Manual toxi

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UNIVERSIDAD VERACRUZANA 
 
FACULTAD DE BIOANALISIS 
 
 Manual de laboratorio Toxicología 
 
 
 
 
 
 
 
 
Autores 
Santiago Roque Isela. 
García Acosta Yaneth 
López Meraz María Leonor 
 
 
 
 
 
 
Xalapa, Ver. Agoto 2022 
2 
 
ÍNDICE 
 
Contenido 
Introducción ........................................................................................................ 3 
Reglamento para el laboratorio de toxicología ................................................... 4 
Practica # 1. Manejo de animales en el laboratorio de toxicología .................... 6 
Practica # 2. Toma de muestras biológicas ...................................................... 15 
Practica # 3. Vías de administración ................................................................ 21 
Practica # 4. Sinergismo ................................................................................... 26 
Practica # 5. Validar un método para la determinación de ácido acetil--salicílico en 
orina ..................................................................................................................... 31 
Practica # 6. Determinación de etanol en orina y suero ................................... 34 
Práctica # 7. Determinación del efecto convulsivante del pentilentetrazol....... 38 
Práctica # 8. Determinación de acetaminofén en una preparación farmacéutica
 .......................................................................................................................... 41 
Práctica # 9. Teratogénesis .............................................................................. 44 
Practica 10 Monitoreo de fármacos………………………………………………..46 
Anexo 1. Manejo de RPBI ................................................................................. 50 
Anexo 2. Manejo de residuos químicos ............................................................ 53
3 
 
Introducción 
 
En esta guía se proporcionan procedimientos, material y técnicas específicas para 
el desarrollo de las actividades en el laboratorio y que a su vez que apoyen a la 
consecución de la competencia establecida en el programa de la experiencia 
educativa de Toxicología, que se ubica en la estructura curricular de la licenciatura 
de Química Clínica. 
Cada práctica contiene un sustento teórico, el cual permite tener un 
acercamiento al saber teórico y relacionarlo con el procedimiento a realizar en la 
práctica, a fin de obtener un resultado satisfactorio que complemente el aprendizaje. 
Por su parte las prácticas, están fundamentadas en una revisión de artículos o 
procedimientos permitidos según la normatividad para el uso de animales de 
laboratorio y los saberes establecidos en el programa de la experiencia de 
Toxicología. De tal forma que el estudiante se aproxima al proceso tóxico estudiado 
en las clases teóricas. 
Cabe señalar que en la mayoría de estas prácticas se hace uso de animales 
de laboratorio, por ser un modelo experimental de fácil manipulación con un costo 
relativamente bajo, y que permiten demostrar los principios fundamentales de la 
Toxicología. 
Por otra parte, existe un apartado en cada práctica que retroalimenta estos 
procedimientos con preguntas que orienten a indagar información sobre el tema 
relacionado con la práctica. 
4 
 
Reglamento para el laboratorio de toxicología 
 
Los C.C. catedráticos deberán: 
a) Respetar sus horarios de entrada y salida. 
b) Permanecer dentro del laboratorio mientras haya alumnos trabajando. 
c) Solicitar con anticipación su material de trabajo, por escrito en las hojas 
especiales que para ello existen, con un mínimo de tiempo de 48 horas 
hábiles. Las hojas de pedido se les proporcionaran en los laboratorios. El 
profesor puede entregar al laboratorio su manual de prácticas con todos los 
requerimientos por equipo, y calendarizar sus prácticas de todo el semestre 
escolar. En tal caso, no es necesario solicitar su material y reactivos en cada 
práctica. 
d) Enseñar oportunamente a los alumnos el manejo y cuidado del material, 
reactivos y equipo que utilicen dentro de la práctica. 
e) Instruir a los alumnos como desechar los residuos químicos generados en la 
práctica. 
f) Informar debidamente a los alumnos sobre el manejo de residuos peligrosos 
biológico infecciosos en las prácticas que lo requieran. 
g) Supervisar a los alumnos en el manejo del equipo académico. 
h) Responsabilizarse del uso y consumo del material solicitado, devolviendo al 
laboratorio el material no utilizado. 
i) Solamente permitir la asistencia a laboratorio a los alumnos que aparezcan 
en las listas oficiales. 
j) No permitir la entrada a personas ajenas al grupo. 
k) Apoyar a los laboratorios en la recuperación del material roto por los alumnos. 
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Los alumnos: 
a) Únicamente quienes estén regularizados y aparezcan en las listas oficiales, 
ejercerán el derecho a realizar las prácticas de laboratorio. 
b) Deberán solicitar el material y el equipo mediante un vale debidamente 
requisitado, con especificaciones de cada pieza al laboratorio donde se 
realizará la práctica. El alumno que reciba el material entregará su credencial 
vigente. (que lo acredita como alumno de la facultad) revisando con cuidado 
el material en presencia del laboratorista que lo atiende, y se hará 
responsable del mismo. En caso de ruptura o pérdida del material, se 
conservará en los laboratorios su credencial hasta que el material sea 
repuesto. 
c) Solicitaran el préstamo de equipo académico mediante vale y una credencial 
vigente por aparato. Esto incluye a los microscopios. 
d) Se obligan a entregar limpio el material al término de la práctica. 
e) Dejaran limpias las mesas de laboratorio. No deberán dejar ni tirar basura. 
f) Depositaran los desechos químicos generados en el recipiente que 
corresponda, según instrucciones del maestro. 
g) Deben conservar las tarjas de los laboratorios libres de toda basura 
(algodones, papeles o desechos de cualquier clase.) 
h) Separaran y/o trataran adecuadamente los residuos biológicos infecciosos 
para ser depositados ya sea en bolsas o en contenedores rígidos según sea 
el caso. 
i) Al finalizar la práctica depositaran en una bolsa amarilla los animales que 
sacrifiquen los tejidos u órganos de animales que utilicen. Además, los 
llevaran al bioterio en donde serán colocados en refrigerador especial para 
residuos peligrosos biológico infecciosos. La bolsa amarilla será 
proporcionada por el responsable del laboratorio. 
j) Queda prohibido sentarse en las mesas de trabajo. 
k) 
Reglamento del departamento de laboratorios de enseñanza de la unidad de 
ciencias de la salud. Campus Xalapa. 
6 
 
Manual del laboratorio de toxicología 
 
Práctica # 1. Manejo de animales en el laboratorio de toxicología. 
 
Sustento teórico 
Los animales de experimentación en el laboratorio de toxicología son de crucial 
importancia, ya que ellos nos permiten evaluar efectos tóxicos causados por los 
diferentes tipos de fármacos y sustancias. Dentro de los modelos de laboratorio 
utilizados se encuentran peces, moluscos, roedores, entre otros. Estos últimos han 
sido utilizados en investigaciones desde el siglo XlX y hasta la fecha los más 
usuales son ratas, ratones, hámster, cobayo, conejo, perros y gatos. (Guerrero, 
1996; Cardoso y Mrat 2008; Zúñiga et al. 2001). Sin embargo, se ha tratado de 
disminuir el uso de animales de experimentación como respuesta a lineamientos 
internacionales publicados por la organización de cooperación económica y 
desarrollo OECD, en donde recomiendan reemplazarlos por métodos alternativos 
como los cultivos celulares in vitro, algas, peces, entre otros. (Bossotto, 2009; 
Cardoso y Mrat, A. 2008). No obstante, estos métodos alternativos presentan 
limitaciones y los resultados que ofrecen tienen aplicaciones restringidas, pero son 
útiles como estudios previos a realizados en roedores. 
Por otro lado, se considera que losroedores son utilizados en los laboratorios 
de investigación o de docencia por la facilidad para el cuidado, aunando a que son 
dóciles para estudios experimentales, tienen un bajo costo, una reproducción 
elevada y un tiempo de vida relativamente corto si lo comparamos con el humano 
(1 años vs 70 años), así como su amplio rango de variabilidad genética y una pureza 
en su raza que ha permitido el avance en varias áreas médicas (Zúñiga et al. 2001). 
Si bien es cierto los beneficios que aportan el uso de estos animales, es necesario 
contemplar aspectos para su cuidado, en México existe normatividad al respecto y 
se encuentra en la NOM-062-ZOO-1999. Esta norma aplica a los bioterios, y 
considera la implementación de programas sanitarios para la prevención de 
enfermedades en los que incluyen la limpieza del lugar, material de alojamiento y la 
7 
 
alimentación, con la finalidad asegurar el bienestar del animal, satisfacer las 
necesidades de la investigación y reducir o eliminar las variables experimentales. 
Existen una amplia variedad de especies de roedores; sin embargo, solos 
unas cuantas se encuentran en el área de reproducción del bioterio y del laboratorio 
de Neurotoxicología de esta unidad académica. A continuación, se presentan estas 
especies. 
Ratones adultos Balb/C Ratones adultos CD1 Rata adulta Wistar 
Ratón joven1 y adulto2 CD38 
 
Figura 1. Fotografías de ratas y ratones criados en el bioterio de la facultad 
deBioanálisis (García Acosta 2009; Santiago Roque 2015). 
 
Estos roedores pertenecen taxonómicamente a una clase, a un suborden, a 
un género y a variedades como se describe en las siguientes tablas: 
Tabla 1. Clasificación taxonómica de la rata. 
Clase Mammalia Orden Rodentia 
Suborden Miomorfa Familia: Muridae 
Género Mus Especie Norvergicus 
 
Muñoz,2001; Meyers, 2000; Zúñiga et al., 2001. 
 
 
8 
 
Tabla 2. Características de las ratas. 
Variedad Característica Susceptibilidad 
-resistencia 
Uso 
Sprague- albina, cabeza Resistente a 
enfermedades 
respiratorias. 
Estudios de inmunología, 
parasitología, microbiología, 
otología, inducción de 
enfermedades infecciosas, 
nutrición, biología molecular, 
neurología, genética, 
reproducción, oncología, 
quimioterapias, toxicología, 
farmacología, fisiología, 
pruebas de toxicidad, control 
de calidad, estudios de 
metabolismo, la acción de 
vitaminas y hormonas 
Dawley fina y cola larga 
Wistar albina, cabeza Resistente a 
 ancha, cola más ciertas 
 corta que su enfermedades 
 cuerpo, de orejas respiratorias 
 largas 
Long Evans Más pequeña que Más resistente 
o rata 
“capuchona”. 
las albinas, es de 
pelo oscuro o 
negro en algunas 
que las albinas a 
enfermedades 
respiratorias y a 
 partes de la epidemias. 
 cabeza y del 
 tronco dorsal, ojos 
 pigmentados. 
Ochoa, 2008; Guerrero, 1996; Hidalgo, 2007; Cardoso y Mrat, 2008; Zúñiga et 
al., 2001. 
 
Tabla 3. Clasificación taxonómica del ratón 
Reino Animalia Orden Rodentia 
Phyllum Chordata Suborden Miomorfa 
Subphylum Craniata Familia Muridae 
Clase Mamalia Género Mus 
Subclase Theria Especie Musculus 
Infraclase Eutheria 
Muñoz, 2001; Myers, 2000; Zúñiga et al., 2001. 
9 
 
Tabla 4. Características de los ratones. 
Variedad Característica Uso 
NMRI Color: albino 
 
Estudios de inmunología, 
otología, nutrición, 
gnotobiología, biología 
molecular, neurología, 
genética, reproducción, 
oncología, toxicología, 
farmacología, fisiología, 
parasitología, microbiología, 
producción de biológicos, 
pruebas de toxicidad; control 
de calidad, transparentación 
de tejidos, embriología, 
estudios del cáncer, virología, 
enfermedades infecciosas, 
diagnóstico de enfermedades 
infecciosas, diagnóstico de 
enfermedades como la rabia 
y control de calidad de 
productos biológicos y 
farmacéuticos, lesiones de la 
medula espinal, parálisis. 
 
Excelente capacidad 
reproductiva, promedios de 
crías/camada = 9 Peso al nacer 
= 1.67g 
Peso al destete = 9.9g(H) y 11.88g (M) 
Peso a las 5 semanas = 24.08g (H) y 
25.32g (M) 
Baja incidencia de tumores mamarios 
hasta las 52 semanas 
Balb/C 
Color: Albino 
Período de vida 789 días las hembras y 
841 días los machos 
Crías destetadas/camada = 6. 
Peso al nacer: 1.6g 
Peso al destete 10.3g (H) y 10.2g (M) 
Peso a las 5 semanas: 15.21g (H) y 
16.27g (M). 
C57Bl/6 
Color: Negro 
Período de vida 789 días las hembras y 
841 días los machos 
Crías destetadas/camada = 5. 
Peso al destete 7.8g (H) y 7.2g 
(M) 
Peso a las 5 semanas: 14.3g (H) y 
16.1g (M). 
CD1 
Color: Albino 
Período de vida 789 días las hembras y 
841 días los machos 
Crías destetadas/camada = 6. 
 Ochoa, 2008; Guerrero, 1996; Hidalgo, 2007; Cardoso y Mrat, 2008. 
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Objetivo: 
Que el estudiante conozca las técnicas para el manejo de roedores utilizados en el 
laboratorio a fin de facilitar su manipulación dentro de este. 
 
Descripción de la práctica 
El manejo de animales se refiere al control que el alumno ejerce sobre el roedor ya 
que esto le permite una correcta manipulación del animal para minimizar el estrés 
ocasionado al roedor y a su vez el alumno adquiere agilidad y rapidez necesaria 
para el desarrollo de esta práctica, promoviendo con ello el respeto por un 
organismo vivo. 
Con esta propuesta los estudiantes pondrán en práctica las técnicas de 
sujeción y transporte de ratas y ratón aquí descritas. Para esto contarán con 
animales proporcionados por el bioterio y con la guía del profesor de la experiencia 
educativa. 
 
Técnica de manipulación de roedores 
Este es un punto crucial para la administración de diferentes sustancias con la 
finalidad de observar algún efecto farmacológico o tóxico por lo que a continuación 
se describe dicho procedimiento. 
1. Traer con 15 minutos de anticipación los roedores del bioterio. El traslado debe 
hacerse en la jaula en donde se alojan los animales. 
2. Limpiar mesa de trabajo. 
3. Solicitan el material a utilizar en el laboratorio. 
4. Observar la forma de sujeción del roedor. 
5. Una vez inmovilizado el roedor otro compañero marcara el roedor rata y ratón 
para no confundirlos, esto se puede hacer con un marcador de tinta indeleble 
11 
 
poniendo una línea en la base de cola. Una línea delgada equivale a una unidad y 
una gruesa a cinco unidades. 
6. Para trasladar al roedor de la jaula a la balanza, se puede sujetar de la parte 
proximal de la cola (base) solo por periodos cortos, depositar con mucho cuidado al 
roedor en la balanza. 
7. Posteriormente se pesa registrando los datos en la siguiente tabla: 
 
Hoja de control 
Clave Talla Edad Género Especie Peso Observaciones 
 
 
 
 
8. En el caso de que se sujete al animal para un proceso de administración de una 
sustancia, se trasladara a la mesa hasta una superficie rugosa contra la que pueda 
ejercer resistencia, luego se le toma por la piel de la base del cuello con los dedos 
índice y anular, se le da la vuelta y se sujeta de la cola entre el dedo meñique y la 
palma de la mano o entre el cuarto y quinto dedo, en ningún caso se le debe de 
agarrar por la punta de la cola ya que podría arrancársele la piel de dicho apéndice. 
 
9. Cuando la práctica requiera recolectar heces u orina, es recomendable ocupar 
cajas metabólicas, las cuales colectan tanto orina como heces fecales. La colección 
de heces sin contaminarlas se puede hacer usando una copa anal, la cual resulta 
más efectiva en los machos por la separación de ano genital, ya que la distancia es 
dos veces mayor que en la hembra. 
 
10. Cuando haya concluido la práctica, debe limpiarse perfectamente con agua y 
jabón el lugar de trabajo, ya que los roedores por lo general miccionan y defecan 
como respuesta al estrés originado por la manipulación. 
 
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Recomendaciones para el manejo de roedores 
 En caso de que la practica requiera intoxicación aguda, es aconsejableno 
manipular la rata hasta que el equipo o material que vaya a utilizarse este listo. Esto 
es con el fin de evitar que el animal entre en estrés por un continuo manejo y pueda 
morder al manipulador, las ratas no suelen ser agresivas si se les maneja con 
cuidado en caso de que el animal vaya a ser utilizado en una experimentación 
prolongada se recomienda manipularlo diariamente para que sea un poco más 
dócil y se acostumbre al manejo, siempre y cuando el diseño experimental lo 
permita. (Zúñiga et al., 2001; Guerrero, 1996). 
 La voz alta, los ruidos extraños o ademanes bruscos, pueden provocar el 
ataque por mordedura de rata. Por eso debe evitarse (Zúñiga et al. 2001). 
 El estrés causado a los animales por el transporte afectara adversamente la 
fisiología y el estado inmunológico del animal. Una vez que el roedor ha llegado a 
su destino, si se pretende usar inmediatamente para trabajo de experimentación se 
recomienda dejar reposar al animal mínimo 48 horas. Después de su llegada. 
Permitiendo con esto que logre estabilizar sus respuestas inmunes (Guerrero, 
1996). 
En conclusión, los roedores son fácilmente manejados si se hace 
correctamente. Todo método de sujeción o inmovilización debe permitir la libre 
respiración y circulación normal del aire o sangre (Guerrero, 1996; Zúñiga et al., 
2001). 
 
Material 
 Guantes 
 Plumón con tinta indeleble 
 Franela 
 Balanza con canasta de pesado para roedores. 
 Solución para limpiar mesas 
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Material biológico 
 Una rata de laboratorio por alumno 
 
Autoevaluación 
1. ¿A qué se refiere el término knockout? 
2. ¿Qué aspectos de la NOM-062-ZOO-1999 se aplican en el Bioterio? 
3. Cuáles son las practicas utilizadas en el bioterio de la facultad que garantizan el 
bienestar animal? 
 
Nota: 
El reporte de la práctica contendrá: 
Portada (datos de la universidad, facultad, Experiencia educativa, nombre y número de 
la práctica, nombre del estudiante). 
Resultados: Describirá los resultados obtenidos. 
Discusión: En este aparatado explicara argumentativamente sus resultados, 
comparando con lo encontrado en la literatura, cuando haga uso de información de otros 
autores deberá citarlos en formato VANCUVER. Las referencias utilizadas serán de al 
menos 3 revistas (3 años de antigüedad) y 1 libro. 
Referencias: El número mínimo de referencias serán de 4, con la vigencia antes 
señalada. 
Y las respuestas para la retrolaimentación 
 
 
Desechos de RQ y RPBI 
No aplica 
 
 
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Referencias 
1. Guerrero, A. O. (1996). Manual para el manejo de animales de laboratorio. 
Universidad Juárez Autónoma de Tabasco División Académica de Ciencias 
Biológicas. Villa Hermosa Tabasco, México: Compañía Editorial Impresora y 
Distribuidora S.A. México. 
2. Aluja, A. S. (2002). Animales de laboratorio y la Norma Oficial Mexicana 
(NOM-062-ZOO-1999). Gaceta Medica de México; 138 (3): 295-298 
3. Ochoa, H.Z(2008).Http://www.ucla.edu.ve/dveterin/bioterio/animales.htm. 
Recuperado el 22 de 09 de 2009. 
4. Myers, P. (2000). Animal Diversity Web. recuperado el 3 de octubre de 2009, 
del sitio web del departamento de museo de zoología de la universidad de 
Michigan:http://animaldiversity.ummz.umich.edu/site/accounts/information/Rod 
entia.html. 
5. Zúñiga, J. M., Tur, J. A., Milocco, S. M., Piñeiro, G. R. (2001) Ciencia y 
tecnología en protección y experimentación animal. Madrid: Mc Graw – Hill 
Interamericana. 
6. Bossotto, A. P. (2009, septiembre). Simposio multilateral entre autoridades 
de monitoreo, autoridades regulatorias y laboratorios de ensayo sobre la 
implementación de los principios de la OECD de Buenas Prácticas de Laboratorio. 
Ponencia presentada en el Meeting patrocinado por la OECD, Villa Tuscolana, 
Roma, Italia. 
7. Cardoso, C. & Mrat, A. (2008). Ética en investigación con animales: Una 
actitud respetuosa del investigador con rigor y calidad científica. Revista 
latinoamericana de bioética. 8, (2), 46 – 49. 
 
 
 
 
 
http://www.ucla.edu.ve/dveterin/bioterio/animales.htm
http://animaldiversity.ummz.umich.edu/site/accounts/information/Rod
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Manual del laboratorio de toxicología 
Práctica # 2. Toma de muestras biológicas 
 
Sustento teórico 
El uso de modelos de animales para prácticas escolares cuando no se tiene alcance 
a muestras de individuos intoxicados es muy valioso, debido a que los estudiantes 
pueden habilitarse en el desarrollo de un método analítico. Sin embargo, esta 
práctica tiene una aplicación de mayor trascendencia debido a que se podría omitir 
la toma de muestras y la manipulación del roedor, pero lejos de abandonar esta 
práctica es ahora una necesidad en nuestro medio, debido a que los estudiantes de 
la disciplina de bioquímica clínica cada vez más se inmiscuyen al área de 
investigación biomédica en donde el uso de modelos animales de laboratorio se 
vuelve una práctica común. Por tanto, generar competencias de este tipo en los 
estudiantes se hace necesario para que los estudiantes adquieran las destrezas 
para identificar los sitios anatómicos ideales para la obtención de fluidos biológicos 
comúnmente analizados. Para este fin, se tomarán en cuenta aspectos éticos y 
normativos para realizar las actividades que se planean en esta práctica, así como 
la disminución en la medida de lo posible de roedores. El refinamiento es esencial 
en las prácticas de esta experiencia educativa, por lo que la analgesia y anestesia 
es un elemento necesario a cubrir, la administración de fluidos y sustancias y en su 
caso, la eutanasia, utilizando procedimientos y métodos confiables, que no 
produzcan pánico en el animal y seguro para el personal involucrado. 
 La finalidad de usar anestésicos es para generar un estado de inconsciencia 
en los roedores, pero no se evita el dolor por eso se recomienda la combinación con 
un analgésico, y así evitar el sufrimiento de los mismos. Estos fármacos varían de 
acuerdo los distintos grupos. Una práctica común es el uso del pentobarbital sódico; 
no obstante, solo se logra la sedación por lo que se recomienda el uso de la 
combinación de ketamina-xilacina para lograr un estado de inconsciencia y 
analgesia o el uso de otros medicamentos recomendados por Asociación médica 
veterinaria americana, los cuales se enlistan a continuación: 
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Tabla 5. Dosis y vís de administración de algunos anestésicos empleados en roedores 
 
Taxon 
Barbitúrico 
 
Ketamina 
 
Uretano 
 
Exobarbital 
 
Thiamynal 
Pentrobarbital 
sodico 
Thopental 
(pentotal) 
Rata 
25 * IV 
40--‐50 * IP 
20 * IV 
40 * IP 
22--‐44 * 
IM 
0.75 * 
IP 
200 * IP 
40--‐70 * IV 
SOL AL 1 
% 
Ratón 
35 * IV 
40--‐ 50 * IP 
25 * IV 
50 * IP 
22--‐44 * 
IM 
N/A 200 * IP N/A 
N/A No aplica 
 
Objetivo 
Que el estudiante conozca las técnicas y sitios anatómicos mayormente utilizados 
para la obtención de muestras biológicas de calidad en ratas Wistar con apego a 
la normatividad vigente que aplique. 
 
 
Vena situada en la cola Cortando la punta de la cola punción cardiaca* 
 Seno retro-orbital 
Figura 2. Toma de muestra sanguínea. *Esta se utilizará cuando sea la última de las 
actividades en el experimento o la práctica, nunca dejar que el roedor después de una 
punción cardiaca se recupere. 
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Figura 3. Colecta de orina en caja metabólica. 
 
 
Figura 4. Toma de muestra de exudado vaginal para estudio citológico. 
 
Técnicas para la obtención de muestras 
Previa a la obtención de la muestra se deberá analizar el anestésico y analgésico 
que sea conveniente, tomando en cuenta el dolor que puede provocar la 
manipulación al roedor así como las alteraciones que puede del método analítico a 
utilizar. 
 
Obtención de muestras sanguíneas 
1. Realice la elección del anestésico y el analgésico que utilizara. 
2. Determine la cantidad que administrará de los fármacos elegidos 
3. Cargue las jeringas según su cálculo y pida que le supervisenla cantidad que 
tiene su jeringa antes de administrarla. 
4. Prepare todo el material a utilizar, jeringas, antisépticos, tubos de recolección. 
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Venas laterales de la cola 
1. Identifique las venas laterales, se localizan a ambos lados de la línea central 
de la cola y muy superficialmente de manera que la punción debe hacerse 
prácticamente paralela a la superficie. Se puede apoyar con una vasodilatación 
por inmersión de la cola en agua caliente (Temperatura no superior a 43ºC) o 
utilización de agentes vasodilatadores (como Xilacina o Acepromacina). 
2. Si aparece sangre al aspirar, la colocación de la aguja será la adecuada. De 
todas formas, es fácil comprobar que hemos accedido a la vena ya que, si la aguja 
ha sido alojada en el lumen de la vena, no se apreciará resistencia al presionar el 
émbolo de la jeringa de modo que la muestra fluirá sin dificultad en el torrente 
sanguíneo. Aspirar lentamente hasta obtener un volumen de 0.5 ml como 
máximo. 
3. Una vez inoculada la muestra retirar la aguja y presionar la zona de inyección 
con un algodón para detener la hemorragia. 
 
Vena submandibular de sangre 
1. Para este caso, inicie desde el paso 1 al 4. Aquí requiere una lanceta 
2. Identifique la vena submandibular, sujete al roedor de manera tal que pueda 
exponer el área donde picara. 
3. Realice la punción y colecte tanta muestra como sea necesaria. Esta toma 
requiere tiempo por que el muestreo se hace por goteo. 
 
Figura 5. Vena submandibular (panel izquierdo), punción (panel medio) y colecta de 
muestra sanguínea (panel derecho). 
 
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Seno Retro-orbital 
1. Para este caso, inicie desde el paso 1 al 4. 
2. Identifique el área orbital del roedor, sujete al roedor de manera tal que pueda 
exponer el área donde picara. 
3. Realice la inserción de un capilar que contenga anticoagulante si requiere 
sangre completa. 
 
Figura 6. Sitio de toma de muestra del seno retro-orbital del roedor 
(panel izquierdo) y recolección de sangre de esta zona (panel derecho). 
 
 
Recomendaciones 
1. Esperar las instrucciones del profesor para la administración del fármaco y 
realizarlo bajo supervisión. 
2. Calcular la cantidad a administrar según la dosis que se indique la cual debe 
ser revisada por el profesor, así como la cantidad que carga en su jeringa. 
 
Material 
 Vaso de precipitado de 500 ml 
 Parrilla de calentamiento 
 Contenedor de RPBI 
 Jeringas de insulina de 1ml 
 Torundas de alcohol 
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 Balanza granataria con canasta para pesar animales 
 Lanceta 
 Capilar 
 
Material biológico 
 Ratas Wistar adultas con un peso mayor a 300 g 
 Ratones Balb/C o CD1 adultos 
 
Reactivos o fármacos: 
 Ketamina 
 Xilacina 
 Sol de hipoclorito de Na al 2% 
Evaluación 
1. ¿Cuáles son los parámetros que incluyen el perfil de lípidos, examen general de 
orina, glucosa sanguínea, citología acorde al ciclo hormonal de los roedores? 
2. ¿Qué criterios aplican para considerar a una muestra de calidad analítica? 
 
Desechos de RPBI y RQ: 
1.- Los residuos químicos generados en el proceso de tinción deberán ser depositados 
en un recipiente destinado para ello, solicitarlo al auxiliar del laboratorio 
2.- La orina obtenida de los roedores, deberá desactivarse con cloro: Por ejemplo: 200 
ml de orina + 200 ml de solución de hipoclorito de sodio al 2%. 
3.- Los portaobjetos con tinción serán desechados en el contendor de material 
punzocortante. 
 
 
 
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Manual del laboratorio de toxicología 
 
Práctica # 3. Vías de administración 
Sustento teórico 
A diferencia de la farmacología en el área de la toxicología no es aplicable el término 
de vías de administración sino más bien vías de exposición. Sin embargo, cuando 
se requiere experimentalmente exponer a un organismo a tóxicos como en el caso 
de los roedores, es aplicable el término de vías de administración. Así, para que 
una sustancia toxica química genere efectos indeseables en un sistema, es 
necesario que dicha sustancia o sus metabolitos estén en el organismo y alcancen 
concentraciones suficientes para llegar al órgano diana. Para ello, se requiere del 
uso de vías de administración, las cuales se dividen en enteral y parenteral (Armijo, 
2003; Watkins, 2005; Winters, 1993). Las principales características de las vías de 
administración se mencionan en la siguiente tabla. 
 
Tabla 6. Características de las vías de administración. 
Vía de 
administraci
ón 
Ubicación 
anatómica 
Ventajas Desventajas 
Enteral 
Oral De la boca al 
ano. 
Segura, económica y 
de rápida absorción. 
Es la más utilizada 
de todas las vías 
entérales, y es la de 
elección para el 
tratamiento 
ambulatorio. 
La respuesta es variable, 
depende del estado 
funcional del tracto 
gastrointestinal, el pH, la 
ingestión de alimentos 
principalmente. 
Sublingual Bajo la lengua. Esta vía se usa 
cuando se desea 
una acción rápida 
Requiere que el animal 
de experimentación 
este consciente. 
No debe beber agua ni 
tragar saliva en exceso 
hasta que el comprimido 
desaparezca. 
Rectal En el ano. Es de acción más 
rápida que la vía oral 
La absorción suele ser 
errática. 
 
22 
 
Parenteral 
Intravenosa Es inyectada 
directamente 
en una vena. 
Es muy rápida, útil en 
emergencias. Permite 
administrar gran 
volumen líquido y 
titular dosis. 
Mayor riesgo de 
efectos adversos. 
Dolorosa. 
Poco adecuada para 
administrar soluciones 
oleosas 
Intramuscular Se inyecta en 
el tejido 
muscular. 
Permite administrar 
volúmenes 
moderados, así 
como sustancias 
oleosas 
Es dolorosa, la absorción 
tarda un poco, por lo que 
se pueden formar 
depósitos de las drogas 
administradas y se liberan 
lentamente en la sangre. 
Intradérmica Se inyecta 
en la dermis. 
Se usa más para 
fines diagnósticos 
que terapéuticos. 
El volumen a administrar 
debe ser muy pequeño, 
hasta 0.1ml y la 
absorción es lenta. 
Subcutánea Debajo de la 
piel, en el 
interior del 
tejido celular 
subcutáneo. 
Muy conveniente 
para 
preparaciones de 
depósito. Suele 
ser más rápida 
que la 
intramuscular. 
No pueden 
administrarse grandes 
volúmenes de líquido. 
Posible dolor o necrosis 
por irritación 
(Armijo, 2003; Watkins, 2005; Winters, 1993; Guerrero 1996). 
 
Objetivo 
Conocer las vías de administración utilizadas en toxicología experimental. 
 
Descripción de la práctica 
En esta práctica, el estudiante administrará a las ratas una combinación de 
Ketamina+ Xilacina a una dosis específica por vía intramuscular (i.m) o subcutánea 
(s.c), con la finalidad de identificar la vía de administración más eficaz, considerando 
los saberes para el manejo adecuado de los roedores, así como la aplicación de la 
normatividad relacionada al uso de animales de experimentación. 
 
 
23 
 
Material 
 Balanza granataria con canasta para roedores 
 Campo abierto 
 Dos jeringas de tuberculina de 1 m 
 Torundas con alcohol 
 Guantes 
 Franela 
 Marcador 
 Calculadora 
 Papel higiénico o sanitas. 
 Bolsas para desecho 
 Algodón 
 
Material biológico 
 Tres ratas Wistar con un peso mayor a 300g 
 
Reactivos 
 Ketamina 
 Xilacina 
 Solución fisiológica estéril. 
 Solución de limpieza (cloro, pinol y agua). 
 
Técnica 
1. Prepara el lugar de trabajo limpiando las mesas, solicitando el material que se 
encuentra en la lista de material. 
2. Verificar que los roedores se encuentren con la marca correspondiente. 
3. Nivelar la balanza granataria y verificar que se cuente con el material requerido. 
4. Trasladar al roedor de su jaula a la canasta de pesado, cuidando de utilizar las 
recomendaciones para la manipulación adecuada. Ver figuras 
24 
 
5. Anotar su peso y realizar los cálculos matemáticos para obtener la cantidad a 
administrar la combinación de ketamina/xilazina. 
6. Cargar las jeringas de tuberculina con la cantidad de ketamina/xilazina para cada 
rata (previa revisión de los cálculos por el profesor). Enel caso de la rata control, 
administrar solución fisiológica estéril considerando una cantidad equivalente a su 
peso (por cualquiera de las dos vías de administración sugeridas). 
7. Administrar a cada rata, la dosis correspondiente por tres vías de administración 
a elegir. 
 Subcutánea 
 Muscular 
8. Evaluar los efectos de la Ketamina y Xilacina sobre la motricidad en campo 
abierto (Valenzuela P. 2004) al calcular el número de cuadros que los roedores 
cruzaron con sus cuatro patas durante 5 min. 
 
 subcutánea intravenosa intraperitoneal oral muscular 
 
Figura 7. Sitios anatómicos (vías) para la administración de fármacos. (Tomado de 
Falconi et al., 2010). 
 
Autoevaluación 
1.-Cuales son los procedimientos utilizados para mantener vivo a un roedor al que s 
ele requiere mantener vivo y obtener muestras sanguíneas cada 15 dias por tres 
meses? 
Desechos de RPBI y RQ: 
1. Eliminar las agujas en el contenedor para material punzocortante. 
2. Las heces y el papel que contenga orina de los roedores se desechara en la 
basura municipal, debido a que no tienen tratamiento de ningún toxico ni 
agente bilógico. 
25 
 
 
Referencias 
1. Klaassen, C. D., Watkins, J. B. (2005). Casarett y Doull Fundamentos de 
Toxicologia. 2ª. España. McGraw-Hill Interamericana. 
2. Guerrero, A. O. (1996). Manual para el manejo de animales de laboratorio. 
Universidad Juárez Autónoma de Tabasco División Academica de Ciencias 
Biológicas. Villa Hermosa Tabasco, México: Compañía Editorial Impresora y 
Distribuidora S.A. México. 
3. Winters, J. C., (1993). Vías de Administración. 3a. Buenos Aires: Médica- 
Panamericana. 
4. Armijo J. A. (2003). Farmacocinética: Absorción, Distribución y Eliminación 
de los Fármacos. 4a. Barcelona: Masson. 
5. Valenzuela P. A; Martínez A. M; Granados R. L; Romero V. M; Barragan M. 
G., (2004). Efecto de la desnutrición pre y posnatal y la exposición posnatal 
a vapores de tolueno sobre el desempeño en campo abierto en ratas. 
Neurociencias; 9(3): 18. 
6. Falconi de La Fuente EF., García Magaña L., Marín Reyes O., Padrón López 
RM., Rivas Acuña MG., Vargas Simón G. 2010. Manual para el manejo de
 animales con fines de experimentación y enseñanza. 
Universidad Juárez Autónoma de Tabasco, División Académica de Ciencias 
Biológicas. México DF, consultado en Diciembre de 2015 
http://www.archivos.ujat.mx/dacbiol/docencia/lineamientos/manejo_animale 
s.pdf 
 
http://www.archivos.ujat.mx/dacbiol/docencia/lineamientos/manejo_animale
http://www.archivos.ujat.mx/dacbiol/docencia/lineamientos/manejo_animale
26 
 
Manual del laboratorio de toxicología 
Práctica # 4. Sinergismo 
 
Sustento teórico 
A la acción combinada de varias sustancias químicas, las cuales producen un efecto 
total mayor comparado al efecto individual de cada sustancia química se le llama 
sinergismo. La administración simultánea de diferentes sustancias químicas posee 
un potencial de interacción entre ellas que podría traducirse en cambios en la 
intensidad del efecto farmacológico o toxicológico (López et al., 2006). 
La sinergia no es más que la cooperación de dos agentes a un mismo fin; la 
interacción puede definirse como aditiva (o “no interacción”), antagónica o sinérgica. 
Dos sustancias interaccionan de forma aditiva (en realidad no interaccionan) cuando 
el efecto conseguido tras la administración de ambos es igual a la suma de los 
efectos que se conseguirían si se administraran por separado. Cuando el efecto 
conseguido es menor que el logrado si se administraran las mismas dosis de ambas 
sustancias por separado, se trata de un caso de antagonismo. Cuando se 
administran dos sustancias y el efecto alcanzado es significativamente superior al 
que se conseguiría con la suma de dosis de cada uno de ellos la interacción se 
define como sinergia (Repetto, 1997). 
La interacción entre tóxicos puede darse a dos niveles. Cuando un tóxico 
aumenta o disminuye la concentración de otro, la interacción se está produciendo a 
nivel toxicocinético. Una de las causas más frecuentes es porque uno de ellos afecte 
a la capacidad de metabolizar el otro. Si aumenta la capacidad de metabolización 
las concentraciones del otro toxico serán menores y, en consecuencia, para 
conseguir cierto nivel de efecto toxicológico se deberá administrar una dosis mayor 
o más duradera del tóxico. En otras ocasiones no hay afectación de la concentración 
de los tóxicos, no se alteran los mecanismos de eliminación, pero sí se observa una 
duración o intensidad mayor en el efecto toxicológico (o viceversa, menor duración 
o menor intensidad). A ese nivel se denominan interacciones toxicodinámicas. 
La curva de dosis efecto de una sustancia nos hace ver que cuando se 
27 
 
duplica una dosis no se multiplica por dos el efecto, unas veces el efecto es mayor 
y otras es menor al doble. En la primera fase de la curva se habla de un efecto 
aditivo, o de potenciación que también aparece cuando se administran 
simultáneamente o con poca diferencia de tiempo dos sustancias distintas, entonces 
el efecto aparecido puede ser muy superior a la suma de los efectos propios de las 
dosis tomadas independientemente. (Espino, et al. 1995; Repetto, 1997; Torres, 
2001). 
 
Objetivo 
Aplicar los conocimientos teóricos de sinergismo y antagonismo, a través de: 
 Observar los efectos sinérgicos entre dos fármacos. 
 Comprobar la disminución o aceleración temporal del efecto anestésico de un 
fármaco. 
 Verificar los efectos individuales de dos fármacos. 
 Observar cómo influye sobre la hipnosis, la administración simultánea de dos 
drogas depresoras del sistema nervioso central que actúan en sitios distintos por 
mecanismos diferentes. 
 
Descripción de la práctica 
En esta práctica el estudiante administrará por vía intraperitoneal a las ratas dos 
sustancias diferentes a fin de observar los efectos antes descritos, con la finalidad 
de comprender las interacciones entre dos sustancias y puedan extrapolar a un 
proceso de intoxicación clínico o experimental. 
28 
 
Material 
 4 jeringas de tuberculina de 1cc 
 Torundas con alcohol 
 Guantes de carnaza 
 
Equipo 
 Balanza granataria 
 Campo abierto 
 
Material biológico 
 Seis ratas Wistar adultas 
 
Reactivos 
 Pentobarbital sódico 
 Diazepam 
 Solución fisiológica estéril 
 
Técnica 
1. Traer las ratas al laboratorio con 15 minutos de anticipación. 
2. Prepara el lugar de trabajo limpiando las mesas, solicitando el material de 
necesario. 
3. Verificar que los roedores se encuentren con la marca correspondiente. 
4. Nivelar la balanza granataria y verificar que se cuente con el material requerido. 
5. Trasladar al roedor de su jaula a la canasta de pesado, cuidando de utilizar las 
recomendaciones para la manipulación adecuada. 
6. Pesar cada una de las ratas, anotar su peso y realizar los cálculos matemáticos 
para obtener administrar 3 mg/kg de pentobarbital sódico y 2 mg/Kg de diazepam. 
7. Cargar las jeringas de tuberculina con la cantidad de pentobarbital sódico ó 
29 
 
diazepam para cada rata. 
8. n el caso de contar con una rata control, administrar la cantidad equivalente a su 
peso de solución salina, considerando los cálculos que se hicieron para la 
administración de las sustancias. 
9. Administrar la cantidad correspondiente de diazepam a la rata número uno. 
10. Administrar la cantidad correspondiente de pentobarbital sódico a la 
segunda rata. 
11. Administrar las cantidades correspondientes de diazepam y pentobarbital 
sódico a la tercera rata. 
12. Evaluar los efectos del pentobarbital y diazepam sobre la motricidad en 
campo abierto. 
13. Observar el tiempo de sedación de cada rata y anotar que diferencias con 
respecto a las ratas uno y dos presenta la rata a la que se le administraron las dos 
sustancias. 
14. Anotar las observaciones en la siguiente hoja de registro: 
 
Resultados 
Numerode rata 
Peso Sustancias administrads Dosis Vía de 
administración 
Tiempo 
de 
sedación 
Sinergismo 
 
Si / No 
Antagonismo 
 
Si / No 
Pentobarbital Diazepam 1 2 
 
 
 
 
 
 
Autoevaluación 
1. Explica que tipo de conducta presenta el roedor cuando interaccionan las sustancias 
administradas. 
30 
 
Desechos de RPBI y RQ: 
1. Eliminar las agujas en el contenedor para material punzocortante. 
2. Las heces y el papel que contenga orina de los roedores se desechara en la 
basura municipal, debido a que no tienen tratamiento de ningún toxico ni agente 
bilógico. 
Bibliografía 
1. Repetto M. (1997). Toxicología fundamental. 3ª. Madrid: Ediciones Díaz de 
Santos, S. A. 
2. Espino, M; Couto, M; Lee, M; Páez, N; Meriño, E. (1995). Efecto sinérgico de 
penicilina G y Kanamicina en septicemia neonatal por estafilococo. Revista 
cubana de pediatría; 67(3): 26. 
3. López, M; Moreno, R; Moreno,T; Domínguez, M; Bravo, G. (2006). Análisis 
preclínico (rata) de efectos antinociceptivos de asociación entre tramadol y 
acetaminofeno. Revista Mexicana de Anestesiología; 29(4): 206. 
4. Torres, M. L. (2001). Tratado de anestesia y reanimación. 2ª. Madrid: Arán 
ediciones, S.A. 
31 
 
Manual del laboratorio de toxicología 
 
Práctica # 5. Validar un método para la determinación de ácido acetil--‐ 
salicílico en orina 
 
Sustento teórico 
El tránsito de una sustancia en el organismo incluye un conjunto de procesos que 
tienen lugar desde que se pone en contacto con el organismo hasta que es 
eliminado, en la mayoría de los casos incluye cuatro fases: absorción, distribución, 
fijación y excreción a lo largo de los cuales la molécula tóxica experimenta 
numerosas transformaciones bioquímicas. (Arellano, 2006) 
El proceso por el cual los tóxicos atraviesan las membranas del cuerpo y 
entran al torrente sanguíneo se denomina absorción, la cual se realiza mediante 
cualquiera de las vías de administración. Una vez en la sangre, el tóxico se 
distribuye o se desplaza por todo el cuerpo. 
La distribución hasta los órganos o tejidos depende fundamentalmente del 
flujo sanguíneo y de la velocidad de difusión desde el lecho capilar hacia el interior 
de las células en un determinado órgano o tejido. Durante la fase de distribución las 
sustancias toxicas abandonan la sangre, penetran en el espacio extracelular y 
alcanza su lugar o lugares de acción. 
Los tóxicos a menudo se concentran en un tejido específico, que puede ser 
o no el lugar de su acción toxica. A medida que son biotransformados o excretados 
fuera del cuerpo se van liberando desde los depósitos. Como consecuencia, la 
semivida biológica de las sustancias almacenadas puede ser muy larga. En este 
sentido la vía y la velocidad de excreción dependen en gran medida de las 
propiedades fisicoquímicas del toxico. El riñón y el hígado, los órganos excretores 
principales, eliminan eficazmente las sustancias que son muy hidrófilas, como los 
ácidos y las bases orgánicas. (Repetto,1997; Arellano, 2006; Beltrán, 2004). 
Sin embargo, para el caso de las sustancias químicas intensamente lipófilas, 
32 
 
no tienen mecanismos de eliminación eficientes, por ello el tiempo en que se 
eliminan es muy lento y tras exposiciones repetidas se acumulan en el organismo. 
Para eliminar estos productos químicos existen procesos como: excreción por la 
leche materna, excreción por la bilis y excreción hacia el lumen intestinal desde la 
sangre. Los tóxicos volátiles como los gases y los líquidos volátiles se difunden 
desde los capilares pulmonares hacia los alvéolos y se exhalan (Watkins, 2005). 
En esta práctica usaremos el ácido acetilsalicílico debido a que se absorbe 
rápidamente por el tracto digestivo, aunque a veces las concentraciones 
intragástricas y el pH del jugo gástrico afectan su absorción. La aspirina es 
hidrolizada parcialmente a ácido salicílico durante el primer paso a través del hígado 
y se distribuye ampliamente por todos los tejidos del organismo. Los salicilatos y 
sus metabolitos se eliminan principalmente por vía renal, siendo excretada por la 
orina la mayor parte de la dosis. 
El ácido acetilsalicílico es un fármaco que actúa impidiendo la formación de 
prostaglandinas en el organismo, ya que inhibe a la enzima ciclooxigenasa. Las 
prostaglandinas se producen en respuesta a una lesión, o a ciertas enfermedades, 
y provocan inflamación y dolor. El ácido acetilsalicílico reduce la inflamación, la 
fiebre y el dolor (Tanasescu, 2000; Moreno-Brea, 2005; Jacobelli et al., 1982). 
 
Objetivo 
Generar en los estudiantes la competencia para validar un método analítico para 
demostrar la absorción, biotransformación y eliminación del ácido acetil–salicílico. 
Descripción de la práctica 
En esta práctica el estudiante aplicará sus saberes teóricos y heurísticos para 
validar y estandarizar un método analítico, así como determinar el momento 
adecuado para la toma de muestra y con ello pueda valorar las fases de la 
absorción, Biotransformación y eliminación de los tóxicos, en este caso con el ácido 
acetil salicílico. A través de la obtención de fluidos biológicos como orina, sangre de 
ratas y el análisis fotométrico de los metabolitos del ácido acetilsalicílico 
Técnica 
33 
 
 
Desechos de RPBI y RQ: 
1. Eliminar los residuos de cloruro de cobalto en recipientes para RQ orgánicos 
2. Eliminar los desechos de la practica en recipientes de RQ orgánicos. 
3. Las heces y el papel que contenga orina de los roedores se desechara en la basura 
municipal, debido a que no tienen tratamiento de ningún toxico ni agente biológico. 
 
34 
Manual del laboratorio de toxicología 
 
Práctica # 6. Determinación de etanol en orina y sangre 
 
Sustento teórico 
Las personas están expuestas al etanol más que a cualquier otro disolvente. El 
alcohol etílico se utiliza como disolvente en la industria, en muchos productos 
domésticos y en la industria farmacéutica, así como para preparar bebidas 
(Klaassen et al., 2005). 
Muchos fármacos y compuestos industriales producen lesiones en el hígado. 
La razón es que el hígado es frente a otros órganos, el principal lugar donde actúan 
determinados órganos. Los científicos han descubierto mecanismos que permiten a 
los agentes químicos lesionar a ciertas poblaciones de células hepáticas (Aguilar, 
2007). 
El etanol al ser ingerido se absorbe totalmente sin alteraciones a través del 
estómago y el intestino delgado por difusión simple y su presencia puede ser 
detectada en sangre dentro de los cinco minutos posteriores a su ingestión, 
difundiendo rápidamente al resto del organismo. El etanol ingerido es metabolizado 
primordialmente en el hígado; su ingestión exagerada, sobre todo si se realiza con 
frecuencia, puede producir multitud de alteraciones. 
Los efectos tóxicos obvios son menos importantes que las lesiones 
secundarias al deterioro psicomotor. El etanol se distribuye en el agua corporal 
hasta cierto grado en el tejido adiposo, se elimina mediante excreción urinaria, 
exhalación y degradación metabólica. La alcoholemia en un adulto normal 
disminuye a una velocidad de unos 15 a 20 mg /dl por hora. Así pues, una persona 
que tenga una alcoholemia de 120mg/dl necesitara entre 6 y 8 horas para alcanzar 
una concentración despreciable. (Triana, 1996; Méndez, 2004) 
 
Objetivo 
Determinar la presencia de etanol en una muestra problema y su concentración en 
la misma. 
35 
 
Descripción de la práctica 
En esta experiencia educativa el alumno tiene que identificar a un sujeto intoxicado 
con etanol, para luego recolectar su orina y hacer una cuantificación de etanol en la 
muestra mediante un proceso cualitativo, posteriormente debe hacer un examen 
cuantitativo de la misma muestra con la finalidad de calcular la concentración de 
etanol. 
 
Técnica 
Método cualitativo 
1. Traer la orina al laboratorio con 15 minutos de anticipación.2. Preparar el lugar de trabajo limpiando las mesas, solicitando el material de 
cristalería y el biológico. 
3. Rotular los tubos y prepararlos de la siguiente forma: 
Tubo Etanol 
Agua 
destilada 
K2Cr2O7 
1 Control Positivo 250 ul 750 ul 0.5 ml 
2 Control Negativo --- 1 ml 0.5 ml 
3 Problema 1 1 ml --- 0.5 ml 
4 Problema 2 1 ml --- 0.5 ml 
 
4. Tapar cada tubo con papel aluminio y colocar los tubos en baño maría durante 
2 minutos. Se desarrolla un color azul-verdoso en caso positivo. 
5. De ser positivas las muestras proceder a conocer la concentración de alcohol 
que contiene. 
 
Método cuantitativo 
1. Analizar el inserto del método enzimático de alcohol deshidrogenasa. 
2. Realizar un diagrama de flujo del procedimiento. 
3. Entregar con 8 días de anticipación el material a requerir, en un listado en 
36 
hoja Word, el cual contendrá, material, equipo y reactivos a ocupar 
considerando la cantidad necesaria para desarrollar su práctica. 
 
Material 
 Micropipeta de 100-1000 ul 
 Puntas para micropipeta 
 12 tubos de ensayo de 13 x 100 
 1 gradilla 
Equipo 
 Baño María 
 Cronómetro 
 
Material biológico 
 Orina de 6 ratas o de humanos intoxicados con etanol. 
 
Reactivos 
 Dicromato de potasio (Pesar 2.5 g de K2Cr2O7 y solubilizarlo en 20 mL de ácido 
sulfúrico al 50%, aforar a 100 mL con ácido sulfúrico 50%). 
 Etanol 
 Agua destilada 
Kit de alcohol deshidrogenasa 
 
Autoevaluación 
1. Explica a qué se debe la presencia de un color verde azul en la prueba presuntiva 
positiva. 
 
 
 
37 
Desecho correcto de RQ 
1.- Todos los residuos químicos serán depositados en el contenedor clasificado 
como orgánicos 
Referencias 
7. Klaassen, C. D., Watkins, J. B. (2005). Casarett y Doull Fundamentos de 
Toxicología. 2ª. España. McGraw-Hill Interamericana. 
8. Manual del laboratorio de toxicología de la universidad autónoma de México 
(2001). 
9. Aguilar, N; García, C. (2007) Etanol y carcinogénesis cólica experimental. 
Revista española de enfermedades digestivas. 99(8): 56. 
10. Triana, H. M. (1996). Alteraciones metabólicas en el alcoholismo. Revista 
cubana de alimentación y nutrición. 10 (1): 125. 
11. Méndez, N; Chávez, N. (2004). Hígado graso alcohólico. Revista 
investigación clínica. 56(1):72-82. 
38 
Manual del laboratorio de toxicología 
 
Práctica·# 7. Determinación del efecto convulsivante del pentilentetrazol 
 
Sustento teórico 
El pentilentetrazol (PTZ) es una sustancia química que se aplica en roedores como 
un modelo experimental de convulsiones, con la finalidad de identificar fármacos 
con potencial efecto anticonvulsivante. Su mecanismo de acción radica en su 
capacidad de antagonizar a los receptores inhibitorios GABAA en el sistema 
nervioso central (Ramanjaneyulu y Ticku, 1984; Huang et al., 2001). 
 
Objetivo 
El alumno conocerá los efectos de un tóxico sobre el sistema nervioso central. 
 
Descripción de la práctica 
En esta práctica el alumno identificará un efecto tóxico que ocurre a nivel del sistema 
nervioso central y que manifiesta con convulsiones. 
 
Material 
 Cronómetro 
 Sanitas 
 1 caja de alojamiento grande 
 1 bolsa amarilla RPBI 
 2 jeringas de insulina de 1 ml 
 Solución para limpiar mesas 
 Balanza para roedores 
 
39 
Material Biológico 
 Una rata Wistar macho 
 
Reactivos 
 Solución de PTZ 10 mg/ml 
 
Técnica 
-- Esta práctica será sólo DEMOSTRATIVA -- 
1. Preparar una solución de PTZ de 10 mg/ml (utilizando como vehículo 
solución salina). 
2. Pesar a la rata a emplear. 
3. Determinar el volumen a administrar del tóxico considerando una dosis de 20 
mg/kg. 
4. Aplicar una dosis del PTZ cada 10 min y evaluar la presentación de 
cambios conductuales considerando el tiempo al cual se presentaron desde el 
momento de la inyección del PTZ. 
Nota: Las convulsiones presentadas por la rata son: mioclonus, crisis 
clónicagener alizadas y crisis clónico-tónicas generalizada. Se puede 
presentar la muerte. 
5. En caso de que la rata sobreviva, eutanizarla con pentobarbital (dosis de 
120 mg/kg, i.p.) y desechar el cadáver según corresponda a RPBI. 
 
Autoevaluación 
1. ¿Qué requisitos son necesarios para que un tóxico genere un efecto en el 
sistema nervioso central? 
2. Investiga la toxicodinamia del PTZ. 
3. Menciona dos ejemplos de otros tóxicos que promuevan convulsiones. 
 
40 
Desecho correcto de RQ 
1.- Todos los residuos químicos serán depositados en el contenedor clasificado 
como orgánicos 
 
 
 
Referencias 
1. Ramanjaneyulu R, Ticku MK. Interactions of pentamethylenetetrazole and tetrazole 
analogues with the picrotoxinin site of the benzodiazepine-GABA receptor-ionophore 
complex. Eur J Pharmacol. 1984 98:337-345. 
2. Huang RQ, Bell-Horner CL, Dibas MI, Covey DF, Drewe JA, Dillon GH. 
Pentylenetetrazole-induced inhibition of recombinant gamma-aminobutyric acid type A 
(GABA(A)) receptors: mechanism and site of action. J Pharmacol Exp Ther 2001 
298:986-99 
 
41 
 Manual del laboratorio de toxicología 
 
Práctica # 8. Determinación de acetaminofén en una preparación 
farmacéutica 
 
Sustento Teórico 
El acetaminofen (N-acetil-p-aminofenol), aislado a partir de una preparación 
farmacéutica se hace reaccionar con ácido nitroso. El acetaminofen se 
convierte a 2-nitro-4- acetamidofenol que en medio alcalino forma un producto 
color amarillo cuyo grupo cromóforo posee absorción máxima a 427 nm. 
 
Objetivo 
El alumno aplicará los conceptos de derivación química (derivatization), en la 
formación de complejos orgánicos cromóforos sensibles a la radiación 
ultravioleta y/o visible. 
 
Material 
 1 tableta de acetaminofén 
 1 mortero 
 1 embudo de vidrio 
 1 espátula 
 1 Papel filtro 
 1 vidrio de reloj 
 1 vaso de precipitado de 50 ml 
 1 matraz de 50 ml 
 5 tubos de ensaye de 13 x 100 
Reactivos 
 Etanol 
 Éter 
42 
 Agua destilada 
 HCl 6N 
 Nitrito de sodio 10% 
 NaOH 50% 
 
Equipo 
 Campana de flujo laminar 
 Espectrómetro UV-VISIBLE 
 
Procedimiento 
Aislamiento del Analíto 
1. Triturar una tableta de un medicamento cuyo principio activo sea el 
acetaminofen (paracetamol) 
2. Disolver el triturado en alcohol etílico absoluto, filtrar y evaporar el filtrado a 
sequedad. Lavar el evaporado con éter etílico y descartar la fase etérea 
3. Pesar 1 mg del extracto sólido y disolverlo en 20 mL de agua destilada. Esta 
solución se considerará como solución problema. 
 
Análisis Cualitativo 
1. Depositar 1 mL de la solución estándar y de la solución problema 
respectivamente en tubos de ensaye limpios y adicionar 0.5 mL de ácido 
clorhídrico 6N y 0.5 mL de una solución de nitrito de sodio al 10% a cada uno 
de ellos (realizar este paso en la campana de extracción). Mezclar por agitación 
y dejar reposar durante 2 minutos. 
Nota: Correr simultáneamente una solución blanco con agua destilada (sin 
analito) y además una solución testigo, la cual recibirá todos los tratamientos, 
excepto la adición de nitrito de sodio. 
2. Adicionar a cada tubo 0.5 mL de una solución de NaOH al 50% 
43 
3. Llevar el volumen final de cada tubo con agua destilada a 6 mL, mezclar y 
dejar reposar durante 1 minuto 
4. Realizar un barrido de cada solución (estándar, problema y testigo), en la 
región comprendida entre 400 y 500 nm ajustando a 0 de absorbancia con la 
solución blanco de agua destilada. A continuación se muestra un resumen de 
las soluciones necesarias para la práctica. 
 
Soluciones 
 
Analito 
 
 
HCl 6N 
Nitrito de 
sodio 
10% 
 
NaOH 
50% 
estándar 
Si 
 
0.5 mL 
 
0.5 mL 
0.5 mL 
problema 
Si 
 
0.5 mL 
 
0.5 mL 
0.5mL 
testigo 
Si 
 
0.5 mL 
 
--- 
0.5 mL 
blanco 
Si 
 
0.5 mL 
 
0.5 mL 
0.5 mL 
 
Autoevaluación 
1. Indique cuál es el grupo cromóforo en el producto resultante de la 
reacción del acetaminofén. 
2. Indique en que área de la toxicologíase podría aplicar esta técnica y 
justifique por qué. 
3. Indique cuáles serán las condiciones de trabajo para realizar un análisis 
cuantitativo que determine la cantidad de acetaminofeno en un 
medicamento. 
Desecho correcto de RQ 
1.- Todos los residuos químicos serán depositados en el contenedor clasificado como 
orgánicos 
 
 
 
44 
Manual del laboratorio de toxicología 
 
Práctica # 9. Teratogénesis 
 
Sustento Teórico 
Una consecuencia de la acción de los tóxicos sobre la función celular incluye las 
modificaciones de la reproducción (ya sea de la célula o del individuo). Esta 
afectación puede promover mutagénesis, teratogénesis o carcinogénesis. LA 
teratogénesis es la producción de una malformación congénita no hereditaria 
detectable al nacimiento. La teratogénesis puede ser consecuencia de la afectación 
al ADN de las células germinales o somáticas, o bien al ARN o la transcripción para 
la síntesis de proteínas (Repeto, 2009). 
 
Objetivo 
El alumno identificará las malformaciones congénitas que se presentan en 
preparaciones biológicas de roedores expuestos al teratógeno. 
 
Material 
 Preparaciones de roedores con malformaciones congénits y roedores en 
condiciones normales de desarrollo. 
 
Equipo 
 Microscópico estereoscopio 
 
Procedimiento 
1. Revisar cuidadosamente bajo el microscopio cada una de las preparaciones. 
2. Tomar fotografías de las preparaciones. 
3. Identificar las características de cada preparación. Realizar la medición o 
análisis pertinente para cada característica observada. 
4. Realizar una tabla donde se compare la condición control contra aquella que 
45 
presentó un efecto teratogénico. 
 
Autoevaluación 
1. Indica cuál es la diferencia entre teratogénesis, carcinogénesis y mutagénesis. 
2. Menciona tres tóxicos que promuevan teratogénesis, carcinogénesis y 
mutagénesis. 
3. Indica el mecanismo por el cual dichos tóxicos promueven sus efectos 
teratogénicos, carcinogénicos o mutagénicos. 
 
Desecho correcto de RQ 
1.- No se genera residuos 
 
 
 
 
Referencias 
1. Repetto M. Y Repetto G (2009). Toxicología fundamental. 4ª. Madrid: Ediciones 
Díaz de Santos, S. A. 
 
 
 
 
 
 
 
 
46 
Manual del laboratorio de toxicología 
Práctica #10. Biomonitoreo farmacológico 
Sustento Teórico 
Con la finalidad de dar seguimiento a la terapéutica asignada a los pacientes en el 
área de la Toxicología clínica se ha desarrollado y aplicado diferentes técnicas 
analíticas que proporcionan una valoración de cantidad del fármaco o metabolito 
activo. 
Esta valoración puede ser utilizado por el médico para conocer el cumplimiento del 
paciente en su tratamiento farmacológico, para ajustar la dosis administrada o para 
evitar efectos secundarios peligrosos cuando el fármaco presenta un margen de 
seguridad estrecho. Tomando en cuenta que el egresado de QC puede 
desempeñarse profesionalmente en el área de pruebas especiales en el laboratorio 
clínico se hace necesario aproximarse a estos procesos analíticos. 
 
Objetivo 
El alumno estandarizara un método analítico para monitorear fármacos o 
metabolitos con estrecho margen de seguridad como la Carbamazepina 
 
Material 
Procedimiento 
El estudiante propondrá un método de análisis, tomando en cuenta el formato de 
estas prácticas, buscara el método viable para realizarse, entregara las cotizaciones 
realizadas para solicitar los insumos, los oficios de gestión necesarias para ser viable 
dicha propuesta y si es posible realizarla. 
 
Autoevaluación 
1. Indica que es un margen de seguridad estrecho? 
2. Cuales son los indicadores de calidad utilizados 
 
 
47 
Desecho correcto de RQ 
1.- Todos los residuos químicos serán depositados en el contenedor clasificado 
como orgánicos 
 
Referencias 
1. Repetto M. Y Repetto G (2009). Toxicología fundamental. 4ª. Madrid: Ediciones 
Díaz de Santos, S. A. 
48 
 
Anexo 1 
Manejo de RPBI 
 
La Ley General del Equilibrio Ecológico y la Protección al Ambiente, define como 
residuos peligrosos a todos aquellos residuos que por sus características 
corrosivas, reactivas, explosivas, tóxicas, inflamables y biológico-infecciosas, que 
representan un peligro para el equilibrio ecológico o el ambiente; mismos que serán 
manejados en términos de la propia ley, su Reglamento y normas oficiales 
mexicanas que expida la Secretaría de Medio Ambiente y Recursos Naturales 
previa opinión de diversas dependencias que tengan alguna injerencia en la materia, 
correspondiéndole a la citada SEMARNAT su regulación y control. 
Con fecha de 7 de noviembre de 1995, se publicó en el Diario Oficial de la 
Federación la Norma Oficial Mexicana NOM-087-ECOL-1995, Que establece los 
requisitos para la separación, envasado, almacenamiento, recolección, transporte, 
tratamiento y disposición final de los residuos peligrosos biológico-infecciosos que 
se generan en ciertos establecimientos. 
 
Se consideran residuos peligrosos biológico-infecciosos los siguientes: 
1. La sangre 
2. La sangre y los componentes de ésta, sólo en su forma líquida, así como los 
derivados no comerciales, incluyendo las células progenitoras, 
hematopoyéticas y las fracciones celulares o acelulares de la sangre 
resultante (hemoderivados). 
3. Los cultivos y cepas de agentes biológico-infecciosos 
4. Los cultivos generados en los procedimientos de diagnóstico e investigación, 
así como los generados en la producción y control de agentes biológico-
infecciosos. 
5. Utensilios desechables usados para contener, transferir, inocular y mezclar 
cultivos de agentes biológico-infecciosos. 
6. Los patológicos 
49 
7. Los tejidos, órganos y partes que se extirpan o remueven durante las 
necropsias, la cirugía o algún otro tipo de intervención quirúrgica, que no se 
encuentren en formol. 
8. Las muestras biológicas para análisis químico, microbiológico, citológico e 
histológico, excluyendo orina y excremento. 
9. Los cadáveres y partes de animales que fueron inoculados con agentes 
enteropatógenos en centros de investigación y bioterios. 
10. Los residuos no anatómicos 
 
Son residuos no anatómicos los siguientes: 
1. Los recipientes desechables que contengan sangre líquida. 
2. Los materiales de curación, empapados, saturados, o goteando sangre o 
cualquiera de los siguientes fluidos corporales: líquido sinovial, líquido 
pericárdico, líquido pleural, líquido Céfalo-Raquídeo o líquido peritoneal. 
3. Los materiales desechables que contengan esputo, secreciones pulmonares 
y cualquier material usado para contener éstos, de pacientes con sospecha 
o diagnóstico de tuberculosis o de otra enfermedad infecciosa según sea 
determinado por la SSA mediante memorándum interno o el Boletín 
Epidemiológico. 
4. Los materiales desechables que estén empapados, saturados o goteando 
sangre, o secreciones de pacientes con sospecha o diagnóstico de fiebres 
hemorrágicas, así como otras enfermedades infecciosas emergentes según 
sea determinado por la SSA mediante memorándum interno o el Boletín 
Epidemiológico. 
5. Materiales absorbentes utilizados en las jaulas de animales que hayan sido 
expuestos a agentes enteropatógenos. 
6. Los objetos punzocortantes. 
7. Los que han estado en contacto con humanos o animales o sus muestras 
biológicas durante el diagnóstico y tratamiento, únicamente: tubos capilares, 
navajas, lancetas, agujas de jeringas desechables, agujas hipodérmicas, de 
sutura, de acupuntura y para tatuaje, bisturís y estiletes de catéter, excepto 
50 
todo material de vidrio roto utilizado en el laboratorio, el cual deberá desinfectar o 
esterilizar antes de ser dispuesto como residuo municipal. 
 
Clasificación de los establecimientos generadores de residuos peligrosos 
biológico-infecciosos 
 
Tabla 1 
NIVEL I NIVEL II NIVEL III 
Unidades 
hospitalarias de 1 a 5 
camas e instituciones 
de investigación con 
excepción de los 
señalados enel Nivel 
III. 
Unidades hospitalarias 
de 6 hasta 60 camas; 
 
Laboratorios clínicos y 
bancos de sangre que 
realicen análisis de 51 a 
200 muestras al día; 
Unidades hospitalarias de más 
de 60 camas; 
 
Centros de producción e 
investigación experimental en 
enfermedades infecciosas; 
 
Laboratorios clínicos y 
bancos de sangre que 
realicen análisis de 1 a 
50 muestras al día. 
 
Unidades 
hospitalarias 
psiquiátricas. 
 
Centros de toma de 
muestras para análisis 
clínicos. 
 
Bioterios que se 
dediquen a la 
investigación con 
agentes biológico- 
infecciosos, o 
 
Establecimientos que 
generen de 25 a 100 
kilogramos al mes de 
RPBI. 
Laboratorios clínicos y bancos de 
sangre que realicen análisis a 
más de 200 muestras al día, o 
 
Establecimientos que generen 
más de 100 kilogramos al mes 
de RPBI. 
 
Los establecimientos generadores independientes del Nivel I que se 
encuentren ubicados en un mismo inmueble, podrán contratar los servicios de un 
51 
prestador de servicios común, quien será el responsable del manejo de los residuos 
peligrosos biológico-infecciosos. 
Los generadores y prestadores de servicios, además de cumplir con las 
disposiciones legales aplicables, deben cumplir con las disposiciones 
correspondientes a las siguientes fases de manejo, según el caso: 
 Identificación de los residuos. 
 Envasado de los residuos generados. 
 Almacenamiento temporal. 
 Recolección y transporte externo. 
 Tratamiento. 
 Disposición final. 
 
Identificación y envasado 
En las áreas de generación de los establecimientos generadores, se deberán 
separar y envasar todos los residuos peligrosos biológico-infecciosos, de acuerdo 
con sus características físicas y biológicas infecciosas, conforme a la tabla 2. 
Durante el envasado, los residuos peligrosos biológico-infecciosos no deberán 
mezclarse con ningún otro tipo de residuos municipales o peligrosos. 
Las bolsas deberán ser de polietileno de color rojo traslúcido de calibre 
mínimo 200 y de color amarillo traslúcido de calibre mínimo 300, impermeables y 
con un contenido de metales pesados de no más de una parte por millón y libres de 
cloro, además deberán estar marcadas con el símbolo universal de riesgo biológico 
y la leyenda Residuos Peligrosos Biológico-Infecciosos. 
Las bolsas se llenarán al 80 por ciento (80%) de su capacidad, cerrándose 
antes de ser transportadas al sitio de almacenamiento temporal y no podrán ser 
abiertas o vaciadas. 
Los recipientes de los residuos peligrosos punzocortantes deberán ser 
rígidos, de polipropileno color rojo, con un contenido de metales pesados de no más 
de una parte por millón y libres de cloro, que permitan verificar el volumen ocupado 
en el mismo, resistentes a fracturas y pérdidas de contenido al caerse, destructibles 
por métodos físicos, tener separador de agujas y abertura para depósito, con tapa(s) 
de ensamble seguro y cierre permanente, deberán contar con la leyenda que indique 
52 
"RESIDUOS PELIGROSOS PUNZOCORTANTES BIOLOGICO-INFECCIOSOS" y 
marcados con el símbolo universal de riesgo biológico. 
Tabla 2 
TIPO DE RESIDUOS ESTADO FISICO ENVASADO COLOR 
4.1 Sangre Líquidos Recipientes 
herméticos 
Rojo 
4.2 Cultivos y cepas de 
agentes infecciosos 
Sólidos Bolsas de polietileno Rojo 
4.3 Patológicos Sólidos Bolsas de polietileno Amarillo 
Líquidos Recipientes 
herméticos 
Amarillo 
4.4 Residuos no 
anatómicos 
Sólidos Bolsas de polietileno Rojo 
Líquidos Recipientes 
herméticos 
Rojo 
4.5 Objetos punzocortantes Sólidos Recipientes rígidos 
polipropileno 
Rojo 
 
Los recipientes de los residuos peligrosos líquidos deben ser rígidos, con 
tapa hermética de polipropileno color rojo o amarillo, con un contenido de metales 
pesados de no más de una parte por millón y libres de cloro, resistente a fracturas 
y pérdidas de contenido al caerse, destructible por métodos físicos, deberá contar 
con la leyenda que indique “RESIDUOS PELIGROSOS LIQUIDOS BIOLOGICO- 
INFECCIOSOS” y marcados con el símbolo universal de riesgo biológico (Apéndice 
Normativo). 
En caso de que los residuos líquidos no sean tratados dentro de las instalaciones 
del establecimiento generador, deberán ser envasados como se indica en la tabla 
2. 
(NORMA Oficial Mexicana NOM-087-ECOL-SSA1-2002, Protección ambiental - 
Salud ambiental - Residuos peligrosos biológico-infecciosos - Clasificación y 
especificaciones de manejo.) 
53 
Anexo 2 
Manejo de residuos químicos 
 
La Ley General del Equilibrio Ecológico y la Protección al Ambiente (LGEEPA), 
define como materiales peligrosos a los: Elementos, sustancias, compuestos, 
residuos o mezclas de ellos que, independientemente de su estado físico, 
representen un riesgo para el ambiente, la salud o los recursos naturales, por sus 
características corrosivas, reactivas, explosivas, tóxicas, inflamables y biológico 
infecciosas (CRETIB). Se conciben los residuos como: Residuos No Peligrosos y 
Residuos Peligrosos, éstos a su vez tienen un impacto ambiental: Calidad del 
agua, Calidad del suelo y Calidad del aire. 
El tratamiento en el punto de generación, en el laboratorio, de los residuos 
químicos peligrosos es consistente con el fin de minimizar los riesgos para la salud 
humana y para el medio ambiente. El tratamiento en el laboratorio reduce o elimina 
las características que hacen de un residuo químico, un residuo peligroso. Los 
pasos del tratamiento que están incluidos como parte del procedimiento de 
laboratorio no necesitan ser autorizados, pero a veces se requiere de la supervisión 
del especialista en manejo de residuos peligroso 
Normalmente se verterán en el desagüe las soluciones acuosas con metanol, 
etanol y las soluciones diluidas de los siguientes compuestos: 
Orgánicos: acetatos (Ca, Na, NH4 + K), almidón, aminoácidos y sus sales, 
ácido cítrico y sus sales de Na, K, Mg, Ca y NH4, ácido láctico y sus sales de Na, 
K, Mg, Ca y NH4 , azúcares, ácido acético, glutaraldehído, formaldehído, entre otros. 
Inorgánicos: carbonatos y bicarbonatos (Na, K), cloruros y bromuros de (Na, 
K), carbonatos (Na, K, Mg, Ca, Sr, Ba, NH4 ), fluoruros (Ca), yoduros (Na, K), óxidos 
(B, Mg, Ca, Al, Si, Fe), silicatos (Na, K, Mg, Ca), sulfatos (Na, K, Mg, Ca y NH4 ), 
acetatos (Ca, Na, NH4 , K) y clorito de sodio. 
La siguiente tabla, muestra los diferentes tipos de residuos químicos 
generados en un laboratorio y la forma adecuada de almacenamiento y disposición 
final. 
 
54 
Residuo Tipo de recipiente en el 
que se debe disponer y 
etiqueta de 
identificación. 
Disposición y / o 
desactivación 
Residuos ácidos o 
básicos 
 
Residuos líquidos 
provenientes de 
sustancias con carácter 
ácido o alcalino. 
Almacenar en recipientes 
plásticos. 
 
 
 
 
 
Estos residuos se deben 
neutralizar con una base o 
ácido débil según sea el 
caso, hasta obtener un pH 
cercano a la neutralidad y 
verter al alcantarillado si 
no contiene una sustancia 
tóxica. 
Solventes 
 
Residuos de solventes 
como hidrocarburos, 
alcoholes, ésteres, 
cetonas, organoclorados, 
entre otros. 
Almacenar en recipientes 
de vidrio, metálicos o de 
un material apropiado 
según las características 
de la sustancia. 
Si es posible se puede 
destilar y reutilizar en el 
laboratorio; si no es 
posible se debe entregar a 
una empresa 
especializada para que los 
recupere o lo incinere. 
55 
Residuos de 
compuestos 
inorgánicos. 
 
Corresponde a residuos 
de sustancias que 
contengan 
concentraciones de 
aniones como nitritos, 
nitratos, amonio, sulfatos, 
cloruros, entre otras, con 
concentraciones elevadas 
o que superen los 
parámetros establecidos 
por la norma oficial 
mexicana NOM-052- 
ECOL-1993. 
Almacenar en garrafas 
plásticas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Si no es posible hacer un 
tratamiento o 
desactivación de estos 
residuos,se deben 
entregar a una compañía 
para que los disponga. 
No se deben diluir estos 
residuos con el fin de 
cumplir la norma. 
56 
Metales pesados 
 
Se hace referencia a 
cualquier residuo líquidos 
que contenga metales 
como mercurio, plomo, 
cadmio, níquel, cobalto, 
estaño, bario, cromo, 
antimonio, vanadio, zinc, 
plata, selenio, arsénico, 
entre otros. 
Se deben disponer en 
envases plásticos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Según la naturaleza de 
cada uno de estos 
elementos se puede hacer 
un tratamiento por 
precipitación o floculación 
de los metales. Si no se 
hace un tratamiento 
previo, se deben entregar 
a una empresa 
especializada para que los 
disponga. Los lodos 
resultantes de la 
precipitación se deben 
desactivar mediante 
encapsulamiento con cal u 
otro tratamiento adecuado 
y enviarlos a 
confinamiento. 
Tomado de: LEY GENERAL DEL EQUILIBRIO ECOLÓGICO Y LA PROTECCIÓN 
AL AMBIENTE. Nueva Ley publicada en el Diario Oficial de la Federación el 28 de 
enero de 1988.