claro o marron 
oscuro. Estas características coincide con las de (Pieczarka & Loorber, 1974; Weber, 1983), que 
describen a Rhizoctonia con micelio café-claro, septado, con ramificación en ángulo de 90⁰ y 
frecuentemente forma esclerocios, adheridos a estructuras vegetativas superficialmente. Los 
esclerocios pueden sobrevivir por largos periodos y germinan produciendo hifas. En ocasiones el 
estado basidial se desarrolla en el envés de las hojas que están secas, produciendo basidiosporas 
que son hialinas, unicelulares, oval a elongadas y miden 5-9 x 3-4 µ. 
4.2.3. Fase de pruebas de patogenicidad 
Screrotinia sp. 
A los 4 días las después de la inoculación, las hojas presentaron amarillamiento, la planta se 
agobio totalmente; a los 8 días se observó micelio blanco algodonoso en la base de la planta y 
necrosamiento del xilema y floema; a los 11 días de la inoculación la planta murió. 
Se determinó la incidencia de infección para el hongo Sclerotinia sp. el cual presento un 100 %. 
28 
 
 
Figura 22 Prueba de patogenicidad para Sclerotinia sp. (a) plantas inoculadas, (b y c) Plantas 
testigo, (d) Plantas a los 4 días de la inoculación, (e) Plantas a los 8 días de la inoculación y (f) 
Planta muerta a los 11 días de la inoculación. 
Rhizoctonia sp. 
A los 4 días después de la inoculación las hojas presentaron amarillamiento, a los 8 días se 
observó secamiento de las hojas viejas y una coloración café en el tallo, a los 11 días de la 
inoculación las plantas comenzaron a secarse y a los 17 días las plantas murieron. 
La incidencia de infección para el hongo Rhizoctonia sp. fue del 20 % . 
 
Figura 23 Pruebas de patogenicidad para el hongo Rhizoctonia sp. (a) plantas inoculadas, (b y c) 
Plantas testigo, (d) Plantas a los 4 días de la inoculación, (e) Plantas a los 8 días de la inoculación, 
(f) Planta a los 11 días de la inoculación y (g) Plantas a los 17 días de inoculación. 
Cuando se reaislaron las raíces de plantas enfermas se determinó en los aislamientos a los hongos 
Sclerotinia sp. y Rhizoctonia sp. en la variedad de lechuga Criolla, y se observaron sus 
características morfológicas que coinciden con las de la clave de Barnett  Hunter (1987). Es decir 
se consideran hongos fitopatógenos responsables de la pudrición radicular en lechuga. Datos que 
concuerdan con lo que reporta Mendoza, (1999) y Agrios (2005). 
29 
 
4.3. Campo Docente Experimental la Tola (CADET) 
4.3.1. Fase de campo 
En el CADET se presentaron plantas con síntomas de amarillamiento, reducción del crecimiento y 
marchitez con una incidencia del 2%. Según Pérez et al., (2009) reporta una incidencia de hasta el 
52% en pudrición radicular en lechuga. 
4.3.2. Fase de laboratorio 
En el medio de cultivo PDA se observó el crecimiento el hongo Fusarium spp. 
 
Figura 24 Fusarium spp. en el tipo de lechuga Criolla en el Campo Docente Experimental la Tola 
(CADET): (a) Planta semiafectada, (b) Aislamiento en PDA, (c) Macroconidias vistas al microscopio 
óptico y (d) Fusarium según clave taxonómica Barnett  Hunter, (1987) 
Características de Fusarium sp. 
Se observó micelio blanco algodonoso, de forma aérea que crece al contorno del segmento 
infectado, no se extiende por todo el medio de cultivo. Al microscopio óptico se observaron 
macroconidias hialinas en forma de canoa con 4 a 6 septos, características que coinciden con lo 
que reporta la clave de Barnett  Hunter, (1987) que describen a Fusarium spp. con micelio 
blanco, conidióforo variable, delgado y simple, ramificado, irregular o con un verticilo de fialides 
simples o agrupadas en esporodoquio; conidios hialinos, variables principalmente de dos clases; 
macroconidios abundantes, ligeramente curvados o doblados en los extremos puntiagudos, 
típicamente en forma de canoa; microconidios ovoides u oblongos, nacidos solos o en cadenas; 
algunos conidios intermedios, células oblongos o ligeramente curvados. 
4.3.3. Fase de pruebas de patogenicidad 
Las plantas inoculadas no presentaron síntomas hasta los 17 días de la inoculación. 
30 
 
 
Figura 25 Pruebas de patogenicidad para el hongo Fusarium spp. en la variedad de lechuga 
criolla; (a) Plantas inoculadas; (b) Planta testigo a los 17 días de inoculación; (c) Planta de lechuga 
a los 17 días después de la inoculación de Fusarium spp. 
4.4. Finca La Huerta. 
4.4.1. Fase de campo 
En la finca la huerta se presentó una incidencia del 12 %. Según Pérez et al., (2009) reporta una 
incidencia de hasta el 52% en pudrición radicular en lechuga. 
4.4.2. Fase de laboratorio 
En laboratorio se observó el crecimiento en medio de cultivo PDA y las características 
morfológicas de los hongos Sclerotinia sp. y Fusarium spp. 
 
Figura 26 Sclerotinia en el tipo de lechuga Criolla en la Finca La Huerta: (a) Planta afectada por 
Sclerotinia, (b) Aislamiento en PDA, (c) Hongo observado al microscopio óptico y (d) Sclerotinia 
según Streets, R.B. (1969). 
 
 
31 
 
Características de Sclerotinia sp. 
Micelio blanco algodonoso que crece de forma aérea, al inicio de crecimiento es casi 
transparente, su crecimiento es irregular llegando a colonizar todo el medio de cultivo a los siete 
días, forma esclerocios pequeños de color negro y de forma de agregado de suelo lo mismo que 
coinciden con Streets, R.B. (1969) y Agrios, (2005), que describen a Sclerotinia con esclerocios 
muy irregulares en forma y tamaño; (1/8“a 1”); negros en la superficie, blancos en el interior. Los 
esclerocios producen abundante micelio blanco, en la superficie y dentro de los tallos. Conidias 
ausentes. Los esclerocios generan apotecios, gris claro, en forma de copa a la madurez. 
Ascosporas hialinas unicelulares y ovoideas. 
 
Figura 27 Fusarium spp. en el tipo de lechuga Criolla en la Finca La Huerta: (a) Planta 
semiafectada, (b) Aislamiento en PDA, (c) Macroconidias y (d)Fusarium según clave taxonómica 
Barnett  Hunter, (1987). 
Características de Fusarium spp. 
Se observó micelio blanco algodonoso que crece de forma aérea no se extiende por todo el medio 
de cultivo, al microscopio óptico se observaron macroconidias abundantes en forma de canoa. 
Estas características coinciden con la clave de Barnett  Hunter (1987), que describen a Fusarium 
spp con micelio tiene un aspecto algodonoso, conidióforo variable, delgado y simple, corto, 
ramificado, irregular o con un verticilo de fialides simples o agrupadas en esporodoquio; conidios 
(fialidosporas) hialinas, variables principalmente de dos clases, a menudo mantenidas en 
pequeñas y húmedas cabezas; macroconidios abundantes, ligeramente curvados o doblados en 
los extremos puntiagudos, típicamente en forma de canoa, parasítico en estados tempranos de 
plantas o saprófito en plantas en descomposición. 
32 
 
4.4.3. Fase de pruebas de patogenicidad 
Se determinó 100% de incidencia de infección para el hongo Sclerotinia sp. en el caso de Fusarium 
spp. las plantas no presentaron síntomas. 
 
Figura 28 Pruebas de patogenicidad para Sclerotinia sp. (a) Plantas de lechuga inoculadas con el 
hongo, (b y c) Plantas testigo, (d) Plantas inoculadas a los 4 días, (e) Plantas inoculadas a los 7 días 
y (f) Plantas inoculadas a los 11 días. 
Cuando se reaislaron las raíces de plantas enfermas se observó a Sclerotinia sp. en la variedad de 
lechuga Criolla, y se compararon características morfológicas que coinciden con las descritas por 
Streets, R.B. (1969), Es decir se consideran fitopatógeno responsable de la pudrición radicular en 
lechuga. Datos que concuerdan con lo que reporta Mendoza, (1999) y Agrios (2005). 
4.5. Resumen Explicativo 
Cuadro 1 Incidencia de pudrición radicular (%) en lechuga en las fincas en estudio. 
FINCA 
Fusarium spp. Cylindrocarpon sp. Sclerotinia sp. Rhizoctonia sp.