CUCUMIS

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POTENCIAL MORFOGÉNICO DE Cucumis melo L. CULTIVARIEDAD CANTALOUPE
Andrea Tirado Perea
TRABAJO DE GRADO
Presentado como requisito parcial
Para optar al título de
BIÓLOGO
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA
FACULTAD DE CIENCIAS
CARRERA DE BIOLOGÍA
Bogotá D.C.
Mayo 29 de 2001
NOTA DE ADVERTENCIA
Artículo 23 de la Resolución N°13 de Julio de 1946: “La Universidad no se hace responsable 
por los conceptos emitidos por sus alumnos en sus tesis de grado”
POTENCIAL MORFOGÉNICO DE Cucumis melo L. CULTIVARIEDAD CANTALOUPE
Andrea Tirado Perea
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 Director
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 Codirector
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 Jurado
____________________________________
 Jurado
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RESUMEN
Con el fin de estudiar el potencial morfogénico de Cucumis melo L. cultivariedad Cantaloupe se 
evaluaron diferentes metodologías utilizando explantes tales como: meristemos, segmentos 
nodales, y cotiledones. Para tal fin se implementaron protocolos de regeneración utilizando 
diferentes concentraciones de auxinas y citoquininas.
 La investigación se inició desarrollando una metodología apropiada para la desinfección del 
material vegetal (semilla), y al mismo tiempo evaluando diferentes medios de cultivo 
suplementados con vitaminas para la germinación y el crecimiento de las plántulas.
Posteriormente, se realizó el cultivo de meristemos. Óptimo para la obtención de plantas libres 
de virus; se evaluaron concentraciones de ácido 3-indol acético AIA (1, 1.5, 0.5 y 1 mg/L) frente 
a un testigo, el cual resulto ser el mas eficaz.
La etapa de proliferación de brotes se realizó utilizando 0.01, 0.05 y 1 mg/L de 6-bencil adenina 
BA Y 0.1, 0.15 y 0.2 mg/L de 6-bencil-aminopurina BAP. La mayor producción de brotes se 
presentó al utilizar la concentración más elevada de BAP.
Para los cotiledones los medios con Kinetina fueron los más favorables siendo la concentración 
de 1.5 mg/L la mejor por inducir mayor longitud de los brotes. Las concentraciones de BA 
favorecieron la formación de callo friable.
Para el enraizamiento de los brotes al utilizar AIA y ácido naftanel acético ANA en 
concentraciones de 0.3, 0.5 y 1 mg/L indujo a la formación de callo compacto, mientras que el 
testigo desarrolló raíces normales.
La observación de protoplastos, se evidenció al utilizar hojas jóvenes y callo friable utilizando 
celulasa-Onozuka R-10 al 2% p/v.
La embriogénesis somática se obtuvo al cultivar callo friable en un medio Murashige & Skoog 
suplementado con 3 mg/L de tiamina y 0.1 mg/L de 2,4-D.
AGRADECIMIENTOS
Deseo expresar mis sinceros agradecimientos a las personas que fueron mi apoyo y ayuda en la 
realización de este trabajo.
- Doctora Margarita Perea Dallos, Directora del laboratorio cultivo de tejidos vegetales Facultad 
de Ciencias, Universidad Nacional de Colombia.
- Profesora Sandra Constantino - Unidad de Biotecnología Vegetal, Pontificia Universidad 
Javeriana.
- Profesor Gustavo Góngora - Unidad de Biotecnología Vegetal, Pontificia Universidad 
Javeriana.
- Profesor Santiago Grillo - Facultad de Economía, Pontificia Universidad Javeriana.
- Profesora Clara Chamorro, Facultad de Ciencias, Universidad Nacional de Colombia.
- Juan Manuel Quintero B. Por su colaboración en la edición del documento.
- Señora Myriam Beltrán auxiliar del laboratorio cultivo de tejidos vegetales, Facultad de 
Ciencias, Universidad Nacional de Colombia.
- Julio Cabra por su colaboración en la toma de fotografías.
- De manera especial a la Pontificia Universidad Javeriana donde realicé mis estudios de 
Biología.
- A la Universidad Nacional de Colombia por haberme permitido realizar las investigaciones del 
trabajo de grado.
iv
TABLA DE CONTENIDO
1. Introducción. 1
2. Marco teórico y Revisión de Literatura. 3
2.1 Generalidades 3
2.1.1 Origen y Distribución 3
2.1.2 Cultivo del Melón en Colombia 3
2.1.3 Botánica 4
2.1.3.1 Descripción Botánica 4
2.1.4 Clasificación taxonómica 5
2.1.5 Composición química de la parte comestible del 
 fruto de cultivariedad Cantaloupe. 6
2.1.6 Desarrollo de la planta del Melón. 6
2.1.7 Condiciones Climáticas. 7
2.1.8 Suelo y pH 7
2.1.9 Época de siembra 7
2.1.10 Fertilización 7
2.1.11 Riego 8
2.1.12 Poda 8
2.1.13 Cultivariedad Cantaloupe. 8
2.1.14 Enfermedades que atacan el cultivo del 
 melón y su Control 9
2.1.15 Enfermedades fisiológicas 10
2.1.16 Plagas y su control. 11
2.2 Sistemas de propagación 12
2.2.1 Cultivo de meristemos 12
2.2.2 Segmentos nodales 13
2.2.3 Morfogénesis 13
2.2.4 Embriogénesis somática 14
2.3 Establecimiento de los medios de cultivo 15
2.3.1 Componentes del medio de cultivo 15
2.3.2 Reguladores de crecimiento 16
2.4 Cultivo in Vitro en cucurbitáceas 18
2.5 Adaptación de plantas obtenidas In vitro a condiciones 
 naturales 20
 3. Formulación del problema y justificación 21
 3.1 Formulación del problema 21
 3.2 Justificación de la investigación 21
4. Objetivos 23
4.1 Objetivo general 23
4.2 Objetivos específicos 23
5. Hipótesis 24
6. Materiales y métodos 25
6.1 Diseño de la investigación 25
6.1.1 Población de estudio y muestra 29
6.1.2 Variables de estudio 29
6.2 Métodos 30
6.2.1 Material Vegetal 30
6.2.2 Material de laboratorio 30
6.2.3 Desinfección del material 31
6.2.4 Germinación de las semillas 32
v
6.2.5 Cultivo de meristemos 32
6.2.6 Cultivo de segmentos nodales 32
6.2.7 Cultivo de Cotiledones 33
6.2.8 Inducción de raíces 33
6.2.9 Adaptación a condiciones ex vitro 33
6.3 Recolección de la información 34
6.3.1 Desinfección 34
6.3.2 Germinación 34
6.3.3 Influencia de las Vitaminas sobre el 
 crecimiento de las plantas 34
6.3.4 Cultivo de meristemos 34
6.3.5 Cultivo de segmentos nodales 34
6.3.6 Cultivo de cotiledones 34
6.3.7 Inducción de raíces 35
6.3.8 Aclimatación de las plántulas 35
6.4 Análisis de Información 35
7. Resultados 38
7.1 Etapa de desinfección 38
7.2 Etapa de Germinación 38
7.2.1 Crecimiento 40
7.3 Etapa del cultivo de Meristemos 45
7.4 Cultivo de segmentos nodales 48
7.5 Cultivo de cotiledones 53
7.6 Inducción de raíces 56
7.7 Aclimatación de las plántulas 57
7.8 Embriogénesis somática 59
8. Discusiones 60
8.1 Etapa de desinfección 60
8.2 Etapa de germinación y crecimiento 61
8.3 Cultivo de meristemos 62
8.4 Cultivo de segmentos nodales 63
8.5 Cultivo de cotiledones 64
8.6 Inducción de raíces 65
8.7 Aclimatación de las plántulas 65
8.8 Embriogénesis somática 66
9. Conclusiones 68
10. Recomendaciones 70
11. Referencias bibliográficas. 71
vi
INDICE DE FIGURAS
Figura 1 Zona productora de melón en Colombia 3
Figura 2:A Fruto 5
Figura 2:B Semillas 5
Figura 3 Melón cultivariedad Cantaloupe 9
Figura 4 Desinfección de las semillas 0% de contaminación 38
Figura 5 Evolución de la germinación a través del tiempo 39
Figura 6 Incidencia de la concentración de vitaminas sobre el crecimiento 
de laparte Aérea 40
Figura 7 Incidencia de las vitaminas sobre el crecimiento de la raíz 42
Figura 8:A Porcentaje de plantas que presentan una hoja 43
Figura 8:B Porcentaje de plantas que presentan dos hojas 43
Figura 9:A Porcentaje de plantas que presentan tres hojas 44
Figura 9:B Porcentaje de plantas que presentan al menos una hoja 44
Figura 10 Plántulas obtenidas de meristemos en presencia de kinetina 45
Figura 11 Plántulas obtenidas de meristemos en presencia de AIA 46
Figura 12:A Regeneración de Plántulas a partir de meristemos sin 
reguladores de Crecimiento 47
Figura 12:B Efecto de las concentraciones de AIA en el porcentaje de 
regeneración de meristemos 47
Figura 13 Segmentos nodales libres de hormonas 48
Figura 14:A Proliferación de brotes y vitrificación en presencia de 1 y 2
mg/L de BAP 49
Figura 14:B Formación de callo basal utilizando 2mg/L de BAP 49
Figura 15 Callo friable obtenido a partir de 2 mg/L de BAP 50
Figura 16:A Proliferación de brotes utilizando 0.2 mg/L de BAP 51
Figura 16:B Proliferación de brotes utilizando 02. mg/L de BAP
brotes separados. 51
Figura 17 Porcentaje de proliferación de brotes en el tiempo utilizando
BAP 52
Figura 18 Porcentaje de proliferación de brotes en el tiempo utilizando 
BA 53
Figura 19 Regeneración de brotes a partir de Cotiledones 54
Figura 20:A Variación de la longitud del brote a partir del cotiledón, con 
concentraciones de 1 y 1.5 mg/L de Kinetina en el tiempo 55
Figura 20:B Formación de callo friable a partir de cotiledones, utilizando
 0.1 y 0.5 mg/L de BA 55
vii
Figura 21 Inducción de raíces con diferentes concentraciones de AIA 
(0, 0.3, 0.5, 1mg/L) 56
Figura 22 Inducción de raíces con diferentes concentraciones de
 ANA (0, 0.3, 0.5, 1mg/L) 57
Figura 23:A Plantas transferidas a suelo 15 días 58
Figura 23:B Plantas transferidas a suelo 45 días 58
Figura 23:C Corte histológico, con cutícula precaria 58
Figura 24:A Corte histológico, con cutícula desarrollada 45 días 59
Figura 24:B Inducción de embriones somáticos 59
Figura 25 Plantas de melón desarrolladas con 10 mg/L de vitaminas 62
viii
INDICE DE TABLAS
Tabla 1 composición química de la parte comestible del fruto,
cultivariedad Cantaloupe 6
Tabla 2 Experimento propuesto para la desinfección de las semillas 25
Tabla 3 Experimento propuesto para la germinación de las semillas 26
Tabla 4 Experimento propuesto para la regeneración de plantas de
melón a partir de cultivo de meristemos 26
Tabla 5 Experimento uno para la proliferación de brotes 26
Tabla 6 Experimento dos para la proliferación de brotes 27
Tabla 7 Experimento uno para la regeneración de plantas de melón
a partir de cotiledones 27
Tabla 8 Experimento dos para la regeneración de plantas de melón
a partir de cotiledones 27
Tabla 9 Experimento para la inducción de raíces utilizando AIA 28
Tabla 10 Experimento para la inducción de raíces utilizando ANA 28
Tabla 11 Análisis de varianza del diseño completamente al azar con
 igual número de repeticiones 36
Tabla 12 Test de intervalos múltiples de Duncan para la etapa de
Germinación 40
Tabla 13 Test de intervalos múltiples de Duncan incidencia en la 
parte aérea 41
Tabla 14 Promedios de la longitud de la raíz en el tiempo 41
Tabla 15 Test de intervalos múltiples de Duncan incidencia de las
vitaminas en el crecimiento de la raíz 42
Tabla 16 Porcentaje de plantas regeneradas por meristemos en
los diferentes tiempos 46
Tabla 17 Porcentaje de regeneración a partir de cotiledones de uno,
dos y tres días utilizando 1 mg/L de kinetina 53
Tabla 18 Porcentaje de regeneración a partir de cotiledones de uno, 
dos y tres días utilizando 1.5 mg/L de kinetina 54
ix
1. INTRODUCCIÓN
EL melón (Cucumis melo L.) es una de las frutas de mayor importancia a nivel agroindustrial 
que se desarrolla en climas cálidos y secos a temperaturas entre 18 a 25 °C 
(aproximadamente). Esta fruta es apreciada por su aroma, sabor y por su rico contenido en 
vitaminas A, B1, B2 y C, además de sodio, fibras y azúcares.
En los últimos diez años, el cultivo del melón en Colombia se ha convertido en un renglón de 
producción importante para la agricultura. Se cultiva en la Costa Atlántica, y en los 
departamentos del Tolima, Santander, Meta y Valle del Cauca, principalmente. Un alto 
porcentaje de la producción del Tolima, Valle del Cauca y Santander, tiene como destino 
final los principales mercados del país como son Bogotá, Medellín, Cali, Barranquilla y 
Bucaramanga. 
La producción de la Costa Atlántica se comercializa en su totalidad en esa región, puesto 
que la poca oferta disponible en relación con la demanda genera precios altos de venta, 
además, los costos de transporte y la mayor exigencia en cuanto a calidad, lo hacen poco 
competitivo para el mercado del interior del país (Mozo, 1999).
El país pasó de ser un exportador de productos hortofrutícolas a ser un importador neto. 
Desde 1991 hasta 1997, las importaciones crecieron sostenidamente mientras el desempeño 
exportador se debilitó, de manera que desde 1994 la balanza comercial se volvió negativa y 
así se ha mantenido a pesar que en los años 1998 y 1999 empieza a reversar la tendencia 
(Perfetti, 2000).
A nivel mundial la mayor producción de melón se encuentra en Estados Unidos, México, 
Ecuador, Japón, Francia, Reino Unido, Holanda y Alemania.
La necesidad de mejorar la calidad de los cultivos de frutas en las regiones tropicales lleva a 
la aplicación de técnicas modernas que incluyen el cultivo de tejidos vegetales producción de 
plantas libres de patógenos lo cual abre nuevas expectativas para complementar las 
técnicas convencionales. 
El objetivo de este trabajo es estudiar el potencial morfogénico de Cucumis melo L, 
cultivariedad Cantaloupe utilizando diferentes explantes tales como meristemos, cotiledones 
y segmentos nodales y además desarrollar protocolos utilizando las técnicas de cultivo de 
1
tejidos in vitro para la obtención de plantas superiores las cuales se caracterizan por su 
uniformidad y sanidad principalmente.
La morfogénesis se caracteriza principalmente por la formación de órganos de manera 
directa o indirecta para lo cual se utilizan diferentes medios de cultivo que se suplementan 
con reguladores de crecimiento según el objetivo de la investigación. La importancia de las 
proporciones de auxinas - citoquininas determinan la respuesta morfogénica in vitro. Existen 
además factores que afectan la morfogénesis en los que se incluyen los relacionados con el 
explante edad fisiológica, ontogenia, tamaño, entre otras (Kricorian, 1991).
El mejoramiento de los cultivos ha transformado sin duda la producción agrícola en el 
mundo. Para satisfacer la necesidad de alimento en las próximas dos décadas es necesario 
encontrar métodos que permitan reducir el tiempo requerido para seleccionar y establecer 
características específicas en un cultivar, como es el caso del uso de la Biología Molecular 
Los recientes avances en la investigación y el desarrollo de las técnicas in vitro permiten la 
posibilidad de integrarlos en programas de mejoramiento (Lindsey, 1992). 
El desarrollo de sistemas in vitro en cucurbitáceas ha sido menos estudiado respecto a otras 
familias. Las publicaciones sobre regeneración (formación de plantas vía organogénesis o 
embriogénesis somática) es limitada en la familia y específicamente en la especie, sin 
embargo, existen algunos reportes de las especies Cucumis pepo L. y Cucumis sativus L.
Se considera entonces, que esta investigación es un aporte al desarrollo de la fruticultura 
para mejorar los cultivos del melón, en las diferentes regiones del país y considerar en un 
futuro la exportación e industrialización de esta fruta tan apetecida a nivel mundial.
2
2. MARCO TEÓRICO Y REVISIÓN DE LITERATURA
2.1.Generalidades
2.1.1. Origen y distribución. 
El melón Cucumis melo L. posiblemente es originario de África, aunque existen reportes 
donde se presume su origen en Asia Meridional e India. Fue introducido al Nuevo Mundo por 
los conquistadores; su cultivo comenzó en Centro América y de allí pasó a Estados Unidos y 
Brasil; actualmente se cultiva en todo el continente Americano (Jaramillo, 1983).
2.1.2. Cultivo del melón en Colombia.
Las principales zonas productoras de melón en Colombia se encuentran localizadas en los 
departamentos de Santander (municipio de Capitanejo), Valle del Cauca, (municipios de La 
Unión, Cartago, Cerrito y Bolívar) y en el Departamento del Tolima (municipios de Espinal y 
el Guamo). En la Costa Atlántica se localizan cultivos en las riberas del río Magdalena, 
(departamentos de Magdalena, Atlántico y Bolívar). También se cultiva melón en los 
departamentos del Meta, Sucre y Córdoba. (Figura 1)
3
Figura 1. Zonas Productoras de melón en Colombia
Las zonas productoras como Santander Valle del Cauca y Tolima se caracterizan por 
desarrollar un buen nivel de tecnología adoptada por medianos productores con capacidad 
empresarial y dotes de una infraestructura que les permite comercializar el producto con 
buenos beneficios económicos.
En la Costa Atlántica el melón es cultivado por pequeños productores las variedades son 
criollas o nativas, con bajos volúmenes de producción, baja calidad y escaso nivel 
tecnológico. En Capitanejo (Santander), se produce melón de excelente calidad, muy 
apetecido por el mercado nacional.
2.1.3. Botánica
 
2.1.3.1. Descripción botánica.
El melón (Cucumis melo L.) es una planta monoica anual que pertenece a la familia de las 
Cucurbitáceas, presenta dos juegos de cromosomas con siete cromosomas cada juego (2n 
= 14). Esta planta posee tallos rastreros, herbáceos, ramificados, provistos de zarcillos. Las 
hojas son anchas y por lo general tienen cinco lóbulos redondeados, bordes lisos o dentados 
con superficie pubescente, lo mismo que los tallos, los cuales pueden alcanzar una longitud 
de 3 a 4
metros (Arroyave, 1987). Las flores son de color amarillo y la planta puede presentar flores 
masculinas y femeninas por separado en el mismo tallo, flores masculinas y hermafroditas 
(andromonoica) o solo flores femeninas (ginomonóica), en algunas variedades. La 
cultivariedad Cantaloupe pertenece al grupo de las andromonóicas. Las inflorescencias son 
axilares con cáliz pubescente sobre pedúnculos cortos. Las flores masculinas aparecen 
antes que las femeninas en inflorescencias de 3 a 5 flores, generalmente en las ramas 
principales sobre los nudos del tallo, y nunca en nudos donde haya flores hermafroditas o 
femeninas. Las flores masculinas constan de 3 estambres insertados sobre el tubo de la 
corola y las anteras se proyectan sobre un corto apéndice. Las flores femeninas se 
encuentran solitarias en el extremo de los pedúnculos cortos que brotan en el primero o 
segundo nudo de las ramas secundarias y terciarias. Las flores femeninas o pistiladas se 
diferencian de las masculinas por el ovario abultado el cual se localiza bajo los pétalos 
(Mozo, 1999).
Las flores productoras son generalmente completas, es decir, tienen estambres así como 
pistilos. Tanto las flores masculinas como las femeninas abren durante el día solamente; las 
masculinas se cierran y se caen, las femeninas permanecen adheridas al tallo floral por 
4
varios días. La planta produce una nueva flor femenina en un intervalo de uno a tres días, sin 
embargo, el incremento de producción de nuevos botones florales (de uno a tres diarios) se 
presenta a medida que aumenta el tamaño de la planta.
El fruto (Figura 2:A) es una baya tipo pepónide, variable en forma, tamaño y color, 
dependiendo de la variedad. La epidermis del fruto puede ser reticulada con pulpa de color 
anaranjado, o lisa de color blanco o verdoso. Las semillas son lisas, aplanadas, de color 
amarillento o blanquecino (Figura 2:B) . El polen es pesado y pegajoso y debe ser 
transportado de una flor a otra por insectos.
 
 
2.1.4. Clasificación taxonómica. 
Reino: Vegetal
División: Tracheophyta
Subdivisión: Spermopsida
Clase: Angiospermae
Subclase: Dicotiledoneae
Orden: Cucurbitales
Familia: Cucurbitaceae 
Género: Cucumis
Especie: Cucumis melo L.
(Murcia & Suárez, 1997).
5
Figura 2: A: Fruto Figura 2: B. Semillas
2.1.5. Composición química de la parte comestible del fruto de la cultivariedad 
Cantaloupe por 100g. (Mozo, 1999)
 Tabla 1. 
 Agua 95.5 g
 Proteínas 0.6 g
 Carbohidratos 2.6 g
 Fibra 0.4 g
 Calcio 5.0 mg.
 Fósforo 14.0 mg.
 Hierro 0.30 mg.
 Tiamina 0.02 mg
 Vitamina A 400 UI
 Ácido Ascórbico 23.0 mg
 Calorías 11.0 mg
2.1.6. Desarrollo de la planta de melón.
El melón es un fruto de ciclo vegetativo corto de 60 a 120 días, siendo más precoces los 
híbridos. El periodo de desarrollo y crecimiento se divide en cuatro fases:
• Fase Vegetativa: durante los primeros 30 días de vida, la planta desarrolla sus primeras 
cuatro ramas secundarias, que sostienen al final la mayor parte de sus estructuras; esta 
fase se inicia con la floración masculina.
• Fase Vegetativa – Reproductiva: entre los 30 y 40 días aparecen más del 40% de las 
ramas secundarias, terciarias y terminales que alcanzan casi el 90% de su tamaño final 
y su máxima etapa de crecimiento. Hay formación de estructuras reproductivas, 20% de 
flores masculinas, 50% de flores femeninas y 65% de los frutos.
• Fase Reproductiva: la planta alcanza su madurez fisiológica y se suspende su 
crecimiento vegetativo. Se presenta un 100% de estructuras reproductivas formadas; el 
fruto alcanza el tamaño final, pero no su peso. Esta fase va desde los 45 hasta los 60 
días aproximadamente.
6
• Fase de Maduración: entre los 55 y 85 días la planta alcanza la mayor acumulación de 
materia seca y los frutos llegan a su peso final, los demás órganos cesan su crecimiento. 
La polinización de las flores se debe principalmente a los insectos (abejas y abejorros) 
quienes tienen una mayor actividad en horas del medio día.
La fecundación se realiza después de las 24 horas y necesita el tubo polínico para llegar al 
ovario; una vez fecundado, éste se engrosa y forma un fruto globular o pepónide. 
Normalmente, el polen de la misma planta fecunda sus propias flores pistiladas, aunque no 
hay que descartar otras posibilidades. Para conseguir un buen desarrollo del fruto es 
necesario que un numero importante de granos de polen germinen sobre el pistilo de la flor. 
Según (Zapata, 1989) las flores pueden ser fecundadas con polen de la misma flor 
(autofecundación), con polen de flores de la misma planta (autopolinización) y muy raras 
veces con polen de flores de otras plantas (polinización y fecundación cruzada).
2.1.7. Condiciones climáticas.
Para una buena producción el melón necesita climas cálidos, soleados y secos, con una 
temperatura comprendida entre 18 y 25 ° C. Requiere ambiente seco con un máximo de 75% 
de humedad relativa. No tolera largos periodos de lluvia. A mayor temperatura y menor 
humedad relativa aumenta la calidad del fruto en aroma y azúcar y además disminuye el 
ataque de enfermedades (Arroyave, 1987).
2.1.8. Suelo y pH.
La planta puede crecer en diferentes tipos de suelo pero prefiere suelos sueltos, fértiles, bien 
drenados y con buen contenido de materia orgánica. El melón es sensible a la acidez y crece 
mejor en suelos neutros o ligeramente alcalinos con pH de 6 a 7.
2.1.9. Época de siembra.
Siempre que se disponga de riego se puede sembrar el melón en cualquier época del año 
como sucede en los departamentosdel Valle del Cauca, Tolima y Santander; si las 
condiciones no son las adecuadas, como en la mayor parte de la Costa Atlántica, se puede 
sembrar durante la época de lluvia, de tal manera que la madurez y la cosecha coincidan 
con la época seca.
 
2.1.10. Fertilización.
El cultivo requiere una fertilización balanceada; las necesidades de abono son relativamente 
moderadas con relación a otros cultivos hortícolas; los momentos críticos del cultivo son los 
7
de floración y maduración del fruto, se deben satisfacer adecuadamente las necesidades 
tanto hídricas como nutricionales en estos momentos, procurando mantener el nivel de 
nutrientes.
Rua (1979) considera que el aporte de elementos nitrogenados influye directamente en el 
desarrollo de la planta y formación de todos sus órganos. El exceso puede retardar la 
floración y por consiguiente se alarga el periodo vegetativo. En cuanto al empleo del fósforo 
este favorece la fecundación y acelera el desarrollo inicial, influye tanto en la floración como 
en la maduración por lo que la dosis más elevada se debe aplicar en las primeras etapas del 
cultivo. El potasio favorece la formación de azúcares, por eso se recomienda elevar su 
aplicación durante el desarrollo del ciclo vegetativo.
2.1.11. Riego.
De esta labor depende en gran parte la calidad del fruto. Tres a cuatro días antes de la 
cosecha se debe suspender el riego para lograr que los sólidos solubles aumenten en los 
frutos. Si se suministra agua en exceso los frutos pueden resultar insípidos. El melón 
necesita de 400 a 600 litros de agua por metro cuadrado, desde la siembra hasta que los 
frutos comienzan a madurar. El déficit hídrico disminuye el número de plantas, produce caída 
de hojas, abortos de flores y frutos, la maduración es temprana y los frutos no son uniformes 
(Parson, 1986). 
2.1.12. Poda.
La poda en el melón tiene como finalidad anticipar el desarrollo de los brazos secundarios y 
terciarios para obtener mayor precocidad puesto que la mayoría de las variedades fructifican 
en estas ramas. Otras ventajas que se obtienen con la poda, es conseguir frutos mas 
gruesos, de mayor calidad y plantas con un excelente vigor (Serrano, 1979).
Aunque son muchos los sistemas de poda utilizados en el melón la más utilizada es la 
siguiente:
a. Cuando la planta tiene 4-5 hojas despuntar el tallo por encima de la segunda hoja.
b. Las ramas secundarias se podan cuando tienen 5-6 hojas, por encima de la tercera.
c. De cada axila nacen nuevas ramas que son fructíferas, estas se podan sobre la segunda 
hoja por encima del fruto, cuando este alcance el tamaño de una pequeña ciruela.
2.1.13. Cultivariedad Cantaloupe.
Arroyave (1987) menciona que el fruto de esta cultivariedad es de tamaño mediano, forma 
redondeada y peso aproximado de un kilo. La corteza es de color verde grisáceo. La pulpa 
8
presenta una coloración anaranjada, jugosa, compacta y muy aromática. Se caracteriza por 
su precocidad pudiendo madurar a los 85 días, es el más apetecido a nivel comercial en 
nuestro país. (Figura 3)
2.1.14. Enfermedades que atacan el cultivo del melón y su control.
Se conoce en la actualidad que las enfermedades causan más problemas que los insectos. 
Se destacan el mildeo velloso producida por el hongo Pseudoperonospora cubensis. Los 
síntomas que se observan son manchas amarillentas irregulares hacia el centro de la planta 
y en el haz de las hojas. Las lesiones en el envés son de color café, ligeramente púrpura en 
época de lluvias o días nublados. Las hojas pueden ser las únicas atacadas y morir; 
entonces, los frutos no se desarrollan normalmente y son insípidos. La enfermedad es 
favorecida por la alta humedad ambiental (García, 1971). Para su control se recomiendan 
tratamientos con cualquiera de los siguientes productos en polvo: Maneb®, óxidos de cobre, 
Ziram®, Nabam® además del uso de antibióticos, como el Agrimycin 500 (Arroyave, 1987).
Existe además el mildeo polvoso, que es una enfermedad causada por el hongo Erysiphe 
cichoracearum D. C, es la más común en melones, en las hojas, sobre todo en las inferiores, 
se observan manchas blanquecinas y polvorientas, que, en condiciones ambientales 
favorables, llegan a extenderse hasta cubrir la superficie de las hojas. Posteriormente, las 
manchas adquieren un tono gris claro y las plantas reducen su desarrollo, muriendo las 
hojas atacadas. Los frutos tampoco se desarrollan normalmente. Al observarse el primer 
9
Figura 3. Melón cultivariedad Cantaloupe
síntoma, se recomiendan los espolvoreos con Karathane® o Actidione®. También se 
sugieren las aspersiones con Maneb®, compuestos de cobre, Captan® o Zineb®, además 
del Agrimycin 500 (García, 1971).
Los hongos Fusarium oxysporum y Rhizoctonia sp, son los causantes de la marchitez, 
considerada como la enfermedad del suelo más común en los cultivos de melón a nivel 
mundial, la planta es atacada en todas las etapas de su desarrollo. En suelos fuertemente 
infestados y a bajas temperaturas las raíces de la planta se pudren. La planta presenta 
amarillamiento de las hojas y lesiones en el tallo (Mozo, 1999). 
Colletotrichum lagenarium Pass, es el causante de la antracnosis de las cucurbitáceas, es 
una de las enfermedades más perjudiciales. Las hojas presentan pequeñas manchas 
acuosas y amarillentas, que van ampliándose y cambiando de color, hasta tornarse café. En 
tallos y peciolos se observan lesiones alargadas y angostas, a la vez que hundidas. Cuando 
los pedicelos son atacados, pueden ser invadidos los frutos, los cuales presentan, a medida 
que avanza su desarrollo, cánceres hundidos, circulares y de color café oscuro. En época de 
lluvias, se observan en el centro de las lesiones masas gelatinosas de esporas color salmón. 
Los frutos infectados tienen sabor amargo o son insípidos y generalmente, después de un 
ataque de antracnosis, se presentan pudriciones suaves. Para su control se recomienda la 
desinfección de las semillas con mercuriales orgánicos como Semensan®, Spergon®, 
Arasan®, o aspersiones a las plantas con Zineb®, Maneb® o Nabam® (García, 1971).
También existen algunas enfermedades causadas por virus, dentro de los cuales se 
encuentran el mosaico de las cucurbitáceas Marmor cucumeris Holmes. La sintomatología 
presenta una serie de moteados verdes–amarillentos, hojas pequeñas y deformes, la planta 
en general, se observa poco desarrollada y con entrenudos cortos, la producción de los 
frutos se reduce.
 
El virus del mosaico del pepino (Cucumber Mosaic Virus - CMV), el mosaico de la patilla 
(Watermelon Mosaic Virus - WMV- 2) y el virus del mosaico del calabacín (EQMV), son 
transmitidos por áfidos. Los síntomas característicos son moteado verde claro, verde oscuro 
y deformación de las hojas principalmente las del punto de crecimiento, los frutos pueden 
presentar deformaciones. Para evitar la presencia de virosis se debe hacer un buen control 
de malezas, en especial de otras cucurbitáceas silvestres y de áfidos que sirven de 
transmisores. Eliminar plantas afectadas produce buenos resultados (Jaramillo, 1983).
10
2.1.15. Enfermedades fisiológicas.
Jaramillo (1983) resalta que las enfermedades fisiológicas pueden generar pérdidas en la 
producción de la fruta de las cuales podemos mencionar:
Caída de flores. Es normal que las primeras flores se caigan rápidamente puesto que son 
estaminadas (masculinas), cuando se presenta la caída de flores pistiladas posiblemente se 
debe a deficiencia de fósforo o ataque de pasadores como en el caso de (Diaphania sp); sin 
embargo la causa más común de caída de flores, es la ausencia de insectos polinizadores 
(abejas y abejorros).
Golpe de sol. Los frutos más expuestos a los rayos del sol son los más afectados; sobre la 
parte expuesta comienza a formarse unamancha blanca, que luego se ablanda y permite la 
entrada de patógenos que pudren el fruto. Todas las prácticas que favorezcan un buen 
follaje así como el control de enfermedades que defolien la planta, ayudan a evitar el 
problema.
 
Toxicidad. El melón como las otras cucurbitáceas es muy susceptible a productos a base de 
cloro, cobre y azufre y a excesos de otros compuestos plaguicidas o herbicidas, por lo que 
debe tenerse extremado cuidado con la aplicación de estos productos en áreas cercanas.
2.1.16. Plagas y su control.
Las plagas más frecuentes son: el perforador del tallo y del fruto. (Diaphania hyalinata) y 
(Diaphania nitidalis), siendo la larva de estos insectos la que hace daño. Se controla con 
aplicaciones de insecticidas para perforadores (Arroyave, 1987).
Nématodos: (Meloidogyne incognita) ( Kofoid y White), causan la nodulación de las raíces. 
Afidos: (Aphis gossypii) y (Myzus permicae), además del daño directo como chupadores, son 
transmisores de virus, pueden ser controlados con insecticidas.
Arroyave (1987) menciona que los ácaros (Tetranychus telarius), atacan las hojas de la 
planta, observándose en el envés de éstas, pequeños puntos rojos, difíciles de observar a 
simple vista. Las hojas afectadas presentan una coloración amarillenta y posteriormente 
toman un color marrón con un aspecto de quemado.
11
Las larvas del insecto minador de las hojas, (Liryomiza sp), al atacar la hoja deja galerías de 
color blanco. Se controla con Basudín® 60 en dosis de 1 litro por hectárea.
 
Mozo (1999) enfatiza sobre los hallazgos en los cultivos de melón del cucarroncito 
(Diabrotica sp), el adulto se alimenta de hojas tiernas y la larva de raíces. Son portadores de 
la marchitez bacterial causada por (Erwinia pkacheiphila). Se recomienda tener cuidado con 
la aplicación de productos clorados y fosforados para su control ya que pueden dañar el 
cultivo y son nocivos para la salud.
Gamallo (1986) reporta que en la zona ribereña del río Magdalena se presenta la mosquita 
blanca (Bemisia tabaci G), es un insecto similar al áfido, pero posee un polvillo blanco sobre 
las alas y el cuerpo. Se distingue de los áfidos en que todos los adultos tienen alas y que las 
ninfas, después de la primera muda, son planas. En infestaciones altas, la planta aparece de 
color blanco a causa de la multitud de insectos que la cubren; la planta sufre secamiento y 
su desarrollo se reduce con pérdidas en cantidad y calidad de los frutos.
2.2. Sistemas de propagación.
La agricultura es una práctica antigua que durante el último siglo aproximadamente y en 
particular desde que se publicaron las ideas de Darwin y de Mendel se ha convertido en una 
ciencia gracias al desarrollo de la genética y la bioquímica moderna. Durante los últimos 
treinta años los avances han proporcionado la base de nuevas técnicas que constituyen la 
biotecnología de vegetales. Este amplio término incluye los conceptos y metodologías del 
cultivo de tejidos vegetales y de su manipulación genética.
 
La importancia de mantener la sanidad vegetal en cultivos comerciales radica en la 
utilización de los sistemas in vitro, los cuales son considerados como una herramienta 
relevante para mejorar la calidad del producto. Desde entonces el cultivo de meristemos y 
los sistemas de propagación son considerados como valiosos aportes para el 
establecimiento de cultivos de interés agronómico.
2.2.1. Cultivo de meristemos: En los primeros estadios del desarrollo embrionario 
vegetal la división celular tiene lugar en todo el organismo pero a medida que el 
embrión se desarrolla y se transforma en una planta adulta la adición de nuevas 
células se restringe a ciertas partes de la misma, mientras que el resto de la planta 
se especializa en otras actividades específicas. Estos grupos de células que 
12
retienen su actividad embrionaria durante toda la vida de la planta se denominan 
meristemos (Margara, 1988).
La técnica de cultivo de meristemos es considerada como una alternativa para la obtención 
de plantas libres de patógenos y se fundamenta en el hecho de que la estructura 
meristemática carece de haces vasculares. 
Las células meristemáticas presentan una alta estabilidad citogenética debido a que la 
síntesis de ADN en la mitosis se encuentra controlada en el tiempo y en el espacio por la alta 
organización cito-histológica de estos tejidos. De esta forma la estructura del tejido se 
conserva minimizando las posibilidades de cambio (Navarro, 1987).
2.2.2. Segmentos nodales: Es otro de los sistemas utilizados en la propagación clonal, 
consiste en el aislamiento de una yema axilar junto con una porción de tallo, para obtener 
un vástago a partir de la yema. Este es el método más común de propagación vegetativa de 
las plantas. Cada una de las yemas que se encuentran en las axilas de las hojas, idénticas 
a la del ápice del tallo, pueden ser aisladas en un medio nutritivo. Cuando se obtiene un 
número suficiente de vástagos, éstos son enraizados y finalmente se realiza la transferencia 
al suelo (Pierik, 1990).
2.2.3. Morfogénesis: La morfogénesis puede definirse como la iniciación de la forma y de 
la función de los organismos vivos. El estudio de la morfogénesis vegetal tiene como 
objetivo fundamental identificar los procesos fisiológicos que conducen a la aparición de 
nuevas estructuras organizadas en el cuerpo de la planta. Existen básicamente dos rutas de 
desarrollo morfogénico: La morfogénesis directa, la cual se presenta cuando los órganos se 
originan directamente del explante en ausencia de proliferación de callo, y la indirecta en la 
que la formación de callo (masa celular sin diferenciación) es previa al desarrollo de 
estructuras organizadas (Segura, 1993).
(Ammirato, 1986) considera que la expresión en condiciones in vitro de una determinada 
respuesta morfogénica está determinada por la interacción de factores como el genotipo de 
la planta, tipo de explante y estado fisiológico además de la composición química del medio 
de cultivo y condiciones ambientales de desarrollo de los explantes. De todos los factores 
implicados, es indudable que las hormonas desempeñan un papel fundamental en el control 
de la morfogénesis. Los datos que corroboran esta afirmación surgen de algunos estudios 
de correlación entre los niveles hormonales endógenos y procesos fisiológicos específicos y 
13
experimentos sobre los efectos de las hormonas aplicadas exógenamente. No obstante, 
ambas líneas de datos están sujetas a crítica. Así los estudios de correlación no permiten 
en muchos casos distinguir entre causa y efecto. Por otra parte, los resultados de la 
aplicación exógena de hormonas no pueden interpretarse correctamente ya que aún se 
carece de información suficiente sobre su absorción, transporte, localización inter e 
intracelular y metabolismo. 
Narayanaswamy, 1977 ha descrito ciertos factores que deben ser considerados para la 
manipulación exitosa de la morfogénesis. Se incluyen factores relacionados con el explante 
su edad fisiológica, ontogénica, tamaño y el tejido u órgano del que es extraído. 
El tamaño de un explante puede sin duda alguna determinar la respuesta in vitro. Los 
explantes de un tamaño grande poseen un potencial regenerador considerablemente mayor 
con respecto a explantes pequeños. La morfogénesis puede ser afectada también por 
factores físicos tales como la luz, temperatura, consistencia del medio y pH. La luz es un 
factor crítico para la formación de yemas, según Barnes y Wilson (1986) su efecto puede 
ser debido a que se incrementa la acumulación de sustancias tales como almidones, la cual 
es necesaria para la formación de primordios de vástagos.
Estudios realizados por Leshem y colaboradores (1994) reportan que concentracionesaltas 
de agar- agar causan ambientes estresantes e inhiben la morfogénesis en algunas especies 
vegetales principalmente herbáceas, además puede causar una alteración en el pH del 
medio de cultivo e inhibir el desarrollo morfogénico de los tejidos u órganos. 
2.2.4. Embriogénesis somática: La embriogénesis somática es el proceso por el cual 
células somáticas haploides o diploides se desarrollan en plantas diferenciadas, a través de 
una serie de estados embriológicos característicos, sin fusión de gametos; los embriones 
somáticos son denominados de diferentes formas: estructuras de tipo embrionario, 
embriones vegetativos o adventicios; y al proceso de su formación se le denomina 
embriogénesis adventicia, asexual o somática (Sharp, et al, 1982, Citado en Pierik, 1990); 
estas estructuras son bipolares con un eje radical apical y no poseen conexión vascular con 
el tejido materno, su secuencia de desarrollo es similar a la de los embriones cigóticos, 
presentando los estadios globular, acorazonado y torpedo. Estos embriones tienen la 
capacidad de desarrollar y formar plantas normales (Vasil, 1991).
14
Desde el punto de vista de la propagación, la embriogénesis somática es un sistema 
eficiente, si se considera la eficiencia como el número de plantas regeneradas en 
determinado tiempo. Se han estudiado modelos como el de la zanahoria, no solamente
sobre el control de desarrollo, sino también para determinar los eventos bioquímicos que 
controlan la morfogénesis (Bespalhok, et al, 1993). 
2.3. Establecimiento de los medios de cultivo.
El desarrollo histórico de la tecnología del cultivo in vitro va ligado a los intentos por 
demostrar experimentalmente la totipotencia celular, es decir, la capacidad de las células 
para regenerar el fenotipo de la planta de la que derivan. El proceso de diferenciación celular 
no implica pérdida de material genético sino expresión diferencial de los genes. Por ello, la 
mayoría de las células vegetales pueden, en principio, considerarse totipotentes (Halperin, 
1986).
Para crecer, las células requieren una variedad de nutrientes orgánicos e inorgánicos; estos 
requerimientos se demuestran fácilmente en órganos y tejidos extirpados de plantas 
superiores e inferiores. Los nutrientes orgánicos e inorgánicos se requieren en dos niveles: 
uno macro (N, P, K, Ca, Mg y S) los cuales son indispensables para el crecimiento y 
desarrollo de las plantas; deben estar en balance y concentraciones adecuados. Y uno micro 
(Fe, Mn, Zn, B, Cu, Co, Mo) los cuales son requeridos en concentraciones menores a 0.5 
mmol / L; estos están relacionados con la síntesis de clorofila, el funcionamiento del 
cloroplasto y la actividad de los biorreguladores (Krikorian, 1991).
Generalmente, las células en crecimiento pueden fabricar sus proteínas a partir de fuentes 
adecuadas de nitrógeno y carbohidratos suministradas por el medio de cultivo; sin embargo, 
existe además una cantidad de sustancias orgánicas tales como vitaminas y hormonas 
adicionales que se requieren en cantidades mínimas y que son muy activas en el crecimiento 
(Krikorian, 1991).
La nutrición mineral in vitro envuelve el movimiento de iones existentes en el medio de 
cultivo a los tejidos u órganos en crecimiento a través de tres mecanismos básicos de 
transporte: difusión simple, flujo de masa y transporte activo.
2.3.1. Componentes del medio de cultivo.
15
Agua: Se debe prestar mucha atención a la calidad del agua, ya que constituye el 95% del 
medio nutritivo. Para los trabajos de investigación se recomienda que el agua sea destilada 
y en ocasiones bidestilada. 
Agar: Se utiliza como agente gelificante en la mayoría de los medios nutritivos con el fin de 
brindar soporte a las plantas y además formar un complejo coloidal con débil poder de 
retención iónica. Bhojwani y Razdan (1983), recomienda utilizar concentraciones entre 0.6 y 
0.8%, si se utiliza una concentración menor el medio nutritivo permanece sin gelificar, y si 
por el contrario es muy alta el medio queda muy sólido impidiendo la difusión de los 
nutrientes a los tejidos. 
El agar no es un componente esencial en el medio de cultivo, ya que células agregadas en 
suspensión pueden desarrollarse en un medio líquido suplementado con nutrientes 
orgánicos e inorgánicos y otros reguladores de crecimiento (Torres 1989). Existen diferentes 
clases de gelificantes: polímeros sintéticos, como el biogel P200, alginatos y gelrite entre 
otros. El crecimiento in vitro se puede ver afectado dependiendo del tipo de agar, ya que 
existen algunos con un mayor número de contaminantes orgánicos e inorgánicos.
Sacarosa: La sacarosa es un componente esencial en cualquier medio nutritivo y es 
utilizado como fuente de energía para el crecimiento y desarrollo del explante, debido a que 
el crecimiento tiene lugar en condiciones poco apropiadas para la fotosíntesis o incluso en 
oscuridad. Generalmente se utiliza una concentración de 1-5 % de sacarosa (un disacárido), 
ya que este azúcar se sintetiza y se transporta de forma natural por las plantas. La 
concentración de azucares depende mucho del tipo y edad del material vegetal y del 
propósito de la investigación (Pierik, 1990).
pH: Según Butenko, (1968) el pH del medio se debe ajustar usualmente entre 5.0 y 6.0. Si el 
pH es demasiado bajo el agar pierde su rigidez, y además puede precipitar algunas sales o 
retardar la absorción de iones amonio.
Potencial osmótico: El potencial osmótico de un medio nutritivo resulta de sumar los 
potenciales osmóticos del agar y del resto de sus constituyentes, es decir el potencial 
osmótico es causado por la presencia de partículas de soluto. En agua pura este potencial 
siempre es negativo o cero (Salisbury, 1994).
16
El cálculo del potencial osmótico de un medio resulta complicado, ya que influyen no sólo los 
pesos, sino además el grado de disociación de las sales que lo componen (Pierik, 1990).
2.3.2. Reguladores de crecimiento: Went y Thimann definieron a las hormonas del 
crecimiento como "sustancias que siendo producidas en una parte de un organismo son 
transferidas a otra y en ésta ocurren procesos fisiológicos específicos. En sentido estricto, 
las sustancias del crecimiento extraídas de los tejidos vegetales y las sustancias sintéticas 
con efectos reguladores no pueden ser llamadas hormonas (Bidwell, 1979). Por lo anterior, 
fue creado el término "regulador del crecimiento vegetal", que define a los compuestos 
orgánicos distintos de los nutrientes, que en pequeñas cantidades estimulan, inhiben o 
modifican de algún modo cualquier proceso fisiológico en las plantas.
En el cultivo in vitro los reguladores juegan un papel muy importante, especialmente las 
auxinas y las citoquininas. Dependiendo de la orientación del cultivo en ocasiones la 
regeneración de las plantas se efectúa solamente con el empleo de los nutrientes del 
medio.
 
Auxinas: Las auxinas participan ampliamente en la organización de los procesos vegetales, 
incluyendo la regulación del crecimiento. Tienen la capacidad de promover la división y el 
alargamiento celular, la formación de brotes, raíces, callos, dominancia apical y 
embriogénesis, entre otras (Barba, 1987).
Existen una serie de auxinas llamadas naturales que incluyen el ácido 3-indol acético (AIA) 
el cual es el más utilizado. También se utiliza ampliamente un buen número de sustancias 
que provocan un efecto fisiológico similar y que se han producido sintéticamente, entre las 
que se encuentran el ácido 3- indol butirico (AIB), ácido diclorofenoxiacético (2,4–D), ácido 
triclorofenoxiacético (2,4,5–T), ácido naftanel acético (ANA) (Bhojwani,1983).
De forma natural, las concentraciones más altas de auxinas se encuentran en los ápices de 
crecimiento; sin embargo se encuentran auxinas distribuidas ampliamente por toda la 
planta, sin duda proveniente de las regiones meristemáticas (Devlin, 1980). En general, en 
las plantas los reguladores de crecimiento se desplazan desde su lugar de síntesis con cierta 
dirección y con determinada velocidad, así pues el transporte de la auxina se realiza desde 
el ápice hacia la raíz. 
17
Citoquininas: Son hormonas cuya acción es activar la división celular, promover la 
iniciación de brotes y de yemas y retardar la senescencia de los órganos. Se trata de 
derivados de la adenina, como 6–bencil-aminopurina (BAP) y 6-bencil adenina (BA). Otras 
son 6–furfuril aminopurina (Kinetina), molécula prototipo para las citoquininas adeniles 
sintéticas y la 6-(4-hidroxi-3-metil-2-butenil) adenina (Zeatina), que es alrededor de diez 
veces más potente y generalmente es considerada como el prototipo de las citoquininas 
naturales (Sánchez, 1990). La inducción in vitro de órganos por las citoquininas está 
encaminada a la formación de yemas, las cuales son obtenidas con base en una proporción 
citoquinínica alta con respecto a las auxinas. El transporte de las citoquininas se realiza vía 
xilema principalmente, y fundamentalmente desde las raíces hacia las partes aéreas.
Giberelinas: Las giberelinas presentan una amplia actividad biológica, con un papel 
principal en el crecimiento, pues pueden producir una elongación del tallo y un crecimiento 
de los meristemos lo cual se debe a la estimulación de la división y el alargamiento celular, 
influyen además en el rompimiento de dormancia de las semillas, y en la inhibición de la 
formación de raíces y vástagos adventicios. Se transportan dentro de la planta en el xilema 
y el floema. El más utilizado es el ácido giberélico AG3, aunque este pierde el 90% de su 
actividad cuando se somete a la esterilización en el autoclave (Hudson, 1997).
Las giberelinas son transportadas rápidamente dentro de la planta; este transporte parece 
no ser direccional, pues se mueve con la misma facilidad hacia arriba y hacia abajo, este 
transporte es llevado a cabo por el xilema y por el floema.
2.4. Cultivo in vitro en cucurbitáceas: En cucurbitáceas la regeneración puede ocurrir por 
la vía de desarrollo caulogénico o embriogénico. Algunos reportes relacionados con la 
embriogénesis somática muestran que se ha estudiado con pepino, melón, sandía y 
calabaza principalmente. En 1993 Debeaujon y Branchard realizaron diferentes estudios en 
los que observaron que la embriogénesis somática en cucurbitáceas requiere de dos 
medios, uno para la inducción de células embriogénicas y otro para la maduración y 
desarrollo de las mismas. El primero contenía el medio Murashige & Skoog (1962) y niveles 
muy altos de nitrógeno en forma de nitrato de amonio el cual favorece la formación de 
embriones. El medio utilizado para la maduración contenía 2,4–D, ANA, 2,4,5–T y BAP. Se 
observó que al utilizar citoquininas en explantes de calabaza se reduce la eficiencia de la 
embriogénesis, mientras que en melón y sandía es más eficiente al combinarla con alguna 
de las auxinas anteriormente mencionadas.
18
En 1993, Raharjo y Punja regeneraron plantas de pepino de cuerno africano Cucumis 
metuliferus utilizando peciolos de 1 a 1.5 cm como explantes. Se evaluó en un medio 
Murashige & Skoog (1962) el cual contenía varias concentraciones de auxinas y citoquininas 
logrando la obtención de callo en un tiempo de cuatro a cinco semanas con todas las 
posibles combinaciones de hormonas; el único medio de cultivo que generó brotes en un 
tiempo de ocho semanas fue al que se le adicionó zeatina a una concentración de 2.0 µM . 
Colijn y su grupo de investigadores en 1994 pudieron regenerar plantas de Cucumis sativus 
L. a partir de cotiledones, la morfología de la planta se desarrollo de manera normal, 
utilizando el medio Murashige & Skoog (1962) suplementado con las vitaminas del mismo 
además de kinetina y AIA.
En 1995 Burza y Malepszy regeneraron Cucumis sativus L. a partir de protoplastos aislados 
de embriones somáticos.
Yadav, Saleh y Grumet (1996) regeneraron plantas de melón a partir de segmentos de hoja 
utilizando el medio Murashige & Skoog (1962), AIA, nitrato de plata, ABA y phytagel. El 80% 
de los explantes regeneraron con una formación aproximada de 10 a 100 brotes por 
explante.
Ogawa y su grupo de investigación en 1997 llevaron a cabo la crioconservación de cultivos 
de brotes primordios de melón usando un procedimiento lento de precongelación. Bajo estas 
optimas condiciones más del 80% de los brotes crioconservados resultaron viables y un 50 a 
un 80% regeneraron brotes después de un mes los cuales fueron utilizados para la 
regeneración de plantas.
En 1998 Dabauza y colaboradores obtuvieron la regeneración y caracterización de los 
híbridos somáticos de Cucumis melo L. cv. Cantaloupe y Cucumis anguria L. var. Longipes. 
Los protoplastos obtenidos de los cotiledones de la cv. Cantaloupe fueron electrofusionados 
con los protoplastos de la especie silvestre Cucumis anguria L. var. Longipes. La 
regeneración de los híbridos somáticos se basó en la capacidad de la cv. Cantaloupe para 
hacer crecer brotes junto con la capacidad de la especie silvestre de sintetizar clorofila.
La región ITS (Internal Transcribed Spacer) del DNA ribosomal de Cucumis anguria L. fue 
secuenciada con el fin de distinguir los productos de fusión por medio de las técnicas de 
PCR (Polimerase Chain Reaction). Con el empleo de este método todas las líneas 
organogénicas demostraron ser híbridos somáticos. El resultado de las líneas produjeron 3 
19
de los 16 brotes con sectores de ambas especies, once líneas seguían siendo verdes sin 
embargo los brotes se desarrollaron anormalmente y no produjeron raíces in vitro. Dos 
líneas híbridas regeneraron brotes normales los cuales mostraron una capacidad limitada de 
producir raíces in vitro e in vivo.
La embriogénesis somática ha sido reportada por Kim y Janick (1989) en varias 
cultivariedades de cohombro y melón. En general los explantes sembrados en medio líquido 
y sólido para la formación de callo responden a la formación de embrioides. El medio fue 
solidificado con gelrite para inducir la formación de callo embrionario en presencia de 9 µM 
de 2,4-D, posteriormente los callos fueron transferidos a un medio líquido libre de 2,4-D en el 
cual se formaron embriones únicamente en presencia de sacarosa. Punja y Nagakubo 
(1990) reporta la regeneración a partir de embriogénesis somática utilizando hojas y peciolos 
de no más de siete días de edad como explantes, el medio fue suplementado con 2,4-D/ BA.
2.5. Adaptación de plantas obtenidas in vitro a condiciones naturales: La transferencia 
de las plantas a condiciones externas es un paso crítico para la supervivencia, por lo tanto 
se requiere de mucho cuidado, este proceso incluye tres fases: aclimatación, invernadero, y 
campo.
En la fase de aclimatación los cultivos son puestos bajo condiciones controladas de luz, 
temperatura y fotoperíodo, los cuales deben ser regulados dependiendo del tipo de cultivo. 
Las plántulas que se encuentran en condiciones in vitro presentan asepsia total y alta 
humedad relativa, se recomienda eliminar el papel parafilm con el fin de reducir esta última, 
dando mayor tolerancia a la humedad exterior.
Posteriormente se lleva a cabo la fase de invernadero. Hurtado (1987) recomienda colocar 
las plántulas en un sustrato estéril con una buena retención de agua, un apropiado drenaje y 
aireación. Los sustratos a utilizar pueden variar en sus combinaciones.Antes de sembrar las 
plantas se deben lavar con suficiente agua destilada con el fin de eliminar el medio de 
cultivo, una vez sembradas se deben cubrir con bolsas de polietileno o vasos plásticos 
transparentes para conservar una alta humedad relativa, algunas veces se les suministra 
una solución nutritiva mientras que la planta pasa de ser heterótrofa a una condición 
autótrofa.
20
La fase de campo se debe realizar en días de poco sol, las plantas deben presentar más de 
tres nudos y en algunas especies se recomienda cortar las hojas más grandes para evitar la 
transpiración; una vez realizada la siembra se deben aplicar los fertilizantes para el 
adecuado desarrollo de los cultivos.
3. FORMULACIÓN DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN
3.1. Formulación del problema: ¿Cómo varía el potencial morfogénico según el explante y 
la utilización de reguladores de crecimiento? 
3.2. Justificación de la investigación: El melón ocupa un lugar importante dentro de las 
cucurbitáceas en Colombia. Representa una de las alternativas más rentables para el 
desarrollo agrícola del país debido a que es un fruto de ciclo de vida corto, tiene 
características gustativas atrayentes y su cultivo es relativamente sencillo. En Colombia, con 
el desarrollo de la industria frutícola se hace necesario desarrollar e implementar 
metodologías que permitan la obtención de plantas libres de patógenos y el empleo casi 
único de la propagación clonal para obtener un incremento acelerado del número de plantas 
genéticamente idénticas.
 
La importancia de este trabajo radica en establecer una serie de metodologías con el fin de 
estudiar el potencial morfogénico de la especie Cucumis melo L. cultivariedad Cantaloupe, a 
partir de diferentes explantes.
Básicamente las ventajas que se logran con la utilización de estos métodos se resumen en 
los siguientes puntos:
1. Obtención de plantas libres de patógenos por medio del cultivo de meristemos.
2. Posibilidad de generar la propagación clonal para el establecimiento de cultivos 
comerciales.
3. Contribución al desarrollo de tecnologías para los programas de mejoramiento genético.
Sin duda alguna estos tres puntos servirán para mejorar el cultivo del melón ya que al 
emplear plantas provenientes de meristemos se garantiza que el cultivo inicialmente no 
presentará virus y el agricultor no tendrá que centrar su atención en dicho problema que 
fácilmente puede erradicar con cualquier tipo de plantación. Sin embargo el obtener plantas 
21
a partir de meristemos no justifica que nunca podrán ser infectadas con virus o plagas; por 
tal razón el agricultor debe controlar rigurosamente los insectos especialmente los áfidos que 
son los principales transmisores de los virus. 
 La posibilidad de la propagación clonal traería ventajas sobre los cultivos convencionales, 
debido a que las plantas pueden ser genéticamente idénticas y el cultivo totalmente 
homogéneo, además el número y vigor de las plantas sería mucho mayor con respecto al 
método convencional.
Finalmente, el desarrollo de investigaciones para el mejoramiento genético está 
directamente relacionado con las técnicas de cultivo de tejidos, lo cual permite avanzar en 
tecnología y lograr la obtención de variedades seleccionadas de mejor y mayor producción.
22
4. OBJETIVOS
4.1. Objetivo general: Estudiar el potencial de regeneración de plantas de Cucumis melo L. 
cultivariedad Cantaloupe, a partir de diferentes explantes como meristemos, segmentos 
nodales, y cotiledones por medio de las técnicas de cultivo de tejidos vegetales.
4.2. Objetivos específicos: 
• Establecer una metodología de desinfección apropiada para las semillas que permita la 
obtención de un material óptimo y que no se vea afectado por los desinfectantes que se 
han de utilizar.
• Evaluar la morfogénesis de cada uno de los explantes, utilizando los reguladores de 
crecimiento.
• Enraizar las plantas obtenidas en condiciones in vitro.
• Adaptar a condiciones ambientales las plantas obtenidas en este trabajo.
23
5. HIPÓTESIS
 Ho: El potencial morfogénico no varía según el explante
 Ha: El potencial morfogénico si varía según el explante
• Desinfección:
Ho: Todos los tratamientos de desinfección son iguales
 Ha: Por lo menos uno de los tratamientos de desinfección es diferente
• Germinación – Crecimiento de las Plantas:
Parte aérea:
Ho: La concentración de vitaminas no influye en el crecimiento de la parte aérea de la 
planta
Ha: La concentración de vitaminas si influye en el crecimiento de la parte aérea de la 
planta
Longitud de la raíz:
Ho: La concentración de vitaminas no influye en el crecimiento de la raíz de la planta
Ha: La concentración de vitaminas si influye en el crecimiento de la raíz de la planta
Número de hojas:
Ho: La concentración de vitaminas no influye en el número de hojas de la planta
Ha: La concentración de vitaminas si influye en el número de hojas de la planta
• Cultivo de meristemos:
Ho: Los tratamientos tienen el mismo efecto
 Ha: Existen al menos dos tratamientos con diferentes efectos
• Cultivo de segmentos nodales:
 Ho: Los tratamientos tienen el mismo efecto
 Ha: Existen al menos dos tratamientos con diferentes efectos
• Cultivo de cotiledones:
Ho: Los tratamientos tienen el mismo efecto
 Ha: Existen al menos dos tratamientos con diferentes efectos
• Inducción de raíces:
 Ho: Los tratamientos tienen el mismo efecto
 Ha: Existen al menos dos tratamientos con diferentes efectos
• Adaptación de las plantas a condiciones ex vitro:
Ho: Las plantas se desarrollan normalmente
Ha: Las plantas no se desarrollan normalmente
24
6. MATERIALES Y METODOS
La presente investigación se realizó en el Laboratorio de Cultivo de Tejidos Vegetales del 
Departamento de Biología - Universidad Nacional de Colombia.
6.1. Diseño de la investigación. 
1. Planteamiento del problema ¿Cómo varía el potencial morfogénico según el explante y 
la utilización de reguladores de crecimiento?, para dar una respuesta se plantearon 
objetivos específicos y generales.
2. Elección de factores y niveles
Etapa de desinfección
Tabla 2. Experimento propuesto para la desinfección de las semillas
TRATAMIENTOS
ALCOHOL ETILICO 70% 
(segundos) HIPOCLORITO DE SODIO %
TIEMPO 
(minutos)
1 20 1 20
2 20 1 15
3 20 1 10
4 20 2 20
5 20 2 15
6 20 2 10
7 20 3 20
8 20 3 15
9 20 3 10
• Se utilizaron 5 réplicas por tratamiento, entendiendo por replica cada vez que se realiza 
el experimento.
• El factor de interés fueron las concentraciones de hipoclorito de sodio, las cuales 
presentaron tres niveles.
• La unidad experimental es el frasco que contiene tres semillas de melón 
25
Etapa de germinación
Tabla 3. Experimento propuesto para la germinación de las semillas 
TRATAMIENTOS VITAMINAS mg/L
1 0
2 2.5
3 5
4 10
• Se utilizaron 5 réplicas por tratamiento
• El factor de interés fueron las concentraciones de la solución vitaminas (tiamina, ácido 
nicotínico, piridoxina y un aminoácido glicina) las cuales presentaron cuatro niveles.
• La unidad experimental es el frasco que contiene tres semillas de melón
Cultivo de meristemos.
Tabla 4. Experimento para la regeneración de plantas de melón a partir del cultivo de 
meristemos
TRATAMIENTOS AIA mg/L
1 0
2 1
3 1.5
4 0.5
5 0.1
• Se utilizaron 10 réplicas por tratamiento
• El factor de interés fueron las concentraciones de AIA (ácido 3-indol acético) las cuales 
presentaron cinco niveles.
• La unidad experimental es el frasco que contiene un meristemo de melón
Cultivo de segmentos nodales
Tabla 5. Experimento 1 para la proliferación de brotes
TRATAMIENTOS BA mg/L
1 0
2 0.01
3 0.05
4 1
• Se utilizaron 6 réplicas por tratamiento
• El factor de interés fueron las concentraciones de BA (6-bencil adenina) las cuales 
presentaron cuatroniveles.
26
• La unidad experimental es el frasco que contiene un segmento nodal de melón
Tabla 6. Experimento 2 para la proliferación de brotes
TRATAMIENTOS BAP mg/L
1 0.1
2 0.15
3 0.2
• Se utilizaron 6 réplicas por tratamiento
• El factor de interés fueron las concentraciones de BAP ( 6–bencil-aminopurina)
 las cuales presentaron tres niveles.
• La unidad experimental es el frasco que contiene un segmento nodal de melón
 Cultivo de cotiledones
Tabla 7. Experimento 1 para la regeneración de plantas de melón a partir de cotiledones
TRATAMIENTOS KINETINA mg/L
1 0
2 1
3 1.5
• Se utilizaron 10 réplicas por tratamiento
• El factor de interés fueron las concentraciones de Kinetina las cuales presentaron tres 
niveles
• La unidad experimental es el frasco que contiene un cotiledón de melón
Tabla 8. Experimento 2 para la regeneración de plantas de melón a partir de cotiledones
TRATAMIENTOS BA mg/L
1 0
2 0.1
3 0.5
• Se utilizaron 10 réplicas por tratamiento
• El factor de interés fueron las concentraciones de BA (6-bencil adenina) las cuales 
presentaron tres niveles.
• La unidad experimental es el frasco que contiene un cotiledón de melón
Inducción de raíces
Tabla 9. Experimento para la inducción de raíces utilizando AIA
27
TRATAMIENTOS AIA mg/L
1 0
2 0.3
3 0.5
4 1
• Se utilizaron 6 réplicas por tratamiento
• El factor de interés fueron las concentraciones de AIA (ácido 3-indol acético) las cuales 
presentaron cuatro niveles
• La unidad experimental es el frasco que contiene un brote 
Tabla 10. Experimento para la inducción de raíces utilizando ANA
TRATAMIENTOS ANA mg/L
1 0
2 0.3
3 0.5
4 1
• Se utilizaron 6 réplicas por tratamiento
• El factor de interés fueron las concentraciones de ANA (ácido naftanel acético) las 
cuales presentaron cuatro niveles
• La unidad experimental es el frasco que contiene un brote
 Aclimatación de las plántulas
Se tomó en cuenta el número de plantas iniciales y el número de plantas finales para saber 
el porcentaje de supervivencia.
3. Selección de variables de respuesta las cuales se presentan en el numeral 6.1.2.
4. Elección del diseño experimental: el diseño experimental utilizado es el completamente 
al azar con igual numero de repeticiones por tratamiento. En este diseño los tratamientos 
son asignados aleatoriamente a todas las unidades experimentales.
5. Análisis de datos: se emplearon métodos estadísticos con el fin de que los resultados y 
conclusiones fueran objetivos, se realizó un ANOVA para analizar la variabilidad con 
respecto a los tratamientos y posteriormente se realizó una prueba de Duncan.
6.1.1. Población de estudio y muestra.
28
La población de estudio es la totalidad del fenómeno a estudiar; en este caso la población 
corresponde a un cultivo de melón localizado en Capitanejo-Santander.
La muestra corresponde a las plántulas obtenidas en la etapa de germinación de las 
semillas.
6.1.2. Variables de estudio.
Tanto las variables dependientes como las independientes se registran por separado de 
acuerdo a cada uno de los experimentos.
• Desinfección:
Variables independientes: 
a. Concentración de hipoclorito de sodio
b. Tiempo en minutos al que fueron sometidas las semillas
Variables dependientes:
a. Presencia de agentes contaminantes
• Germinación:
Variables independientes:
a. Concentraciones de vitaminas (0, 2.5, 5,10 mg/L)
Variables dependientes:
Capacidad de germinación definida como 
• Crecimiento:
Variables independientes:
a. Concentraciones de vitaminas (0, 2.5, 5,10 mg/L)
Variables dependientes:
a. Tasa de crecimiento global definida como la longitud adquirida en el día 20 / 20
b. Número de plantas con una hoja
c. Número de plantas con dos hojas 
d. Número de plantas con tres hojas
e. Número de plantas con al menos una hoja
29
total de semillas germinadas en un tiempo X * 100 % 
 Total de semillas expuestas 
• Cultivo de meristemos:
Variables independientes:
a. Concentraciones de AIA (0, 1, 1.5, 0.5, 0.1 mg/L)
Variables dependientes:
a. Porcentaje de plantas regeneradas
• Cultivo de segmentos nodales:
Variables independientes:
a. Concentraciones de BAP (0, 0.2, 0.15, 0.1 mg/L)
b. Concentraciones de BA (0,1,0.05, 0.01 mg/l)
Variables dependientes:
a. Número de brotes por segmento nodal
• Cultivo de cotiledones:
Variables independientes:
a. Concentración de Kinetina (0,1,1.5 mg/L)
b. Concentración de BA (0, 0.1,0.5 mg/L)
Variables dependientes:
a. Porcentaje de plantas regeneradas
• Inducción de raíces:
Variables independientes:
a. Concentración de AIA (0, 0.3, 0.5, 1 mg/L)
b. Concentración de ANA (0, 0.3, 0.5, 1 mg/L)
c. Hormona
Variables dependientes:
a. Presencia o ausencia de raíces
6.2. Métodos.
6.2.1. Material Vegetal: Se emplearon semillas de cuatro melones de la cultivariedad 
Cantaloupe provenientes de Capitanejo-Santander. 
6.2.2 Material de Laboratorio: Los reactivos y equipos necesarios para la ejecución del 
trabajo fueron suministrados por el Laboratorio de Cultivo de Tejidos Vegetales del 
30
Departamento de Biología Universidad Nacional, y se encuentran consignados en los anexos 
1 y 2 respectivamente.
Para el desarrollo del proyecto se realizaron las siguientes etapas:
6.2.3. Desinfección del material: Como es bien conocido el material vegetal contiene en la 
superficie numerosos microorganismos los cuales deben ser eliminados antes de la siembra, 
razón por la cual se realizó el siguiente procedimiento. En esta etapa no se utilizó un testigo 
ya que se suponía presencia segura de agentes contaminantes.
Protocolo para la desinfección de semillas de Melón
Seleccionar las semillas de la Cultivariedad
Lavar con agua y jabón líquido las semillas con el fin 
de retirar el mucílago
Dejar secar durante 24 horas utilizando papel 
absorbente
Sumergir las semillas en alcohol etílico de 70% durante 
20 segundos
Introducir las semillas en una solución de hipoclorito de 
sodio al 1% durante 10 minutos
Enjuagar las semillas tres veces con agua destilada 
estéril y secar con papel absorbente estéril
Retirar la testa de la semilla con ayuda de pinzas y 
bisturí y sembrar el embrión en el medio de cultivo
31
6.2.4. Germinación de las semillas: Para la germinación se empleó el medio basal de 
Murashige & Skoog (1962) suplementado con sacarosa 30g/L y agar–agar (Merck)® 8g/L. 
En este medio se realizó un ensayo utilizando diferentes concentraciones de vitaminas del 
medio Murashige & Skoog (tiamina, ácido nicotínico, piridoxina y glicina), se ajustó el pH a 
5.8 y se esterilizó en el autoclave a 15 libras de presión a una temperatura de 121°C durante 
20 minutos. 
Posteriormente, al tener los medios de cultivo estériles se llevó a cabo la siembra de los 
embriones cigóticos la cual consistió en retirarle la testa a cada una de las semillas con la 
ayuda de unas pinzas delgadas y un bisturí; éstos fueron desinfectados con anterioridad 
para evitar cualquier tipo de contaminación. Todos los pasos anteriores se realizaron en la 
cabina de flujo laminar en condiciones de total asepsia.
El material fue incubado a una temperatura promedio de 20°C durante el día y 16°C durante 
la noche, con un fotoperíodo de 16 horas luz y 8 horas de oscuridad y una intensidad 
lumínica de 1000 Lux.
6.2.5. Cultivo de Meristemos: Luego de la germinación se prosiguió a la disección del 
meristemo, para lo cual se utilizó un estereoscopio y agujas de insulina con el fin de no 
lastimar el tejido, se sembró el meristemo de un tamaño de 0.2-0.4 mm en el medio básico 
Murashige & Skoog (1962) diluido a la mitad suplementado con sacarosa 30g/L, agar–agar 
(Merck)® 8g/L y diferentes concentraciones de AIA (ácido 3- indolacético); el pH fue ajustado 
a 5.8 y los medios fueron esterilizados a 15 libras de presión a una temperatura de 121°C 
durante 20 minutos. 
El material fue incubado a una temperatura promedio de 20°C duranteel día y 16°C durante 
la noche, con un fotoperíodo de 16/8, intensidad lumínica 1000 Lux.
6.2.6. Cultivo de Segmentos Nodales: Para inducir la proliferación de brotes se utilizaron 
segmentos nodales del material previamente sometido a germinación. Se utilizó el medio 
básico de Murashige & Skoog (1962) diluido a la mitad suplementado con tres 
concentraciones diferentes de BAP (6-Bencil aminopurina); además, se realizó un segundo 
experimento el cual contenía el mismo medio diluido a la mitad suplementado con tres 
concentraciones de BA (Bencil adenina). En los dos ensayos el pH se ajustó a 5.8, se 
adicionó 30 g/L de sacarosa y 8 g/L de agar–agar (Merck)®. El material fue incubado a una 
32
temperatura promedio de 20°C durante el día y 16°C durante la noche, con un fotoperíodo 
de 16 horas luz y 8 horas de oscuridad y la intensidad lumínica de 3000 Lux.
6.2.7. Cultivo de Cotiledones: Con el fin de inducir la regeneración se tomaron cotiledones 
de uno, dos y tres días de edad, con un tamaño aproximado de 2 cm de largo. Los 
cotiledones fueron aislados del tallo principal con la ayuda de pinzas y bisturí, retirando con 
mucho cuidado cualquier otro tejido que pudiese quedar en la parte basal, y se sembraron 
en el medio de manera que el cotiledón tocara la parte abaxial con el medio. El medio de 
cultivo utilizado fue el propuesto por Murashige & Skoog (1962) diluido a la mitad, 
suplementado con diferentes concentraciones de Kinetina y otro con diferentes 
concentraciones de BA (bencil adenina), se suministraron 30g/L de sacarosa y 8g/L de agar-
agar (Merck)®; el pH fue ajustado a 5.8.
El material fue incubado a una temperatura promedio de 20°C durante el día y 16°C durante 
la noche, con un fotoperíodo de 16 horas luz y 8 horas de oscuridad y 3000 Lux de 
intensidad lumínica..
6.2.8. Inducción de raíces: Después de haber obtenido un desarrollo satisfactorio de los 
brotes a partir de cada uno de los explantes utilizados se evaluaron dos medios de cultivo 
para la inducción de raíces los cuales contenían el medio básico de Murashige & Skoog 
(1962) diluido a la mitad, suplementado con tres concentraciones de AIA (ácido 3- 
indolacético) y otro con tres concentraciones de ANA (ácido naftanel acético); a cada uno de 
los anteriores se les adicionó 8 g/L de agar–agar (Merck)® y 30 g/L de sacarosa; el pH se 
ajustó a 5.8. 
El material fue incubado a una temperatura promedio de 20°C durante el día y 16°C durante 
la noche, con un fotoperíodo de 16 horas luz y 8 horas de oscuridad.
6.2.9. Adaptación a condiciones ex vitro: Las plantas que presentaron un desarrollo 
radicular apropiado fueron lavadas cuidadosamente con agua destilada con el fin de retirar el 
medio nutritivo y sembradas en sustrato estéril (suelo). Durante las dos primeras semanas, 
las plantas estuvieron cubiertas con un recipiente transparente el cual fue previamente 
humedecido para conservar una humedad relativa alta hacia su entorno. En el transcurso de 
los quince días siguientes se fueron abriendo pequeños orificios a los recipientes plásticos 
para ir disminuyendo la humedad relativa, y al mismo tiempo se realizaron riegos continuos 
con agua. Después de cinco semanas de haber realizado el trasplante se retiró el vaso 
33
transparente y a las ocho semanas se calculó el porcentaje de sobre vivencia de las 
plántulas. 
Para visualizar la evolución de la formación de cutícula se realizaron cortes histológicos de 
las hojas al primer día de haber sido trasplantadas y al mes de estar en suelo.
6.3. Recolección de la información.
6.3.1. Desinfección. Los datos se registraron durante 15 días para evaluar la presencia de 
hongos o bacterias en el medio de cultivo Anexo 3.
6.3.2. Germinación. Los datos correspondientes a esta etapa se registran en el Anexo 4, 
éstos fueron tomados a los 2, 8, 16 y 20 días después de la siembra de los embriones 
cigóticos en cada uno de los tratamientos propuestos.
6.3.3. Influencia de las vitaminas sobre el crecimiento de las plantas. Para evaluar la 
incidencia de las concentraciones de vitaminas sobre el crecimiento de las plantas se 
registraron datos para los cuales se tuvo en cuenta el desarrollo de la parte aérea, la parte 
radicular y el número de hojas; las dos primeras fueron medidas con la ayuda de una regla 
de 30cm. Los datos se tomaron a los 2, 8, 16 y 20 días Anexo 5.
6.3.4. Cultivo de meristemos. Se registraron datos a los 15, 30, 45 y 60 días, la longitud de 
la parte aérea y la formación de callo fueron básicamente los criterios tenidos en cuenta para 
esta etapa de regeneración Anexo 6.
6.3.5. Cultivo de segmentos nodales. Para esta etapa se tomó en cuenta el número de 
brotes formados a partir de la yema axilar del segmento nodal en cada uno de los 
tratamientos propuestos; además de la formación de callo los datos fueron consignados a los 
20, 28 y 36 días después de la siembra Anexo 7.
6.3.6. Cultivo de cotiledones. Los datos fueron tomados en cotiledones de uno dos y tres 
días de edad y se registró la longitud del brote y presencia o ausencia de callo en tiempos de 
35, 50, 65, 73, y 81 días, en cada uno de los tratamientos Anexo 8.
34
6.3.7. Inducción de raíces. Se tomó en cuenta la hormona utilizada, y la presencia de 
raíces en tres tiempos diferentes, correspondientes a 8, 16 y 24 días en cada uno de los 
diferentes experimentos, además, se registró la formación de callo Anexo 9.
6.3.8. Aclimatación de las plántulas. Se registró el dato de supervivencia en un término de 
45 días Anexo 10.
6.4. Análisis de información.
Esta investigación es de tipo experimental ya que se manipularon una serie de variables bajo 
condiciones controladas.
El diseño experimental utilizado es el completamente al azar con igual número de 
repeticiones por tratamiento. En este diseño los tratamientos son asignados aleatoriamente a 
todas las unidades experimentales (Vera, 1987).
Yij= µ + ςi + ∈ij i = 1,2…,t
J = 1,2…rt
Donde:
Yij: variable de respuesta correspondiente al i-ésimo tratamiento y a la j-ésima repetición.
µ: media general (efecto general).
ς: efecto del i-ésimo tratamiento.
∈ij: error aleatorio, error experimental, variación debida al azar o variación de muestreo.
Considerando las siguientes suposiciones:
a. Los errores se distribuyen independientemente en forma normal con media 0 y varianza 
σ2.
b. Los tratamientos están predeterminados por el investigador (tratamientos fijos)
c. El efecto de la media general (µ) es constante.
El análisis de varianza es el método por el cual se analiza la variabilidad con respecto a los 
tratamientos. Las causas de variación son la variación entre tratamientos y la variación 
dentro del grupo que recibió el mismo tratamiento o variación atribuible al error experimental. 
Lo anterior se resume en la siguiente tabla:
35
Tabla 11. Análisis de varianza del diseño completamente al azar con igual número de 
repeticiones. 
Fuente de variación Grados de libertad Suma de cuadrados Cuadrado medio F Calculada
Tratamientos
Error Diferencia
Total
En donde:
t = Número de tratamientos.
r = Número de repeticiones.
SCT = Suma de cuadrados de tratamientos.
SCE = Suma de Cuadrados del error.
CMT = Cuadrado medio de los tratamientos.
CME = Cuadrado medio del error.
Diferencia = 
 
Por medio de las tablas de análisis de varianza se obtiene una F calculada (Fc) que después 
es comparada con una F de tablas, considerando los grados de libertad del error y de los 
tratamientos y un nivel de significancia; cuando la Fc es > que la F de las tablas se rechaza 
la hipótesis nula (Ho), si la F calculada es < o igual a la F de la tabla no se rechaza Ho. 
Si la hipótesis nula es rechazada, será insuficiente la conclusión alternativa de la Ha en la 
que todas